ANALISIS KANDUNGAN ASAM ASKORBAT PADA TANAMAN KANGKUNG ( Ipomoea reptana Poir), BAYAM ( Amaranthus spinosus ), dan KETIMUN ( Cucumis sativus L)
Setyo Andi Nugroho 1* , Ramadhan Taufika 2 , Ika Lia Novenda 3
1* Jurusan Produksi Pertanian, Politeknik Negeri Jember
2 Jurusan Produksi Pertanian, Politeknik Negeri Jember
3 Fakultas Keguruan dan Ilmu Pendidikan, Universitas Jember *Corresponding Author email: andi1746@polije.ac.id

## Diterima
Bulan Januari 2020

## Diterbitkan
Bulan Februari 2020 Keyword : Askorbat,
kangkung, bayam, ketimun

## Abstrak
Tumbuhan  memiliki  mekanisme  pertahanan  terhadap  peningkatan  senyawa-senyawa oksidatif yang terbentuk akibat cekaman kekeringan. Pembentuk senyawa tersebut salah satunya  asam  askorbat.  Askorbat  merupakan  senyawa  metabolit  utama  pada  tumbuhan yang  memiliki  fungsi  sebagai  antioksidan,  yang  melindungi  tanaman  dari    kerusakan oksidatif  yang  dihasilkan  dari  metabolisme  aerobik.  Tujuan  penelitian  melakukan standarisasi dan menganalisis kandungan Askorbat (ASA) pada daun tanaman kangkung ( Ipomoea reptana Poir), bayam ( Amaranthus spinosus ) dan ketimun ( Cucumis sativus , L).  Metode  yamg  digunakan  Sampel  daun  sebanyak  0,5  g  digerus  dengan  asam metafosforik 5%. Larutan yang diperoleh dititrasikan dengan dichlorophenol-indophenol (DCIP)  0,8  g/l. Perlakuan  analisis kandungan  asam  askorbat  (ASA)  pada  jaringan tanaman  ini  yang  memiliki  kandungan  asam  askorbat  terbesar  pada  tanaman  ketimun ( Cucumis  sativus L)  sebesar  69855,85;  kemudian  diikuti  tanaman  kangkung  ( Ipomoea reptana Poir) sebesar 66517,24 dan terakhir pada bayam ( Amaranthus spinosus ) sebesar 38859,13. Dan mg ASA standar 308.

## PENDAHULUAN
Kekeringan  merupakan  kondisi  alamia yang  dihadapi  tanaman  dalam  siklus  hidupnya. Kondisi  kekeringan  merupakan  salah  satu  faktor yang  menekan  pertumbuhan  dan  perkembangan tanaman di seluruh dunia (Schwanz & Polle 2001). Pada  tumbuhan,  gejala  pertama  yang  disebabkan oleh cekaman kekeringan ialah penurunan potensial air  kemudian  diikuti  oleh  penutupan  stomata (Chaves  1991;  Brodribb  &  Holbrook  2003) sehingga  menyebabkan  pengambilan  CO 2 untuk fotosintesis  terhambat  yang  akhirnya  menurunkan laju  fotosintesis  (Lawlor  2002;  Neumann  2008). Apabila  kekeringan  berlanjut  maka  menyebabkan pertumbuhan  fase  generatif  terganggu,  terjadinya senesense dan bahkan kematian (Neumann 2008).
Tumbuhan memiliki mekanisme pertahanan terhadap peningkatan senyawa-senyawa oksidatif yang terbentuk akibat cekaman kekeringan dan  aplikasi  paraquat.  Pembentukan  senyawa antioksidan, seperti askorbat (ASA), α-tokoferol dan glutation,  merupakan  salah  satu  sistem  pertahanan tanaman tersebut. Selain itu, peningkatan karotenoid (Munné-Bosch et  al. 1999)  dan  aktivitas  enzim antioksidan,  seperti  enzim  superoksida  dismutase (SOD), askorbat peroksidase (APX) (Prohazkova et al 2001), glutation reduktase (GR) (Keleş & Öncel 2002)  juga  bisa  terjadi  jika  senyawa-senyawa oksidatif terbentuk. Oleh karena itu perlu dilakukan penelitian  yang  berhubungan  dengan  dampak
cekaman  kekeringan  dan  paraquat  terhadap perubahan aktivitas enzim-enzim seperti SOD, APX dan ASA khususnya pada tanaman budidaya masih diperlukan.
