FORMULASI BIOPESTISIDA Trichoderma asperellum Samuels, Liecfk & Nirenberg
BIOPESTICIDE FORMULATION OF Trichoderma asperellum Samuels, Liecfk & Nirenberg
Lukita Devy 1* , Yuda Purwana Roswanjaya 1 , Nur Alfi Saryanah 1 , Ahmad Suhendra 1 , dan Ade Lia Putri 2
1 Pusat Teknologi Produksi Pertanian, Badan Pengkajian dan Penerapan Teknologi Gedung 612 LAPTIAB, Kawasan Puspitek Serpong, Tangerang Selatan 15314 - Indonesia
2 Pusat Penelitian Biologi, Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia Cibinong Science Center, Jl. Raya Jakarta-Bogor km. 46, Bogor 16911 - Indonesia
*Korespondensi: lukita.devy@bppt.go.id

## ABSTRAK
Biopestisida dengan efektifitas dan efisiensi tinggi akan mendukung keberhasilan praktek proteksi tanaman di lapangan.  Tahapan yang cukup penting dalam produksi biopestisida berkualitas adalah formulasi.    Penelitian  ini  bertujuan  untuk  mempelajari  formulasi  biopestisida  berbahan  dasar Trichoderma asperellum yang diisolasi dari tanah di PTPN XII Kediri, Jawa Timur.  Proses formulasi dilakukan dengan seleksi substrat padat untuk produksi konidia, uji konsistensi substrat, uji scaling up produksi  substrat dan  uji  daya  simpan  biopestisida.   Seleksi substrat  dilakukan  terhadap  lima kombinasi  substrat  padat  yaitu  beras  100%;  beras:jagung  (50%:50%);  beras:jagung  (75%:25%); beras:jagung  (25%:75%)  dan  jagung  100%.    Hasil  menunjukkan  bahwa  beras  100%  merupakan substrat terbaik untuk produksi konidia T. asperellum (3 x 10 9 konidia g -1 ).  Uji konsistensi beras 100% sebagai substrat dilakukan dalam dua tahap yaitu dalam volume sama dengan uji seleksi dan dalam  volume  lebih  besar  sebagai  uji scaling  up .    Hasil  menunjukan  terdapat  konsistensi  antara kedua  uji  tersebut  dengan  uji  seleksi  (7,88  x 10 9 dan  7,95  x 10 9 konidia  g -1 ).    Uji  daya  simpan T. asprellum pada beras 100% menunjukkan stabilitas jumlah konidia (≥ 10 5 konidia g -1 ) sampai 105 hari setelah simpan pada suhu ruang.  Oleh karena itu, formulasi T. asprellum sebagai biopestisida dapat menggunakan beras 100% sebagai substrat.
Kata kunci: biopestisida, formulasi, substrat, Trichoderma

## ABSTRACT
Biopesticides with high effectiveness and efficiency will support the success of plant protection prac- tices. The crucial step to produce high-quality biopesticides is formulation process. This research aimed to study biopesticide formulation based on Trichoderma asperellum, a fungal-phytopathogen, isolated from soil at PTPN XII Kediri, East Java.  The formulation started by solid substrate selection for conidia production, followed by substrate consistency test, scaling up test, and storability test. Five combinations of solid substrate used for the selection (100% rice; 50% rice:50% maize; 75% rice:25% maize; 25% rice:75% maize; 100% maize). Our data showed 100% rice was the best sub- strate for T. asperellum production (3 x 10 9 conidia g -1 ).  Consistency test for 100% rice as a substrate was conducted in two steps, repeated in the same volume with the selection test and in a bigger vo- lume as a scale-up production. The results showed consistency with the selection test (7,88 x 10 9 and 7,95 x 10 9 conidia g -1 , respectively).  The T. asperellum storability test in 100% rice showed stabile conidia numbers up to 105 days after storage at room temperature.  Therefore, 100% of rice was recommended as a substrate for the formulation of T. asperellum as a biopesticide.
Keywords: biopesticide, formulation, substrate, Trichoderma

## PENDAHULUAN
Penggunaan pestisida kimia merupakan metode pengendalian
organisme  pengganggu  tanaman  yang umum dilakukan .  Metode ini cukup ma- hal  dan  tidak  ramah  lingkungan. Penggunaan  biopestisida  yang  mengan- dung  agen  hayati  dapat  menjadi  alter- natif.  Salah satu agen hayati yang dapat digunakan  sebagai  biokontrol  adalah cendawan  dari  genus Trichoderma. Trichoderma telah  lama  dikenal  sebagai agen hayati dalam pengendalian penyakit tanaman;  peningkatan  pertumbuhan, perkembangan  akar  dan  produktivitas tanaman;  pemicu  resistensi  terhadap cekaman  abiotik  serta  pengambilan  dan penggunaan  hara  (Singh et  al .,  2014).
Cendawan  ini mampu  melawan  banyak patogen  tanaman,  termasuk  cendawan patogen tular tanah (Kumar dan Sharma, 2016). Trichoderma termasuk Asco-
mycetes  yang  bersifat  biotrof  dan saprofit,  cendawan  yang  paling  banyak diisolasi  dan  sering  ditemui  hidup  pada cendawan  lain,  pada  batang  dan  dahan yang telah mati serta pada tanah dan ri- zosfer  (Atanasova,  2014).    Berbagai tanaman  menunjukkan  peningkatan  re- sistensi  terhadap  patogen  saat  diberi Trichoderma . Trichoderma mampu berinteraksi dan menginduksi perubahan metabolik  dalam  tanaman  sehingga
meningkatkan  resistensi  terhadap  virus dan mikroorganisme patogen.  Beberapa studi  menunjukkan  kolonisasi  akar  oleh Trichoderma menyebabkan  perubahan besar pada genom dan metabolisme tana- man,  lalu  menyebabkan  akumulasi senyawa antimikroba (Singh et al ., 2011).
