Source: http://www.slideshare.net/Nadhel/manual-biologa-tisular
Timestamp: 2016-10-01 15:47:28+00:00

Document:
Manual Biología Tisular
Texto Atlas de histologia y biologi...
by pamela 87912 views
josepepe2810
Se supone que los alumnos de la FMVZ pagamos por este material, costo de recuperación para el Departamento encargado de la materia... te pido de manera atenta que retires este contenido por respeto a sus autores.
Dr-j Fmvz
kokljjñop
Karii Garcia
at FMVZ-UNAM
Javier Hermilo Avalos Saldivar
Mili WY Ojeda Escamilla
Israel Horacio Garcia Vazquez
Lorena CF
© Manual de Laboratorio de Biología Tisular
Primera edición, abril de 2007
Primera redigitalización, abril de 2008
Segunda redigitalización, agosto de 2008
DR© Universidad Nacional Autónoma de México.
Ciudad Universitaria, México 04510, DF.
ISBN 970-32-4054-2
MVZ Verónica Fernández Saavedra
El Comité Editorial de la FMVZ agradece al Dr. Miguel Angel Cornejo Cortés su valiosa participación
como revisor técnico de esta obra.
Corrección de estilo: Lic. Marcela Chapou Videgaray
Cuidado de la edición: MVZ Laura Edith Martínez Álvarez
Diseño y formación electrónica: DG Alma Angélica Chávez Rodríguez
Diseño interactivo y realización del video: Tec. José Mario Escamilla G. Cantón
Diseño de portada: LSCA Edgar Emmanuel Herrera
Los autores agradecen al Programa de Apoyo a Proyectos para la Inovación y Mejoramiento de la
Enseñanza (PAPIME) PE204605, el financiamiento para llevar a cabo la publicación de esta obra.
Queda rigurosamente prohibida, sin autorización escrita de los titulares del copyright, bajo las sanciones
establecidas por las leyes, la reproducción total o parcial de esta obra por cualquier medio o
procedimiento, comprendidos la reprografía y el tratamiento informático.
El estudio y conocimiento de la Biología Tisular resulta
necesario en la formación y ejercicio profesional de todo
Médico Veterinario Zootecnista, por lo que la presente
obra pretende apoyar la enseñanza de esta rama de las
ciencias morfológicas, con el fin de que los estudiantes
cuenten con el conocimiento y puedan comprender los
principios de la técnica del procesamiento de muestras
histológicas, el funcionamiento del microscopio fotónico
y la identificación al microscopio de los tejidos y órga-
nos que componen los aparatos y sistemas de los animales
Los editores de esta obra hacen un profundo reco-
nocimiento in memorian a Jorge Tolosa Sánchez† quien fue
el principal promotor de este trabajo, su entusiasmo y
dedicación dejaron una huella imborrable en varios de
nosotros, su amor por la institución, su ejemplo y ense-
ñanzas serán una guía permanente en nuestro desarrollo
Este trabajo contó con la participación de varios aca-
démicos del Departamento de Morfología de la FMVZ de
la UNAM. Por orden alfabético: Arturo Carmona Man-
cilla, Manuel Espinosa Pedroza, Alberto Fouilloux
Morales, Ana María Frías Godoy †, Isabel Rodríguez
Romero, Héctor Villaseñor Gaona, Rosa María Vigueras
Villaseñor y David Zepeda Domínguez; quienes en al-
gún momento contribuyeron en el desarrollo del mismo
y en la elaboración de algunas de las imágenes que se
Práctica 1. Recolección y envío de muestras .................................... 6
Práctica 2. Principios de la técnica histológica ............................ 15
Práctica 3. Microscopía ............................................................. 26
Video »Principios Básicos del Microscopio fotónico» ... 43
Práctica 4. Tejido epitelial de revestimiento ................................... 44
Práctica 5. Tejido epitelial glandular ........................................... 49
Práctica 6. Tejido conjuntivo ordinario ....................................... 55
Práctica 7. Tejido conjuntivo especializado de sostén .................... 59
Práctica 8. Tejido conjuntivo especializado: hematopoyético
y sangre.................................................................... 64
Práctica 9. Tejido muscular ......................................................... 69
Práctica 10. Tejido nervioso .......................................................... 72
Práctica 11. Aparato cardiovascular y órganos linfoides ............... 78
Práctica 12. Aparato respiratorio .................................................. 88
Práctica 13. Aparato digestivo I: lengua y órganos tubulares .......... 91
Práctica 14. Aparato digestivo II: preestómagos
de los rumiantes ......................................................... 99
Práctica 15. Glándulas anexas del aparato digestivo ................... 102
Práctica 16. Aparato urinario .................................................... 107
Práctica 17. Órganos endocrinos ................................................ 111
Práctica 18. Aparato reproductor masculino ............................... 118
Práctica 19. Aparato reproductor femenino .................................. 123
Práctica 20. Sistema integumentario: piel y glándula mamaria ......... 127
La biología tisular es uno de los temas básicos en los estudios y
la vida profesional del médico veterinario zootecnista, ya que
para poder determinar el nivel del daño en un proceso patoló-
gico y tomar decisiones de tipo clínico resulta fundamental
conocer la morfología y las relaciones funcionales de los dife-
rentes tejidos que conforman un organismo.
De esta manera, la práctica en la asignatura de Biología
Tisular de la licenciatura en Medicina Veterinaria y Zootecnia
representa un paso muy relevante en el conocimiento del área
médica y decisivo en la formación del estudiante.
Si bien este trabajo no está planteado como un atlas
histológico, sí está diseñado para ejercitar las habilidades de
identificación de órganos y tejidos y de la relación entre am-
bos, según sus funciones primarias. El manual permite al alum-
no acceder a un microscopio virtual para realizar las actividades
que se indican. No sustituye, de ninguna manera, el manejo
directo del instrumento óptico, pero representa un accesorio
útil cuando la disponibilidad de un equipo de cómputo es ma-
yor que la de un microscopio.
Se espera que la presente obra contribuya al proceso de ade-
cuación de los materiales educativos que se ofrecen en la FMVZ, y
a la constitución de un acervo didáctico más amplio.
Este manual fue elaborado con la participación del perso-
nal del área de Biología Tisular del Departamento de Morfolo-
gía, y está planeada su revisión periódica, con el fin de
incrementar y mejorar su contenido.
Recolección y envío de
1. Comprender los principios básicos de recolección, mane-
jo y envío adecuados de una muestra para su estudio
1.1. Mencionar los cuidados que se deben tener en la recolec-
ción de una muestra para su estudio histológico.
1.2. Mencionar el rango del tamaño que debe tener una mues-
tra para su estudio histológico.
1.3. Mencionar los principales factores que provocan el dete-
rioro de una muestra para su estudio histológico.
1.4. Mencionar el propósito del uso de un fijador.
1.5. Mencionar los métodos físicos y químicos usados con más
frecuencia para la fijación de un tejido animal.
1.6. Enlistar cuatro características deseables en un buen fija-
1.7. Describir los métodos de fijación: in situ, por perfusión
(intravascular e intraluminal) y por inmersión.
1.8. Mencionar tres de los líquidos fijadores más comúnmente
empleados y las indicaciones para su uso.
1.9. Enlistar los datos indispensables de identificación que tie-
nen que acompañar a una muestra cuando se envía al labo-
ratorio para su procesamiento y estudio.
En la práctica profesional del médico veterinario dedicado al
diagnóstico de enfermedades es común la recolección de mues-
tras y su envío al laboratorio para un estudio histológico; de los
cuidados que se tengan para hacerlo depende en muchas oca-
siones el éxito del diagnóstico y la posibilidad de prescribir un
tratamiento específico. Por esto resulta indispensable que des-
de su proceso formativo el médico ve-
terinario conozca los métodos para
recolectar y enviar muestras, así como
para el procesamiento de muestras
Los tejidos deben recolectarse lo
más pronto posible después de la muerte del animal.
En general el tipo de muestra y el
procesado dependen de la clase de aná-
lisis que requiera el clínico para el diag-
nóstico de la enfermedad. En este caso
se trata del procesamiento de fragmen-
tos de órganos para su estudio
histológico, pero cabe aclarar que las
muestras se pueden mandar a un labora-
torio para estudios hematológicos,
virológicos, parasitológicos, serológicos,
toxicológicos, etcétera, y en cada uno
de estos hay diferentes indicaciones
para recolección y envío.
El tamaño de la muestra de-
pende del tejido; por regla general,
para microscopía óptica es recomen-
dable que no sea menor de 0.5 cm3
ni mayor de 2 cm3. Una vez recolectada la muestra, es necesario
someterla a la acción de agentes físicos o químicos para evitar
su descomposición. Cuando se toman muestras demasiado grue-
sas, sólo las partes periféricas reciben la acción de los agentes
que evitan su deterioro; esto trae como consecuencia que en las
porciones centrales continúen los procesos de autólisis o de
descomposición. Los recipientes para enviar o transportar las
muestras deberán ser de boca ancha para que éstas se puedan
meter o sacar con facilidad y sin estropearse.
La tapa del frasco, de preferencia, debe tener rosca y ce-
rrar lo más herméticamente posible. Los fragmentos de órga-
nos recolectados pueden ser invadidos por bacterias, ya que
estos microorganismos utilizan materia orgánica para su nutri-
ción y reproducción. Además, las células de los fragmentos de
los órganos pueden destruirse a sí mismas por la acción de sus
propias enzimas, es decir, pueden sufrir autólisis; sin embargo,
muchos de los agentes físicos y químicos que evitan la descom-
posición de los tejidos, llamados fijadores, no permiten que es-
tos factores actúen.
