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TEMA:HIBRIDACIÓN in situ - PDF
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Miguel Sevilla Prado
1 UNIVERSIDAD NACINAL AUTÓNMA DE MÉXIC INSTITUT DE BITECNLGÍA PRGRAMA DE PSGRAD EN CIENCIAS BIQUÍMICAS EVALUACIÓN FINAL CURS DE MÉTDS CRDINADR DEL CURS: DR. RBERT STCK ALUMNA: BLANCA RAMS CERRILL TEMA:HIBRIDACIÓN in situ 1
2 ÍNDICE I. Introducción 1 II. Breve historia 1 III. Pasos y consideraciones de la hibridación in situ 2 IV. Preparación de la sonda 4 a) Diseño de sondas 5 b) Tipo de sonda y método de síntesis 5 c) Elección de la sonda 6 d) Tamaño de la sonda 6 e) Estabilidad de la sonda 7 f) Sondas de doble cadena contra las de cadena sencilla 7 V. Marcaje 7 a) ( 3 H) Tritio 7 b) 35 S 8 c) 32 P 8 d) 33 P 8 e) Marcaje con digoxigenina 8 f) Marcaje con biotina 9 g) Marcaje fluorescente de ácidos nucléicos 11 h) Métodos de marcaje para: i) DNA 12 ii) RNA 13 iii) ligonucleótidos 13 VI. Preparación de tejidos 14 a) Fijación 14 b) Tejido embebido y su seccionamiento 15 VII. Tratamiento de la laminilla 15 VIII. Pretratamiento del tejido 16 a) Tratamiento con solventes orgánicos 16 b) Tratamiento con proteasas para facilitar 16 la accesibilidad al RNA de interés c) Inactivación endógena enzimática 17 d) Tratamiento con RNasas 17 e) Tratamiento con HCL 17 f) Tratamiento con detergentes 17 2
3 g) Impedimento de enlaces 17 h) Pre-hibridación 17 i) Blancos del DNA 17 IX. Pre-hibridación y desnaturalización de la sonda y su blanco 18 X. Hibridación 18 a) Largo de la sonda 20 b) Composición de la sonda 20 c) Identidad 20 d) Composición de la solución de lavados de la hibridación 20 e) Desnaturalización del DNA 21 f) ph 21 g) Temperatura 21 XI. Lavados post-hibridación 23 XII. Detección 23 a) Sondas radioactivas 23 i) Grados de la emulsión 24 ii) Espesor de la emulsión 24 iii) Almacenamiento y vida media de la emulsión 24 iv) Condiciones de exposición 24 v) Tiempo de exposición 24 vi) Condiciones para revelarla 24 b) Sondas marcadas con haptenos 24 XIII. Técnicas de doble tinción 25 XIV. Controles 26 a) Hibridación cruzada con secuencias de 26 ácidos nucléicos inespecíficos b) Enlaces inespecíficos 26 c) Generación inespecífica de la señal 27 d) Ruido de fondo sobre tejidos específicos 27 e) Ruido de fondo de sondas marcadas con haptenos 27 XV. Fotografía 28 XVI. Microscopía 28 a) De campo claro 28 b) De campo oscuro 29 c) De contraste de fases 29 d) Microscopía de contraste de reflexión 29 e) De fluorescencia 29 3
4 f) Imágenes digitales 29 g) Microscopía electrónica 29 h) Flujo citométrico 29 XVII. Algunas otra técnicas: PRINS 30 a) Principios y métodos de in situ PCR 30 b) Amplificación in situ 30 c) Detección de productos de PCR en la célula 30 d) Eficiencia de PCR in situ 31 e) PCR in situ tiene una gran número de aplicaciones en diagnóstico 31 f) Controles para PCR in situ 32 XIX. Comparación de las técnicas de hibridación in situ 34 4
5 Abreviaturas A AP BCIP Bio BrdU C cdna DAB DAPI DEPC DIG DMS DNasa dsdna DTT EDTA FISH FITC FLU G mrna NTB PBS PCR PFA RNasa snrna snorna ssdna STS T TBE TBS TE TEMED TESPA T m T r trna U UV Adenina Fosfatasa alcalina 5-bromo-4cloro-3-indolil fosfato biotina 5-bromo-4-cloro-3-indolid fosfato citosina DNA complementario diaminobenzidina 4,6-diamino-2-fenilindole dietilpirocarbonato digoxigenina dimetilsufóxido deoxiribonucleasa doble cadena de DNA ditiotreitol ácido etilenoadiaminotretacético fluorescence in situ hybridization Fluorescencia in situ Fluoresceína Guanina mrna 4-nitroblue-tretrazolium chloride buffer fosfato salino reacción en cadena de la polimerasa paraformaldheído ribonucleasa small nuclear RNA small nucleolar RNA cadena sencilla de DNA sitio de pegado de la secuencia timina tris-borato-edta tris buffer salino tris-edta tetrametilenediamina 3-aminopropiltrietoxisilina Temperatura de fusión Temperatura de reasociaión RNA de transferencia uracilo luz ultravioleta 5
6 Índice de tablas y figuras Pág. Figura 1. Principios de la hibridación in situ 1 Figura 2. Diagrama de flujo de la hibridación in situ 3 Figura 3. Estructura química de la digoxigenina 8 Figura 4. Estructura química de la biotina 9 Tabla 1. Ventajas y desventajas de sistemas de marcaje 11 Figura 5. Estructura química de la fluoresceína 12 Tabla 2. Ventajas y desventajas entre la sondas de hibridación 20 Tabla 3. Aplicaciones de la hibridación in situ 32 Tabla 4. Controles requeridos para experimentos de hibridación 33 I. Introducción. Hibridación in situ es una técnica que detecta secuencias de ácidos nucleicos en células, cromosomas o tejidos preservados. La detección in situ provee una visualización directa de la localización espacial de secuencias específicas que es crucial para