Selain  kemampuan Trichoderma untuk menyerang atau menghambat per- tumbuhan patogen tanaman secara lang- sung,  mereka  juga  dapat  menginduksi resistensi  sistemik  dan  lokal  terhadap suatu  patogen  tanaman  (Singh et  al .,
2014).    Beberapa  studi  telah  dilakukan untuk  menguji  peran Trichoderma se- bagai  biokontrol  diantaranya  pada bawang  bombay  (Rivera-Méndeza et  al. , 2020),  kacang  tunggak (Wang  dan Zhuang,  2019),    kakao  (Rosmana et  al ., 2018),  jagung  (Li et  al .,  2016),  tomat (El_Komy et  al .,  2015),  mangga  (de  los Santos-Villalobos et  al. ,  2013)  dan  talas (Mbarga et al ., 2012).
Pengujian T . asperellum terhadap penyakit  layu  fusarium  mentimun  dan busuk  batang  jagung  menunjukkan bahwa cendawan ini mensekresi kitinase, glukanase  dan  protease  yang  mampu mendegradasi dinding sel cendawan dan menjadikannya  mikoparasit.    Selain  itu xylanase yang diproduksi oleh cendawan ini  mampu  menginduksi  resistensi tanaman  dan  memicu  imunitas  tanaman melawan  patogen.    Cendawan  ini
menghasilkan  metabolit  primer  prekur- sor senyawa antimikroba, juga  enam se- nyawa antimikroba dari golongan peptida (Wu et al. , 2017).
Trichoderma perlu  dikemas  dalam suatu formulasi agar dapat digunakan se- bagai biopestisida.
Keberhasilan pengembangan  formulasi  agen  bio- kontrol  tergantung  pada  pemilihan  sub- strat.  Penggunaan substrat yang tepat ha- rus menunjang sintesis enzim yang diper- lukan  untuk  mekanisme  biokontrol  dan mempertahankan sumber makanan yang cukup  sehingga  tidak  menghambat  sin- tesis enzim saat diperlukan (Singh et al .,
2014).  Formulasi  dapat  dilakukan menggunakan  berbagai  substrat,  dian- taranya substrat padat (Cumagun 2014). Proses  produksi  massal  pada  perbanya- kan Trichoderma banyak  menggunakan substrat  padat  karena  kemampuan  ber- sporulasinya lebih baik pada substrat pa- dat  daripada  media  cair  (Singh et  al ., 2007).
Optimasi  substrat  padat  untuk perbanyakan cendawan mutlak diperlukan  untuk  mengetahui  jenis substrat  padat  yang  paling  cocok  untuk pertumbuhan Trichoderma .  Substrat dalam perbanyakan cendawan
merupakan penyedia sumber karbon dan nitrogen  yang  sangat  diperlukan  dalam metabolisme  cendawan  terutama  untuk pertumbuhannya.  Perbandingan  karbon dan  nitrogen  (nisbah  C/N)  yang  tepat
akan mendukung perbanyakan cendawan yang optimum (Arbianto, 1995).
Perbanyakan
Trichoderma umumnya  menggunakan  limbah,  seperti jerami  padi  atau  gandum,  limbah  tebu, kelobot  jagung,  serbuk  gergaji,  bekatul beras  secara  tunggal  atau  campuran (Cumagun, 2014). Perbanyakan
Trichoderma di  Indonesia  biasanya menggunakan  onggok  sebagai  limbah dari  pembuatan  tepung  tapioka  namun sulit  diperoleh  dan  harganya  tidak  jauh berbeda  dengan  biji-bijian  yang  lebih mudah  diperoleh.  Oleh  karena  itu  pada kegiatan ini kajian formulasi Trichoderma dilakukan  menggunakan  substrat  biji- bijian.
Biji-bijian  yang  digunakan  dalam pengujian  ini  adalah  beras  dan  jagung. Beras  dan  jagung  memiliki  nisbah  C/N rasio  yang  cukup  untuk  pertumbuhan cendawan sehingga cendawan masih bisa berkembang  biak  dengan  subur  pada media tersebut.   Penelitian ini bertujuan untuk  mengetahui  jenis  substrat  padat yang optimum untuk produksi konidia T. asperellum ,  proses  formulasi  dan  daya simpannya  sehingga T.  asperellum dapat digunakan sebagai produk biopestisida di masyarakat.

## BAHAN DAN METODE

## a. Inokulum Cendawan
Cendawan T.  asperellum yang digunakan  adalah  koleksi  Laboratorium
Proteksi  Tanaman  Pusat  Teknologi Produksi  Pertanian,  BPPT  hasil  isolasi dari  tanah  perkebunan  kakao  PT Perkebunan  Nusantara  XII  (PTPN  XII) Kediri, Jawa Timur.  Inokulum cendawan merupakan  hasil  perbanyakan  bertahap pada media Potato Dextrosa Broth (PDB) dari  volume  kecil  ke  volume  lebih  besar yang  ditanam  dalam  substrat  padat sebanyak  5%  (v/w)  dan  diperoleh  dari perbanyakan pada media cair 1000 mL di dalam shaker  incubator (suhu  30 o C, kecepatan  putar  170  rpm).  Perhitungan jumlah  konidia  dilakukan  untuk  melihat jumlah  konidia  yang  layak  digunakan seba gai inokulum yaitu ≥ 10 6 konidia/mL (Waites et al., 2009).
b. Perhitungan jumlah konidia
Penghitungan  jumlah  konidia T. asperellum dilakukan  dengan  metoda pengenceran cawan tuang ( serial dilution plate) yang  hanya  menghitung  jumlah konidia  hidup  (Oliveira et  al., 2015).