DE LOS FIJADORES
El empleo de fijadores tiene la finalidad de preservar la morfo-
logía y la composición bioquímica de los diferentes compo-
nentes citológicos y tisulares, de modo que lo que se observe
en el microscopio corresponda a lo que existía cuando los teji-
dos formaban parte del animal vivo.
Con el uso de fijadores lo que se pretende es:
1. Proteger la muestra del ataque bacteriano.
2. Evitar la autólisis del tejido.
3. Insolubilizar los constituyentes celulares que se van a
4. Impedir distorsiones y retracciones.
5. Preparar las diversas estructuras para que reaccionen más
intensamente a los colorantes y así se facilite su identi-
Cualquier sustancia que acondiciona los componentes
tisulares para que reaccionen intensamente a un colorante se
denomina mordente. No todos los fijadores son mordentes,
ni todas las técnicas de tinción requieren de mordentes para
poder realizarse. En la mayoría de los estudios se persigue la
conservación de las proteínas, puesto que son los principa-
les constituyentes de las estructuras celulares y las responsa-
bles de todos los procesos metabólicos. La mayoría de los
fijadores son soluciones que actúan sobre las proteínas de
las células; gracias a esto los fijadores detienen el metabolis-
mo y, por consiguiente, el proceso de autólisis. Se considera
un buen fijador aquel que precipita las proteínas en forma
fina y, si es posible, en agregados ultramicroscópicos, para
que el aspecto de las células no se modifique.
El estudio histológico de una muestra puede pretender
sólo el análisis morfológico, o bien, la observación y carac-
terización de los componentes bioquímicos de las células y
sustancias intercelulares, es decir, su estudio histoquímico.
En el primer caso, evidentemente lo que más interesa es la
preservación de la morfología; en el segundo, evitar la diso-
lución de algún compuesto. Aunque hay fijadores que pue-
den efectuar ambas funciones, no existe un fijador universal
para todas las tinciones y tejidos.
Los métodos de fijación se pueden dividir en físicos y
Solventes polares:
Los métodos físicos más utilizados son el de congelación y
el de liofilización. Sin embargo, en la práctica de la medicina
veterinaria son más comunes la refrigeración y el uso de agen-
tes químicos, y de éstos, el formol al 10% es el que generalmen-
te se utiliza para fijar toda clase de órganos.
Las características deseables de un buen fijador son:
1. Que produzca muerte bacteriana.
2. Que no produzca distorsiones ni disuelva porciones tisulares.
3. Que inactive las enzimas.
4. Que modifique los componentes tisulares para mantener
la forma cuando la muestra se sujete a los procesos de des-
hidratación, aclaración, impregnación con parafina o resi-
nas plásticas, corte, tinción y montaje.
No todos los agentes fijadores químicos son útiles para
actuar sobre los distintos componentes tisulares, pues mientras
unos actúan sobre las proteínas, otros lo hacen preferentemen-
te sobre los carbohidratos, o bien, algunas sustancias fijadoras
producen la retracción del tejido, y otras que causan su expan-
sión, por ello es común el uso de mezclas de agentes químicos.
Se han elaborado diferentes mezclas de agentes químicos con
acción fijadora; por lo general dichas mezclas llevan el nombre
del investigador que las propuso. Entre las más usadas está el
líquido de Bouin, compuesto de una solución acuosa saturada
de ácido pícrico (150 ml), que se agrega momentos antes de
meter el órgano a fijar; formaldehído (50 ml) y ácido acético
(10 ml); esta mezcla es sumamente útil para la fijación de tejido
testícular. El líquido de Zenker está indicado cuando se quiere
aplicar a los tejidos ciertas técnicas de tinción especiales, hay
algunas útiles para mostrar polisacáridos, ciertas proteínas
fibrilares y tejido endocrino, que requieren de la fijación en el
líquido de Zenker para garantizar buenos resultados; este líqui-
do es una mezcla de dicromato de potasio (25 g), cloruro de
mercurio (50 g), el cual se agrega momentos antes de meter el
órgano a fijar; sulfato de sodio (100 g), ácido acético glacial (5
ml) y agua destilada (cbp 1 000 ml). El líquido de Helly es
prácticamente igual al de Zenker, sólo que en lugar de ácido
acético glacial contiene formaldehído en la misma proporción.
El líquido de Carnoy es una mezcla de alcohol absoluto (75 ml)
y ácido acético (25 ml) que se utiliza para preservar
Existen cuatro formas de fijar los fragmentos de órgano cuan-
do se emplean agentes fijadores químicos: fijación in situ, por per-
fusión intravascular, por perfusión intraluminal y por inmersión.
El método de fijación in situ consiste en fijar el órgano o
tejido en el lugar donde normalmente se encuentra el animal
vivo, a éste se le anestesia o practica la eutanasia, e inmediata-
mente, antes de proceder a diseccionar el área donde se locali-
za el órgano que interesa, se vierte el líquido fijador para que
empiece a ejercer su acción directamente sobre los tejidos de
interés y para evitar los cambios autolíticos; después se proce-
de a obtener los fragmentos del órgano, los cuales se deposita-
rán en un frasco con el fijador elegido y de esta manera el proceso
de la fijación continúa.
El método de fijación por perfusión intravascular consiste
en fijar el órgano o tejido utilizando los vasos sanguíneos que
lo irrigan. Para llevarlo a cabo se anestesia al animal, se diseca
el vaso arterial de mayor calibre que irriga el área donde se
encuentra el órgano en cuestión, éste se abre cuidadosamente
para introducir en él un catéter a través del cual se administra
una solución salina fisiológica con xilocaína al 2%. Antes de
dejar fluir la solución se corta el vaso venoso que se correspon-
de con el arterial que se está trabajando, inmediatamente des-
pués se deja fluir la solución y se espera hasta que el líquido
salga por la vena que se ha cortado previamente.
Posterioremente, se introduce el líquido fijador a través del ca-
téter y se espera unos minutos hasta que se tenga la seguridad
de que el fijador está saliendo por el vaso venoso. En todo este
procedimiento hay que tener perfectamente regulada y calcu-
lada la presión con que fluye la SSF o el líquido fijador, para no
romper vasos o capilares sanguíneos por exceso de presión. Los
fragmentos de órganos perfundidos se colectan y se depositan
en un frasco que contenga el fijador elegido.
El método de fijación por perfusión intraluminal se practi-
ca en órganos huecos como son el intestino, los bronquios,
bronquíolos y sacos alveolares. En el caso del intestino, este
método consiste en recolectar el fragmento del órgano del ani-
mal sacrificado, lavar con cuidado la luz del órgano con una
jeringa sin aguja, utilizando SSF, hasta quitar perfectamente el
contenido intestinal; en seguida, lavar la luz del órgano con el
fijador, empleando también una jeringa y, por último, deposi-
tarlo en un frasco que contenga el fijador elegido.
El método de fijación por inmersión consiste en la obten-
ción de un fragmento del órgano, cuyo estudio se desea llevar a
cabo después de que se ha sacrificado al animal. Dicho frag-
mento se coloca en la mezcla elegida para su fijación. Con este
método siempre debe utilizarse una proporción de 1:10, es de-
cir, 10 veces el volumen del fijador por una vez el volumen de
la muestra. Un fragmento de órgano de 1 cm3 deberá fijarse en
un frasco que contenga 10 ml de fijador. En el caso de órganos
que tienden a flotar, como pulmón, piel y otros, se recomienda
envolverlos con una gasa y amarrarlos a un contrapeso, para
evitar que salgan a la superficie. Para lograr buenos resultados
es necesario que todas las partes del órgano que se someterán a
fijación se mantengan en contacto con el fijador. En algunos
laboratorios se recomienda que el órgano se sumerja en el fija-
dor envuelto en gasas.
Una vez que los fragmentos de tejido se han
colectado para su fijación, deben anotarse
en el frasco todos los elementos que per-
mitan su identificación:
Fecha y nombre de la persona que lle-
vó a cabo la recolección.
Nombre del fijador.
La información que se recomienda anexar en hojas por se-
parado a las muestras que se envían para su estudio clínico son:
Nombre, dirección y teléfono del clínico.
Nombre, dirección y teléfono del dueño del animal.
Especie animal, edad, sexo y raza.
Hora de la toma de la muestra y fecha.
Tipo de análisis que se pide.
Número de animales en el hato.
Número de animales afectados.
Signos clínicos que presentó el paciente.
Datos sobre la mortalidad y morbilidad en el hato.
Hallazgos en otras necropsias procedentes del mismo
Casos similares en la zona.
Diagnóstico presuntivo del clínico.
Material enviado al laboratorio y fijador usado.
Los recipientes para enviar las muestras por lo general son
de plástico o de vidrio y deben ser empacados cuidadosamente
para evitar que se rompan durante el transporte.
2. Comprender los principios básicos que fundamentan
la técnica histológica.
2.1. Enlistar los distintos métodos con los que se puede
procesar un órgano para su estudio histológico.
2.2. Describir el método para procesar órganos que vayan
a cortarse por congelación.
2.3. Describir el método para inclusión de órganos en pa-
2.4. Describir el método para inclusión de órganos en resi-
nas plásticas.
2.5. Describir los métodos para realizar los cortes
histológicos de órganos para su estudio.
2.6. Definir lo que es un colorante basófilo en relación con
las estructuras celulares que tiñe.
2.7. Definir lo que es un colorante acidófilo en relación
con las estructuras celulares que tiñe.
