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Timestamp: 2017-02-23 12:58:39+00:00

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BrowseInterestsBiography & MemoirBusiness & LeadershipFiction & LiteraturePolitics & EconomyHealth & WellnessSociety & CultureHappiness & Self-HelpMystery, Thriller & CrimeHistoryYoung AdultBrowse byBooksAudiobooksNews & MagazinesSheet MusicBrowse allUploadSign inJoinINSTITUTO POLITÉCNICO NACIONALESCUELA SUPERIOR DE MEDICINA Departamento de Formación Básica Disciplinaria Academia de Bioquímica Médica I
MANUAL DE LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I
Segundo Semestre 2011-2012 Enero 2012
Laboratorio de Bioquímica Médica I
Reglamento Interno de Bioquímica Médica I
CAPITULO I. DE LA INSCRIPCIÓN Y ORGANIZACIÓN DE LOS ALUMNOS CAPITULO III. DE LA ASISTENCIA
Artículo 1. La materia de Bioquímica Médica I es impartida por los profesores de la Academia de Bioquímica Médica I del Departamento de Formación Básica Disciplinaria.
Artículo 9. Como se indica en los incisos IV y VI del
artículo 107 del Reglamento Interno del I.P.N., es obligación de los alumnos asistir con puntualidad y regularidad a las clases de teoría y prácticas de laboratorio en los horarios que les serán notificados al inicio del curso.
Artículo 2. Para quedar inscritos y tener derecho a
asistir al curso, los alumnos deberán: a) Aparecer en las listas oficiales del Sistema de Administración Escolar del IPN. b) Llenar y entregar una forma de registro y control interno que les proporcionarán los profesores de grupo el primer día de clases. c) Entregar una fotografía reciente, de tamaño infantil.
Artículo 10. Los profesores controlarán la asistencia
a clases de teoría y laboratorio, llamando lista de presentes al inicio de las sesiones, con un periodo de tolerancia de 15 minutos. No hay retardos. En las sesiones de laboratorio, los alumnos que lleguen después del periodo de tolerancia no podrán permanecer en la sesión. Artículo 11. Los alumnos asistirán a las clases de teoría, prácticas de laboratorio y exámenes con uniforme blanco y portando en la solapa izquierda del uniforme su credencial de alumno vigente, como lo marca el inciso VII del artículo 107 del Reglamento Interno del I.P.N. Quien no cumpla con este requisito no podrá permanecer en la sesión, y se hará acreedor a la falta correspondiente.
Artículo 3. Los incisos b y c mencionados en el artículo anterior, deben cumplirse a más tardar una semana después de iniciado el curso.
Artículo 4. Cada grupo deberá elegir en la primera
semana de clases un representante, que será su vocero oficial, quien tratará los asuntos académicos relacionados con el curso ante sus profesores o la Academia. CAPÍTULO II. DE LA ORGANIZACIÓN DEL CURSO
Artículo 12. Durante las sesiones tanto de Teoría
como Laboratorio, los alumnos deberán activar el modo silencioso de sus teléfonos celulares, para no interrumpir el trabajo.
Artículo 5. El curso de Bioquímica Médica I es Teórico-Práctico y se desarrolla mediante tres tipos de actividades: a) Clases de Teoría. Se imparten en las aulas de la Escuela Superior de Medicina, asignadas a cada grupo al inicio del curso. b) Prácticas de Laboratorio. Que se realizan en los Laboratorios de enseñanza del Departamento de Bioquímica. c) Actividades complementarias. Las que sean asignadas por los profesores, y que complementen las actividades académicas. Artículo 6. En las clases de Teoría se desarrollan los temas del programa con la participación activa de los alumnos.
Artículo 13. Las inasistencias a teoría y laboratorio
se podrán justificar dentro de los tres días hábiles siguientes, con la documentación oficial pertinente. Debido a la falta de recursos, en caso de no asistir al laboratorio, el alumno podrá justificar la falta pero no reponer la práctica.
Artículo 14. Las actividades de otras materias, realizadas en el horario correspondiente a Bioquímica Médica I, no se consideran justificantes de falta. CAPÍTULO IV. DEL TRABAJO EN EL LABORATORIO
Artículo 15. Por razones de disciplina y seguridad,
ninguna persona podrá trabajar en el laboratorio sin bata larga de laboratorio blanca. El alumno que no cumpla este requisito deberá abandonar el recinto y se hará acreedor a la falta respectiva.
Artículo 7. En las prácticas de Laboratorio los alumnos realizan experimentos sobre temas que complementan la teoría, y resuelven problemas aplicativos.
Artículo 16. Queda estrictamente prohibido fumar e
ingerir alimentos o bebidas en el laboratorio. En la misma forma, los alumnos deberán abstenerse de recibir visitas, así como sentarse en las mesas de trabajo, o realizar cualquier tipo de acciones indisciplinadas. mlvm / maov / i
Artículo 8. Las actividades complementarias, versarán sobre tópicos de interés para la formación de los alumnos.
Escuela Superior de Medicina Artículo 17. Para trabajar en el laboratorio los alumnos formarán equipos, con base en las instrucciones que reciban del profesor al inicio del curso.
Laboratorio de Bioquímica Médica I Artículo 27. Durante los exámenes, los alumnos no podrán llevar consigo teléfonos celulares.
Artículo 18. Cada equipo de trabajo será responsable del material de vidrio, utensilios, reactivos, aparatos, etc. que utilice durante el desarrollo de la práctica. Antes de iniciar la práctica deberán revisar cuidadosamente dicho material y anotar en el vale cualquier anomalía que observe, ya que de no hacerlo se harán responsables de los daños que presente el material y deberán reponerlo en un plazo máximo de quince días, con nota de compra.
Artículo 28. Para tener derecho a presentar cada
uno de los exámenes departamentales ordinarios, los alumnos deberán tener un mínimo del 80% de asistencia global (en teoría y laboratorio) en el periodo examinado, siempre y cuando no hayan acumulado más del 20% de faltas en el laboratorio (del total de prácticas del curso).
Artículo 29. Cuando por causa justificada (ver artículo 13 del presente Reglamento) un alumno no pueda asistir a presentar un examen ordinario, deberá proceder según el artículo 29 del Reglamento de Estudios Escolarizados.
Artículo 19. Al terminar la práctica, el equipo deberá
dejar la mesa de trabajo limpia y en orden, como la recibió.
Artículo 20. Los alumnos no podrán abandonar el laboratorio hasta que la práctica termine, o cuando sean autorizados por el maestro. Sí un alumno abandona el laboratorio sin autorización, se hará acreedor a la falta de ese día.
Artículo 30. Cada evaluación departamental ordinaria se integrará por el 50% de la calificación del examen de teoría, más 30% de la calificación de laboratorio, más 20% de la calificación de actividades complementarias del periodo correspondiente.
Artículo 21. El alumno deberá entregar un reporte
escrito de la práctica, que formará parte de su evaluación de laboratorio. CAPITULO V. DE LA EVALUACIÓN
Artículo 31. La calificación final de la materia de Bioquímica Medica I se obtendrá promediando las tres evaluaciones parciales ordinarias. La calificación mínima aprobatoria es de 6 (seis).
Artículo 32. Cuando un alumno no apruebe o intente
mejorar su calificación ordinaria, deberá presentar el Examen Extraordinario, presentando el total de los contenidos de la materia.
Artículo 22. La evaluación final de la materia, se hará
con base en tres Evaluaciones Parciales Ordinarias, y los Exámenes Extraordinario y a Título de Suficiencia.
Artículo 33. Para tener derecho a presentar el Examen Extraordinario de la materia, los alumnos deberán contar con un mínimo de 80% de asistencia a las clases de teoría y también 80% de asistencia a las prácticas de laboratorio, del total de clases del curso.
Artículo 23. Las calificaciones quedarán registradas
en el acta de examen correspondiente con un número entero de cero a diez. En calificaciones superiores a 6 con fracciones de cinco décimas o más, la calificación se aumentará al entero inmediato superior. En calificaciones inferiores a 6, las fracciones decimales serán consideradas nulas.
Artículo 34. La calificación mínima aprobatoria del
Examen Extraordinario será de 6 (seis). Cuando un alumno presente este examen para mejorar la calificación ordinaria obtenida, su calificación final será la más alta.
Artículo 24. La evaluación parcial ordinaria de la materia se hará tomando en cuenta los resultados obtenidos en: a) El examen parcial departamental de los temas revisados en el aula. b) La calidad del trabajo en el laboratorio y de los informes de práctica. c) Las actividades académicas complementarias.
Artículo 35. Los alumnos que al término del curso
tengan calificación reprobatoria y como mínimo 50% de asistencia a las sesiones de teoría y prácticas de laboratorio, tendrán derecho a presentar el Examen a Título de Suficiencia. CAPITULO VI. OTROS
Artículo 25. Los exámenes departamentales ordinarios, extraordinario y a título de suficiencia, se realizarán en el lugar, fecha y hora que se dará a conocer al inicio del curso. Artículo 26. Todos los grupos deberán iniciar los exámenes departamentales a la hora programada. Los sinodales de examen controlarán la asistencia, llamando lista de presentes al inicio del examen, con un periodo de tolerancia de 15 minutos, los alumnos que lleguen después del periodo de tolerancia no podrán presentar examen.
Artículo 36. Cualquier caso no contemplado en este
Reglamento deberá someterse por escrito, a la Academia de Bioquímica Médica I, para su discusión y resolución inapelable. LA ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA I Enero 2011
d)Espacios apropiados para: i.
Artículo 14. cada equipo de laboratorio entregará un Formato de Reporte de Práctica. con escala de 1 a 14. los
alumnos deberán entrar al laboratorio con bata blanca puesta y llevar consigo su manual de laboratorio engargolado con gusano de plástico y cubiertas de plástico transparente. Al asistir a las sesiones de práctica. cerillos. Del Trabajo en el Laboratorio. Al final de la sesión de laboratorio y antes de retirarse. Durante las sesiones de práctica cada equipo de trabajo deberá contar con el material siguiente: Franela. Cuando sea necesario tomar muestra.
Artículo 5. d)Número de equipo. b)Título de la práctica. lápiz graso. 1 litro de agua destilada y un tubo de tiras reactivas para medir pH. e)Nombre de los integrantes del equipo que participaron en la elaboración. rotulado con los siguientes datos en la primera hoja: a)Nombre del laboratorio. b)Nombre del alumno. La segunda hoja será el Reglamento Interno de la materia.elaboración de datos experimentales (cálculos. a mano las correcciones que se indiquen. Del Material de Trabajo.
Artículo 9. TENDRÁN FALTA Y NO PODRÁN PERMANECER EN EL LABORATORIO. tamaño carta. c)Cuestionarios resueltos. guantes de cirujano.discusión y conclusiones de cada experimento. el miércoles siguiente para que efectúen. debidamente rotulado con los siguientes datos en la primera hoja: a)Nombre del laboratorio. antes de la primera sesión de práctica. Gráficos. se harán acreedores a una calificación de cero en esta parte de su evaluación. etc. Capítulo III. Elaboración de datos experimentales. en el
momento de tomar lista. impreso en computadora o escrito a máquina. f)Nombre del profesor. Nombre del alumno(a) que lo efectuó. c)Grupo. Los(as) alumnos(as) que abandonen el
laboratorio sin autorización del profesor. mlvm / maov / iii
Artículo 8.Escuela Superior de Medicina
Reglamento de Laboratorio de Bioquímica Médica I
Artículo 3. incluyendo reacciones y cálculos. Registro de resultados. b)Objetivo y fundamento específicos de cada experimento.
Artículo 11. para copiadoras e impresoras laser y de inyección de tinta. Los equipos que no entreguen el Formato de Reporte de Práctica.
Artículo 7. los profesores
asignarán a cada alumno el experimento(s) que realizarán en la sesión. ii. en la forma y momento que se solicite. marcador indeleble. g)Fecha de entrega. seguido del presente reglamento y la las Reglas de Seguridad del Laboratorio. el donador de cada equipo será el último(a) alumno(a) que llegue a esa sesión.registro de resultados (Tablas. rollo de papel higiénico. lo recibirán calificado. Los equipos que hayan entregado en
tiempo y forma su Formato de Reporte de Práctica. iii. Para trabajar en el laboratorio cada alumno debe contar con el equipo de protección siguiente: una pre-pipeta.) iii. Capítulo II.
Artículo 12. cada equipo entregará el Formato de Reporte de Práctica completo. c)Nombre del profesor. mascarilla de protección. etc. Artículo 2. h)Fecha de la práctica.
Artículo 4. El resto del formato debe incluir:
a)Objetivo y fundamento generales para toda la práctica. Artículo 1. e)Bibliografía consultada. El día martes anterior a la práctica. Los(as) alumnos(as) que lleguen después
del periodo de tolerancia. NO HAY RETARDOS. en el mismo documento.
Artículo 13. Cada grupo deberá entregar en el laboratorio 1000 hojas de papel Bond Xerox digital de 75 2 g/m .
Artículo 6. incluyendo: a)Para cada experimento: i. De la Asistencia. y
no haya sido previamente designado algún o algunos donadores con un fin específico. y de la práctica completa. d)Número de equipo. Al inicio de cada práctica.) ii. TENDRÁN FALTA Y NO PODRÁN PERMANECER EN EL LABORATORIO. e)Grupo y grado. transformaciones. Comprar un rollo de papel encerado para trabajar en el laboratorio. Cuadros.
Representa hasta el 50% de la calificación. e)Que la(s) muestra(s) sea(n) adecuada(s). Se evalúan: a)Puntualidad en la entrega. c)Conclusiones. Artículo 19. c)La velocidad. como se indica en el Reglamento Interno de la materia. Se evalúa básicamente: a)Puntualidad en la entrega b)Discusión.
Artículo 16. Participación en la sesión de discusión de resultados. Al terminar su trabajo y después de
haber entregado el material de la práctica y su reporte.
Artículo 17. d)Elaboración de cálculos. b)Calidad de la exposición. Incluye
PROFESORES DE TEORÍA Y LABORATORIO GRUPOS 2CM4 Y 2CM10 JULIO 2010
. La calificación parcial ordinaria de Laboratorio será el promedio aritmético de las calificaciones obtenidas en las prácticas realizadas durante el periodo evaluado. los integrantes de cada equipo abandonarán el laboratorio. d)Respuestas de los cuestionarios. limpieza y disciplina con que cada alumno realice su trabajo en el laboratorio. Representa hasta el 20% de la calificación. orden.
Artículo 18. ajustadas a valores enteros. Trabajo Individual en el Laboratorio. para lo cual los alumnos deberán contar con los datos experimentales. Reporte de práctica. en el salón de clase se realizará la discusión de resultados. obtenidos en los problemas asignados en el laboratorio. De la Evaluación. e)Elaboración e interpretación de cálculos y gráficas. b)Resultados prácticos. c)Respuesta de cuestionarios. Conclusión. v. Discusión de resultados. dejando su lugar de trabajo limpio y ordenado.
Artículo 21. b)La calidad de los objetivos y fundamentos de cada experimento. Capítulo IV. b)Conclusiones generales de la práctica. Representa hasta el 10% de la calificación. Artículo 20. Es hasta el 20% de la calificación.Escuela Superior de Medicina iv. El día hábil siguiente a cada sesión de
práctica. Se toma en cuenta: a)Participación en la discusión.