Beberapa  tabung  reaksi  yang  telah  diisi larutan  NaCl  fisiologis  0.85%  steril sebanyak  9  mL  diinokulasikan  1  mL kultur  cendawan  dari  Erlenmeyer  2  L atau  1  gram  substrat  padat  yang  telah dihaluskan sehingga diperoleh pengenceran  10 -1 .    Satu  mL  kultur  dari pengenceran 10 -1 dipindahkan ke tabung reaksi berikutnya, diperoleh pengenceran 10 -2 ,  demikian  seterusnya  sampai diperoleh  pengenceran  sesuai  dengan yang diinginkan (10 -1 – 10 -9 ).
Sebanyak 1 mL dari masing-masing hasil  pengenceran  (10 -5 – 10 -9 ) dimasukkan  ke  dalam  cawan  petri  steril yang  telah  berisi  media  agar  padat, diratakan dengan batang L dan diinkubasi pada  suhu  kamar  selama  48  jam  lalu jumlah  koloni T.  asperellum dalam masing-masing cawan petri dihitung dan diinterpretasikan.    Setiap  pengerjaan dilakukan  duplo.    Penghitungan  jumlah konidia dilakukan dengan memilih cawan yang  mengandung  jumlah  koloni  antara 30 – 300  dengan  asumsi  bahwa  satu koloni  berasal  dari  satu  konidia  maka beberapa koloni yang bergabung menjadi satu  merupakan  satu  kumpulan  koloni yang  besar,  bila  jumlah  koloninya diragukan  dapat  dihitung  sebagai  satu koloni. Banyaknya jumlah konidia per mL dihitung dengan menggunakan rumus :
Jumlah sel per mL = jumlah koloni x  (1 / faktor pengenceran) c.  Seleksi dan Optimasi Substrat Padat
Seleksi  substrat  yang  digunakan terdiri  dari  5  jenis  biji-bijian  yaitu  (1) beras  100%,  (2)  beras  :  jagung  (50%  : 50%), (3) beras : jagung (75% : 25%), (4) beras : jagung (25% : 75%) dan (5) jagung 100%  (Gambar  1).    Substrat  yang  akan digunakan dimasukkan ke dalam
Erlenmeyer  250  mL,  dicuci  bersih, direndam  dalam  air  selama  3  jam kemudian  disterilisasi  menggunakan autoclave (suhu  121 o C,  tekanan  15  atm,
60  menit).    Substrat  diinokulasi  oleh
biakan  cendawan  yang  telah  tumbuh dalam media cair PDB 1000 mL dan telah dihitung  jumlah  konidianya.    Setelah diinokulasi,  substrat  disimpan  di tempat gelap  selama  15  hari  sampai  seluruh permukaan biji ditumbuhi oleh miselium cendawan.    Pada  hari  ke-7,  substrat dikocok  untuk  meratakan  pertumbuhan cendawan (Wijaya et al ., 2011, dimodifi- kasi).
Substrat pada masing-masing perlakuan yang telah ditumbuhi cendawan  dikeluarkan  dari  dalam
Erlenmeyer  pada  hari  ke-15,  kemudian dikeringanginkan selama sekitar 5 hari di dalam drying  chamber .    Pengeringan konidia penting untuk mencegah kontaminasi mikroba lain (Jin dan Custis, 2011).  Setelah kering sempurna, substrat dihaluskan  menggunakan  blender  dan disaring untuk memisahkan bagian yang masih berukuran besar. Proses penghalusan  dengan  blender  tidak dilakukan terlalu lama untuk menghindari kerusakan konidia.
Gambar  1.  Variasi  substrat  padat  untuk perbanyakan T.  asperellum menunjukkan kepadatan  dan  warna  berbeda  (A=Beras 100%;  B=Beras  :  Jagung  (50%  :  50%);  C= Beras : Jagung (75% : 25%); D= Beras : Jagung (25% : 75%); E= Jagung 100%)

## d.  Uji Konsistensi Substrat
Uji  konsistensi  substrat  dilakukan dengan dua tahap.  Tahap pertama adalah mengulang  perbanyakan T.  asperellum dalam  substrat  terseleksi  dan  tahap kedua  adalah  menguji  perbanyakan T. asperellum pada volume yang lebih besar untuk skala produksi ( scaling up ).   Tahap pertama dilakukan dengan prosedur yang sama dengan uji optimasi substrat.  Tahap kedua dilakukan dengan  perlakuan awal yang  sama  namun  pada  tempat perbanyakan  yang  berbeda.    Pada  saat optimasi  substrat  dan  uji  konsistensi, tempat perbanyakan
cendawan dilakukan pada labu Erlenmeyer 250 mL, sedangkan pada skala produksi dilakukan pada  plastik  tahan  panas.    Substrat ditimbang  sebanyak  500  gram,  dicuci bersih, direndam selama 3 jam, ditiriskan, dimasukkan ke dalam plastik tahan panas dan  disterilisasi  menggunakan autoclave (suhu  121 o C  tekanan  15  atm,  1  jam),
didinginkan dan diinokulasi oleh inokulum yang telah disiapkan.  Substrat yang  telah  diinokulasi  diinkubasi  pada suhu  kamar  dalam  kondisi  gelap  selama
15  hari  dengan  pengadukan  setiap  hari yang dimulai pada hari ke-3 atau setelah secara visual cendawan tumbuh penuh di permukaan substrat. Pengadukan dilakukan  dengan  cara  meremas  plastik dari  bagian  luar.  Pengeringan  dan penghalusan  dilaksanakan  seperti  uji A B C D E
optimasi  substrat  padat  dan  uji konsistensi substrat tahap 1.

## e.  Uji Daya Simpan
Uji  daya  simpan dilakukan  dengan menyimpan T.  asperellum dan  substrat yang  telah  berbentuk  serbuk  di  dalam plastik  berklip  pada  suhu  ruang. Penyimpanan dilakukan sampai 105 hari. Pengamatan  dilakukan  terhadap  jumlah konidia g -1 pada setiap 15 hari.

## f.  Analisis Data
Analisis  data  dilakukan  dengan menghitung  nilai  rataan  dari  hasil  data pengujian  yang  dilaksanakan  pada masing-masing  tahapan  penyusunan formulasi biopestisida.

