1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 1
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►B ZWEITE RICHTLINIE DER KOMMISSION
vom 14. Mai 1982
zur Angleichung der Rechtsvorschriften der Mitgliedstaaten über Analysemethoden zur Kontrolle
der Zusammensetzung der kosmetischen Mittel
(82/434/EWG)
(ABl. L 185 vom 30.6.1982, S. 1)
Geändert durch:
Amtsblatt
Nr. Seite Datum
►M1Richtlinie 90/207/EWG der Kommission vom 4. April 1990 L 108 92 28.4.1990
Berichtigt durch:
►C1Berichtigung, ABl. L 190 vom 14.7.1983, S. 39 (82/434/EWG)
►C2Berichtigung, ABl. L 115 vom 8.5.1991, S. 58 (90/207/EWG)
▼B
ZWEITE RICHTLINIE DER KOMMISSION
vom 14. Mai 1982
zur Angleichung der Rechtsvorschriften der Mitgliedstaaten über
Analysemethoden zur Kontrolle der Zusammensetzung der kosme-
tischen Mittel
(82/434/EWG)
DIE KOMMISSION DER EUROPÄISCHEN GEMEINSCHAFTEN —
gestützt auf den Vertrag zur Gründung der Europäischen Wirtschaftsge-
meinschaft,
gestützt auf die Richtlinie 76/768/EWG des Rates vom 27. Juli 1976
zur Angleichung der Rechtsvorschriften der Mitgliedstaaten überkosmetische Mittel(
1), geändert durch die Richtlinie 79/661/EWG(2),
insbesondere auf Artikel 8 Absatz 1,
in Erwägung nachstehender Gründe:Die Richtlinie 76/768/EWG sieht amtliche Kontrollen der kosmetischen
Mittel vor, um nachzuprüfen, ob die in den Gemeinschaftsbestim-
mungen über die Zusammensetzung der kosmetischen Mittelvorgeschriebenen Bedingungen erfüllt sind.
Hierzu müssen so rasch wie möglich alle erforderlichen Analysenme-
thoden festgelegt werden; ein erster Schritt zur Erreichung diesesZieles war die Festlegung bestimmter Methoden in der Richtlinie 80/
1335/EWG der Kommission(
3); die Festlegung der Methoden für den
Nachweis von Oxidationsmitteln und die quantitative Bestimmung vonWasserstoffperoxid in Haarpflegemitteln, den Nachweis und die halb-quantitative Bestimmung bestimmter Oxidationsfarbstoffe inHaarfärbemitteln, den Nachweis und die quantitative Bestimmung von
Nitriten, den Nachweis und die quantitative Bestimmung von freiem
Formaldehyd, die quantitative Bestimmung des Resorcins in Shampoosund in Haarwässern sowie die quantitative Bestimmung des Methanolsim Verhältnis zu Äthanol oder Propanol-2 stellen einen weiteren Schrittin dieser Richtung dar.
Die in dieser Richtlinie vorgesehenen Maßnahmen entsprechen der
Stellungnahme des Ausschusses für die Anpassung an den technischen
Fortschritt im Sinne der Richtlinie 76/768/EWG —
HAT FOLGENDE RICHTLINIE ERLASSEN:
Artikel 1
Die Mitgliedstaaten treffen alle zweckdienlichen Maßnahmen, um
sicherzustellen, daß für
— den Nachweis von Oxidationsmitteln und die quantitative Bestim-
mung von Wasserstoffperoxid in Haarpflegemitteln,
— den Nachweis und die halbquantitative Bestimmung von oxidie-
renden Farbstoffen in Haarfärbemitteln,
— den Nachweis und die quantitative Bestimmung von Nitriten,— den Nachweis und die quantitative Bestimmung von freiem Formal-
dehyd,
— die quantitative Bestimmung des Resorcingehalts in Shampoos und
Haarlotionen,
— die quantitative Bestimmung von Methanol im Verhältnis zu
Äthanol oder Propanol-2
die amtlichen Kontrollen von kosmetischen Mitteln nach den im
Anhang zu dieser Richtlinie beschriebenen Methoden durchgeführtwerden.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 2
(1) ABl. Nr. L 262 vom 27. 9. 1976, S. 169.
(2) ABl. Nr. L 192 vom 31. 7. 1979, S. 35.
(3) ABl. Nr. L 383 vom 31. 12. 1980, S. 27.
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Artikel 2
Die Mitgliedstaaten erlassen die erforderlichen Rechts- und Verwal-
tungsvorschriften, um dieser Richtlinie spätestens am 31. Dezember
1983 nachzukommen. Sie setzen die Kommission unverzüglich davon
in Kenntnis.
Artikel 3
Diese Richtlinie ist an die Mitgliedstaaten gerichtet.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 3
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ANHANG
I.NACHWEIS VON OXIDATIONSMITTELN UND QUANTITATIVE
BESTIMMUNG VON WASSERSTOFFPEROXID IN HAARPFLEGE-
MITTELN
ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH
Die jodometrische Bestimmung von Wasserstoffperoxid in Kosmetika ist nur bei
Abwesenheit anderer Oxidationsmittel, die mit Jodid Jod bilden, möglich. Vor
einer jodometrischen Bestimmung von Wasserstoffperoxid müssen daher
etwaige andere anwesende Oxidationsmittel erkannt und nachgewiesen werden.
Dieser Nachweis gliedert sich in zwei Teile; der erste Teil erfaßt die Persulfate,
Bromate sowie Wasserstoffperoxid und der zweite Teil Bariumperoxid.
A. NACHWEIS VON PERSULFATEN, BROMATEN UND WASSERSTOFF-
PEROXID
1. PRINZIP
Natrium-, Kalium- und Ammoniumpersulfat; Kalium- und Natrium-
bromat sowie Wasserstoffperoxid — alles Stoffe, die sich nicht vom
Bariumperoxid ableiten — werden mit Hilfe der absteigenden Papier-
chromatographie unter Verwendung von zwei Fließmitteln
nachgewiesen.
2. REAGENZIEN
Alle Reagenzien müssen analysenrein sein.
2.1. Referenzlösungen von 0,5 % (m/v) in Wasser:
2.1.1. Natriumpersulfat
2.1.2. Kaliumpersulfat
2.1.3. Ammoniumpersulfat
2.1.4. Kaliumbromat
2.1.5. Natriumbromat
2.1.6. Wasserstoffperoxid
2.2. Fließmittel A: 80 %iges Äthanol (v/v)
2.3. Fließmittel B: Benzol — Methanol — Isoamylalkohol — Wasser
(34 + 38 + 18 + 10) (v/v/v/v)
2.4. Sprühmittel A: 10 %ige Kaliumjodidlösung (m/v) in Wasser
2.5. Sprühmittel B: 1 %ige Stärkelösung (m/v) in Wasser
2.6. Sprühmittel C: 10 %ige Salzsäure (m/m)
2.7. Salzsäure: 4 N
3. GERÄTE UND HILFSMITTEL
3.1. Papier für die Chromatographie (Whatman-Papier Nr. 3 oder Nr. 4 oder
gleichwertiges Papier)
3.2. Mikropipette 1 µl
3.3. Meßkolben 100 ml
3.4. Faltenfilter
3.5. Ausrüstung zur Durchführung der absteigenden Papierchromatographie
4. VORBEREITUNG DER PROBEN
4.1.Wasserlösliche Erzeugnisse
Von jedem Muster sind zwei Lösungen herzustellen, von denen bei der
ersten 1 und bei der zweiten 5 Gramm des Erzeugnisses in 100 ml
Wasser aufgelöst werden. Von jeder dieser Lösungen ist 1 Mikroliter1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 4
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für die Durchführung der unter Punkt 5 beschriebenen Papierchromato-
graphie zu benutzen.
4.2.Nicht vollkommen wasserlösliche Erzeugnisse
4.2.1. 1 bzw. 5 Gramm der Probe werden gewogen und in 50 ml Wasser
suspendiert, beide Suspensionen mit Wasser auf 100 ml auffüllen und
gut durchschütteln. Beide Suspensionen werden filtriert und von jedem
Filtrat ein Mikroliter zur Durchführung der unter 5 beschriebenen Chro-
matographie verwendet.
4.2.2. Es sind erneut von jeder Probe zwei Suspensionen anzufertigen, indem
1 bzw. 5 Gramm in 50 ml Wasser suspendiert, mit verdünnter Salzsäure(2.7) angesäuert, mit Wasser auf 100 ml aufgefüllt und durchmischt
werden. Die Suspensionen werden filtriert und ein Mikroliter von
beiden Filtraten zur Durchführung der unter 5 beschriebenen Papier-
chromatographie verwendet.
4.3.Cremes
Von jedem Erzeugnis werden 5 g und 20 g in je 100 ml Wasser suspen-
diert und die Suspensionen zur Durchführung der unter 5 beschriebenen
Papierchromatographie verwendet.
5. ARBEITSWEISE
5.1. Zwei Chromatographiegefäße zur Durchführung der absteigenden
Papierchromatographie mit einer geeigneten Menge des Fließmittels A
(2.2) und B (2.3) füllen. Die Chromatographiegefäße werden wenig-
stens 24 Stunden lang mit den Dämpfen der Fließmittel gesättigt.
5.2. Auf einen 40 cm langen und 20 cm breiten Papierstreifen Whatman-
Papier Nr. 3 (3.1) — dieser kann auch ein anderes geeignetes Format
haben — auf je einen Startpunkt 1 µl der gemäß 4 und 2.1 zubereiteten
Probe- und Referenzlösung auftragen und das Lösungsmittel an der Luft
verdampfen lassen.
5.3. Das Chromatographiepapier (5.2) in das mit dem Fließmittel A (5.1)
gefüllte Chromatographiegefäß hängen und chromatographieren, bis
sich die Fließmittelfront in einem Abstand von 35 cm von der Startlinie
befindet. Die hierzu erforderliche Laufzeit beträgt ungefähr 15 Stunden.
5.4. Die Vorgänge gemäß 5.2 und 5.3 mit Whatman-Papier Nr. 4 (oder
gleichwertiges Papier) (3.1) und Fließmittel B wiederholen. Chromato-
graphieren, bis die Fließmittelfront 35 cm von der Startlinie beträgt. Die
hierzu erforderliche Zeit beträgt ungefähr 5 Stunden.
5.5. Nach Entwicklung werden die Papierstreifen aus den Chromatographie-
gefäßen herausgenommen und an der Luft getrocknet.
5.6. Die Verbindungen werden auf dem Chromatogramm durch Besprühen
mit Dedektionsmitteln auf dem Papierstreifen sichtbar gemacht. Dabei
ist wie folgt vorzugehen:
5.6.1. Zunächst mit Sprühmittel A (2.4) und kurz danach mit Sprühmittel B
(2.5) besprühen. Zunächst erscheinen die Flecke der Persulfate und
danach die des Wasserstoffperoxids auf dem Chromatogramm. Die
Flecke sind mit Bleistift zu markieren.
5.6.2. Mit Sprühmittel C (2.6) werden die nach 5.6.1 erhaltenen Chromato-
gramme besprüht. Vorhandene Bromate werden auf dem
Chromatogramm als grau-blaue Flecke sichtbar.