Artículo 15. Formato Reporte de Práctica y muestras
Laboratorio de Bioquímica Médica I a)Puntualidad en la asistencia. para no distraer a sus compañeros.
use llama suave al principio del calentamiento. o Identifique la naturaleza de la sustancia y el tipo de peligro que implica su manejo. o Maneje cuidadosamente las muestras biológicas (sangre. etc. cubre boca. jeringas. en caso de que existan cables desnudos o en mal estado. utilice el equipo de protección adecuado y disponible: bata larga. representa peligro tanto a la salud de las personas. etc. Sustancias químicas. muestras biológicas. Material de vidrio 4.Escuela Superior de Medicina
Reglas de Seguridad en el Laboratorio de Bioquímica Médica I
El manejo inapropiado de sustancias. guantes. Usando guantes. o En caso de líquidos tóxicos derramados. o No vierta agua directamente sobre el ácido porque provocará salpicaduras o No deje sobre la mesa tapones de frascos de ácidos u otras sustancias corrosivas. etc. ¿es inflamable?. repórtelos inmediatamente. para lo cual. 2. repórtelo de inmediato al encargado del laboratorio para que se lo cambie. Mantenga seco el espacio alrededor del equipo eléctrico. agitando cuidadosamente. con cuarteadoras. orina. o Para la manipulación y el sacrificio de los animales de experimentación siga las indicaciones del Profesor. 3. o Todo el material biológico. Sustancias químicas 2. o Los hidrocarburos ligeros y solventes deben manejarse lejos del fuego u otras fuentes de calor. algodón. campana extractora. como a la integridad de las instalaciones y equipo de trabajo. materiales y equipo que se encuentran en el laboratorio. ¿qué tan tóxico es?. verifique que esté adecuadamente conectado a la tubería de gas (tubos de color amarillo) y retire todo material inflamable cercano. o Al calentar recipientes de vidrio. mediante uso de la franela u otros materiales para embeber el líquido y evitar que se disperse. verifique que se trata del reactivo correcto y que tiene la concentración requerida. o Use pinzas. o Para diluir los ácidos. Equipo eléctrico e instalaciones de gas. ¿es veneno?. Material biológico y animales de laboratorio o Para el manejo de estos materiales pretéjase adecuadamente según sea el caso. porque se pueden contaminar o dejar residuos corrosivos que podrían causar quemaduras. Orden y limpieza 1. En el caso de que encuentre material defectuoso. etc. repórtelo y tírelo a la basura. 4. gasas. Empleé baño maría para calentarlos. o Trabaje y mantenga bajo la campana los reactivos corrosivos o volátiles. si no es así no los utilice. franela o guantes de asbesto para transportar o mover recipientes de vidrio calientes. equipos y de desecho (cadáveres. o Maneje el equipo eléctrico y sus conexiones con las manos secas y cerciórese que el piso se encuentra seco. o No pipete sustancias químicas directamente. deberá usted seguir las instrucciones del Profesor para dejarlos convenientemente preparados. revise que tanto éste como la manguera se encuentren en buen estado. o Verifique que los enchufes y conexiones estén en buenas condiciones. ¿es corrosivo? o Evite el contacto o exposición innecesaria con sustancias químicas. lentes. o No deje vidrios rotos sobre la mesa o en cualquier otro lugar en donde pueda causar accidentes. mover o manipular sólo la cantidad de material de vidrio que pueda manejar con seguridad. Material biológico y animales de laboratorio 3. o Limpie inmediatamente los materiales que goteen o se derramen. o en general en mal estado. estos deben verterse lentamente en el agua.) para evitar contaminaciones de personas y materiales. o No use equipo eléctrico defectuoso. para detectar la existencia de grietas o roturas. o No use el material de vidrio con orillas cortantes. o Evite inhalar productos químicos y sus vapores. Material de vidrio o Debe examinar todo el material de vidrio antes de utilizarlo. clasificadas en los siguientes grupos: 1. saliva. o Debe transportar. o Antes de utilizar una sustancia. Es por ello que se deben obedecer las Reglas de seguridad que se enlistan a continuación. pretéjase adecuadamente y ventile el área. o Antes de encender el mechero.) deberán ser incinerados adecuadamente. o Nunca deje material roto para ser lavado. Siempre utilice la prepipeta. Equipo eléctrico e instalaciones de gas 5. o Cada sustancia debe tener etiqueta de identificación. mlvm / maov / v
5. lávelo para asegurar su limpieza. ACADEMIA DE BIOQUÍMICA MÉDICA I Enero 2007
.Escuela Superior de Medicina o En caso de accidente. Nunca emplee pipetas para efectuar este procedimiento. retírese inmediatamente y cierre la llave de paso que se encuentra bajo la tarja de cada mesa. o No intercambie el contenido de los frascos de reactivo. busque otro frasco reactivo y vierta el sobrante. transfiera del frasco de almacenamiento. Orden y limpieza o Una vez verificado el buen estado del material de vidrio.
Laboratorio de Bioquímica Médica I o Cuando requiera volver a llenar sus frascos reactivos. la cantidad necesaria a través de un vaso de precipitados. Use sólo los tapones de los recipientes correspondientes. o Mantenga siempre limpia y en orden su área de trabajo. no devuelva el sobrante al envase original.
Calendario de Prácticas de Laboratorio
Práctica Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I Propiedades de las Soluciones Soluciones Electrolíticas y pH Soluciones Reguladoras Propiedades de Proteínas Cinética Química y Catálisis Cinética Enzimática Propiedades de Glúcidos Oxidaciones Biológicas Propiedades de Lípidos Propiedades de Ácidos Nucléicos Fecha 2 de Febrero 16 de Febrero 23 de Febrero 8 de Marzo 15 de Marzo 29 de Marzo 12 de Abril 19 de Abril 3 de Mayo 17 de Mayo 31 de Mayo
Academia de Bioquímica Médica I Reyna Elizabeth Barbosa Cabrera Claudia Camelia Calzada Mendoza Francisco Javier Castañeda Ibarra Luz María Chirino Castillo Arturo Díaz Martínez Eunice Dalet Farfán García Mónica Yosefit Hernández Hinojosa Argentina Hernández Ramos María del Rosario León Reyes Cristina López Gloria Sandra Gissela Márquez Ramírez Jessica Elena Mendieta Wejebe Alfredo Montiel Márquez Mónica Ordorica Morales Juan Guillermo Ordorica Vargas Miguel Ángel Ordorica Vargas Martha Cecilia Rosales Hernández Feliciano Tamay Cach José Guadalupe Trujillo Ferrara María de la Luz Velázquez Monroy Io Stephanie Zamudio Veja Personal Técnico del Laboratorio Julio César Aguilar Renteria José Luis Martínez Vásquez
15 16 17 18 19 19 20 20 21 22 23 23
Determinación del punto isoeléctrico de la Caseína Reacción de Ninhidrina. Manejo de reactivos sólidos. Acidez de titulación
Apreciación del poder regulador y efecto de la concentración Curva de titulación de Glicina Preparación de soluciones amortiguadoras de pH conocido. Precipitación de proteínas por metales pesados Precipitación de proteínas por ácidos fuertes. Manejo de reactivos líquidos. Reacción del Biuret Reacción Xantoprotéica Reacción de Millon Reacción de aminoácidos azufrados. Como calentar un líquido en un tubo de ensaye. Método directo Preparación de una solución de NaCl 2% p/v Diálisis Preparación de una solución de CH3COOH 0. Como tarar tubos para centrifugación.
i iii v vii viii ix 1
Medida de la presión osmótica. Precipitación por alcohol
Comprobación de la ley de acción de masas Velocidad de descomposición del H2O2 y Orden de Reacción
.Escuela Superior de Medicina
Reglamento Interno de Bioquímica Médica I Reglamento de Laboratorio de Bioquímica Médica I Reglas de Seguridad en el Laboratorio de Bioquímica Médica I Calendario de Prácticas de Laboratorio Academia de Bioquímica Médica I Contenido INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I
Distribución de alumnos El Vale de material de laboratorio.5M Titulación Difusión en líquidos
SOLUCIONES ELECTROLÍTICAS y pH
Disociación de una sal y Electrolisis del agua Conducción de corriente en electrolitos fuertes y débiles Diferencia de conductividad entre electrolitos débiles y fuertes Preparación de soluciones de pH conocido con electrolitos fuertes y débiles.
mlvm / maov / x
. Efecto de la concentración de sustrato sobre la velocidad de una reacción enzimática.Escuela Superior de Medicina
Influencia de la temperatura sobre la velocidad de una reacción química Efecto del pH sobre la velocidad de una reacción química. Reacción de la Acroleína. Formación de Osazonas Reacción de Molisch-Udransky Reacción de Fehling Reacción de Barfoed Reacción de Bial Reacción de Seliwanoff Reacción de Lugol
Oxidación por pérdida de electrones Oxidación por deshidrogenación Obtención de la fracción mitocondrial del tejido Determinación de la actividad de Deshidrogenasa Succínica Determinación de la actividad de Citocromo-Oxidasa. Identificación de acilglicéridos. Reacción de Liebermann-Burchards Grado de permeabilidad de una capa lipídica
PROPIEDADES DE ÁCIDOS NUCLEICOS
Obtención de DNA del bazo Identificación y Cuantificación de DNA. Efecto de un catalizador inorgánico sobre la velocidad de hidrólisis de la Sacarosa Efecto de un catalizador biológico sobre la velocidad de degradación de la Sacarosa
Preparación de la solución de Amilasa Efecto de la temperatura sobre la actividad enzimática Efecto del pH sobre la actividad enzimática. Curva Tipo de Azucares Reductores APÉNDICE II. Identificación de cerebrósidos.
30 30 31 32 33 35 35 36 37 37 38 38 39
Determinación de la estructura cristalina de glúcidos. Efecto de la concentración de enzima sobre la velocidad de una reacción enzimática.
PROPIEDADES DE LÍPIDOS
Reacción de Hanus o Índice de yodo Extracción de lípidos de Cerebro. Identificación y Cuantificación de RNA Identificación y Cuantificación de Fosfato Total
APÉNDICE I. Identificación de fosfolípidos de cerebro por cromatografía en capa fina.
Espere a que su profesor confirme que su etiquetado es correcto.
El Vale de material de laboratorio. identifique el uso de cada una de las tuberías que encuentre en su mesa de trabajo y márquelas con masking tape. c) Siguiendo las instrucciones de su profesor. marque la posición de las válvulas de seguridad. o de cuyo estado tenga duda. los alumnos colocarán su mochila en el lugar que les sea designado. desagües. b) Rotule cada pieza identificada con una etiqueta de masking tape. Espere a que su profesor compruebe que su marcado es correcto. identifique y revise cuidadosamente. c) Una vez revisado todo el material. Elabore un esquema del laboratorio e indique en él. indicando en el vale. 3. cada una de las piezas que se le proporcionaron. desagües y válvulas de flujo. las zonas de seguridad.Escuela Superior de Medicina
INTRODUCCIÓN AL LABORATORIO DE BIOQUÍMICA MÉDICA I
Desarrollo a) Antes de entrar al laboratorio. En el esquema de la mesa de trabajo que elaboró en el ejercicio anterior. Elabore un esquema de su mesa señalando la posición de las tomas de corriente. complete la información que se solicita en el vale y entréguelo al personal técnico de laboratorio. También deben tener listo su material de trabajo. Reúna en la charola el material de nombre y/o empleo desconocidos. Cuestionario 1. b) Cuando el profesor lo indique.
Desarrollo a) Tomando como referencia el vale de laboratorio. todos los alumnos deberán tener puesta y abotonada su bata de laboratorio. respecto de la mesa de la campana. tuberías y sitios donde puede trabajar. f) Con base en la explicación recibida. la posición del equipo de seguridad y marque la ruta de evacuación desde su mesa. d) En su mesa. localice tomas de corriente. instalaciones de seguridad. zonas de seguridad y rutas de evacuación. localice su mesa de trabajo e inmediatamente diríjase a ella. cualquier defecto que encuentre. Cuestionario 1. y pregúntelo a su profesor. extintores. ¿Para qué se emplea cada una de las piezas de material de laboratorio siguientes? Tubo de ensaye
Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I mlvm / maov / 1
. que se encuentra en la charola de material. e) Ubique la posición de su mesa de trabajo. 2. g) Localice la posición de las válvulas de seguridad de cada tubería.
Tenga cuidad de no acercar su rostro ni objetos inflamables al mechero al momento de encenderlo. aproximando la flama de un cerillo o encendedor al borde de la parte superior del mechero. aproximadamente 70 grados. no coloque la flama del cerillo en el centro del mechero porque el flujo de gas la apagaría. Escuchará un ligero zumbido provocado por el flujo del gas. quítese los guantes de látex antes de iniciar el calentamiento. g) Deje el mechero encendido para usarlo en el ejercicio siguiente Cuestionario 1. Cuando la combustión es incompleta. Recuerde que la tubería de gas es de color amarillo. colocando la manija en un ángulo aproximado de 45 grados respecto de la salida del gas. Si es necesario. Nunca caliente un tubo de ensaye en el fondo. para cambiar el tamaño de las aberturas de la parte inferior. con agua de la llave y sujételo con las pinzas para tubo de ensaye. b) Asegúrese que el tornillo de control de flujo de gas esté abierto aproximadamente a la mitad de su capacidad total. d) Abra la llave de gas. conecte el tubo de hule del mechero a la llave de gas. cuidando que la flama caliente la parte superior del líquido. El flujo de gas se disminuye girando el tornillo en el sentido de las manecillas del reloj y se aumenta en sentido contrario. b) Llene su tubo de ensaye. el arillo de control de flujo de aire y la entrada del gas. ni mientras esté encendido. por falta de oxígeno. la flama tiene color amarillo.
Desarrollo a) No encienda el mechero hasta que su profesor se lo indique. aproximadamente hasta el 20% de su capacidad. f) Ajuste la cantidad de aire que entra. la llave debe estar completamente cerrada. c) Si es necesario. usando el arillo de control de flujo de aire. o en posición vertical.
Desarrollo a) En este ejercicio es aconsejable que todos los miembros del equipo se coloquen las mascarillas de protección. c) Coloque el tubo sobre la flama del mechero. con la manija en posición transversal respecto de la salida del gas. porque se puede proyectar su contenido. rodeada de otra de color azul oscuro o violeta. e) Encienda el mechero. en posición inclinada. Elabore un esquema del mechero Fisher.Escuela Superior de Medicina
Manejo del mechero Fisher. hasta que la flama tenga una zona central de color azul claro.
Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I mlvm / maov / 2
Como calentar un líquido en un tubo de ensaye. la parte más caliente de la flama se encuentra en la punta de la zona azul claro interna. en el que se indique la posición del tornillo de control de flujo de gas.
g) Coloque el vaso de precipitados debajo de la bureta y usando la mano izquierda abra completamente la llave de esta para que el agua salga con velocidad y arrastre todo el aire del cuerpo de la bureta y de la llave. Nunca vierta reactivos. se usan pipetas graduadas o volumétricas.
