e- Jurnal Rekayasa dan Teknologi Budidaya Perairan
Volume VIII No 1 Oktober 2019 p-ISSN: 2302-3600, e-ISSN: 2597-5315

## THE EFFECTS OF AMETHYST Datura metel (LINN, 1753) LEAVES EXTRACT AS AN ANESTHETIC AGENT ON HAEMATOLOGICAL CONDITION OF TILAPIA Oreochromis niloticus (LINN,1758) FRY
Revita Syefti Palmi* 1 , Indra Gumay Yudha, dan Wardiyanto* 2

## ABSTRACT
Anesthetic  method  is  an  important  component  to  support  the  activities  of transporting  live  fish  from  one  place  to  another  for  a  long  period  of  time.  Cost efficiency and effectiveness of anesthetic ingredients that not cause residues in fish are factors to  beconsidered as an anesthetic. Aim of this research is to  study the effect  of  subletal  concentration  of  amethyst  leaf  extract  on  the  hematological conditions  of  tilapia  fry  after  transporting  on  wet  transportation  systems.  The research procedure was through the amethyst leaf extract toxicity test series (LC50- 96 hours) to determine its sublethal concentration by 20% (0,297 ml/l), 30% (0,445 ml/l) and 40% (0,594 ml/l) of the LC50 value. The measured parameters are clinical symptoms,  period  of  fainting  and  conscious  recovery,  hematological  analysis, survival rate, and water quality. The results showed the concentration of amethyst leaf extract had an effect (P<0,05) on the period of fainting and the hematological component after transportation simulation. Results of water quality measurement showed the parameters of pH at 6 and ammonia 0,04 mg/l are not at the optimum value when fish transportation occur. The recommended concentration of amethyst leaf extract for use as an anesthetic agent is 0,445 ml/l.
Keywords:  anesthesia,  transportation,  subletal,  hematological  analysis, extraction
Pendahuluan Transportasi ikan hidup merupakan  salah  satu  mata  rantai dalam  usaha  perikanan,  sehingga dibutuhkan  teknik  yang  mendukung pendistribusian  ikan  ke  berbagai lokasi  budidaya.  Kendala  dalam distribusi ikan, antara lain benih ikan mengalami  stres  selama  transportasi yang berakibat pada kematian. Upaya
1 E-mail: revitaspalmi@gmail.com
2 Jurusan Perikanan dan Kelautan, Fakultas Pertanian, Universitas Lampung Jl. Prof. S. Brodjonegoro No.1 Gedong Meneng Bandar Lampung, 35145
yang dapat dilakukan untuk menanggulangi  kondisi  stres  pada ikan selama transportasi salah satunya adalah dengan anestesi. Anestesi bekerja dengan merelaksasi  otot  dan  menghentikan refleks otonom dengan masih mempertahankan fungsi respirasi dan kardiovaskular (Saputra, 2013). Proses  pemingsanan  menggunakan bahan  anestesi  bereaksi  dengan
berpindahnya  bahan  anestesi  dari lingkungan  ke  organ  pernapasan melalui proses difusi yang menyebabkan  terjadinya  penyerapan bahan  anestesi  ke  dalam  darah danbersirkulasi di dalam darah sehingga  menyebar  keseluruh  tubuh (Anderson dan Siwick, 2011). Beberapa tanaman yang berfungsi sebagai bahan anestesi pada ikan, seperti akar tuba yang mengandung senyawa rotenone (Gamalael,  2006),  daun  bandotan yang  mengandung  minyak  atsiri  dan saponin  (Pratama,  2016),  biji  karet yang mengandung sianogenik
glukosida atau linamarin yang
tergolong dalam alkaloid (Sukmiwati dan  Sari,  2007),  tanaman  kecubung yang mengandung senyawa alkaloida tropan  berupa  antropin,  hyosiamin dan skopolamin  yang sangat  beracun (Katno, 2006).
Tanaman  kecubung  mengan- dung  senyawa  aktif  alkaloida  yang dapat  digunakan  untuk  menganestesi ikan  dan  senyawa  ini  terkandung  di seluruh  organ  dari  daun,  akar,  biji, bunga,  dan  buah  dengan  konsentrasi yang  bervariasi.  Daun  kecubung muda  lebih  banyak  mengandung racun dibandingkan dengan daun tua, sehingga penggunaannya ber- pengaruh nyata terhadap kadar glukosa  darah  ikan  mas  ( Cyprinus carpio ).  Isolasi  senyawa  alkaloid pada  tanaman  kecubung  menghasil- kan  komponen  kristal  metil  yang mempunyai efek relaksaksi pada otot lurik (Harahap, 2014). Menurut Adha (2013),  penggunaan  biji  kecubung untuk anestesi induk ikan lele dumbo ( Clarias  gariepinus) lebih  baik dibandingkan  dengan  menggunakan ekstrak  daun  kecubung  terhadap waktu  pingsan  dan  pulih  sadar.
Ekstrak kasar daun kecubung berpengaruh nyata terhadap hematologi  ikan  nila  yang  diinfeksi bakteri Aeromonas hydrophila (Yusriyah, 2017) . Analisis tentang kondisi hematologi benih ikan yang dianestesi menggunakan ekstrak daun kecubung diperlukan untuk mengetahui  kondisi  kesehatan  ikan, dan  menentukan  konsentrasi  optimal yang diharapkan dapat menjadi bahan anestesi alami alternatif yang efektif, ekonomis serta efisien untuk transportasi ikan.

