## HISTOPATHOLOGICAL STUDY OF LYMPHOCYSTIS DISEASE (LCD)
IN INTENSIVE CULTURED FALSE CLOWNFISH, Amphiprion ocellaris (Cuvier, 1830)
Bambang Setyo Sihananto 1 , Endang Wijayanti 2
1 Balai Perikanan Budidaya Air Tawar Mandiangin Jl. Tahura Sultan Adam Km 14, Mandiangin Barat, Karang Intan, Banjar, Kalimantan Selatan 70661
2 Balai Perikanan Budidaya Laut Batam

## Fish Scientiae

## Jurnal Ilmu-Ilmu Perikanan dan Kelautan
ARTICLE INFO

## ABSTRACT
Article history: Received 2024-06-08 Revised 2023-06-15 Accepted 2024-06-25
Clownfish  ocellaris  ( Amphiprion  ocellaris Cuvier, 1830)  is  one  of  the  marine  ornamental  fish  in Indonesia  that  has  been  widely  cultivated.  As  an ornamental fish that is admired for its beauty, lesions are sometimes found in the form of irregular nodules of varying sizes, white to cream in color on the body surface, especially scales and fins. The nodules found are single or multifocal to  diffuse white, round, firm, papilloma-like  or  tumor-like  on  the  surface  of  the body,  fins  and  even  the  mesentery,  making  it unsellable. This study aims to determine Lymphocystis  Disease  (LCD)  in  Ocellaris  clownfish through  histopathological  examination,  both  on  the external  body  (skin/scales)  and  internal  (visceral). Histopathological  tests  showed  the  presence  of hypertrophied cell clusters with thick smooth hyaline capsules, enlarged nuclei with basophilic chromatin at the  periphery  and  basophilic  intracytoplasmic inclusion bodies mainly in the peripheral areas of the cells. This finding is the first in clown ocellaris culture in Indonesia and is a clear finding of lymphocystis in the  viscera  (mesentery).  The  histopathology  method unequivocally demonstrated the presence of lymphocystic cell growth not only on the body surface and fins but also within the mesentery. Keywords: Histopathology ;
clownfish ocellaris  ( Amphiprion  ocellaris Cuvier,  1830);  lymphochystis disease; nodules *)Corresponding Author:
e - m ail: vikasaeni27@gmail.com
Some right reserved by: https://creativecommons.org/licenses/by/4.0/
Cite this as:

## Research Article
1. PENDAHULUAN
Ikan  badut ocellaris ( Amphiprion ocellaris Cuvier, 1830) merupakan ikan laut dari keluarga Pomacentridae. Dikenal sebagai ikan asli perairan laut yang hangat di Samudera India dan Pasifik, dan merupakan ikan hias yang indah dengan berbagai warna yang  intens  (Pirarat et  al .,  2011).  Ikan  ini memiliki  karakteristik  perilaku  simbiosis dengan anemon laut pada kedalaman hingga 15 m dalam kelompok kecil (Fautin & Allen., 1997),  dan  membentuk  kelompok  yang terdiri dari pasangan monogami dan bersifat protandrous  hermaprodit yaitu  mampu merubah kelamin dari jantan menjadi betina (Ross, 1978).
Permintaan  ikan  badut  sebagai  ikan hias air laut di Indonesia semakin meningkat akhir-akhir ini, untuk mencukupi permintaan dari  pasar  domestik  dan  luar  negeri,  namun budidaya ikan ini sulit terhindar dari penyakit terutama  penyakit  yang  bersifat  menular. Salah satu penyakit menular yang teridentifikasi  pada  ikan  badut A.  ocellaris adalah  infeksi  virus Limphocystis yang
pertama  kali  terdeteksi  di  Thailand  pada tahun  2009  (Pirarat et  al .,  2011),  di  India pada tahun 2014 (Siva et al ., 2014), di Puerto
Rico  tahun  1996  (Bunkley-Williams et  al .,
1996), pada tahun 2008 di Peru (Castro et al .,
2014),  dan  di  Indonesia  pada  tahun  2019
(Sihananto et  al .,  2019).  Laporan  ini
merupakan  hal  yang  penting  karena  temuan
adanya lesi pada kulit menjadi perhatian pada penelitian  Hossain et  al .,  (2007,  2009);
Kitamura et al ., (2007), dan Bovo & Florio,
(2008). Penyakit Lymphocystis (LCD) adalah salah satu penyakit virus yang menular yang berpengaruh  terhadap  budidaya  ikan  laut maupun  air  tawar  di  Indonesia.  Sebaran penyakit  ini  dilaporkan  di  seluruh  dunia seperti  di  Spanyol  (Alonso et  al .,  2005),
Prancis (Le Deuff & Renault, 1993), Korea, Jepang (Hossain et al ., 2008), India (Shahi et al .,  2020;  Vijayapoopathi et  al .,  2016);
Taiwan  (Cheng et  al .,  2022),  dan  Cina
(Huang et  al .,  2015;  Sheng et  al .,  2007;
Zheng et  al .,  2016).  Di  Indonesia,  penyakit
ini pertama kali dilaporkan oleh Sihananto et al ,  (2019)  menyerang  pada  ikan  gabus haruan  ( Channa  striata ,  Bloch  1793),  dan pada  ikan  badut  percula  ( A.  Percula )  oleh
Lam et  al .,  (2020),  dan  Murwantoko et  al .,
(2022).
Penelitian  ini  melaporkan  temuan infeksi lypmphocystis pertama  pada  ikan badut A. ocellaris di Indonesia yaitu berasal dari unit budidaya di kota Batam, Indonesia terutama  pada  organ  visceral.  Identifikasi pada  lesi  patognomonik  penyakit  ini menggunakan  diagnosis  histopatologi.  Ikan badut A.  ocellaris menunjukkan  adanya  lesi berupa nodul pada permukaan tubuh, yang
kemudian
dianalisis secara
histopatologi  di  Laboratorium  penguji  Balai Perikanan  Budidaya  Air  Tawar  (BPBAT) Mandiangin.  Tujuan  dari  penelitian  ini adalah untuk melaporkan secara histopatologi  terjadinya  LCDV  pada  ikan badut A.  ocellaris dan  untuk  mengetahui sebaran  LCDV  pada  organ,  terutama  pada organ  visceral  yang  merupakan  temuan pertama di Indonesia.

## 2. METODOLOGI PENELITIAN

## 2.1. Sampel ikan
Ikan badut A. ocellaris (Amphiprion
ocellaris Cuvier,  1830 ) yang  terinfeksi secara alami, dengan panjang tubuh rata-rata
2.5  cm  (kisaran  2.3-2.8  cm)  dari  beberapa pembudidaya di Kota Batam. Ikan dieutanasia  dengan  menggunakan  larutan Methanesulfonate  (MS  -  222)  dosis  250 mg/L  dengan  perendaman  selama  30  menit (AVMA, 2020) sebelum dilakukan pemeriksaan  lengkap.  Ikan  menunjukkan tanda-tanda  eksternal  yang  khas  dari  nodul LCDV dalam berbagai ukuran terutama pada permukaan  tubuh,  dan  sirip  (gambar  1). Pemeriksaan  patologi,  histopatologi,  dan analisis mikroskopik digunakan sebagai alat diagnostik.