Hamim  (2005)  menyatakan  bahwa  pada tahap awal, kekeringan menyebabkan berkurangnya pembukaan stomata untuk meminimalisir kehilangan air di bawah kondisi cahaya berlebihan. Peristiwa  ini  mengakibatkan  terjadinya  penurunan konsentrasi  CO2  intrasel,  sehingga  tanaman mengalami  overreduksi  pada  transfer  elektron fotosintesis  (Berkowitz  1998).  Overreduksi  ini terjadi  karena  pembentukan  NADPH  pada  reaksi terang  tidak  diimbangi  oleh  pemakaian  NADPH pada  reaksi  gelap  karena  penurunan  konsentrasi CO2  intrasel.  Hal  ini  mengakibatkan  terbentuknya reactive oxygen species (ROS) yang diawali dengan pengikatan elektron pada transpor elektron fotosintesis  oleh  oksigen.  Proses  selanjutnya  akan terbentuk  berbagai  bentuk  senyawa  ROS  seperti; superoksida  (O 2 -),  singlet  oksigen  (·O 2 ),  radikal hidroksil  (OH)  dan  hidrogen  peroksida  (H 2 O 2 ) (Mckersie  and  Leshem,  1994).  Senyawa  ROS  ini akan  dapat  menimbulkan  kerusakan  pada  tanaman (Aroca et  al .  2001).  Jika  hal  ini  dibiarkan,  maka lama  kelamaan  tanaman  akan  mati  (Apel  &  Hirt 2004).
ASA  atau  vitamin  C  merupakan  asam organik  dengan  kemampuan  antioksidan.  ASA dapat  larut  dalam  air  dan  sangat  mudah  dioksidasi yaitu  sebagai  senyawa  reduktan.  ASA  akan  rusak
ketika  ditempatkan  pada  cahaya  atau  panas  yang akan  berubah  dalam  bentuk  teroksidasi  yaitu  asam dehidroaskorbat.  Tujuan  penelitian  melakukan standarisasi  dan  menganalisis  kandungan  Askorbat (ASA)  pada  daun  tanaman  kangkung  ( Ipomoea reptana Poir), bayam  ( Amaranthus spinosus )  , dan ketimun ( Cucumis sativus , L)

## LANDASAN TEORI

## Pengaruh  Kekeringan  terhadap  Pertumbuhan Tanaman
Kekeringan  didefinisikan  sebagai  periode waktu  tanpa  turun  hujan.  Cekaman  kekeringan terjadi ketika kecukupan air yang tersedia di dalam tanah  karena  masukan  air  (oleh  hujan  atau  irigasi) telah  berkurang  yang  disebabkan  oleh  transpirasi dan evaporasi. Kekeringan memiliki pengaruh yang besar  pada  pertumbuhan  tanaman,  hasil,  dan kualitas.  Dampak  awal  dari  cekaman  kekeringan adalah terjadinya kehilangan turgor (termasuk layu) yang dapat mempengaruhi perluasan sel dan ukuran sel.  Kehilangan  turgor  terlihat  pada  kebanyakan tumbuhan  yang  peka  pada  cekaman  kekeringan. Kekeringan  juga  dapat  mempertinggi  pengguguran daun  atau  absisi,  mengurangi  luas  total  daun  dan berpotensi  memperbaiki  kesegaran  daun  pada lingkungan air yang terbatas, dan perpanjangan akar lebih dalam (O’toole & Garrity 1984).
Mathius et  al. (2004)  menyatakan  bahwa secara  morfologis  pengaruh  cekaman  kekeringan terlihat pada pertumbuhan vegetatif, terutama pada luas  daun,  pertumbuhan  tunas  baru,  nisbah  tajuk- akar. Pada fase generatif menyebabkan pembungaan tidak normal, aborsi embrio, dan perkembangan biji dan buah tidak normal.

## Asam Askorbat
Asam askorbat atau vitamin C merupakan salah  satu  bentuk  antioksidan  yang  secara  alami terdapat  pada  tumbuhan.  Askorbat  merupakan senyawa  metabolit  utama  pada  tumbuhan  yang memiliki fungsi sebagai antioksidan, yang melindungi tanaman dari  kerusakan oksidatif yang dihasilkan  dari  metabolisme  aerobik,  fotosintesis dan  berbagai  polutan.  Askorbat  juga  merupakan kofaktor  untuk  beberapa  enzim  hidroksilase (misalnya prolyl hidroksilase) dan violaxanthin de- epoxidase. Askorbat berada di dinding sel di mana ia  adalah  baris  pertama  pertahanan  terhadap  ozon (Smirnoff 1996).