## Metode
Penelitian ini dilaksanakan pada  bulan  Mei  –  Juni  2018  di Laboratorium  Budidaya  Perikanan, Jurusan  Perikanan  dan  Kelautan, Fakultas Pertanian, Universitas Lampung.  Alat  dan  bahan  yang digunakan  dalam  penelitian  ini  yaitu benih  ikan  nila  ukuran  8  –  10  cm, daun  kecubung,  etanol  96%,  larutan hayem ,  larutan turk ,  larutan  EDTA,
HCl 0,1 N, akuarium ukuran 40x30x30  cm 3 , styrofoam ,  plastik polyetilen ,  jarum  suntik,  tabung eppendorf , hemacytometer ,  tabung mikrohematokrit , glukose meter , pipet sahli dan tabung Hb, mikroskop,
sentrifuge ,  termometer,  pH-meter, dan DO-meter. Daun kecubung diekstrak meng-gunakan metode maserasi.
Daun  kecubung  basah  Sebanyak 4.200  g  dikeringanginkan,  kemudian daun  kecubung  yang  telah  kering dirajang  halus  dan  direndam  larutan etanol 96% selama 72 jam. Hasil dari perendaman  kemudian  disaring  dan dipekatkan menggunakan vakum rotary  evaporator .  Ekstrak  yang
dihasilkan  berupa  larutan  kental  & siap diuji tingkat efektivitasnya.
Uji pendahuluan untuk mengetahui nilai konsentrasi ambang atas  dan  ambang  bawah.  Pada  uji pendahuluan menggunakan 5 konsentrasi dan 3 ulangan. Konsentrasi  yang  digunakan  untuk masing-masing perlakuan mengguna- kan rumus logaritmik yaitu 100, 10, 1, 0,1,  dan  0,01  ppm,  kemudian dilakukan uji konsentrasi letal (LC 50 - 96 jam) yang menyebabkan kematian ikan uji sebanyak 50% selama 96 jam. Pada uji ini menggunakan 5 konsentrasi  yang  didapatkan  dari perhitungan nilai hasil uji pendahuluan,  hasil  pengujian  selama uji  toksisitas  berupa  data  mortalitas ikan,  selanjutnya  untuk  simulasi transportasi menggunakan konsentrasi  subletal  dengan  estimasi di  bawah  50%  dari  uji  LC 50 -96  jam yang dihitung melalui analisis probit. Penelitian  ini  terdiri  dari  4 perlakuan  dan  3  ulangan  dengan konsentrasi  subletal  20%,  30%,  dan 40%  dari  nilai  LC 50 ,  selanjutnya dilakukan simulasi transportasi.
Prosedur simulasi transportasi adalah dengan  memuasakan  benih  ikan  nila selama  24  jam  kemudian  diberikan ekstrak daun kecubung sesuai dengan konsentrasi  pada  perlakuan  masing- masing, selanjutnya dilakukan pengemasan  dan  ditransportasikan selama 4 jam. Waktu yang dibutuhkan  untuk  pengadaptasian setelah  transportasi  yaitu  selama  24 jam  di  wadah  pemeliharaan  yang dilengkapi dengan aerasi yang cukup. Parameter penelitian yaitu gejala klinis, kecepatan waktu pingsan dan pulih sadar,
kelangsungan  hidup,  kualitas  air  dan analisis  hematologi  yang  meliputi,
perhitungan  persentase  hematokrit, jumlah sel darah merah dan sel darah putih,  diferensiasi  leukosit,  kadar hemoglobin,  dan  glukosa  darah. Analisis probit dan parameter penelitian  menggunakan  program
SPSS ver. 22.  Parameter  penelitian diuji  dengan  analisis  ragam  anova pada tingkat kepercayaan 95% untuk menentukan apakah perlakuan berpengaruh  nyata  pada  objek  uji, kemudian diuji lanjut dengan menggunakan  uji  beda  nyata  jujur (BNJ) untuk membandingkan seluruh pasangan  rata-rata  perlakuan  setelah uji  analisis  ragam.  Data  kualitas  air dianalisis secara deskriptif dan disajikan dalam bentuk tabulasi data, serta  pendataan  dalam  bentuk  tabel dan  grafik  menggunakan Microsoft Excel 2016.

## Hasil dan Pembahasan

## Toksisitas Ekstrak Daun Kecubung
Ekstrak  daun  kecubung  yang termasuk  dalam  kategori  toksik berdasarkan hasil pengujian (Tabel 1) terhadap  benih  ikan  nila  terdapat dalam ekstrak dengan konsentrasi 1,6 ml/l  yang  menyebabkan  kematian hingga  53,34%,  dan  konsentrasi  10 ml/l  menyebabkan  kematian  hingga 100%  dalam  waktu  96  jam.  Hasil perhitungan
median letal concentration (LC 50 )  selama  96  jam melalui  analisis  probit  didapatkan konsentrasi yang menyebabkan kematian benih ikan nila hingga 50% adalah  1,484  ml/l.  Sehingga  untuk pengujian gejala klinis saat transportasi  berupa  konsentrasi  di bawah subletal yaitu 0,297 ml/l, 0,445 ml/l,  dan  0,594  ml/l.  Berdasarkan Rhamadhan    (2015),  bahwa  ekstrak daun  kecubung  memiliki  tingkat
toksik  >2.000  ppm  atau  >2  ml/l. Menurut  Pratisari  (2010),  semakin tinggi  dosis  yang  diberikan  maka akan semakin banyak senyawa alkaloid  antropin,  saponin,  dan  tanin
yang  masuk  kedalam  tubuh  ikan, kandungan yg berlebih tersebut  akan bersifat  toksik  karena  meningkatkan asam laktat dalam darah.