## 2.2. Pengujian histopatologi
Sampel  ikan  dengan  gejala  klinis nodul  pada  permukaan  tubuh  dan  sirip dilakukan  pemeriksaan  patologi  termasuk
Gambar 3.1. Beberapa nodul yang  ditemukan pada ikan  badut A. ocellaris pada sirip punggung, dan dada (tanda panah biru), dan penutup insang (tanda panah putih)
bentuk,  ukuran,  warna,  konsistensi  dan  ciri khusus  dari  lesi  yang  khas,  dan  juga  letak serta  distribusinya  pada  tubuh.  Sampel  ikan dengan nodul lymphocysti s dilakukan fiksasi dengan larutan formalin buffer netral (NBF) 10%  (Surgipath®,  Jerman).  Sampel  dibilas dengan  air  dan  kemudian  dipotong  dengan ukuran  ±0.5  cm  yaitu  pada  bagian  yang menunjukkan adanya lesi yaitu berupa nodul. Setelah  itu  jaringan  dilakukan  dehidrasi dalam  etanol  bertingkat  (Merck®,  Amerika Serikat)  kemudian  dimasukkan  kedalam
xylene (Surgipath®,
Jerman) untuk menghilangkan etanol dan kemudian direndam dalam paraplast cair (Surgipath®,
Jerman),  proses  tersebut  dilakukan  secara otomatis dengan menggunakan alat
automatic  tissue  processor (Leica®  ASP
200S, Jerman).  Selanjutnya  dilakukan
blocking dalam paraplast menggunakan alat
hot embedding Leica®  EG  1150H  dan didinginkan secara
cepat dengan
menggunakan  alat cold embedding  (Leica®
EG1150C,  Jerman).  Blok  parafin  kemudian dilakukan  pemotongan  dengan  menggunkan alat automatic rotary microtome Leica® RM
2135  dengan  ketebalan  4  µm  seperti  yang dijelaskan  oleh  Genten et  al .,  (2009),  hasil potongan  diapungkan  pada  permukaan  air hangat  bersuhu  50 ⁰ C  dengan  menggunakan alat tissue  float  bath (Leica®,  HI  1210).
Jaringan  kemudian  diwarnai  dengan  meyer hematoxylin  (Scytek®,  Amerika  Serikat) dan eosin-phloxine (Scytek®,  Amerika
Serikat). Proses pewarnaan jaringan dilakukan secara otomatis dengan
menggunakan alat automatic stainer
(Leica®,  ST  5020)  dilanjutkan mounting dengan  menggunakan entellan (Merck  ®,
Amerika Serikat) untuk analisis histopatologi mengikuti teknik yang dijelaskan oleh Siva et al ., (2014); Pirarat et al ., (2011) & Cheng et al ., (2022). Analisis Histopatologi dilakukan
dengan menggunakan
mikroskop
(Olympus®  CX 41)  dengan  kamera
Olympus®  DP  20.  Seluruh  proses  nekropsi, pengujian histopatologi, serta analisis dilakukan  di  laboratorium  penguji  Balai Perikanan  Budidaya  Air  Tawar  (BPBAT)
Mandiangin.

## 2.3. Analisis data
Semua data histopatologi (pengamatan makroskopis dan mikroskopis)
disajikan dalam bentuk gambar dan dianalisis secara deskriptif.

## 3. HASIL DAN PEMBAHASAN

## 3.1.Temuan makroskopik
Ikan  yang  diambil  menunjukkan nodul  putih,  keras,  seperti  papiloma  yang bersifat  multifokal  menyebar  di  kulit,  sirip dan  juga  pada  bagian  visceral  yaitu  pada bagian mesenterium. Diameter nodul bervariasi  dalam  ukuran  sekitar  1-2  mm. Studi histopatologi dari lesi ini
mengungkapkan  gambaran  patologis  secara
khas  atau  patognomonik  infeksi  virus limphocystis .