5.7. R
f-Werte der Vergleichssubstanzen (2.1) unter den oben beschriebenen
Bedingungen für die Fließmittel A (2.2) und B (2.3):
Fließmittel A (2.2) Fließmittel B (2.3)
Natriumpersulfat 0,40 0,10
Kaliumpersulfat 0,40 0,02 + 0,05
Ammoniumpersulfat 0,50 0,10 + 0,20Natriumbromat 0,40 0,20
Kaliumbromat 0,40 0,10 + 0,20
Wasserstoffperoxid 0,80 0,801982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 5
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B. NACHWEIS VON BARIUMPEROXID
1. PRINZIP
Bariumperoxid wird wie folgt nachgewiesen: Papierchromatographisch
als Wasserstoffperoxid nach dem Ansäuern der Probe (A.4.2);
— sofern keine Persulfate vorhanden sind (A), durch Hinzufügen von
verdünnter Schwefelsäure in einen Teil der sauren Probelösung
(B.4.1). Es entsteht ein weißer Bariumsulfatniederschlag. Barium-
Ionen werden in der Probelösung (4.1) papierchromatographisch
nach der unten beschriebenen Methode (5) nochmal nachgewiesen;
— falls Bariumperoxid und Persulfate gleichzeitig vorhanden sind
(B.4.2), ist der Rückstand der Lösung alkalisch aufzuschließen und
in HCl zu lösen. Der Nachweis von Barium-Ionen (B.4.2.3) erfolgt
sowohl papierchromatographisch als auch durch Fällung als Barium-
sulfat.
2. REAGENZIEN
2.1. Methanol
2.2. 36 %ige (m/m) konzentrierte Salzsäure
2.3. Salzsäure 6 N
2.4. Schwefelsäure 4 N
2.5. Dinatriumrhodizonat2.6. Bariumchlorid (BaCl
2·2 H2O)
2.7. Natriumcarbonat, wasserfrei
2.8. 1 %ige Bariumchloridlösung in Wasser (m/v)
2.9. Fließmittel: Methanol/36 %ige Salzsäure/Wasser (80+10+10) (v/v/v/)
2.10. Sprühmittel: 0,1 %ige Dinatriumrhodizonatlösung in Wasser (m/v); die
Lösung ist kurz vor Gebrauch frisch herzustellen.
3. GERÄTE UND HILFSMITTEL
3.1. Mikropipette 5 µl
3.2. Platintiegel
3.3. Meßkolben 100 ml
3.4. Chromatographiepapier (Schleicher und Schüll 2043 b, oder gleichwer-
tiges). Zur Vorbereitung ist das Papier eine Nacht lang absteigend mit
dem Fließmittel (B.2.9) zu chromatographieren (A.3.5) und danach zu
trocknen.
3.5. Faltenfilter
3.6. Ausrüstung für die aufsteigende Papierchromatographie
4. VORBEREITUNG DER PROBEN
4.1.Erzeugnisse, in denen keine Persulfate enthalten sind
4.1.1. 2 Gramm des Erzeugnisses werden in 50 ml Wasser suspendiert
(auflösen). Der pH-Wert der Lösung wird mit Salzsäure auf etwa 1
eingestellt (B.2.3).
4.1.2. Die Lösung (Suspension) wird mit Wasser in einen 100-ml-Meßkolben
überführt, mit Wasser bis zur Marke aufgefüllt und gemischt. Die
Lösung wird, wie unter 5 beschrieben, papierchromatographisch unter-
sucht.
4.2.Erzeugnisse, die Persulfate enthalten
4.2.1. 2 Gramm des Erzeugnisses werden in 100 ml Wasser suspendiert
(auflösen) und filtriert.
4.2.2. In einem Platintiegel (B.3.2) wird dem getrockneten Rückstand das
Sieben- bis Zehnfache seines Gewichts an Natriumcarbonat hinzugefügt
(B.2.7), durchgemischt und so lange erhitzt, bis eine Schmelze entsteht
(30 min.).1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 6
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4.2.3. Die auf Raumtemperatur abgekühlte Schmelze wird in 50 ml Wasser
suspendiert und filtriert (B.3.5).
4.2.4. Der Schmelzrückstand wird in 6 N Salzsäure (B.2.3) aufgelöst und mit
Wasser auf 100 ml aufgefüllt. Diese Lösung wird für die nachstehend
beschriebene papierchromatographische Analyse und für die Identifizie-
rung der Bariumionen durch Fällung als Bariumsulfat verwendet.
5. ARBEITSWEISE
5.1. In ein Chromatographiegefäß für aufsteigende Papierchromatographie
wird eine geeignete Menge Fließmittel (B.2.9) gegeben und das Gefäß
wenigstens 15 Stunden lang mit den Dämpfen des Fließmittels gesättigt.
5.2. Auf ein — in der in Punkt (B.3.4) beschriebenen Weise vorbehandeltes
— Stück Chromatographiepapier werden auf drei Startpunkte jeweils
5 µl der unter (B.4.1.2) und (B.4.2.4) hergestellten Lösungen und der
Referenzlösung (B.2.8) gegeben.
5.3. Das Lösungsmittel an der Luft verdampfen lassen. Es wird aufsteigend
chromatographiert, bis die Fließmittelfront 30 cm erreicht hat.
5.4. Das Chromatographiepapier ist aus der Chromatographierschale zu
nehmen und an der Luft zu trocknen.
5.5. Die Flecke im Chromatogramm durch Aufsprühen des Sprühmittels
(B.2.10) auf das Chromatogramm sichtbar machen.
Ist Barium vorhanden, so entstehen rote Flecke mit einen Rf-Wert von
ungefähr 0,10.
C. DIE BESTIMMUNG VON WASSERSTOFFPEROXID
1. PRINZIP
Die jodometrische Bestimmung von Wasserstoffperoxid verläuft nach
der folgenden Reaktion:
H2O2+2 H++2 J−→J2+2 H2O.
Diese langsam verlaufende Umsetzung wird durch Ammoniummolybdat
beschleunigt. Das gebildete Jod wird mit Natriumthiosulfatlösung titri-
metrisch bestimmt und ist ein Maß für den Gehalt an
Wasserstoffperoxid.
2. DEFINITION
Der auf nachstehende Weise gemessene Wasserstoffperoxidgehalt wird
in Massen-Prozent (% m/m) der Ware ausgedrückt.
3. REAGENZIEN
Alle Reagenzien müssen analysenrein sein.
3.1. Schwefelsäure 2 N3.2. Kaliumjodid
3.3. Ammoniummolybdat
3.4. Natriumthiosulfatlösung 0,1 N3.5. 10 %ige Kaliumjodidlösung (m/v). Die Lösung kurz vor Gebrauch
frisch herstellen.
3.6. 20 %ige Ammoniummolybdatlösung (m/v)
3.7. 1 %ige Stärkelösung (m/v)
4. GERÄTE UND HILFSMITTEL
4.1. Bechergläser 100 ml4.2. Bürette 50 ml4.3. Meßkolben 250 ml4.4. Meßzylinder 25 und 100 ml1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 7
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4.5. geeichte Pipette 10 ml
4.6. Erlenmeyerkolben 250 ml
5. ARBEITSWEISE
5.1. 10 Gramm (m) des Erzeugnisses, das ungefähr 0,6 Gramm Wasserstoff-
peroxid enthält, werden in ein 100-ml-Becherglas eingewogen, mit
Wasser in einen 250-ml Meßkolben überspült, bis zum Eichstrich mit
Wasser aufgefüllt und gemischt.
5.2. Von der Probelösung (5.1) werden 10 ml in einen 250-ml-Erlenmeyer-
kolben (4.6) pipettiert und nacheinander 100 ml Schwefelsäure 2 N
(3.1), 20 ml Kaliumjodidlösung (3.5) sowie drei Tropfen Ammonium-
molybdatlösung (3.6) hinzugefügt.
5.3. Das gebildete Jod wird unmittelbar mit 0,1 N (3.4) Natriumthiosulfatlö-
sung titriert. Kurz vor Erreichen des Äquivalenzpunktes sind einige
Milliliter Stärkelösung als Indikator hinzuzufügen. Den in ml (V ml)
ausgedrückten Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosulfatlösung notieren.
5.4. In der Weise wie unter 5.2 und 5.3 angegeben, ist eine Blindbestim-
mung durchzuführen, bei der anstelle der 10 ml Probelösung 10 ml
Wasser verwendet werden. Den Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosul-
fatlösung bei der Blindbestimmung (Vo ml) notieren.
6. BERECHNUNG
Der Gehalt an Wasserstoffperoxid der Ware in Gewichts-Prozent (% m/
m) wird nach folgender Formel berechnet:
% Wasserstoffperoxid ¼V/C0Vo ðÞ /C2 1;7008 /C2250/C2100
m/C210/C21000
oder
% Wasserstoffperoxid ¼V/C0Vo ðÞ /C2 4;252
m
In dieser Formel bedeuten:
m = die Menge der untersuchten Ware in Gramm (5.1),
Vo = den in ml ausgedrückten Verbrauch an Natriumthiosulfatlösung
bei der Blindbestimmung (5.4),
V = den in ml ausgedrückten Verbrauch an 0,1 N Natriumthiosul-
fatlösung bei der Titration der Probelösung (5.3).
7. WIEDERHOLBARKEIT(1)
Unter den oben beschriebenen Umständen beträgt die Standardabwei-
chung der Meßergebnisse bei einer Probe, die ungefähr 6 % (m/m)
Wasserstoffperoxid enthält, höchstens 0,2 %.
II.NACHWEIS UND HALBQUANTITATIVE BESTIMMUNG VON
OXIDIERENDEN FARBSTOFFEN IN HAARFÄRBEMITTELN
1. ZWECK UND ANWENDUNGSBEREICH
Nach dieser Methode lassen sich nachstehend aufgeführte Substanzen in
cremeförmigen und flüssigen Haarfärbemitteln nachweisen und halb-
quantitativ bestimmen:
Bezeichnung der Substanzen Symbol
Phenylendiamine
1-2 Phenylendiamin (o) (OPD)
1-3 Phenylendiamin (m) (MPD)1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 8
(1) Siehe Norm ISO 5725.
▼B
Bezeichnung der Substanzen Symbol
1-4 Phenylendiamin (p) (PPD)
Toluylendiamine
3-4 Toluylendiamin (o) (OTD)
2-4 Toluylendiamin (m) (MTD)
2-5 Toluylendiamin (p) (PTD)
Diaminophenol
2-4 Diaminophenol (DAP)
Hydrochinon
1-4 Dihydroxybenzol (H)
α-Naphthol (N)
Pyrogallol
1-2-3 Trihydroxybenzol (P)
Resorcin
1-3 Dihydroxybenzol (R)
2. PRINZIP
Die oxidierenden Farbstoffe werden den cremeförmigen oder flüssigen
Färbemitteln bei einem pH-Wert von 10 mit Hilfe von 96 %igem
Äthanol entzogen und dünnschichtchromatographisch (eindimensional
(5) und/oder zweidimensional (6)) identifiziert.