Desarrollo a) Cuando se miden cantidades pequeñas de reactivos líquidos. llene completamente la bureta con agua de la llave. i) El uso más frecuente de la bureta es la titulación. c) Para extraer el líquido utilice una pipeta o un gotero limpios. b) Al abrir un frasco de reactivo. e) Durante el calentamiento.
Manejo de reactivos líquidos. siempre se hace en baño maría. h) Vuelva a llenar la bureta y ajuste el nivel superior a la graduación. Repita la maniobra hasta que pueda realizarla con seguridad. Nunca debe dejar
Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I mlvm / maov / 3
. Cuestionario 1. para que todo el líquido se caliente de la manera más uniforme posible. Siguiendo las instrucciones de su profesor. Recuerde que la llave se maneja únicamente con la mano izquierda. monte la bureta en el soporte universal.Escuela Superior de Medicina
d) Mueva el tubo cuidadosamente. dirija la boca del tubo hacia un lugar en que no se encuentre ninguna persona o material que se pueda dañar. transfiera 5 mL de agua de un vaso de precipitados a un tubo de ensaye. Elabore un esquema de la forma correcta de calentar un líquido en un tubo de ensaye. hasta obtener velocidades de goteo constantes y a cerrarla cuando sea necesario. Coloque un vaso de precipitados debajo de la bureta y practique a vaciar la bureta. 5 mL cada vez. d) Usando la pipeta de 10 mL. Usando un matraz Erlenmeyer para recibir el agua. Para manejar con seguridad reactivos líquidos con pipeta. Es conveniente que al realizar esta maniobra utilice guantes de cirugía porque los reactivos que se usarán en las prácticas de laboratorio pueden causar daño al entrar en contacto con la piel. directamente en la flama del mechero. sin sacarlo de la flama. practique a abrir la llave de la bureta. g) Continúe el calentamiento hasta lograr que el agua hierva. en la cual se añade el reactivo gota a gota. sin proyectarse. No importa que rebase la graduación. pero tenga cuidado de que el agua no se derrame. f) Usando un vaso de precipitados. f) Jamás mire directamente la boca de un tubo de ensaye que se está calentando. aunque esté fuera de la flama del mechero. h) Nunca caliente solventes orgánicos en tubo de ensaye. j) El otro uso de la bureta es para añadir cantidades medidas de reactivo. se usa siempre la pre-pipeta. siempre con la mano izquierda. coloque el tapón sobre la mesa para evitar contaminación. e) Para manejar cantidades mayores de líquidos se usa la bureta. directamente del frasco para evitar escurrimientos. La graduación debe quedar hacia adelante.
e) Usando una espátula. cuidando que el más pesado quede en el platillo del lado izquierdo. debe reiniciar el trabajo. d) Abra el recipiente de reactivo y coloque la tapa sobre la mesa. sal de mesa) que le indique su profesor y colóquela en el sobre de papel que se le proporcione. y colocándolos en ángulo recto para formar una pared alrededor del papel. si no está en cero. El tamaño de la charola depende de la cantidad de reactivo a pesar. Elabore un esquema de la forma correcta de montar la bureta. Explique porque se maneja la llave de la bureta con la mano izquierda. 2. Cuestionario 1. b) Encienda la balanza y espere a que se estabilice la lectura. aproximadamente a un centímetro de cada borde. boca arriba para evitar contaminación. Escriba la forma como preparó su pre-pipeta. 2. la cantidad de reactivo que contiene y entréguelo a su profesor. en la forma como se indicó en los incisos f. cierre inmediatamente el frasco de reactivo para evitar que se hidrate y contamine. Asegúrese que la aguja o fiel de la balanza esté en posición cero. regrese el exceso de reactivo a su recipiente. Cuando se estabilice la lectura. 3. Cuestionario 1. g) Pese la cantidad de Cloruro de Sodio (NaCl. Si no lo está gire cuidadosamente las pesas de ajuste en el sentido que sea necesario. tare a cero la balanza. señalando la posición del botón de encendido y apagado. ¿Cuál es la función del botón de registro?
Como tarar tubos para centrifugación. usando la espátula.
Introducción al Laboratorio de Bioquímica Médica I mlvm / maov / 4
. g y h de este ejercicio. Escriba en el sobre. c) Coloque un frasco Gerber en cada platillo. Si se rebasa la cantidad deseada. ajústela usando el botón de tarar (T) c) Coloque la charola de papel en el plato de la balanza. pero si esto llegara a suceder. f) Al terminar de pesar.Escuela Superior de Medicina
que la bureta se vacíe completamente. si es posible encerado. b) Coloque las pesas de medición en la posición de cero.
Desarrollo a) En este ejercicio se usará la balanza de dos platillos. Nunca regrese al recipiente original un reactivo que se derrame fuera de la charola de papel o sobre la mesa. La charola se prepara doblando el papel. Elabore un diagrama de la balanza. del botón de tara y el de registro (R). hasta lograr el equilibrio. usando una hoja de papel limpio.
Manejo de reactivos sólidos. saque el reactivo del recipiente y colóquelo sobre la charola de papel.
Desarrollo a) Prepare una “charola de papel”.
e) Coloque en cada frasco. g) Coloque los tubos tarados en la centrifuga. una camisa de la centrífuga con un tubo de centrifuga que contenga 5 mL de agua. Escriba la razón por la que es necesario tarar los tubos antes de centrifugar. señalando la posición de las pesas de ajuste y las de medición. 2. Elabore un esquema de la balanza de platillo. en posiciones simétricas y póngala a funcionar al máximo de revoluciones durante 3 minuto. entre la camisa y el tubo de ensaye más ligero. usando una pipeta. añada agua de la llave.
. hasta lograr que el fiel vuelva a la posición de equilibrio.Escuela Superior de Medicina
d) Deslice las pesas de medición de la balanza. hasta lograr que el fiel de la balanza regrese al equilibrio. Cuestionario 1. f) Si el fiel de la balanza sale de equilibrio.
Tiempo min 10 20 30  Pa Tiempo min 40 50 60  Pa Tiempo min 70 80 90  Pa Tiempo min 100 110 120  Pa
4. 5 y 1 mL
Reactivos NaCl (cloruro de sodio) sólido agua destilada
. b) Marque el nivel inicial de la Sacarosa en el tubo capilar. Construya la gráfica de presión osmótica en función del tiempo. Anote los resultados en la tabla siguiente.325 g / cm3) Vaso de precipitados de 500 mL Agua Soporte Universal Pinza para bureta Desarrollo a) El osmómetro que se encuentra en la mesa al frente del laboratorio. Tiempo min 10 20 30 40 Altura cm Tiempo min 50 60 70 80 Altura cm Tiempo min 90 100 110 120 Altura cm
Cuestionario 1.Escuela Superior de Medicina
Medida de la presión osmótica.81 m s-2. hasta que se detenga el proceso. En la jeringa se fija un tubo capilar. anotando la altura ascendida en cada intervalo en la tabla siguiente. Con los datos obtenidos. ¿Cuándo debe detenerse la ósmosis? 2. c) Observe el nivel de la solución cada 10 minutos. cerrada con una membrana de colodión grande previamente preparado. ¿La presión en el osmómetro depende de la altura o del radio de la columna de solución? 3.088 g/mL y la aceleración de la gravedad es 9. teñida con rojo neutro. El dispositivo se sumerge en un vaso de precipitados con agua. consiste en el cuerpo de una jeringa. calcule la presión osmótica () a cada tiempo sabiendo que la densidad de la solución de Sacarosa es 1. conteniendo Sacarosa 6 M. Método directo
Material Reactivos Saco de colodión grande Sacarosa 6 M con rojo de Fenol Tubo capilar con tapón (ρ = 1.
Preparación de una solución de NaCl 2% p/v
Material Matraz aforado de 50 o 25 mL Pipetas de 10.
c) Con las pipetas apropiadas. que se puede preparar con la cantidad de cloruro de sodio sólido que le proporcionen. Considerando que la solución es exactamente 2%. sin llegar al cuello. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo. calcule su concentración en: Molaridad Normalidad Osmolaridad mEq/mL mg/mL moles %
Material Saco de colodión pequeño Pipeta 10 o 5 mL Vaso de precipitados de 500 mL hilo de algodón 12 tubos de ensayo Reactivos NaCl 2% preparado por su equipo Almidón 2% Solución de Lugol Solución de AgNO3 (nitrato de plata) agua destilada
Desarrollo a) En este experimento se utilizará la solución de NaCl 2% que preparó su equipo.Escuela Superior de Medicina
Desarrollo a) Calcule el volumen de una solución de NaCl de concentración 2%. gramos de NaCl ______________ g Volumen de solución __________ mL c) En un vaso de precipitados de 100 mL disuelva el cloruro de sodio en una cantidad de agua destilada menor que el volumen final de solución y viértalo en un matraz aforado del volumen adecuado. utilice una pipeta de 5 ó 10 mL e) Guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Diálisis. b) Humedezca un saco pequeño de colodión en agua destilada (mínimo 10 minutos) y ate un extremo con el hilo de algodón que se le proporcionará. coloque 1 mL de NaCl 2% y 10 mL de Almidón 1% y ate cuidadosamente el otro extremo del saco
. 2. d) Con un vaso de precipitados de 100 mL llene el cuerpo del matraz aforado con agua destilada. b) Anote a continuación los mL de solución de NaCl que preparará. considerando que el reactivo tiene 100% de pureza. Cuestionario 1. Describa detalladamente los cálculos realizados.
Rotúlelos como testigo + de cloruros y almidón respectivamente f) En un tubo de ensaye coloque 2 mL del agua contenida en el vaso y añada 2 gotas de Lugol. g) En otro tubo coloque 2 mL del agua contenida en el vaso y añada 2 gotas de AgNO3 Sin cloruros.1M de CH3COOH b) Anote el volumen de CH3COOH que usará para preparar la solución. serán las muestras tomadas a tiempo cero. Anote las reacciones químicas que usó para detectar Almidón y Cl-. como hizo en los incisos e y f. la solución permanece translúcida.a través de la membrana. En ausencia de almidón la solución se torna de color amarillo. pureza = 99. mida el volumen calculado de ácido acético y colóquelo en un matraz aforado de 100 mL limpio y seco.1M
Material Matraz aforado de 100 mL Pipetas de 10. 0 Testigo (-) 20 40 60 80 Testigo (+)
Preparación de una solución de CH3COOH 0.en el agua destilada cada 30 minutos. h) Coloque el saco con Almidón y NaCl en el vaso de precipitados.
. para comparar los resultados a los diferentes tiempos. al otro tubo agréguele 2 mL de solución de almidón al 1% y 2 gotas de solución de Lugol. Tiempo/min Cl– Almidón l) No deseche los tubos. uno con 2 mL de NaCl al 2% y agréguele 2 gotas de AgNO3 (nitrato de plata).5 y 1 mL Reactivos CH3COOH (ácido acético) grado reactivo Agua destilada
Desarrollo a) Calcule el volumen de una solución de CH3COOH comercial. con PM = 60. mL de CH3COOH = __________ mL c) Usando una pipeta. k) Anote los resultados en la tabla siguiente. i) Después de introducir el saco. 2.7% y densidad a 20° C de 1. antes de introducir el saco. Cuestionario 1. Mida la cantidad con la mayor precisión y cuidado posibles. que necesita para preparar 100 mL de solución 0. hasta completar 2 horas.06 g/mL.Escuela Superior de Medicina
d) Llene un vaso de precipitados de 500 mL con H2O destilada hasta 2/3 partes de su capacidad e) Prepare dos tubos de ensayo. determine la presencia de Almidón y/o Cl. j) Los testigos negativos t(-) para Almidón y Cl-. Escriba si al final dializaron el Almidón y los Cl.
hasta que la solución adquiera un ligero color rosa.1M calcule su concentración en: % (p/v) Normalidad Osmolaridad mmoles/L mg/L mEq%
Material Matraz aforado de 100 mL Pipeta volumétrica de 10 o 5 mL Bureta Reactivos CH3COOH 0. b) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL coloque 10 mL de la solución de CH3COOH 0. g) Anote los mL de NaOH 0. que persista por 30 segundos. Considerando que la solución es exactamente 0. e) Usando un vaso de precipitados de 100 mL. la solución debe tomar un color rosa intenso.2N que gastó para neutralizar los 10 mL de CH3COOH. sin llegar al cuello. llene la bureta con NaOH (hidróxido de sodio) 0.1M preparado por su equipo indicador de Fenolftaleína NaOH (hidróxido de sodio) 0.Escuela Superior de Medicina
d) Con un vaso de precipitados de 100 mL llene el cuerpo del matraz aforado con agua destilada. Para llenar el matraz hasta la marca de aforo de 100 mL. 2. usando la pinza para bureta. c) Añada 3 gotas de Fenolftaleína. utilice la pizeta o una pipeta de 5 ó 10 mL. d) Monte la Bureta en el soporte universal.2N agua destilada
Desarrollo a) En este experimento se utilizará la solución de CH3COOH 0. f) Titule dejando caer gota a gota el hidróxido dentro del matraz Erlenmeyer. usando una pipeta volumétrica.
. Anote el volumen hasta ese momento y añada una gota más. Recuerde que no debe dejar burbujas de aire dentro de la bureta.2 N. e) Rotule y guarde esta solución porque la utilizará en el experimento de Titulación directa. Describa detalladamente los cálculos que realizó para conocer el volumen de CH3COOH concentrado que utilizó para preparar 100 mL de dicha solución.1 M que preparó su equipo.1 M. Cuestionario 1.
b) Espolvoree una pequeña cantidad de azul de metileno sobre la superficie y observe. difusión y convección. Elabore una tabla donde resuma 3 características que permitan diferenciar los tres fenómenos anteriores
Cuestionario 1. anote si es uniforme o no antes y después de calentar. calcule la verdadera normalidad del CH3COOH problema. Considerando que la solución de NaOH es exactamente 0.
d) Observe el descenso del colorante a través de la columna de agua. 2.Escuela Superior de Medicina
Resultado = _______________ mL de NaOH 0.
c) Caliente ligeramente un punto de la probeta y observe lo que sucede. Escriba el concepto de disolución.2N.2N Cuestionario 1.
Desarrollo a) Llene casi completamente una probeta de 100 mL con agua de la llave. Anote sus observaciones. Anote sus observaciones.
2.5 M Solución de CH3COOH (ácido acético) 0. Escriba las reacciones químicas que se llevan a cabo en cada electrodo. Reactivos NaCl 10% (50 mL) Azul de Bromofenol agua destilada
d) Agregue 3 gotas de Azul de Bromofenol como indicador.5 M
Conducción de corriente en electrolitos fuertes y débiles
Material Vaso de precipitados de 100 mL caimanes con alambre Puente de Wheatstone Electrodos de carbón Reactivos Solución de HCl (ácido clorhídrico) 0. b) Introduzca en la solución los electrodos de carbón conectados a una fuente de energía como el Puente de Wheatstone (ver esquema ). gas en los electrodos y anote en cual. Anote a que se deben los cambios de color del indicador.Escuela Superior de Medicina
Disociación de una sal y Electrolisis del agua
Material Cristalizador Puente de Wheatstone Electrodos de carbón matraz de 500 mL Probeta de 50 mL Desarrollo a) Coloque el cristalizador sobre un fondo blanco y agregue 50 mL de solución de NaCl 10%.