## 3.2.Pengamatan histologi
Kelompok  sel limphocystis yang diamati  adalah  pada  bagian  permukaan tubuh,  dan  pada  bagian  visceral  yaitu  pada mesenterium.  Sel  hipertrofi  dengan  badan inklusi  intrasitoplasmik  basofilik  berada  di jaringan  ikat  dermis.  Sel-sel limphocystis juga terdeteksi pada organ visceral yaitu pada mesenterium. Formasi limphocystis - granulomatous adalah  merupakan  respon inflamasi  kronis,  temuan  pada  permukaan tubuh  juga  muncul  pada  mesenterium.  Sel hipertrofi limphocystis dikelilingi  oleh kapsul  hialin  halus  yang  tebal.  Inti  sel limphocystis membesar,  tidak  beraturan  dan mengandung  kromatin  basofilik  dengan batas jelas. Terdapat badan inklusi intrasitoplasmik  basofilik  yang  menciri,
terutama di area perifer sel hipertrofi seperti yang dijelaskan pada gambar 2 . Kapsul hialin tidak teratur dan pecah serta inti menghilang ditemukan  pada  sel limphocystic yang matang  (Gambar  3). Sel-sel  lymphocystis pada  bagian  permukaan  tubuh  memiliki ukuran  diameter  152.09-306.68  µm  dengan rerata  diameter  193.825  µm  seperti  tampak pada  gambar  4. Sel-sel  lymphocystis  pada bagian  visceral  memiliki  kisaran  diameter 132.50-205.02  µm  dengan  rerata  diameter 162.771  µm  dan  dengan  kisaran  ketebalan kapsul  9.62-14.57  µm  dengan  rerata  12.095 µm  seperti  tampak  pada  gambar  5  dan  6. Rerata dan kisaran diameter nodul eksternal dan  visceral , serta  rerata  dan  kisaran ketebalan kapsul nodul visceral terdapat pada Tabel 3.1.
Tabel 3.1.  Rerata diameter dan kisaran diameter nodul eksternal dan visceral serta rerata dan kisaran ketebalan kapsul baik ekternal maupun visceral
Sumber  : Data primer diolah  (2021)
Lymphocystis Lymphocystis visceral Kapsul  Lymphocystis Mesenterium Rerata diameter (µm) 193.825 162.771 12.095 Kisaran  diameter (µm) 152.09-306.68 132.50-205.02 9.62-14.57
Penelitian  ini  adalah  merupakan penelitian  pertama  yang  menunjukkan keberadaan LCDV pada organ visceral ikan badut A.  ocellaris yang  dibudidayakan  di
Indonesia. Analisis molekuler yang dilakukan  oleh  Murwantoko et  al .,  (2022)
terhadap genotip virus penyebab LCD pada ikan badut jenis A. percula atau LCDV-Oc-
Btm  adalah  masuk  kedalam  jenis  virus baru.  Lesi  nodular  yang  terlihat  pada  kulit ikan  badut, A.  ocellaris ,  merupakan kumpulan  sel  yang  tersusun  atas  jaringan ikat  berbentuk  oval  dan  bulat  dengan ukuran berbeda, beberapa adalah merupakan  sel  yang  mengalami  hipertrofi seperti  yang  dijelaskan  oleh  Nigrelli  & Ruggieri (1965); Wolf, (1988),dan Volpe et al .,  (2023).  Perubahan  sel-sel  dengan hipertrofi merupakan karakteristik morfologis yang sama (dinding hialin tebal,
dan  terdapat  nukleus) seperti  yang dijelaskan  oleh Walker,  (1962, 1965);  Wu et  al. ,  (2015)  dan  inklusi  pada  sitoplasma yang  sangat  besar  (di  sekitar  atau  dekat batas  sel)  seperti  yang  dijelaskan  oleh Aly et  al .,  (2018);  Benkaroun et  al .,  (2022);
Carballo et al ., (2017); Ciulli et al ., (2015);
Iwakiri et al ., (2014); Liversidge & Munro
(1978); Nigrelli & Ruggieri (1965); Peters
&  Schmidt,  (1995);  Schaperclaus  (1992),
Valverde et  al .,  (2017),  dan  Wolf  (1988), sebagai perubahan patognomonik penyakit limphocystic yang disebabkan oleh virus.
Sel-sel limphocystic tersebut pada umumnya  berukuran  antara  1-2  mm (Pirarat et  al .,  2011;  Aneer  &  Ljungberg,
1976) dan berjumlah hingga ratusan (Aneer
&  Ljungberg,  1976).  Sel-sel  tersebut terlihat  seperti  nodul  atau  kutil  berwarna
Gambar  3.2.      Diameter  sel  lymphocystis  yang  terdapat  pada  permukaan  tubuh  (1),  dan  mesenterium  (2). (H&E, perbesaran 4x).
krem, merah muda, atau abu-abu
(Alexandrowicz,  1951;  Mosharrof  & Myung-Joo,  2006;  Sahoo  &  Goodwin,
2012;  Williams et  al .,  1996;  Wolf,  1988).
Ikan  yang  terinfeksi  terkadang  memiliki banyak  nodul  (Borrego et  al .,  2015;
Cordero et  al .,  2016;  Nigrelli  &  Ruggieri,
1965; Marcogliese et al ., 2001;
Sindermann,  1970;  Wolf et  a l.,  1966), beberapa  bersifat  tunggal  seperti  yang dilaporkan  oleh  Aneer  &  Ljungberg,
(1976).
Penyakit limphocystic pertama  kali dijelaskan  oleh  Lowe  pada  tahun  1874 (Liversidge & Munro, 1978; Bucke, 1986) dan  nama lymphocystis berasal  dari
Woodcock pada tahun 1904 yang menjelasakan  bahwa  penyakit  tersebut
disebabkan oleh sporozoa atau microsporidia  (Bucke,  1986)  yang  diberi nama Lymphocystis  johnstonei (Wolf,
1988).  Weissenberg  pada  tahun  1914 menemukan bahwa lymphocystis
disebabkan  oleh  virus,  karena  tidak ditemukan  adanya  bakteri,  jamur  maupun protozoa pada lesi, dan penyakitnya sangat menular,  dan  dapat  dengan  mudah ditularkan  dari  satu  ikan  ke  ikan  lainnya (Chung et al ., 2015; Wellings, 1970; Zhang
et  al .,  2023)  dengan  mekanisme  dan reseptor tertentu (Zhang et al ., 2023; Zhong
et al ., 2017). Etiologi virusnya ditunjukkan dengan  mikroskop  elektron  oleh  Walker
Gambar 3. 1. Sel lymphocystis pada permukaan tubuh tampak jelas jaringan otot (tanda panah biru), nucleus (tanda panah merah muda), inklusi bodi intrasitoplasmik (tanda panah hijau) (H&E, perbesaran 10x);  2.  Sel-sel lymphocystis  yang  berbatas  jelas  dengan jaringan kulit,  tampak  jaringan  otot (tanda panah biru), sel leukosit (tanda panah merah muda), sel lymphocystis (tanda panah hijau)
(H&E, perbesaran 40x); 3. Sel lymphocystis (H&E, perbesaran 40x)
23 | Fish Scientiae: Jurnal Ilmu-Ilmu Perikanan dan Kelautan
pada tahun 1962 dan isolasi dalam sel hidup dilakukan oleh Wolf, Gravell dan
Malsberger pada tahun 1966 (Liversidge &
Munro, 1978; Wolf, 1988). Virus penyebab penyakit lymphocystic adalah  merupakan virus  genus Lymphocystivirus dari  famili
Iridoviridae  (Labella et  al .,  2019;  López-
Bueno et  al .,  2016;  Pekmez et  al .,  2022;
Williams Jr. et al ., 1996), berbentuk simetri ikosahedral  besar,  dengan  genom  DNA
(Doszpoly et  al .,  2020;  Kawato et  al.,
2021;  Tidona  &  Darai  1997;  Zwillenberg,
1962;  Smail,  1979;  Walker,  1962a,  b; Walker & Wejssenberg., 1965) berdiameter sekitar  300-2.000  µm  (Wolf,  1962),  200- 300 nm (Darai et al ., 1983; Tidona & Darai,
1997;  Kitamura  e t  al. ,  2006),  atau
berukuran  antara  130-380  nm  (Russell, 1974;  Bovo  &  Florio  2008).  Ketebalan kapsid adalah 15 nm dan diameter nukleoid adalah 210 nm (Aneer & Ljungberg, 1976; Nair et al ., 2023).
LCD sangat menciri dengan
munculnya  nodul  atau  bintil-bintil,  baik
Gambar 4.  1. Sel lymphocystis pada permukaan tubuh dengan diameter sel  196.63 µm, ketebalan kapsul 9.62  µm  dan  diameter  nukleus  46.21  µm  (H&E,  perbesaran  40x);  2.  Sel  lymphocystis  pada mesenterium dengan diameter sel 220.07 µm, ketebalan kapsul 14.57 µm dan diameter nukleus 41.23 µm (H&E, perbesaran 40x); 3. Sel lymphocystis yang kehilangan sitoplasma (tanda panah biru)  (H&E,  perbesaran  40x);  4.  Sel  lymphocystis  dengan  kromatin  (anak  panah  putih  dan kapsula hyaline (anak panah hijau) (H&E, perbesaran 40x).