Zur halbquantitativen Bestimmung der Substanzen vergleicht man das
chromatographische Bild der Proben unter Anwendung von vier
Entwicklungssystemen mit denjenigen der Lösungen der chromatogra-
phisch bestimmten Vergleichserzeugnisse.
3. REAGENZIEN
Es sind ausschließlich analysenreine Reagenzien zu verwenden.
3.1. absolutes Äthanol3.2. Aceton3.3. Äthanol 96º (v/v)3.4. 25 %iges Ammoniak
(d
420= 0,91)
3.5. L(+)-Ascorbinsäure3.6. Chloroform3.7. Cyclohexan
3.8. technischer Stickstoff
3.9. Toluol3.10. Benzol3.11. primäres Butanol3.12. sekundäres Butanol3.13. 50 %ige unterphosphorige Säure3.14. Diazoreagenzien: hier können verwendet werden
— 4-Nitro-1-benzoldiazon, versalzen und stabilisiert durch (beispiels-
weise) Chlorbenzolsulfonat-Ion (rouge 2 JN von Francolor oder
ähnliches),
— 2-Chloro-4nitro-1-benzoldiazon, versalzen und stabilisiert durch
(beispielsweise) Naphthalinbenzoat-Ion (NNCD Reagens —
Nr. 74150 von Fluka oder ähnliches).1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 9
▼B
3.15. Silbernitrat
3.16. p-Dimethylaminobenzaldehyd
3.17. 2-5-Dimethylphenol
3.18. Ferrochlorid 6 H2O
3.19. 10 %ige Salzsäure
3.20.Vergleichssubstanzen
Als Vergleichssubstanzen dienen die im Abschnitt 1 „Zweck und
Anwendungsbereich“ aufgeführten Stoffe.
Amino-Verbindungen sind ausschließlich als Mono- oder Bi-Chlorhy-
drate oder in basischer Form zu verwenden.
3.21.Vergleichslösungen (0,5 % m/v)
Von jeder der in 3.20 genannten Vergleichssubstanzen wird eine
0,5 %ige (m/v) Lösung hergestellt.
50 mg ± 1 mg der Vergleichssubstanz werden in einen 10-ml-
Meßkolben eingewogen.
5 ml 96 %iges Äthanol hinzugeben (3.3).
250 mg Ascorbinsäure hinzugeben (3.5).
Die Mischung mit Hilfe einer Ammoniaklösung (3.4) auf einen pH-
Wert von 10 bringen.
Mit 96 %igem Äthanol auf 10 ml auffüllen und mischen.
Die Lösungen können eine Woche lang an einem kühlen, lichtge-
schützten Ort aufbewahrt werden.
Bei der Zugabe der Ascorbinsäure und des Ammoniaks kann sich in
bestimmten Fällen ein Niederschlag bilden. In diesem Fall empfiehlt
sich vor der Probenahme eine Dekantierung.
3.22.Laufmittel
3.22.1. Aceton - Chloroform - Toluol: 35-25-40 (v/v/v)
3.22.2. Chloroform - Cyclohexan - Absolutes Äthanol - 25 %iges Ammoniak:
80-10-10-1 (v/v/v/v)
3.22.3 Benzol - Sekundäres Butanol - Wasser: 50-25-25 (v/v/v). Die Mischung
gut schütteln und nach Dekantierung bei Raumtemperatur (20—25 ºC)
die oberste Phase abnehmen.
3.22.4. Primäres Butanol - Chloroform und Reagens M: 7-70-23 (v/v/v). Bei 20
bis 25 ºC sorgfältig dekantieren und die untere Phase verwenden.
Vorbereitung des Reagens M
25 %ige NH4OH (v/v) (3.4) 24 Teile
50 %ige unterphosphorige Säure (3.13) 1 Teil
H2O 75 Teile
Anmerkung Laufmittel, die Ammoniak enthalten, müssen vor ihrer
Verwendung gut geschüttelt werden.
3.23.Nachweismittel
3.23.1.Diazoreagens
Eine 5 %ige wäßrige Lösung (m/v) des Reagens (3.14) herstellen. Diese
Lösung muß unmittelbar vor ihrer Verwendung hergestellt werden.
3.23.2.Reagens nach Ehrlich
2 g p-Dimethylaminobenzaldehyd (3.16) in 100 ml 10 %iger wäßriger
Salzsäure (m/v) auflösen (3.19).1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 10
▼B
3.23.3.2-5-Dimethylphenol-Ferrochlorid 6 H2O
Lösung 1: 1 g Dimethylphenol (3.17) in 100 ml 96 %igem Äthanol
auflösen (3.3).
Lösung 2: 4 g Ferrochlorid 6 H2O (3.18) in 100 ml 96 %igem Äthanol
auflösen (3.3).
Bei Durchführung des Nachweises die beiden Lösungen einzeln
aufsprühen, und zwar zunächst Lösung 1 und dann Lösung 2.
3.23.4.Ammoniakalisches Silbernitrat
Einer 5 %igen wäßrigen Lösung (m/v) von Silbernitrat (3.15) 25 %iges
Ammoniak (3.4) zusetzen, bis sich der Niederschlag auflöst.
Dieses Reagens ist unmittelbar vor seiner Verwendung herzustellen.
Nicht aufbewahren!
4. GERÄTE
4.1. Laboratoriumsausrüstung für Dünnschichtchromatographie
4.1.1. Kunststoff- oder Glasschale, in der die chromatographische Platte
während der Absitzung und bis zur Ausentwicklung unter Stickstoff
gehalten werden kann. Diese Vorsichtsmaßnahme ist wegen der starken
Oxidierbarkeit bestimmter Farbstoffe notwendig.
4.1.2. 10-µl-Spritze (0,2-l-Einteilung) mit Nadel (gerades Ende) oder vorzugs-
weise ein automatisches Auftraggerät (50 µl), derart am Stativ befestigt,
daß die Platte unter Stickstoff gehalten werden kann.
4.1.3. Kieselgel-Fertigplatten von0,25mmDicke aufKunststoffilm20=20cm
(Macherey und Nagel Kieselgel G-HR oder ähnliches).
4.2. Zentrifuge 4 000 U/min.4.3. Zentrifugierröhrchen 10 ml mit Schraubverschluß.
5. ARBEITSWEISE
5.1.Vorbehandlung der Proben
Die aus der Tubenöffnung austretenden ersten 2 oder 3 cm Creme
werden entfernt.
In ein vorher mit Stickstoff durchspültes Zentrifugierröhrchen (4.3)
werden 300 mg Ascorbinsäure, 6 g Creme oder 3 g homogenisierte
Flüssigkeit gegeben.
Liegt der pH-Wert unter 10, so werden einige Tropfen des 25 %igen
Ammoniaks hinzugefügt und das Zentrifugierröhrchen mit 96 %igem
Äthanol (3.3) auf 10 ml aufgefüllt.
Unter Stickstoff homogenisieren, das Röhrchen verschließen und 10
Minuten lang bei 4 000 U/min. zentrifugieren.
Die obenschwimmende Lösung verwenden.
5.2.Chromatographie
5.2.1.Auftragen
Unter Stickstoff auf eine Kieselgelplatte (4.1.3) an neun Punkten 1 µl
von jeder der beschriebenen Vergleichslösungen auftragen. Diese
werden wie folgt verteilt:
123456789
R P H PPD DAP PTD OPD OTD MPD
MTD α-N
Außerdem werden jeweils am 10. und am 11. Punkt 2 µl der nach 5.1
vorbehandelten Proben aufgetragen.
Die Platte bis zur chromatographischen Trennung unter Stickstoff
aufbewahren.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 11
▼B
5.2.2.Entwicklung
Die Platte wird in einen vorher mit Stickstoff gereinigten und mit den
Dämpfen eines der vier geeigneten Lösungsmittel (3.22) gesättigten
Behälter eingehängt und bei Raumtemperatur und Dunkelheit so lange
entwickelt, bis sich die Lösungsmittelfront etwa 15 cm vom Startpunkt
entfernt hat.
Nunmehr die Platte herausnehmen und unter Stickstoff bei Raumtempe-
ratur trocknen.
5.2.3.Nachweis
Die Platte mit einem der in 3.23 genannten vier Nachweismittel
besprühen.
5.2.4.Identitätsprüfung
Man vergleicht die Rf und die an jeder Probe erhaltenen Färbungen mit
denen der Vergleichssubstanzen. In Tabelle I sind die Rf und
Färbungen angegeben, wie sie mit den einzelnen Lauf- und Nachweis-
mitteln für jede Probe erzielt wurden.
Läßt die Identitätsprüfung Zweifel aufkommen, so kann zuweilen
dadurch Klarheit erzielt werden, daß man der Probe die entsprechende
Vergleichssubstanz hinzufügt.
5.2.5.Halbquantitative Bestimmung
Man vergleicht visuell die Intensität der Flecken der einzelnen nach
5.2.4 nachgewiesenen Substanzen mit einer geeigneten und bekannten
anhand der entsprechenden Vergleichssubstanz gewonnenen Standar-
dkonzentration.
Ist die Konzentration des Bestandteils der Probe zu hoch, so muß die zu
chromatographierende Lösung verdünnt und eine neue Bestimmung
vorgenommen werden.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 12
TABELLE I
Rf-Werte und unmittelbar nach der Entwicklung erzielte Färbungen
Vergleichser-
zeugnisse
3.20Laufmittel Nachweismittel
Rf Färbungen
3.22.1 3.22.2 3.22.3 3.22.4Diazoreagenz
(3.23.1)Reagenz nach Ehrlich
(3.23.2)Dimethylphenol-
Reagenz
(3.23.3)Silbernitrat-Reagenz
(3.23.4)
OPD 0,62 0,60 0,30 0,57 schwach braun — — schwach braun
MPD 0,40 0,60 0,47 0,48 braun-violett*) gelb schwach braun schwach braun
PPD 0,20 0,50 0,30 0,48 braun hochrot*) violett grau
OTD 0,60 0,60 0,53 0,60 braun*) schwach orange schwach braun braun-grau
MTD 0,40 0,67 0,45 0,60 rotbraun*) gelb braun schwarz
PTD 0,33 0,65 0,37 0,70 braun orange violett*) grau
DAP 0,07 — 0 0,05 braun*) orange violett braun
H 0,50 0,35 0,80 0,20 — orange violett schwarz*)
α-N 0,90 0,80 0,90 0,75 braun-orange — violett*) schwarz
P 0,37 — 0,67 0,05 braun sehr helles violett sehr helles braun braun*)
R 0,50 0,37 0,80 0,17 orange*) schwach violett sehr helles braun schwach braun
Anmerkungen: 1. OPD wurde nur schwach sichtbar, für eine deutliche Trennung von OTD muß das Lösungsmittel (3.22.3) verwendet werden.
2. *) zeigt den besten Nachweis an.▼B1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 13
▼B
6. ZWEIDIMENSIONALE DÜNNSCHICHTCHROMATOGRAPHISCHE
UNTERSUCHUNG
Zu der hier beschriebenen zweidimensionalen Dünnschichtchromatogra-
phie werden nachstehende Reagenzien gebraucht:
6.1.Vergleichssubstanzen und -lösungen
6.1.1. β-Naphthol ( β-N)
6.1.2. 2-Aminophenol (OAP)
6.1.3. 3-Aminophenol (MAP)
6.1.4. 4-Aminophenol (PAP)
6.1.5. 2-Nitro-p-Phenylendiamin (2 NPPD)
6.1.6. 4-Nitro-o-Phenylendiamin (4 NOPD)
Von diesen zusätzlichen Vergleichssubstanzen wird eine 0,5 %ige
Lösung (m/v) nach 3.2.1 hergestellt.