Askorbat memenuhi banyak fungsi penting pada  biologi  tanaman  (Noctor  and  Foyer  1998). Askorbat  juga  digunakan  sebagai  ko-faktor  untuk violaxanthin de-epoxidase pada siklus xanthophyll. Proses ini dilibatkan dalam perlindungan pelepasan
penyerapan  cahaya  dalam  bentuk  panas  dan  bisa diukur  sebagai  NPQ  dari  klorofil  fluorescence (Sonja et  al .  2001).    Pada  cekaman  kekeringan kandungan  ASA  mengalami  peningkatan  seiring bertambahnya  periode  cekaman.  Bejana et  al.
(1998) menjelaskan bahwa antioksidan seperti ASA dan  glutation  mengalami  peningkatan  di  kloroplas pada  kondisi  kekeringan.  Peningkatan  ASA  pada tanaman  berfungsi  untuk  mereduksi  radikal  bebas yang terbentuk akibat cekaman oksidatif (Mc Kersie &  Leshem  1994).  ASA  yang  disintesis  di  sitosol akan bereaksi dengan H 2 O 2 sehingga menghasilkan MDHA  dan  air.  Kandungan  ASA  juga  meningkat akibat  perlakuan  paraquat.  ASA  sebagai  senyawa antioksidan  dapat  berinteraksi  dengan  membran plasma dan mendonorkan elektronnya ke radikal α tocopheroxyl  dan  aktivitas  trans-membran  plasma oksidoreduktase.  Recycling  α  tocopheroxyl  dapat membantu  melindungi  membran  plasma  dari peroksidasi (May 1999).

## MATODE PENELITIAN

## Alat dan Bahan
Bahan  penunjang  yang  digunakan  dalam penelitian adalah bahan sampel daun  dari tanaman yang  tercekam  kekeringan  yaitu  pada  tanaman kangkung ( Ipomoea reptana Poir), bayam ( Amaranthus spinosus ),  dan  ketimun  ( Cucumis sativus ,  L).  Bahan  kimia  yang  digunakan  asam metafosforik,  larutan  dichlorophenol-indophenol (DCIP) 0,8 g/l, dan larutan askorbat murni. Peralatan yang digunakan dalam penelitian ini adalah corong, kertas saring, mortar, pipet ukur, alat set titrasi, dan tabung reaksi.

## Analisis kandungan Askorbat
Sampel  daun  sebanyak  0,5  g  digerus dengan  asam  metafosforik  5%  untuk  mencegah terjadinya  oksidasi  dari  asam  askorbat,  kemudian hasil  gerusan disaring dengan menggunakan kertas saring.  Larutan  yang  diperoleh  dititrasikan  dengan dichlorophenol-indophenol (DCIP) 0,8 g/l. Sebelum digunakan  titrasi,  larutan  DCIP  distandarisasi dengan  larutan  asam  askorbat  murni,  yaitu  1  ml larutan  asam  askorbat  (4  mg/l)  dan  9  ml  asam metafosforik  5  %.  Titrasi  dihentikan  ketika  terjadi perubahan warna larutan menjadi warna pink.
1. Kandungan  Askorbat  diperoleh  standarisasi larutan ASA murni (4 mg ASA  murni = 1 ml DCIP).
mg ASA /  1ml  DCIP  =  4  mg  ASA  murni/ DCIP yang dititrasi (ml).
2. Kandungan ASA daun (ASA/ g sampel daun) Mg ASA x Total vol ekstrak air (ml) x 100 Vol yang dititrasikan     g sampel

## HASIL DAN PEMBAHASAN
Dalam Analisis kandungan Asam askorbat (ASA)  pada  tanaman  kangkung  ( Ipomoea  reptana Poir), bayam ( Amaranthus spinosus ) , dan ketimun ( Cucumis  sativus ,  L)  akan  disajikan  pada  tabel  di bawah ini.
Dalam  pengamatan  kali  ini  mengamati kandungan  asam  askorbat  (ASA)  pada  tanaman kangkung ( Ipomoea reptana Poir), bayam ( Amaranthus spinosus )  ,  dan  ketimun  ( Cucumis sativus ,  L).  Selain  itu  juga  dibuat  kontrol  pada masing-masing tanaman tersebut. Sebelum perlakuan  ini  masing-masing  tanaman  dilakukan cekaman air atau stres  air. Pertumbuhan  sel sangat sensitif terhadap stres air. Penghambatan pembesaran sel terjadi karena penurunan turgor sel yang  berakibat  bagian  tanaman  yang  dibentuk berukuran  kecil.  Pengaruh  kekurangan  air  selama tingkat perkembangan vegetatif ialah berkembangnya daun-daun yang lebih kecil. Selama perkembangan  vegetatif  kekurangan  air  sekecil apapun  dapat  mengurangi  laju  pelebaran  daun  dan luas  daun  pada  tingkat  perkembangan  berikutnya (Islami & Utomo, 1995).     RuBP pada kekeringan ringan.  Penurunan  CO2  intrasel  memperkuat kemungkinan hambatan stomata dalam menghambat  laju  fotosintesis  pada  fase  awal  stres air.  Hal  ini  berkaitan  dengan  perubahan  metabolik dalam kehilangan potensial fotosintesis pada fase ini (Lawlor  2002).  Ketika  penutupan  stomata  terjadi, dengan sendirinya CO2 yang masuk melalui stomata akan  menurun.  Seperti  diketahui  bahwa  CO2 dibutuhkan  dalam  reaksi  kabon  fotosintesis  (siklus kalvin), sehingga penurunan CO2 ini tentunya akan menurunkan laju fotosintesis.