## HASIL DAN PEMBAHASAN
a.  Pertumbuhan  dan  seleksi T. asperellum pada berbagai substrat
Berdasarkan  perhitungan  jumlah konidia  pada  media  PDB,  cendawan T. asperellum telah  memenuhi  syarat sebagai  inokulum  untuk  bisa  ditanam pada substrat padat yaitu 1,08 x 10 9 .  Pada uji  lima  substrat  padat  nampak  pertum- buhan cendawan sampai hari ke-7 belum maksimal  sehingga  inkubasi  dilanjutkan sampai  hari  ke-15.    Hal  ini  terlihat  dari masih nampaknya butiran biji yang belum masif  terhubungkan  oleh  miselium cendawan.  Meskipun demikian, pada hari ke-7  substrat  tetap  dikocok  dalam  botol untuk memutar substrat sehingga di sisa
masa inkubasi seluruh substrat dapat di- tumbuhi oleh miselium cendawan. Penga- dukan  juga  bertujuan  memberikan  oksi- gen bebas.
Inkubasi  cendawan T.  asperellum dihentikan  pada  umur  15  hari  atau  saat seluruh  permukaan  substrat  ditumbuhi cendawan,  dan  seluruh  substrat  terlihat menjadi  1  massa  yang  masif.  Meskipun pada  hari  ke-7  dilakukan  pengocokan substrat  yang  mengakibatkan  substrat menjadi  terpisah-pisah,  tetapi  setelah hari  ke-15,  substrat  tersebut  bersatu kembali membentuk massa yang menunjukkan  bahwa  cendawan  masih tumbuh (Gambar 2).
Gambar 2. Pertumbuhan T. asperellum dalam berbagai  substrat  padat  pada  15  hari  masa inkubasi menunjukkan perbedaan persentase penutupan oleh konidia (A : Beras 100%; B : Beras : Jagung (50% : 50%; C : Beras : Jagung (75% : 25%); D : Beras : Jagung (25% : 75%); E : Jagung 100%)
Kualitas  suatu  formula  cendawan dapat  ditentukan  berdasarkan  beberapa kriteria diantaranya mengandung konidia hidup  minimal  10 5 Colony  Forming  Unit (CFU)g -1 ,  dapat  disimpan  dalam  jangka waktu tertentu dan mudah diaplikasikan (Suwahyono, 2010).  Perhitungan jumlah konidia T.  asperellum pada  berbagai
A B C D E
substrat menunjukkan adanya perbedaan respon (Tabel 1).
Hasil uji optimasi substrat menun- jukkan bahwa semua substrat memenuhi syarat  untuk  perbanyakan T.  asperellum berdasarkan  jumlah  konidianya  yaitu  di atas 10 5 CFUg -1 (Suwahyono 2010).    Sub- strat  beras  100%  menghasilkan  jumlah
konidia  paling  banyak  yaitu  3  x  10 9 konidia g -1 (Tabel 1) sehingga berdasarkan  aspek  efisiensi  penggunaan biopestisida  maka  substrat  ini  dianggap paling baik untuk perbanyakan T. asperel- lum.
Tabel 1. Perhitungan jumlah konidia T. asperellum pada berbagai jenis substrat padat menunjukkan variasi 1) Konsentrasi Beras 100% Jagung 100% Beras:Jagung 75%:25% Beras:Jagung 25%:75% Beras:Jagung 50%:50% 10 5 TBUD TBUD 4,00 x 10 6 1,35 x 10 7 5,00 x 10 6 10 6 TBUD 9,00 x 10 7 1,00 x 10 7 2,00 x 10 7 0 10 7 2,50 x 10 9 3,00 x 10 8 0 0 0 10 8 3,50 x 10 9 0 0 0 0 Rataan 3,00 x 10 9 1,90 x 10 8 7,00 x 10 6 1,68 x 10 7 5,00 x 10 6
1) TBUD = Terlalu Banyak Untuk Dihitung
Dalam  pengembangan  formulasi agensia  pengendalian  hayati,  ada  3 parameter yang sangat penting yaitu air, hara,  dan  lingkungan  (Muslim  2019).
Jumlah masing-masing hara yang diperlukan untuk pertumbuhan cendawan  bervariasi,  namun  yang terpenting  adalah  nisbah  C/N.  Sebagian
dari karbon dalam cendawan akan hilang sebagai  CO 2 maka  jumlah  karbon  yang diperlukan  lebih  banyak  daripada nitrogen.    Nisbah  C/N  optimum  dalam fermentasi  adalah  20  atau  25  hingga  1. Semakin  tinggi  selisih  jumlah  nitrogen dari optimum maka akan semakin lambat proses fermentasi berlangsung (Arbianto,
1995). Manfaat utama dari suatu substrat adalah menyediakan nutrisi bagi
mikroba.  Substrat  tersebut  harus  memi- liki  suplai  elemen  minimum  yang  diper- lukan  untuk  menyusun  materi-materi seluler  serta  jumlah  minimum  dari  ele- men tertentu yang masuk ke dalam aktivi- tas metabolik organisme sebagai sumber energi atau unsur pokok enzim (Arbianto, 1995).
Beras  nampak  lebih  mampu mendukung  pertumbuhan T.  asperellum daripada jagung karena memiliki
kandungan  karbohidrat  lebih  tinggi  dan protein  lebih  rendah  daripada  jagung (Tabel 2) sehingga nisbah C/N nya lebih tinggi.    Selain  rendahnya  nisbah  C/N dalam jagung, kandungan karbohidratnya juga  tidak  siap  untuk  digunakan  oleh cendawan  secara  umum  (Arbianto, 1995).