2.8. Mencionar el papel que juega cada uno de los coloran-
tes que participan en la técnica de hematoxilina y eosina.
2.9. Mencionar el nombre de una técnica de tinción selec-
tiva para polisacáridos, ácidos nucleicos, lípidos y para
fibras conjuntivas.
2.10. Mencionar los distintos medios de montaje para pre-
parados histológicos.
2.11. Mencionar los requisitos que debe tener una sustancia
para ser utilizada como medio de montaje.
2.12. Enlistar en orden consecutivo los pasos necesarios en
la fijación de un órgano para su estudio histológico.
2.13. Describir el método para el estudio de células
principios de la técnica histológica
exfoliadas.
2.14. Describir el método para la realización de frotis y de
Los fragmentos de órgano que se desee estudiar al microscopio
pueden procesarse por distintos métodos. Los tres más común-
mente empleados son: el método de congelación, el de inclu-
sión en parafina y el de inclusión en resinas plásticas.
El método por congelación es rápido y muy adecuado cuan-
do se requiere la observación del tejido lo antes posible, como
en el caso de intervenciones quirúrgicas; el método consiste en
congelar paulatinamente el tejido hasta que se encuentre lo su-
ficientemente duro como para cortar rebanadas de menos de
10 micrómetros de grosor. Esta técnica es muy conveniente
cuando se desea demostrar lípidos, ya que la técnica de inclu-
sión en parafina, como se verá más adelante, utiliza solventes
orgánicos que impiden el estudio de los compuestos no pola-
res. La congelación puede hacerse con bióxido de carbono.
El método de inclusión en parafina es más tardado que el
anterior y consiste en sustituir el agua de los tejidos fijados y
sumergirlos en parafina, para ello se emplea el siguiente proce-
dimiento previo: deshidratación de la muestra, cuyo propósito
es eliminar toda el agua de los tejidos y sustituirla gradualmen-
te por un solvente orgánico que se mezcle con el agua; para
esto se utiliza el alcohol. Primero se depositan las muestras en
alcohol etílico al 60%, después de cierto tiempo (casi siempre
una hora), se pasan a alcohol al 70%, donde se mantienen otro
tiempo y así sucesivamente en alcoholes cada vez más concen-
trados hasta llegar al alcohol absoluto. Cuando el agua del teji-
do ya ha sido reemplazada por el alcohol se procede a sustituir
este último por una sustancia que puede mezclarse con el alco-
hol y con la parafina,y que torna las piezas traslúcidas, por ello,
a este paso se le denomina aclaramiento o diafanización. Las
sustancias que se usan comúnmente en este paso son el xileno o
el benceno, durante una hora.
Una vez aclaradas las muestras se pasan a recipientes que
contienen parafina fundida a 55 °C, este paso tiene la finalidad
de desplazar la sustancia utilizada du-
rante el aclaramiento por la parafina, lo
que se logra con dos pases, cada uno de
media hora aproximadamente. Esta fase
recibe el nombre de impregnación. La
deshidratación, el aclaramiento y la im-
pregnación pueden hacerse manualmen-
te, pero también automáticamente por medio de un procesador
de tejidos automático.
Ya que las muestras se encuen-
tran embebidas en parafina, se colo-
can en recipientes cúbicos que
contienen parafina fundida; se depo-
sitan en ellos con una pinza, ya sea
en posición horizontal o vertical,
hasta el fondo, y se espera a que la parafina se solidifique a
temperatura ambiente; de esta manera se obtienen bloques cú-
bicos que contienen en su interior la porción del órgano a estu-
diar. Este paso del procesamiento se denomina inclusión.
El objetivo de incluir los órganos en un material como la
parafina es que el órgano adquiera la suficiente dureza para per-
mitir realizar cortes delgados. Una vez que la muestra se ha
incluido en parafina se procede al corte.
El método de inclusión en resinas plásticas se utiliza co-
múnmente para la preparación de muestras que van a ser obser-
vadas con el microscopio electrónico, los procedimientos son
similares al del método de inclusión en parafina; en ocasiones,
en lugar de etanol se utiliza acetona, se comienza con una con-
centración de 25% que se incrementa en forma gradual hasta
100% y posteriormente se pasan al medio de inclusión, que
está constituido por resinas sintéticas de epóxido o epoxil, como
son el epon y la araldita. Estos plásticos son bastante duros, lo
que permite hacer cortes sumamente delgados. Después de la
congelación del órgano, o bien de la inclusión en parafina o
resinas plásticas, según sea el caso, el paso siguiente es el corte.
El aparato que se utiliza para cortar muestras de tejido para su
observación al microscopio se denomina micrótomo.
Existen diversas adaptaciones de este aparato, las cuales
dependen de que el órgano esté congelado, o incluido en para-
fina o en resinas plásticas. Para muestras congeladas se utiliza
un aparato denominado crióstato, que consiste en un micrótomo
encerrado en una cámara refrigerada que mantiene temperatu-
ras por debajo de los 0 ºC, en forma ideal, -18 ºC, esto permite
que tanto el tejido como la cuchilla se mantengan a temperatu-
ras inferiores a las de congelación.
Si las muestras de los órganos se encuentran incluidas en
bloques de parafina, se colocan en el micrótomo para hacer
cortes entre 4 y 7 micrómetros de
grosor. Las rebanadas obtenidas en
el micrótomo se extienden en una
tina de flotación que contenga agua
y grenetina. La tensión superficial del
agua ayuda a extender el corte y la
grenetina ayuda a que la muestra se
adhiera firmemente al portaobjetos, la cual es identificada con
el empleo de un lápiz de punta de diamante.
En el caso de las muestras incluidas en resina plástica, se
colocan en un ultramicrótomo, un micrótomo que tiene la par-
ticularidad de estar equipado con navaja de vidrio o de diaman-
te, especial para obtener cortes muy delgados, de 0.02 a 0.1 μm
de grosor, que se conocen con el nombre de semifinos, los cua-
les se extienden al flotar en el agua de un pequeño recipiente
que se encuentra debajo de la navaja;
posteriormente se colocan sobre un
portaobjetos y se tiñen, a fin de obser-
varlos y seleccionar las regiones para
hacer cortes aún más delgados, llama-
dos cortes finos, los cuales se colocan
en rejillas de cobre o níquel, y se prepa-
ran para ob-
servarse al microscopio electrónico.
Para mejorar la adhesión del
corte al portaobjetos, la muestra se
coloca en una platina termoeléctrica.
El proceso de la muestra hasta
esta etapa consta de los siguientes
2. Aclaramiento.
3. Impregnación.
4. Inclusión.
6. Extendido.
7. Adhesión.
La mayoría de los tejidos son incoloros, por lo que des-
pués del corte, extendido y adhesión de la muestra deben teñir-
se para facilitar su observación al microscopio y poder
Cuando se va a observar una muestra en el microscopio
fotónico (microscopios que aprovechan las propiedades de los
fotones) se sigue una técnica para teñir los tejidos, cuyo princi-
pio se basa en el uso de colorantes ácidos y colorantes básicos o
alcalinos para distinguir los diferentes componentes tisulares.
Después de la fijación, los diferentes componentes celulares y
elementos tisulares conservan
cierto grado de alcalinidad o de
acidez que determina su
reactividad ante la presencia de
un colorante ácido o básico.
Para teñir un corte de teji-
do, por lo general se suelen
utilizar por lo menos dos colo-
rantes: uno ácido y otro bási-
co. La combinación más empleada es la de hematoxilina
(colorante básico) y la eosina (colorante ácido). A esta técnica
de tinción se le denomina comúnmente tinción de HE. Los com-
ponentes de la célula y de los tejidos con un pH ácido se tiñen
fácilmente con los colorantes básicos y se les denomina basófilos
(philein: afinidad por). Los componentes de las células y de los
tejidos que tienen un pH básico o alcalino reaccionan con los
colorantes ácidos y se denominan acidófilos.
En la célula una gran proporción de moléculas ácidas, como
el ácido ribonucleico y el ácido desoxirribonucleico, se con-
centra en el núcleo, por lo cual éste es considerado como
basófilo, mientras que el citoplasma contiene una significativa
cantidad de compuestos básicos o alcalinos, por lo que se le
considera un componente acidófilo.
Existen, sin embargo, diversos tipos celulares que tienen
un abundante retículo endoplásmico rugoso y por ello su cito-
plasma es basófilo. Los diversos componentes tisulares del com-
partimiento intercelular pueden presentar también distintas
afinidades por los colorantes, es decir, hay componentes
intercelulares basófilos y hay componentes intercelulares
Además de la técnica de HE, que es la técnica de rutina,
existen técnicas especiales para poner de manifiesto y de ma-
nera selectiva diversos elementos o componentes celulares y
tisulares. Para evidenciar ácidos nucleicos se utilizan coloran-
tes como la pironina o la tionina en combinación con verde de
metilo. Con el uso de estos colorantes es posible distinguir in-
cluso los dos tipos de ácidos nucleicos. En las células teñidas
con cualquiera de las dos combinaciones señaladas es posible
observar la cromatina en verde y el RNA citoplasmático o el
nucléolo en rojo. Existe un buen número de técnicas para expo-
ner mucopolisacáridos, entre los más comunes tenemos la téc-
nica del azul de alciano y la del ácido peryódico de Schiff (PAS).
Ésta última sirve también para mostrar las mucoproteínas.
En el caso de las tinciones que faciliten la observación de
los lípidos, se usan frecuentemente colorantes como el Sudán III,
que los tiñe de amarillo; el Sudán IV, que los tiñe de anaranjado
o rojo y el Sudán negro, que los tiñe de negro. En estos casos se
necesitan cortes procesados por el método de congelación.