6.2.Laufmittel
6.2.1. 25 %iges Äthylacetat-Cyclohexan-Ammoniak (65-35-0,50) (v/v/v)
6.3.Nachweismittel
Ein Glasgefäß in einen Entwicklungsbehälter für Dünnschichtchromato-
graphie bringen, etwa 2 g kristallisiertes Jod hineingeben und den
Behälter schließen.
6.4.Chromatographie
6.4.1. Wie auf Figur 1 angegeben, zwei Linien auf der Adsorptionsschicht
einer dünnschichtchromatographischen Platte einzeichnen (4.1.3).
6.4.2. Unter Stickstoff (4.1.1) auf den Startpunkt 1 (Figur 1) bis 4 µl Extrakt
(5.1) auftragen. Die Menge hängt von der Intensität der auf dem Chro-
matogramm (5.2) erhaltenen Flecken ab.
6.4.3. Die nachgewiesenen beziehungsweise nach Punkt 5.2 vermeintlich
nachgewiesenen oxidierenden Farbstoffe je zur Hälfte auf die Punkte 2
und 3 (Figur 1) auftragen. Der Abstand zwischen diesen Punkten
beträgt 1,5 cm. Von sämtlichen Referenzlösungen mit Ausnahme von
DAP 2 µl auftragen, von DAP werden 6 µl benötigt. Dies muß in Stick-
stoffatmosphäre geschehen.
6.4.4. Den unter 6.4.3 beschriebenen Vorgang bei den Startpunkten 4 und 5
(Figur 1) wiederholen und die Platte bis zur Durchführung der Chroma-
tographie in Stickstoffatmosphäre aufbewahren.
6.4.5. Einen Chromatographierbehälter mit Stickstoff durchblasen und eine
geeignete Menge Entwicklungslösung (3.22.2) einfüllen. Die Platte
(6.4.4) in den Behälter stellen und bei Dunkelheit in der ersten
Laufrichtung chromatographieren (Figur 1). Solange chromatogra-
phieren bis die Lösungsmittelfront mindestens 13 cm durchlaufen hat.
6.4.6. Die Platte aus dem Behälter nehmen und zur Verdampfung der
Lösungsmittelreste wenigstens 60 Minuten lang in den mit Stickstoff
ausgeblasenen Behälter legen.
6.4.7. Mit einem mit Meßskala versehenen Reagenzglas eine geeignete Menge
des Laufmittels (6.2.1) in einem mit Stickstoff ausgeblasenen Behälter
eingeben, dann die im Verhältnis zur ersten Elutionsrichtung um 90º
gedrehte Platte in den Behälter einsetzen und in der zweiten Richtung
bei Dunkelheit chromatographieren, bis die Lösungsmittelfront die auf
der absorbierenden Schicht markierte Linie erreicht. Die Platte aus
dem Behälter nehmen und das Lösungsmittel an der Luft verdampfen
lassen.
6.4.8. Die Platte 10 Minuten lang in einem Chromatographierbehälter
Joddämpfen (6.3) aussetzen und das zweidimensionale Chromatogramm
anhand der zur gleichen Zeit chromatographierten Vergleichssubstanzen
auswerten (Tabelle II).
Anmerkung
Die intensivste Färbung der Flecken erhält man, wenn man das Chro-
matogramm eine halbe Stunde lang nach der Entwicklung der Luft
aussetzt.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 14
▼B
6.4.9. Der Nachweis der nach 6.4.8 gefundenen oxidierenden Farbstoffe läßt
sich zweifelsfrei dadurch erbringen, daß man die in 6.4.1 bis 6.4.8
einschließlich beschriebene Behandlung wiederholt, wobei man auf
den Startpunkt 1 neben die in 6.4.2 vorgeschriebene Extraktmenge 1 µl
der in 6.4.8 nachgewiesenen Vergleichssubstanz aufbringt.
Läßt sich kein anderer Fleck feststellen, so stimmt die Auswertung des
ersten Chromatogramms.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 15
▼B
TABELLE II
Farben der Vergleichssubstanzen nach Chromatographie und Nachweis
durch Joddämpfe
Vergleichssub-
stanzenFarbe nach dem Nachweis durch Joddämpfe
R beige
P braun
α-N violett
β-N hellbraun
H braun-violett
MPD gelbbraun
PPD braun-violett
MTD dunkelbraun
PTD gelbbraun
DAP dunkelbraun
AOP orange
MAP gelbbraun
PAP braun-violett
2-NNPD braun4-NOPD orange
Figur 1
1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 16
▼B
III.NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG VON NITRIT
A. NACHWEIS
1. ANWENDUNGSBEREICH
Die Methode kann zum Nachweis von Nitrit in kosmetischen Erzeug-
nissen verwendet werden, insbesondere in Cremes, Salben und
Zahnpasten.
2. PRINZIP DER METHODE
Nitrit wird durch die Bildung von gefärbten Reaktionsprodukten von 2-
Aminobenzaldehyd-phenylhydrazon (Nitrin) nachgewiesen.
3. REAGENZIEN
Es sind analysenreine Reagenzien zu verwenden.
3.1. Verdünnte Schwefelsäure: Verdünne 2 ml konzentrierte Schwefelsäure
(d420= 1,84) mit 11 ml destilliertem Wasser.
3.2. Verdünnte Salzsäure: Verdünne 1 ml konzentrierte Salzsäure (d420=
1,19) mit 11 ml destilliertem Wasser.
3.3. Methanol
3.4. Lösung von 2-Aminobenzaldehyd phenylhydrazon (Nitrin) in Methanol.
Wiege 2 g Nitrin in einen 100-ml-Meßkolben. Füge tropfenweise 4 ml
verdünnte Salzsäure (3.2) hinzu und schüttle. Fülle bis zur Marke mit
Methanol auf und mische bis die Lösung völlig klar ist. Die Lösung
wird in einer braunen Glasflasche aufbewahrt (4.3).
4. GERÄTE
4.1. Becherglas 50 ml
4.2. 100-ml-Meßkolben
4.3. 125 ml braune Glasflasche4.4. Glasplatte, 10 × 10 cm
4.5. Kunststoffspatel
4.6. Filtrierpapier, 10 × 10 cm
5. DURCHFÜHRUNG
5.1. Verstreiche einen Teil der zu untersuchenden Probe gleichmäßig auf der
Glasplatte, bis zu einer Dicke von nicht mehr als 1 cm.
5.2. Tränke ein Blatt Filterpapier (4.6) in destilliertem Wasser, lege dieses
auf die Probe und drücke das Filterpapier mit einem Plastikspatel an
(4.5).
5.3. Warte einige Minuten und benetze die Mitte des Filterpapiers:
erst mit 2 Tropfen verdünnter Schwefelsäure (3.1),
dann mit 2 Tropfen von der Nitrinlösung (3.4).
5.4. Nach 5 bis 10 Sekunden entferne das Filtrierpapier und betrachte es
gegen Tageslicht. Die Anwesenheit von Nitrit wird durch eine purpur-
rote Färbung angezeigt.
Bei niedrigen Nitritkonzentrationen verändert sich die purpurrote Farbe
nach 5 bis 15 Sekunden in gelb. Wenn hohe Nitritkonzentrationen
vorhanden sind, tritt die Farbveränderung erst nach 1 bis 2 Minuten ein.
6. BEMERKUNG
Die Intensität der purpurroten Farbe und die Zeit bis zur Farbverände-
rung gibt einen Hinweis auf den Nitritgehalt der Probe.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 17
▼B
B. BESTIMMUNG
1. ANWENDUNGSBEREICH
Die Methode beschreibt die Bestimmung von Nitrit in kosmetischen
Erzeugnissen.
2. BEGRIFFSBESTIMMUNG
Der Nitritgehalt der Probe, bestimmt nach dieser Methode, wird in %
(m/m) Natriumnitrit angegeben.
3. PRINZIP DER METHODE
Die Probe wird mit Wasser verdünnt und geklärt. Das Nitrit wird mit
Sulfanilamid und N-1-Naphthyläthylen-Diamin in Reaktion gebracht
und die entstehende Färbung bei 538 nm gemessen.
4. REAGENZIEN
Es sind analysenreine Reagenzien zu verwenden.
4.1. Klärlösungen: Diese Lösungen sind wöchentlich frisch herzustellen.
4.1.1. Carrez-I-Reagenz:
106 g Kaliumzyanoferrat (II), K4Fe(CN)6·3 H2O in destilliertem Wasser
auflösen und auf 1000 ml verdünnen.
4.1.2. Carrez-II-Reagenz:
219,5 g Zinkazetat, Zn (CH3COO)2·2 H2O und 30 ml Eisessig in destil-
liertem Wasser auflösen und auf 1 000 ml verdünnen.
4.2. Natriumnitritlösung:
0,500 g Natriumnitrit in destilliertem Wasser auflösen und auf 1000 ml
verdünnen. Danach 10 ml dieser Stammlösung auf 500 ml verdünnen.
1 ml Lösung = 10 Mikrogramm NaNO2.
4.3. 1 N Natriumhydroxidlösung:
4,0 g NaOH in destilliertem Wasser auflösen und auf 100 ml
verdünnen.
4.4. 0,2 %-Sulfanilamid-Hydrochloridlösung:
2,0 g Sulfanilamid in 800 ml Wasser durch Erwärmen auflösen.
Abkühlen, 100 ml konzentrierte Salzsäure unter Rühren hinzufügen
und auf 1 000 ml verdünnen.
4.5. 5-n-Salzsäure:
445 ml konzentrierte Salzsäure
(d420= 1,18)
mit Wasser auf 1 000 ml verdünnen.
4.6. N-1-Naphthyläthylendiamin-Dihydrochloridreagenz (Naphthylreagenz):
Die Lösung ist täglich frisch herzustellen.
0,1 g N-1-Naphthyläthylendiamin-Dihydrochlorid in Wasser auflösen
und auf 100 ml verdünnen.
5. GERÄTE UND HILFSMITTEL
5.1. Analytische Waage5.2. 100-, 250-, 500- und 1 000-ml-Meßkolben
5.3. Vollpipetten oder Meßpipetten
5.4. 100-ml-Meßzylinder5.5. Faltenfilter, nitritfrei, Durchmesser 15 cm5.6. Wasserbad
5.7. Spektrophotometer mit 1-cm-Küvetten1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 18
▼B
5.8. pH-Meßgerät
5.9. 10-ml-Mikrobürette5.10. 250-ml-Becherglas
6. DURCHFÜHRUNG
6.1. Wiege ungefähr 5 g der homogenisierten Probe auf 0,1 mg genau ein.
Überführe sie mit heißem destilliertem Wasser quantitativ in einen 250-
ml-Kolben und bringe das Volumen auf ungefähr 150 ml mit heißem
destilliertem Wasser. Erwärme den Kolben 1/2 Stunde lang in einem
Wasserbad von 80 ºC. Während dieser Zeit ist gelegentlich umzuschüt-
teln.