secara  tunggal  atau  berkelompok,  pada kulit,  sirip,  atau  ekor  (Alonso et  al .,  2005;
Iwakiri et al ., 2014; Lusiastuti et al ., 2022;
Walker & Hill, 1980), Pirarat et al ., (2019)
melaporkan  adanya  LCD  pada  organ visceral,  dan  Colorni  &  Diamant,  (1995) melaporkan pada limpa dan lambung. LCD menyebabkan  tampilan  luar  ikan  yang terinfeksi  menjadi  kurang  baik  sehingga dapat  menyebabkan  kerugian  ekonomi (Sihananto et  al .,  209;  Lusiastuti et  al .,
2022;  Sumithra et  al .,  2022).  Melalui  lesi patognomonik, diagnosis penyakit ini dapat dilakukan  melalui  metode  histopatologi (Aly et al , 2018; Castro et al ., 2014; Siva et al ., 2014; Pirarat et al ., 2011; dan Cheng et
al .,  2022),  namun  tidak dapat  menentukan jenis lymphocystivirus sebagai agen infeksi.
Diagnosis LCDV terutama didasarkan pada pengamatan  gejala  klinis  yang  mencolok yaitu  berupa  nodul  berwarna  putih  sampai dengan  krem  atau  tonjolan  khas  pada permukaan tubuh.
Penyakit limphocystic dilaporkan menginfeksi  lebih  dari  125  spesies  ikan termasuk  25  spesies  laut,  dalam  42  famili (Cano et al ., 2006; Sheng et al ., 2007; Cano et al ., 2009). Menurut Pirarat et al ., (2011)
sel-sel  yang  terinfeksi  pada  ikan badut clownfish sejati  ( A.  percula) memiliki  sel dengan bentuk  ireguler lebih dominan jika dibandingkan  dengan  yang  terdapat  pada ikan  badut  palsu A.  ocellaris .  Hal  yang sama  diungkapkan  oleh  Cheng et  al .,
(2022)  pada  ikan  badut  ocellaris  ( A.
ocellaris ) dan ikan badut clarkii ( A. clarkii ).
Gambar  5.  1.  Sel  lymphocystic  yang  terdapat  pada  bagian mesenterium  dengan  bagian  usus yang terlihat jelas ((H&E, perbesaran 10x); 2, 3. Sel lymphocystic (H&E, perbesaran 40x)
Temuan  karakteristik  infeksi  LCDV  ini mirip yang ditemukan pada ikan
Sarcocentruma rubrum (Wachirachaipaisal
&  Limsuwan,1985)  dan Chanda  ranga
(Williams et  al .,  1996)  yang  dilaporkan  di
Thailand (Pirarat et al ., 2011). Seperti pada
Sparus  aurata Linnaeus,  1758  di  wilayah
Mediterania  (Cano et  al .,  2006;  2009a;
Shawky et  al .,  2021),  pada  ikan  paradise
(Macroprodus  opercularis )  (Xu et  al .,
2014),  dan  pada  ikan  hias  yang  dipelihara
di  akuarium  (Nigrelli  &  Ruggieri,  1965; Cedillo et al ., 2001; Sheng et al ., 2007).
Infeksi LCDV dengan gejala klinis yang  sama  ditemukan  pada  bagian  luar tubuh,  dan  sirip  seperti  pada  ikan walleye
(Kitamura et al ., 2006), jaringan otot dekat
kulit,  dan  juga  pada  organ  visceral  seperti yang  telah  diamati  oleh  Alexandrowicz, (1951);  Nigrelli  &  Ruggieri  (1965), Huizinga  &  Cosgrove  (1973),  Aneer  & Ljungberg  (1976),  Schaperclaus  (1992), Bangham & Hunter, (1939; dan Nigrelli & Smith  (1939).  Pirarat et  al .,  (2011)  juga menemukan  adanya  sel lymphocystis pada ginjal bagian anterior dan badan ginjal serta pada  organ  limpa,  meskipun  temuan  ini adalah  merupakan  hal  yang  cukup  jarang (Alonso et  al .,  2005;  Cano et  al .,  2006).
Aneer  &  Ljungberg,  (1976)  melaporkan dari  42  ikan  herring  baltik  ( Clupea harengus var. membras L.) yang menunjukkan  nodul  pada  permukaan
tubuh,  12  sampel  menunjukkan  infeksi pada  bagian  organ  visceral  dengan  gejala lesi permukaan tubuh yang lebih ekstensif.
Sel lymphocystis diduga  adalah merupakan  fibroblast  yang  mengalami hipertrofi  namun  mungkin  juga  osteoblast yang  menunjukkan  perubahan  hipertrofi (Nigrelli  &  Ruggieri,  1965).  Menurut Neave,  1936  a,  b,  dan  Van  Oosten,  1957 menyatakan  bahwa Lymphocystis hanya terjadi  pada  ikan  yang  memiliki  sisik  dan hal  ini  menarik  bahwa  sel-sel  penyusun sisik  disebut  juga  sebagai  osteoblast, mengeluarkan “ hyalodentine ” yang merupakan  bahan  pembentuk  permukaan luar  dari  sisik  ikan.  Hal  ini  menunjukkan hubungan langsung antara sel-sel pembentuk  sisik  dan  perkembangan  tumor (Howse & Christmas, 1970). LCDV adalah patogen opportunistik. LCDV dapat dengan mudah menginfeksi ketika ikan mengalami stres  atau  cedera.  Stres  akan  menurunkan daya tahan tubuh ikan sehingga memudahkan infeksi LCDV. Pirarat et al .,
(2011)  menyatakan  bahwa  sel  dengan Lymphocystis yang  kronis  menjadi  tidak teratur  dan  rusak,  nuklei  menghilang,  dan sitoplasma  dilepaskan  sebagian  atau  total. Penelitian  yang  dilakukan  oleh  Pirarat et al .,  (2011);  Mosharrof  &  Myung-Joo,
(2011);  dan  Fautin  &  Allen,  (1997) mengkonfirmasi  bahwa  hal  ini  adalah merupakan cara yang utama dari penyebaran  penyakit  LCDV  ke  ikan  lain
terutama  ikan  didalam  aquarium.  Kondisi stres  akibat  padat  tebar  yang  tinggi, defisiensi  nutrisi,  penurunan  oksigen terlarut,  dan  kualitas  air  yang  kurang optimal  (Alonso et  al .,  2005;  Cano et  al .,
2006), termasuk pencemaran air
(Overstreet  RM,  1988)  dan  fluktuasi  suhu
(Hossain et  al .,  2009).  Faktor  penanganan juga  dapat  mempengaruhi  infeksi  LCDV (Alonso et  al .,  2005;  Paperna et  al .,  1982;
Mellergaard et al ., 1995; Cano et al ., 2006).
Penularan  LCD  yang  utama  adalah  secara horizontal  melalui  kontak  langsung  (Cano et al ., 2006), dan trauma eksternal (Alonso
et al ., 2005). Faktor lain seperti
pencemaran air (Golomazou, E &
Panagiotaki, P. 2018; Overstreet, 1988) dan kondisi  stres  yang  disebabkan  oleh  padat tebar  tinggi  imbas  budidaya  intensif,  serta lingkungan  yang  kurang  mendukung (Labella et  al .,  2019),  kekurangan  nutrisi, ataupun  pengaruh  penanganan  ( handling ) dapat  mendorong  munculnya  gejala  LCD (Paperna et  al .,  1982;  Mellergaard  &
Nielsen, 1995; Alonso et al ., 2005; Cano et al .,  2006).  Kemungkinan  penularan  juga dapat terjadi pada ikan dengan luka terbuka (Nigrelli & Ruggieri, 1965; Russell, 1974). Artemia  merupakan  media  perantara  bagi penularan  virus  LCD  (Cano et  al .,  2009;
Valverde et  al .,  2019).  Derajat infeksi  dan insidensi  bervariasi  berkaitan  dengan
Gambar  6.  Sel  lymphocystic  yang  terdapat  pada  mesenterium  tampak  kapsula  hyaline  (tanda  panah  biru), intestinum (anak panah hijau), dan nucleus (anak panah kuning) (H&E, perbesaran 10x)
27 | Fish Scientiae: Jurnal Ilmu-Ilmu Perikanan dan Kelautan
musim  (Kitamura et  al .,  2007),  dan lingkungan (Golomazou, E. & Panagiotaki,
P, 2018; Hadfield, 2021; Hick et al ., 2016;
Russell,  1974), termasuk  stres  dan kontaminasi  (Anderson  &  Conroy,  1968; Sindermann,  1970).  Kisaran  suhu  22-25ºC
adalah  merupakan  suhu  optimal  penularan penyakit ini terutama pada ikan tropis yang dipelihara  di  aquarium  (Nigrelli  &
Ruggieri,  1965).  Infeksi  LCDV  umumnya tidak  mematikan  dan  bersifat  kronis (Hossain et al ., 2007).