## Tabel 1. Mortalitas benih ikan nila yang dipaparkan ekstrak daun kecubung selama 96 jam
Konsentrasi (ml/l) Jumlah mortalitas (ekor) tiap waktu pengamatan (jam) Total (ekor) Mortalitas (%) 24 48 72 96 0,2 - 1 - - 1 6,67 0,6 - 1 2 1 4 26,67 1,6 1 3 2 2 8 53,34 4 3 2 4 3 12 80,00 10 5 3 3 4 15 100,00
Gejala  Klinis,  Kecepatan  waktu pingsan, dan pulih sadar
Gejala  klinis,  kecepatan  waktu pingsan,  dan  pulih  sadar  ikan  yang dipaparkan  ekstrak  daun  kecubung ditampilkan pada Tabel 2. Konsentrasi yang memberikan waktu pingsan  tercepat  hingga  terlama dalam  proses  anestesi  berturut-turut yaitu 0,594 ml/l (P3) selama 17’41’’, 0,445  ml/l  (P2)  selama  34’06’’,  dan 0,297  ml/l  (P1)  selama  56’02’’. Gejala klinis yang terlihat pada waktu 0  –  15  menit  pemberian  konsentrasi subletal  terendah  yaitu  ikan  masih berada  dalam  kondisi  normal  berupa reaktif terhadap stimuli eksternal dan laju bukaan operkulum stabil, kemudian  memasuki  waktu  30  –  45 menit  ikan  mulai  memasuki  tahapan pingsan ringan ( light sedation )
dengan  gejala  berupa  kehilangan reaktivitas stimuli, bukaan operkulum
menurun namun keseimbangan masih terjaga, hingga tepat antara waktu 45 – 50 menit ikan telah memasuki tahap pingsan berat ( deep sedation ) berupa kehilangan keseimbangan dan reaktivitas stimuli secara total. Berdasarkan  hasil  uji  statistik pada tingkat kepercayaan 95% menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi  subletal  ekstrak  daun kecubung berpengaruh nyata terhadap kecepatan  waktu  pingsan  benih  ikan nila.  Gejala  yang  terjadi  sesuai dengan pernyataan Mustchler (2010), bahwa  senyawa  aktif  yang  terdapat pada  ekstrak  daun  kecubung  yaitu alkaloid  antropin  akan  langsung mempengaruhi  sistem  saraf  pusat dengan  menghambatnya,  sehingga menurunkan  frekuensi  jantung  yang ditandai  melalui  bukaan  operkulum dan reaktivitas terhadap stimuli yang berkurang.
Tabel  2.  Gejala klinis dan waktu  pingsan benih  ikan nila yang dianestesi  dengan ekstrak daun kecubung pada konsentrasi subletal
Perlakuan Waktu ke- (menit) Waktu Pingsan Berat* 0 – 15 15 – 30 30 – 45 45 – 60 P1 - - I II 56’02’’ a P2 - I II 34’06’’ b P3 I II 17’41’’ c Keterangan: (-)  = Normal
(I) = Pingsan ringan
(II) = Pingsan berat
* Huruf superscript yang berbeda menunjukkan hasil yang berbeda nyata (P<0,05)
Konsentrasi  yang  memberikan kecepatan  waktu  pulih  sadar  benih ikan nila tercepat hingga terlama yaitu pada  konsentrasi  0,297  ml/l  (P1) selama 8’37’’, 0,445 ml/l (P2) selama
14’54’’,  dan  0,594  ml/l  (P3)  selama 21’09’’. Gejala klinis dalam kecepatan waktu  pulih sadar tercepat selama  proses  pemulihan  memasuki tahapan  pulih  total  dalam  waktu  8 menit  dengan  gejala  klinis  berupa responsif terhadap stimuli  visual  dan dapat  berenang  untuk  menghindar, dan  pada  waktu  pulih  sadar  terlama melalui  tahapan  mulai  pulih  dengan gejala  berupa  keseimbangan  serta pergerakan  operkulum  yang  mulai normal  dan  kemudian  memasuki tahapan gejala klinis pulih total dalam waktu 21 menit (Tabel 3).
Berdasarkan  hasil  uji  statistik pada tingkat kepercayaan 95%
menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi  subletal  ekstrak  daun kecubung berpengaruh nyata terhadap kecepatan  waktu  pulih  sadar  benih ikan  nila.  Menurut  Setiawan  (2012) bahwa  semakin  tinggi  senyawa anestesi  yang  diberikan  pada  ikan, maka  pengaruh  senyawa  tersebut akan  semakin  meningkat.  Sehingga benih  ikan  nila  ketika  masuk  tahap pemulihan setelah transportasi membutuhkan  waktu  yang  relatif lama untuk menetralisir bahan anestesi  dan  mengaktifkan  kembali fungsi  jaringan  tubuhnya. Saat  benih ikan  nila  dipindahkan  ke  dalam  air media  baru  dan  diberi  aerasi,  maka insang  akan  mendifusikan  ekstrak daun kecubung yang ada dalam darah.
Tabel 3. Gejala klinis dan waktu pulih sadar benih ikan nila yang dianestesi dengan ekstrak daun kecubung pada konsentrasi subletal
Perlakuan Waktu ke- (menit) Waktu Pulih Total* 0 – 10 10 – 20 20 – 25 P1 II 8’37’’ a P2 I II 14’54’’ a P3 - I II 21’09’’ b
Keterangan: (-)  = Normal
(I) = Pingsan ringan
(II) = Pingsan berat
* Huruf superscript yang berbeda menunjukkan hasil yang berbeda nyata (P<0,05)
Tingkat Kelangsungan hidup (survival rate) Persentase  kelangsungan  hidup benih  ikan  nila  yang  dipaparkan ekstrak daun kecubung setelah simulasi  transportasi  yang  tertinggi hingga  terendah  berturut-turut  yaitu 90,00%  (P2),  86,67%  (P3),  76,67% (P1),  dan  73,33%  (K).  Persentase kelangsungan  hidup  benih  ikan  nila setelah  pemeliharaan  yang  tertinggi hingga  terendah  yaitu  83,33%  (P2), 73,33% (P3), dan 60,00% (P1 dan K) (Tabel  4).  Berdasarkan  hasil  uji statistik  pada  tingkat  kepercayaan 95% menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi  subletal  ekstrak  daun kecubung  tidak  berpengaruh  nyata terhadap  tingkat  kelangsungan  hidup benih  ikan  nila  setelah  transportasi dan setelah pemeliharaan.