Tabel  2.  Komposisi  kimia  jagung  dan  beras (per 100 g bahan kering) Komponen Jagung Beras Air (g) 10.00 12.00 Kalori (kJ) 1528 1528 Protein (g) 9.40 7.10 Lemak (g) 4.74 0.66 Karbohidrat (g) 74.00 80.00 Serat (g) 7.30 1.30 Gula (g) 0.64 0.12 Mineral Kalsium (mg) 7.00 28.00 Besi (mg) 2.71 0.80 Magnesium (mg) 127.00 25.00 Mangan(mg) 0.49 1.09 Vitamin B1 (mg) 0.39 0.07 A (IU) 214.00 0 E (mg) 0.49 0.11 Sumber: USDA (2016) Natalia et  al. (2014)  yang
melakukan  uji  penambahan  bahan organik pada biakan Trichoderma dengan molase,  tepung  ketan  putih  dan  tepung jagung  melaporkan  bahwa  penambahan tepung jagung memiliki efek penghambatan terendah terhadap pertumbuhan cendawan patogen
Sclerotium rolfsii pada kacang tanah.  Hal ini  disebabkan  karena  pertumbuhan Trichoderma yang  kurang  baik  pada media  tepung  jagung  dibandingkan  dua media lainnya.
Efektivitas  beras  sebagai  substrat formulasi Trichoderma juga  dinyatakan oleh  Mahdizadehnaraghi et  al. (2015) pada uji pengendalian penyakit white rot pada  bawang putih.    Hasil  menunjukkan bahwa  bioformulasi  dengan  bahan organik  (beras)  lebih  efektif  daripada dengan bahan anorganik (talk). Bioformulasi menggunakan beras ini juga
sama efektifnya terhadap penghambatan penyakit dengan fungisida  Carbendazim. Kecenderungan  efektivitas  penggunaan beras  sebagai  substrat  juga  pernah dilaporkan oleh Kakvan et al . (2013) dan Samavat et al. (2014).
b. Konsistensi perbanyakan T. asperellum pada  substrat  padat terseleksi
Jumlah  konidia  cendawan T. asperellum telah memenuhi syarat untuk bisa  ditanam  pada  substrat  padat  yaitu 6,25  x  10 9 konidia  mL -1 .    Uji  konsistensi dilakukan  pada  substrat  beras  100% karena T.  asperellum menghasilkan jumlah konidia paling banyak pada jenis substrat  tersebut.      Uji  konsistensi  sub- strat  ini  dilakukan  untuk  membuktikan bahwa  jumlah  konidia  yang  diperoleh pada kegiatan optimasi tidak dipengaruhi secara  langsung  oleh  faktor  pengerjaan atau kesalahan teknis.
Substrat  beras  100%  dianggap konsisten  untuk  perbanyakan  cendawan apabila konidia yang terbentuk dari hasil perbanyakan  cendawan  pada  substrat tersebut  berjumlah  tidak  jauh  berbeda dengan  jumlah  konidia  yang  terbentuk pada uji optimasi substrat yaitu kisaran 3 x  10 9 konidia/gram  (Tabel  1).    Hasil perhitungan menunjukkan substrat beras 100% pada uji konsistensi menghasilkan 7,88 x 10 9 konidia/gram (Tabel 3).   Hal ini  menunjukkan  bahwa  substrat  beras 100% mampu secara konsisten
mempertahankan  konsentrasi  konidia T. asperellum seperti  saat  uji  optimasi substrat.    Hasil  tersebut  lebih  tinggi daripada  hasil  optimasi  substrat  dimana pada  tahapan  tersebut  beras  100% menghasilkan  jumlah  konidia  3  x  10 9
konidia  g -1 (Tabel  1)  meskipun
perbedaannya  tidak  terlalu  signifikan karena masih pada kisaran 10 9 .
Perbedaan  tersebut  diduga  disebabkan oleh  sumber  inokulum  yang  berbeda dengan  jumlah  konidia  awal  yang  ber- beda  pula  sehingga  menyebabkan perbedaan laju pertumbuhan T. asperellum dalam substrat.
Tabel 3. Perhitungan jumlah konidia T. asperellum pada substrat beras 100% 1) Konsentrasi Jumlah Konidia Rataan Ulangan 1 Ulangan 2 10 -5 TBUD TBUD TBUD 10 -6 TBUD TBUD TBUD 10 -7 1,95  x  10 9 2,30  x  10 9 2,13  x  10 9 10 -8 7,00  x  10 9 6,00  x  10 9 6,50  x  10 9 10 -9 1,00  x 10 10 2,00  x 10 10 1,50  x 10 10 Rataan 7,88  x  10 9 1) TBUD = Terlalu Banyak Untuk Dihitung c. Konsistensi perbanyakan T.
asperellum pada skala produksi
Jumlah  konidia T.  asperellum telah
memenuhi syarat sebagai inokulum yaitu 1,02 x 10 10 konidia mL -1 .  Uji konsistensi
selanjutnya  pada  volume  yang  lebih banyak ( scaling up) menunjukan
konsistensi  jumlah  konidia  dengan  hasil uji optimasi substrat dan uji konsistensi. Jumlah konidia T. asperellum pada uji scal- ing up substrat beras 100% adalah 7,95 x 10 9 konidia  g -1 (Tabel  4).  Hasil  tersebut hampir sama dengan hasil uji konsistensi yaitu 7,88 x 10 9 konidia g -1 (Tabel 3).
Uji scaling up dilakukan
menggunakan  500  gram  beras  100%. Jumlah 500 gram substrat ini merupakan hasil uji coba sebelumnya. Masing-masing plastik  hanya  diisi  dengan  500  gram
substrat,  sehingga  memudahkan  kalku- lasi  jumlah  plastik  yang  digunakan  saat produksi kelak.