dilucidar la organización y función génica, por lo que el método de hibridación in situ se ha convertido en una técnica importante en diversos campos, incluyendo diagnóstico de rearreglos cromosomales, detección de infecciones virales y análisis de la función génica durante el desarrollo embrionario. La hibridación in situ toma como fundamento la complementaridad de los ácidos nucléicos, la cual puede ser DNA y/o RNA, a través de puentes de hidrógeno formados entre las bases: adenina timina (DNA) o uracilo (RNA) y citosina-guanina (DNA y RNA). Este apareamiento da lugar a una doble cadena en la cual una cadena, tiene la orientación opuesta a la otra con respecto al esqueleto azúcar-fosfato. La secuencia es leída de 5' a 3'. Secuencia DNA RNA 5' TGATCCGTTA 3' 5' UGAUCCGUUA 3' 3' ACTAGGCAAT 5' Transcripción 6
7 Figura 1. Principios de la hibridación in situ. La relación entre la doble cadena de DNA y su transcrito a RNA. El DNA genómico consiste de dos cadenas complementarias, A aparea con T y G con C en orientación opuesta (5' a 3' y 3' a 5'). La transcripción usa la cadena líder como templado y genera una secuencia idéntica de RNA. II. Breve historia La técnica fue desarrollada en 1969 por Gall y Pardue e independientemente por Jonh et al., en el mismo año. Gall y colaboradores describieron una técnica que formaba híbridos moleculares entre RNA y DNA. La técnica se llevó a cabo en ovocitos de Xenopus laevis, hibridando rrna con rdna extracromosomal. Detectaron la localización diferencial en las células, de los híbridos de ácidos nucléicos ha distintos estadíos. En ese momento la única forma de marcaje eran los radioisótopos, por lo que se usó tritio para el experimento y la forma de detección fue por autoradiografía. Demostraron que en ciertas partes como tejido conectivo, la técnica no era suficientemente sensible para mostrar las cantidades pequeñas de rdna en un genoma. Esto lo llevaron a cabo exponiendo las preparaciones por periodos más allá de dos meses. Evaluaron variables de la técnica que afectan el rendimiento de la hibridación, haciéndo hincapié en un paso fundamental que se debe llevar a cabo para realizar la técnica: la desnaturalización. Plantearon que el híbrido puede reabsorberse en el soporte que utilizaron (agar) y esto puede fungir como impedimento para que se lleve a cabo la reacción. Finalmente propusieron mejorar la técnica, pese a las limitaciones de ese momento, incrementando el rendimiento con el uso de RNA sintetizado in vitro, es decir preparándolo enzimáticamente, usando como templado el rdna satélite de Xenopus. Además el clonaje molecular no era posible en ese tiempo y la hibridación in situ se restringió a aquellas secuencias que pudieran ser purificadas y aisladas por métodos bioquímicos y resolver problemas como localización citológica del DNA. Vale la pena resaltar que estos experimentos arrojaron información valiosa que contribuyó a perfeccionar la técnica y poderla aplicar en varios campos. El clonaje molecular de ácidos nucleicos y el mejoramiento de las técnicas de marcaje radioactivo han cambiado el panorama dramáticamente. Por ejemplo Harper et al., en 1981 detectó en cromosomas metafásicos el gen de la insulina. El método de detección fue la autorradiografía. En 1985 Coghlan sintetizó oligonucleótidos marcados radioactivamente para detección. Este mismo investigador en 1986 detectó citológicamente un bajo número de copias de mrnas. La alta sensibilidad que provee la prueba (de 20 a 50 copias de secuencias blanco/célula), así como el rango tan grande de aplicaciones dió pie a que muchos laboratorios adoptaran la técnica; aunque uno de los principales 2
8 problemas que enfrentaba la hibridación in situ era el tipo de marcaje (radioactivo) y el tiempo requerido para la detección (autorradiografía). Con el tiempo ésto fue cambiando, desarrollando otro tipo de marcaje de los ácidos nucleicos dejando de lado al mayor impedimento para la aplicación general de la hibridación in situ, lo cual abrió nuevas oportunidades para emplear distintos marcajes en un experimento. La estrategia actual es utilizar un sistema de detección con anticuerpos aumentando la accesibilidad de la prueba. III. Pasos y consideraciones para la hibridación in situ. La técnica involucra: a) Generación de ácidos nucleicos marcados para una detección subsecuente. b) Fijación de tejidos (seccionados), preparación de cromosomas. c) Preparación del tejido para incrementar el acceso del ácido nucleico marcado. d) Hibridación de la sonda marcada en cromosomas o tejidos. e) Lavados selectivos que remuevan las sondas que no hibridan. 3
