Decyzja Komisji

z dnia 8 czerwca 2001 r.

ustanawiająca przepisy dotyczące regularnych kontroli higieny ogólnej przeprowadzanych przez kierowników w zakładach, zgodnie z dyrektywą 64/433/EWG w sprawie problemów zdrowotnych dotyczących produkcji i wprowadzania do obrotu świeżego mięsa oraz z dyrektywą 71/118/EWG w sprawie problemów zdrowotnych wpływających na produkcję i wprowadzanie do obrotu świeżego mięsa drobiowego

(notyfikowana jako dokument nr C(2001) 1561)

(Tekst mający znaczenie dla EOG)

(2001/471/WE)

KOMISJA WSPÓLNOT EUROPEJSKICH,

uwzględniając Traktat ustanawiający Wspólnotę Europejską,

uwzględniając dyrektywę Rady 64/433/EWG z dnia 26 lipca 1964 r. w sprawie problemów zdrowotnych dotyczących produkcji i wprowadzania do obrotu świeżego mięsa [1], ostatnio zmienioną dyrektywą 95/23/WE [2], w szczególności jej art. 10 ust. 2,

uwzględniając dyrektywę Rady 71/118/EWG w sprawie problemów zdrowotnych wpływających na produkcję i wprowadzanie do obrotu świeżego mięsa drobiowego [3], ostatnio zmienioną dyrektywą 97/79/WE [4], w szczególności jej art. 6 ust. 2,

a także mając na uwadze, co następuje:

(1) Kierownicy zakładów mięsnych muszą przeprowadzać regularne kontrole ogólnych warunków higienicznych produkcji w swoich zakładach.

(2) Kontrole te muszą obejmować przyrządy, instalacje oraz maszyny na wszystkich etapach produkcji oraz, w miarę potrzeby, produkty; obejmuje to także kontrolę mikrobiologiczną.

(3) W celu ujednolicenia stosowania, należy określić charakter kontroli, ich częstotliwość, jak również metody pobierania próbek oraz metody badań bakteriologicznych.

(4) Wskazane jest ustalenie tych metod na podstawie najnowszych zasad metodologii HACCP.

(5) Kierownik zakładu, właściciel lub jego agent musi być w stanie poinformować, na żądanie oficjalnych służb, urzędowego lekarza weterynarii o charakterze, częstości oraz wynikach przeprowadzanych w tym celu kontroli.

(6) Urzędowy lekarz weterynarii musi regularnie analizować wyniki kontroli przeprowadzanych przez kierownika zakładu a dotyczących ogólnych warunków higienicznych produkcji w zakładzie.

(7) Małe zakłady mięsne mogą mieć większe trudności z realizacją proponowanych kontroli w związku z ograniczeniami finansowymi i małymi zasobami ludzkimi, brakiem fachowości, niewystarczającą infrastrukturą lub innymi istotnymi czynnikami; sytuacja może się pod tym względem różnić obiektywnie w poszczególnych Państwach Członkowskich.

(8) Z tego względu wskazane jest, w stosunku do małych zakładów, zapewnienie dłuższych okresów przejściowych, z zastrzeżeniem wymogu, że Państwa Członkowskie, które skorzystają z tej derogacji, dostarczą Komisji informacje niezbędne do zapewnienia, że wykonanie jej nie spowoduje zakłóceń konkurencji.

(9) Środki przewidziane w niniejszej decyzji są zgodne z opinią Stałego Komitetu Weterynaryjnego,

PRZYJMUJE NINIEJSZĄ DECYZJĘ:

Artykuł 1

1. Kierownik zakładu mięsnego przeprowadza regularne kontrole warunków higieny ogólnej produkcji w swoim zakładzie, poprzez wykonanie i utrzymywanie stałej procedury opracowanej zgodnie z poniższymi zasadami HACCP:

a) rozpoznać wszystkie zagrożenia, którym należy zapobiegać, które należy eliminować lub które należy ograniczyć do akceptowalnego poziomu,

b) rozpoznać krytyczne punkty kontroli na etapie lub etapach, na których kontrola jest konieczna w celu zapobiegania lub eliminacji zagrożenia lub ograniczenia go do akceptowalnego poziomu,

c) ustalić krytyczne limity w krytycznych punktach kontroli, które oddzielają możliwość przyjęcia od niemożliwości przyjęcia a dotyczą zapobiegania, wykluczenia lub ograniczenia określonych zagrożeń,

d) ustanowić i wprowadzić efektywne procedury monitorowania w krytycznych punktach kontroli,

e) ustanowić działania korygujące w przypadku gdy monitoring wykaże, że krytyczny punkt kontroli nie jest pod kontrolą,

f) ustanowić procedury w celu weryfikacji, czy środki wyszczególnione w lit. a)–e) działają prawidłowo; procedury weryfikacyjne przeprowadza się regularnie,

g) ustanowić dokumenty i rejestry odpowiednie do rodzaju i wielkości przedsiębiorstwa, aby przedstawić efektywne zastosowanie środków wyszczególnionych w lit. a)–f) oraz aby ułatwić urzędowe kontrole.

2. Jako część systemu określonego w ust. 1, kierownicy zakładów mięsnych mogą używać przewodników dotyczących dobrej praktyki, które zostały ocenione przez właściwe organy.

Artykuł 2

Kontrole mikrobiologiczne, określone w art. 10 ust. 2 dyrektywy 64/433/EWG przeprowadzane są przez kierownika zgodnie z procedurami określonymi w Załączniku.

Próbki należy pobierać z takich miejsc, w których istnieje najbardziej prawdopodobne zagrożenie wystąpienia zakażenia mikrobiologicznego.

Procedury inne niż podane w Załączniku, mogą być stosowane, o ile wykazano, w sposób wymagany przez właściwe organy, że są co najmniej równorzędne z procedurami określonymi w Załączniku.

Artykuł 3

Państwa Członkowskie zapewniają wprowadzenie przez zakłady mięsne wymogów niniejszej decyzji w ciągu 12 miesięcy od dnia jej przyjęcia. Państwa Członkowskie mogą jednak postanowić o zastosowaniu okresu do 24 miesięcy dla małych zakładów mięsnych, pod warunkiem że wcześniej poinformują Komisję o warunkach, na jakich mają zamiar wprowadzić to odstępstwo.

Artykuł 4

Niniejsza decyzja skierowana jest do Państw Członkowskich.

Sporządzono w Brukseli, dnia 8 czerwca 2001 r.

W imieniu Komisji

David Byrne

Członek Komisji

[1] Dz.U. 121 z 29.7.1964, str. 2012/64.

[2] Dz.U. L 243 z 11.10.1995, str. 7.

[3] Dz.U. L 55 z 8.3.1971, str. 23.

[4] Dz.U. L 24 z 30.1.1998, str. 31.

--------------------------------------------------

ZAŁĄCZNIK

1. POBIERANIE BAKTERIOLOGICZNYCH PRÓBEK Z TUSZ (BYDŁA, TRZODY CHLEWNEJ, OWIEC, KÓZ ORAZ KONI) W RZEŹNIACH

Niniejszy przewodnik opisuje bakteriologiczną ocenę powierzchni tusz. Obejmuje pobieranie próbek, przetwarzanie próbek oraz przedstawianie wyników.

METODY POBIERANIA PRÓBEK

Dla metody niszczącej należy pobrać z tuszy, po oczyszczeniu ale przed rozpoczęciem chłodzenia, cztery próbki tkanek o łącznej powierzchni 20 cm2. Kawałki tkanki mogą być pobierane za pomocą sterylnego wiertła korkowego (2,5 cm) lub przez wycięcie z tuszy za pomocą sterylnego instrumentu płata o powierzchni 5 cm2 i maksymalnej grubości 5 mm. Próbki muszą zostać umieszczone w rzeźni aseptycznie w pojemniku na próbki lub w plastikowym worku, przeniesione do laboratorium, a następnie homogenizowane (w perystaltycznym Stomacherze lub obrotowym mieszalniku – (homogenizatorze)).