En las fibras intercelulares se emplean técnicas tintoriales
a base de sales de plata, específicas para fibras reticulares, las
cuales se manifiestan en color negro, mientras que con otras
técnicas de rutina no pueden distinguirse claramente de los de-
más tipos de fibras.
Para las fibras colágenas pueden usarse diversas técnicas,
entre las que destacan la de Masson y la de Mallory, que evi-
dencian estas fibras en azul. Las fibras elásticas se tiñen de co-
lor negro con la técnica de Verhoeff.
Para el sistema nervioso existe una gran variedad de técni-
cas, algunas muy simples como la del azul de toluidina, que tiñe
el tejido y marca muy claramente los grumos basófilos de las
neuronas, en cambio, otras un poco más complejas que pintan
de manera selectiva cada uno de los diversos tipos celulares del
tejido nervioso. Entre estas técnicas podemos destacar la de
Golgi y la de Cajal; la primera utiliza sales de mercurio (HgCl2),
la segunda suele emplear sales de plata (AgNO3); en ambos ca-
sos los elementos celulares se impregnan con estas sales me-
diante la aplicación de reveladores para fotografía; dichas sales
se hacen virar para que tomen un color negro.
Una vez que las muestras han sido teñidas se procede al
montaje, que consiste en añadir un medio de montaje sobre el
corte de tejido (el cual se encuentra adherido a un portaobjetos)
y colocar encima un cubreobjetos de vidrio. Existen diversos
medios de montaje, su uso depende del tratamiento que se le
haya dado al tejido. Si los cortes se procesaron mediante la
técnica de congelación y se desea mostrar lípidos se utilizan
medios de montaje acuosos, tales como la glicerina; en cambio,
si se procesaron cortes por congelación de órganos en los cua-
les no se pretende demostrar compuestos solubles en solventes
no polares, o bien, cortes de órganos incluidos en parafina,
se utilizarán substancias que puedan mezclarse en solventes
orgánicos como el xileno; como ejemplos de estas sustancias
tenemos diversas resinas naturales y sintéticas. Las resinas na-
turales tienen la desventaja de ser ácidas, por lo que cada vez
son menos usadas; entre ellas están el bálsamo de Canadá y la
goma de Damar. Las resinas sintéticas son neutras y su uso es
cada vez más frecuente, entre otras, están la de Permount, la de
Harleco y el Histoclad. Cualquier medio de montaje debe te-
ner en solución un índice de refracción entre 1.5 y 1.6, secar
rápidamente, no afectar la integridad del tejido ni alterar la
tinción de la muestra.
Para estudiar los tejidos o la integridad de las células que
lo componen, existen otros métodos, además de los descritos.
Entre éstos cabe mencionar el que sirve para estudiar células
sueltas o descamadas.
A las células que se desprenden de los tejidos se les conoce
como células exfoliadas. Para su observación se suele hacer un
frotis que consiste en extender las células sobre un portaobjetos.
Se pueden realizar frotis de células sanguíneas o de células
exfoliadas. La citología exfoliativa es un método que ha sido
utilizado cada vez con mayor frecuencia para la determinación
del ciclo estral en determinadas especies domésticas como la
perra, la gata y animales de laboratorio, así como en el estudio
La realización del frotis de células sanguíneas requiere el
1. Se coloca una pequeña gota de sangre sobre un extremo
del portaobjetos y en seguida, con otro portaobjetos, se
procede a hacer el extendido de la sangre. Para ello es ne-
cesario acercar el segundo portaobjetos hasta la gota, for-
mando un ángulo de 45 grados con el portaobjetos que
contiene la gota de sangre. Al ponerse en contacto
el portaobjetos con la superficie de la gota de sangre, se
espera a que ésta se distribuya por capilaridad a todo lo
ancho del portaobjetos; en este momento, con un movi-
miento rápido, uniforme y sin variar el ángulo que forman
ambos portaobjetos, se extienden las células sanguíneas por
arrastre sobre la superficie del portaobjetos en el que ini-
cialmente se colocó la gota.
2. Se fija la muestra por secado al aire.
3. Se fija la muestra con alcohol metílico absoluto.
4. Se tiñe (las técnicas de tinción más utilizadas para células
sanguineas son la de Wright y Giemsa).
5. Se lava en el chorro de agua.
6. Se seca.
7. Se aclara con xileno.
8. Se monta con resina sintética.
Para la realización del frotis de células exfoliadas se sigue
La obtención de las células libres puede hacerse mediante
un lavado con solución salina fisiológica, o bien, a través del
uso de un hisopo. En el caso de obtener las células por medio
de lavado, se dejan caer unas gotas de solución salina con las
células sobre el portaobjetos, se extienden sobre la laminilla y
se secan al aire. Si se obtuvieron las células mediante un hiso-
po, éste se hace rotar sobre el portaobjetos para distribuir las
células. Posteriormente se tiñen con la técnica de Papanicolau,
con lugol o yodo.
Otra técnica para la observación de células libres es la im-
pronta, la cual resulta fácil y rápida para el estudio de células
que forman parte de un órgano. Para realizarla es necesario cor-
tar el órgano, después acercar el portaobjetos hasta tocar el ór-
gano por la parte incidida, secar rápidamente al aire y teñirla
con la técnica de Papanicolau o de hematoxilina y eosina.
En una serie de microfotografías, observa las característi-
cas de los diferentes tejidos presentados con diversas
tinciones y elabora un cuadro colocando el color que co-
rresponda al tipo de estructura que adviertas.
3.1. Manejar correctamente un microscopio fotónico.
3.1.1. Identificar las partes ópticas, mecánicas y de iluminación.
3.1.2. Mencionar la función de los principales elementos de
3.1.3. Mencionar los procedimientos de rutina en el manejo
del microscopio fotónico.
3.1.4. Enfocar en forma adecuada y observar una prepara-
ción histológica.
3.2. Comprender los fundamentos técnicos elementales en
los que se basa la microscopía fotónica.
3.2.1. Mencionar los diferentes tipos de microscopios.
3.2.2. Entender el concepto de poder de resolución del sis-
tema óptico.
3.2.3. Conocer la fórmula matemática del límite de resolución.
3.2.4. Determinar las limitaciones del microscopio fotónico y
su complementación con otros tipos de microscopios.
En el transcurso de los años ha ido aumentando el número de
médicos veterinarios que requieren del microscopio fotónico
para desempeñar satisfactoriamente su trabajo. Es por ello con-
veniente que desde el primer año el estudiante se familiarice
con el manejo de dicho instrumento. Diversos aspectos prácti-
cos de la histología, microbiología, patología y parasitología se
resuelven con el uso del microscopio. Por tal motivo, el cono-
cimiento de todas sus partes, lo mismo que el funcionamiento
de cada una de ellas en la observación de un objeto son de
utilidad en la formación profesional.
El microscopio fotónico está constituido por una parte
mecánica, una parte óptica y una fuente de luz.
MICROSCOPIO FOTÓNICO
I. Parte mecánica
2) Brazo
3) Cabezal o cabeza
4) Revólver
5) Platina
6) Tornillos macrométrico y micrométrico
7) Porta condensador
8) Tornillo del condensador
Esta parte consta de una base, un brazo, un cabezal o cabeza,
un revólver, una platina y dos tornillos: a) macrométrico y b)
micrométrico; un porta condensador, un tornillo del condensa-
dor y una cremallera.
La base o pie generalmente tiene forma de herradura, ade-
más de sostener todo el peso del microscopio, da solidez y es-
tabilidad al aparato. En una gran variedad de modelos de
microscopios, la fuente de luz aparece incorporada a la base.
El brazo o columna sirve de asa para sujetar y transportar el
microscopio; es recomendable tomar el microscopio del brazo
o columna con una mano, y sostenerlo de la base con la otra
mano. En la columna están conectados los tornillos
macrométrico y micrométrico que son los que elevan o des-
cienden la platina, la cual se apoya en la columna. También en
la columna se apoyan el soporte del condensador del diafragma
así como el tornillo y la cremallera que regulan su movimiento.
La cabeza o cabezal se encuentra hacia el extremo superior del
microscopio; tiene la forma de una media esfera, su función es
servir de sostén al prisma de cristal que forma parte del sistema
óptico del microscopio. Del cabezal parten hacia arriba los tu-
bos donde se apoyan los lentes oculares, hacia abajo se encuen-
tra el revólver portaobjetivos. Se denomina revólver al disco
giratorio colocado en la superficie plana e inferior del cabezal y
gracias al movimiento giratorio es posible cambiar de objetivo;
cuando se desee este cambio es necesario hacerlo en dirección
de las manecillas del reloj y con la yema de los dedos sobre el
borde estriado del revólver. Se debe evitar, tomar el objetivo
para girar el revólver, ya que con este tipo de manejo al cabo
del tiempo el aparato se desajusta. El revólver se gira hasta sen-
tir un tope sutil, que será fácilmente apreciado si el movimiento
es lento y se realiza con la yema de los dedos. Cuando se perci-
be el tope, se puede estar seguro de tener el nuevo objetivo en
posición adecuada para llevar a cabo
La platina es la porción del
microscopio donde se coloca la pre-
paración histológica para su observa-
ción; se localiza debajo de los
objetivos. Es una superficie plana de
forma cuadrangular que tiene en el
centro un orificio circular, a través del cual pasa el haz lumino-
so que atraviesa el corte histológico y permite su observación.