9 f) Detección de la sonda marcada, revelando la localización celular de los ácidos nucleicos. Preparación de laminillas - tratamiento con gelatina o poli-l-lisina -siliconización Fijación del material en la laminilla - por precipitación (etanol) Por entrecruzamiento (formaldheído) Pretratamiento del tejido (opcional) a) tratamientos que previenen el ruido Inactivación endógena de la enzima Tratamiento con RNasas b) Permeabilización Ácidos diluídos Detergente/alcohol Proteasas Prehibridación (opcional) Incubación de la muestra con una solución pre-hibridación, a la misma temperatura que la hibridación Desnaturalización de la sonda y su Blanco ph o calor Desnaturalizqación simultánea o separada de la sonda y su blanco (si es doble cadena) Sonda a) Elección de la sonda ds: DNA, cdna ss: RNA, oligonucleótidos ss-dna b) Preparación de la sonda Aislamiento de fragmentos de DNA (opcional) cdna: clonaje RNA: clonaje y transcripción en vectores ligonucleótidos: síntesis química c) Marcaje de la sonda Ds DNA: random primed, nick translation, PCR RNA: transcripción in vitro, RT-PCR ligonucleótidos marcados Hibridación Componentes de la solución Ácidos nucléicos heterólogos Fosfato de sodio, EDTA, SDS, sales Formamida Dextrán sulfato Pasos post-hibridación Tratamiento con nucleasas (opcional) Lavados astringentes Determinación de las condiciones de hibridación Determinación de la temperatura de hibridación, ph, uso de formamida, concentración de sales Composición de la solución de hibridación Concentración de la sonda Microscopía de fluorescencia por sondas directamente marcadas con un fluorocromo Detección inmunológica Bloqueo Incubación con anticuerpos Micrsocopía de fluorescencia o sustratos colorimétricos Montaje Micrsocopía, análisis de resultados Evaluación Determinación de la especificidad en la hibridación (controles) Tratamiento con nucleasas Uso de sondas múltiples Uso de vectores o ácidos nulceicos heterólogos Figura 2. Diagrama de flujo de la hibridación in situ. Este método puede ser combinado con PCR para amplificar las secuencias de pegado y aumentar la detección de la señal. Un aspecto crítico en éste método es que los ácidos nucleicos que están retenidos in situ no deben de ser degradados por nucleasas, para que sea posible la hibridación de la sonda. Actualmente existen varias alternativas para elegir el tipo de sonda y los métodos de marcaje y detección. 4
10 Las alternativas mayormente usadas son: a) Sondas de RNA, sondas de DNA (cadena doble o sencillo) u oligonucleótidos b) Marcas radioactivas o haptenos c) Marcajes directos e indirectos La detección del método depende de lo que se requiera: a) Sensibilidad. Depende del fácil acceso que tenga la sonda marcada, la cantidad y tipo de marca incluída en la sonda y el método de detección. b) Resolución. La resolución de la señal puede variar de sitios específicos en una célula, lo cual depende de la sonda marcada y del método de detección. c) Especificidad. La especificidad de la señal depende de la selectividad del lavado y de secuencias similares que interfieran en el pegado de la sonda. d) Análisis de secciones celulares o de tejidos montados en laminillas o secciones de tejidos que se encuentren en solución, tejidos enteros o embriones. e) Detección múltiple de genes o productos génicos. La relación física entre genes o regiones cromosomales pueden ser visualizadas por el uso de distintas marcas fluorescentes para la detección simultánea de distintos productos génicos en una célula o tejido. f) Programas computacionales. Estos pueden ayudar a la visualización de modelos espaciales de transcritos en un tejido o embrión. Se pueden llevar a cabo modelos tridimensionales. g) Conveniencia y seguridad. Las marcas no radioactivas son más estables, seguras y rápidas. IV. Preparación de la sonda. Para sondas de cadena sencilla, se debe usar la secuencia reversa complementaria. Cuando las sondas son sintetizadas por transcripción, involucra generar mrna del gen endógeno. Cuando se diseñan los oligos marcados, es importante recordar que la secuencia antisentido es la hebra complementaria reversa de la cadena líder y debe ser leída de 5 a 3. En general es preferible usar sondas específicas, ya que esto garantiza una buena hibridación. Existen situaciones en las cuales esto no puede llevarse a cabo, por ejemplo, si los genes todavía no están clonados de las especies 5