Jeżeli stosuje się metodę nieniszczącą, to gaziki muszą być zwilżone przed pobraniem próbek. Do zwilżania gazików należy stosować sterylną pożywkę 0,1 % roztwór peptonu + 0,85 % roztwór NaCl. Powierzchnia, z której pobierane będą próbki, powinna wynosić co najmniej 100 cm2 na jedno pobranie próbki. Gazik powinien być moczony w roztworze przez co najmniej 5 sekund i należy nim pocierać całą powierzchnię mięsa oznaczoną wzornikiem początkowo pionowo, następnie poziomo oraz ukośnie przez przynajmniej 20 sekund. Należy zastosować możliwie silny nacisk. Po zastosowaniu mokrego gazika należy powtórzyć postępowanie z użyciem suchego gazika. W celu uzyskania porównywalnych wyników, należy stosować taką samą technikę w odniesieniu do próbek, tusz oraz dni pobierania próbek.

MIEJSCA POBIERANIA PRÓBEK W CELU BADANIA TUSZ

(patrz rysunki)

+++++ TIFF +++++

Podane poniżej miejsca są z zasady odpowiednie dla procesu kontroli:

Bydło: kark, szponder, bok oraz krzyżowa (Rys. 1)

Owce, kozy: bok, gardło, pachwina, szponder, oraz pierś

Trzoda chlewna: grzbiet, podgardle (lub policzki), tylne nogi (szynka) oraz brzuch (Rys. 2)

Konie: bok, szponder, grzbiet oraz krzyżowa

Jednakże po konsultacji z urzędowym lekarzem weterynarii można wybrać miejsca alternatywne, jeżeli przedstawiono, że ze względu na technologię uboju w danym zakładzie, istnieje większe prawdopodobieństwo, że inne miejsca mogą być bardziej skażone. W takich przypadkach można wybrać te miejsca.

PROCEDURA POBIERANIA PRÓBEK I ILOŚĆ PRÓBEK, JAKA MA BYĆ POBRANA

Powinno się pobierać próbki z 5 do 10 tusz w ciągu jednego dnia w każdym tygodniu. Częstotliwość pobierania próbek może być zmniejszona do jednego razu na dwa tygodnie, jeżeli w ciągu sześciu kolejnych tygodni uzyska się satysfakcjonujące wyniki. Dzień pobierania próbek powinien być zmieniany co tydzień, tak aby zapewnić pobieranie w każdym dniu tygodnia. Częstość pobierania próbek w obiektach o małym przerobie, jak to określono w dyrektywie 64/433/EWG art. 4 oraz w zakładach, które nie pracują w pełnym wymiarze, powinna być ustalona przez urzędowego lekarza weterynarii w oparciu o jego ocenę standardów higieny w odniesieniu do uboju w każdym zakładzie.

W połowie dnia uboju i przed rozpoczęciem chłodzenia należy pobrać z każdej tuszy próbki z czterech miejsc. Dla każdej próbki należy określić tuszę, datę oraz czas pobrania próbki. Przed badaniem należy gromadzić próbki z różnych miejsc pobierania z danej tuszy (np. z krzyżowej, pachwiny, szpondra oraz karku). Jeżeli uzyska się wyniki nienadające się do zaakceptowania i jeżeli działania naprawcze nie prowadzą do poprawy higieny, to dalsze próbki nie powinny być gromadzone do momentu, gdy problemy związane z oczyszczaniem nie zostaną rozwiązane.