## 4. KESIMPULAN DAN SARAN

## 4.1. Kesimpulan
Uji  histopatologi  nodul  pada permukaan  tubuh  ikan  badut,  A.  ocellaris adalah  merupakan  sel  lymphocystis  yang mengalami hipertrofi dengan kapsul hialin halus  yang  tebal,  nukleus  yang membesar dengan kromatin basofilik pada bagian tepi dan badan inklusi intrasitoplasmik basofilik  terutama  pada  area  perifer  sel.
Temuan  yang  sama  juga  terdapat  pada organ  visceral  terutama  pada  bagian mesenterium. Temuan ini merupakan yang pertama  pada  ikan  badut  A.  ocellaris  di
Indonesia dan merupakan temuan lymphocystis pada bagian visceral
(mesenterium) yang jelas.

## 4.2. Saran
Perlu  dilakukan  penelitian  lanjutan terutama terkait deteksi dini pada kasus sub
klinis,  serta  strategi  pencegahan  yang
paling tepat terutama potensi pengembangan vaksin.

## DAFTAR PUSTAKA
Alexandrowicz, J.S. (1951). Lymphocystis tumours  in  the  Red  mullets  ( Mullus surmuletus L.). Journal  of  the  Marine Biological Vol. 30. No. 2.
Alonso, M.C., Cano, I., Garcia-Rosado, E., Castro,  D.,  Lamas,  J.,  &  Barja,  J.L.
(2005). Isolation of lymphocystis disease virus  (LCDV)  from  Sole  ( Solease negalensis )  and  Black  Spot  Sea  Bream ( Pagellus  bogaraveo ). Journal  of  Fish Disease , 28, 221-228.
Aly, S. M., Mansour, S. M. & Thabet, R. Y.
(2018).  Pathological  and  molecular characterization of lymphocystis disease virus (LCDV) in sea bream fish in egypt. Suez Canal Veterinary Medicine Journal SCVMJ. 23:109-126.
Anderson, J.I, & Conroy, D.A. (1968). The significance  of  disease  in  preliminary attempts to raise flatfish and salmonids in sea  water. Bull  Off  Int  Epizoot .  69(7- 8):1129.
Aneer,  G  &  Ljungberg,  O.  (1976). Lymphocystis  disease  in  Baltic  herring ( Clupea  harengus var.  membras  L.).
Journal of Fish Biology . Vol. 8. 5: 345- 350. https://doi.org/10.1111/j.1095- 8649.1976.tb03963.x
Armed  Forces  Institute  of  Pathology. (1968). Manual of Histologic and Special Staining  Technics ,  3rd  ed.  McGraw-tIill Book Company, New York.
American Veterinary Medical Association.
(2020).  AVMA  guidelines  for  the Euthanasia of animals 2020 Edition.
Bangham,  R.V,  &  Hunter,  H.W.  (1939).
Studies  on  fish  parasites  of  lake  eErie. distribution  studies. Zoologica , 24:  383- 448.
Benkaroun,  J.,  Bergmann,  S.  M.,  Römer-
Oberdörfer  A.,  Demircan,  M.D,  Tamer,
C.,  Kachh,  G.R,  Weidmann,  M.  (2022). New Insights into Lymphocystis Disease Virus Genome Diversity. Viruses . 14(12):2741. https://doi.org/10.3390/v14122741.
Borrego,  J.  J.,  Valverde, E. J.,  Labella,  A.
M.,  &  Castro,  D.  (2015). Lymphocystis disease virus: its importance in aquaculture.  Reviews  in  Aquaculture, 9(2), 179–193. doi:10.1111/raq.12131.
Bovo,  B.  &  Florio,  D.  (2008). Viral Diseases of Cultured Marine Fish . 1 st Ed. CRC Press. P. 54.
Bucke,  D.  (1986).  A  short  note  on  a  rare occurrence  of  Lymphocystis  in  Dover sole Solea  solea L. Bull.  Eur.  Ass.  Fish pathol . 6 (l), 7.
Bunkley-Williams , L., Grizzle , J.M, & Williams  Jr, E.H (1996).  First  Report  of
Lymphocystis  in  the  Family  Gerreidae: Caitipa Mojarras Diapterus rhombeus from  La  Parguera,  Puerto
Rico. Journal of Aquatic Animal . Vol. 8, 2:176-179.
Doi.org/10.1577/15488667(1996)008<0 176:FROLIT>2.3.CO;2
Cano,  I.,  Ferro,  P.,  Alonso,  M.C., Bergmann, S.M., Romer-Oberdorfer, A., Garcia-Rosado,  E.,  Castro,  D,  & Borrego,  J.J.  (2006).  Development  of molecular  techniques  for  detection  of lymphocystis  disease  virus  in  different marine  fsh  species .    Journal  Applied Microbiology . 102, 32–40.
Cano, I., Alonso, M.C., Garcia-Rosado, E.,
Saint-Jean  S.R.,  Castro,  D.,  &  Borrego, J.J.  (2006).  Detection  of  lymphocystis
disease  virus  (LCDV)  in  asymptomatic cultured  gilt-head  seabream  ( Sparus aurata L.)  using  an  immunoblot technique. Veterinary  Microbiology , 113, 137-141.
Cano, I., Lopez-Jimena, B, Garcia-Rosado,
E.,  Ortiz-Delgado,  J.B.,  Alonso,  M.C., Borrego,  J.J.,  Sarasquete,  C.,  &  Castro, D.  (2009).  Detection  and  persistence  of lymphocystis  disease  virus  (LCDV)  in Artemia sp. Aquaculture . 291, 230–236.
Carballo,  C.,  Castro,  D.,  Borrego,  J.  J.,  &
Manchado,  M.  (2017). Gene  expression profiles  associated  with  lymphocystis disease  virus  (LCDV)  in  experimentally infected Senegalese sole (Solea senegalensis). Fish & Shellfish Immunology, 66, 129– 139. doi:10.1016/j.fsi.2017.04.028. Castro, T., Mateo, E & Sierralta, V. (2018). Lymphocystic  disease  in  the  clown  fish Amphiprion ocellaris (Perciformes, Pomacentridae), first report in Peru. The Biologist (Lima). Vol. 12, No.2.