En ocasiones los microscopios presentan un carro, así se le de-
nomina a la estructura que sujeta el portaobjetos por sus extre-
mos y mediante los tornillos que contiene hacia el borde lateral
derecho de la platina, permitiendo el movimiento de las prepa-
raciones hacia adelante, atrás y a los lados. De acuerdo con la
marca o modelo del microscopio se pueden encontrar diferen-
cias, sin embargo, en términos generales, hay dos formas como
los fabricantes de un microscopio resuelven la construcción de
los mismos. Unos prefieren colocar los tornillos macro y
micrométricos separados; otros en cambio, en un mismo
accionador presentan ambos; en estos casos y por lo general, el
enfoque macrométrico se realiza con la perilla estriada de ma-
yor diámetro, mientras que el enfoque micrométrico, con la
perilla estriada central y más pequeña. El tornillo macrométrico
hace subir o bajar la platina y como regla general deberá enfo-
carse usando primero el tornillo macrométrico y el objetivo de
menor aumento. Cuando se procede de esta manera no es ne-
cesario usar el tornillo macrométrico para cambiar a otros len-
tes objetivo, sólo es necesario hacer el enfoque fino con el
micrométrico. Algunos modelos de microscopios (tipo estudian-
te) carecen de las partes mecánicas que a continuación se des-
criben. El portacondensador es una estructura que consta de un
aro que sujeta el condensador y lo une al brazo o columna,
sobre este aro se encuentra un tornillo que libera al condensa-
dor y de esta forma permite la adecuada limpieza o ajuste sobre
el mismo, esto último deberá realizarse con cuidado de manera
esporádica y sólo por personal entrenado para ello. La función
del portacondensador es sostener el complejo condensador-
diafragma. El tornillo para subir o bajar el portacondensador se
encuentra debajo y delante de los tornillos macro y micrométricos.
El condensador (incluido o sostenido por el porta condensa-
dor) se sube y se baja con el fin de que el haz luminoso coincida
exactamente con el objeto a observar y obtener así la mejor
iluminación. La cremallera es la placa de superficie dentada que
se encuentra montada sobre la columna. A través de los dientes
engranes se articula tanto en el soporte del condensador o
diafragma como en la platina.
II. Parte óptica
La parte óptica la constituyen, en términos
generales, los lentes:
3) del condensador
Existen microscopios con un solo ocular, denominados
monoculares; o bien, los que presentan dos oculares, denomi-
nados binoculares. En cualquier caso, los oculares se localizan
en el extremo superior del cabezal y es en ellos donde se colo-
can los ojos del observador. Hay oculares de diferentes aumen-
tos, éstos por lo general pueden ser de 10x, 15x y 20x. El número
seguido del signo «x» (por) se refiere a las veces que aumenta el
tamaño original del objeto observado. En el caso
de los microscopios binoculares, la distancia en-
tre los oculares puede ajustarse a la distancia que
cada observador en particular tiene entre los
ojos. Esto puede lograrse si se acciona un torni-
llo que regularmente está entre los dos ocula-
res; esta separación queda indicada por una
escala circular situada entre ambos oculares.
Reciben este nombre las lentes más próximas al objeto a obser-
var. Se localizan en la parte inferior del cabezal unidos a éste
por medio del revólver; los objetivos reciben diversos nombres
de acuerdo con los aumentos que tienen.
MICROSCOPIO OLYMPUS ZEISS
1. objetivo panorámico 4x 3.2 x
2. seco débil 10 x 10 x
3. seco fuerte 40 x 40 x
4. de inmersión 100 x 100 x
El objetivo proyecta una imagen más aumentada en direc-
ción del ocular. Los objetivos presentan en la porción metálica
una serie de datos que a continuación se describen. Una lectura
correcta comúnmente se hace de izquierda a derecha y de arri-
ba a abajo. El primer número significa el aumento del objetivo;
la siguiente cifra representa la abertura numérica (AN), su de-
terminación depende del fabricante y se refiere al menor índice
de refracción del lente del objetivo multiplicado por el seno del
semiángulo de abertura. En este caso: AN=1.35 o 0.22.
En el renglón de abajo, la cifra 160 corresponde a la longi-
tud en milímetros del tubo del microscopio en el cual deben ser
utilizados (algunos en lugar de 160 tienen 170); la última cifra
(0.17), que no todos los objetivos la tienen anotada; aparece en
un tercer renglón, y se refiere al espesor en milímetros del
cubreobjetos que debe emplearse. En las preparaciones
histológicas ésta medida es importante para evitar estrellar la
laminilla con el objetivo; la laminilla siempre se debe colocar
con el cubreobjetos dirigido hacia arriba, ya que la medida an-
tes citada está calculada para que vaya de esta forma. Es un
hecho indudable que la calidad del microscopio está determi-
nada esencialmente por la calidad del objetivo, pues es éste el
que produce la imagen aumentada del objeto, cuya nitidez, en
cuanto a los detalles estructurales y aspecto general, no puede
ser mejorada por los demás elementos. Para clasificar y diferen-
ciar los objetivos algunos fabricantes utilizan colores. Así, un
color suele corresponderse con un aumento dado (ver cuadro
1), por ejemplo, todos los objetivos de aumento 10x llevan una
banda amarilla alrededor del tubo.
1. objetivo panorámico banda color café
2. seco débil banda color amarillo
3. seco fuerte banda color azul
4. de inmersión banda color negro o blanco
a) Aumento nominal: viene grabado en el cuerpo del objeti-
vo y siempre se asocia con la longitud del tubo del micros-
copio (o la distancia entre el objetivo y el ocular); en los
microscopios americanos la distancia es de 160 mm y en
los europeos, japoneses y rusos de 170 mm.
b) Aumento total: es el que se observa al mirar por el ocular.
Se calcula multiplicando el aumento del ocular y el objeti-
vo, ejemplo: 15 X 40 = 600x. El objeto observado está au-
mentado 600 veces su tamaño natural.
c) Poder de resolución: es la capacidad que tiene un sistema
óptico de separar detalles.
Al poder o límite de resolución se le asigna un valor numé-
rico y equivale a la mínima distancia que debe existir entre dos
puntos para que cada uno de ellos aparezca individualizado. El
límite de resolución de los mejores lentes utilizados en los mi-
croscopios fotónicos comunes es de 0.2 μm (0.0002 mm). La
riqueza en el detalle de una imagen dependerá del poder de
resolución. La parte que determina el límite de resolución de
un sistema óptico es el objetivo, aunque éste puede ser modifi-
cado ligeramente por el complejo condensador-diafragma. El
límite de resolución se obtiene con la fórmula:
LR= Ks/AN
K = una constante estimada en 0.61
s = longitud de onda de la luz empleada
AN = abertura numérica (un valor grabado sobre la super-
ficie del tubo del objetivo empleado y es calculado
previamente por el fabricante).
Condensador-diafragma
El complejo condensador-diafragma forma parte del sistema
óptico y lumínico. Los microscopios “modelo estudiante” sue-
len tener un sustituto muy simplificado que hace las funciones
de éste; sin embargo, es una parte muy importante del micros-
copio que para fines informativos conviene describir. El con-
densador está formado por un lente convergente que favorece
una iluminación óptima de la preparación y de esta manera de-
termina la riqueza de los detalles y la nitidez del objeto en
observación, es decir, aumenta el poder de resolución. Para
buscar una altura del condensador que permita el máximo de
luz y resolución se hará ascender o descender el complejo
condensador-diafragma mediante el tornillo correspondiente.
El diafragma tiene la función de regular la cantidad de rayos
luminosos que lleguen al lente del condensador para posterior-
mente iluminar el objeto a observar. El diafragma puede
improvisarse con una pequeña lámina de metal o cualquier ma-
terial opaco, perforado para permitir el paso de sólo una deter-
minada cantidad de rayos luminosos.
III. Sistema de iluminación (fuente de luz)
Consta de las siguientes partes: regulador de voltaje, lámpara o
espejo y condensador.
El regulador de voltaje es un accesorio que, según el fabricante,
puede venir separado del microscopio o bien integrado al mis-
mo. Cuando está separado consiste en una caja metálica que
posee, en uno de sus extremos, una clavija, la cual se conecta a
la fuente de corriente eléctrica y, en el otro extremo, un cable
que va directamente a la fuente de luz del microscopio. El regu-
lador de voltaje tiene un interruptor a través del cual se encien-
de (ON) o se apaga (OFF). Antes de prender el regulador hay
que asegurarse de que la perilla que regula la intensidad de luz
esté en el nivel más bajo. Algunos reguladores presentan graba-
das en letras o rayas rojas las zonas de alta intensidad de luz que
pueden poner en peligro la integridad del filamento del foco.
Siempre se deberá procurar NO llegar hasta esta zona, pues la
duración del filamento del foco será menor y la retina del ob-
servador podría sufrir algún daño. En aquellos microscopios que
presentan el regulador de voltaje integrado, la perilla que regu-
la la intensidad de luz se encuentra casi siempre en la base del
microscopio. Para cuidar la retina del observador, la perilla
debera estar en el nivel más bajo de luz, para luego adecuar la
posición del condensador o su sustituto para encontrar el pun-
to o altura del condensador en el cual esté más iluminado el
campo con la mínima intensidad de luz. Una vez logrado esto
se incrementa la intensidad poco a poco para lograr una ilumi-
nación del campo visual satisfactoria para el observador.
La lámpara integrada al microscopio posee un diafragma que
deberá estar abierto siempre y con ello permitir el paso de una
adecuada cantidad de luz.