METODA MIKROBIOLOGICZNA BADANIA PRÓBEK

Próbki pobierane metodą niszczącą lub gaziki z metody nieniszczącej powinny być przechowywane do momentu badania w chłodni o temperaturze 4 oC. Próbki należy homogenizować w plastikowym worku przez co najmniej dwie minuty w 100 ml środka rozcieńczającego (np. 0,1 % roztwór zbuforowanej wody peptonowej, 0,9 % roztwór chlorku sodu) przez około 250 cykli w perystaltycznym Stomacherze lub homogenizowane w mieszalniku rotacyjnym (homogenizatorze). Próbki gazikowe można mocno wstrząsać w środku rozcieńczającym. Próbki muszą zostać przebadane w ciągu 24 godzin od pobrania.

Rozcieńczenie przed posiewem bakteryjnym powinno być wykonane dziesięciokrotnie w 0,1 % peptonie + 0,85 % NaCl. Zawiesina na gazikach oraz homogenizowana zawiesina mięsa w Stomacherze nie są rozcieńczeniem i należy je uwzględniać przy obliczaniu 10o rozcieńczenia.

Analizy należy dokonać w stosunku do wszystkich form zdolnych do życia oraz do pałeczek jelitowych. Jednakże po uzyskaniu zgody właściwych organów oraz po ustaleniu odpowiednich kryteriów, można uwzględnić pełzaka okrężnicy zamiast pałeczek jelitowych.

Jako podstawę do badań próbek można stosować, poza opisanymi metodami, metody ISO. Inne metody ilościowe do analizy wyżej wymienionych bakterii mogą być wykorzystane, o ile zostały zaakceptowane przez CEN lub uznane ciało naukowe oraz po zatwierdzeniu ich przez właściwe organy.

REJESTROWANIE

Wszystkie wyniki testów muszą być zapisane w formie jednostek tworzących kolonię (cfu)/cm2 powierzchni. W celu umożliwienia oceny wyników, zapisy muszą być prowadzone na kartach kontroli procesu lub w tabelach zawierających co najmniej 13 ostatnich tygodniowych wyników testu. Zapisy powinny zawierać typ, pochodzenie oraz identyfikację próbki, datę i godzinę jej pobrania, nazwisko osoby pobierającej próbkę, nazwę oraz adres laboratorium, które analizowało próbkę, datę badania próbki w laboratorium oraz szczegóły dotyczące zastosowanej metody włącznie z zaszczepieniem różnych pożywek agarowych, temperaturą inkubacji, czasem oraz wynikiem w postaci liczby cfu na płytkę stosowaną do kalkulacji wyników w cfu/cm2 powierzchni.

Protokół musi być podpisany w laboratorium przez osobę odpowiedzialną.

Dokumenty powinny być przechowywane w zakładzie przez co najmniej 18 miesięcy i powinny być przedkładane urzędowemu lekarzowi weterynarii na żądanie.

STOSOWANIE KRYTERIÓW MIKROBIOLOGICZNYCH DO WYNIKÓW TESTÓW WYCIĘTYCH PRÓBEK (Tabela 1)

Średnie dzienne wyniki muszą być zaliczone do jednej z trzech kategorii weryfikacji kontroli procesu: możliwe do przyjęcia, marginalne, nie do przyjęcia. M oraz m określają górne limity dla kategorii marginalnej oraz możliwej do przyjęcia dla próbek pobranych zgodnie z metodą niszczącą.

W celu uzyskania przemysłowej standaryzacji i uproszczenia wiążącej bazy danych, konieczne jest zastosowanie najbardziej pewnej, dostępnej metody. Z tego powodu ważne jest, aby pamiętać, że próbki gazikowe zbierają jedynie część (często 20 % lub mniej) całej flory znajdującej się na powierzchni mięsa. Z tego względu jest to jedynie wskaźnik higieny powierzchniowej.

Jeżeli stosuje się metody inne niż metodę niszczącą, mikrobiologiczne kryteria skuteczności muszą być ustanawiane indywidualnie dla każdej stosowanej metody w celu odniesienia ich do metody niszczącej i zatwierdzenia przez właściwe organy.