Cuestionario 1. Este indicador es amarillo a pH por debajo de 3 y azul o púrpura a pH mayor e) Observe los cambios de coloración cerca de los electrodos y anótelos. c) Observe si se desprende o no.
g) Devuelva la solución de HCl 0.5 M al frasco correspondiente. c) Registre la intensidad de la luz emitida por el foco d) Aproxime los electrodos.5 M. Anote a que se deben las diferencias en la intensidad de la luz emitida
Diferencia de conductividad entre electrolitos débiles y fuertes
Material Pipetas de 10 mL Medidor de Conductividad Reactivos Solución de HCl 0. Cuestionario 1.Escuela Superior de Medicina
Desarrollo a) Coloque la solución de CH3COOH 0. b. c y d. y explique porqué.5 M al frasco correspondiente. Cuestionario (continuación) 2.
Desarrollo (continuación) e) Lave bien el material y repita el experimento. incisos a. en cantidad suficiente para cubrir la tercera parte de los electrodos. f) Compare la intensidad de la luz emitida al usar esta solución respecto del CH3COOH. Escriba que relación existe entre la intensidad luminosa y la distancia que separa los electrodos.
d) Devuelva la solución de CH3COOH 0. usando HCl 0. b) Introduzca los electrodos conectados a una fuente de energía (ver esquema ). sin que se toquen y observe la intensidad de la luz emitida. Anote sus observaciones.5 M Solución de CH3COOH 0.5 M en un vaso de precipitados.5M
3. 2. Cuestionario 1. 3. 1. b) Cuando termine de usar cada solución devuélvala al frasco correspondiente.7.02. pH Teórico pH Potenciométrico
. Calcule la conductividad de cada solución. 1.
Desarrollo a) Empleando la fórmula para ácidos fuertes. 3. e) Prepare las soluciones de HCl y CH3COOH que le indique su profesor y mida el pH de cada solución por el método potenciométrico. necesarios para preparar 250 mL de cada una de las cinco soluciones de pH conocido calculadas en el inciso anterior (a).37. densidad = 1. determine la resistencia de las soluciones de HCl 0. Compare los valores de conductividad y concluya respecto de la fuerza de cada electrolito.Escuela Superior de Medicina
Desarrollo a) Siguiendo las instrucciones del Apéndice II.74.6 y 2 b) Calcule los volúmenes de HCl con 37% de pureza y densidad = 1. d) Calcule los volúmenes de CH3COOH con 99.18 g/mL.17 y 3. 1.72.7% de pureza. 2. calcule la concentración de cinco soluciones de CH3COOH de pH 2. calcule la concentración de cinco soluciones de HCl de pH 0. Solución CH3COOH HCl f) Guarde las soluciones preparadas para usarlas en el experimento siguiente. c) Empleando la fórmula para ácidos débiles.5 M y CH3COOH 0.87.
Preparación de soluciones de pH conocido con electrolitos fuertes y débiles.5 M. necesarios para preparar 250 mL de cada una de las cinco soluciones de pH conocido calculadas en el inciso anterior (c).06 g/mL y pKa = 4.
2. b) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH 0. c) Mida exactamente 10 mL de la solución de HCl. Explique sus resultados experimentales.1N Solución de HCl preparada por su equipo Solución de CH3COOH preparada por su equipo Fenolftaleína
Desarrollo a) Mida exactamente 10 mL de la solución de CH3COOH. e) Anote sus resultados en el cuadro siguiente.Escuela Superior de Medicina
Acidez de titulación
Material Matraz Erlenmeyer de 250 mL Bureta Reactivos Solución de NaOH 0.1N. d) Añada 3 gotas de Fenolftaleína y titule la muestra con NaOH 0. tomando como base los conceptos anteriores. pH Gasto de NaOH 0. preparada en el experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer de 250 mL.1N
. Solución CH3COOH HCl Cuestionario 1. Describa los conceptos de acidez total y acidez verdadera.1N. preparada en el experimento anterior y colóquelos en un matraz Erlenmeyer de 250 mL.
6. Compruebe que el pH es neutro añadiendo a cada tubo 5 gotas de Rojo de Fenol.1N por diez para poder comparar con los tubos 1 y 2. multiplicando el número de gotas del HCl 0.Escuela Superior de Medicina
Material 12 tubos de ensayo Pipeta de 10 ó 5 mL Pipeta de 1 mL Reactivos KCl (cloruro de potasio) 0.1M + 3 mL Na2HPO4 0. d) Serie III. Para los tubos 3 y 4 cuente las gotas de HCl 0. 10 gotas de HCl 0.8 a 5.1M Azul de timol
b) Serie I. y observe el cambio de color. Este indicador vira de amarillo a azul en el rango de pH de 8. Añada a cada uno de los tubos. Este indicador vira de amarillo a verde en el rango de pH de 3.01N y 0.01N y 0. Cuente el número de gotas de NaOH 0.
. Añada al tubo 1. Este indicador vira de amarillo a rojo en el rango de pH de 6. A pH neutro es rosa pálido.01N que debe agregar al tubo 2 para igualar el color del tubo 1.1M Indicador de Rojo de Fenol Indicador de Verde de Bromocresol Indicador de Azul de Timol HCl 0.1M Indicador Rojo de fenol Verde de Bromocresol III 5 mL H2O hervida y fría 5 mL KCl 0. de HCl 0.5M 2 mL KH2PO4 0.4.01N.1M 3 mL Na2HPO4 0.01M + 3 3 mL Na2HPO4 0.01N.0.1N Fenolftaleína
Desarrollo a) Prepare 3 series de cuatro tubos cada una con la composición siguiente.01M + 2 mL KH2PO4 0.4 a 8.5M KH2PO4 (fosfato de potasio monobásico) 0.1N que debe agregar para igualar el color del tubo 1.01M + 3 mL Na2HPO4 0.5M 5 mL KCl 0. 5 gotas de Verde de Bromocresol. Serie Tubo I II 1 5 mL H2O hervida y fría 5 mL H2O hervida y fría 2 5 mL KCl 0. Para los tubos 3 y 4 cuente las gotas de NaOH 0. Cuente el número de gotas. c) Serie II.01M 3 mL Na2HPO4 0. 5 gotas de Azul de Timol. multiplicando el número de gotas del NaOH 0. 10 gotas de NaOH 0. Agregue al tubo 1.01 M y 0. para poder comparar con los tubos 1 y 2.01 M y 0.1M + 4 3 mL Na2HPO4 0.01M 2 mL KH2PO4 0. Anote sus resultados en la tabla.1M Na2HPO4 (fosfato de sodio dibásico) 0. y a azul a pH mayor.1N NaOH 0. Agregue a los cuatro tubos.1M + 2 mL KH2PO4 0.5M 2 mL KH2PO4 0. Anote sus resultados en la tabla siguiente.01M 2 mL KH2PO4 0.0 a 9.1N que debe agregar para igualar el color del tubo 1.01N que debe agregar al tubo 2 para igualar el color del tubo 1.1N por diez.
1N Añadido Acumulado 0 0 0. Escriba las reacciones que ocurren al añadir. 3 y 4 de cada serie. g) Introduzca en la solución una barra magnética y colóquela sobre el agitador. c) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro. el ácido y la base fuertes al sistema amortiguador de fosfatos de las series II y III.1N NaOH 0.1N.1N HCl 0.Escuela Superior de Medicina
Cuestionario 1. para igualar la coloración con el tubo 1. e) Registre sus resultados en la tabla.5 0.
Material 2 vasos de precipitados de 100 mL Pipeta de 10 mL Probeta de 50 mL Agitador magnético Potenciómetro Bureta Desarrollo a) En un vaso de precipitados de 100 mL. en las cantidades ácido y base que hay que agregar a los tubos 2. (ver esquema ) d) Titule añadiendo los volúmenes de HCl 0. 2.1N.1N
f) En un vaso de precipitados limpio de 100 mL. coloque 30 mL de Glicina 0.1N que se indican en la tabla siguiente. coloque 30 mL de Glicina 0.5 1 1 2 2 4 3 7 4 11 pH de la mL agregados de solución de HCl 0. b) Introduzca en la solución una barra magnética y colóquela sobre el agitador.1N Glicina Añadido Acumulado 4 15 5 20 5 25 2 27 1 28 1 29 1 30 pH de la solución de Glicina Reactivos Glicina 0. Escriba que indica el cambio de color en cada una de las series y la razón de la diferencia.5 0. mL agregados de HCl 0.
Preparación de soluciones amortiguadoras de pH conocido.1N Glicina Añadido Acumulado 4 15 5 20 5 25 2 27 1 28 1 29 1 30 pH de la solución de Glicina
Cuestionario 1. calcule los pKa de los grupos amino y carboxilo. 7. 3.5 0. b) Tomando como base el resultado de sus cálculos.1N Añadido Acumulado 0 0 0.1M necesarios para preparar 50 mL de soluciones amortiguadoras con pH de: 6.0.2.1M
Desarrollo a) Calcule los volúmenes de KH2PO4 0. En la curva de titulación.5 1 1 2 2 4 3 7 4 11 pH de la mL agregados de solución de NaOH 0. 2. j) Registre sus resultados en la tabla.1M y Na2HPO4 0. 7.4.2.1N que se indican en la tabla siguiente.2. Compare los pKa obtenidos en la curva. prepare la solución que le indique su profesor y compruebe el valor de pH con el potenciómetro.8 y 8.2. Describa el procedimiento de preparación de la solución. con los valores teóricos para Glicina y calcule el punto isoeléctrico real y experimental. 7.
. mL agregados de NaOH 0. Cuestionario 1. i) Titule añadiendo los volúmenes de NaOH 0.6.Escuela Superior de Medicina
h) Determine el pH de la muestra con el potenciómetro.
Material 2 vasos de precipitados de 100 mL Pipeta de 10 mL Probeta de 50 mL Potenciómetro Reactivos KH2PO4 0. 7. El pKa del par conjugado es de 7. Elabore la gráfica de pH en función del volumen acumulado de HCl y NaOH.1M Na2HPO4 0.5 0.
8.1N CH3COOH 1N CH3COOH 0.8 8. b) Mezcle completamente el contenido de cada tubo.5
8.0 7. d) Si no se observa diferencia en el grado de turbidez de los tubos.0 1.6 1.1N CH3COOH 0. Tubo Solución mL de Caseína 5% en CH3COONa 0. Observación a 30 min.1N mL de CH3COOH 0.p.2 0.01N H2O Destilada
Desarrollo a) Preparar una serie de 10 tubos de ensayo. con las soluciones que se indican en la tabla de la página siguiente.Escuela Superior de Medicina
Material 10 tubos de ensayo Pipetas de 10 mL Pipetas de 5 mL Pipetas de 1 mL Reactivos Caseína 5% en CH3COONa 0. Calcule el pH teórico de cada tubo y anótelo en la tabla.m. Cuestionario 1.0 1 1 2 1 3 1 4 1 5 1 6 1 7 1 8 1 9 1 10 1 9. c) Observe el grado de turbidez o la precipitación que se produce en cada tubo inmediatamente después de prepararlo y transcurridos 15' y 30'.0 7. y anote las diferencias de tamaño del precipitado de cada uno de los tubos.0 4.5 1.4 1.6
.0 8.2 0.0 2.01N pH Teórico Observación a 15 min.1N mL de H2O Destilada mL de CH3COOH 1N mL de CH3COOH 0. 0.4 7. marcando el punto Isoeléctrico de la Caseína. coloque las soluciones en tubos de centrífuga y centrifugue 10 minutos a 1000 r.8 8.0
5. anotando en la tabla con cruces.
Escriba los nombres de otras sustancias que dan positiva la reacción de Ninhidrina.
Material 6 tubos de ensayo Pipetas de 5 mL Reactivos CuSO4 (sulfato de cobre)1% NaOH 10% Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2% agua destilada
Desarrollo a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo. Cuestionario 1. (3) Peptona. (2) Peptona. (4) Gelatina.Escuela Superior de Medicina
Reacción de Ninhidrina. b) Añada a cada tubo. además de proteínas. Todos al 2%. péptidos y aminoácidos. ¡¡¡PRECAUCIÓN!!!
. Escriba la reacción química efectuada. a) Numere 7 rectángulos de papel filtro Whatman # 1 y coloque 3 gotas de: (1) H2O como testigo negativo. (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. (3) Gelatina. c) Coloque las muestras en el horno a 110 °C durante 5 min. b) Con lápiz.
Material Papel Whatman #1 Reactivos Ninhidrina en Butanol al 0. 2 mL de solución NaOH al 10%. en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo. (4) Caseína.1% Glicina 2% Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2% agua destilada
Desarrollo ¡PRECAUCIÓN! Use guantes o pinzas para manipular el papel. Todos al 2%. 2. (2) Glicina. (6) Albúmina y (7) la sustancia problema. d) Anote la intensidad de la coloración obtenida. cuidando que no disminuya la temperatura. anote debajo de cada muestra el nombre del compuesto y añádale una gota de solución de Ninhidrina en Butanol al 0.1%. (5) Caseína.
resbalando por la pared del tubo.Escuela Superior de Medicina
c) Añada 3 gotas de solución de CuSO4 al 1%. 15 gotas de NH4OH concentrado.
Material 6 tubos de ensayo Pipetas de 5 mL Reactivos Reactivo de Millon Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2% agua destilada
Reacción Xantoprotéica
Material 6 tubos de ensayo Pipetas de 5 mL Reactivos HNO3 concentrado NH4OH (hidróxido de amonio) concentrado Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2% agua destilada
Desarrollo a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo. Todos al 2%. f) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo. e) Anote la intensidad de la coloración obtenida en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo. observe si en la interfase aparece un anillo de color naranja. 1 mL de HNO3 concentrado. c) Caliente ligeramente con precaución y observe si aparece una coloración amarilla. e) Repita el experimento (incisos b. d) Mezcle completamente el contenido de los tubos y déjelos reaccionar en reposo. (4) Caseína. Cuestionario 1. c y d) con el resto de los tubos. Explique por qué se tiñe de amarillo la piel al contacto con el HNO3. máximo en 20 minutos. se considera prueba positiva. añada al tubo uno. La intensidad del color es proporcional al número de enlaces petídicos. d) Deje enfriar la solución y añada. (2) Peptona. b) ¡Con cuidado!. (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. (3) Gelatina. ¿Se puede considerar esta reacción general para todas las proteínas? 2. lenta y cuidadosamente para estratificar. mezcle completamente. a cada tubo. para obtener alcalinidad. La aparición de una coloración violeta o rosa.
(5) Albúmina y (6) la sustancia problema. (2) Peptona.Escuela Superior de Medicina
Desarrollo a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo. b) Añada 5 gotas del reactivo de Millon a cada tubo y mezcle completamente.
Reacción de aminoácidos azufrados. (3) Gelatina. b) Añada a cada tubo 2 mL de solución de NaOH al 10% y caliéntelo ligeramente. c) Con sumo cuidado.