Proses selanjutnya NADPH yang digunakan  pada  reaksi  karbon  fotosintesis  akan menumpuk  akibat  penurunan  konsentrasi  CO2 (Tezara et al. 1999). Pada keadaan ini tanaman akan mengalami  overeduksi  pada  transpor  elektron fotosintesis,  yang  nantinya  akan  menginduksi terbentuknya reactive oxygen species (ROS).
Kita  mengetahui  bahwa  tanaman  bayam yang dianalisis kandungan asam askorbat termasuk tanaman C4. adaptasi pada kawasan panas,  keadaan kering dan lembab. Kranz anatomi pada tanaman C4 seludang  berkas  berdinding  tebal  dan  memiliki banyak  kloroplast,  mitokondria  serta  organel  yang lain. Vacuola pusat berukuran lebih kecil (Salisbury & Ross 1992).  Walaupun begitu tanaman C4 pada bayam  memiliki  mekanisme  proses  fotosintesis yang berbeda dengan tanaman C3 seperti kangkung dan mentimun yang diuji dalam analisis kandungan asam  askorbat.  Tanaman  C4  cenderung  lebih  bisa mempertahankan  konsentrasi  CO2  daun  pada kondisi  defisit  air,  sehingga  laju  fotosintesis  bisa dipertahankan  lebih  lama.  Hal  ini  terkait  dengan aktivitas  rubisko  sebagai  enzim  yang  mereduksi CO2 dalam siklus kalvin, dimana pada tanaman C4 rubisko hanya terdapat pada sel-sel seludang berkas,
sehingga tidak terjadi persaingan antara O2 dan CO2 ketika konduktan stomata menurun.
Mekanisme adaptasi tanaman C4 terutama pada  bayam  ini  ada  mekanisme  dimana  tumbuhan C4  memiliki  dua  jenis  sel  fotosintetik  yang  jelas berbeda, yaitu sel seludang berkas pembuluh dan sel mesofil.  Sel  seludang  berkas  pembuluh  disusun menjadi kemasan yang sangat padat di sekitar berkas pembuluh. Di antara seludang berkas pembuluh dan permukaan  daun  terdapat  sel mesofil  yang  disusun lebih longgar. Siklus Calvin terbatas pada kloroplas seludang  berkas  pembuluh.  Akan  tetapi,  siklus  ini didahului  oleh  masuknya  CO2  ke  dalam  senyawa organik  dalam  mesofil.  Langkah  pertama  ialah penambahan  CO2  pada  fosfoenolpiruvat  (PEP) untuk  membentuk  produk  berkarbon  empat,  yaitu oksaloasetat. Enzim PEP karboksilase menambahkan  CO2  pada  PEP.  Dibandingkan dengan rubisko, PEP karboksilase memiliki afinitas yang jauh lebih tinggi terhadap CO2. Oleh sebab itu, PEP  karboksilase  dapat  memfiksasi  CO2  secara efisien  ketika  rubisko  tidak  dapat  melakukannya, yakni  ketika  hari  panas  dan  kering  dan  stomata tertutup  sebagian,  menyebakan  konsentrasi  CO2 dalam  daun  berkurang  dan  konsentrasi  O2 meningkat.  Setelah  CO2  difiksasi,  sel  mesofil mengirim keluar produk berkarbon empatnya ke sel seludang berkas pembuluh melalui plasmodesmata. Dalam  sel  seludang  berkas  pembuluh,  senyawa berkarbon empat melepaskan CO2 yang diasimilasi ulang  ke  dalam  materi  organik  oleh  rubisko  dan siklus  Calvin.  Akibatnya,  sel  mesofil  akan memompa  CO2  ke  dalam  seludang  berkas pembuluh,  mempertahankan  konsentrasi  CO2 dalam  sel  seludang  berkas  pembuluh  cukup  tinggi agar  rubisko  dapat  menerima  karbon  dioksida, bukan  oksigen.  Dengan  cara  ini,  fotosintesis  akan meminimumkan  fotorespirasi  dan  meningkatkan produksi gula. Adaptasi ini sangat bermanfaat dalam daerah panas dengan cahaya matahari yang banyak, dan  di  lingkungan  seperti  inilah  sekarang  tanaman ini  tumbuh  subur.  Tanaman  C4  saat  siang  hari mereka  tidak  membuka  stomatanya  secara  penuh untuk mengurangi kehilangan air melalui evaporasi/transpirasi.  Ini berakibat  terjadinya penurunan  jumlah  CO2  yang  masuk  ke  stomata. Logikanya  hal  ini  menghambat  laju  fotosintesis. Ternyata para tumbuhan ini telah  mengembangkan cara  yang  cerdas  untuk  menjaga  agar  laju fotosintesis  tetap  normal  meskipun  stomata  tidak membuka penuh.