11 usadas para la hibridación o si la secuenica génica es muy similar entre especies. Esto puede favorecer una hibridación entrecruzada. Para evitar ésto, se requiere una alta selectividad que reduzca la presencia de bases mal apareadas, aumentando de esta manera la especificidad. Si los modelos de expresión son los mismos, como se pueden ver con una sonda homóloga, es un experimento alentador, aunque no prueba la especificidad. Ésto puede ser probado por un Northern o un Southern-blot. La hibridación entrecruzada provee información preliminar muy valiosa. a) El diseño de sondas se resume en los siguientes puntos: i) La hibridación entrecruzada utiliza sondas largas (>100 pb) usadas bajo condiciones selectivas especialmente después de la digestión con nucleasas, ya que una sonda además de homóloga, debe ser lo suficientemente amplia para llevar a cabo la hibridación. ii) Para sondas pequeñas (oligonucleótidos de pb) es muy probable que algún gen distinto al de interés tenga una secuencia idéntica. Alternativamente se puede hacer un screening y éste puede ser realizado por búsqueda de secuencias en bases de datos. iii) Los mrna poseen las secuencias poli(t) y poli(u), al transcribirse a cdna se evita que la sonda no incluya esta cola, porque secuencias largas, ricas en GC dan una gran estabilidad a la sonda por los triples enlaces que se forman entre estas bases. Se necesitan dos elecciones más para la preparación de la sonda: el tipo de ácidos nucleicos y la marca que se incorpora en la sonda. Algunos métodos alternativos están disponibles para la síntesis de la sonda. b) Tipo de sonda y método de síntesis. Distintos tipos de sondas de ácidos nucleicos pueden ser utilizadas para la hibridación in situ: i) Sondas de DNA doble cadena. Pueden ser preparadas utilizando técnicas como nick translation, random priming o PCR, en las cuales el nucleótido marcado es incorporado. PCR y random priming proporcionan una buena actividad específica. Estas sondas pueden ser desnaturalizadas antes de usar. Cuando se usan para detectar una cadena simple como mrna, estas son menos sensibles debido a que la concentración de la sonda marcada es reducida. ii) Sondas de DNA de cadena simple (largas). Pueden ser preparadas utilizando primer extension en templados de cadena simple o por PCR con un nucleótido marcado. Éste último es el más usado porque es más fácil de llevar a cabo y las marcas pueden sintetizarse con poca cantidad de material. El PCR permite una gran flexibilidad en la elección de las secuencias marcadas por el uso de primers. Estas marcas han sido ampliamente usadas. iii) ligonucleótidos (entre 20 y 40 bases). Son marcados incorporando oligonucleótidos modificados durante la síntesis química o adicionando una cola marcada. Una de las desventajas es que algunos oligonucleótidos marcados no se incorporan y por tanto la sensibilidad disminuye. 6
12 iv) Sondas de RNA de cadena sencilla. Pueden ser sintetizadas por el uso de una RNA polimerasa (SP6, T7 o T3 RNA polimerasa). La secuencia de la sonda es clonada en un vector que flanqueará dos sitios distintos de iniciación. La cadena de RNA antisentido (sonda) es sintetizada en dirección opuesta al gen endógeno. Se recomienda linearizar la sonda de RNA con enzimas que dejen el extremo 5 cohesivo, por que se ha reportado, que el extremo 3 romo promueve la síntesis de transcritos anormales. c) Elección de la sonda. Las sondas largas de cadena simple (RNA o DNA) proporcionan una alta sensibilidad en la detección de cadena sencilla. Los oligonucleótidos son muy sensibles y la señal puede ser incrementada por el uso de un cocktail de sondas que flanquearán en regiones distintas. Para estudios de mrnas estrechamente relacionados, las sondas específicas, pueden ser obtenidas por síntesis de oligonucleótidos. Se diseñan primers que serán usados para la amplificación del fragmento deseado de DNA en el PCR. Estos fragmentos pueden ser clonados y usados para sintetizar cadenas dobles o sencillas de DNA o RNA. Alternativamente, para el caso de sondas de RNA, pueden ser marcadas directamente sin clonación incluyendo el primer marcado en el sitio de iniciación de la RNA polimerasa. Finalmente las sondas de DNA de doble cadena son recomendadas para blancos de doble cadena y esto puede ser suficientemente sensible para detectar abundancia de cadena sencilla. d) Tamaño de la sonda. Las sondas largas pueden emitir una señal más fuerte debido a que incorporan mayor número de nucleótidos marcados dentro de ella. Sin embargo, las sondas que son tan largas dan señales débiles, debido a que la sonda penetra menos eficientemente en el tejido. La mejor estrategia es usar una secuencia larga como templado para la síntesis de la sonda pero asegurar que la sonda generada es lo suficientemente pequeña para poder penetrar. Muchos procedimientos están basados en que la sonda de bases porque emiten señales óptimas para la hibridación en secciones de ciertos tejidos (Cox, 1984.). Se ha encontrado que las sondas de RNA que miden por arriba de 1 kb proveen señales óptimas para la hibridación in situ, en embriones fijados en paraformaldheído. La penetración está influenciada por el tamaño de la sonda aunque también depende de la naturaleza del tejido, de la forma de fijación y si el pretratamiento ha sido realizado para remover las proteínas celulares. El tamaño de la sonda puede ser controlado durante la reacción de síntesis: i) Sondas de DNA, sintetizadas por nick translation, el largo está determinado por la cantidad de DNasa en la reacción. ii) Sondas marcadas por random priming el tamaño está determinado por la concentración del primer. 7