Material 6 tubos de ensayo Pipetas de 5 mL Vaso de Precipitados de 500 mL Reactivos NaOH 10% Pb(CH3COO)2 (acetato de plomo) Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2% agua destilada
Desarrollo a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo. Todos al 2%. Anote la reacción química que se llevó a cabo en este experimento. (4) Caseína. (2) Peptona. así como soluciones muy alcalinas puede interferir en esta reacción. (3) Gelatina. en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo. Cuestionario 1. La presencia de sales. 0.5 mL de solución de Pb(CH3COO)2. Todos al 2%. (4) Caseína. d) Anote en que soluciones apareció el precipitado y su coloración. d) Coloque los tubos en baño María a ebullición por 5 min. 2. ¡PRECAUCIÓN! c) Añada a todos los tubos. El oscurecimiento de la
Propiedades de Proteínas mlvm / maov / 21
. caliente cada tubo hasta que empiece a hervir ¡¡¡PRECAUCIÓN!!!! La presencia de Tirosina se pone de manifiesto por la aparición de un precipitado blanco que por acción del calor se vuelve rojo. Escriba la composición del reactivo de Millón. (5) Albúmina y (6) la sustancia problema.
H2O. (2) Peptona. A cada tubo de esta serie añádale 2 gotas de solución de FeCl3 al 3%. ¿Qué efecto tiene el pH en la precipitación de las proteínas con metales pesados? 2. HgCl2 y Pb(CH3COO)2. b) Prepare otra serie de tubos igual a la del inciso anterior. Escriba la reacción química que se ha efectuado. Esta será su serie testigo en este y los experimentos siguientes. c) Observe y anote. ¿Todos los metales pesados tienen el mismo efecto precipitante?. d) Repita los incisos b y c utilizando AgNO3. (4) Caseína. Todos al 2%. Cuestionario 1. 2. e) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación. (3) Gelatina.Escuela Superior de Medicina
solución o la formación de un precipitado negro. A continuación añada a cada tubo exceso de FeCl3 (5 gotas más) si no ocurre precipitación compruebe el pH. Cuestionario 1. Escriba algunas sustancias que pueden interferir en esta reacción Resumen de propiedades químicas de aminoácidos Solución Ninhidrina Biuret Xantoprotéica Millon Aa azufrados Glicina Peptona Gelatina Caseína Albúmina Problema
Precipitación de proteínas por metales pesados
Material 6 tubos de ensayo Pipetas de 5 mL Reactivos FeCl3 (cloruro férrico) 3% AgNO3 2% HgCl2 (cloruro mercúrico) 2% Pb(CH3COO)2 2% Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2%
Desarrollo a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye numerados y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo. ¿Por qué?
. todos al 2%. indica la presencia de aminoácidos azufrados. e) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo. (5) Albúmina y (6) la sustancia problema.
3 mL de alcohol de 96° para estratificar. (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Su testigo negativo será la serie preparada en el inciso a del experimento anterior. c) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra al final del capítulo. a cada tubo. b) Añada 2 mL de CCl3COOH al 5%.
Precipitación por alcohol
Material 6 tubos de ensayo Pipetas de 5 mL Reactivos Alcohol de 96° Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2%
Desarrollo a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo. Cuestionario 1.
Material 6 tubos de ensayo Pipetas de 5 mL Reactivos CCl3COOH (ácido tricloroacético) 5% Peptona 2% Gelatina 2% Caseína 2% Albúmina 2%
Desarrollo a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue 2 mL de: (1) H2O como testigo negativo.Escuela Superior de Medicina
Precipitación de proteínas por ácidos fuertes. (2) Peptona. Anote el mecanismo del efecto desnaturalizante del CCl3COOH y. (3) Gelatina.
. Todos al 2%. (2) Peptona. de cualquier ácido. Todos al 2%. Anote si se presenta turbidez o precipitación en todos los tubos. (3) Gelatina. c) Anote sus resultados en la tabla resumen que se encuentra a continuación. agregue resbalando cuidadosamente por la pared. y observe lo que ocurre en la interfase. en general. b) A cada tubo. (4) Caseína. (5) Albúmina y (6) la sustancia problema. Su testigo negativo será la serie preparada en el inciso a del experimento de precipitación por metales pesados. Cuestionario 1. (4) Caseína.
Agente Solución Peptona Albúmina Gelatina Caseína Problema Fe Hg Pb Ag CCl3COOH Alcohol
Se observará la aparición de un color rojo. 3. coloque 100 mL de H2O destilada. de 100 mL. con base en la ley de Acción de Masas.Escuela Superior de Medicina
Material 1 vaso de precipitados de 500 mL 4 vasos de pp. más 1 mL de solución de NH4SCN 0.2M Solución M. 2. de 100 mL Probeta de 100 mL Pipetas de 1 mL Reactivos NH4SCN (sulfocianuro de amonio) 0. (testigo) 0.0 5.1N NH4Cl (cloruro de amonio) 3M H2O Destilada
Desarrollo a) En un vaso de precipitados de 500 mL.2M mL de NH4SCN 0. c) Agregue a cada vaso el volumen de la sustancia indicada en la tabla siguiente: vaso 1 2 3 4 0.) b) Numere cuatro vasos de pp. escriba la reacción química que se ha efectuado.2M FeCl3 0.R.2M en HCl 0.
Velocidad de descomposición del H2O2 y Orden de Reacción
Material Matraz Erlenmeyer de 250 mL Pipetas de 10 mL 5 Vasos de precipitados de 150 mL Probeta de 100 mL Reactivos 0.R.25g de KI (yoduro de potasio) sólido H2SO4 1:6 solución de Almidón Na2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0.5 1.1N. debido a la formación de Sulfocianuro férrico (Fe(SCN)3). Esta será la mezcla reaccionante (M.2 % H2O Destilada
Desarrollo a) En un matraz Erlenmeyer de 250 mL.2M en HCl 0. y agite vigorosamente hasta mezclar completamente.25 g de KI y añada 25 mL de solución de H2SO4 1:6 (DE UNA BURETA DE 50 mL QUE USARA TODO EL GRUPO) Agite hasta disolución completa y agregue 25 mL de H2O destilada para completar 50 mL.
.02N H202 (peróxido de hidrógeno) 0. coloque 0. y su dirección. Explique sus resultados.0 mL de NH4Cl 3M Color
Cuestionario 1. Para cada uno de los vasos. y coloque en cada uno.R. Esta solución se denominará "solución de HI (ácido yodhídrico)" y se utilizará en este experimento y los dos siguientes.2M y 1 mL de solución de FeCl3 0.0 mL de FeCl3 0. 25 mL de la M.5 1. Observe la intensidad de la coloración en cada vaso y anótela en la tabla.
5 5 Vaso 2 5 1.5 2 2. Después de que aparezca el color en cada vaso. Vaso 1 Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5 H2O2 0. 3.5 1 1.5 d) Utilizando un cronómetro. Reactivo Solución HI (mL) Na2S2O3 0.5 5 Vaso 5 5 1.02N (mL) Almidón (gotas) Vaso 1 5 1. b) Pre-incube la mezcla de reacción durante 10 minutos en baño maría a la temperatura que le indique su profesor (baño de hielo. Escriba las reacciones químicas que se han efectuado. 40 ó 60 ºC). mida la temperatura y el pH del contenido del mismo.5 1 c) Midiendo con la mayor precisión posible.02N H202 0. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descomposición del peróxido en mM/s. c) Midiendo con la mayor precisión posible.5 5
Agua destilado (mL) 3 2.2 % H2O Destilada
Desarrollo a) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso b del experimento de descomposición del H2O2.2% (mL) 0. hasta que en la solución aparezca un color azul. e) Escriba sus resultados en la tabla siguiente Vaso 1 Tiempo / segundos Temperatura/°C pH Cuestionario 1. Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5
Material Pipetas de 10 mL Pipetas de 5 mL 5 vasos de precipitados de 150 mL Reactivos Solución "HI" del experimento anterior solución de Almidón Na2S2O3 (tiosulfato de sodio) 0. 2.5 5 Vaso 4 5 1. Elabore la gráfica de velocidad de reacción en función de la concentración y determine el orden de reacción y la constante de velocidad específica.Escuela Superior de Medicina
b) Prepare una serie de vasos de precipitados de 100mL que contengan las cantidades de reactivo que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente.5 5 Vaso 3 5 1. mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del peróxido.5 2 1. agregue a cada vaso la cantidad de peróxido de hidrógeno que se indican en la tabla siguiente y mezcle completamente. sin sacar el vaso del baño maría. agregue a cada vaso la cantidad de H2O2 que se indica la tabla del inciso c del experimento de descomposición del H2O2.
Cinética Química y Catálisis mlvm / maov / 26
. en cada vaso.
02N H202 0.Escuela Superior de Medicina
d) Utilizando un cronómetro. mida el pH del contenido del mismo.2 % H2O Destilada
Desarrollo a) Prepare una serie de cinco vasos de precipitados como se indica en la tabla del inciso b del experimento de descomposición del H2O2. b) Añada a los vasos 5 mL de la solución de HCl que le indique su profesor (HCl 0. HCl 0. agregue a cada vaso la cantidad de H2O2 que se indica la tabla del inciso c del experimento de descomposición del H2O2.01N. e) Escriba sus resultados en la tabla siguiente Vaso 1 Tiempo / segundos Temperatura/°C Cuestionario 1. Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5
. mida la temperatura del contenido del mismo. Elabore la gráfica de velocidad de reacción en función de la concentración y determine el orden de reacción y la constante de velocidad específica a la temperatura asignada. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descomposición del peróxido en mM/s. c) Midiendo con la mayor precisión posible. Elabore la gráfica de velocidad de reacción en función de la concentración y determine el orden de reacción y la constante de velocidad específica al pH asignado.1N ó HCl 1N). Después de que aparezca el color en cada vaso. 3. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo elabore la grafica de velocidad específica en función de la Temperatura y determine la energía de activación. Vaso 2 Vaso 3 Vaso 4 Vaso 5
Efecto del pH sobre la velocidad de una reacción química. Después de que aparezca el color en cada vaso. 2. en cada vaso. e) Escriba sus resultados en la tabla siguiente Vaso 1 Tiempo / segundos pH Cuestionario 1. d) Utilizando un cronómetro. mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del peróxido. Con los datos del experimento calcule la concentración mM y la velocidad de descomposición del peróxido en mM/s. hasta que en la solución aparezca un color azul. mida el tiempo transcurrido desde que se inicia la adición del peróxido.
Material Pipetas de 10 mL Pipetas de 5 mL 5 vasos de precipitados de 150 mL Reactivos Solución "HI" del experimento anterior solución de Almidón Na2S2O3 0. hasta que en la solución aparezca un color azul. en cada vaso. 2.
f) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de Cu2O (óxido cuproso). A partir de las reacciones químicas. d) Añada a cada tubo 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling “B” y mezcle completamente.9 para el H2SO4 1:6 y 2. explique el efecto del pH sobre la velocidad de esta reacción. c) Neutralice el ácido de los tubos 1 y 3. Anote sus resultados en la tabla siguiente. ¿Actúa el ácido sulfúrico como catalizador? ¿Por qué? 1 2 3 4
. (la normalidad aproximada de las soluciones es de 5. Compruebe que se ha neutralizado el ácido. usando papel indicador de pH.Escuela Superior de Medicina
3. 4. Recuerde mezclar completamente el contenido de los tubos después de añadir cada reactivo. durante 15 minutos. Tubo Resultado Cuestionario 1. añadiendo 12 gotas de NaOH 10%.
Efecto de un catalizador inorgánico sobre la velocidad de hidrólisis de la Sacarosa
Material Pipetas de 10 mL Pipetas de 5 mL 5 tubos de ensayo Baño María a Ebullición Reactivos Sacarosa 0. Con los valores de velocidad específica de todo el grupo elabore la grafica de velocidad específica en función del pH. Anote la reacción de Fehling. Tubo Sacarosa 0. añada más gota de NaoH 10%.5 para el NaOH 10%). sus resultados y conclusiones. durante 5 minutos. siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente.05M H2SO4 1:6 NaOH 10% Solución de Fehling “A" Solución de Fehling "B" H2O Destilada
Desarrollo a) Prepare cuatro tubos de ensayo. e) Coloque todos los tubos en un Baño María a ebullición.05 M / mL H2O destilada / mL 1 5 2 5 3 5 4 5
H2SO4 1:6 / gotas 6 6 b) Coloque todos los tubos en un Baño María a ebullición. 2. Sí es necesario.
h) Anote sus resultados en la siguiente tabla: Tubo Resultado Cuestionario 1. reguladora. siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente.1N Regulador de CH3COONa pH = 4.1N / mL H2O destilada / mL 1 5 2 5 5 5 3 4
Sol. anote sus observaciones. durante 5 minutos. f) Coloque todos los tubos en Baño María a ebullición. c) Añadir a todos los tubos 0. e) Añada a todos los tubos 2 mL de Reactivo de Fehling “A” y 2 mL de Reactivo de Fehling “B” y mezcle completamente. Tubo Solución Sacarosa 0. Compare los resultados con los del experimento anterior.2 mL de solución de Invertasa. pH = 4. d) Incubar todos los tubos a 40° durante 15 minutos.7 Solución de Invertasa Solución de Fehling “A" Solución de Fehling "B" H2O Destilada
Desarrollo a) Prepare cuatro tubos de ensayo. Recuerde mezclar completamente el contenido de los tubos después de añadir cada reactivo.7 1 1 b) Preincubar todos los tubos en Baño María a 40° durante el tiempo que sea necesario para que la solución alcance la temperatura de 40°. 1 2 3 4
Efecto de un catalizador biológico sobre la velocidad de degradación de la Sacarosa
Material Pipetas de 10 mL Pipetas de 5 mL 5 tubos de ensayo Baño María a 40 °C Baño María a Ebullición Reactivos Sacarosa 0. g) Esta prueba se considera positiva con la presencia de precipitado rojo de óxido cuproso. mezclar completamente y volver a colocar los tubos en el Baño Maria.
b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que antes de colocarle la enzima. Esta es la solución de Enzima que se usará en todos los experimentos.5 0.5-dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de color.Escuela Superior de Medicina
Preparación de la solución de Amilasa
Material Matraz aforado de 100 mL Una Pipeta de 10 mL Vaso de precipitados de 100 mL Baño de hielo Reactivos Regulador de fosfatos pH 7 Amilasa en polvo
Desarrollo a) En un vaso de precipitados.5 0.5
.5 1.5 0.5 0.5 0. disuelva la enzima que le proporcionen. Solución 1 t(-) 2 3 5 6 7 Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.
Material 7 tubos de ensaye 2 pipetas de 1 mL 2 pipetas de 5 mL 1 vaso de precipitados de 600 mL 2 tubos Klett Reactivos Solución de enzima Sustrato de almidón Regulador de fosfatos de pH 7 Ácido 3.5 0. en la mínima cantidad posible de regulador de fosfatos de pH 7.5 1. empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero.5 1.