## Tabel 1. Kandungan Asam Askorbat pada berbagai tanaman
No. Perlakuan Volume Ekstrak Volume Titran DCIP MG ASA standar kandungan ASA Rata-rata ASA 1. Bayam kontrol 1 6,3 15,5 308 25037,42 25746,91 2. Bayam kontrol 2 6,7 15,6 308 26456,41 3. Bayam tercekam 1 7,4 11,5 308 39638,26 38859,13 4. Bayam tercekam 2 6,8 11 308 38080,00 5. Kangkung kontrol 1 6,6 7,5 308 54208,00 55704,00 6. Kangkung kontrol 2 6,5 7 308 57200,00 7. Kangkung tercekam 1 6,5 5,8 308 69034,48 66517,24 8. Kangkung tercekam 2 8 7,7 308 64000,00 9. Mentimun kontrol 1 5,5 11,2 308 30250,00 39564,13 10. Mentimun kontrol 2 7,3 9,2 308 48878,26 11. Mentimun tercekam 1 6,2 5,7 308 67003,51 69855,85 12. Mentimun tercekam 2 7,2 6,1 308 72708,20
Ini menandakan tanaman ini dalam kondisi tercekam mampu menghasilkan asam askorbat lebih besar  dibandingkan  tanaman  bayam  yang  tanaman tersebut  tergolong  tanaman  c4  yang  mampu beradaptasi  dengan  cekaman  air,  tetapi  pada tanaman  kangkung  ini  dia  mengeluarkan  dua  kali lebih besar asam askorbat pada pecobaan kali ini.
Tanaman  kangkung  ( Ipomoea  reptana Poir)  tergolong  tanaman  C3  sehingga  dia membutuhan  asam  askorbat  yang  besar  dalam rangka  adaptasi  terhadap  cekaman  air.  Secara fisiologis  ada  perbedaan  yang  menyolok  antara tumbuhan  C3  dan  C4  dalam  menghadapi  cekaman kekeringan.  Pada  tumbuhan  C3,  ketika  stomata menutup  sebagai  akibat  kekeringan,  fotosintesis neto  akan  menurun  dengan  cepat,  sedangkan fotorespirasi  akan  meningkat  (Drake et  al. 1997). Hal  ini  berkaitan  dengan  karakteristik  dari  enzim fotosintetik,  RuBP  karboksilase  (Rubisco)  yang selain  mengikat  CO2  juga  dapat  berikatan  dengan oksigen dalam proses fotorespirasi, dan keadaan ini terjadi  khususnya  ketika  rasio  CO2/O2  menurun akibat  penutupan  stomata  (Hamim  2005).  akan tetapi  tumbuhan  C4  relatif  lebih  tahan  dengan kondisi  cekaman  kekeringan  dari  pada  C3.  Dalam keadaan  cekaman  kekeringan  tumbuhan  C3 umumnya memiliki kadar air relatif daun yang lebih rendah  dari  pada  tumbuhan  C4.  Hal  ini  mungkin teknik    dengan  karakteristik  tumbuhan  C4  yang cukup  efisien  dalam  pemanfaatan  air  (Hamim, 2005).  Tanaman  C3  ini  dapat  mengasimilasi  CO2 secara  langsung  melalui  jalur  fotosintesis  (Miyao 2002)  jalur  ini  dikenal  dengan  sikus  C3  karena senyawa  stabil  yang  terbentuk  pertama  kali  dalam pengikatan  CO2  merupakan  senyawa  berkarbon  3 yaitu  senyawa  3-fosfogliserat    (PGA)  atau  dikenal dengan  siklus  kelvin  (Taiz  &  Zeiger  1991) tumbuhan  dapat  hidup  dengan  baik  pada  suhu
rendah, yaitu pada suhu kurang dari 22 0 C ( Koji & Winslow 2002).