13 iii) Primers que puedan ser elegidos para deteminar el tamaño de la sonda sintetizada por PCR. iv) Sondas largas de DNA pueden ser cortadas parcialmente por incubación a altas temperaturas. v) Sondas largas de RNA son parcialmente cortadas por hidrólisis alcalina limitada. Si el tamaño de la sonda es cortada por hidrólisis hay que revisar el tamaño de la sonda, porque si ésta es muy pequeña, ésta no hibridará bajo condiciones selectivas standard, dando una baja señal. e) Estabilidad de la sonda y la interacción con su blanco. En experimentos de hibridación los puentes entra la sonda y la secuencia blanco juega un rol importante. El largo decrementa la estabilidad en el siguiente orden RNA-RNA, DNA-RNA, DNA-DNA (Wetmur et al., 1986). La estabilidad de los híbridos está influenciada por las condiciones de hibridación, por la concentración de formamida, sales y la temperatura. f) Sondas de doble cadena contra cadena sencilla. Un número de reacciones competentes ocurren durante la hibridación in situ con sondas de doble cadena. Las sondas de cadena sencilla proveen las siguientes ventajas: i) La sonda no se agota porque no se autoliga. ii) No son cadenas largas porque deben penetrar en la sección de tejido o en los cromosomas. Con DNA-DNA la renaturalización in situ de secuencias blanco se lleva a cabo eficientemente porque los híbridos tienen una estabilidad térmica similar. La renaturalización in situ de DNA puede ser impedida por el uso de sondas de RNA de cadena sencilla. Los híbridos DNA-RNA son más estables térmicamente que los híbridos DNA-DNA. Las condiciones de hibridación pueden ser diseñadas de tal manera que la formación del híbrido DNA-DNA no sea favorecido, pero el híbrido DNA-RNA sí. V. MARCAJE Existen dos alternativas para que el marcaje sea incorporado dentro de la sonda: el marcaje radioactivo que es detectado por autorradiografía, o por haptenos (no radioactivo) el cual es detectado directa o indirectamente por inmunocitoquímica. Sistemas Isotópicos No isotópicos radioactividad no radioactivos directos Indirectos Los sistemas isotópicos ofrecen una alta sensibilidad, particularmente con tritio, así como alta resolución. Por otro lado el empleo de radiosiótopos 8
14 requieren licencia especial. El método de detección (autorradiografía) requiere un tiempo de exposición de semanas. Algunos isótopos han sido usado para marcajes radiocativos en la hibridación in situ, que difieren en cuanto a la resolución de la señal, la velocidad en obtención de resultados y la estabilidad de la sonda. a) 3 H - proporciona una señal a nivel subcelular pero requiere largas exposiciones autorradiográficas. b) 35 S proporciona resolución de un diámetro celular, con tiempos de exposición de una semana. Agentes reductores como el ditiotreitol (DTT) pueden ser incluídos en la solución que contenga 35 S para proteger al azufre de la oxidación. La vida media de este isótopo es de 87 días y la marca debe ser usada en un mes aproximadamente. c) 32 P da una resolución menor que el 35 S y además proporciona una baja eficiencia en la autorradiografía, ofrece una pequeña ventaja en cuanto a la velocidad de obtención de resultados. Posee una vida media de 14 días. d) 33 P da una resolución similar a 35 S, pero éste tiene una vida media más corta (25 días) y el costo es mayor. Con el uso de sondas radioactivas es posible hacer un método cuantitativo. Existen dos tipos de sistemas no isotópicos para la prueba de hibridación: directo e indirecto. En el primero, la molécula detectable (reportera) es enlazada directamente al ácido nucléico y este híbrido puede ser visualizado en el microscópio inmediatamente después de la reacción de hibridación. El paso limitante en éste método es que el híbrido subsista a las condiciones de lavado. Lo más importante, además, es que la molécula reportera no interfiera con la hibridación. El marcaje con un fluorocromo en pruebas de RNA desarrollada por Bauman et al., 1980, 1984, y el marcaje directo de ácidos nucleicos con enzimas, descrito por Renz y Kurz, 1984, siguen este criterio. Los métodos indirectos requieren una marca que contenga la molécula reportera, introducida química o enzimáticamente, que pueda ser detectada por afinidad citoquímica. En este método al igual que el anterior, el marcaje no debe interferir con la hibridación, ya que la molécula reportera debe estar accesible a los anticuerpos que la detecten. Se han descrito un sin número de modificaciones a haptenos (Langer et al., 1981) y uno de los sistemas más populares es el sistema DIG (digoxigenina) el cual será descrito posteriormente. Tiempo atrás se decribió la síntesis química de oligonucleótidos conteniendo grupos funcionales (grupos sulfhidrilos, aminas primarias alifáticas). Con esto se pudo hacer reaccionar haptenos, fluorocromos o enzimas que producen un marcaje estable, el cual se utilizó para la hibridación in situ (Agrawal et al., 1986). 9