Konsentrasi ekstrak daun kecubung  0,445  ml/l  dan  0,594  ml/l dapat mempertahankan kelangsungan hidup  benih  ikan  nila  dengan menurunkan laju respirasi dan metabolisme ikan hingga mengurangi tingkat kematian ikan selama transportasi.  Menurut  Hamid  (1980) transportasi  ikan  tergolong  berhasil apabila  jumlah  ikan  hidup  lebih  dari 90%. Pemuasaan ikan sebelum transportasi  dapat  menurunkan  kerja dari otot polos sehingga mempengaruhi  sistem  pencernaan
(Fujaya,  2004)  dan  menurut  Arindra (2007) bahwa suhu pengepakan 15  – 24 o C  dimaksudkan  untuk  menjaga kondisi  ikan  tetap  tenang  selama melewati fase panik dan mempertahankan  bahan  aktif  yang terkandung  dalam  bahan  anestesi lebih  lama  dalam  tubuh  ikan.  Waktu pembiusan yang lama akan mengakibatkan bahan anestesi terakumulasi pada otak dan
mengganggu  transmisi  impuls  dari otak  ke  insang.  Keadaan  tersebut dapat  mengganggu  atau  bahkan menghentikan  sirkulasi  darah  dari insang  ikan  nila  ke  otak  sehingga menyebabkan  kematian  (Setiawan, 2012).

## Tabel  4.  Kelangsungan  hidup  benih ikan nila
Perlakuan Tingkat Kelangsungan Hidup (%) Setelah transportasi Setelah pemeliharaan K 73,33 ± 0,12 a 60,00 ± 0,10 a P1 76,67 ± 0,06 a 60,00 ± 0,00 a P2 90,00 ± 0,10 a 83,33 ± 0,12 a P3 86,67 ± 0,06 a 73,33 ± 0,12 a *  Huruf superscript yang berbeda menunjukkan  hasil  yang  berbeda  nyata (P<0,05)

## Hematologi Benih Ikan Nila
Jumlah  sel  darah  merah  benih ikan  nila  setelah  trasnportasi  dari tertinggi  hingga  terendah  berturut- turut  yaitu  2,43x10 6 sel/mm 3 (K), 1,28x10 6 sel/mm 3 (P1),  0,61x10 6 sel/mm 3 (P2),  dan  0,36x10 6 sel/mm 3
(P3). Jumlah sel darah merah setelah pemeliharaan berturut-turut yaitu
1,55x10 6 sel/mm 3 (P3),  1,41x10 6 sel/mm 3 (P2),  dan  0,77x10 6 sel/mm 3 (K  dan  P1)  (Tabel  5).  Berdasarkan hasil  uji  statistik  pada  tingkat kepercayaan 95% menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi subletal ekstrak  daun  kecubung  berpengaruh nyata  terhadap  jumlah  sel  darah merah benih ikan nila pada perlakuan kontrol  dan  ikan  sebelum  pengujian. Lebih  tingginya  jumlah  sel  darah merah  ikan  pada  perlakuan  kontrol yang  tidak  diberikan  ekstrak  daun kecubung  menunjukkan  bahwa  ikan berada  dalam  kondisi  stres  selama proses transportasi berlangsung. Menurut  Wedemeyer  dan  Yasutake
(1996)  jumlah  sel  darah  merah  yang tinggi menandakan bahwa ikan dalam keadaan stres. Jumlah tersebut masih tergolong  dalam  kisaran  normal berdasarkan  Hartika et  al .  (2014), bahwa jumlah sel darah merah normal pada ikan nila berkisar 0,02 – 3,00 x 10 6 sel/mm 3 . Jumlah sel darah merah yang  rendah  pada  konsentrasi  yang diberikan  ekstrak  daun  kecubung menunjukkan bahwa ikan mengalami anemia.  Hal  ini  sesuai  dengan pernyataan dari Robert (1978) bahwa jumlah  sel  darah  merah  yang  rendah menunjukkan terjadinya anemia sehingga  dapat  diindikasikan  bahwa tubuh  ikan  mengadaptasikan  diri dengan  lingkungan  yang  terkandung senyawa  aktif  dengan  menstimulasi produksi sel darah putih dan mengurangi  jumlah  sel  darah  merah sebagai bentuk pertahanan tubuh.
Jumlah  sel  darah  putih  benih ikan  nila  setelah  trasnportasi  dari tertinggi  hingga  terendah  berturut- turut  yaitu  3,60x10 4 sel/mm 3 (P3), 3,22x10 4 sel/mm 3 (P2),  3,05x10 4 sel/mm 3 (P1),  dan  2,72x10 4 sel/mm 3
(K).  Jumlah  sel  darah  putih  setelah pemeliharaan berturut-turut yaitu 3,27x10 4 sel/mm 3 (P3),  3,15x10 4 sel/mm 3 (P2), 3,08x10 4 sel/mm 3 (P1), dan  3,03x10 4 sel/mm 3 (K)  (Tabel  5). Berdasarkan hasil uji statistik menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi  subletal  ekstrak  daun kecubung  tidak  berpengaruh  nyata terhadap jumlah sel darah putih benih ikan  nila  setelah  transportasi  dan setelah pemeliharaan. Menurut Hartika et  al. (2014),  kisaran  jumlah sel darah putih normal pada ikan yaitu 3,2 – 14,6x10 4 sel/mm 3 . Faktor-faktor yang mempengaruhi jumlah sel darah putih  adalah  kondisi  dan  kesehatan tubuh ikan hingga kondisi kualitas air.
