Source: https://www.jove.com/video/52371/evaluacin-de-la-arborizacin-dendrtica-en-el-giro-dentado-de-la-regin?language=Spanish
Timestamp: 2018-07-18 03:13:07+00:00

Document:
Assessment of Dendritic Arborization in the Dentate Gyrus of the Hippocampal Region in Mice | Protocol (Translated to Spanish)
Evaluación de la arborización dendrítica en el giro dentado de la región del hipocampo en ratones
Evaluación de la complejidad dendrítica delipocampo en ratones envejecidos utilizando el método de Golgi-Cox…
Alteraciones dinámicas en el número y la estructura de las sinapsis son características de desarrollo, el envejecimiento, y numerosos trastornos neurodegenerativos 1-3. La capacidad de las neuronas para recibir e integrar la información sináptica depende de la morfología dendrítica y alteraciones dinámicas en las conexiones sinápticas. De hecho, existe una correlación positiva entre la espina dendrítica y el número de sinapsis, que tanto el impacto de la función cognitiva 4. Por lo tanto, no es sorprendente que decrementos en número de la espina dendrítica se han asociado con la disfunción cognitiva en un número de trastornos neurológicos 5-7, lo que provocó un gran interés en la cuantificación de la espina dendrítica. Sin embargo, la cuantificación de la densidad de la espina sigue siendo un tiempo y tarea tediosa, que no genera información útil con respecto a la topografía y la distribución de las sinapsis en todo el árbol dendrítico. Afortunadamente, los métodos de tinción (por ejemplo, Golgi-Cox y doublecortin (DCX)), en relacióncon sofisticadas técnicas de imagen se puede utilizar para superar las barreras actuales y producir imágenes de alta resolución de la arborización dendrítica de una manera fiable y rápida. Si bien el método de tinción de Golgi-Cox se puede implementar para evaluar el estado de la arborización dendrítica en todas las neuronas 8, DCX puede desplegarse para etiquetar las neuronas recién nacidas en particular en el giro dentado y la zona subventricular 9, una consideración importante dado que la neurogénesis ocurre tanto estas regiones a lo largo de la vida útil 10,11.
Después de la tinción, dos métodos de imagen fueron desplegados para evaluar las características dendríticas: i) una imagen en tiempo real (RTI) y ii) de profundidad ampliada de la imagen de campo (EDFI). La técnica de RTI proporciona un medio para rastrear y cuantificar la longitud y orden de arborización largo de los segmentos y ramas dendríticas individuales. Por lo tanto, le permite a uno para estimar el área total y el volumen ocupado por cada árbol dendrítico. Más specifically, en el método RTI el usuario identifica continuamente los segmentos y reenfoca iterativamente como la neurona software de rastreo recoge las x, y, z y las coordenadas de la estructura dendrítica y reconstruye la trayectoria de la estructura dendrítica en 3D. Comparativamente, el método EDFI proporciona un medio más bien simples y rápidos para evaluar la densidad dendríticas en muestras de tejido en lugar de espesor mediante la generación de una imagen compuesta, proporcionando información sobre todo el eje z. Para ello, el usuario registra los archivos de vídeo de alta definición de todo el espesor de la sección y, a continuación utiliza el software para buscar los fotogramas de vídeo para identificar los puntos en el que un píxel es completamente enfocado. Posteriormente, los píxeles enfocados se fusionan e integran en una alta resolución, imagen 2D compuesta. Esta imagen compuesta contiene todos los píxeles que eran de enfoque, independientemente de su posición en el eje z. Análisis cualitativo y cuantitativo de estas imágenes en 2D se puede utilizar posteriormente para determinar la densidadde ramificación dendrítica en cada campo.
Por último, se presenta un método panorámica para generar imágenes de muy alta resolución para el análisis y evaluación de las dendritas en toda una región de interés. Esta técnica se puede implementar para superar la falta de acceso a muy alta resolución y cámaras digitales caras. Usando este método, uno capta imágenes en serie en diferentes lugares a lo largo de los ejes x e y ejes y luego automáticamente puntadas juntos usando un programa gratuito (por ejemplo, Imagen Composite Editor). En particular, este método se puede utilizar para la evaluación cualitativa y cuantitativa de arborización dendrítica en una zona bastante amplia.