Cordero,  H.,  Cuesta,  A.,  Meseguer,  J.  & Esteban,  M.A.  (2016).  Characterization of the gilthead seabream ( Sparus aurata L.)  immune  response  under  a  natural lymphocystis  disease  virus  outbreak. Journal of Fish Diseases 2016 doi:10.1111/jfd.12481.
Cheng, M.C., See, M.S., Wang, P.C., Kuo, Y.T., Ho, Y.S., Chen, S.C., & Tsai, M.A. (2022).  Lymphocystis  disease  virus infection  in  clownfish Amphiprion ocellaris and Amphiprion  clarkii in Taiwan.  Animals  2023,  13,  153. https://doi.org/10.3390/ ani13010153.
Cherif N, Amdouni F, Maatoug K, Zaafran S (2020) Case Report: First occurrence of Lymphocystis  disease  virus  3  (LCDV- Sa) in Wild Marine Fish in Tunisia. Ann
Mar Sci 4(1): 024-029. DOI: https://dx.doi.org/10.17352/ams.000022
Ciulli,  S., Pinheiro, A. C. de A. S., Volpe,
E.,  Moscato,  M.,  Jung,  T.  S.,  Galeotti, M.,  Prosperi,  S.  (2015). Development and application of a real-time PCR assay for  the  detection  and  quantitation  of lymphocystis  disease  virus. Journal  of Virological Methods, 213, 164–
173. doi:10.1016/j.jviromet.2014.11.01.
Cheng, M.,  See,  M.S.,  Wang,  P.,  Kuo,  Y., Ho,  Y.,  Chen,  S.,  &  Tsai,  M.  (2022). Lymphocystis Disease Virus Infection in Clownfish Amphiprion  ocellaris and Amphiprion  clarkii in  Taiwan. Animals: An Open Access Journal from MDPI, 13 .
DOI: 10.3390/ani13010153
Christmast,  J.Y.,  &  Howse,  H.D.  (1970).
The  occurrence  of  lymphocystis  in Micropogon  undulatus and Cynoscion arenarius from  Mississippi  Estuaries.
Gulf Res. Rep ., 3(1).
Chung,  C.  K.,  Kim,  B.G.,  Jung,  H.  W  & Jung,  S.  J.  (2015).  Identification  of antigenic  proteins  of  lymphocystis disease  virus  (LCDV)  by  MALDI-TOF mass  spectrometry. J.  Fish  Pathol ., 28(3): 133~143 http://dx.doi.org/10.7847/jfp.2015.28.3. 133 Colorni,  A,  &  Diamant,  A.  (1995).  Short communication:  splenic  and  cardiac lymphocystis in the red drum, Sciaenops ocellatus (L.). Journal  of  Fish  Diseases 1995. 18, 467-471.
Darai, G., Anders, K., Koch, H.G., Delius, H.,  Gelderblom,  H.,  Samalecos,  C,  & Flugel,  R.M.  (1983).  Analysis  of  the genome  of  fish  lymphocystis  disease virus  isolated  directly  from  epidermal tumours  of  pleuronectes. Virology 126,
466–479.
Doszpoly,  A.,  Kaján,  G.L.,  Puentes,  R.,  &
Perretta,  A.  (2020).  Complete  genome sequence  and  analysis  of  a  novel lymphocystivirus detected
in whitemouth  croaker  ( Micropogonias furnieri ):  lymphocystis  disease  virus 4. Archives  of  Virology,  165 ,  1215  - 1218.  DOI: 10.1007/s00705-020-04570- 1 .
Fautin,  D.G.  &  Allen,  G.R.  (1997).
Anemone  Fishes  and  their  host  sea anemones . Minneapolis, USA: Voyageur Press, 160 pp.
Genten,  F.,  Terwinghe,  E.,  &  Danguy,  A.
(2009). Atlas  of  Fish  Histology .  CRC Press.
Golomazou, E., & Panagiotaki, P.
(2018). Lymphocystis  Disease  Virus (LCDV) in Aquatic Environment. Reference  Module in  Earth  Systems  and Environmental
Sciences. doi:10.1016/b978-0-12- 409548-9.10968-6.
Hadfield,  C.  A.  (2021). Viral  Diseases. Clinical  Guide  to  Fish  Medicine,  407– 430. doi:10.1002/9781119259886.ch24.
Hick,  P.,  Becker,  J.,  &  Whittington,  R. (2016). Iridoviruses of Fish. Aquaculture Virology,127–152. doi:10.1016/b978-0- 12-801573-5.00008-5.
Hossain,  M,  Song  J.Y,  Kitamura  S.I,  Jung S.J,  &  Oh  M.J.  (2008).  Phylogenetic analysis  of  lymphocystis  disease  virus from  tropical  ornamental  fish  species based  on  a  major  capsid  protein  gene.
Journal of Fish Disease , 31: 473-479.
Hossain,  M.,  Song,  J.Y.,  Kitamura,  S.I.,
Jung,  S.J.,  &  Oh,  M.J.    (2009). Phylogenetic  analysis  of  lymphocystis disease  virus  from  tropical  ornamental fish  species  based  on  a  major  capsid protein  gene. Journal  of  Fish  Disease ,
31, 473-479.
Hossain, M, Jung, S.J, Kim, W.S, Kim, S.R, &  Oh,  M.J.  (2009).  Comparison  of lymphocystis  disease  virus  proteins between  marine  and  freshwater  fish. Journal  of  Fish  Pathol ogy,  22(2):  173- 177.
Howse,  H.D.  &  Christmas,  J.Y.  (1970). Lymphocystis  tumors:  histochemical identification  of  hyaline  substances. Trans. Amer. Microsc. Soc . 89, 276-282.
Huang,  X.,  Huang,  Y.,  Xu,  L.,  Wei,  S.,
Ouyang,  Z.,  Feng,  J  &  Qin,  Q.  (2015). Identification  and  characterization  of  a novel  lymphocystis  disease  virus  isolate from cultured grouper in China. Journal of  Fish  Diseases 2015,  38,  379–387 doi:10.1111/jfd.12244
Huizinga,  H.W.  &  Cosgrove,  G.E.  (1973).
Surface and visceral  lymphocystis disease  in  a  white  crappie  ( Pomoxis annularis ). Journal  of  Wildlife  Diseases 9, 349-351.
Ignatius,  B,  Rathore,  G,  Jagdis,  I,
Kandasami  D,  &  Victor,  A.C.  (2001). Spawning,  and  larval  rearing  technique for tropical clownfish Amphiprion sebae under  captive  conditions. J  Aquac Tropic , 16(3): 241-249.
