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Timestamp: 2020-08-11 12:39:39+00:00

Document:
Rol de la citogenética en pediatría
Cytogenetics role in pediatrics
Dra. Marta S. Gallegoa
a. Laboratorio de Citogenética. Hospital Nacional de Pediatría "Prof. Dr. Juan P. Garrahan". Buenos Aires.
Correspondencia: Dra. Marta S. Gallego: mgallego@garrahan.gov.ar
Recibido: 9-3-2011
Aceptado: 24-5-2011
La citogenética ha permitido el hallazgo de múltiples anomalías cromosómicas asociadas a retardo mental y trastornos hematooncológicos. Desde sus comienzos hasta el presente y, fundamentalmente con el aporte de la biología molecular, muchos han sido los avances que han posibilitado perfeccionar las técnicas clásicas y lograr otras que nos permiten hoy efectuar un diagnóstico más certero.
El presente trabajo describirá, brevemente, las técnicas de citogenética clásica y molecular, sus ventajas y desventajas, y sus aplicaciones en el diagnóstico clínico en pediatría.
Palabras clave: Técnicas citogenéticas; Anomalías cromosómicas; Retardo mental; Hematooncología.
Cytogenetics has led to the discovery of multiple chromosomal anomalies associated with mental retardation and hematooncologic diseases. From the beginning till now, and with the contribution of the molecular biology, there has been an improvement of the classic cytogenetics, that allow cytogenetists to perform a more precise diagnosis.
The present study briefy describe classic and molecular cytogenetic techniques, their advantages and disadvantages, and the application to clinic pediatrics diagnosis.
Key words: Cytogenetic techniques; Chromosomal anomalies; Mental retardation; Hematooncology.
La citogenética, disciplina que estudia la estructura y función de los cromosomas, permite la detección de patología cromosómica asociada a retardo mental (RM), malformaciones congénitas múltiples (MCM) y trastornos hematooncológicos.
Se han publicados varios trabajos de revisión que aluden al gran avance que ha tenido la citogenética en los últimos 50 años, merced a herramientas como el microscopio y los microarrays.1-5
En 1956, diferentes hallazgos que implicaron importantes avances en la técnica de obtención de las preparaciones cromosómicas permitieron a Tjio y Levan determinar que el número modal de cromosomas en la especie humana era de 46.6,7 Este descubrimiento, posteriormente confirmado por Ford y Hamerton, rompió la creencia que se había tenido durante 30 años: que el número de cromosomas era 48.8
A partir de este hallazgo, que marcó el comienzo de la citogenética humana, muchos científicos la aplicaron al estudio de la correlación genotipo-fenotipo.
En 1959 se observó que la trisomía 21 era la causa del síndrome de Down y que anomalías en los cromosomas sexuales eran la causa de los síndromes de Turner y Klinefelter.9-11
Se observaron también anomalías cromosómicas (AC) estructurales vinculadas a síndromes genéticos conocidos; la primera fue comunicada por Lejeune, quien demostró que la deleción del brazo corto del cromosoma 5 se asociaba con el síndrome del grito de gato (Cri du Chat).12
En el campo de la hematooncología, en 1960, Nowel descubrió el cromosoma Filadelfia, primera AC adquirida (no constitucional) asociada a la leucemia mieloide crónica y, trece años después, Rowley demostró que se producía como consecuencia de la traslocación 9;22.13,14 Se han descripto posteriormente innumerables AC asociadas a diferentes tipos de leucemias y linfomas que han servido para la localización y detección de genes implicados en diferentes tipos de cánceres.
El primer logro para poder diferenciar los cromosomas humanos fue la técnica de bandeo Q, mediante quinacrina.15 Posteriormente, Seabright desarrolló, en 1971, el protocolo para la obtención de bandas claras y oscuras, teñidas con Giemsa, de allí el nombre de bandeo G.16 En el mismo año se fijaron, en la Conferencia realizada en París, las primeras normativas de nomenclatura para el cariotipo humano.17
La resolución de las bandas que se empleaban hasta ese momento no era superior a 400, hasta que Yunis desarrolló la técnica de alta resolución (AR), que permitió obtener cromosomas de mayor longitud y, por ende, visualizar AC con más precisión.18 A partir de esta técnica se pudieron detectar deleciones y duplicaciones asociadas a diferentes síndromes, como Prader Willi y Angelman, entre otros.19 Sin embargo, el AR no era útil cuando el tamaño de la deleción era muy pequeño. Esto se resolvió en la década de 1980 mediante la técnica de hibridación in situ con fluorescencia (fluorescence in situ hybridization, FISH), que marcó el comienzo de la "citogenética molecular".