NOTA: Los experimentos se llevaron a cabo de acuerdo con las normas éticas aprobadas por el Comité de Investigación Animal de la Sistema de Salud de Asuntos de Veteranos de Palo Alto.
1. Golgi-Cox tinción
La extracción de cerebro y tinción
En la primera jornada, profundamente anestesiar a los ratones con 100 mg / kg de ketamina y 10 mg / kg de xilazina antes de la eutanasia a través desangrado.
Retire con cuidado la bóveda craneal y diseccionar el cerebro.
Primero quitar la piel en la parte superior del cráneo, la colocación de una tijera curvada en la parte superior del cerebelo y suavemente cortar a través de la bóveda craneal paralelo al surco central con la punta de la tijera señalado hacia el exterior, moviéndose en la dirección hacia el bulbo olfatorio. Repita este proceso en ambos lados.
Use un pincet quirúrgico para levantar la bóveda craneal, mientras que si lo gira hacia los bulbos olfatorios y romper con él. A continuación, dar la vuelta el cráneo al revés y utilizar un pico para cortar a través de la ópticanervios y aflojan el cerebro. Por último, utilice la selección para separar el cerebro desde la médula espinal a nivel del foramen magnum.
Inmediatamente sumerja el cerebro en 15 ml de solución comercialmente disponible de Golgi-Cox, sin diluir. Guarde el cerebro en solución de Golgi en una botella de vidrio de 20 ml tapado a temperatura ambiente en la oscuridad.
En el segundo día, se vierte lentamente la solución y reemplazarla con 15 ml de solución de Golgi-Cox fresco. Vuelva a tapar el frasco que contiene el cerebro y dejar en reposo durante otros 9 días en la oscuridad.
Seccionamiento y empotramiento
El día 11, colocar los cerebros en solución de sacarosa al 30%, preparado en ddH2O para la deshidratación. Cambie la solución recién preparada con 30% de sacarosa después de 12 horas. Incubar los cerebros en una solución de sacarosa al 30% durante 3 días a 4 ° C.
El día 14, llenar el depósito de la vibratome con una solución de sacarosa al 30% hasta que la hoja está cubierta. Ajuste la velocidad de 1 mm / s con una amplitud de 0,95 mm.
Seque el cerebro con un Kimwipe para eliminar el exceso de humedad y eliminar el cerebelo utilizando una hoja de afeitar para cortar coronal.
Monte firmemente todo el cerebro a la plataforma vibratome usando pegamento y deje que se seque durante 2-4 min. Inserte la plataforma con el cerebro adherido en el depósito y ajustar la hoja a la parte superior del cerebro.
Utilizando el vibratome, cortar el cerebro en 150 micras de espesor secciones a temperatura ambiente, recordando que cambiar la hoja después de cada tercera cerebro.
Recoge las secciones del depósito con un cepillo pequeño de punta y sumergirlos en una placa de Petri que contiene 0,3% de gelatina hecha en ddH 2 O. Mientras que las secciones permanecen en la placa de Petri, añadir 0,5 ml de 0,3% de gelatina en cada diapositiva y utilice un cepillo para difundir y recubrir las Superfrost + diapositivas.
Recoger suavemente hasta las secciones sumergidas de la placa de Petri y colocarlos sobre los portaobjetos gelatinizados. Oriente las secciones del cerebro portocarlos sólo en sus lados y no en la parte superior.
Después de unos diez minutos, recubrir las secciones con 30% de sacarosa antes de que el tejido se seque por completo. Luego secar al aire las muestras preparadas en un lugar oscuro en una parrilla corrediza durante 3 días.
Diluir disponible comercialmente solución Desarrollar 10x a 1x usando ddH2O Sumergir los portaobjetos en solución de revelado para 7-10 min. Enjuague las diapositivas 3 veces en ddH 2 O.
Preparar 20%, 30%, 40%, 50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95% y soluciones de etanol usando destilada ddH 2 O.
Remoje las diapositivas de soluciones cada vez más altas de etanol durante 10 minutos cada uno.
Remojar los portaobjetos en solución de etanol al 100% 3 veces durante 10 min cada vez.