Cinética Enzimática mlvm / maov / 30
Tubo 4 0. se le agrega 1 mL de ácido 3.5 0. b) Conserve esta solución en baño de hielo. Vacíe la solución a un matraz aforado de 100 mL y afore con solución reguladora.5 0.5-dinitrosalicílico Agua destilada
Desarrollo a) Prepare una serie de 7 tubos siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente.5 0.5 (b) 0.02M pH = 7 Agua destilada 3 3 3 3 3 3 3 Preincubar 5 minutos a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°C Ácido 3.5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 Baño María ebullición por 10 minutos c) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición.5 1.5 Incubar 15 minutas a: 20°C 0°C 20°C 40°C 50°C 60°C 92°C Ácido 3.5 1. Recuerde mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.5 0.5-dinitrosalicílico 1 Enzima 0.5 0.5 1. los tubos se enfrían al chorro de agua y se leen en el espectrofotómetro a 540 nm.5 Solución reguladora de fosfatos 1.
los tubos se enfrían al chorro de agua y se leen en el espectrofotómetro a 540 nm. e) Convierta la Densidad óptica en concentración molar de azucares reductores [AR].5 (b) 0. de Fosfato 7 5 6 7 8 9 0.
Material 6 tubos de ensaye 2 pipetas de 1 mL 2 pipetas de 5 mL 1 vaso de precipitados de 600 mL 2 tubos Klett Reactivos Solución de enzima Sustrato de almidón Regulador de fosfatos de pH 5. Sí es necesario.5 0.5-dinitrosalicílico Agua destilada
Desarrollo a) Prepare una serie de 6 tubos.5 0. siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente. se le agrega 1 mL de ácido 3. Reg. antes de leer. 6. empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero. 7.5 dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de color.5 0. es necesario diluir la mezcla reaccionante 1 a 6 con agua destilada (1 mL de solución más 5 de agua).5 0. d) En caso de que las lecturas salgan de la escala.05M a pH de Preincubar 5 minutos a 40°C Ácido 3.2M y NaCl 0. En la gráfica obtenida. ubique la temperatura óptima de la enzima. multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6) f) Escriba sus resultados en la tabla siguiente.5 Incubar 15 minutos a 40° C Ácido 3.5 0.5 0. antes de leer.5 0. 9 Ácido 3.5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 Baño María ebullición por 10 minutos c) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición. es necesario diluir la mezcla reaccionante 1 a 6 con agua destilada (1 mL de solución más 5 de agua).5 0.
Cinética Enzimática mlvm / maov / 31
. Elabore la gráfica de [AR] en función de la Temperatura 2. Tubo Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5 0. b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que antes de colocarle la enzima. Tubo Densidad óptica [AR] 1 0 0 2 3 4 5 6 7
Cuestionario 1. usando la curva tipo que se le proporcionará. 8.
Efecto del pH sobre la actividad enzimática.Escuela Superior de Medicina
d) En caso de que las lecturas salgan de la escala.5-dinitrosalicílico 1 Enzima 0. Recuerde mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.5 4 mL de Sol.
Cinética Enzimática mlvm / maov / 32
.5 7 5.5 3. pH = 7
Preincubar 5 minutos a 40°C Ácido 3.5 (b) 0.0 1.5 0.5 0. Tubo Densidad óptica [AR] 1 0 0 2 3 4 5 6
Cuestionario 1.5 0. usando la curva tipo que se le proporcionará.
Material 9 tubos de ensaye 2 pipetas de 1 mL 2 pipetas de 10 mL 1 vaso de precipitados de 600 mL 2 tubos Klett Reactivos Solución de enzima Sustrato de almidón Regulador de fosfatos de pH 7 Ácido 3. usando la curva tipo que se le proporcionará.5 Incubar 15 minutos a 40°C Ácido 3.0 3. es necesario diluir la mezcla reaccionante 1 a 6 con agua destilada (1 mL de solución más 5 de agua).5
Sustrato (8 mg/mL) Sol. antes de leer. se le agrega 1 mL de ácido 3. Sí es necesario. Elabore la gráfica de [AR] en función del pH 2. Solución de Almidón 1 t(-) 7. siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente.
Efecto de la concentración de sustrato sobre la velocidad de una reacción enzimática.0 5.0 6.0 2.5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 1 1 1 Baño María a ebullición por 10 minutos c) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición. e) Convierta la Densidad óptica en [AR]. los tubos se enfrían al chorro de agua y se leen en el espectrofotómetro a 540 nm.5 6 4. ubique el pH óptimo de la enzima.Escuela Superior de Medicina
e) Convierta la Densidad óptica en [AR].0 3 1.5 0.5 2 0. Reg.02M.5-dinitrosalicílico Agua destilada
Desarrollo a) Prepare una serie de 9 tubos.5 0.0 4.5 7.5 0.5 0. b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que antes de colocarle la enzima. multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6) f) Escriba sus resultados en la tabla siguiente. de Fosfato 0.5 9 7.5 0.5 8 6. empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero. d) En caso de que las lecturas salgan de la escala. Recuerde mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo.5 dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de color.5 0. En la gráfica obtenida.5 Tubo 4 5 2.5-dinitrosalicílico 1 Enzima 0.
5 0. empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero.6 4. Tubo Lectura Densidad óptica {AR] 1 0 0 2 3 4 5 6 7 8 9
Cuestionario 1.8 4.4 4.8 1.5-dinitrosalicílico 1 1 1 1 1 Baño María a Ebullición por 10 minutos c) Después de los 10 minutos en baño María a ebullición. los tubos se enfrían al chorro de agua y se leen en el espectrofotómetro a 540 nm.Escuela Superior de Medicina
es necesario.4 0. en estas condiciones. usando la curva tipo que se le proporcionará.
Material 6 tubos de ensaye 1 pipetas de 1 mL 2 pipetas de 5 mL 1 vaso de precipitados de 600 mL 2 tubos Klett Reactivos Solución de enzima Sustrato de almidón Regulador de fosfatos de pH 6. e) Convierta la Densidad óptica en [AR].02M pH=7 1 1 1 1 1 1 H2O destilada 3. Sí
Cinética Enzimática mlvm / maov / 33
.5 0. Tubo Solución 1 t(-) 2 3 4 5 6 Sustrato de Almidón (8 mg/mL) 0.5-dinitrosalicílico 1 Enzima 1. Elabore la gráfica de [AR] en función de [S] en mg/mL. es necesario diluir la mezcla reaccionante 1 a 6 con agua destilada (1 mL de solución más 5 de agua).5-dinitrosalicílico Agua destilada
Desarrollo a) Prepare una serie de 6 tubos. siguiendo las instrucciones de la tabla siguiente.4 Preincubar 5 minutos a 40°C Ácido 3. d) En caso de que las lecturas salgan de la escala.9 4. Recuerde mezclar perfectamente los tubos al añadir cada reactivo. Determine los valores de KM y VMAX para el sistema.5 Sol.5 0.5 0.Reg.5 dinitrosalicílico que actúa como inhibidor y como revelador de color. se le agrega 1 mL de ácido 3.2 3.9 Ácido 3. antes de leer.6 (b) 0. b) El tubo 1 será el testigo negativo t(-) por lo que antes de colocarle la enzima.2 0.5 0.6 Incubar 15 minutos a 40°C Ácido 3. de Fosfato 0.1 0. 2. multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6) f) Escriba sus resultados en la tabla siguiente. KM = ____________mg de Almidón/L VMAX = ______________[AR]/min
Efecto de la concentración de enzima sobre la velocidad de una reacción enzimática.
multiplique la concentración calculada por la dilución (por 6) f) Escriba sus lecturas en la tabla siguiente. Trace la gráfica de [AR] en función de [E] en mg/mL 2. Calcule el Número de Recambio de la enzima. en el experimento.
es necesario. Tubo Densidad óptica [AR] 1 0 0 2 3 4 5 6
Material 3 tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 600 mL Desarrollo a) Coloque en un tubo de ensaye: 0.1 g de un carbohidrato. Sacarosa. Agitar enérgicamente y tapar el tubo. agitando ocasionalmente. retire el tubo del Baño María y déjelo reposar en frío c) Anote el tiempo de cristalización y si fue en frío o en caliente. 3. Cuestionario 1.3 g de acetato de sodio cristalizado y 4 mL de agua. más 0. b) Coloque el tubo en baño María a ebullición. con un tapón de papel.2 g. que permita la salida de vapor. más 0. de clorhidrato de Fenilhidrazina. Dibuje los esquemas correspondientes.Escuela Superior de Medicina
Determinación de la estructura cristalina de glúcidos. Celulosa y el resto que le sean proporcionados.
Propiedades de Glúcidos mlvm / maov / 35
Reactivos Glúcido en sólido Clorhidrato de Fenilhidrazina Acetato de Sodio Agua destilada
. Anote los glúcidos que presenten estructura cristalina. ¿Qué relación existe entre la estructura de un glúcido y su peso molecular?. Sí en 20 minutos de calentamiento. Almidón.
Material Microscopio Portaobjetos Reactivos Glucosa sólida Sacarosa sólida Almidón Celulosa
Desarrollo a) Examine al microscopio muestras sólidas de los siguientes glúcidos: Glucosa.
Glucosa Sacarosa Almidón Celulosa 2. Observe el tiempo que tardan en aparecer los cristales. no se han formado cristales.
Escriba la razón por la que Glucosa. Anote las soluciones que den positiva la reacción. Arabinosa (6) Sacarosa. Dibuje esquemas de cada uno de los cristales. Manosa y Fructosa forman la misma osazona. Escriba la reacción que se efectúa. (7) Almidón y (8) la muestra problema. 1 mL de H2SO4 concentrado. (5). (3) Glucosa.
Material 8 tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Reactivos Solución de Formaldehído Solución de Glucosa Solución de Fructosa Solución de Arabinosa Solución de Sacarosa Suspensión de Almidón Agua destilada Reactivo de Molisch-Udransky H2SO4 concentrado
Desarrollo a) Numere 8 tubos de ensaye. 2. 3 mL de las soluciones siguientes: (1) H2O destilada. b) Añada a todos los tubos. Escriba la reacción química que se efectúa.
Cuestionario 1. 2. (4) Fructuosa. en la tabla al final del capítulo. 6 gotas de reactivo de Molisch-Udransky (solución de alfa-naftol al 5% en alcohol) Mezcle completamente. Escriba si esta reacción se puede usar para diferenciar un glúcido de otro y porqué. La reacción es positiva si aparece en la interfase un anillo de color violeta (NO café) Cuestionario 1. c) Posteriormente añada a todos los tubos. 3. inclinando el tubo y dejando resbalar cuidadosamente el ácido por las paredes para estratificar. los cristales de osazona preparados por TODOS los equipos del grupo. (2) Formaldehído.
d) Observe al microscopio. y coloque.
la reacción es positiva si se forma un precipitado rojo ladrillo de Óxido cuproso (Cu2O) Cuestionario 1. 3 gotas de las soluciones de: (1) H2O destilada. Mezcle completamente. Escriba la reacción química que se efectúa. b) Coloque en el tubo respectivo. 3.
Material 6 tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 600 mL Reactivos Solución de Glucosa Solución de Arabinosa Solución de Lactosa Solución de Maltosa Reactivo de Barfoed Agua destilada
. (3) Glucosa. 2. Arabinosa (6) Sacarosa. y coloque en cada uno. Mencione 3 sustancias que usted considere puedan dar positiva la reacción de Fehling y no sean azúcares. 2 mL de solución A y 2 mL de la solución B del reactivo de Fehling. Anote por que algunos azúcares dan negativa la reacción. (5). d) Deje enfriar los tubos a temperatura ambiente (no enfriar con agua). (4) Fructuosa. 4. c) Coloque los tubos en baño María a ebullición durante 3 minutos. Anote sus resultados en la tabla al final del capítulo. (2) Formaldehído.Escuela Superior de Medicina
Material 8 tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 600 mL Reactivos Solución de Formaldehído Solución de Glucosa Solución de Fructosa Solución de Arabinosa Solución de Sacarosa Suspensión de Almidón Solución A de Fehling Solución B de Fehling Agua destilada
Desarrollo a) Numere 8 tubos de ensaye. (7) Almidón y (8) la muestra problema.
¿Qué diferencia hay en el tiempo de reacción de Monosacáridos y Disacáridos? 3. En la tabla al final del capítulo. Agite enérgicamente los tubos y deje reposar. d) Diluya cada tubo con 10 mL de H2O destilada y agregue 5 mL de butanol. Lactosa (5) Maltosa y (6) la muestra problema. ¿Cuál es la diferencia entre pentosas y hexosas?
Reactivos Solución de Glucosa Solución de Fructosa Reactivo de Seliwanoff Agua destilada
. (4). inmediatamente retire el tubo de la flama. Anote sus resultados en la tabla al final del capítulo. 1 mL de la solución correspondiente: (1) H2O destilada. 2. (3) Arabinosa y (4) la muestra problema. en cada uno coloque. Mida el tiempo que tarda en aparecer el color.Escuela Superior de Medicina
Desarrollo a) Numere 6 tubos de ensaye y agregue a cada uno 3 mL de reactivo de Barfoed. 2. b) Coloque en los tubos. (2) Glucosa. (2) Glucosa. 3 mL del reactivo de Bial. Escriba la reacción química que se efectúa.
Material 4 tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 600 mL Reactivos Solución de Glucosa Solución de Arabinosa Reactivo de Bial Butanol Agua destilada
Desarrollo a) Numere 4 tubos de ensaye GRANDES. (3) Arabinosa. Escriba la reacción química que se efectúa. cuando se inicie la ebullición. anote el tiempo que tarda en aparecer un precipitado color. c) Coloque los tubos en baño María a ebullición. 3. c) Caliente los tubos ligeramente sobre la flama del mechero. rojo de óxido cuproso. 0. ¡¡¡ PRECAUCIÓN !!! b) Añada a los tubos. Cuestionario 1.2 mL de la solución correspondiente: (1) H2O destilada. Cuestionario 1.
es característica para cualquier polisacárido. Cuestionario 1. b) Coloque en los tubos 2 mL de: (1) H2O destilada. en la tabla al final del capítulo. Cuestionario 1. c) Añada a cada tubo una gota de Lugol y mezcle.Escuela Superior de Medicina
Desarrollo a) Numere 4 tubos de ensaye. Anote cual glúcido cambió de color en la tabla al final del capítulo. e) Continúe calentando durante 5 minutos y anote el tiempo al que se observa el cambio de color. exactamente 60 segundos. c) Agregue a cada tubo. (2) Glucosa. anote el color que se produce. 2. 2. b) Coloque en los tubos 1 mL de la solución correspondiente: (1) H2O destilada. Escriba porqué el complejo almidón-yodo es termolábil. (3) Fructosa y (4) la muestra problema. d) Caliente todos los tubos en baño María a ebullición. 0. Anote si la reacción del Lugol. 3. (2) Almidón. y déjelos enfriar nuevamente observando lo que ocurre con la coloración durante el calentamiento y después de este. ¿Cuál es la diferencia entre cetosas y aldosas?
Material 4 tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 600 mL Desarrollo a) Numere 4 tubos de ensaye.5 mL del reactivo de Seliwanoff. Escriba la reacción que se efectúa. Reactivos Solución de Almidón Solución de Glucógeno Lugol Agua destilada
. (3) Glucógeno y (4) la muestra problema. Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo. d) Caliente los tubos en Baño María a ebullición. e) Escriba sus resultados en la tabla al final del capítulo.