6.2. Kühle auf Raumtemperatur ab und füge nacheinander unter Umrühren
2 ml Carrez I (4.1.1) und 2 ml Carrez II (4.1.2) zu.
6.3. Bringe mit 1-N-Natronlauge (4.3) auf pH 8,3 (pH-Meßgerät benutzen).
Überführe den Inhalt quantitativ in einen 250-ml-Meßkolben und fülle
zur Marke mit destilliertem Wasser auf.
6.4. Vermische den Inhalt und filtriere durch ein Faltenfilter (5.5).6.5. Pipettiere einen angemessenen aliquoten Teil (V ml) des klaren Filtrats,
aber nicht mehr als 25 ml, in einen 100-ml-Meßkolben und fülle destil-
liertes Wasser bis zu einem Volumen von 60 ml hinzu.
6.6. Nach dem Durchmischen füge 10 ml Sulfanilamid-Hydrochloridlösung
(4.4) und dann 6 ml der 5-n-Salzsäure (4.5) zu. Mische und lasse 5
Minuten stehen. Füge 2 ml des N-1-Naphthyläthylendiaminreagenz
(4.6) hinzu, mische und lasse 3 Minuten stehen. Fülle bis zur Marke
mit Wasser auf und schüttele durch.
6.7. Zur Herstellung einer Blindprobe wiederhole die Operationen nach 6.5
und 6.6 ohne Hinzufügung des N-1-Naphthylreagenz (4.6).
6.8. Bestimme (5.7) die Extinktion bei 538 nm, dabei ist der Blindwert nach
6.7 als Vergleich zu verwenden.
6.9. Entnehme aus der Eichkurve (6.10) den Natriumnitritgehalt in Mikro-
gramm pro 100 ml der Lösung (m
1Mikrogramm), die der nach 6.8
gemessenen Extinktion entspricht.
6.10. Unter Verwendung der 10 µg/ml Natriumnitritlösung (4.2) wird eine
Eichkurve für die Konzentrationen 0, 20, 40, 60, 80, 100 µg Natriumni-
trit pro 100 ml hergestellt.
7. BERECHNUNG
Berechne den Gehalt an Natriumnitrit in % (m/m) nach folgender
Formel:
% NaNO 2¼250
V/C2m1/C210/C06/C2100
m¼m1
V/C2m/C240
Dabei bedeuten
m = Masse der für die Untersuchung eingesetzten Probemenge in g
(6.1),
m1= Natriumnitritgehalt in Mikrogramm, ermittelt nach 6.9,
V = ml-Filtrat verwendet für die Messung (6.5).
8. WIEDERHOLBARKEIT(1)
Für einen Gehalt von ungefähr 0,2 % m/m Natriumnitrit darf die Diffe-
renz zwischen zwei Parallelbestimmungen den absoluten Wert von
0,005 % nicht überschreiten.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 19
(1) Siehe Norm ISO 5725.
▼M1
IV.NACHWEIS UND QUANTITATIVE BESTIMMUNG DES FREIEN
FORMALDEHYDS
1. ANWENDUNGSBEREICH
Die Methode umfaßt eine Identifizierung und zwei verschiedene quanti-
tative Methoden, je nachdem ob Formaldehyd abspaltende Stoffe
vorhanden sind oder nicht.
Die Methode ist auf alle kosmetischen Mittel anwendbar.
1.1.Nachweis
1.2.Bestimmung der Gesamtmenge durch Kolorimetrie mit Pentan-2,4-
Dion (Acetylaceton)
Diese Methode ist anwendbar, wenn Formaldehyd allein oder mit
anderen Konservierungsstoffen, die keinen Formaldehyd abspalten,
verwendet wird.
Im gegenteiligen Fall und falls das Ergebnis die im Fertigerzeugnis
zulässige Höchstkonzentration übersteigt, ist die folgende Methode zur
Bestätigung anzuwenden
1.3.Quantitative Bestimmung bei Anwesenheit von Formaldehydabspal-
tenden Stoffen
Bei der vorstehenden Methode (1.2) werden Formaldehyddonatoren
durch die Derivatisierung gespalten und es werden zu hohe Resultate
erhalten (freier plus gebundener Formaldehyd).
Der freie Formaldehyd muß durch Flüssigkeitschromatographie getrennt
werden.
2. DEFINITION
Der nach dieser Methode bestimmte Gehalt der Probe an freiem
Formaldehyd ist in Massenprozent (m/m) anzugeben.
3. NACHWEIS
3.1.Prinzip
Freier und gebundener Formaldehyd ergeben in schwefelsaurem Milieu
irr Anwesenheit von Schiffs-Reagenz eine rosa oder lila Färbung.
3.2.Reagenzien
Es sind analysenreine Reagenzien zu verwenden, Wasser muß entmine-
ralisiert sein.
3.2.1. Fuchsin.
3.2.2. Natriumsulfithydrat mit 7 H2O.
3.2.3. Konzentrierte Salzsäure (d = 1,19).
3.2.4. Schwefelsäure, etwa 1 M.
3.2.5. Schiffs-Reagenz
In ein Becherglas 100 mg Fuchsin (3.2.1) einwiegen und in 75 ml auf
80 ºC erwärmtem Wasser auflösen. Nach dem Abkühlen 2,5 g Natrium-
sulfit (3.2.2) und 1,5 ml Salzsäure (3.2.3) hinzugeben, auf 100 ml
auffüllen. Die Lösung ist 2 Wochen haltbar.
3.3.Durchführung
3.3.1. In ein 10 ml Becherglas ca. 2 g der Probe einfüllen.3.3.2. Zwei Tropfen H
2SO4(3.2.4) und 2 ml Schiffs-Reagenz (3.2.5) hinzu-
fügen. Das Reagenz muß zum Zeitpunkt der Anwendung absolut
farblos sein. Schütteln, 5 Minuten stehenlassen.
3.3.3. Wird nach 5 Minuten eine rosa oder lila Färbung festgestellt, so liegt
die enthaltene Formaldehydmenge über 0,01 %.
Der freie und gebundene Formaldehyd ist nach Punkt 4 und, falls nötig,
nach Punkt 5 quantitativ zu bestimmen.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 20
▼C2
▼C2
4. BESTIMMUNG DER GESAMTMENGE DURCH KOLORIMETRIE
MIT PENTAN-2,4-DION (ACETYLACETON)
4.1.Prinzip
Formaldehyd reagiert mit Pentan-2,4-dion in Anwesenheit von Ammo-
niumacetat unter Bildung von 3,5-Diacetyl-1,4-Dihydrolutidin. Dieses
wird mit 1-Butanol extrahiert und die Absorption bei 410 nm gemessen.
4.2.Reagenzien
Es sind analysenreine Reagenzien zu verwenden, Wasser muß entmine-
ralisiert sein.
4.2.1. Ammoniumacetat, wasserfrei.
4.2.2. Konzentrierte Essigsäure,
d20
4¼1;05:
4.2.3. Frisch unter vermindertem Druck destilliertes Pentan-2,4-dion (Acetyla-
ceton), das bei 410 nm keinerlei Absorption ergeben darf.
4.2.4. 1-Butanol.4.2.5. Salzsäure, 1 M.4.2.6. Salzsäure, etwa 0,1 M.
4.2.7. Natriumhydroxidlösung, 1 M.
4.2.8. Stärkelösung, frisch hergestellt nach Ph. Eur. (1 g/50 ml Wasser).4.2.9. Formaldehyd, 37-40 %ig.
4.2.10. Standard-Jodlösung, 0,05 M.
4.2.11. Standard-Natriumthiosulfatlösung, 0,1 M.
4.2.12.Acetylaceton-Reagenz
In einem 1 000-ml-Meßkolben lösen
150 g Ammoniumacetat (4.2.1)
2 ml Acetylaceton (4.2.3)3 ml Essigsäure (4.2.2)
Mit Wasser auf 1 000 ml auffüllen (pH der Lösung etwa 6,4).
Dieses Reagenz ist stets frisch herzustellen.
4.2.13. Reagenz (4.2.12) ohne Acetylaceton.
4.2.14.Formaldehyd-Stammlösung
In einen 1 000-ml-Meßkolben 5 g Formaldehyd (4.2.9) eingeben und
mit Wasser auf 1 000 ml auffüllen.
Bestimmung des Gehalts dieser Stammlösung: Hierzu 10,00 ml
entnehmen, 25,00 ml Jodlösung (4.2.10) und 10 ml Natriumhydroxidlö-
sung (4.2.7) hinzugeben.
5 Minuten stehenlassen.
Mit 11 ml HC1 (4.2.5) ansäuern und das überschüssige Jod mittels
Natriumthiosulfatlösung (4.2.11) in Gegenwart von Stärke als Indikator
bestimmen.
Der Verbrauch von 1 ml Jodlösung (4.2.10) entspricht 1,5 mg Formal-
dehyd.
4.2.15.Formaldehyd-Vergleichslösung
Aus der Stammlösung (4.2.14) mit Wasser zunächst eine Verdünnung
1:20 und dann hiervon eine Verdünnung 1:100 herstellen.
1 ml dieser Lösung enthält etwa 1 µg Formaldehyd.
Der genaue Gehalt ist zu berechnen.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 21
▼C2
4.3.Geräte
4.3.1. Übliches Laborgerät.
4.3.2 „Phasentrennungs“-Filter WHATMAN 1 PS (oder gleichwertiges
Filter).
4.3.3. Zentrifuge.
4.3.4. Wasserbad, 60 ºC.
4.3.5. Spektrophotometer.4.3.6. 1-cm-Glasküvetten.
4.4. Durchführung4.4.1.Probelösung
In einen 100-ml-Meßkolben auf 0,001 g genau eine Probemenge (in g),
die einer vermuteten Menge von etwa 150 µg Formaldehyd entspricht,
einwiegen. Mit Wasser auf 100 ml auffüllen (Lösung S).
(Überprüfen, ob der pH nahe bei 6 liegt, sonst in Salzsäure (4.2.6)
verdünnen).
In einen 50-ml-Erlenmeyerkolben mit der Pipette eingeben:
— 10,00 ml der Lösung S,
— 5,00 ml Acetylaceton—Reagenz (4.2.12) und mit Wasser bis zu
einem Volumen von 30 ml ergänzen.
4.4.2.Vergleichslösung
Die eventuelle Interferenz einer Untergrundfärbung in der Versuchs-
probe wird wie folgt eliminiert:
In einen 50-ml-Erlenmeyerkolben eingeben:
— 10,0 ml Lösung S,
— 5,0 ml Reagenz (4.2.13), und mit Wasser auf 30 ml ergänzen.
4.4.3.Blindlösung
In einen 50-ml-Erlenmeyerkolben eingeben: 5,00 ml Acetylaceton-
Reagenz (4.2.12), und mit Wasser auf 30 ml ergänzen.
4.4.4.Quantitative Bestimmung
4.4.4.1. Die nach 4.4.1, 4.4.2 und 4.4.3 hergestellten Mischungen schütteln und
genau 10 Minuten lang in ein Wasserbad von 60 ºC stellen. Zwei
Minuten in einem Kühlbad (Eiswasser) abkühlen lassen.