La técnica de hibridación in situ fue desarrollada por Gall y Pardue en 1969 con sondas radioactivas (fragmentos de ADN), que posteriormente fueron reemplazadas por sondas marcadas con fluorocromos (FISH).20, 21
En 1996 dos grupos independientes desarrollaron técnicas derivadas del FISH, el cariotipo espectral (spectral karyotype, SKY) y el multi-FISH (M-FISH), que permiten identificar cada cromosoma con un color diferente.22, 23
La alta complejidad de los cariotipos de algunos cánceres y, fundamentalmente, la dificultad para obtener buenas preparaciones cromosómicas en los tumores sólidos, llevaron en 1992 al desarrollo de otra técnica derivada del FISH, la hibridación genómica comparativa (comparative genomic hybridization, CGH), que permitió la detección de desbalances genómicos, sin la necesidad de tener células en cultivo de la muestra a investigar.24
Finalmente, el gran avance de los últimos años ha sido la técnica de array CGH (aCGH), en la que los cromosomas metafásicos son reemplazados por una matriz o array de miles de clones que contienen segmentos del genoma humano y que proporcionan valiosa información sobre las pérdidas y ganancias de material genómico, con alto grado de sensibilidad.25,26
El objetivo del presente trabajo es realizar una breve reseña sobre la citogenética desde sus comienzos hasta nuestros días, describir las principales técnicas citogenéticas que se realizan actualmente y comentar sus aplicaciones en la práctica clínica en pediatría.
El estudio citogenético se realiza a partir de cromosomas obtenidos mediante un cultivo de linfocitos de sangre periférica, pero puede también realizarse en otros tejidos. En pacientes con enfermedades hematooncológicas se realiza en médula ósea para detectar AC adquiridas que son aquellas presentes sólo en las células afectadas.
La técnica de bandeo G se emplea de rutina para el diagnóstico de AC. Es una técnica sencilla que se realiza mediante una digestión enzimática y posterior coloración con Giemsa, que permite la obtención de bandas claras y oscuras. Su patrón es diferente para cada cromosoma y su grado de resolución depende de que el procedimiento empleado sea el estándar o AR (Figura 1).
Figura 1. Ideograma del cromosoma 1 mostrando el distinto nivel de resolución de bandas en la parte superior
Los cromosomas se agrupan de a pares, conformando el cariotipo que actualmente se obtiene mediante equipos computarizados, adaptados al microscopio, que disponen del soporte informático adecuado (Figura 2).
Figura 2. Cariotipo femenino bandeado G obtenido por técnica estándar
La técnica de AR o bandeo AR se obtiene sincronizando el cultivo de linfocitos para obtener cromosomas más elongados, en estadio de prometafase, con un incremento considerable en el número de bandas de 400-550 en la técnica estándar a 750-1000 en AR (Figura 3), lo que permite estudiarlos con mayor detalle.
Figura 3. Cromosomas prometafásicos obtenidos por técnica de AR. Las fechas señalan el cromosoma 6 normal (izquierda) y con deleción del brazo corto de su homólogo (derecha)
Se recomienda que los estudios citogenéticos de rutina en sangre periférica en pacientes con RM con retraso en el desarrollo o sin él, se realicen con un grado no menor de 550 bandas.
La guía de procedimientos del "American College of Medical Genetics" de los Estados Unidos recomienda realizar AR sólo en aquellos casos en que se sospeche un síndrome específico que requiera un grado de resolución por encima de 650 bandas.27
El bandeo G ha permitido establecer que 1 de cada 150 recién nacidos vivos, 50% de los abortos del primer trimestre y 20% de los del segundo, 20% de los ovocitos, 4% de los espermatozoides, 10% de las concepciones, 8% de los mortinatos y 4% de las parejas infértiles tienen una AC.28
En nuestro país, el primer trabajo sobre AC en recién nacidos vivos con RM detectó un 20% de AC.29
En una revisión realizada en nuestro laboratorio sobre un total de 9500 niños con RM y/o MC el 20% presentaba una AC en linfocitos de sangre periférica.30
Los porcentajes varían de acuerdo a la selección de los pacientes y a las técnicas empleadas.