GLÚCIDO Formaldehído Glucosa Fructosa Arabinosa Sacarosa Lactosa Maltosa Almidón Glucógeno Problema
f) Oxidación de la sal ferrosa a sal férrica. Se coloca en una cápsula de porcelana 1 mL de solución de FeSO4 y unas gotas de K3[Fe(CN)6] 0. d) Prueba para sales ferrosas.5% KMnO4 0. En otra cápsula de porcelana. ¿Qué gas es el que escapa durante la disolución del Hierro? 2. Coloque en un matraz Erlenmeyer 10 mL de la solución de FeSO4 y 3 mL de H2SO4 1 N. mezcle enérgicamente para tratar de disolver el hierro (lo más posible). Si el KMnO4 es capaz de oxidar al FeSO4 ¿Qué compuesto se reduce? 4.1M
Desarrollo a) Coloque en un matraz provisto de tapón con válvula de Bunsen abierta. antes de calentar. h) Anote sus resultados en la siguiente tabla. Si es necesario añada más ácido. 3. g) Para comprobar el paso de sal ferrosa a sal férrica. coloque 1 mL de la solución de FeSO4 y unas gotas de solución de KSCN 0. c) Enfríe al chorro del agua en la tarja. disuelva el residuo de FeSO4 (sulfato ferroso). repita las reacciones de los incisos (d) con K3[Fe(CN)6] 0.1M hasta que persista un color rosa muy pálido.5%.5 g de fibra de Fe H2SO4 al 10% agua destilada K3[Fe(CN)6] (ferricianuro de potasio) 0. agregue gota a gota KMnO4 0. en cada caso.5% KSCN (sulfocianuro de potasio) 0. b) Caliente a ebullición hasta la disolución del Fe. en 50 mL de agua destilada.Escuela Superior de Medicina
Oxidación por pérdida de electrones
Material 2 Matraces Erlenmeyer de 250 mL Tapón con válvula de Bunsen Pipeta 10 ó 5 mL Pipeta 1 mL 2 Cápsulas de porcelana 1 Probeta de 50 mL Reactivos 0. K3[(Fe(CN)6)] KSCN
. un color rojo es indicio de la presencia de sales férricas. caliente a ebullición (evitando que se evapore) y en caliente. e) Prueba para sales férricas. La obtención de una coloración ó precipitado azul indicará la presencia de sales ferrosas. Escriba la reacción de oxido-reducción efectuada.5%.5%.5% y (e) con KSCN 0. Escriba las reacciones químicas. Soluciones de: FeSO4 Fe2(SO4)3 Cuestionario 1.5 g de fibra de Fe y 15 mL de H2SO4 al 10%. 0. evitando que se evapore completamente la mezcla.
Escriba la reacción química que se ha efectuado. sin agitarlos y a temperatura ambiente.Escuela Superior de Medicina
Oxidación por deshidrogenación
Material 7 tubos de ensaye 3 pipetas de 5 mL Reactivos azul de metileno diluido Na2S2O4 (hidrosulfito de sodio) vaselina H2O2 0. 4 y 5 se someten a los tratamientos indicados en la tabla siguiente.4% FeCl3 1%
Desarrollo a) Prepare una serie de 7 tubos de ensaye y numérelos.15 M Hielo
Desarrollo a) Mate una rata. b) Añada a cada uno. d) El tubo 1 es el testigo en reposo. TUBO 6 7
TRATAMIENTO H2O2 0. no debe estar turbia. Tubo 1 2 3 4 5
Tratamiento Reposo 0. diseque el hígado y el corazón y manténgalos en baño de hielo hasta el momento de utilizarlo. c) Agregue a cada uno de los tubos.
Obtención de la fracción mitocondrial del tejido
Material Estuche de disección Mortero Tubos de centrifuga Centrífuga pipetas de 5 y 10 mL Reactivos KCl (cloruro de potasio) 0.4% FeCl3 1%.
Oxidaciones Biológicas mlvm / maov / 42
. 5 mL de la solución de azul de metileno diluido.5 mL vaselina Baño de hielo Baño María a Agitación estratificando ebullición Tiempo f) A los tubos 6 y 7. 3. No de Gotas Cuestionario 1. contando el número de gotas necesario para que recuperen el color azul. a temperatura ambiente anote el tiempo que tarda en recuperar el color azul e) Los tubos 2. cuente el número de gotas necesario para decolorar completamente la solución de azul de metileno. Anote el tiempo necesario para que recuperen el color azul en la tabla. anote el resultado en la tabla. gota a gota una solución recién preparada de Na2S2O4. agregue los reactivos indicados en la tabla siguiente.
Determinación de la actividad de Deshidrogenasa Succínica
Material 8 tubos de ensaye 5 pipetas de 5 mL Reactivos Azul de metileno 0.5 0. d) Centrifugue el homogeneizado en frío. g) De los tubos de centrífuga. como se indica en la tabla siguiente.1M Malonato de sodio 0. etiquetado como "SUSPENSIÓN DE HÍGADO" o “SUSPENSIÓN DE CORAZÓN”. e) Decante el sobrenadante en un recipiente limpio y FRÍO. y deseche el residuo.0 0.3 0. f) Vuelva a centrifugar el sobrenadante.0 0.5 0.5 0. fraccione la muestra finamente con tijeras y prepare un homogeneizado en un mortero FRIÓ.0 1.5
Mezclar bien y preincubar a 37° por 10 minutos
b) Mezcle enérgicamente el contenido de cada tubo y añada.0 0. observe el color de los tubos al inicio del experimento y anote sus lecturas respecto a los cambios de coloración.5 0.5 0.0 1. pero ahora a 3000 rpm por 15 minutos.15M FRIÓ por cada gramo de tejido.0 0.5 5 0. TUBO Reactivos en mL Azul de metileno 0.5 0.3 0.15M igual al del sobrenadante. NO AGITE LOS TUBOS DESPUÉS DE AÑADIR LA VASELINA.0 1.1M H2O destilada Suspensión de Hígado o Corazón Sobrenadante de Hígado o Corazón 1 0. 1 mL de vaselina para formar una capa sobre la solución.0 0. i) El precipitado de la última centrifugación (inciso g) se suspende en un volumen de KCl 0.5 0. decante el sobrenadante en un recipiente limpio y guarde el precipitado para usarlo más adelante.5 0. resbalando por la pared.1 M Agua destilada Suspensión de Hígado o Corazón Sobrenadante de Hígado o Corazón
a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye.0 0.5 0.
Oxidaciones Biológicas mlvm / maov / 43
.5 6 0.0 2 0. c) Mantenga los tubos en incubación en Baño María a 37C.0 1.5 0.3 0.3 0.002M Succinato de sodio 0. a 500 rpm por 15 minutos.3 0.5 0.5 0.1 M Malonato de sodio 0.3 0. y también se conserva en frío.5 0. c) Trabajando en baño de hielo. (inciso i) h) Etiquete el recipiente con sobrenadante como "SOBRENADANTE DE HÍGADO" o “SOBRENADANTE DE CORAZÓN” según corresponda y consérvelo en frío.002 M Succinato de sodio 0.0 4 0. añadiendo 9 mL de KCl 0.Escuela Superior de Medicina
b) Pese los órganos extraídos y manténgalo en baño de hielo.0 0.0 3 0. en los tiempos señalados en el cuadro siguiente.
MATERIAL 6 tubos de ensaye 4 pipetas 5 mL REACTIVOS alfa-Naftol 0. VENENO NO PIPETEAR!!! Sobrenadante de Hígado o Corazón Suspensión de Hígado o Corazón 1 1 1 0. d) Resuma sus datos en la tabla siguiente.01% ((0.5
Mezclar bien y preincubar a 37° por 10 minutos 0. Describa como actúa el Malonato de sodio.5 mL = 16 GOTAS) ¡¡¡PELIGRO.15% H2O destilada KCN 0.5 0.5 0.0 6 0.5 0.01% Agua destilada Suspensión de Hígado o Corazón Sobrenadante de Hígado o Corazón
Desarrollo a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente: TUBO No Reactivos en mL alfa-Naftol 0.5 0.5 1.0 2 0.Escuela Superior de Medicina
Tubo No Tiempo / minutos 0 15 30 60 Cuestionario 1.5 4 0.
.15 % en Etanol 10% Dimetil-para-Fenilendiamina 0. 1 2 3 4 5 6
Determinación de la actividad de Citocromo-Oxidasa. 2. a los 15.15 % en etanol al 10% dimetil-para-fenilendiamina 0.5 0.0 3 0.5 2. en el inicio. 30 y 60 ó más minutos.0 5 0. c) Observe cualquier cambio de color.15 % KCN (cianuro de potasio) 0.5 1
b) Mantenga los tubos en incubación en Baño María a 37C. Escriba en cuál de las preparaciones de hígado o corazón considera usted que se encuentran las mitocondrias y por qué.5 0.5 0.5 1.5 0. agitándolos con frecuencia.5 2.
4. 3.Escuela Superior de Medicina Tubo No Tiempo / minutos 0 15 30 60 1 2 3 4
Cuestionario 1. 2. Escriba la razón por la que no se usó vaselina en este experimento. Escriba el nombre del inhibidor para cada enzima. Anote la fracción en que se encontraron las enzimas y cual es la razón. Describa la reacción química que se ha efectuado.
2.Escuela Superior de Medicina
Reacción de Hanus o Índice de yodo
Material 5 Tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Reactivos Cloroformo Aceite de algodón 10% en Cloroformo Aceite de cártamo10% en Cloroformo Monoestearil glicerol10% en Cloroformo Reactivo de Hanus
Desarrollo a) Numere 5 tubos de ensaye. Escriba la razón por la que se utiliza como índice. Anote en la tabla siguiente. 3. limpios y secos. cada 30 min (durante 2 horas) el grado de decoloración de cada tubo. con respecto al testigo negativo de cloroformo. Tubo No REACTIVO (mL) Cloroformo Aceite de algodón en cloroformo Aceite de cártamo en cloroformo Monoestearil-glicerol en cloroformo Lípido problema en cloroformo 5 gotas de reactivo de Hanus Cubrir con aluminio SI SI SI SI SI SI SI SI 1 (t-) 6 6 6 6 6 SI SI MEZCLAR ENÉRGICAMENTE Cuestionario 1. prepare las mezclas que se describe en la tabla siguiente. Escriba la reacción química que se lleva a cabo. el grado de decoloración de la solución. TIEMPO / minutos Lípido Lípido problema Aceite de Algodón Aceite de Cártamo Monoestearilglicerol 30 60 90 120 2 3 6 5
Extracción de lípidos de Cerebro.
Material 5 g de cerebro Mortero con mano 2 Tubos de centrífuga Pipeta Pasteur Pipetas de 5 mL Reactivos mezcla cloroformo-metanol-HCl (200:100:1) HCl 1N
Desarrollo a) Triture perfectamente 5 g de cerebro, en un mortero con 15 mL de una mezcla de cloroformo-metanol-ácido clorhídrico (200:100:1) por 10 minutos. b) Agregue 3 mL de HCl 1N, mezcle completamente y centrifugue a 2000 r.p.m. durante 10 minutos. c) Separe la fase metanólica (transparente), decantándola con cuidado a un tubo de ensaye, rotule para uso posterior. d) La fase clorofórmica (café claro), la obtendrá, perforando con un hisopo de madera la capa intermedia (sedimento) y por el orificio que se forma, introducir cuidadosamente una pipeta Pasteur para tomar el líquido que se encuentra en la parte inferior del tubo y rotule para su uso posterior. Deseche el sedimento.
Identificación de fosfolípidos de cerebro por cromatografía en capa fina.
Material Placa de cromatografía Pipeta Pasteur Cámara de cromatografía Desarrollo a) En un tubo de ensaye coloque 0.5 mL del líquido de la fase clorofórmica obtenida en la extracción de lípidos del cerebro, y agréguele 0.5 mL de Cloroformo. b) Utilizando una pipeta Pasteur, aplique 1 gota de esta dilución en 3 puntos equidistantes en una cromatoplaca previamente preparada, a 2 cm de altura de la base. c) Permita que el Cloroformo se evapore e introduzca la placa en una cámara de cromatografía que contenga como solvente de elusión, una mezcla de cloroformo– metanol-ácido acético-agua (65: 25:8:4) d) Deje desarrollar el cromatograma hasta que el solvente alcance el frente del solvente ya marcado; saque la placa de la cubeta y déjela secar. e) En esta forma se tendrán 3 cromatogramas en la misma placa, los cuales se rocían con Ninhidrina, que revela fosfoaminolípidos.
Propiedades de Lípidos mlvm / maov / 47
Reactivos Cloroformo Fase clorofórmica Ninhidrina
f) Coloque la placa de cromatografía tratada en el horno a 100C, por 10 minutos para efectuar la reacción. Cuestionario 1. Calcule los valores de Rf de cada una de las manchas, identifíquelas (con respecto a los valores conocidos que se le proporcionen para las diferentes fracciones), anotándolas en una tabla.
Identificación de cerebrósidos.
Material 1 Tubo de ensaye Pipetas de 5 mL Desarrollo 1. Utilizando 1 mL del líquido de la fase metanólica, obtenido en la extracción de lípidos de cerebro, trate de demostrar la presencia de cerebrósidos utilizando la reacción de Molisch-Udransky cuya técnica y fundamento fue descrito en la práctica de Glúcidos. Cuestionario 1. Anote el resultado. 2. ¿Qué porción de los cerebrósidos se identifica con esta reacción? Reactivos Fase metanólica Reactivo de Molisch-Udransky H2SO4 concentrado
Reacción de la Acroleína. Identificación de acilglicéridos.
Material 3 Tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Reactivos Glicerina Aceite de algodón KHSO4 (bisulfato de potasio)
Desarrollo a) Coloque en 3 tubos de ensaye limpios, secos y numerados un poco de KHSO4. b) Añada al tubo 1, 5 gotas de glicerina, al tubo 2, 5 gotas de aceite de algodón, cártamo o girasol (sin solvente) y al tubo 3, 5 gotas del lípido problema. c) Caliente cuidadosamente y huela indirectamente los vapores. Anote su resultado. Cuestionario 1. Se puede considerar esta reacción general para cualquier lípido, ¿Por qué? 2. Escriba la reacción que se ha efectuado.