Sel  darah  putih merupakan  sel  darah yang berperan dalam sistem kekebalan  tubuh  yang  membantu membersihkan tubuh dari benda asing yang  masuk  melalui  sistem  imun untuk melakukan adaptasi atau mensintesa  antibodi  (Moyle  dan Cech, 2004).
Kadar  hematokrit  benih  ikan nila setelah trasnportasi dari tertinggi hingga  terendah  berturut-turut  yaitu 28,06%  (K),  26,32%  (P1),  19,39% (P2),  dan  18,36%  (P3).  Kadar hematokrit setelah pemeliharaan berturut-turut  yaitu  36,74%  (P3),
32,21%  (P2),  29,80%  (P1),  dan 28,57%  (K)  (Tabel  5).  Seluruh persentase  rata-rata  tersebut  masih berada pada kisaran normal. Berdasarkan hasil uji statistik menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi  subletal  ekstrak  daun kecubung berpengaruh nyata terhadap kadar hematokrit benih ikan nila pada perlakuan  kontrol,  P1  dan  ikan sebelum  pengujian.  Menurut  Hardi (2011), kisaran persentase hematokrit normal  pada  ikan  nila  adalah  27,3  – 37,8%. Terjadinya penurunan persentase  hematokrit  disebabkan oleh  beberapa  faktor  seperti  terjadi infeksi atau akibat perubahan lingkungan  secara  cepat,  sehingga dapat  menurunkan nafsu makan ikan dan jumlah sel darah merah berkurang(Jawad et al., 2004).
Kadar  hemoglobin  benih  ikan nila setelah trasnportasi dari tertinggi hingga  terendah  berturut-turut  yaitu 12,08 G/% (K), 10,97 G/% (P1), 9,05
G/% (P2), dan 8,83 G/% (P3). Kadar hemoglobin  setelah  pemeliharaan berturut-turut  yaitu  7,20  G/%  (P3), 7,13  G/%  (P2),  6,67  G/%  (P1),  dan 6,12 G/% (K) (Tabel 5). Berdasarkan hasil uji statistik menunjukkan bahwa
pemberian konsentrasi
subletal ekstrak  daun  kecubung  berpengaruh nyata  terhadap  kadar  hemoglobin benih  ikan  nila  pada  perlakuan kontrol,  P1  dan  ikan  sebelum pengujian.  Menurut  Salasia et  al. (2001)  kadar  hemoglobin  normal pada ikan nila yaitu 5,05 – 8,33 G/%.
Rendahnya kadar hemoglobin berdampak pada jumlah oksigen yang rendah  dalam  darah.  Banyak  faktor yang mempengaruhi kadar hemoglobin di antaranya dapat mengindikasikan bahwa ikan terkena infeksi,  akibat  buruknya  kualitas  air dan  ikan  mengalami  perubahan lingkungan secara
mendadak (Dellman dan Brown, 1992).
Kadar glukosa darah benih ikan nila setelah trasnportasi dari tertinggi hingga  terendah  berturut-turut  yaitu 184  mg/dl  (K),  108  mg/dl  (P1),  98 mg/dl (P2), dan 61 mg/dl (P3). Kadar glukosa setelah pemeliharaan berturut-turut  yaitu 71 mg/dl  (K), 68 mg/dl  (P1),  67  mg/dl  (P2),  dan  63 mg/dl  (P3)  (Tabel  5).  Berdasarkan hasil uji statistik menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi subletal ekstrak  daun  kecubung  berpengaruh nyata  terhadap  kadar  glukosa  darah benih ikan nila saat setelah transportasi,  dan  pada  perlakuan kontrol  dan  ikan  sebelum  pengujian setelah pemeliharaan. Menurut Royan (2014)  kadar  glukosa  darah  normal pada  ikan  nila  yaitu  62,00  –  72,22 mg/dl.  Stres  pada  ikan  diakibatkan perubahan lingkungan akibat
beberapa hal atau perlakuan misalnya akibat proses transportasi, maka kadar glukosa  darah  akan  meningkat, kemudian kelenjar thyroid distimulasi dengan  bertambahnya  pengeluaran thyroxin dalam darah sehingga terjadi
lymphocitemia dan neurophilia (Evans et al., 2004).
Persentase  monosit  benih  ikan nila setelah trasnportasi dari tertinggi hingga  terendah  berturut-turut  yaitu 5,65% (P3), 5,52% (P1), 5,37% (P2), dan  5,35%  (K).  Persentase  monosit setelah  pemeliharaan  berturut-turut yaitu 5,64% (P2), 5,53% (K), 5,52% (P3),  dan  5,49%  (P1)  (Tabel  5).
Berdasarkan hasil uji statistik menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi  subletal  ekstrak  daun kecubung  tidak  berpengaruh  nyata terhadap  persentase  monosit  benih ikan  nila  setelah  transportasi  dan setelah pemeliharaan. Menurut Hardi (2011),  nilai  normal  persentase monosit pada ikan nila normal adalah 3,9 – 5,9 % dari total jumlah sel darah putih.