4.4.4.2. Den Inhalt jeweils in einen 50-ml-Scheidetrichter, der genau 10 ml 1-
Butanol (4.2.4) enthält, überführen.
Mit 3-5 ml Wasser nachspülen; die Mischung genau 30 Sekunden
kräftig schütteln, dann absetzen lassen.
4.4.4.3. Die Butanol-Phase über „Phasentrennungs“-Filter (4.3.2) in die Meßkü-
vetten filtrieren.
Auch Zentrifugieren (3 000 g, 5 Min. lang) ist möglich.
4.4.4.4. Die Absorption A, des Extrakts der Probelösung nach 4.4.1 gegen den
Extrakt der Vergleichslösung nach 4.4.2 bei 410 nm messen.
4.4.4.5. Entsprechend die Absorption Az des Extrakts der Blindlösung nach
4.4.3 gegen 1-Butanol messen.
Anmerkung: Sämtliche Arbeitsgänge sind innerhalb von 25 Minuten
nach dem Einstellen des Erlenmeyerkolbens in das 60 ºC-
Wasserbad durchzuführen.
4.4.5.Eichkurve
4.4.5.1. In einen 50-ml-Erlenmeyerkolben eingeben:
— 5,00 ml der verdünnten Stammlösung (4.2.15),
— 5,00 ml des Acetylaceton-Reagenz (4.2.12), mit Wasser auf 30 ml
ergänzen.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 22
▼C2
4.4.5.2. Weiter nach (4.4.4) verfahren; die Absorption gegen 1-Butanol (4.2.4)
messen.
4.4.5.3. Das Verfahren mit 10, 15, 20, 25 ml verdünnter Stammlösung (4.2.15)
wiederholen.
4.4.5.4. Den Nullwert (entsprechend der Färbung der Reagenzien) wie in 4.4.4.5
bestimmen.
4.4.5.5. Die Eichkurve nach Substraktion des Nullwertes von den Absorptions-
werten nach 4.4.5.1 und 4.4.5.3 zeichnen. Das Beersche Gesetz gilt bis
30 µg Formaldehyd.
4.5.Berechnung
4.5.1. A2von A1abziehen und aus der Eichkurve (4.4.5.5) die in der Lösung
(4.4.1) enthaltene und in µg Formaldehyd ausgedrückte Menge C
ablesen.
4.5.2. Den Formaldehydgehalt der Probe (Prozent m/m) nach folgender
Formel berechnen:
% HCHO ¼C
103/C1m
m = Masse der Probe in g.
4.6.Wiederholbarkeit (1)
Bei einem Formaldehydgehalt von 0,2 % darf die Differenz der Erge-
bnisse von zwei parallel durchgeführten quantitativen Bestimmungen
0,005 % bei der kolorimetrischen Methode mit Acetylaceton nicht über-
schreiten.
Falls die Ergebnisse der quantitativen Bestimmung des freien Formalde-
hyds über den in der Richtlinie 76/768/EWG festgelegten Werten
liegen, d. h.:
a) zwischen 0,05 % und 0,2 % bei einem Produkt, bei dem der Formal-
dehydgehalt nicht auf dem Etikett angegeben ist,
b) über 0,2 % bei einem Produkt, bei dem der Formaldehydgehalt
angegeben bzw. nicht angegeben ist,
muß nach der unter Punkt 5 beschriebenen Methode weiter verfahren
werden.
5. QUANTITATIVE BESTIMMUNG BEI ANWESENHEIT VON
FORMALDEHYDABSPALTENDEN STOFFEN
5.1.Prinzip
Der mittels HPLC getrennte Formaldehyd wird durch on-line-Reaktion
in einem Nachsäulenreaktor mit Acetylaceton in das gelbe Lutidinde-
rivat überführt. Das entstandene Derivat wird durch Messung der
Absorption bei 420 nm bestimmt.
5.2. Reagenzien
Es sind analysenreine Reagenzien zu verwenden, Wasser muß entmine-
ralisiert sein.
5.2.1. Wasser, HPLC-Qualität.
5.2.2. Ammoniumacetat, wasserfrei.
5.2.3. Konzentrierte Essigsäure,
d20
4¼1;05:
5.2.4. Acetylaceton (bei 4 ºC aufzubewahren).
5.2.5. Dinatriumphosphat, wasserfrei.5.2.6. Orthophosphorsäure, 85 % (d = 1,7).1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 23
(1) Siehe ISO-Norm 5725.
▼C2
5.2.7. Methanol.
5.2.8. Dichlormethan.5.2.9. Formaldehyd, 37 - 40 %ig.5.2.10. Natriumhydroxid, 1 M.5.2.11 Salzsäure, 1 M.5.2.12. Salzsäure, 0,002 M.5.2.13. Stärkelösung, frisch hergestellt nach Ph. Eur.
5.2.14. Standard-Jodlösung, 0,05 M.
5.2.15. Standard-Natriumthiosulfatlösung, 0,1 M.
5.2.16.Mobile Phase:
0,006 M Dinatriumphosphat (5.2.5) in wäßriger Lösung, auf pH 2,1
eingestellt mit Orthophosphorsäure (5.2.6).
5.2.17.Nachsäulen-Reagenz
In einem 1 000-ml-Meßkolben lösen:
— 62,5 g Ammoniumacetat (5.2.2),
— 7,5 ml Essigsäure (5.2.3),
— 5 ml Acetylaceton (5.2.4).
Mit Wasser (5.2.1) auf 1 000 ml auffüllen.Unter Lichtabschluß aufbewahren.Haltbarkeit: höchstens 3 Tage bei Zimmertemperatur; die Lösung darf
nicht gefärbt sein.
5.2.18.Formaldehyd-Stammlösung
In einen 1000-ml-Meßkolben 10 g Formaldehyd (5.2.9) eingeben und
mit Wasser auf 1 000 ml auffüllen.
Bestimmung des Gehalts dieser Lösung: hierzu 5,00 ml entnehmen,
25,00 ml Standard-Jodlösung (5.2.14) und 10 ml Natriumhydroxidlö-
sung (5.2.10) hinzugeben.
Fünf Minuten stehenlassen.Mit 11 ml HCl (5.2.11) ansäuern sowie Stärkelösung (5.2.13) als Indi-
kaktor hinzugeben und den Überschuß der Jodlösung mittels Standard-
Natriumthiosulfatlösung (5.2.15) titrieren.
Der Verbrauch von 1 ml Jodlösung (5.2.14) entspricht 1,5 mg Formal-
dehyd.
5.2.19.Formaldehyd-Vergleichslösung
Von der Stammlösung (5.2.18) mit der mobilen Phase (5.2.16) eine
Verdünnung
1/100herstellen.
1 ml dieser Lösung enthält etwa 37 µg Formaldehyd. Der genaue Gehalt
ist zu berechnen.
5.3.Geräte
5.3.1. Übliches Laborgerät.5.3.2. Eine pulsationsfreie HPLC-Pumpe.5.3.3. Eine pulsationsfreie Niederdruckpumpe für das Reagenz (oder eine
zweite HPLC-Pumpe, wie unter 5.3.2).
5.3.4. Ein Einspritzventil mit 10-µl-Schleife.
5.3.5. Nachsäulenreaktor folgender Konstruktion: 1-l-Dreihalskolben
+ 1-1-Kolbenheizgerät,+ zwei Vigreux-Kolonnen mit mindestens 10 Böden (luftgekühlt),+ Edelstahlkapillare (für Wärmeaustausch) 1,6 mm - Innendurchmesser
0,23 mm, L = 400 mm,1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 24
▼C2
+ Teflonschlauch 1,6 mm - Innendurchmesser 0,30 mm. L = 5 m (siehe
„Strickschlauch“, Anlage 1),
+ 1 T-Stück ohne Totvolumen (Valco oder gleichwertiges T-Stück),+ 3 UNION-Verbindungsstücke ohne Totvolumen.Es ist auch möglich, ein Nachsäulen-Modul zu benutzen, z. B. Applied
Biosystem PCRS 520 mit 1-ml-Reaktor oder gleichwertiges Modul.
5.3.6. Membranfilter 0,45 µ.5.3.7. SEP PAK
RC18-Kartusche (oder gleichwertige Kartusche).
5.3.8.Fertigsäulen:
— Bischoff hypersil RP 18 (Typ NC Bezugsnummer C 25.46 1805)
(5 µ - L = 250 mm - Innendurchmesser = 4,6 mm),
— oder Dupont, Zorbax ODS
(5 µ - L = 250 mm - Innendurchmesser = 4,6 mm),
— oder Phase SEP, sphérisorb ODS 2
(5µ - L = 250 mm - Innendurchmesser = 4,0 mm),
5.3.9.Vorsäule:
— Bischoff K,hypersil RP 18 (Bezugsnummer K1 G 6301 1805)
5µ - L = 10 mm oder gleichwertige.
5.3.10. Säule und Vorsäule sind durch ein ECOTUBE-System (Bezugsnummer
A 15020508 Bischoff) oder ein gleichwertiges System zu verbinden.
5.3.11. Der Aufbau von 5.3.5 erfolgt nach dem als Anlage 2 beigefügten
Schema.
Die Verbindungsstücke hinter dem Einspritzventil müssen so kurz wie
möglich sein.
In diesem Fall dient die Edelstahlkapillare zwischen Reaktorausgang
und Detektoreingang zur Kühlung des Gemisches vor dem Nachweis,
und die Temperatur im Detektor ist unbekannt aber konstant.
5.3.12. Detektor UV/VIS.5.3.13. Recorder.5.3.14. Zentrifuge.5.3.15. Ultraschall-Bad.5.3.16. Vibrationsmischer (Typ Vortex oder gleichwertiger Vibrationsmischer).
5.4.Durchführung
5.4.1.Eichkurve — über Peakhöhenmessung
Die Standardlösungen werden durch Verdünnung der Formaldehyd-
Vergleichslösung (5.2.19) mit der mobilen Phase (5.2.16) hergestellt.
— 1,00 ml der Vergleichslösung (5.2.19) verdünnt auf 20,00 ml
(ungefähr 185 µg/100 ml),
— 2,00 ml der Vergleichslösung (5.2.19) verdünnt auf 20,00 ml
(ungefähr 370 µg/100 ml),
— 5,00 ml der Vergleichslösung (5.2.19) verdünnt auf 25,00 ml
(ungefähr 740 µg/100 ml),
— 5,00 ml der Vergleichslösung (5.2.19) verdünnt auf 20,00 ml
(ungefähr 925 µg/100 ml).
Die Standardlösungen sind eine Stunde lang bei Zimmertemperatur
aufzubewahren und müssen frisch hergestellt sein.
Die Linearität der Eichkurve gilt für Konzentrationen von 100 bis
1 500 µg/100 ml.
5.4.2.Herstellung der Proben
5.4.2.1. Emulsionen (Cremes, Grundierungen, Eyeliner)
In eine 100-ml-Stöpselflasche eine Probemenge m (in g), die einer
vermuteten Formaldehydmenge von ungefähr 100 µg entspricht, auf
0,001 g genau einwiegen.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 25
▼C2
20,00 ml Dichlormethan (5.2.8) und 20,00 ml Salzsäure (5.2.12) hinzu-
fügen.