Tabel  4.    Perhitungan  jumlah  konidia T. asperellum pada  perbanyakan  uji konsistensi scaling up 11) Konsentrasi Jumlah Konidia 10 -5 TBUD 10 -6 TBUD 10 -7 1,85  x   10 9 10 -8 7,00  x   10 9 10 -9 1,50  x 10 10 Rataan 7,95  x  10 9 1) TBUD = Terlalu Banyak Untuk Dihitung Pengadukan bertujuan untuk meratakan  pertumbuhan  cendawan  di seluruh  bagian  substrat,  memberikan pertukaran oksigen bebas dan memelihara kelembaban.  Oksigen bebas dan  kelembaban  merupakan  faktor pembatas  yang  sangat  mempengaruhi keberhasilan  suatu  fermentasi  koji  atau
fermentasi  substrat  padat  (Arbianto, 1995). Oksigen bebas pada perbanyakan scaling  up diperoleh  dari  lubang-lubang kecil  yang  sengaja  dibuat  pada  plastik, sedangkan  kelembaban  dapat  dijaga karena  pada  saat  pengadukan,  uap  air yang  terbentuk  di  dinding  bagian  dalam plastik  sebagai by  product metabolisme cendawan  tercampur  kembali  dengan substrat.    Sama  halnya  dengan  dua  uji sebelumnya,  pemberian  kondisi  gelap pada  perbanyakan  skala  produksi bertujuan  agar  pertumbuhan  cendawan dapat berlangsung lebih optimum karena kondisi  gelap  akan  menunjang  proses sporulasi  cendawan  (Casas-Flores  dan Herrera-Estrella, 2013).
Berdasarkan  pengamatan  visual, laju  pertumbuhan T.  asperellum lebih cepat  pada  perbanyakan  skala  produksi dibandingkan  pada  uji  optimasi  dan  uji konsistensi.  Pertumbuhan  misselium cendawan T. asperellum pada dua uji ter- sebut terbentuk  mulai  hari  ke-3,  tetapi pada  uji scaling  up ,  semua  permukaan substrat  sudah  dipenuhi  oleh  misselium pada  hari  ke-2.  Laju  pertumbuhan  yang lebih  cepat  ini  diduga  dipengaruhi  oleh lebih  banyaknya  oksigen  bebas.  Pada  uji optimasi dan uji konsistensi,
perbanyakan  dilakukan  di  dalam  labu erlenmeyer  dengan  mulut  tersumbat kapas  sehingga  oksigen  bebas  yang tersedia relatif terbatas, sedangkan pada perbanyakan skala produksi dilakukan di
dalam plastik tahan panas yang dilubangi sehingga  memudahkan  oksigen  bebas untuk berpenetrasi ke dalam substrat.
Laju  pertumbuhan  cendawan  yang lebih  cepat  pada  uji scaling  up juga mempengaruhi  proses  pembentukan konidia  atau  sporulasi.    Konidia T. asperellum terbentuk di hari ke-8 pada 2 uji sebelumnya, sedangkan pada uji scal- ing up , konidia sudah terbentuk di hari ke- 3.  Pembentukan  konidia  berkorelasi
positif dengan laju pertumbuhan
cendawan  (Griffin,  1996).      Hal  ini disebabkan  karena  laju  pertumbuhan yang cepat akan mempercepat akhir fase eksponensial  dan  segera  memasuki  fase stasioner.  Pada  fase  stasioner  ini  tidak ada  lagi  pertumbuhan  massa  cendawan dan  cendawan  akan  membetuk  konidia sebagai proses lanjut dari pertumbuhan.
Hubungan antara laju pertumbuhan  yang  cepat  dan  proses sporulasi  juga  berkaitan  dengan  strategi yang dilakukan dalam proses pertumbuhan  cendawan.  Pada  awal pertumbuhan, cendawan akan
melakukan  strategi  G  ( Growth )  sampai akhir fase eksponensial setelah itu ketika cendawan  mulai  memasuki  fase  Sta- sioner,  cendawan  akan  melakukan strategi  R  ( Reproductive )  yaitu  dengan cara membentuk konidia (Griffin, 1996).
Proses sporulasi cendawan pada uji scaling  up sudah  mulai  terjadi  pada  hari ke-3  tetapi  belum  maksimal  karena
tujuan akhir dari perbanyakan cendawan tersebut  adalah  produksi  konidia.  Oleh
karena  itu  harus  dilakukan  “manipulasi” agar konidia yang sudah mulai terbentuk dapat berkecambah kembali dan
membentuk massa miselium. Manipulasi dilakukan  melalui  proses  pengadukan. Selain memberikan suplai oksigen bebas, pengadukan  juga  dapat  menghancurkan substrat yang sudah diikat satu sama lain oleh  miselium  cendawan,  memberikan kelembaban dan menambah luas permukaan substrat untuk perkecambahan konidia. Proses pengadukan yang dilakukan setiap  hari  setelah  hari  ke-3  diharapkan akan memperbanyak jumlah konidia yang dihasilkan pada akhir proses
perbanyakan.    Perbanyakan  cendawan skala  produksi  dalam  substrat  beras 100%  dihentikan  setelah  hari  ke-15 dimana  pada  umur  tersebut  jumlah konidia  yang  terdapat  di  dalam  substrat sudah  mencukupi  untuk  digunakan sebagai biopestisida (Gambar 3).
d.  Daya  simpan T.  asperellum yang diperbanyak pada beras 100%
Perbanyakan cendawan T. asperellum sebagai  bahan  aktif  dalam formulasi  biopestisida  mengandalkan proses sporulasi dari cendawan tersebut.
Bagian yang dimanfaatkan dari cendawan yang  diformulasi  sebagai  biopestisida adalah konidianya dan bukan miseliumnya,  sehingga  apabila  massa miselium berlimpah tetapi tidak menghasilkan  konidia  yang  cukup  maka biopestisida tersebut tidak terlalu efektif. Kondisi  lingkungan  selama  proses inkubasi diarahkan untuk proses sporulasi cendawan. Keuntungan
menggunakan  konidia  cendawan  pada formulasi  biopestisida  adalah  bentuknya yang stabil dan tidak terlalu terpengaruh oleh  perubahan  lingkungan  (Wahyudi, 2008).  Selain  itu  konidia  juga  memiliki viabilitas lebih lama sehingga menguntungkan  dalam  penyimpanan (Soe dan de Costa, 2012).