Remoje las diapositivas en el 100% de xileno 3 veces consecutivas durante 5 minutos cada uno, manteniendo las secciones en la solución final hasta que estén encubrimiento resbaló.
Coloque una cantidad generosa de DPX (ftalato de di-n-butilo en xileno) medio de montaje (abfuera 1-1,5 ml) en cada diapositiva utilizando una pipeta de plástico. Coloque cuidadosamente cubreobjetos para evitar burbujas.
Cubierta seca Aire deslizó cerebro secciones horizontalmente durante 3 días.
2. Doublecortin tinción
Profundamente anestesiar (consulte el paso 1.1.1) a los animales.
Realizar la perfusión cardíaca con recién preparada 4% de paraformaldehído hecho en tampón fosfato 12.
Extraer el cerebro (véase 1.1.2) y se guardan en 45 ml de paraformaldehído al 4% a 4 ° C durante la noche en un agitador de balanceo.
La transferencia de los cerebros de una solución de sacarosa al 30% y esperar a que la deshidratación completa durante 48 horas a 4 ° C. Retire el cerebro a partir de sacarosa y colocarlos directamente en bloques de cobre colocados en hielo seco.
Llenar el bloque con la temperatura de corte óptima (OCT) compuesto y marcar la orientación del cerebro usando el bulbo olfatorio como un hito.
El uso de un criostato, cortar secciones 70 micras de espesor a -20 ºC y colocarlosen solución crioprotector (25% de glicol de etileno, 25% de glicerol, en tampón de fosfato de sodio 0,05 M, pH 7,4) y mantener a -20 ° C hasta su uso.
Hacer una solución de 50% de metanol crioprotector y 50%. A esta solución añadir peróxido de hidrógeno al 0,5% (vol / vol). Incubar las secciones flotantes de 30 min a temperatura ambiente.
Secciones calientes en 37 ºC en TBS (solución salina tamponada con Tris) para 30-40 min colocándolos en un horno histológico.
Incubar las secciones con 0,3% de Triton y 3% de suero de caballo normal durante 45 min a temperatura ambiente antes de la inmunotinción. Incubar las secciones a 4 ºC durante la noche en 3 ml de solución del anticuerpo DCX diluido 1: 500 en TBS con 0,3% de Triton y 1% de suero de caballo normal.
Lavar Al día siguiente las secciones 3 veces consecutivas en TBS (10 min cada uno).
Incubar las secciones con un caballo biotinilado anti-cabra (1: 200 en TBS) durante dos horas a temperatura ambiente. Lávese las secciones 3 veces consecutivas en TBS (10 min cada uno).
Incubar tdobladillo con ABC Lite (1: 1000) durante 1,5 horas a temperatura ambiente.
Añadir 5 l de 30% de H 2 O 2 a un comprimido de 10 mg de DAB (3,3 "diaminobenzidine) solución disuelta en 15 ml de 1 M Tris-HCl (pH 7,6). Incubar las secciones inmediatamente en esta solución durante 5 min.
Terminar la reacción por lavado con TBS enfriado con hielo tres veces seguido de un lavado en TBS a temperatura ambiente.
Deshidratar secciones usando una serie de soluciones de etanol (50%, 60%, 70%, 80%, 90%, 95%, 100%, 5 min cada uno), aclarar en xileno, y luego cubrir deslizamiento usando DPX como en el paso 1.3.
Tras el secado completo de las secciones, eliminar el exceso de DPX en la parte superior de las diapositivas con una cuchilla afilada, y colocarlos en la etapa de exploración del microscopio. El sistema se compone de un microscopio equipado con la etapa de exploración, palanca de mando, y un color de la cámara 12-bit.
Inicie el programa. Abra un nuevo archivo de datos.
Lugarun punto de referencia en la pantalla haciendo clic con el puntero del ratón en cualquier lugar. Esto activará todos los iconos del panel de herramientas de la ventana del programa.
Haga clic en el icono "Joystick gratis" en la barra de herramientas y luego usar el joystick para localizar el giro dentado del hipocampo en la primera sección.
En la pestaña "Herramientas" de la ventana del programa, seleccione "Sección Administrador serie". Haga clic en el icono "Nueva sección" en la esquina inferior izquierda de la ventana. Esto abrirá la ventana "Configuración de la Sección de serie".