15 e) Marcaje con digoxigenina (DIG) El método de marcaje con DIG está basado en un esteroide aislado de las plantas Digitalis purpurea y Digitalis lanata. Las hojas y flores de estas plantas son la única fuente natural de digoxigenina. H CH3 CH3 H P P P HN N N H H N H H R2 R1 Figura 3. Digoxigenina-UTP/dUTP/DDUTP, alcali-estable. Digoxigenina-UTP (R1=H, R2=H). Digoxigenina-dUTP (R1=H, R2=H) y Digoxigenina-ddUTP (R1=H, R2=H). La digoxigenina se enlaza en la posición C5 de la uridina mediante un brazo que contiene 11 átomos de carbono. Los nucleótidos marcados con DIG pueden ser incorporados a las sondas de ácidos nucleicos por DNA polimerasas (E. coli DNA polimerasa I, T4 DNA polimerasa, T7 DNA polimerasa, reverso transcritptasa y Taq DNA polimerasa), al igual que RNA polimerasas (SP6, T3 T7 RNA polimerasa) y transferencia terminal. Los ácidos nucleicos pueden ser marcados químicamente con DIG-NHS ester o con DIG Chem-Link. Las sondas DIG-marcadas pueden ser detectadas con una alta especificidad por anticuerpos anti-digoxigenina (Anti-DIG) que son conjugados a fosfatasa alcalina, peroxidasa, fluoresceína, rodamina u oro coloidal. Alternativamente, anticuerpos anti-digoxigenina primarios y secundarios pueden ser usados. La sensibilidad de la detección depende del método usado para visualizar los anticuerpos anti-dig conjugados. Cuando un anti-dig conjugado a fosfatasa alcalina es visualizado por colorimetría (NTB y BCIP o 5 bromo, 4 cloro, 3- indolidfosfato nitro azul) o sustraros fluorescentes (HNPP), la sensibilidad de la detección es aproximadamente de 0.1 pg. Las mezclas marcada contenidas en los kits de marcaje con DIG relacionan a la uridina marcada con DIG a dttp la cual produce una marca de hibridación altamente sensible. Esta relación produce una incorporación de 20 a 25 nucleótidos marcados con DIG al DNA. f) Marcaje con biotina El marcaje de ácidos nucleicos con biotina-dutp (Figura 4) fue desarrollado por David Ward y colaboradores en la Universidad de Yale (Langer et al., 1981). Recientemente se han sintetizado otros nucleótidos biotinilados como adenosina biotinilado y citosín-trifosfatos (Gebeyehu et al., 1987). También se han implementado procedimientos fotoquímicos al igual que un número de 10
16 métodos de biotinilación química han sido descritos (Gillam and Tener, 1986; Reisfeld et al., 1987; Viscidi et al., 1986). HN NH H S H NH NH NH NH P P P N Figura 4. Estructura química de la biotina-dutp. H En principio la biotina puede ser detectada en la misma longitud de onda que la digoxigenina, dependiendo del fluoróforo acoplado a estreptavidina. La estreptavidina o avidina es más frecuentemente usada porque éstas moléculas tienen una alta capacidad de enlace con la biotina. La avidina (proveniente de la clara de huevo) es una glicoproteína de 68 kda con una constante de asociación de M a 25 C. Las sondas marcadas con haptenos tienen varias ventajas, incluyendo seguridad, alta estabilidad, obtención rápida de resultados y resolución. Además la hibridación in situ puede ser realizada en un soporte. Los métodos más sensibles involucran incorporación de nucleótidos modificados que tienen un grupo hapteno que es detectado por un anticuerpo específico. Siguiendo la hibridación, el tejido es incubado con haptenos enlazando anticuerpos acoplados a una enzima y entonces la señal es producida por colorimetría. El rango de haptenos tiene un uso limitado por la disponibilidad comercial. El marcaje fluorescente de la sonda o de anticuerpos anti-haptenos, ofrece la ventaja de usar etiquetas fluorescentes distintas simultáneamente, detectando diferentes secuencias. Esta estrategia es usada generalmente para la hibridación en cromosomas y es menos recurrente para la detección de mrna por la baja sensibilidad. Una nueva alternativa que se ofrece es el uso de anticuepos acoplados a oro coloidal usados para la detección por microscopia electrónica. La elección de la marca depende de los requerimientos para la sensibilidad y resolución de la señal. Las sondas marcadas con 35 S son más sensibles que las sondas marcadas con haptenos, y pueden ser elegidas para la detección de transcritos no abundantes. Si la resolución a nivel celular y/o visualización tridimensional de la expresión génica es requerida, entonces el método ideal 11