Selain  mekanisme  fisiologis,  tumbuhan juga memiliki kemampuan adaptasi secara morfologis  dan  anatomis.  Pada  keadaan  cekaman kekeringan    terdapat  dua  mekanisme  utama  yang mungkin terjadi pada tumbuhan, yaitu: (a) tumbuhan berusaha  menghindari  cekaman,  baik  dengan  cara melakukan  perubahan  struktur  morfologi  dan anatomi,  maupun  dengan  meningkatkan  efisiensi penggunaan  air  dengan  cara  mengatur  laju transpirasi, dan (b) meningkatkan toleransi terhadap cekaman  kekeringan  melalui  perubahan  kimia  sel (Meyer & Genty 1998).
Pada  pengamatan  yang  terakhir  yaitu mengamati  ketimun  ( Cucumis  sativus ,  L)  dimana asam  askorbat  pada  tanaman  perlakuan  cekaman sebesar 69855,85 lebih besar dibandingkan dengan tanaman  kontrol  sebesar  39564,13.  Dari  data  ini dapat kita lihat bahwa jarak antara tanaman kontrol dengan perlakuan cekaman ini dua kalinya. Artinya kondisi  dari  tanaman  ketimun  ini  melakukan adaptasi sehingga dia mengeluarkan asam askorbat dua  kali  tanaman  kontrol.  Tanaman  ketimun  ini kalau kita lihat banyak mengeluarkan asam askorbat mengingat  tanaman  ini  tidak  tahan  terhadap cekaman  air.  Tanaman  ketimun  ini  tergolong tanaman C3 dia tidak toleran dengan kondisi panas ataupun  kekeringan.  Panas  yang  berlebihan  dapat mengganggu  dan  akhirnya  membunuh  suatu tumbuhan  dengan  cara  mendenaturasi  enzim- enzimnya.  Panas  ini  melakukan  mekanisme kekurangan air.
Kekurangan  air  pada  tanaman  dapat menghambat  laju  fotosintesis,  karena  turgiditas  sel penjaga stomata akan menurun. Hal ini menyebabkan  stomata  menutup  (Lakitan  1995). Penutupan  stomata  sebagai  respon  cekaman kekeringan  diawali  dengan  sintesis  asam  absisik
(ABA)  (Mohammadkhani  &  Heidari  2008). Penutupan stomata pada daun akan mengurangi laju penyerapan  CO2  sehingga  akan  mengurangi  laju fotosintesis (Goldsworthy & Fisher 1992). Perubahan  ini  juga  akan  mempengaruhi  absorpsi dan  translokasi  hara  mineral,  transpirasi  serta translokasi fotosintat (Mathius et. al 2001). Untuk  menghadapi  efek  negatif  dari akumulasi Aktive  Oxygen  Spesies AOS,  tumbuhan memiliki  suatu  mekanisme  sistem  pertahanan antioksidan  yang  efisien,  melibatkan  baik  enzim- enzim  maupun  senyawa-senyawa  non  enzim (Loggini et  al. 1999).  Mekanisme  pertahanan  ini pada  dasarnya  dapat  dikelompokan  menjadi  tiga, yaitu: (1) reaksi yang melibatkan metabolit tertentu khususnya  asam  askorbat  dan  glutation,  (2) mekanisme  penyelamatan  AOS  yang  melibatkan enzim-enzim seperti superoksida dismutase (SOD), katalase  (CAT),  glutation  peroksidase  (GPX)  dan askorbat  peroksidase  (APX),  dan  (3)  mekanisme yang  melibatkan  enzim-enzim  untuk  regenerasi antioksidan  seperti  glutation  reduktase  (GR)  dan monodehidroascorbate reduktase (MDHAR) (Foyer et  al .  1997;  Noctor  &  Foyer  1998;  Niyogi  1999; Roxas et al . 2000). Tanaman yang mengalami stress oksidatif  karena  adanya  tekanan  dari  lingkungan baik  itu  berupa  cekaman  kekeringan,  temperatur yang  tinggi  atau  faktor  lain,  maka  tumbuhan  akan menunjukkan  overekspresi  dari  enzim-enzim  yang berperan dalam perlindungan dari tekanan oksidatif tersebut yaitu enzim-enzim antioksidan.
Pada  saat  energi  cahaya  matahari  tinggi dan tanaman di bawah kondisi cekaman kekeringan, maka  akan  kelebihan  exitasi  energi,  tanaman  akan melakukan  fotoproteksi  dengan  menghamburkan atau  melepaskan  energi  yang  tereksitasi  dan sebagian  ditransfer  ke  oksigen  untuk  membentuk singlet  oksigen  (O 2 ).  Terhambatnya  laju  transfer elektron  juga  berperan  penting  dalam  mereduksi molekul oksigen dan menghasilkan superoxida (O 2 ) yang  kemudian  oleh  enzim  SOD  akan  direduksi menjadi  H 2 O 2 dan  didetoksifikasi  dalam  siklus “ ascorbat-glutathion ”  membentuk  H2O.  Siklus “ascorbat–glutathion”(Tausz et al. 2004).