Tabel 5.  Perhitungan jumlah konidia T. asperellum pada masa penyimpanan 1) Pengenceran Hari Penyimpanan ke- 15 30 45 60 75 90 105 -4 TBUD TBUD TBUD TBUD TBUD TBUD TBUD -5 8.65x10 7 7.90 x10 7 5.00x10 7 4.45x10 7 3.60x10 7 2.50x10 7 1.90x10 7 -6 5.50x10 8 4.85 x10 8 3.85 x10 8 3.00 x10 8 2.90 x10 8 1.60 x10 8 1.00 x10 8 -7 4.05x10 9 2.25 x10 9 1.90 x10 9 1.92 x10 9 9.50 x10 8 8.00 x10 8 3.00 x10 8 -8 2.45x10 10 1.50 x10 10 1.40 x10 10 9.00 x10 9 1.20 x10 8 2.50 x10 8 0.00 Rataan 7.30 x10 9 4.45 x10 9 4.08 x10 9 2.82 x10 9 3.49 x10 8 3.09 x10 8 1.05 x10 8 Keterangan : 1) TBUD = Terlalu Banyak Untuk Dihitung
Pengujian  daya  simpan  dilakukan
untuk  mengetahui  masa  simpan T. asperellum yang  diperbanyak  dalam substrat  beras  100%.    Hasil  pengujian menunjukkan  bahwa  sampai  105  hari setelah penyimpanan (Tabel 5), konsentrasi  konidia T.  asperellum masih
berada di atas ambang batas konsentrasi konidia sebagai produk biopestisida yaitu 1  x  10 5 konidia  g -1 biopestisida (Suwahyono, 2010).   Penurunan jumlah konidia  selama  penyimpanan  terjadi karena  keterbatasan  hara  yang  terdapat pada  substrat  untuk  pertumbuhan cendawan (Waites et al., 2009).
Gambar 3. Pertumbuhan T. asperellum dalam substrat  beras  100%  pada  15  hari  masa inkubasi  saat  di  dalam  plastik,  setelah dikeringkan dan diserbukkan

## SIMPULAN
Berdasarkan  hasil  uji  optimasi  substrat, uji  konsistensi  dan  uji scaling  up T. asperellum, maka beras 100% direkomendasikan  untuk  digunakan sebagai  substrat  padat  pada  formulasi biopestisida T. asperellum .  Substrat padat ini  mampu  mendukung  pertumbuhan T. asperellum dengan  baik  dilihat  dari produksi  konidianya  (>10 5 konidia/g substrat)  dan  bersifat  stabil  sampai  105 hari setelah simpan.

## UCAPAN TERIMAKASIH
Penulis  mengucapkan  terimakasih kepada  PT  Perkebunan  Nusantara  XII Kediri,  Jawa  Timur  atas  bantuannya dalam pengumpulan sampel Trichoderma . Kegiatan  ini  didanai  oleh  program  DIPA Pusat Teknologi Produksi Pertanian BPPT berjudul “ Optimasi  Teknik  Budidaya Kakao  Melalui  Manajemen  Pengendalian Hama Penyakit Terpadu”.

## DAFTAR PUSTAKA
Arbianto, P. (1995). The microbial ecologycal approach in the traditional fermentation process. Prosiding  Simposium  Sehari Pengembangan  Industri  Makanan  dari
Kedelai . Jakarta, 23 September 1995.
Atanasova,  L.  (2014).  Ecophysiology  of Trichoderma in  genomic  perspective.  In Gupta et al . (Eds). Biotechnology and Bi- ology of Trichoderma. pp. 25-40. Amster- dam, The Netherlands: Elsevier.
Casas-Flores, S., Herrera-Estrella, A., Mukherjee,  P.,  Horwitz,  B.,  &  Singh,  U. (2013).  The  influence  of  light  on  the biology of Trichoderma . In Mukherjee et al .  (Eds.). Trichoderma:  Biology  and  Ap- plications. pp 43-66. CABI. Cumagun, C. J. R. (2014). Advances in formu- lation  of Trichoderma for  biocontrol.  In Gupta et al . (Eds). Biotechnology and Bi- ology of  Trichoderma. pp.  527-531.  Am- sterdam, The Netherlands: Elsevier. de  los  Santos-Villalobos,  S., Guzmán-Ortiz,  D. A.,  Gómez-Lim,  M.  A.,  Délano-Frier,  J.  P., de-Folter, S., Sánchez-García, P., & Peña- Cabriales,  J.  J.  (2013).  Potential  use  of Trichoderma asperellum (Samuels, Liech- feldt  et  Nirenberg)  T8a  as  a  biological control  agent  against  anthracnose  in mango  ( Mangifera  indica L.). Biological Control , 64 (1), 37-44.
El_Komy,  M.  H.,  Saleh,  A.  A.,  Eranthodi,  A.,  & Molan,  Y.  Y.  (2015).  Characterization  of novel Trichoderma asperellum isolates to select effective biocontrol agents against
tomato  Fusarium  wilt. The  Plant  Patho- logy Journal , 31 (1), 50.
Griffin, D. H. (1996). Fungal physiology . John New York, USA: Wiley & Sons. Jin, X., & Custis, D. (2011). Microencapsulating aerial conidia of Trichoderma harzianum through  spray  drying  at  elevated  tem- peratures. Biological Control , 56 (2), 202- 208.
Kakvan N., Heydari A., Zamanizadeh H.R., Re- zaee S., Nraghi L. (2013). Development of new bioformulations using Trichoderma and Talaromyces fungal  antagonists  for biological control of sugar beet damping- off  disease.  C rop  Protection, 53 (1),  80 – 84.
Kumar, G., & Sarma, B.K. (2016). Ecofriendly management  of  soil-borne  plant  patho- gens  through  plant  growth  promoting rhizobacteria. SATSA  Mukhapatra - An- nual Technical Issue, (20), 167-171.