Im Vibrationsmischer (5.3.16) und im Ultraschallbad (5.3.15) vermi-
schen.
Die zwei Phasen durch Zentrifugieren (3 000 g in 2 Min.) trennen.
Eine Kartusche (5.3.7) mit 2 ml Methanol (5.2.7) spülen, dann mit 5 ml
Wasser (5.2.1) konditionieren.
4 ml der wäßrigen Phase des Extraktes durch die konditionierte Kartu-
sche geben, die ersten zwei ml verwerfen und die folgende Fraktion
auffangen.
5.4.2.2.Lotionen, Shampoos
Eine einer vermuteten Formaldehydmenge von ungefähr 500 µg
entsprechende Probemenge m (in g) auf 0,001 g genau in eine 100-ml-
Stöpselflasche einwiegen.
Mit der mobilen Phase (5.2.16) auf 100 ml auffüllen.
Die Lösung durch ein Membranfilter (5.3.6) filtrieren und durch eine
wie in 5.4.2.1 konditionierte Kartusche geben.
Alle Lösungen sind unmittelbar nach der Aufarbeitung einzuspritzen.
5.4.3.Bedingungen für die Chroinatographie
— Durchsatz der mobilen Phase: 1 ml/min,
— Durchsatz des Reagenz: 0,5 ml/min,
— Gesamtdurchsatz am Detektorausgang: 1,5 ml/min,
— eingepritzte Menge: 10 µl,
— Elutionstemperatur: bei schwierigen Trennvorgängen die Säule in
Eiswasser eintauchen:
Temperaturausgleich abwarten (15-20 Min.),
— Temperatur bei der Nachsäulenreaktion: 100 ºC,
— Detektion: 420 nm.
Anmerkung: Das gesamte Chromatographie- und Nachsäulensystem ist
nach Gebrauch mit Wasser (5.2.1) zu spülen. Wird das
System mehr als zwei Tage nicht benutzt, ist nach dieser
Spülung eine Spülung mit Methanol (5.2.7) vorzunehmen.
Vor einer erneuten Konditionierung des Systems ist mit
Wasser zu spülen, um Rekristallisierungen zu vermeiden.
5.5.Berechnung
Emulsionen: (5.4.2.1)Formaldehydgehalt in % (m/m)
C/C110/C06/C1100
5m¼C/C110/C04
5m
Lotionen, Shampoos: (5.4.2.2)
Formaldehydgehalt in % (m/m)
C/C110/C06/C1100
m¼C/C110/C04
m
m = Masse in g der für die Untersuchung eingesetzten Probemenge,
C = aus der Eichkurve (5.4.1) abgelesener Formaldehydgehalt in µg/
100 ml.
5.6.Wiederholbarkeit (1)
Bei einem Formaldehydgehalt von 0,05 % (m/m) darf der Unterschied
zwischen den Ergebnissen von zwei Parallelbestimmungen an der
gleichen Probe 0,001 % nicht überschreiten.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 26
(1) Siehe ISO-Norm 5725.
▼C2
Bei einem Formaldehydgehalt von 0,2 % (m/m) darf der Unterschied
zwischen den Endergebnissen von zwei Parallelbestimmungen an der
gleichen Probe 0,005 % nicht überschreiten.
V.BESTIMMUNG DES RESORCINGEHALTS IN SHAMPOOS UND
HAARLOTIONEN
1. ANWENDUNGSBEREICH
Diese Methode beschreibt die gaschromatographische Bestimmung von
Resorcin in Shampoos und Haarlotionen. Sie ist für Konzentrationen
von 0,1 bis 2,0 Prozent (m/m) im Erzeugnis geeignet.
2. DEFINITION
Der Resorcingehalt in Prozent (m/m) wird durch die Resorcinmenge in
der Probelösung definiert, die durch Gaschromatographie unter den fest-
gelegten Bedingungen bestimmt wird.
3. PRINZIP
Resorcin und 3,5-Dihydroxytoluol, das als interner Standard hinzuge-
fügt wurde, werden durch Dünnschichtchromatographie isoliert. Beide
Verbindungen werden nach Auskratzen der Dünnschichtplatte mit
Methanol extrahiert. Schließlich werden die extrahierten Verbindungen
getrocknet, silyliert und durch Gaschromatographie bestimmt.
4. REAGENZIEN
Alle Reagenzien müssen analysenrein sein.
4.1. Salzsäure 25 % (m/m)
4.2. Methanol
4.3. Äthanol 96 % (v/v)
4.4. Kieselgel-Fertigplatten (Kunststoff oder Aluminium) mit fluoreszie-
rendem Indikator und wie folgt entaktiviert: Fertigplatten mit Wasser
besprühen, bis sie glänzen. Die besprühten Platten bei Raumtemperatur
1 bis 3 Stunden lang trocknen.
Anmerkung: Wenn die Platten nicht entaktiviert sind, können durch
irreversible Adsorption auf Silicium Resorcinverluste
auftreten.
4.5. Fließmittel; Azeton-Chloroform-Essigsäure (20-75-5) (v/v/v)
4.6. Resorcin-Standardlösung; 400 mg Resorcin in 100 ml Äthanol 96 %
auflösen (1 ml entspricht 4 000 µg Resorcin).
4.7. Interne Standardlösung; 400 mg 3,5-Dihydroxytoluol (DHT) in 100 ml
Äthanol 96 % (1 ml entspricht 4 000 µg DHT) lösen.
4.8. Standardmischung; 10 ml der Lösung 4.6 und 10 ml der Lösung 4.7 in
einem 100-ml-Meßkolben mischen, bis zur Markierung mit Äthanol
96 % auffüllen und mischen (1 ml entspricht 400 µg Resorcin und
400 µg DHT).
4.9. Silylierungsmittel:4.9.1. N, 0-bis-(Trimethylsilyl)-Trifluorazetamid (BSTFA)
4.9.2. Hexamethyldisilazan (HMDS)
4.9.3. Trimethylchlorsilan (TMCS)
5. GERÄTE
5.1. Übliche Laborgeräte sowie Dünnschicht- und Gaschromatographieaus-
rüstung
5.2. Laborglas
6. DURCHFÜHRUNG6.1.Vorbereitung der Probe
6.1.1. Eine Prüfmenge (m Gramm) des Produkts, das etwa 20 bis 50 mg
Resorcin enthält, genau in einen 150-ml-Becher einwiegen.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 27
▼B
▼B
6.1.2. Mit Salzsäure (4.1) ansäuern, bis die Mischung sauer ist (ca. 2 bis 4 ml
sind notwendig), 10 ml (40 mg DHT) der internen Standardlösung (4.7)
hinzufügen und vermischen. In einen 100-ml-Meßkolben mit Äthanol
(4.3) geben, mit Äthanol bis zur Markierung auffüllen und vermischen.
6.1.3. 250 µl der Lösung 6.1.2 als kontinuierliche Linie von etwa 8 cm Länge
auf eine entaktivierte Silicafolie (4.4) auftragen.
Darauf achten, ein möglichst schmales Band zu erhalten.
6.1.4. 250 µl der Standardmischung (4.8) in gleicher Weise (6.1.3) auf die
gleiche Platte auftragen.
6.1.5. An zwei Punkten der Startlinie 5 µl von jeder der Lösungen 4.6 und 4.7
auftüpfeln, um die Lokalisierung nach der Plattenentwicklung zu
erleichtern.
6.1.6. Die Platte in einem nicht gesättigten Tank mit der Entwicklungslösung
4.5 entwickeln, bis das Lösungsmittel eine Linie 12 cm von der Start-
linie entfernt erreicht hat; dies dauert im allgemeinen ca. 45 Minuten.
Die Platte an der Luft trocknen und die Resorcin/DHT-Zone unter
Kurzwellen-UV-Licht (254 nm) lokalisieren. Beide Verbindungen
haben ungefähr die gleichen Rf-Werte. Die Bänder mit einem Bleistift
in einem Abstand von 2 mm von der äußeren dunklen Grenzlinie der
Bänder markieren. Diese markierte Zone mit der Schere abschneiden
und das Adsorptionsmittel durch sorgfältiges Abschaben isolieren. Das
Adsorptionsmittel der Bänder jeweils in eine kleine 10-ml-Flasche
aufnehmen.
6.1.7. Das die Probe enthaltende Adsorptionsmittel und das die Standardmi-
schung enthaltende Adsorptionsmittel jeweils wie folgt extrahieren:
2 ml Methanol (4.2) hinzufügen und eine Stunde lang unter ständigem
Rühren mit einem magnetischen Rührstab extrahieren. Die Mischung
filtrieren und die Extraktion weitere 15 Minuten lang mit 2 ml
Methanol wiederholen.
6.1.8. Das Lösungsmittel der kombinierten Extrakte durch Trocknen über
Nacht in einem mit einem geeigneten Trockenmedium gefüllten
Vakuum-Exsikkator verdunsten lassen, keine Hitze anwenden.
6.1.9. Die Rückstände (6.1.8) entweder nach 6.1.9.1 oder 6.1.9.2 silylieren.6.1.9.1. 200 µl BSTFA (4.9.1) mit einer Mikrospritze hinzufügen und die
Mischung in einem geschlossenen Gefäß 12 Stunden bei Raumtempe-
ratur ruhen lassen.
6.1.9.2. Nacheinander 200 µl HMDS (4.9.2) und 100 µl TMCS (4.9.3) mit einer
Mikrospritze zum Rückstand (6.1.8) hinzufügen und die Mischung 30
Minuten lang bei 60 ºC in einem geschlossenen Gefäß erhitzen. Die
Mischung kühlen.
6.2.Gaschromatographie
6.2.1.Bedingungen für die Gaschromatographie
Die Säule muß eine Auflösung R besser 1,5 zeigen
R¼
2d1r2/C0r1 ðÞ
W1þW2
r1und r2= Retentionszeiten von 2 Peaks in Minuten,
W1und W2= Breite derselben Peaks bei halber Peakhöhe,
d1= Papiervorschub in mm/Min.
Die nachstehend beschriebene Säule und gaschromatographischen
Bedingungen haben sich als geeignet erwiesen:
Säule: rostfreier Stahl
Länge: 200 cm
innerer Durchmesser: 8E443 mm (1/8 ″)
Füllung: 10 % OV 17 auf Chromosorb WAW 100-
200 mesh
Flammenionisationsdetektor1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 28
▼B
Temperaturen:
Säule: 185 ºC (isotherm)
Detektor: 250 ºC
Injektor: 250 ºC
Trägergas: Stickstoff
Strömungsgeschwindigkeit: 45 ml/min.
Die Strömungsbedingungen für Wasserstoff und Luft sind entsprechend
den Gerätebeschreibungen einzustellen.
6.2.2. 3 µl der Lösungen gemäß 6.1.9 in den Gaschromatographen einspritzen.
Für jede Lösung (6.1.9) fünf Einspritzungen, die Peakflächen genau
messen, den Mittelwert bilden und das Peakflächenverhältnis
berechnen: S = Peakfläche Resorcin/Peakfläche DHT.