En enfermedades hematooncológicas el estudio cromosómico en médula ósea permite detectar AC, algunas de las cuales son recurrentes en algunas patologías y se asocian a valor diagnóstico y pronóstico, definiendo en muchos casos el tratamiento a seguir. Mediante solo bandeo G, se ha detectado que el 80% de las leucemias mieloides y el 55-90% de las leucemias linfoblásticas en pediatría, dependiendo de las series, tienen una AC.31,32
La técnica de FISH se basa en la propiedad de complementariedad de la doble cadena de ADN. Es una técnica rápida y sencilla. La muestra a investigar, ya sean cromosomas metafásicos o núcleos interfásicos, se desnaturaliza, permitiendo que las hebras complementarias del ADN se separen. Posteriormente se agrega la sonda de interés, marcada con un fluorocromo, que se unirá al ADN de la muestra en el sitio complementario donde se volverá a formar la doble hélice, proceso que se llama hibridación. La visualización se realiza en un microscopio de fluorescencia, que actualmente se adapta a equipos computarizados analizadores de imágenes que permiten capturar las imágenes y mejorar su calidad (Figura 4). Esta técnica se emplea para detectar y clarificar rearreglos cromosómicos crípticos, microdeleciones, microduplicaciones y para identificar material cromosómico adicional. Puede realizarse en diferentes tejidos, por ejemplo, en extendidos de la mucosa bucal; resulta una técnica rápida y no invasiva cuando por diferentes razones debe estudiarse otro tejido distinto de la sangre periférica.
Figura 4. Etapas de la hibridación in situ con fuorescencia
Las sondas pueden adquirirse comercialmente o fabricarse en el laboratorio mediante BACS (bacterial artificial chromosomes), que son vectores utilizados para clonar segmentos de ADN.
La gran ventaja de esta técnica es que la secuencia a investigar puede verse tanto en metafase como en interfase. La desventaja es que sólo detecta aquello que se está buscando sin aportar información sobre el resto del genoma.
Es importante resaltar que la sonda se selecciona en función del diagnóstico clínico presuntivo o para clarificar los hallazgos citogenéticos previos. Se pueden utilizar sondas centroméricas (marcan únicamente los centrómeros), de pintado cromosómico ("pintan" todo el cromosoma), de secuencia específica de locus (marcan una secuencia única) y subteloméricas (marcan las regiones próximas a los telómeros) (Figuras 5, 6 y 7).
Figura 5. Núcleos interfásicos mostrando 1 y 2 señales para la sonda centromérica del cromosoma 7 correspondientes a monosomía y disomía, respectivamente
Figura 6. Metafase hibridada con sonda de secuencia única para detectar microdeleción del cromosoma 22. Se observa un cromosoma 22 normal en la parte superior con 2 señales y otro delecionado en la inferior con ausencia de la región crítica para síndrome de microdeleción 22. Se emplea una sonda control visible en otra región del mismo cromosoma
Figura 7. Metafase hibridada con sonda subtelomérica para el brazo corto del cromosoma 8, mostrando presencia de señal en un cromosoma 8 y ausencia en su homólogo
Las sondas centroméricas identifican los centrómeros de los cromosomas. Se utilizan ampliamente para detectar AC numéricas, tanto en metafases como en núcleos interfásicos.
Las sondas específicas de locus o de secuencia única se conocen como sondas LSI y sirven para detectar deleciones o duplicaciones y AC como traslocaciones e inversiones. Generalmente se emplea una sonda control en el mismo cromosoma que contiene la secuencia a testear.
El número de síndromes de microdeleción y microduplicación detectados mediante sondas específicas de locus ha aumentado considerablemente en los últimos años. Algunos de los síndromes que pueden diagnosticarse son: deleción1p, Wolf-Hirschhorn, Cri du Chat, Sotos, Williams, Saethre Chotzen, CHARGE, Langer Giedion, Pallister Killiam, Prader Willi/Angelman, Rubinstein Taybi, Miller Decker, Smith Magenis, Di George/VCFS, deficiencia de sulfatasa esteroide, Cornelia de Lange, Beckwith Wiedemann y Charcot-Marie-Tooth.3
Cabe aclarar que no todas las sondas existen en el comercio.