Reacción de Liebermann-Burchards
Material 4 Tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Reactivos Cloroformo Colesterol en cloroformo Fase clorofórmica Anhídrido acético H2SO4 concentrado
Desarrollo a) Prepare 4 tubos de ensaye, siguiendo las instrucciones de la tabla. Tubo No REACTIVO (mL) Cloroformo Sol. Clorofórmica de colesterol puro Fase clorofórmica Problema Anhídrido acético. Usar en la campana H2SO4, ¡Precaución! deslizar por la pared lentamente Resultado Cuestionario 1. Observe los cambios de coloración que se producen con respecto al testigo negativo de cloroformo y anote sus resultados en la tabla. 1 1 1 1 1 1 1 (t-) 3 3 3 3 1 1 MEZCLAR COMPLETAMENTE 2 3 4
Grado de permeabilidad de una capa lipídica
Material Reactivos 4 Tubos de ensaye Azul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol Pipetas de 5 mL Azul de metileno más colesterol en Butanol Azul de metileno en Butanol extracto clorofórmico Desarrollo a) Evapore a sequedad 2 mL del líquido de la fase clorofórmica obtenida en la extracción de lípidos del cerebro. Evaporar agitando, o en Baño María, sin hervir. b) El residuo obtenido se disuelve con 2 mL de azul de metileno en butanol. Marque la muestra como Fosfolípidos en butanol. c) Prepare 4 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente. Las soluciones se agregan al agua, resbalando lentamente
Propiedades de Lípidos mlvm / maov / 49
procurando moverlos lo menos posible. 2. en cuanto al grado de difusión del azul de metileno. Anote a que se debe la diferencia. Tiempo (horas) Permeabili4 24 dad Final 1 5 2 ---Tubo No 2 3 5 5 -2 ----2 -4 5 --2
Reactivos Azul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol Azul de metileno más fosfolípidos en Butanol Azul de metileno más colesterol en Butanol Azul de metileno en Butanol
Cuestionario 1. 2. con respecto al tipo de lípido usado.Escuela Superior de Medicina
por las paredes del tubo. en la siguiente tabla. para estratificar. Escriba la relación que existe. e) Registre el grado de difusión del azul de metileno con respecto al tiempo. entre la difusión del colorante con respecto al grado de permeabilidad de las capas lipídicas utilizadas. Reactivos / mL Agua Azul de metileno más monoestearato de glicerilo en Butanol Azul de metileno más fosfolípidos en Butanol Azul de metileno más colesterol en Butanol Azul de metileno en Butanol c) Deje los tubos en reposo. 4 y 24 horas.
. d) Observe la difusión del azul de metileno después de que transcurran 1.
450 mL de solución reguladora de citratos-NaCl. h) Nuevamente tare los tubos y centrifugue el homogenizado a 8 000 r. procurando que la fase alcohólica quede en la parte superior.
Propiedades de Ácidos Nucleicos mlvm / maov / 51
.2 NaCl 2.6M frío y homogenice por agitación. j) Introduzca un agitador. i) El líquido sobrenadante con DNA. c) Coloque el homogeneizado en tubos de centrifuga adecuados y tárelos. continúe homogeneizando por 60 segundos.p. lave el residuo de la centrifugación anterior con 15 mL de solución reguladora de citratos.m. añádale 15 mL de NaCl 2. agitando hasta resuspender con ayuda de una agitador de vidrio. k) En la forma anterior recolecte todo el DNA que sea posible y transfiéralo a un frasco Gerber que contenga 10 mL de agua. con salientes pequeñas hasta el fondo del vaso de precipitados.p. esperando a que se homogeneice completamente el primero. pH 7. g) Al residuo de la segunda centrifugación de cada tubo. gírelo y extráigalo lentamente del vaso procurando enrollar sobre él las fibras de DNA precipitado. b) Ponga a funcionar la licuadora y vaya añadiendo los trozos de bazo congelado uno a uno. (El DNA debe disolverse) Esta es la solución problema para determinar DNA en el siguiente experimento.01 M en NaCl 0. f) Vuelva a tarar los tubos y nuevamente centrifugue por 5 minutos a 5 000 r.m. se desecha. por 30 minutos. El segundo sobrenadante también se desecha. en la centrifuga refrigerada) Deseche el sobrenadante y conserve el residuo 1.p. d) Centrifugue por 15 minutos a 5000 r. antes de añadir el segundo y así sucesivamente SIN QUE SE CALIENTE LA MEZCLA. Anote la razón de utilizar el bazo como fuente de DNA. 2. El residuo que contiene restos celulares y proteínas insolubles. 2 volúmenes de alcohol etílico al 95%. Elabore un esquema de las fibras de DNA obtenidas. se coloca en un vaso de precipitados de 150 mL y se añaden lentamente por la pared del vaso. Se deberá observar la formación de un precipitado blanco denso en la interfase.m. Una vez terminada la adición.Escuela Superior de Medicina
Obtención de DNA del bazo
Material 2 Tubos de centrífuga Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 500 mL Reactivos Bazo Solución reguladora de citrato 0. e) En cada tubo. Cuestionario 1.6 M alcohol etílico al 95%
Desarrollo a) Coloque en un vaso de licuadora frío. (si es posible.14 N. SE ROTULA Y SE GUARDA PARA LA OBTENCIÓN DEL DNA. El líquido sobrenadante contiene el DNA.
coloque 2 mL de solución patrón de DNA [1 mg/mL] d) Tubo 3. obtenida en la extracción del DNA del bazo. más 2 mL de solución patrón de DNA [0. Escriba la razón por la que se lleva a cabo la extracción a baja temperatura. g) Tubo 6. e) Tubo 4. AJUSTÁNDOLO A 0 CON EL TUBO 1. c) Tubo 2.25 mg/mL] y mezcle completamente. b) Tubo 1.
Identificación y Cuantificación de DNA. numerándolos. utilizar regulador de fosfatos para la extracción del DNA y ¿porqué? 4. a ebullición Enfriar 5 minutos en baño de hielo. TUBO No 1 (t-) DENSIDAD ÓPTICA (D. coloque 2 mL de H2O destilada.0 0. f) Tubo 5.Escuela Superior de Medicina
3.25 0. j) Anote sus resultados en la tabla siguiente. más 2 mL de la solución del Tubo 3 [0. coloque únicamente 2 mL de H2O destilada como testigo negativo.O. coloque 2 mL de H2O destilada.5 mg/mL] y mezcle completamente. Deseche 2 mL. más 2 mL de la solución del Tubo 4 [0.) Concentración (mg/mL) 0 0 1. coloque 2 mL de H2O destilada. coloque 2 mL de solución DNA problema.125 2 3 4 5 6 (p) 1(t-) 4 2 4 3 4 4 4 5 4 6 (p) 4
Material 6 Tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 500 mL 2 Tubos Klett Reactivos Solución patrón de DNA 1 mg/mL Solución DNA problema Reactivo de Dische
Desarrollo a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye. h) Para desarrollar color. siga las instrucciones de la tabla siguiente. Escriba si es conveniente o no. (color azul transparente) i) Mida la intensidad del color en el espectrofotometro a 600 nm.5 0. TUBO No Reactivo / mL Reactivo de Dische (en la campana extractora) Agitar vigorosamente Incubar 10 minutos en BAÑO MARÍA.125 mg/mL] y mezcle completamente.
(t(-). b) Tubo 1. e) Tubo 4. coloque 3 mL de H2O destilada. más 3 mL de solución del Tubo 4 [0.3 mg/mL Solución RNA problema Reactivo de Orcinol ácido Reactivo de Orcinol alcohol
Desarrollo a) Prepare una serie de 6 tubos de ensaye. a ebullición Incubar 5 minutos en baño de hielo (color verde esmeralda) i) Mida la intensidad del color en el espectrofotómetro a 660 nm.0375
5 0. AJUSTANDO A CERO CON EL TUBO 1. g) Tubo 6.O.4
Reactivo de Orcinol alcohol (en la campana extracto. únicamente 3 mL de H2O destilada.3 mg/mL] d) Tubo 3.15 mg/mL] y mezcle completamente. más 3 mL de solución del Tubo 3 [0. 2.4 0.4 0.O.15
4 0.Escuela Superior de Medicina
Cuestionario 1. Deseche 3 mL.075] y mezcle completamente.4 6 6 0. j) Anote sus resultados en la tabla siguiente. amarillo) c) Tubo 2. h) A continuación.
Identificación y Cuantificación de RNA
Material 6 Tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 500 mL 2 Tubos Klett Reactivos Solución patrón de RNA 0. coloque 3 mL de sol. de la solución problema y obtenga la concentración del DNA en mg/mL de la solución problema.4 0.O. Interpole el valor de D. f) Tubo 5. numerándolos.) Concentración (mg/mL)
2 0.0375] y mezcle completamente. más 3 mL de solución patrón de RNA [0. aplique a los tubos el tratamiento de la tabla siguiente. patrón de RNA [0. coloque 3 mL de H2O destilada.0. en función de la concentración de DNA en mg/mL. Reactivo / mL Reactivo de Orcinol ácido (en la campana extractora) 1 6 2 6 TUBO No 3 4 5 6 6 6 0.3
3 0. TUBO No 1 (t-) DENSIDAD ÓPTICA (D. únicamente 3 mL del RNA problema. Grafique D.4 ra) Agitar vigorosamente
Incubar 20 minutos en BAÑO MARÍA. coloque 3 mL de H2O destilada.
tipo de PO4 2.5 0. Reactivo /mL Buffer acetatos 0.5 TUBO No 3 4 7 7 0.5 0. usando como blanco el tubo 1.5 0.5% Vitamina C 1% (reciente) H2O destilada Sol. en función de la concentración de RNA en mg/mL. TUBO No 1 (t-) DENSIDAD ÓPTICA (D. tipo de PO4 2.5 0.5 0.Escuela Superior de Medicina
Cuestionario 1. tipo de PO4 5M Problema de DNA Problema de RNA Agua destilada
Desarrollo a) Prepare una serie de 6 tubos como se indica en la tabla siguiente.5 2 2 2 2 2 2 2 7 o.
Identificación y Cuantificación de Fosfato Total
Material 6 Tubos de ensaye Pipetas de 5 mL Vaso de precipitados de 500 mL 2 Tubos Klett Reactivos Buffer acetatos 0.) Concentración (M/mL) 0 0 1.5 6 7 0.5M/mL Sol.5 0. 2.O.5 0.5M Sol.5 5 7 0. Interpole el valor de D. tipo de PO4 1M Sol.O.O.5% Vitamina C 1% (reciente) Sol. de la solución problema. de la solución problema y obtenga la concentración de RNA en mg/mL. tipo de PO4 5M/mL Problema de DNA Problema de RNA Reposar 30 minutos a temperatura ambiente (color azul) b) Mida la intensidad del color desarrollado en el espectrofotómetro a 660 nm. c) Anote sus resultados en la tabla siguiente.0 2.0 2 3 4 5 (DNA) 6 (RNA) 1 t7 0.1N pH= 4 Reactivo de Molibdato 2.5 5.1M pH= 4 Reactivo de Molibdato 2. Grafique D.5
. tipo de PO4 1M/mL Sol.
Anote como afecta el medio ácido y el básico los enlaces 3'-5' diéster fosfato.O.Escuela Superior de Medicina
Cuestionario 1. Grafique D. en función de la concentración de Fosfato. 2. de las soluciones problema (DNA y RNA) y obtenga la concentración de Fosfato. en M/mL.
. 3. Interpole los valores de D.O.
f) Registra tus resultados en la tabla siguiente: Tubo No Testigo U.
Apéndice I.5-dinitrosalicílico Testigo 1 0 10 1 1 9 1 2 2 8 1 3 3 7 1 4 4 6 1 5 5 5 1 6 6 4 1 7 7 3 1 8 8 2 1 9 10 9 10 1 1 0 1
d) Coloca todos los tubos en baño maría a ebullición durante 5 minutos.Escuela Superior de Medicina
APÉNDICE I. Solución mL de solución tipo mL regulador de fosfato pH = 7 Ac. Curva Tipo de Azucares Reductores
. b) Solución tipo (0. Curva Tipo de Azucares Reductores
Material 1 matraz aforado de 100 mL 3 pipeta de 5 o 10 mL 1 vaso de precipitados de 600 mL 2 celdas para fotocolorímetro 11 tubos de ensayo Reactivos Glucosa (Dextrosa) grado reactivo Regulador de fosfatos de pH 7 Ácido 3. c) Prepara una serie de 11 tubos de ensaye como se indica en la tabla siguiente. MA.02 M) Diluye 20 mL de la solución estándar a 100 mL con agua destilada.Calcula la ecuación de la recta obtenida.8 g de Glucosa en 100 mL de agua.Calcula la concentración molar de azucares reductores (MA. para calcular la concentración de azucares reductores de los problemas. Anota el resultado en la tabla anterior 2. 3.) en cada tubo.K.1 M) Disuelve 1.R. 3. en unidades Klett en función de la concentración molar de azúcares reductores. 0 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10
Cuestionario 1.Dibuja la gráfica de la curva tipo que obtuviste. empleando el tubo 1 como blanco para ajustar a cero.5-dinitrosalicílico
Desarrollo a) Solución estándar (0.R. e) Enfría los tubos al chorro del agua y lee la coloración en el fotocolorímetro a 540 nm (filtro verde).
Medición de la Resistencia 1.Conecte el aparato a la toma de corriente.Conecte el aparato a una toma de corriente.Libere el galvanómetro deslizando el botón de seguro (B). Ajuste la aguja a cero girando el botón de ajuste (C). II. en dirección de la escala (A). Puente de Wheatstone
COMPONENTES A)Escala del Galvanómetro B)Botón del Seguro de Galvanómetro C)Botón de Ajuste del Galvanómetro D)Botón de Corriente del Galvanómetro E)Terminales para Medir Resistencia F)Terminales para Medir Corriente G)Interruptor de Encendido INSTRUCCIONES DE OPERACIÓN I. 2. al accionar el interruptor de encendido (G). (B. 2.
Apéndice II. Como fuente de poder 1. Puente de Wheatstone mlvm / maov / 57
H)Terminales de la Batería I)Perilla de Rango de la Resistencia J)Perilla de Millares K)Perilla de Centenas L)Perilla de Decenas M)Perilla de Unidades
.) 3.Conecte los cables conductores a las terminales de batería.El paso de corriente es inmediato.A.Escuela Superior de Medicina
Mueva la perilla H al valor de 100.Después del cambio de dirección. mueva la perilla H al valor inferior siguiente (10) y vuelva a realizar la observación.Conecte la resistencia problema a las terminales para medir resistencia (E). decenas y unidades. 7. devuelva la perilla H al último valor en que la aguja se desplazó en la dirección original. El resto de las perillas (I a L) ajústelas a 9. se calcula sumando los valores de obtenidos para las perillas millares. centenas.Escuela Superior de Medicina
3. presione el botón D y observe si el movimiento de la aguja cambia de dirección. hasta que la aguja no se mueva. el valor de la resistencia. 6. Nuevamente. 10.Una vez logrado el equilibrio. si no hay cambio. hasta encontrar una valor en el cual la dirección del movimiento cambie. disminuya los valores de la perilla I. 9.Ajuste la perilla de Rango de resistencia (H) a su máximo valor (1000). continúe disminuyendo el valor. 8.Presione el botón de corriente del galvanómetro (D) y observe si la aguja de la escala se mueve a la derecha (+) o a la izquierda (-). 5. Si es así. mueva la perilla de millares (I) de 9 a 8. hasta que la aguja del galvanómetro cambie de dirección. y multiplicando el resultado por el valor del RATIO. El orden no es importante. Resistencia = (Millares + Centenas + Decenas + Unidades) x RATIO
Apéndice II. 4.De la misma manera.A continuación. Puente de Wheatstone
. ajuste los valores de las perillas de centenas (J) decenas (K) y unidades (L) en ese orden. vuelva a presionar el botón D y observe si la aguja se mueve en la misma dirección que antes. en ohms.
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