KRYTERIA WERYFIKACJI

Wyniki testów muszą być klasyfikowane zgodnie z odpowiednimi kryteriami mikrobiologicznymi w takiej samej kolejności, w jakiej próbki były pobierane. Po uzyskaniu każdego nowego wyniku, stosuje się kryteria weryfikacyjne od nowa, w celu oceny stanu kontroli procesu w odniesieniu do zanieczyszczenie fekaliami oraz higieny. Wynik, który nie jest do przyjęcia lub niezadowalający wynik marginalny powinien spowodować działanie dotyczące przeglądu kontroli procesu, znalezienie, o ile to możliwe, przyczyny oraz zapobieżenie ponownemu wystąpieniu tego zdarzenia.

DOSTARCZANIE ZWROTNE

Wyniki testu muszą być dostarczone jak najszybciej do odpowiedzialnego zespołu. Wyniki powinny być zastosowane w celu utrzymania oraz poprawy standardu higieny uboju. W drodze konsultacji z personelem ubojni powinny mogą być wyjaśniane przypadki słabych wyników, gdzie w rachubę mogą wchodzić następujące czynniki: 1. złe procedury pracy, 2. brak lub nieodpowiedniość szkolenia i/lub nauczania, 3. stosowanie nieodpowiednich materiałów czyszczących i/lub dezynfekujących oraz chemikaliów, 4. nieodpowiednia konserwacja urządzeń oczyszczających oraz 5. niewystarczający nadzór.

Tabela 1

Średnie dzienne wartości rejestrowe dla wyników marginalnych oraz nie do przyjęcia dla kryteriów skuteczności bakteryjnej dla jednostek bydła, trzody chlewnej, owcy, kóz oraz koni (cfu/cm2) dla próbek pobranych przy zastosowaniu metody niszczącej.

| Zakres do przyjęcia | Zakres marginalny (> m, lecz M) | Zakres nie do przyjęcia (>M) |

Bydło/owce/kozy/konie | Trzoda chlewna | Bydło/trzoda chlewna/owce/kozy/konie | Bydło/trzoda chlewna/owce/kozy/konie |

Całkowita liczba organizmów żywych (TVC) | < 3,5 log | < 4,0 log | < 3,5 log (trzoda chlewna: 4,0 log) | > 5,0 log |

Pałeczki jelitowe | < 1,5 log | < 2.0 log | 1,5 log (trzoda chlewna: 2,0 log) | > 2,5 log (trzoda chlewna: > 3,0 log) |

2. BAKTERIOLOGICZNE PRÓBKI DLA SPRAWDZENIA CZYSTOŚCI ORAZ DEZYNFEKCJI W UBOJNIACH I ZAKŁADACH ROZBIORU MIĘSA

Opisane pobieranie próbek bakteriologicznych powinno być stosowane zgodnie z procedurami operacyjnymi dotyczącymi standardów sanitarnych (SSOP), wyszczególniając przedoperacyjne kontrole higieny, które mają być wykonane w obszarach, które mają bezpośrednie odniesienie do higieny produktu.

METODA POBIERANIA PRÓBEK

Przewodnik opisuje metodę płytki kontaktowej i technikę gazikową. Zastosowanie tych metod jest ograniczone do badania powierzchni zewnętrznych, które są czyste, zdezynfekowane, suche, płaskie, odpowiednio duże i gładkie.

Metody te powinny być zawsze stosowane przed rozpoczęciem produkcji – nie wolno ich stosować podczas produkcji. Jeżeli widoczny jest brud, to oczyszczenie powinno być ocenione jako niedopuszczalne, bez dalszej oceny mikrobiologicznej.

Metoda ta nie jest odpowiednia do badania mięsa lub przetworów mięsnych.

Po uzyskaniu akceptacji właściwych organów można stosować inne metody, które dają równorzędne gwarancje.