El espejo sólo existe en aquellos microscopios que no tienen adap-
tada una fuente de luz; en estos microscopios el espejo ocupa la
parte inferior del mismo, colocado sobre el pie o base. El espejo
consta de dos superficies o caras, una plana y otra cóncava; pue-
de hacerse girar manualmente de tal forma que es posible expo-
ner hacia arriba cualquiera de las dos caras. La cara plana se utiliza
cuando la fuente de luz es natural (sin lámpara de ningún tipo); la
cara cóncava, cuando la fuente de luz es artificial. La orientación
de la cara deberá hacerse observando el campo visual y usando la
cara del espejo adecuada. La función del espejo es la de reflejar el
haz luminoso proveniente de la fuente de luz natural o artificial y
dirigirlo hacia la preparación. El observador, antes de iniciar su
trabajo con el microscopio, debe asegurarse de que la superfi-
cie del espejo está libre de manchas dactilares, para ello es útil
tener a la mano un trapo limpio de algo-
dón. La finalidad de las diferentes partes
del microscopio es la de permitir la obser-
vación de una muestra con el mejor enfo-
que posible, con la iluminación más
adecuada y sin movimiento.
Después de leer todas las instrucciones que a continuación
se presentan, maneja el microscopio para enfocar una la-
minilla o preparado histológico.
Conecta la clavija al enchufe, ya sea de la lámpara o del micros-
copio con luz integrada. En aquellos microscopios que tienen
integrada la fuente de iluminación y presentan un caja metálica
como regulador coloca el interruptor en encendido (ON) y pro-
cura que la perilla que está sobre su superficie esté colocada en
el punto más bajo de iluminación, después podrás aumentar pau-
latinamente la iluminación girándola despacio hacia la derecha
sin llegar a la escala roja. En algunos microscopios con fuente
de luz integrada, la intensidad luminosa se regula con una peri-
lla colocada sobre la superficie derecha de la base, de tal forma
que girándola de acuerdo con las manecillas del reloj la intensi-
dad aumenta. En los microscopios sin fuente de luz integrada
es necesario verificar que la cara cóncava del espejo esté dirigi-
da hacia arriba; observando por el (los) ocular(es) con el objeti-
vo de menor aumento (panorámico), se mueve el espejo hasta
que el campo quede adecuadamente iluminado, esto puede
mejorarse aún más si se acciona el tornillo del condensador y se
ajusta este último hasta obtener la máxima iluminación.
Colocación de la preparación
Una preparación histológica es un corte muy delgado de tejido
colocado entre dos laminillas de vidrio, una más gruesa y larga
denominada portaobjetos. Se coloca el portaobjetos sobre
la platina, procurando siempre que el cubreobjetos quede
hacia arriba, pues la distancia entre el objetivo y la laminilla
está calibrada de esta forma. Con el procedimiento antes men-
cionado se evita romper la preparación con alguno de los obje-
tivos. Posteriormente el portaobjetos se fija, ya sea por medio
de las dos pinzas, colocadas sobre la platina, que oprimen la
laminilla por sus bordes; o bien, con una pinza móvil, que se
encuentra sobre la superficie izquierda de la platina; esta pinza
se debe accionar primero hacia atrás para permitir la entrada de
la laminilla; después se sujeta lentamente para que la pinza apri-
sione el portaobjetos, el cual queda fijo de esta manera. Por
medio de los tornillos del carro se mueve el portaobjetos para
que el objeto a observar quede exactamente arriba del conden-
sador y pueda recibir el haz luminoso.
Enfoque del objeto
En los microscopios binocu-
lares es necesario regular la
abertura de los oculares de tal
forma que se pueda observar
cómodamente con ambos
oculares. Se cierra el ojo iz-
quierdo y se enfoca la pre-
paración utilizando sólo el
tornillo macrométrico.
En un microscopio monocular no es conveniente cerrar el
ojo que no se está usando para ver la preparación histológica.
Algunos microscopios binoculares tienen una escala gra-
bada sobre el tubo del ocular izquierdo, la cual se denomina
tornillo dióptrico y sirve para calibrar el microscopio a la agu-
deza visual particular del observador, sobre todo para aquellos
casos en que el observador no tiene la misma agudeza visual en
los dos ojos, para lo cual cierra el ojo derecho y enfoca la
preparación girando el tornillo dióptrico con la yema de los
dedos índice y pulgar izquierdos hasta
lograr una imagen lo más nítida posi-
ble. La observación, de ahora en ade-
lante, se hará utilizando ambos ojos.
Una vez enfocado, con el tornillo
macrométrico se procede a enfocar la
preparación histológica. La observación
con el objetivo panorámico sirve para
dar una idea general del objeto obser-
vado, hay que procurar mirar siempre
varios campos microscópicos y seguir el contorno del corte
histológico que se observa. Se gira el revólver colocando la yema
de los dedos índice y pulgar sobre la superficie dentada del mis-
mo, de acuerdo con las manecillas del reloj, hasta sentir un tope
o pase suave, de esta manera el siguiente objetivo (10x) estará
en el sitio adecuado. Se procede a enfocar la preparación única-
mente con el tornillo micrométrico. Hay que observar varios cam-
pos microscópicos antes de pasar al siguiente objetivo y realizar
el mismo procedimiento descrito. Después de terminar una se-
sión de observación, se coloca en posición de observar el objeti-
vo 4x, se quita la preparación, se apaga el microscopio, se
desconecta la clavija y finalmente se cubre para evitar que se
empolve. El polvo y la humedad son los peores enemigos del
El microscopio es un aparato delicado, hay que manejarlo con
mucho cuidado. Debe permanecer en un lugar bien ventilado y
seco para evitar la formación de colonias de hongos que pudie-
ran alterar la calidad de los lentes, también debe estar fijo en un
lugar pues el constante movimiento del aparato puede causar el
desajuste de los lentes que integran la parte óptica y de esta
manera perderse la calidad de la imagen. No se debe hacer girar
el revólver tomando los objetivos, sino colocando la yema de los
dedos pulgar e índice sobre el borde de la placa dentada circular
del revólver, y en la dirección de las manecillas del reloj. En la
práctica, como regla general, es conveniente que al examinar
cualquier preparación se observen varios campos microscópicos
antes de pasar al siguiente objetivo, para tener una idea general
de lo que se observa. Tanto en los microscopios monoculares
como en los binoculares siempre se deberán emplear los dos ojos
y no cerrar uno de ellos (excepción hecha en el proceso de enfo-
que), ya que este vicio a la larga trae dificultades visuales. En el
caso de los microscopios monoculares se recomienda cubrir el
ojo que no se emplea en la observación con la palma de la mano,
pero este ojo no deberá estar cerrado. La base del microscopio
tiene que permanecer a una distancia no menor de 10 cm del
borde de la mesa, la cual debe ser lisa, firme y no inclinada. En
caso de utilizar el objetivo de inmersión se colocará primero una
gota de aceite de inmersión. Cuando se termina la observación
siempre hay que limpiar el aceite con un papel especial que no
raye el objetivo. Por ningún motivo se puede dejar sin limpiar el
objetivo de inmersión después de usarlo. La preparación siempre
tendrá que colocarse de tal forma que el cubreobjetos esté dirigi-
do hacia los objetivos y nunca hacia el condensador.
IV. Modalidades de microscopios
IV. microscopios
Al microscopio fotónico es posible hacer una serie de cambios
y adaptaciones en el sistema óptico, para realizar con mayor
facilidad los estudios que se describen a continuación.
Se utiliza para la observación de objetos muy transparentes;
la iluminación en campo oscuro aumenta el contraste entre el
propio objeto y su fondo. Esto se logra evitando que la luz del
condensador llegue al objetivo, de tal modo que esta falta de
luz constituya un fondo oscuro sobre el que resalte el objeto a
Para la iluminación con campo oscuro se requiere:
1. Condensador especial de campo oscuro.
2. Montura centrable.
3. Diafragma iris en el objetivo.
4. Iluminación de gran intensidad.
5. Portaobjetos de 1 o 2 mm de grueso.
6. Aceite de inmersión.
Es una técnica que permite ver con bastante detalle y buen con-
traste objetos muy transparentes, que con la luz ordinaria son
prácticamente invisibles; sirve también para detectar diferen-
cias muy pequeñas de grosor y densidad del objeto sin necesi-
dad de alterarlo por tinción o cualquier otro procedimiento, de
modo que podemos ver células y tejidos vivos en su estado na-
tural. Puede realizarse con microscopios monoculares o bino-
culares y se requiere de los siguientes accesorios: lámpara
(control de intensidad); un disco anular (situado en el conden-
sador); una placa de fase (disco de cristal que en una de sus
caras tiene una depresión o cara anular), cada objetivo debe
tener su placa correspondiente y un tubo telescópico auxiliar
para poder ver la placa de fase dentro del objetivo cuando se
pone en lugar del ocular normal.
MICROSCOPIO CON LUZ POLARIZADA
Se usa mucho en geología, mineralogía y química para la obser-
vación e identificación de cristales, piedras preciosas, estudios
de efectos de calor, etcétera; la aplicación más sencilla es la
determinación de la presencia o ausencia de sustancias óptima-
mente activas (que se ven como objetos brillantes que destacan
sobre el fondo).
Identificación de partículas de sílice en tejido de pulmón
(silicosis) o de partículas de asbesto (asbestosis).