Iwakiri,  S.,  Song,  J.,  Nakayama,  K.,  Oh,
M.,  Ishida,  M.,  &  Kitamura,  S.  (2014). Host  responses  of  Japanese  flounder Paralichthys olivaceus with lymphocystis  cell  formation. Fish  & shellfish  immunology,  38  2 ,  406-11. DOI: 10.1016/j.fsi.2014.03.028 .
Kawato,  S.,  Nozaki,  R.,  Hirono,  I.,  & Kondo,  H. (2021).  Genome  sequence  of lymphocystis  disease  virus  2  LCDV- JP_Oita_2018,  Isolated  from  a  diseased japanese
flounder ( Paralichthys olivaceus ) in Japan. Microbiology Resource Announcements, 10 . DOI: 10.1128/MRA.00547-21 .
Kitamura,  S.I.,  Jung,  S.J.,  Kim,  W.S.,
Nishizwa, T., Yoshimizu, M, & Oh, M.J. (2006).  A  new  genotype  lymphocystis,
LCDV-RF,  from  lymphocytes  diseased rockfish. Archives  of  Virology ,  151(3), 607-615.
Kitamura,  S.I.,  Ko,  J.Y.,  Lee,  W.L.,  Kim,
S.R., Song, J.Y., Kim, D.K., Jung, S.J & Oh, M.J. (2007). Seasonal prevalence of lymphocystis disease virus and aquabirnavirus  in  Japanese  flounder, Paralichthys  olivaceus and  blue  mussel, Mytilus  galloprovincialis . Aquaculture. 266. 26-31. DOI. 10.1016/j.aquaculture.2007.02.034.
Labella,  A.M.,  Leiva-Rebollo,  R.,  Alejo,
A.,  Castro,  D.  &  Borrego,  J.J.  (2019).
Lymphocystis disease virus (LCDV-Sa), polyomavirus 1 (SaPyV1), and papillomavirus  1 (SaPV1) in samples of
Mediterranean  gilthead  seabream. Dis
Aquat Org . Vol. 132: 151–156.
https://doi.org/10.3354/dao03311
Lam,  C.,  Khairunissa.,  Damayanti,  L., Kurobe, T., Teh, S.J., Pfahl, H., Rapi, S., Janetski,  N.,  &  Baxa,  D.V.  (2020). Detection  of  new  strain  of  lymphocystis disease  virus  (LCDV)  in  captive-bred clownfish Amphiprion  percula in  South Sulawesi, Indonesia. Aquaculture International , 28, 2121-2137. https://doi.org/10.1007/s10499-020-
00581-6.
Le  Deuff,  R.M.  &  Renault,  T.  (1993). Lymphocystis  outbreaks  in  farmed seabream, Sparus  aurata ,  first  report  on French  Mediterranean  coast. Bulletin  of European Association of Fish Pathology , 13, 130-133.
Liversidge,  J.  &  Munro,  A.L.S. (l978). In: Fish Pathology (ed. by R.J. Roberts), pp l28-130. Bailliere Tindall, London.
31 | Fish Scientiae: Jurnal Ilmu-Ilmu Perikanan dan Kelautan
López-Bueno,  A.,  Mavian,  C.N.,  Labella, A.M.,  Castro,  D.,  Borrego,  J.J.,  Alcamí, A.,  &  Alejo,  A.  (2016).  Concurrence  of Iridovirus,  Polyomavirus,  and  a  Unique
Member  of  a  New  Group  of  Fish Papillomaviruses in Lymphocystis Disease-Affected Gilthead Sea Bream. Journal  of  Virology,  90 ,  8768  - 8779. DOI: 10.1128/JVI.01369-16 .
Lusiastuti,  A.M.  Sihananto,  B.S.,  Wianty, C.,  Putri,  A.W.M,  &  Penataseputro,  T.
(2022). Etioloy, Detection and control of pearl  tumor  disease  on  snakehead, Channa  striata .  Prosiding  Seminar Nasional Ikan XI. DOI:https://doi.org/10.32491/Semnasika n-MII-2022-p.1-7 Marcogliese,  D.J.,  Fournier,  M.,  Lacroix,
A,  &  Cyr,  D.G.  (2001).  Non-specific immune response associated with infections  of  lymphocystis  disease  virus in  American  plaice, Hippoglossoides platessoides (Fabricius). Journal of Fish Disease . Vol. 24. 121-124. https://doi.org/10.1046/j.1365- 2761.2001.00268.x
Mellergaard S, & Nielsen E. (1995). Impact of  oxygen  deficiency  on  the  disease status of common dab Limanda limanda . Dis Aquat Organ . 22: 101-114.
Mosharrof  H,  &  Myung-Joo  O.  (2011).
Histopathology of marine and freshwater fish lymphocystis disease virus (LCDV). Sains  Malaysiana 2011;  40(10):  1049- 1052.
Murwantoko,  Wijayanti,  E.,  Agustatik,  S.,
Valianti,  H.,  Yulanda,  LK.,  &  Nur
Nukmah,  L.F.  Detection  and  genotype determination  of  lymphocystis  disease virus infecting orange clownfish,
Amphiprion  percula Farmed  in  Batam,
Indonesia. Indonesian Aquaculture
Journal ,  17  (2),  2022,  165-172.  DOI:
http://dx.doi.org/10.15578/iaj.17.2.2022. 165-172 .
Nair, R.R., John, K.R., Krishnan, R., Gopi, A.,  &  Safeena,  M.P.  (2023).  PCR detection  and  phylogenetic  analysis  of the  major  capsid  protein  gene  of Lymphocystis disease virus from cultured  Asian  seabass  ( Lates  calcarifer Bloch,  1790)  along  the  west  coast  of Kerala, India. Aquaculture International . DOI: 10.1007/s10499-023-01203-7
Neave,  F.  (1936a).  Origin  of  the  teleost scale-pattern and the development of the teleost scale. Nature (Lond.), 137: 1034- 1035.
Neave,  F.  1936b.  The  development  of  the scales  of  Salmo.  Trans.  Roy.  Soc.  Can., Sect. V, 30: 55-72.
Neave  F.  (1936b) The  development of  the scales  of Salmo.r . Trans. Sot. Can . 5,
55.-72
Nigrelli,  R.F.  &  Ruggieci,  G.D.  (1965).