17 es el marcaje con haptenos. La seguridad es una consideración importante para la elección del método. En la tabla 1 se muestran las ventajas y desventajas que tiene cada uno de los sistemas: Tabla 1. Ventajas y desventajas de sistemas isótipicos y no isotípicos Isotópicos (Marcaje con 35 S, 3 H, 33 P y 32 P) VENTAJAS Alta sensibilidad, fácil detección, eficiencia en el marcaje de la sonda que puede ser estimado rápidamente. Puede ser usada para cuantificación por conteo de granos de plata ( 35 S). DESVENTAJAS Equipo para uso de radioactividad, tiempo de exposición variable y la resolución es dependiente de marcaje. Los radioisotopos tienen una vida media relativamente corta. Se deben de tener estrictos controles dentro de la prueba. Con frecuencia variabilidad en la eficiencia de la prueba. No isotópicas (Biotina, digoxigenina, FITC, dinitrofenil, marcaje con fosfatasa alcalina o peroxidasa) Buena sensibilidad, exposición no radiocativa, larga vida media de la sonda, reproducibilidad, buena resolucón celular y morfología. Protocolos accesibles. Permanente retención del color. Dificultad en detección de secuencias no repetitivas. Problemas con ruido de fondo en tejidos ricos de la molécula marcada (ej. biotina). Pasos adicionales para la detección. Dificultades en la cuantificación exacta de la molécula marcada. 12
18 g) Marcaje Fluorescente de ácidos nucleicos Los nucleótidos marcados con fluoresceína (Figura 5) son una alternativa de los marcajes radioactivos. Los análogos de nucleótidos marcados con fluoresceína pueden ser usados como sistemas directos e indirectos de la hibridación (Dirk et al., 1991; Wiegant et al., 1991). La fluoresceína dutp/utp/ddutp pueden ser incorporados enzimáticamente a los ácidos nucleicos de acuerdo a técnicas standard. El marcaje con fluoresceína es un marcaje directo que no requiere detección inmunocitoquímica por lo que es necesario que haya un mínimo ruido de fondo. En general las desventajas de los métodos directos es que son menos sensibles que los métodos indirectos descritos anteriormente. Alternativamente, los nucleótidos marcados con fluoresceína pueden ser detectados con un anticuerpo conjugado anti-fluoresceína o con un anticuerpo no conjugado o con un anticuerpo secundario contra fluoresceína. tros nucleótidos marcados con fluorocromos, como tetrametil-rodamina-5- dutp que emite en rojo están disponibles actualmente. P P P HN N N H H N C X 4 Li + R2 R1 H H Figura 5. Estructura química de la fluoresceína dutp h) Métodos de marcaje para: i) DNA. Las sondas preparadas por marcaje random primed son preferenciales para aplicaciones de blot por la alta tasa de incorporación de nucleótidos y la alta tasa de producción de sondas marcadas. En la reacción de marcaje por random primed, el templado de DNA es linearizado, desnaturalizado y un primer es incorporado. Inicia en el extremo 3 -H del primer, por síntesis de Klenow. Se sintetiza una molécula de DNA a lo largo del sustrato de cadena sencilla. El tamaño de la sonda es cerca de pb con la ayuda de reactivos premezclados y marcados (como DIG, biotina o fluoresceína) la reacción de random primed puede producir de ng (por 10 ng de templado y una hora de incubación) de µg (por 3 µg de templado y 20 horas de incubación) de una sonda de DNA no radioactiva. En la reacción de nick translation, el templado de DNA puede ser superenrrollado o linearizado. Después el DNA es cortado con DNasa I, 13
19 comienza la actividad de la exonucleasa de DNA-polimerasa I que va de 5 a 3 y se extiende desde la muesca hasta la siguiente muesca (nick-gap); entonces la polimerasa reemplaza los nucleótidos escindidos con nucleótidos marcados. La reacción produce óptimos marcajes después de 60 a 90 minutos. El tamaño de la sonda después de la reacción debe ser cerca de 200 a 500 pb. Las sondas pueden ser preparadas por PCR. En éste, dos primers hibridan en los extremos del DNA y flanquean secuencias específicas, entonces una polimerasa termoestable (como la Taq polimerasa) elonga a los dos primers. Una serie repetitiva de ciclos (desnaturalización, anclaje y extensión del primer) resulta en una acumulación exponencial de copias de la secuencia (cerca de millones de copias en 20 ciclos). La incorporación de nucleótidos marcados durante el PCR puede producir grandes cantidades de sonda marcada.eel largo de la sonda amplificada está definida por el extremo 5 de los primers para el PCR. El PCR permite una fácil producción de sondas con tamaño óptimo. Los tres métodos de