La fluorescencia es un fenómeno que presentan ciertas sustan-
cias, por el cual, si se les ilumina con luz de onda corta, que es
invisible (ultravioleta), son capaces de convertirla en luz de onda
larga, que es visible. Existen sustancias vegetales y minerales
que sin ninguna preparación previa presentan fluorescencia de
colores específicos cuando se radian con luz ultravioleta, a esta
fluorescencia natural se le denomina fluorescencia primaria. A
las sustancias de interés en zoología y medicina deben agregarse
ciertos colorantes (fluorocromos); esto se denomina fluorescen-
cia secundaria; en este caso las sustancias son de gran especifi-
cidad, y por ello cada tejido puede distinguirse e identificarse
según el tipo de fluorescencia o fluorocromo asimilado.
Fluorocromos más usados: acrimina, azul de anilina, naranja de
acridina, tioflavinas, fucsina, isotiocianato de fluoresceína e in-
cluso el antibiótico tetraciclina.
Tinción con auramina para la observación de los bacilos
de la tuberculosis en esputos; técnica de naranja de acridina
para el diagnóstico temprano de tumores malignos; la téc-
nica de anticuerpos marcados (método de Coon), la cual
se basa en hacer visibles las sustancias extrañas que pene-
tran en el organismo denominadas antígenos, marcando
los anticuerpos que reaccionan ante ellos con un colorante
fluorescente. Esta última técnica permite, entre otras co-
sas, el diagnóstico de la rabia y para realizarla, se requiere
una fuente de luz ultravioleta.
Este microscopio permite la observación del objeto
tridimensionalmente (con longitud, anchura y profundidad). El
microscopio estereoscópico consta realmente de dos micros-
copios completos, cada uno con su objetivo y su ocular.
Su fundamento radica en el hecho de que por estar los
ojos del observador separados, cada ojo ve las cosas desde un
ángulo ligeramente distinto, con lo cual puede precisarse la dis-
tancia relativa a que se encuentran los distintos objetos. Las
partes ópticas del microscopio estereoscópico difieren de las
encontradas en un microscopio fotónico.
Determinación de la forma de las colonias bacterianas, exa-
men minucioso de ciertos parásitos macroscópicos,
disecciones finas de tejidos animales y otros.
Para la observación de muestras, estos microscopios no utilizan
fotones, sino electrones. Los electrones se desplazan en línea
recta cuando se mueven en el vacío y su velocidad de desplaza-
miento puede ser más rápida gracias a la ayuda de condensadores
magnéticos. El microscopio electrónico tiene fijo el aumento
del objetivo y pueden variar los aumentos gracias a modifica-
ciones en la fuerza del campo magnético de ciertas lentes pro-
tectoras que son equivalentes a los oculares. Los electrones son
desviados por las porciones con peso atómico elevado del ob-
jeto a observar, de tal forma que se observan manchas oscuras
en la pantalla fluorescente, llamadas porciones electrodensas;
aquellos sitios que no desvían los electrones por no tener un
peso atómico elevado no forman dichas manchas y se dice que
son porciones electroclaras. En la imagen se observa el contras-
te entre zonas o estructuras electroclaras y electrodensas. El
límite de resolución del m. e. es de 2 a 3.5 Å, en teoría, porque
en la práctica suele ser de 10 Å.
Permite el estudio de todos los aspectos ultraestructurales
que facilitan la comprensión de procesos patológicos y fi-
siológicos de los distintos tipos celulares que conforman a
los animales domésticos, así como también de los
microorganismos que provocan las diversas enfermedades.
Para visualizar el video «Principios Básicos del Microscopio
Fotónico» haga click aquí
4. Identificar al microscopio fotónico las diferentes varieda-
des de epitelios de revestimiento.
4.1. Identificar el endotelio de un vaso sanguíneo.
4.2. Identificar el epitelio que reviste los conductos secretores
4.3. Identificar el epitelio que reviste el intestino.
4.4. Identificar el epitelio que reviste la tráquea.
4.5. Identificar el epitelio que constituye la epidermis de la piel.
4.6. Identificar el epitelio que reviste la vejiga.
El tejido epitelial de revestimiento es una variedad que cubre
las superficies externas del organismo y las cavidades internas
del mismo. Sus células se disponen en una o varias capas, por lo
que se habla de epitelio simple o estratificado, respectivamen-
te; además, la forma de las células del estrato más superficial
sirven para clasificarlo.
Los vasos sanguíneos (cualquiera que sea su dimensión)
presentan hacia su porción central, que en adelante se le
denominará luz del órgano, un epitelio de revestimiento que se
caracteriza por estar constituido por un solo estrato o capa de
células epiteliales aplanadas, que recibe el nombre de epitelio
plano simple, y endotelio, genéricamente, cuando forma parte
de un vaso sanguíneo.
En un corte histológico de vaso san-
guíneo estudia el endotelio, iden-
tifica su localización y realiza un
dibujo del mismo.
Los conductos secretores de las glándulas salivales presentan
un epitelio cúbico simple, es decir, una sola capa de células cú-
bicas, las cuales tienen núcleos esféricos y centrales.
En un corte histológico de
glándula salival estudia e
identifica la localización de
un conducto secretor y rea-
liza un dibujo del mismo.
El epitelio de revestimiento del intestino delgado es un epitelio
cilíndrico simple; éste se caracteriza por tener células mas altas
que anchas, sus núcleos suelen ser ovoides.
Estudia el corte histológico transversal de intestino y loca-
liza el epitelio intestinal.
Haz un dibujo del epitelio de revestimiento del intestino.
El epitelio de revestimiento de la tráquea es
seudoestratificado cilíndrico ciliado; este tipo de epitelio es ca-
racterístico de las vías respiratorias, por lo que se le denomina
epitelio respiratorio. Se dice que es seudoestratificado porque a
pesar de tener solo un estrato celular, sus núcleos se encuentran
a diferentes alturas, por lo cual dan la apariencia de que hay
más de una capa de células; su forma es cilíndrica y presenta
prolongaciones de membrana llamadas cilios hacia la porción
externa (también denominada porción apical o luminal, por estar
en contacto con la luz externa del órgano); éstos, a diferencia
de las microvellosidades, sí pueden apreciarse claramente al mi-
croscopio fotónico.
Estudia el corte histológico
transversal de tráquea para lo-
calizar el epitelio de revesti-
Haz un dibujo del epitelio de
revestimiento de la tráquea.
La piel presenta un epitelio de revestimiento formado por
varios estratos celulares; la última capa está formada por una
banda de una sustancia carente de núcleos, esta banda repre-
senta el estrato córneo y es acelular, por debajo de esta capa
pueden distinguirse células aplanadas, por lo que a este tipo de
epitelio de revestimiento se le denomina epitelio estratificado
plano con queratina, que es la sustancia que constituye el estrato
córneo.
Estudia el corte histológico de piel y localiza el epitelio.
Elabora un dibujo de las estructuras mencionadas.
El epitelio de revestimiento de la vejiga recibe el nombre
de epitelio transicional; este epitelio se clasifica como
estratificado, aunque existen algunos autores que lo clasifican
como seudoestratificado; se caracteriza porque la capa de célu-
las más superficial (o las células que están en contacto con la
luz del órgano) puede adoptar diversas formas, esto depende
del estado funcional del órgano.
Estudia el corte histológico de
vejiga para localizar el epitelio
de transición o modificable.
Dibuja el epitelio transicional.
5. Al microscopio fotónico, identificar las diferentes varieda-
des de epitelios glandulares.
5.1. Identificar las células caliciformes en el epitelio de la trá-
5.2. Identificar los acinos serosos, mucosos y mixtos de una
glándula salival.
5.3. Identificar una glándula holocrina.
5.4. Identificar una glándula endocrina cordonal y una folicular.
El tejido epitelial glandular puede clasificarse de muy diversas
maneras, sin embargo, en esta práctica abordaremos aquellas
características estructurales que nos permitan identificar fácil-
mente, en una forma general, el tejido epitelial glandular.
Las glándulas unicelulares son aquellas en que la glándula
es una sola célula, como ejemplo de éstas tenemos las células
caliciformes que pueden encontrarse intercaladas entre las cé-
lulas epiteliales de revestimiento de las vías respiratorias y del
intestino. Estas células se observan como espacios aparentemen-
te vacíos o se detectan, al utilizar técnicas de rutina como las de
hematoxilina y eosina, porque se tiñen débilmente y adoptan la
forma de cáliz o copa;
tienen la porción
basal más estrecha y la
porción apical más
ancha, el núcleo se
encuentra hacia la
base y es alargado.
La causa de que
no se tiñan adecuada-
mente es que el pro-
ducto de su secreción está constituido por glucoproteínas, las
cuales deben teñirse con tinciones especiales como la tinción
de PAS (ácido peryódico de Schiff).
Estudia un corte histológico transversal de tráquea y loca-
liza las células caliciformes.
Identifica las células caliciformes intercaladas en el epite-
lio de revestimiento y dibújalas.
La mayoría de las glándulas son pluricelulares y se pueden
clasificar de acuerdo con el sitio donde vierten su secreción: en
glándulas exocrinas porque vierten su secreción al exterior a
través de conductos y en glándulas endocrinas, porque vierten
su secreción directamente a la sangre.
La porción de una glándula exocrina que elabora el pro-
ducto de secreción es el adenómero. Los adenómeros pueden
tener forma de tubo o de acino. El acino es una estructura esfé-
rica constituida por células piramidales que presentan núcleos
hacia la base y una pequeña luz al centro. Entre los acinos pue-
den localizarse conductos que comunican con el exterior y per-
miten la salida del producto secretado. Tomando en cuenta la
naturaleza de la secreción, existen tres tipos de acinos: serosos
(que secretan proteínas), mucosos (que secretan moco) y mix-
tos o seromucosos. Los acinos serosos presentan el núcleo basal
y esférico; en cortes teñidos con hematoxilina y eosina (H y E)
el citoplasma situado en la periferia del núcleo es de color mo-
rado, un poco más claro que el núcleo; se dice entonces que el
citoplasma es basófilo, por la presen-
cia de retículo endoplásmico rugo-
so en esta porción; hacia la región
apical, el citoplasma es del color ro-
sado de la eosina, se dice entonces
que es acidófilo, esta porción con-
tiene el aparato de Golgi.