Persentase  neutrofil  benih  ikan nila setelah trasnportasi dari tertinggi hingga  terendah  berturut-turut  yaitu 19,76%  (P3),  18,66%  (P2),  16,90%
(P1),  dan  15,72%  (K).  Persentase neutrofil setelah
pemeliharaan berturut-turut  yaitu  16,67%  (P3),
16,24%  (P2),  14,71%  (P1),  dan 13,75%  (K)  (Tabel  5).  Berdasarkan hasil uji statistik menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi subletal ekstrak  daun  kecubung  berpengaruh nyata  terhadap  persentase  neutrofil benih  ikan  nila  pada  perlakuan kontrol,  P1  dan  ikan  sebelum pengujian.  Menurut  Hardi  (2011), bahwa  kisaran  persentase  neutrofil normal  pada  ikan  nila  yaitu  10  – 18,1%  dari  jumlah  total  sel  darah putih.
Persentase  limfosit  benih  ikan nila setelah trasnportasi dari tertinggi hingga  terendah  berturut-turut  yaitu 73,20%  (K),  72,32%  (P1),  69,18% (P2),  dan  60,70%  (P3).  Persentase
limfosit setelah pemeliharaan berturut-turut  yaitu  76,46%  (K), 73,11%  (P1),  72,08%  (P2),  dan 69,60%  (P3)  (Tabel  5).  Berdasarkan hasil uji statistik menunjukkan bahwa pemberian konsentrasi subletal ekstrak  daun  kecubung  berpengaruh nyata  terhadap  persentase  limfosit benih  ikan  nila  pada  perlakuan kontrol  dan  ikan  sebelum  pengujian. Menurut Hardi (2011), kisaran persentase limfosit normal pada ikan nila  adalah  68  –  86%.  Berdasarkan nilai hasil persentase antara
komponen diferensiasi leukosit menunjukkan bahwa terdapat korelasi antara  neutrofil  dan  limfosit.  Hal  ini sesuai  dengan  Jawad et  al. (2004), bahwa  jumlah  limfosit  yang  tinggi dalam sirkulasi darah akan diimbangi dengan jumlah neutrofil  yang rendah dan sebaliknya. Terjadinya
penurunan  jumlah  leukosit  dalam darah  disebabkan  karena  sebagian besar  limfosit  dari  sirkulasi  darah berkonsentrasi dalam jaringan dimana terjadi peradangan.
Tabel 5. Jumlah  sel  darah  merah  (eritrosit),jumlah  sel  darah  putih  (leukosit),
persentase  hematokrit,  kadar  hemoglobin,  kadar  glukosa  darah  dan persentase diferensiasi leukosit benih ikan nilasetelah simulasi transportasi
Analisis Kualitas Air Pengukuran suhu setelah transportasi  yaitu  22 o C  (Tabel  6), karena  pada  suhu  tersebut  dapat menjaga  stabilitas  kondisi  media  air selama  transportasi  agar  ikan  tetap berada dalam kondisi teranastesi lebih lama. Hal ini sesuai dengan pernyataan  dari  Khairuman et  al.
(2013),  bahwa  suhu  yang  optimal untuk  menjaga  kondisi  ikan  selama transportasi adalah antara 20 – 30 o C. Nilai pH sebelum diberi ekstrak kecubung  sebesar  7  dan  sesudah diberi  perlakuan  turun  sebesar  6 (Tabel  6).  Menurut  Pescod  (1973), bahwa nilai pH air media pengepakan berkisar  antara  6,31-7,20,  kisaran  ini
masih  mendukung  kehidupan  ikan yang  diangkut,  dan  ideal  pada  6,5  – 8,5.  Hal  ini  sesuai  dengan  Harahap (2014), bahwa penurunan kondisi pH setelah diberi ekstrak daun kecubung dikarenakan  air  yang  bercampur dengan karbondioksida yang menghasilkan asam karbonat
sehingga nilai pH menjadi turun.
Pengukuran  oksigen  terlarut (DO)  sebelum  transportasi  yaitu sebesar  5  mg/l,  setelah  pemeliharaan sebesar  7  mg/l,  saat  transportasi mengalami penurunan sebesar 6 mg/l (Tabel 6). Menurut BSN (2009) kadar oksigen terlarut yang baik untuk ikan yaitu  >3  mg/l.  Pemeliharaan  ikan dilakukan di kolam ukuran
Sebelum pengujian K K' P1 P1' P2
P2' P3 P3' Eritrosit (x 10 6 sel/mm 3 ) 1,86 ± 0,03 a 2,43 ± 0,07 b 0,77 ± 0,05 b 1,28 ± 0,03 c 0,77 ± 0,01 b 0,61 ± 0,01 d 1,41 ± 0,01 c 0,36 ± 0,01 e 1,55 ± 0,08 d
Leukosit (x 10 4 sel/mm 3 ) 2,78 ± 0,08 a 2,72 ± 0,29 a 2,50 ± 0,05 a 3,05 ± 0,05 ab 2,53 ± 0,38 a 3,22 ± 0,23 ab 2,68 ± 0,03 ab 3,60 ± 0,26 b 2,80 ± 0,05 ab Hematokrit (%) 21,81 ± 0,34 a 28,00 ± 0,75 a 28,57 ± 0,78 a 26,22 ± 0,95 a 29,85 ± 0,83 ab 19,35 ± 0,56 b 32,25 ± 0,69 b 18,34 ± 0,95 b 36,76 ± 1,07 c Hemoglobin (g/%) 5,12 ± 0,08 a 12,08 ± 1,01 b 6,12 ± 0,33 ab 10,97 ± 1,79 bc 6,67 ± 0,86 ab 9,05 ± 0,94 c 7,13 ± 0,91 b 8,83 ± 1,00 c 7,20 ± 0,95 b Glukosa (mg/dL) 95 ± 0,58 a 184 ± 0,58 b 98 ± 1,00 b 108 ± 1,00 c 85 ± 0,58 a 98 ± 0,00 d 83 ± 0,58 a 61 ± 0,58 e 81 ± 1,53 a Monosit (%) 5,32 ± 0,11 a 5,35 ± 0,18 a 5,53 ± 0,11 a 5,52 ± 0,43 a 5,49 ± 0,12 a 5,37 ± 0,28 a 5,64 ± 0,08 a 5,65 ± 0,24 a 5,52 ± 0,08 a Neutrofil (%) 7,30 ± 0,17 a 7,06 ± 0,12 b 6,75 ± 0,22 a 7,57 ± 0,10 b 7,05 ± 0,08 ab 8,26 ± 0,13 c 7,58 ± 0,12 c 9,42 ± 0,38 c 8,01 ± 0,15 c Limfosit (%) 75,55 ± 0,45 a 73,20 ± 0,34 ab 76,46 ± 0,83 a 72,32 ± 1,11 b 73,11 ± 0,87 b 69,18 ± 0,37 c 72,08 ± 0,74 b 60,70 ± 1,66 d 69,60 ± 0,42 c Parameter Perlakuan
Keterangan: Perlakuan tanpa tanda aksen adalah saat setelah transportasi dan perlakuan dengan tanda aksen adalah saat setelah pemeliharaan.