marcaje de DNA permiten una gran flexibilidad considerando el largo de los fragmentos marcados. En las reacciones de nick translation el cambio en la concentración de DNasa altera la longitud del fragmento, en cambio la reacción de random primed es afectada por la concentración del primer y para el caso de PCR la secuencia de los primers controlan el tamaño del fragmento. En los tres casos se produce una buena cantidad de sondas marcadas, muchas de las cuales tienen regiones complementarias sobrelapadas. ii) RNA. Las sondas de RNA son generadas por transcripción in vitro de un templado linearizado. En este caso un promotor para la RNA polimerasa puede estar en el vector de DNA, SP6, T3 o T7 RNA polimerasa y son comúnmente usadas para la síntesis de la complementaria de RNA al DNA sustrato. El transcrito sintetizado es una copia exacta de la secuencia del promotor al sitio de restricción. El tamaño de la sonda puede ser ajustado mediante los sitios de restricción y de esta manera tener un control en el tamaño de todas las sonda de RNA. La cantidad de RNA marcado es cerca de 10 µg por 1µg de DNA. iii) ligonucleótidos. ligonucleótidos sintéticos tienen algunas ventajas. Son sintetizados automáticamente, son pequeños y de cadena sencilla. Por su pequeño tamaño poseen una gran capacidad de penetración, la cual es considerada como uno de los factores más importantes de la hibridación in situ. Por otro lado el tamaño del oligo puede ser una desventaja, porque usualmente flanquean menos blancos que las sondas de cdna convencional. Recientes estudios han sugerido que la propiedad de penetración de la sonda compensa el número de blancos que quedan sin flanquear. Una de las 14
20 mayores ventajas que tiene este tipo de marcaje es que la cadena sencilla excluye la posibilidad de renaturalización. Los oligonucleótidos pueden ser marcados directamente con un fluorocromo, con enzimas o con haptenos como biotina, o DIG, las cuales son visualizadas por afinidad citoquímica después de la hibridación. Algunas marcas pueden ser seguidas química o enzimáticamente. El primer enfoque fue químico utilizando oligos sintéticos los cuales tenían aminas reactivas o grupos tioles, adicionados en el paso final de la síntesis automática. Después de la purificación, el oligonucleótido reactivo es modificado con un hapteno. Ejemplo: DIG-NHS o con moléculas reporteras. La segunda aproximación química fue probar DIG o biotina y ver que no formaba una unión de tipo covalente coordinado. Los protocolos enzimáticos utilizan deoxinucleotidil transferasa terminal, marcando enzimáticamente oligos sintéticos en el extremo 3. Algunos métodos son ventajosos en cuanto a la producción de sondas a pequeña escala porque no requiere la síntesis y derivatización de oligos. VI. PREPARACIÓN DEL TEJID El procedimiento para preparar tejidos está determinado por la naturaleza del mismo y los requerimientos específicos del experimento. Las células en cultivo de tejidos pueden ser crecidas directamente en soportes, en los cuales serán fijadas para posteriormente seccionarlos. Los puntos importantes para llevar a cabo la fijación del tejido son: el método de incrustación y evaluar el material de la superficie de pegado. a) Fijación. Para preservar morfológicamente el material biológico debe ser fijado. La fijación es un paso crítico para obtener buenos resultados. Desde el punto de vista químico existen limitaciones en el tipo de fijación: i) Los grupos funcionales involucrados en el aparemiento de las bases están protegidos por la estructura de DNA. ii) El RNA es poco reactivo con agentes entrecruzantes iii) La reacción es reversible con formaldheído Para fijar cromosomas metafásicos, ésta se hace con metanol/ácido acético. Para tejidos embebidos en parafina se usa la fijación con formalina. Para secciones de tejido congelado (criostato) son fijadas con formaldheído 4% por 30 minutos o con solución Bovin Fix que ha dado resultados satisfactorios, al igual que la fijación por vapor de paraformaldheído. Las fijaciones entrecruzadas, como por aldheídos, proporcionan facilidad en el acceso y retención de RNA que precipita en el fijado. Las condiciones para la fijación son un fuerte compromiso. Fijaciones fuertes permiten una buena preservación de la morfología celular, pero el incremento en el entrecruzamiento baja la accesibilidad al blanco. Lo comúnmente usado es 15
Hibridación in situ El significado del agua ultrapura para tecnologías de RNA*
Hibridación in situ El significado del agua ultrapura para tecnologías de RNA* Dr. Frauke Nitzki; Dr. Elmar Herbig. Gall y Pardue describieron en 1969 la primera hibridación in situ (ISH) para la localización

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