## PENUTUP
Kesimpulan kesimpulan  dari  penelitian  adalah  analisis kandungan  asam  askorbat  (ASA)  pada  tanaman kangkung ( Ipomoea reptana Poir), bayam ( Amaranthus spinosus )  ,  dan  ketimun  ( Cucumis sativus ,  L)    adalah  Perlakuan  analisis  kandungan asam  askorbat  (ASA)  pada  jaringan  tanaman  ini yang  memiliki  kandungan  asam  askorbat  terbesar pada tanaman ketimun ( Cucumis sativus , L) sebesar 69855,85;  kemudian  diikuti  tanaman  kangkung ( Ipomoea  reptana Poir)  sebesar  66517,24  dan terakhir pada bayam ( Amaranthus spinosus ) sebesar 38859,13. Dan mg ASA standar 308.
Dalam  analisis  kandungan  asam  askorbat (ASA)  bahwa  tanaman  yang  tergolong  C3  yaitu pada tanaman kangkung (Ipomoea reptana Poir) dan ketimun (Cucumis  sativus ,  L);  sedangkan  untuk tanaman  C4  pada  tanaman  bayam (Amaranthus spinosus )

## REFERENSI
Apel  K,  Hirt  H.  2004.  Reactive  oxygen  species: metabolism,  oxydative  stress,  and  signal transduction. Plant Biol 55:373-399. Aroca R, Juan JI, Manuel SD. 2001 . Photosynthetic characteristics  and  protective  mechanisms against  oxidative  stress  during  chilling  and subsequent  recovery  in  two  maize  varieties differing  in  chilling  sensitivity. Plant  Sci 161:719–726.
Becana  M,  Moran  JF,  Ormaetxe.  1988.  Iron- dependent  oxygen  free  radical  generation  in plants  subjected  to  environmental  stress: toxicity and antioxidant protectio. Plant and Soil . 201: 137–147
Berkowitz  GA.  1998.  Water  and  Salt  Stress.  In: Raghavendra  AS  (ed).  Photosynthesis:  A Comprehensive Treatise. Cambridge: Cambridge University Pr; p. 226-237.
Brodribb TJ, Holbrok NM. 2003.  Stomatal closure during  leaf  dehydration,  correlation  with other  leaf  physiological  traits. Plant  Physiol 132:2166-2173.
Chaves  M.  1991.  Effect  water  deficit  on  carbon assimilation. J Exp Bot 42:1-6.
Drake  BG,  Miquel  A,  Gonzàlez  M.  1997.  MORE EFFICIENT  PLANTS:  A  Consequence  of Rising Atmospheric CO 2 ?. Plant Physiology and Plant Molecular Biology .48:609-639 Foyer  CH,  Descourvieres  P,  Kunert  KJ  (1994).
Photoxidative stress in plants . Plant Physiol. 92: 696-717.
Goldsworthy, P.R. dan N.M. Fisher. 1992. Fisiologi Tanaman  Budidaya  Tropik (diterjemahkan oleh  Tohari).  Gajah  Mada  University  Press, Yogyakarta.
Hamim. 1995. Toleransi kedelai terhadap cekaman kekeringan:  Pendekatan  morfologi  dan fisiologi [tesis]. Bogor:
Program
Pascasarjana, Instutut Pertanian Bogor.
Hamim.  2005.  Respon  pertumbuhan  spesies pertumbuhan    spesies  C3  dan  C4  terhadap cekaman  kekeringan    dan  konsentrasi    CO 2 tinggi . Biosfera 22:105-113 Islami,  T.  dan  W.H.  Utomo.  1995. Hubungan Tanah,  Air  dan  Tanaman .  IKIP  Semarang Press, Semarang.
Keleş Y, Öncel I. 2002.  Response of antioxidative defence  system  to  temperature  and  water stress combination in wheat seedlings. Plant Sci 163:783-790.
Koji  S,  Winslow  RB.  Cellular  and  Subcellular Localization of Phototropin 1 . The Plant Cell , 14:1723–1735
Lakitan, B. 1995. Dasar-dasar Fisiologi Tumbuhan . PT. Raja Grafindo Persada, Jakarta.