200x100x100  cm 3 dengan  kepadatan cukup  tinggi  yaitu  350  ekor  serta fasilitas aerasi yang hanya mengandalkan pompa dan saat trasnportasi  pengemasan  dilakukan secara tertutup tanpa input dari udara luar.
Kadar amonia pada awal sebelum pengujian dan setelah pemeliharaan  berada  pada  kisaran yang aman bagi ikan. Saat transportasi  kadar  amonia  berada pada nilai tertinggi yaitu sebesar 0,04 mg/l (Tabel 6). Menurut BSN (2009) kisaran amonia aman bagi ikan yaitu ≤  0,02  mg/l.  Pada  perlakuan  kontrol ikan  tidak  diberikan  bahan  anestesi sehingga selama transportasi berlangsung  ikan  mengalami  stres dan  mengekskresikan  feses  berlebih pada  media  air,  dan  pada  perlakuan konsentrasi  subletal  ekstrak  daun kecubung meskipun ikan telah berada pada kondisi dipuasakan, ikan mengalami  proses  pengadaptasian dengan mengekskresikan sisa metabolisme  ke  media  air  setelah diberikan bahan anestesi.
Tabel 6. Kualitas air media pengujian benih ikan nila selama penelitian
Parameter Hari Pengamatan Nilai Optimum 1 3 7 Suhu ( o C) 28 22 28-29 25 – 32* 20 – 25** pH 7 6 7 6,5 – 8,5* DO (mg/l) 5 6 7 ≥ 3* Amonia (mg/l) 0,75 3-5 2 ≤ 0,02* Sumber : *  BSN (Badan Standarisasi Nasional), (2009) ** Khairuman et al. (2013)

## Kesimpulan dan Saran
Ekstrak  daun  kecubung  dapat digunakan  sebagai  bahan  anestesi untuk transportasi ikan.

## Daftar Pustaka
Adha, Y. 2013. Pengaruh konsentrasi ekstrak  daun  dan  biji  kecubung ( Datura metel , L.) terhadap proses pembiusan  induk  ikan  lele dumbo ( Clarias  gariepinus ,  B). Jurnal Budidaya  Perairan  Universitas Bung Hatta , 3(1): 4 – 6.
Anderson,  D.P.  &  Siwick,  A.  2011.
Basic hematology and serology for fish  health  programs .  Second Symposium  on  Decease  in  Asia Aquaculture  “Aquatic  Animal
Health  and  Environment”.  Asia
Fisheries Society. 96 hlm. Arindra,  D.  2007.  Penggunaan  Daun
Bandotan  ( Ageratum  conyzoides ) sebagai Bahan Antimetabolik Alami  untuk  Menekan  Konsumsi Oksigen  Ikan  Mas  ( Cyprinus carpio ) selama Transportasi. Skripsi . Fakultas Kedokteran Hewan,  Universitas  Airlangga, Surabaya. 39 hlm. BSN  (Badan  Standarisasi  Nasional). 2009. Produksi Ikan Nila (Oreochromis  niloticus) Kelas Pembesaran di Kolam Air Tenang . SNI  7550:2009.  Jakarta.  (Diakses dari: www.bsn.go.id, 28
September 2018) Dellman, H.D. & Brown, E.M. 1992. Buku  Teks  Histologi  Veteriner .
Universitas Indonesia, Jakarta. 279 hlm. Evans,  J.J.,  Klesius,  P.J.,  Gilbert, P.M, Shoemaker, C.A., Al Sarawi, M.A.,  Landsberg,  J.,  Duremdez,
R., Al Marzouk, A., & Al Zenki, S. 2004. Characterization of betahaemolytic group-B Streptococcus agalactiaein Cultured Seabream, Sparus auratus ,  and  Wild  Mullet, Liza Klunzingeri (day),  in  Kuwait. Journal  Fish Disease , 2(5): 505  – 513.
Fujaya,  Y.  2004. Fisiologi  Ikan: Dasar Pengembangan Teknik
Perikanan .  Rineka  Cipta,  Jakarta.