Seleccione la ventana de la sección de configuración de serie y luego ingrese el número total de secciones que contienen las regiones del hipocampo. Seleccione el intervalo de evaluación. Introduzca el espesor de la sección de corte (70 micras para DCX y 150 m para las secciones teñidas-Golgi).
Iniciar rastreo de la región giro dentado haciendo clic en el icono "Freehand Diseño de contorno" en la barra de herramientas. Contorno de la capa de células granulares dentadas. </ Li>
Seleccione "100X" en el menú "Ampliación". Añadir una gota de aceite de inmersión sobre la sección y cambiar el objetivo de 100X. Localice los cuerpos de células granulares dentadas y dendritas marco de este objetivo.
Centrarse en una neurona seleccionado y haga clic en el icono "Neurona Rastreo" en la barra de herramientas. Trazar la circunferencia del cuerpo de células granulares dentadas. Cuando termine el rastreo, haga clic derecho para seleccionar "Finalizar Cell Cuerpo".
Iniciar rastreo de las dendritas manualmente en X, Y y Z y seguir cada rama con el mando joystick y z-motor. En un nodo de bifurcación o trifurcación, seleccione la opción correspondiente en el menú desplegable en el botón derecho. Traza cada una de las ramas que surgen de estos nodos. Al final de cada rama, haga clic derecho y seleccione "Terminar" en el menú desplegable.
Utilizando los iconos de la tecla de flecha en la ventana del software seleccionar aleatoriamente otra de células granulares dentadas y siga el mismo procedimiento que described en el paso 3.9 a 3.10. Guarde todo el trazado.
Inicie el software de rastreo neuronal.
Abra el primer archivo de datos NRX desde el primer ratón del grupo experimental. Anexar el archivo NRX del segundo ratón del grupo experimental. Continúe hasta que se adjuntan todos los archivos NRX de este grupo.
En la ficha Análisis, seleccione "Fan In-diagrama". Esto abre el ventilador en-análisis ventana. Marca de verificación "dendritas" y haga clic en Mostrar, que representa a las longitudes y los patrones de ramificación dendrítica para este grupo de ratones (Figura 1).
NOTA: Este método permite al usuario grabar rápidamente un gran número de imágenes a través del eje z de cada campo y generar una imagen 2D que contiene todos los píxeles centrados a lo largo del eje z. El resultado será una imagen compuesta que contiene todos los píxeles enfocados de las imágenes recogidas.
Conecte el microscopio a una cámara digitalera. Coloque las secciones primera en la etapa de exploración conectado con el microscopio y luego cambiar a un objetivo de 10X. Mueva el escenario para el área de interés.
Iniciar un programa de captura de vídeo.
Pulse el botón de grabación. Tan pronto como se pulsa el botón de grabación, utilice el mando macro de enfoque para pasar de la parte superior a la parte inferior de la sección para un total de 4 seg. Guarde el archivo de vídeo resultante.
Utilice ImageJ software gratuito para convertir los archivos de vídeo AVI en un formato sin compresión abriendo el archivo y guardarlo en formato de archivo sin comprimir.
Iniciar un programa de análisis de imagen y abrir el archivo AVI. Ir al menú "Acción" y haga clic en "profundidad de campo". Seleccione el archivo de vídeo correspondiente. En opciones de "salida", seleccione "Generar Composite Best-Focus de imagen".
En opciones de "Análisis Focus", seleccione "Normalizado Iluminación" y opciones "Max Contraste Local". A continuación, seleccione "Crecomió ". La imagen resultante representa todos los píxeles centrados a lo largo del eje z (Figura 2).
Guarda la imagen resultante.
5. Generar Extremadamente Imágenes de alta resolución
NOTA: Este método permite al usuario generar automáticamente bajo aumento y imágenes de muy alta resolución de imágenes de alta magnificación de alta resolución de forma automatizada.
Colocar las secciones primera en la etapa de exploración conectado al microscopio. El microscopio está conectado a una cámara digital. Mueva el escenario para el área de interés.
Iniciar un programa de adquisición de imágenes.