Li, Y., Sun, R., Yu, J., Saravanakumar, K., & Chen,
J.  (2016).  Antagonistic  and  biocontrol potential  of Trichoderma  asperellum
ZJSX5003  against  the  maize  stalk  rot pathogen Fusarium graminearum . Indian journal of microbiology , 56 (3), 318-327. Mahdizadehnaraghi,  R.,  Heydari,  A.,  Zamani- zadeh, H. R., Rezaee, S., & Nikan, J. (2015). Biological control of garlic (Allium) white rot  disease  using  antagonistic  fungi- based  bioformulations. Journal  of  Plant Protection Research , 55 (2), 136-141. Mbarga, J. B., Ten Hoopen, G. M., Kuaté, J., Adi- obo, A., Ngonkeu, M. E. L., Ambang, Z., ... & Begoude,  B.  A.  D.  (2012). Trichoderma asperellum : A potential biocontrol agent for Pythium  myriotylum ,  causal  agent  of cocoyam  ( Xanthosoma  sagittifolium ) root rot disease in Cameroon. Crop Pro- tection , 36 , 18-22.
Muslim, A. (2019). Pengendalian hayati pato- gen  tanaman  dengan  mikroorganisme antagonis .  Palembang,  Indonesia:  Unsri Press.
Natalia, A. G., Aeny, T. N., & Prasetyo, J. (2014). Uji keefektifan Trichoderma Spp. dengan bahan  campuran  yang  berbeda  dalam menghambat  pertumbuhan Sclerotium Rolfsii penyebab penyakit rebah kecam- bah  pada  kacang  tanah. Jurnal  Agrotek Tropika , 2 (3).
Oliveira,  D.  G.  P.,  Pauli, G.,  Mascarin,  G.  M.,  & Delalibera,  I.  (2015).  A  protocol  for  de- termination  of  conidial  viability  of  the fungal  entomopathogens Beauveria  bas- siana and Metarhizium  anisopliae from commercial products. Journal of microbi- ological methods , 119 , 44-52. Rivera-Méndez, W., Obregón, M., Morán-Diez, M.  E.,  Hermosa,  R.,  &  Monte,  E.  (2020). Trichoderma  asperellum biocontrol  ac- tivity and induction of systemic defenses against Sclerotium  cepivorum in  onion plants under tropical climate conditions. Biological Control , 141 , 104145. Rosmana,  A.,  Kuswinanti,  T.,  Asman,  A., Mandy, Y. I., Muhayang, M. T., & Kesia, A. M. (2018). Composted plant residues im- prove control capability of Trichoderma asperellum against  vascular  streak  die- back  disease  on  cacao. Int.  J.  Agric.  Biol ,
20 , 1795-1800.
Samavat S., Heydari A., Zamanizadeh H.R., Re- zaee  S.,  Alizadeh  Aliabadi  A.  (2014).  A comparison between Pseudomonas aure- ofaciens ( chlororaphis ) and P. fluorescens in  biological  control  of  cotton  seedling damping-off disease. Journal of Plant Pro- tection Research, 54 (2), 115 – 121. Singh, A., Sarma, B. K., Singh, H. B., & Upadh- yay,  R.  S.  (2014). Trichoderma :  a  silent worker of plant rhizosphere. In Gupta et al .  (Eds). Biotechnology  and  Biology  of Trichoderma. pp.  533-542.  Amsterdam, The Netherlands: Elsevier. Singh, A., Srivastava, S., & Singh, H. B. (2007). Effect of substrates on growth and shelf life of Trichoderma harzianum and its use in  biocontrol  of  diseases. Bioresource technology , 98 (2), 470-473.
Singh, B. N., Singh, A., Singh, S. P., & Singh, H. B.
(2011).  Reprogramming  of  oxidant  and antioxidant metabolites in root apoplast of sunflower by Trichoderma harzianum NBRI  1055  against Rhizoctonia  solani . Eur. J. Plant Pathol , 131 , 121-134. Soe, K. T., & De Costa, D. M. (2012). Develop- ment  of  a  spore-based  formulation  of microbial  pesticides  for  control  of  rice sheath  blight. Biocontrol  Science  and Technlogy , 22 (6), 633-657. Suwahyono,  U.  (2010). Biopestisida,  cara membuat  dan  petunjuk  penggunaan .  Ja- karta, Indonesia: Penebar Swadaya.
USDA.  (2016). Nutrient  data  laboratory .
United States Department of Agriculture
[Internet]. https://ndb.nal.usda.gov// Wahyudi,  P.  (2008).  Enkapsulasi  propagul jamur  entomopatogen Beauveria  bassi- ana menggunakan  alginat  dan  pati  ja- gung  sebagai  produk  mikoinsektisida. Jurnal Ilmu Kefarmasian Indonesia , 6 (2), 51-56. Waites, M. J., Morgan, N. L., Rockey, J. S., & Hig- ton,  G.  (2009). Industrial  microbiology: an introduction . New Jersey, USA: Wiley
Blackwell.
Wang, C., & Zhuang, W. Y. (2019). Evaluating effective Trichoderma isolates  for  bio- control of Rhizoctonia solani causing root rot of Vigna unguiculata . Journal of Integ- rative Agriculture , 18 (9), 2072-2079. Wijaya  I,  Oktarina,  Virdanuriza  M.  (2011). Pembiakan  massal  jamur Trichoderma spp.  pada  beberapa  media  tumbuh  se- bagai agen hayati pengendalian penyakit tanaman [Internet]. Agritrop Jurnal Ilmu- ilmu  Pertanian , 87-92. http://digilib.un- muhjember.ac.id [Diakses  20  Oktober 2020] Wu, Q., Sun, R., Ni, M., Yu, J., Li, Y., Yu, C., ... & Chen, J. (2017). Identification of a novel fungus, Trichoderma asperellum
GDFS1009,  and  comprehensive  evalua- tion  of  its  biocontrol  efficacy. PloS  one ,
12 (6), e0179957.