Actualmente, muchos de estos síndromes se diagnostican por la técnica de MLPA (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification) que no se describirá en esta revisión por tratarse de una técnica de biología molecular.33
La técnica de FISH es también útil para detectar translocaciones en interfase. Rowley y Tkach-nuk desarrollaron una estrategia para identificar traslocaciones en interfase mediante sondas de secuencia única.34,35
Las sondas de pintado se corresponden con un determinado cromosoma y permiten detectar AC estructurales y numéricas que los afecten.
Finalmente, las sondas subteloméricas contienen secuencias específicas de ADN que se encuentran aproximadamente a 100-300 kb del extremo del cromosoma y se utilizan en la identificación de deleciones y rearreglos teloméricos submicroscópicos. Estas regiones son ricas en genes y a menudo están involucradas en rearreglos cromosómicos.36
Se ha comunicado que la frecuencia de AC subteloméricas es de 5-6% en individuos afectados con RM.37-39
M-FISH y SKY
Las técnicas de M-FISH y SKY permiten visualizar todos los cromosomas, con diferentes colores, en un único ensayo de FISH hibridando las metafases con un cóctel de 24 sondas de pintado.
Las diferencias entre ambas técnicas radican solamente en el equipamiento empleado para realizarlas.22,23
El cariotipo espectral es muy útil en neoplasias hematológicas y en tumores sólidos para clarificar rearreglos complejos y para identificar el origen de material cromosómico adicional.
Sin embargo, no permite detectar rearreglos intracromosómicos, como inversiones, deleciones y duplicaciones, ya que en ningún caso se modifica el color del cromosoma anormal. Tampoco permite precisar los puntos de rupturas de las AC.
Su alto costo, la falta de equipamiento adecuado y lo laborioso de la técnica, hace que se realice en muy pocos centros del mundo.
La hibridación genómica comparativa empleando arrays o cariotipo molecular, como se la ha denominado, es una técnica que ha revolucionado la citogenética clínica.
Permite examinar todo el genoma en un simple chip con una gran resolución, 10 veces mayor que los cromosomas prometafásicos de 750 bandas, detectando ganancias y pérdidas de material cromosómico.
El principio de aCGH es similar al de CGH, pero la hibridación se realiza en una matriz de arrays inmovilizada en lugar de extendidos cromosómicos (Figura 8).
Figura 8. a) metafase obtenida por CGH y su análisis correspondiente; b) cariotipo molecular
La técnica original de CGH consiste en la hibridación simultánea de dos ADN en igualdad de proporciones, tumoral y control (testigo), marcados con diferentes fluorocromos sobre una preparación cromosómica normal. Se marca el ADN del tumor con un fluorocromo verde y un ADN normal con un fluorocromo rojo. Se produce una reacción por competencia donde si la cantidad de ADN es similar (las marcas rojas y verdes son equitativas) el color resultante es amarillo. Sin embargo, en presencia de deleciones o duplicaciones existe una mayor proporción de color rojo o verde, respectivamente (Figura 8).
La visualización se realiza mediante un software adecuado donde se observan las ganancias y pérdidas comparando las desviaciones de señal con respecto a un valor estándar.
La ventaja es que no necesita cromosomas metafásicos, pero tiene la gran desventaja de no dar información de AC balanceadas.
La técnica de CGH descripta ha sido reemplazada por la técnica de aCGH, en la que, como se mencionara, el principio es similar al de CGH, pero la hibridación se realiza en una matriz inmovilizada o arrays, en lugar de extendidos cromosómicos (Figura 8). Posteriormente, los arrays son escaneados y los datos analizados con un software adecuado que permite detectar las diferencias en el número de copias entre el ADN del paciente y el ADN control. Es una técnica enteramente molecular, con aplicación en citogenética y puede considerarse un "híbrido" de ambas para la cual deben trabajar expertos de las dos disciplinas.25,26
Los dos grupos de plataformas de arrays usados en clínica son aCGH y polimorfismos de simple copia (single-nucleotide polymorphism, SNP), que miden directamente la diferencia en el número de copias entre el ADN del paciente y el ADN normal de referencia.
La mayoría de las plataformas se diseñan para detectar aneuploidias, síndromes de microdeleción y microduplicación, rearreglos subteloméricos y otras AC desbalanceadas.