124 hlm. Gamalael,  G.C.  2006.  Pengaruh Penggunaan Anestesi Ekstrak Akar  Tuba  ( Derris  elliptica )
dengan  Dosis  Berbeda  dalam Sistem  Transportasi  Ikan  Mas ( Cyprinus  carpio L.). Skripsi . Fakultas Kedokteran Hewan,
Universitas  Airlangga,  Surabaya. 68 hlm. Hamid,  N  &  Mardjono,  M.  1980. Pengangkutan  dan  Penampungan Benih Udang (Pedoman Pembenihan  Udang  Panaeid) . Direktorat Jendral Perikanan, Departemen Pertanian, Jepara. Hal 93 – 98. Harahap, H.F. 2014. Teknik Imotilisasi  Ikan  Mas  ( Cyprinus carpio )  Menggunakan  Ekstrak Daun Kecubung ( Datura metel L). Skripsi .  Institut  Pertanian  Bogor, Bogor. 29 hlm.
Hardi,  E.H.  2011.  Kandidat  Vaksin Potensial Streptococcus agalactiae untuk Pencegahan Penyakit Streptococcosis  pada  Ikan  Nila ( Oreochromis niloticus ).
Disertasi . Institut Pertanian Bogor, Bogor. 162 hlm. Hartika, R., Mustahal, & Putra, A.N. 2014.  Gambaran  darah  ikan  nila ( Oreochromis  niloticus )  dengan penambahan  dosis  prebiotic  yang berbeda  dalam  pakan. Jurnal Perikanan dan Kelautan , 4(4): 240
– 259.
Jawad,  L.A,  Al  Mukhtar,  M.A.  & Ahmed, H.K. 2004. The relationship  between  hematokrit and some biological parameters of The Indian Shad, Temalosa ilisha . Animal Biodiversity and Concersation  Journal ,  2(7):  47  –
52.
Katno,  P.S.  2006.  Tingkat  Manfaat dan Keamanan Tanaman Obat dan
Obat  Tradisional. Press  release . Fakultas Farmasi, UGM, Yogyakarta. Hal 8 – 9. Khairuman,  D.,  Sudenda,  &  Gunadi, B.  2013. Budidaya  Ikan  Mas Secara Intensif . Agromedia Pustaka, Jakarta. 81 hlm. Mutschler,  E.  2010. Dinamika  Obat Farmakologi  dan  Toksikologi, Edisi  Kelima .  Institut  Teknologi
Bandung, Bandung. 922 hlm.
Moyle,  P.B.  &  Cech  Jr.,  J.  2004.
Fishes: An Introduction to Ichthiology .  Parentice  Hall,  USA. 597 hlm. Oxyta, D.A. 2003. Pengaruh Penggunaan  Anestesi  Diazepam dengan Dosis yang Berbeda dalam Sistem Transportasi terhadap Kelulushidupan Benih Ikan Kerapu Macan ( Epinephelus fuscoguttatus ). Skripsi . Universitas Brawijaya, Malang. 57 Hlm.
Pescod,  M.B.  1973. Investigation  of rational effluent and stream standard  for  trophical  countries .
Asian  Institue  of  Technology, Bangkok. 51 hlm. Pratama,  A.W.  2016.  Potensi  Sedasi Minyak  Atsiri  Daun  Bandotan ( Ageratum  conyzoides )  Terhadap Ikan  Koi  ( Cyprinus  carpio ). Skripsi .  Universitas  Airlangga, Surabaya. 57 hlm. Pratisari.  2010.  Transportation  of Indigo Fish ( Oreochromis niloticus ) System Lifedry by Using A Low-Temperature Direct Anesthetic. Skripsi . Institut Pertanian Bogor, Bogor. 193 hlm. Rhamadhan,  I.  2015.  Efektivitas penambahan ekstrak daun kecubung  ( Datura  metel L)  pada pakan untuk pencegahan Streptocococcis  pada  benih  ikan nila sultana Oreochromis niloticus . Jurnal Ikhtiologi Indonesia , 15(3):
245 – 255.
Roberts, R.J. 1978. The Bacteriology of  Teleostei  in  Fish  Pathology .
Ballier  Tindall,  London.  Hal:  205
– 308.
Salasia,  S.I.O,  Sulanjari,  D.  &
Ratnawati, A. 2001. Studi
hematologi  ikan  air  tawar. Jurnal Berkala Ilmiah Biologi , 2(12): 720
– 723.
Saputra, M.H. 2013. Struktur histologis insang dan kadar hemoglobin ikan asang ( Osteochilus  hasseltii )  di  Danau
Singkarak dan Maninjau, Sumatra Barat. Jurnal  Biologi  Universitas Andalas , 1(1): 138 – 144. Sukmiwati,  M.  &  Sari,  I.N.  2007.
Pengaruh  konsentrasi  ekstrak  biji karet ( Havea brancilliensis , Muel, ARG)  sebagai  pembius  terhadap aktivitas dan kelulusan hidup ikan mas  ( Cyprinus  carpio ,  L)  selama transportasi. Jurnal Perikanan dan
Kelautan , 1(27): 23 – 29.
Setiawan, D. 2012. Pengaruh Penggunaan  Anestesi  Midazolam dengan Dosis yang Berbeda dalam Sistem Transportasi terhadap Lama  Pingsan  dan  Waktu  Pulih Sadar Benih Ikan Nila ( Oreochromis  niloticus ). Skripsi .
Universitas Brawijaya, Malang. 50 Hlm. Wedemeyer, G.A. & Yasutake, W.T. 1996. Clinical methods for assesment of the effect of environmental  stress  on  fish health. Technical papers of the U.S Fish and Wildlife Service, Fish and Wildlife Service , 8(9): 1 – 17.
Yusriyah,  A.A.  2017.  Pengaruh Ekstrak  Kasar  Daun  Kecubung Datura metel L. terhadap Hematologi Ikan Nila Oreochromis niloticus yang Diinfeksi Bakteri Aeromonas hydrophila . Thesis .  Universitas Brawijaya, Malang. 56 hlm.