METODA AGAROWEJ PŁYTKI KONTAKTOWEJ

W metodzie agarowej płytki kontaktowej przykłada się do każdego badanego miejsca mały pojemnik plastikowy z pokrywką (średnica wewnętrzna 5,0 cm) wypełniony pożywką agarową (zgodnie z ISO, wersja aktualna) oraz pojemniki wypełnione agarem glukozowym z czerwienią fioletową i żółcią (VRBG zgodną z ISO, wersja aktualna) a następnie poddaje się je inkubacji. Powierzchni styku każdej płytki wynosi 20 cm2.

Data przydatności agaru, po przygotowaniu, wynosi około 3 miesięcy, jeżeli jest przechowywany w temperaturze 2–4 °C w zamkniętych butelkach. Tuż przed przygotowaniem płytek, agar należy stopić w temperaturze 100 °C i ochłodzić do temperatury 46–48 °C. Płytki należy umieścić w komorze laminarnej i napełniać agarem do uzyskania wypukłej powierzchni. Przygotowane płytki powinny być przed użyciem osuszone za pomocą inkubacji do góry dnem przez noc w temperaturze 37 °C. Jest to także wartościowy sprawdzian na możliwe skażenie podczas przygotowywania; płytki, na których uwidoczniły się kolonie, muszą zostać zniszczone.

Data przydatności płytek wynosi jeden tydzień, jeżeli są przechowywane w zamkniętych workach plastikowych w temperaturze 2–4 °C.

TECHNIKA GAZIKOWA

Próbki należy pobierać z powierzchni najlepiej o wielkości 20cm2 zaznaczonej sterylnym znacznikiem, gazikami bawełnianymi, zwilżonymi 0,1 % roztworem chlorku sodowego i peptonu (8,5 g NaCl, 1 g tryptonu peptonu kazeinowego, 0,1 % agaru oraz 1000 ml wody destylowanej). Jeżeli pobieranie próbek było poprzedzone czyszczeniem i dezynfekcją, to do roztworu zwilżającego gaziki należy dodać 30g/l Tween 80 oraz 3g/l lecytyny (lub inne produkty o podobnym działaniu). W przypadku wilgotnych powierzchni wystarczą suche gaziki.

Gaziki powinny być trzymane za pomocą sterylnej pincety, a powierzchnia, z której pobierana jest próbka musi być starta 10 razy z góry do dołu przy zastosowaniu silnego nacisku. Gaziki należy zbierać do butelki zawierającej 40 ml zbuforowanego peptonu z 0,1 % roztworem solnym agaru. Do czasu dalszego przetwarzania gaziki muszą być przechowywane w temperaturze 4 °C. Butelką należy silnie wstrząsać przed dziesięciokrotnym rozcieńczeniem w 40 ml 0,1 % roztworu chlorku sodowego i peptonu, po którym nastąpi badanie mikrobiologiczne (np. techniką kroplowego posiewu bakterii).

CZĘSTOTLIWOŚĆ

W okresie dwóch tygodni należy wykonać zawsze co najmniej 10 próbek, a w dużych zakładach produkcyjnych do 30 próbek. Trzy próbki muszą być pobrane z dużych przestrzeni. Jeżeli wyniki są przez pewien okres czasu zadawalające, to po uzyskaniu zgody urzędowego lekarza weterynarii, częstość pobierania próbek może zostać zmniejszona. Należy zwrócić szczególną uwagę na miejsca, które są przewidziane do styku lub mogące się stykać z produktem. Około dwie trzecie z całej liczby próbek powinna być pobrana z powierzchni stykających się z żywnością.

W celu zapewnienia kontroli wszystkich powierzchni w ciągu miesiąca, powinien być opracowany schemat wskazujący, jakie powierzchnie mają być sprawdzane danego dnia. Wyniki muszą zostać zapisane i należy regularnie sporządzać wykresy słupkowe w celu ukazania rozwoju w czasie.

TRANSPORT

Wykorzystane płytki kontaktowe nie wymagają chłodzenia podczas transportu oraz przed inkubacją.

Gaziki z próbkami muszą być schłodzone do czasu dalszej obróbki do temp. 4 °C.