7. BERECHNUNG
Die in Massenprozent ausgedrückte (% m/m) Resorcinkonzentration
ergibt sich wie folgt:
%ðm=mÞResorcin ¼4
M/C2S/C0Probe
S/C0Standardmischung
Dabei sind:
M = Prüfmenge in Gramm (6.1.1),
S-Probe = das durchschnittliche Peakflächenverhältnis
gemäß 6.2.2 für die Probelösung,
S-Standardmischung = das durchschnittliche Peakflächenverhältnis
gemäß 6.2.2 für die Standardmischung.
8. WIEDERHOLBARKEIT(1)
Für einen Resorcingehalt von 0,5 % darf der Unterschied zwischen
Doppelbestimmungen 0,025 % nicht überschreiten.
VI.BESTIMMUNG VON METHANOL IM VERHÄLTNIS ZU
ÄTHANOL ODER PROPANOL-2
1. ANWENDUNGSBEREICH
Diese Methode beschreibt die gaschromatographische Bestimmung von
Methanol in allen kosmetischen Mitteln (einschließlich Aerosolen).
Es können relative Mengen von 0 bis 10 % bestimmt werden.
2. DEFINITION
Der Gehalt an Methanol, der mit dieser Methode bestimmt wird, ist in
% (M/M) Methanol, bezogen auf Äthanol oder Propanol-2 anzugeben.
3. PRINZIP
Die Bestimmung wird mit Gaschromatographie durchgeführt.
4. REAGENZIEN
Es sind analysenreine Reagenzien zu verwenden.
4.1. Methanol4.2. Äthanol absolutum4.3. Propanol-24.4. Chloroform, durch Waschen mit Wasser von Alkoholen befreit1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 29
(1) Siehe Norm ISO 5725.
▼B
5. GERÄTE
5.1. Gaschromatograph mit Katharometer-Detektor (für Aerosol-Proben)
Gaschromatograph mit Flammen-Ionisationsdetektor (für Nicht-
Aerosol-Proben)
5.2. Meßkolben 100 ml
5.3. Pipetten 2 ml, 20 ml, 0 bis 1,0 ml
5.4. Injektionsspritzen 0 bis 100 µl und 0 bis 5 µl (nur für Aerosol-Proben):
gasdichte Spezial-Kolbenspritze
6. DURCHFÜHRUNG
6.1.Vorbereitung der Proben
6.1.1. Aerosolprodukte werden gemäß Kapitel II des Anhangs der Richtlinie
der Kommission 80/1335/EWG vom 22. Dezember 1980(1) behandelt
und anschließend gaschromatographisch nach 6.2.1 bestimmt.
6.1.2. Die gemäß vorstehendem Kapitel II behandelten Nicht-Aerosolprodukte
werden mit Wasser auf einen Gehalt von 1 bis 2 % Äthanol oder
Propanol-2 verdünnt und dann gaschromatographisch gemäß den Bedin-
gungen von 6.2.2 bestimmt.
6.2.Gaschromatographie
6.2.1. Für Aerosolproben ist der Katharometer-Detektor zu verwenden.
6.2.1.1. Als Säulenfüllung ist 10 % Hallcomid M 18 auf Chromosorb W AW
100—120 mesh zu verwenden.
6.2.1.2. Die Auflösung R muß gleich oder besser als 1,5 sein.
R¼2d0r2/C0d0r1
W1þW2
r1und r2= Retentionszeit von 2 Peaks in Minuten,
W1und W2= Breite derselben Peaks bei halber Peakhöhe,
d′ = Papiervorschub in mm/min.
6.2.1.3. Die Auflösung kann beispielsweise unter folgenden Bedingungen erzielt
werden:
Säulenmaterial: rostfreier Stahl
Säulenlänge: 3,5 m
Säulendurchmesser: 3 mmKatharometerstrom: 150 mA
Trägergas: Helium
Druck: 2,5 barStrömung: 45 ml/Min
Temperatur
Injektor: 150 ºC
Detektor: 150 ºCSäulenraum: 65 ºC
6.2.2. Für andere als Aerosolproben ist der Flammenionisationsdetektor zu
verwenden.
6.2.2.1. Als Säulenfüllung ist Chromosorb 105 auf Porapak QS zu verwenden.
6.2.2.2. Die Auflösung R muß gleich oder besser als 1,5 sein.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 30
(1) ABl. Nr. L 383 vom 31. 12. 1980, S. 27.
▼B
R¼2d0r2/C0d0r1
W1/C0W2
r1und r2= Retentionszeit von 2 Peaks in Minuten,
W1und W2= Breite derselben Peaks bei halber Peakhöhe,
d′ = Papiervorschub in mm/min.
6.2.2.3. Die Auflösung kann beispielsweise unter folgenden Bedingungen erzielt
werden:
Säulenmaterial: rostfreier Stahl
Säulenlänge: 2 mSäulendurchmesser: 3 mm
Elektrometerempfindlichkeit: 8 × 10
−10A
Trägergas: StickstoffDruck: 2,1 bar
Strömung: 40 ml/min
Brenngas: WasserstoffDruck: 1,5 bar
Strömung: 20 ml/min
Temperatur
Injektor: 150 ºCDetektor: 230 ºC
Ofenraum: 120—130 ºC
7. EICHDIAGRAMM
7.1. Für die gaschromatographischen Bedingungen nach 6.2.1 (Hallcomid-
M-18-Säule) sind folgende Standardmischungen zu verwenden. Diese
Mischungen sind durch Messungen mit Pipetten herzustellen. Die
genaue Menge wird durch sofortiges Wiegen nach jedem Zusatz festge-
stellt.
Relative Konzentration
%Methanol
mlÄthanol
ml
(oder
Propanol-
2)Zusatz von Chloroform
bis zu einem Volumen
von
2,5 % ungefähr 0,5 20 100 ml
5,0 % ungefähr 1,0 20 100 ml
7,5 % ungefähr 1,5 20 100 ml
10,0 % ungefähr 2,0 20 100 ml
2 bis 3 µl n GC injizieren gemäß Bedingungen nach 6.2.1. Berechne
das Peakflächenverhältnis (Methanol/Äthanol) oder (Methanol/
Propanol-2) jeder Mischung und trage es in das Eichdiagramm ein.
X-Achse: % Methanol im Verhältnis zu Äthanol oder Propanol-2;
Y-Achse: Peakflächenverhältnis (Methanol/Äthanol) oder (Methanol/
Propanol-2).
7.2. Für die GC-Bedingungen nach 6.2.2 (Porapak QS oder Chromosorb
105) sind folgende Standardmischungen zu verwenden. Diese
Mischungen sind durch Messung mit einer Injektionsspritze und Pipette
herzustellen. Die genaue Menge wird durch sofortiges Wiegen nach
jedem Zusatz eingestellt.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 31
▼B
Relative Konzentration
%Methanol
µlÄthanol
ml
(oder
Propanol-
2)Zusatz von Wasser bis
zu einem Volumen von
2,5 % ungefähr 50 2 100 ml
5,0 % ungefähr 100 2 100 ml
7,5 % ungefähr 150 2 100 ml
10,0 % ungefähr 200 2 100 ml
2 bis 3 µl gemäß Bedingungen nach 6.2.2 injizieren. Peakflächen-
verhältnis (Methanol/Äthanol) oder (Methanol/Propanol-2) jeder
Mischung berechnen. In Eichdiagramm eintragen:
X-Achse: % Methanol im Verhältnis zu Äthanol oder Propanol-2;
Y-Achse: Peakflächenverhältnis (Methanol/Äthanol) oder (Methanol/
Propanol-2).
7.3. Die Eichkurve muß eine Gerade sein.
8. WIEDERHOLBARKEIT(1)
Bei einem Gehalt an Methanol oder Propanol-2 von 5 % bezogen auf
Äthanol darf der Unterschied zwischen Doppelbestimmungen 0,25 %
nicht überschreiten.1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 32
(1) Siehe Norm ISO 5725.
▼M1
Anlage 1
ANFERTIGUNG DES „STRICKSCHLAUCHES“
(Prinzip: Strick-Liesel)
ZUBEHÖR FÜR DIE HERSTELLUNG DES „STRICKSCHLAUCHES“
— 1 Holzspule:
Außendurchmesser: 5 cm, in der Mitte wird ein 1,5 cm großes Loch gebohrt.
Vier Stahlnägel werden in gleichmäßigen Abständen angebracht (siehe
Schema der Spule Abbildung 1 und Abbildung 2). Abstand zwischen zwei
Spitzen: 1,8 cm; Abstand vom Mittelloch: 0,5 cm,
— 1 feste Nadel (Typ Häkelnadel) zur Herstellung der Schlaufen aus dem
Teflon-Schlauch,
— Teflon-Schlauch 1,6 mm — Innendurchmesser 0,3 mm — Länge: 5 Meter.
HERSTELLUNG DES „STRICKSCHLAUCHES“
Zu Beginn wird der Teflon-Schlauch von oben nach unten in das Mittelloch der
Spule geführt (dabei ca. 10 cm des Rohres auf der unteren Seite heraushängen
lassen, so daß sich die Kordel während der Herstellung leicht nach unten ziehen
läßt), dann für die erste Runde den Schlauch um jeden der vier Nägel wickeln
(siehe Abbildung 3).
Am Eingang und am Ausgang des Gerätes werden Zwingen und Kompressions-
schrauben angebracht, es ist darauf zu achten, daß das Teflon beim Umwickeln
nicht beschädigt wird.
Ab der zweiten Reihe wird der Schlauch außen um jeden Nagel gelegt und dann
wie folgt eine Schlaufe gebildet:
Mit Hilfe der festen Nadel (siehe Abbildung 4) den Schlauch der unteren Reihe
über den Schlauch der oberen Reihe heben.
Dieser Vorgang ist an jedem der Nägel unter Einhaltung der Reihenfolge 1 — 2
— 3 — 4 bis zum Verstricken des 5 m Teflon-Schlauches bzw. bis zur
gewünschten Länge zu wiederholen.
Etwa 10 cm des Schlauches werden zum Abschluß der Kordel benötigt. Den
Schlauch durch jede der 4 Schlaufen führen und zum Abschluß der Kordel leicht
zusammenziehen.
NB:Fertig-„Strickschläuche“ für Nachsäulenreaktionen sind im Handel erhält-
lich (Supelco).
Schema der Spule1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 33
▼C2
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1982L0434 — DE — 10.04.1990 — 001.001 — 34
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Anlage 2
1 = HPLC-Pumpe (5.3.2)
2 = Einspritzventil (5.3.4)
3 = Säule mit Vorsäule4 = Reagenz-Pumpe (5.3.3)
5 = T-Stück ohne Totvolumen
5' = T-Stück (Vortex)6-6' = Union-Verbindungsstück ohne Totvolumen7 = Strickschlauch
7' = Reaktor
8 = Dreihalskolben mit siedendem Wasser9 = Kolbenheizgerät
10 = Kühler
11 = Edelstahlkapillare — Wärmeaustauscher11' = Wärmeaustauscher12 = Detektor UV/VIS
13 = Nachsäulen-Modul PCRS 520
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