Utilice un objetivo de 10X y adquirir y guardar imágenes de alta resolución (4076 x 3116) de la región de interés, asegurándose de tener por lo menos 10% de superposición.
Image Composite Editor Ejecutar a la puntada imágenes.
Ir al menú Archivo y haga clic en "Nuevo Panorama". Seleccione la carpeta en la que las imágenes son stORed. Seleccione las imágenes que pertenecen a la misma región y pulse "ok".
Pulse el botón "Exportar a disco" y guardar la imagen. Esta imagen representa una imagen de muy alta resolución de la zona de interés que podrían ser utilizados para el análisis y / o demostración (Figura 3).
La extensión de la arborización derivada de células granulares dentadas existentes y recién nacidos se analizó en ratones de tipo salvaje utilizando Golgi-Cox o tinción DCX (Figura 1). Se encontraron segmentos dendríticos de células DCX-positivas que ser 13 a 36 micras de largo. La distribución normal de la longitud dendrítica se probó mediante la prueba de Kolmogorov-Smirnov (D = 0,1217, p <0,01, Liliefors p <0,001; las figuras 4 y 5).
En el análisis de la longitud de los segmentos por orden de arborización, los segmentos más largos se encontraron en el primer orden de arborización (38,38 + 1,45 micras). Patrones similares se encontraron para la superficie (111,98 + 3,93 micras cuadrados) y el volumen (27,93 + 1,03 m cúbico). La correlación lineal entre la longitud de los segmentos y el área superficial y / o volumen ocupado por estos segmentos se ensayaron también. Tanto la superficie (p = 0,001, r 2 = 0,873) y el volumen c (p = 0,001, r 2 = 0,621)orrelated significativamente con la longitud de cada segmento dendríticas.
Figura 1:. Aquí diagrama de abanico se utilizó para evaluar la longitud dendrítica de las células granulares dentadas en el hipocampo Esta herramienta de visualización se puede utilizar para comparar los efectos de diferentes intervenciones terapéuticas o genotipos sobre la longitud dendrítica. La unidad de las mediciones es micras.
Figura 2: Visualización de arborización dendrítica y sin (A) y con EDFI (B) métodos. El método tradicional de encontrar el mejor plano de enfoque se comparó con EDFI (datos no presentados) y encontraron valores significativamente más altos de área dendríticas utilizando el método de EDFI (p = 0,02). Barra de escala= 100 micras.
Figura 3:. Una imagen de alta resolución de la región del hipocampo en un ratón Esta imagen muy alta resolución se construye de forma automática desde la costura 10 (4076 x 3116) imágenes -pixel. Escala desnudo = 100 micras.
Figura 4:. La cuantificación de la longitud y el volumen ocupado por las dendritas en diferentes órdenes de ramificación La longitud y el volumen máximo se logra en el orden 1.
Figura 5:. Histograma de la longitud dendrítica de las células granulares dentadas La mayoría de los segmentos dendríticas de DDendritas teñidos con CX fueron 13-26 en longitud. La línea de puntos de color rojo representa la distribución normal de los datos presentados.
Aquí, dos métodos se describieron para cuantificar el grado de arborización dendrítica en las neuronas maduras y recién nacidos utilizando métodos de tinción convencionales en conjunción con RTI y EDFI. La adquisición de imágenes de alta resolución de las neuronas proporciona un método extremadamente útil para probar los efectos perjudiciales de los trastornos neurodegenerativos y, a su vez, proporciona un medio para evaluar las estrategias terapéuticas que se dirigen a las neuronas del hipocampo.
Mientras que el método RTI se utilizó para capturar los datos en profundidad relativa a la extensión de la arborización y la topografía, el método EDFI no proporciona información relativa a la complejidad de los individuos segmentos o árboles. Sin embargo, los beneficios del método EDFI radican en el hecho de que no requiere la compra de hardware costoso y consume menos tiempo.