PROCEDURY BAKTERIOLOGICZNE

Poza podanym opisem można stosować metody ISO.

Ilość bakterii musi być zapisana zgodnie z liczbą organizmów na cm kwadratowy powierzchni. W celu określenia liczby wszystkich koloni (TVC), zaszczepione płytki agarowe i agarowe płytki kontaktowe muszą być inkubowane w warunkach tlenowych przez 24 godziny w temp 37 °C ± 1 °C. Procedura ta musi nastąpić w ciągu dwóch godzin od pobrania próbki. Liczba kolonii bakteryjnych powinna zostać policzona i zapisana.

W celu ilościowej oceny pałeczek jelitowych należy używać agaru VRBG. Inkubacja zaszczepionych płytek i agarowych płytek kontaktowych musi się rozpocząć w ciągu dwóch godzin od pobrania próbki w warunkach tlenowych. Po 24 godzinach inkubacji w temp. 37 °C +/– 1 °C płytki muszą zostać przebadane pod względem wzrostu pałeczek jelitowych.

Należy przeprowadzić analizę liczby wszystkich organizmów żywych. Pobieranie próbek dotyczących pałeczek jelitowych jest dobrowolne, chyba że jest wymagane przez urzędowego lekarza weterynarii.

MIEJSCA POBIERANIA PRÓBEK

Podane poniżej punkty powinny być, na przykład, wybrane jako miejsca pobierania próbek: urządzenia sterylizacyjne dla noży, noże (miejsce łączenia ostrza z uchwytem), puste wewnątrz noże do spuszczania krwi, szczypce do kastrowania, zbiorniki do sparzania, maszyny do workowania, stół do skrobania/zawieszania (trzody chlewnej), zęby piły oraz narzędzia tnące, urządzenia do oskórowania bydła, inne instrumenty do obróbki tusz, maszyny do polerowania, jarzma i pojemniki transportowe, pasy transmisyjne podajników, fartuchy, stoły do cięcia, drzwi zapadkowe o ile stykają się z przemieszczanymi tuszami, rynny na organy żywieniowe, części linii często dotykane przez tusze, urządzenia na wysokości, z których może kapać wilgoć itp.

OBLICZANIE WYNIKÓW

Dla agarowych płytek kontaktowych oraz dla TVC i liczby pałeczek jelitowych z testów gazikowych, wyniki muszą zostać wprowadzone do formularza rejestrowego. Do celów weryfikacji procesu kontroli czystości i dezynfekcji, ustanowiono jedynie dwie kategorie dla TVC oraz pałeczek jelitowych: do przyjęcia i nie do przyjęcia. Zakres do przyjęcia dla liczby koloni na kontaktowej płytce agarowej oraz liczba kolonii TVC lub pałeczek jelitowych (wyniki z testów gazikowych) są pokazane w tabeli 2.

Tabela 2:

Średnie wartości dla liczby kolonii dla badań powierzchni

| Zakres do przyjęcia | Nie do przyjęcia |

Całkowita liczba organizmów żywych (TVC) | 0–10/cm2 | > 10/cm2 |

Pałeczki jelitowe | 0–1/cm2 | >1/cm2 |

DOSTARCZANIE ZWROTNE

Wyniki testu muszą być dostarczone jak najszybciej do odpowiedzialnego zespołu. Wyniki powinny być zastosowane w celu utrzymania oraz poprawy standardów czystości i dezynfekcji. W drodze konsultacji z personelem sprzątającym powinny być wyjaśnione przypadki niezadowalających wyników. Następujące czynniki mogą mieć znaczenie: 1. brak lub nieodpowiedniość szkolenia i/lub nauczania, 2. stosowanie nieodpowiednich materiałów czyszczących i/lub dezynfekujących, oraz chemikaliów, 3. nieodpowiednia konserwacja urządzeń oczyszczających oraz 4. niewystarczający nadzór.

--------------------------------------------------