Lawlor DW. 2002.  Limitation to photosynthesis in water-stressed leaves: stomata vs metabolism and the role of ATP. Ann Bot 89:871-885. Loggini B, Scartazza A, Brugnoli E, Navari-Izzo F (1999) Antioxidant defense system, pigment composition and photosynthetic efficiency in two  wheat  cultivars  subjected  to  drought. Plant Physiol . 119:1091-1099.
Mathius,  N.T.,  G.  Wijana,  E.  Guharja,  H. Aswindinnoor,  Y.  Sudirman,  dan  Subronto. 2001. Respon Tanaman Kelapa Sawit ( Elaeis guineensis Jacq.) terhadap Cekaman Kekeringan. Menara  Perkebunan 69  :  29  - 45.
May  Jm.  1999.  Is  ascorbic  asid  an  antioxidant  for plasma  membrane ? . Faseb  Journal 13:995- 1006.
McKersie BD, Leshem YY. 1994. Stress and Stress Coping  in  Cultivated  Plants .  Netherlands: Kluwer Academic Publishers.
Meyer S, Genty B. 1998. Mapping intercellular CO2 mole fraction (Ci) in Rosa rubiginosa leaves fed  with  abscisic  acid  by  using  chlorophyll fluorescence imaging:  significance  of  Ci estimated  from  leaf  gas  exchange. Plant Physiol 116 : 947–957.
Miyao  M.  2002.  Molecular  evolution  and  genetic engineering of C4 photosynthetic enzymes. J Exp Bot . 54: 179-189
Mohammadkhani,  N.  and  R.  Heidari.  2008.  Water Stress  Induced  Stomatal  Closure  in  Two Maize Cultivars. R. J. Bio. Sci. 3 (7) : 750 - 754.
Munné-Bosch  S,  Schwarz  K,  alegre  L.  1999.
Enhaced  formation  of  α-tokoferol  and highlyoxidizedabieten diterpenes
in waterstressed rosemary plants. Plant Physiol 121:1061-1068.
Neumann  PM.  2008.  Coping  mechanisms  for  crop plants  in  drought-prone  environments. Ann Bot 101:901-907.
Niyogi,  K.K.  1999.  Photoprotection  revisited: Genetic  and  molecular  approaches. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 50: 333- 359
Noctor  G,  Foyer  GH.  1998.  Ascorbate  and glutathione:  Keeping  active  oxygen  under control. Plant Physiol 49:249-279.
O’toole,  JC,  Garrity  DP.  1984.  Upland  Rice  Soil- Plant-Water  Relationship.  An  Overview  of Upland  Rice  Research.International  Rice Research Institut. Manila . 1:395-411.
Prohazkova  D,  Sairam  RK,  Srivastava  GC,  Singh DV.  2001.  Oxidative  stress  and  antioxidant activity  as  the  basis  of  senescence  in  maize leaves. Plant Sci 161:765-771.
Roxas, V.P., S.A. Lodhi, D.K. Garrett, J.R. Mahan and  R.D.  Allen,  2000.  Stress  tolerance  in transgenic tobacco seedlings that overexpress glutathione
S-transferase/glutathione
peroxidase. Plant  Cell  Physiol .,  41:  1229- 1234
Salisbury  &  Ross,  1992. Plant  Physiology .  4th  ed. Terjemahan  Diah  R  Lukman  &  Sumaryono Jilid 2. ITB Bandung.
Schwanz  P,  Polle  A.  2001.  Differential  stress responses of antioxidative systems to drought in  penduculate  oak  (Quercus  robur)  and maritime  pine  (Pine  pinaster)  grown  under high  CO2  concentration. J Exp  Bot 52(354):133-143.
Smirnoff N. 1996. The function and metabolism of ascorbic  acid  in  plants.  [botanical  briefing]. Ann Bot 78:661-669.
Sonja D, Veljovic-Jovanovic, Cristina P, Graham N, Christine HF. 2001. Low askorbic acid in the vtc-1  mutant  of  Arabidopsis  is  associated with  decreased  growth  and  intracellular redistribution  of  the  antioxidant  system.
Plant Physiol 127:426–435. Taiz  L,  Zeiger  E.  2002. Plant  Physiology. Sunderland: Sinauer Associates. hal 690. Tausz  M,  Wonisch  A,  Peters  J,  Jimenez  MS, Morales D, Grill D.2004 . Short-term changes in  free-radical  scavengers  and  chloroplast pigments  in  Pinus  canariensis  needles  as affected  by  mild  drought  stress .  Journal  of Plant Physiology . 158 , 213–219.
Tezara  W,  Mitchell  V,  Driscoll  SP,  Lawlor  DW. 2002.  Effects  of  water  deficit  and  its interaction  with  CO2  supply  on  the biochemistry and physiology of photosynthesis  in  sunflower .  J  Exp  Bot 53:1781-1791