En los acinos mucosos el núcleo es
aplanado y está orientado hacia la base
de la célula, en estos casos el citoplas-
ma de las células no se tiñe bien con las
tinciones de rutina, de tal manera que
se ve cristalino «espumoso».
Cuando los acinos mucosos se ti-
ñen con la técnica de PAS, el citoplas-
ma aparece de color rosa fuerte, ya que
es positivo a la reacción de PAS.
Los acinos seromucosos son una
combinación de ambos tipos; presen-
tan una disposición muy característica:
la parte mucosa está en el centro y las
células seromucosas, en la periferia, for-
mando una media luna alrededor deno-
minada media luna serosa.
Estudia el corte histológico de glándula salival e identifica
los diferentes tipos de acinos: serosos, mucosos y mixtos.
Otro tipo de glándulas exocrinas son las glándulas
tubulares; reciben este nombre porque el conjunto de células
glandulares adopta una forma cilíndrica, en cuya luz es vertida
la secreción; en los cortes histológicos no siempre se observa
su comunicación con la superficie, por lo que en ciertas áreas se
ven cortes oblicuos de las glándulas y en otras, si el corte es
paralelo a la dirección longitudinal de la glándula, se observa su
unión con la luz del órgano; las glándulas tubulares a veces apa-
recen enrolladas (como las sudoríparas), o bien, conectadas con
alvéolos o acinos; en tales casos la secreción provendrá tanto
de estas últimas estructuras como de las glándulas tubulares con
las que se unen directamente. No deberán confundirse las glán-
dulas tubulares con los conductos excretores, que únicamente
conducen la secreción, pero no la producen.
Estudia el corte histológico de intestino grueso, identifica
las glándulas intestinales.
Observa e identifica en un corte
de piel los diferentes tipos de glán-
dulas sudoríparas (tubulares) y haz
un esquema de esto.
Las glándulas endocrinas, de acuer-
do con la forma que adopta el conjun-
to de sus células, pueden clasificarse en
glándulas endocrinas cordonales, cuyas
células se disponen formando cordones
separados entre sí por capilares sanguíneos (la mayoría de las
glándulas endocrinas son cordonales) y en las glándulas
foliculares, cuya característica es que sus células forman esferas
o folículos completamente herméticos, en el centro de los cua-
les almacenan el producto de la secreción.
Estudia el corte histológico de una glándula cordonal así
como de una glándula folicular y rea-
liza el reconocimiento de cada una.
En un corte de adrenal identifica los
cordones que forman las células
epiteliales glandulares.
En un corte de tiroides localiza los
folículos tiroideos.
Las glándulas pueden clasificarse
también de acuerdo con la integridad
de las células que la forman al terminar
su ciclo secretor; de esta manera, se pue-
den encontrar glándulas merocrinas (en
las que la integridad permanece intacta
al terminar el ciclo secretor), apocrinas
(en las que parte de su citoplasma cons-
tituye el producto de secreción) y las
glándulas holocrinas (en las que el producto de secreción es la
totalidad de la célula).
Debido a que los conceptos mencionados se refieren a pro-
cesos dinámicos de las células glandulares, en el caso de las
glándulas merocrinas, y otras de este tipo, es difícil apreciar en
una práctica de rutina el proceso de secreción; sin embargo, en
las glándulas holocrinas (como es el caso de las glándulas
sebáceas de la piel) y en las apocrinas (como es el caso de la
glándula mamaria) es posible observar las células que apenas
comienzan el ciclo secretor, así como las células que terminan
dicho ciclo.
Estudia un corte histológico de
piel para ayudarte en la locali-
zación de las glándulas sebáceas
(holocrinas) y dibujalas.
Estudia un corte histológico de glán-
dula mamaria en producción y loca-
liza las células que elaboran la
secreción láctea (glándulas apocrinas)
y dibújalas.
Tejido conjuntivo ordinario
6. Con el microscopio fotónico, identificar los tipos de tejido
conjuntivo ordinario que más frecuentemente aparecen en
los cortes histológicos.
6.1. Identificar el tejido conjuntivo ordinario laxo areolar.
6.2. Identificar el tejido conjuntivo adiposo.
6.3. Identificar el tejido conjuntivo denso irregular.
En un corte histológico de cualquier órgano del aparato diges-
tivo o del aparato respiratorio, por lo general está presente el
tejido epitelial, el tejido conjuntivo y el tejido muscular, oca-
sionalmente hay también algunos nervios. En prácticas ante-
riores se ha aprendido a identificar el tejido epitelial en sus dos
variedades: revestimiento y glandular. En esta práctica se apren-
derá a identificar los tipos de tejido conjuntivo ordinario: laxo
y denso. Del primero se distinguirán el areolar y el adiposo,
mientras que del segundo sólo se estudiará el denso irregular. El
tejido conjuntivo se caracteriza por contar con diversos tipos
celulares separados por fibras y sustancia fundamentalmente
amorfa. La proporción que guardan estos elementos entre sí da
lugar a las variedades y subtipos de tejido.
El tejido conjuntivo ordinario laxo se diferencia del denso
en la cantidad de fibras y sustancia fundamental amorfa que se
observa en el espacio intercelular. En el primero es posible apre-
ciar tanto fibras como sustancia fundamental amorfa o, mejor
dicho, el espacio que estuvo ocupado por la sustancia funda-
mental amorfa; en el tejido conjuntivo denso, el espacio
intercelular está ocupado casi exclusiva-
mente por fibras.
Si queremos localizar fácilmente el
tejido conjuntivo ordinario laxo en un cor-
te de un órgano dado, debemos primero
identificar el tejido epitelial. Por lo gene-
ral, el tejido que encontramos inmediata-
mente por debajo del tejido epitelial es el
tejido conjuntivo ordinario laxo areolar.
En un corte de piel se puede encon-
trar el tejido conjuntivo ordinario laxo
areolar por debajo del epitelio plano
estratificado; en un corte de vejiga se le localiza debajo del epi-
telio transicional; en un corte de glándula salival es posible ob-
servarlo distribuido entre los acinos glandulares y los conductos
Estudia el corte histológico de piel, identifica el tejido
conjuntivo ordinario laxo areolar y dibújalo.
El tejido conjuntivo adiposo se encuentra distribuido en todo
el organismo; las células que lo constituyen, las adiposas, son
fáciles de identificar mediante las siguientes características: su
forma es esférica o poliédrica, su citoplasma está ocupado casi en
su totalidad por lípidos, su núcleo es aplanado y aparece despla-
zado hacia la periferia. El tejido adiposo formado por este tipo
de células, microscópicamente, es de
color blanco y se denomina tejido
adiposo unilocular.
Las células adiposas también
pueden presentar un núcleo central
y varias esferas pequeñas llenas de
lípidos repartidas en el citoplasma.
El tejido adiposo constituido por este
tipo de células, visto de manera
macroscópica, es de color gris y se
denomina tejido adiposo multilocular.
Los lípidos que contienen las células adiposas –cualquiera
que sea el tipo– se disuelven en el alcohol y xilol usados en el
procesamiento histológico de rutina, por
lo que estas células pueden observarse
como una gran esfera vacía limitada por
una delgada porción de citoplasma, o
bien, como un conjunto de pequeñas es-
feras vacías repartidas en el citoplasma.
Además de células adiposas, el tejido
conjuntivo adiposo tiene fibras reticulares
y en ocasiones se observan células ceba-
das dispersas.
Estudia un corte histológico donde aparezca el tejido adi-
poso, identifícalo en la laminilla y haz un dibujo del mismo.
Para aprender a identificar el tejido conjuntivo ordinario
denso irregular es necesario contar con el corte histológico de
un órgano de los denominados compactos o parenquimatosos.
El bazo, los linfonodos, el riñón y el hígado son algunos ejem-
plos de órganos parenquimatosos.
Estos órganos siempre se encuentran limitados en toda su
periferia por una cápsula constituida por tejido conjuntivo den-
linfonodo y uno de bazo, identifi-
ca el tejido conjuntivo denso irre-
gular y haz un dibujo del mismo.
especializado de sostén
7. Con el microscopio fotónico, identificar los dos diferen-
tes tipos de tejido conjuntivo de sostén.
7.1. Identificar el tejido cartilaginoso hialino, elástico y fibroso.
7.2. Identificar el pericondrio, los grupos isogénicos y la ma-
triz cartilaginosa.
7.3. Identificar los diferentes tipos celulares que están presen-
tes en el cartílago.
7.4. Identificar el tejido óseo maduro e inmaduro.
7.5. Identificar el periostio, endostio y conductos de la osteona.
7.6. Identificar los diferentes tipos celulares que están presen-
tes en el tejido óseo.
En el tejido conjuntivo especializado de sostén existen dos va-
riedades: el tejido cartilaginoso y el tejido óseo. El tejido
cartilaginoso incluye a tres tipos: a) cartílago hialino, b) cartíla-
go elástico, y c) cartílago fibroso o fibrocartílago.
En el cartílago hialino existe una misma proporción de célu-
las, fibras y sustancia fundamental. Aunque en éste predominan
Texto Atlas de histologia y biologia celular-tisular.
pamela LIBRO DE HISTOLOGIA

References: resolución 
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