Un programa de análisis de imagen se utiliza para realizar EDFI en archivos de vídeo. Tener acceso a la alta resolución y rápidocámaras permite la obtención de un gran número de imágenes en todo el espesor de cada campo y genera imágenes que representan realmente las dimensiones x, y, z. Un inconveniente del método EDFI se refiere al hecho de que no puede haber más de un píxel (el mismo x e y) centrado en diferentes planos a lo largo del eje z. Un método se prevé asignar diferentes colores a estos píxeles que representan con exactitud el alcance de los perfiles de 3D en imágenes 2D. Cabe señalar que el método EDFI también podría ser utilizado para el análisis de los perfiles celulares (por ejemplo, sinapsis, microglia y astrocitos). Además, este método se puede utilizar para analizar la extensión de la distribución microglial en todo el espesor de una sección 7. Los dos métodos descritos aquí pueden ser utilizados de manera complementaria. Mientras que el método RTI proporciona información precisa sobre la topografía de patrón de ramificación, la EDFI nos da un método bastante simple y expedita para evaluar la densidad de las dendritas en un área de deinterés. En particular, el espesor de las secciones que se puede adquirir con EDFI son muy variables como el rango de enfoque z en la platina del microscopio en combinación con el foco óptico de los objetivos de microscopio dictan los límites de EDFI.
Los métodos descritos en el presente documento tienen el potencial de ser desplegado en múltiples contextos. En este estudio hemos proporcionado un medio para evaluar los cambios en pre arborización dendrítica y después de la intervención, mientras que EDFI se utilizó para cuantificar la activación microglial 7. Por lo tanto, esta técnica es susceptible a cualquier aplicación en la que el objetivo final es evaluar los cambios en los perfiles de pequeños que se pueden encontrar en múltiples capas.
Finalmente, estas técnicas pueden superar la falta de acceso a las cámaras digitales caras de muy alta resolución y. En esencia, un método se muestra en la forma de capturar imágenes en serie en diferentes puntos de ubicaciones dentro de una muestra y luego unirlas usando un programa gratuito, en última instancia yielding imágenes de alta resolución en una forma que es mucho más fiable y rápida que los métodos convencionales.
Cantidades de stock de Golgi y soluciones en desarrollo se mantienen a 4 ° C para el almacenamiento y, sin embargo los protocolos de tinción e incubación requieren la solución a utilizarse a temperatura ambiente. El enfriamiento de la Golgi y Desarrollo de soluciones en el hielo o en el refrigerador afecta negativamente a la calidad de la tinción dendríticas. Además, cabe señalar que hemos utilizado soluciones de Golgi de rápido desarrollo. Aunque la composición exacta de la solución de Golgi-Cox utilizado en este estudio es propietario, hay múltiples fuentes de dicha lista en protocolo de detalle que se puede utilizar para llevar a cabo la tinción de Golgi-Cox 13. Sin embargo, el uso de otras soluciones de Golgi-alterará significativamente la tinción duraciones y modificaciones de estos pasos deben ser realizados en consecuencia. También, junto con otros nos tenemosed 150 micras de espesor secciones para analizar las neuronas DGC 14,15, ya que es generalmente aceptado que cortar secciones de este espesor coronal y en paralelo a las arborizaciones células granulares dentadas minimiza el riesgo de cortar ramas dendríticas.
Tinción DCX
El protocolo de tinción DCX requiere una atención explícita a la temperatura. La falta de calentar la solución a 37 ° C durante el periodo de preincubación disminuirá considerablemente la tinción y resultar en la pérdida de la visualización dendríticas. Por otra parte, se justifica la atención al espesor de la sección. En este estudio hemos utilizado 70 micras de espesor secciones para capturar el máximo de los PED arborización dendrítica. En nuestra experiencia, el uso de 0,3% de Triton es una necesidad, ya que facilita significativamente la penetración del anticuerpo en todo el espesor de las secciones flotantes. De hecho, estudios previos han utilizado tritón de penetrar 70 m de espesor 16 o incluso más gruesa (120 micras) 17secciones cuando la etiqueta dendritas DGC. Por favor, vea Hussaini para los detalles completos de DCX manchando 18.
Por último, cabe señalar que existen programas de código abierto alternativos (por ejemplo flNeuronTool o Simple_Neurite_Tracer) con la capacidad de registrar el movimiento de la etapa en las direcciones x, y, z. Tales programas se pueden utilizar para el rastreo dendríticas, siempre y cuando se habilitan para comunicarse con la etapa de exploración.
Las tasas de publicación para este artículo son patrocinados por MBF Bioscience.

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