Las variaciones en el número de copias (copy-number variants, CNVs) se han detectado en individuos con RM, retraso en el desarrollo, autismo y anomalías congénitas múltiples de causa desconocida. Cuando se las encuentra "de novo" se las considera patogénicas, aunque en realidad deben ser interpretadas con precaución. Se han comunicado más de 5000 CNVs en la base de datos de Toronto y muchas se asocian a diferentes enfermedades. Pero también se han descripto en individuos fenotípicamente normales, heredadas de sus padres y algunas de ellas ocurren frecuentemente en la población general.40,41
En los últimos años se han definido varios síndromes empleando aCGH en los que las alteraciones genómicas se corresponden con fenotipos que son en su mayoría moderados y muchas veces variables o no específicos.42
También se han detectado desbalances genómicos en individuos con cariotipos aparentemente balanceados, tanto "de novo" como familiares.43
Recientemente se ha realizado un consenso sobre el uso de aCGH como herramienta en el diagnóstico clínico de individuos con trastornos en el desarrollo o anomalías congénitas sobre un total de 21 698 pacientes provenientes de 33 estudios distintos.
De este trabajo surgieron las siguientes recomendaciones:
1. Se debe realizar aCGH como primer estudio diagnóstico en pacientes con RM, retraso en el desarrollo, autismo y MCM de causa desconocida, considerando que tiene además una ventaja diagnóstica de 15-20% más que el bandeo G.
2. El bandeo G sigue siendo prioritario en pacientes con síndrome de Down y otros síndromes cromosómicos clínicamente reconocidos.
3. No detecta mosaicismos (presencia de dos o más líneas celulares de diferente composición genética) bajos ni AC balanceadas, pero como estos solo contribuyen en un 1% a la etiología del RM, aCGH es la técnica de elección para el estudio del RM.
4. El bandeo G debería reservarse para pacientes con abortos espontáneos, síndromes cromosómicos reconocidos o historia familiar de AC.44
Sin embargo, la falta de uniformidad en el empleo de aCGH en términos de resolución y de cobertura, ya sea de todo el genoma o de un locus específico hace que aún no esté estandarizada para uso clínico. Debe recopilarse más información para comparar los datos de diferentes laboratorios en los cuales la interpretación de los resultados es disímil. Ese es el desafío para los próximos años.
Esta tecnología también es prometedora en hematooncología, ya sea con fines diagnósticos y pronósticos como para contribuir en la clasificación de algunas enfermedades malignas.44
Finalmente, en la Tabla 1 se resumen las aplicaciones, ventajas y desventajas de las técnicas descriptas. Debe resaltarse que todas son complementarias, pero no excluyentes.
Tabla 1. Ventajas y desventajas de las técnicas citogenéticas
Es importante que el lector sepa que no todas las técnicas descriptas en esta revisión se realizan en la Argentina. Solo algunos laboratorios realizan FISH con fines diagnósticos, debido al costo de reactivos y equipamiento.
Con respecto a la técnica de aCGH, su alto costo hace que aún no se realice en nuestro país.
En el campo de la hematooncología, que ameritaría un capítulo aparte, cabe destacar que el bandeo G y el FISH siguen siendo las técnicas de elección en la mayoría de los laboratorios altamente especializados; pero, en algunos, se dispone de las otras técnicas para poder completar el estudio o con fines de investigación.
Como se ha podido ver, desde sus comienzos hasta nuestros días, muchos han sido los avances en el perfeccionamiento de las técnicas que les permiten a los citogenetistas trabajar en un mundo que nunca hubiesen podido imaginar.
Esperamos que, en un futuro no lejano, podamos ver cómo este gran progreso que se está dando a nivel mundial pueda incorporarse a nuestro país. A las futuras generaciones les queda el desafío de luchar por lograrlo, más allá de los obstáculos.
Agradecimientos y reconocimiento
A la Dra. Cristina Barreiro por su valioso aporte en los comentarios de este trabajo.
A mis colaboradores del Laboratorio de Citogenética del Hospital Garrahan por su contribución al material fotográfico de preparaciones cromosómicas realizadas en nuestro laboratorio.
Finalmente deseo efectuar un especial reconocimiento a mi maestro, el Dr. Roberto Coco, pionero de la citogenética en la Argentina.
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