Studies  in  virus  diseases  of  fishes. Spontaneous and experimentally induced cellular hypertrophy (Lymphocystis disease)  in  fishes  of  the  New  York Aquarium  with  a  report  of  a  new  cases and  an  annotated  bibliography  (1874- 1965). Zoologica , 50: 83-96.
Nigrelli,  R.F,  &  Smith,  G.M.  (1939).
Studies  in  lymphocystis  disease  in  the orange filefish,
Ceratacacanthus schoepfi (Walbaum),  from  Sandy  Hook
Bay, N. J. Zoologica, 24: 255-266.
Oh,  M.J.,  Kim,  W.S.,  Kitamura,  S.I.,  Lee, H.,  Son,  B.W,  &  Jung,  T.S.  (2006). Change  of  pathogenecity  on  olive flounder, Paralichthys  olivaceus by  Co- Infection of Vibrio harveyi , Edwardsiella tarda, and marine birna virus.
Aquaculture , 257: 156-160.
Overstreet, R.M. (1988). Aquatic pollution problems,  Southeastern  U.S.  Coast:
histopathological indicator. Aquat. Toxicol . 11, 213–239.
Paperna, I., Sabnai, I, & Colorni, A. (1982).
An  outbreak  of  lymphocystis  in Sparus aurata L. In the Gulf of Aqaba, Red Sea. Journal of Fish Disease . 5, 433–437.
Pekmez, K., M. Kaplan, A.A. Çağırgan, F. Arslan,  B.  Kafa,  &  G.  Kalaycı.  (2022).
Molecular characterization of lymphocystis disease virus detected from sea  bream  in  Turkey. Bulletin  of  the European Association of Fish Pathologists 42 (2): 46– 58. https://doi.org/10.48045/001c.38086 .
Peters, N, & Schmid, W. (1995). Formation and disintegration of virions in lymphocystis cells of plaice Pleuronectes platessa . Dis. Aquat. Org. Vol. 21: 109-
113.
Pirarat, N., Pratakpiriya, W., Jongnimitpaiboon,  K.,  Sajjawiriyakul, K., Rodkhum, C., & Chansue, N. (2011).
Lymphocystis  disease  in  cultured  false clown anemone fish ( Amphiprion ocellaris ). Aqua- culture , 315, 414-416.
Qin,  W.Q.,  Gin,  K.Y.,  Lee,  L.Y.,  Gedaria, A.I,  &  Zhang,  S.  (2006).    Development of cytometry-based method for rapid and sensitive detection of a novel marine fish iridovirus  in  cell  culture. Journal  of Virology Methods , 125, 49-54.
Ross,  R.M.  (1978).  Territorial  behaviour and  ecology  of  the  anemone  fish Amphiprion  melanopus on  Guam. Z
Tierpsychol . 46: 71- 83.
Russel, P.H. (1974). Lymphocystis in wild place Pleuronectes  platessa (L.),  and flounder Platichthvs fiesus (L.) in British coastal  waters:  a  histopathological  and
serological  study. Journal  of  Fish Biology 6: 771-778.
Sahoo,  P.K.,  &  Goodwin,  A.E.  (2012). Viruses  of  freshwater  finfish  in  the Asian–Pacific Region. Indian Journal of Virology, 23 , 99 - 105.
Schaperclaus,  W.  (1992). Fish  Diseases .
Volume  I  dan  2,  A.A.  Balkema, Rotterdam, p 525.
Shahi, N., Mallik, S. K., Kala, K., Joshi, N., Patiyal,  R.  S.,  Chandra,  S.,  Singh,  S  & Sarma,  D.  (2020). Seasonal  emergence of benign epidermal tumor in farm-reared adult  grass  carp (Ctenopharyngodon idella) caused  by  lymphocystis  disease virus at Uttarakhand, India . Aquaculture,
735408. doi:10.1016/j.aquaculture.2020.
7.
Shawky,  M.,  Taha,  E.,  Ahmed,  B.M.,
Mahmoud,  M.A.,  Abdelaziz,  M.,  Faisal, M., & Yousif, A. (2021). Initial Evidence That  Gilthead  Seabream  ( Sparus  aurata L.)  Is  a  Host  for  Lymphocystis  Disease Virus  Genotype  I. Animals:  An  Open
Access Journal from MDPI, 11 . DOI: 10.3390/ani11113032 .
Sheng,  X.Z,  &  Zhan  W.B.  (2006). Histopathological  studies  on  the  target organs  of  lymphocystis  disease  virus  of fish. Periodical  Ocean  University  of China 2006; 36: 749-753.
Sheng,  X.Z.,  Zhan,  W.B.,  Xu,  S.J,  & Cheng,  S.F.  (2007).  Histopathological observation  of lymphocystis disease and lymphocystis  disease  virus  (LCDV) detection  in  cultured. Research 6  (4),
378–382.
Sihananto, B.S., Novita, H., Wianty, C., & Lusiastuti, A.M. (2019). A Case Study of Lymphocystis  Virus  Disease  in  Farmed Giant  Snakehead  ( Chana  striata )  in Mandiangin, South Kalimantan. Indonesian  Aquaculture  Journal ,  14(2),
75-81.
https://doi.org/
10.15578/iaj.14.2.2019.75-81.
Sindermann, C.J. (1970). Principal diseases of marine fish and shellfish .52- 57., Academic press . New York.
Siva,  M.U.,  Marudhupandi,  T.,  Haq, M.A.B,  &  Kumar,  T.T.A.  (2014). Histopathological study of lymphocystis disease  virus  (LCDV)  in  cultured  false clownfish, Amphiprion ocellaris (Cuvier,
1830)  and  true  clownfish, Amphiprion percula (Lacepede,  1802) Journal  of Coastal  Life  Medicine .  2014;  2(4):  264-
269.
Doi:10.12980/JCLM.2.2014APJTD- 2014-0016.
Smail,  D.A.  (1979).  Studies  on  the identification  and  characterisation  of certain fish viruses with special reference to lymphocystis and piscine erythrocytic necrosis  (PEN)  viruses.  University  of Plymouth. Theses.
Sumithra,  T.G.,  Krupesha  Sharma,  S.R., Neelima, L., Dhanutha, N.R., Joshy, A., Anusree,  V.N.,  Gayathri,  S.,  Raghu,  R., Praveen,  N.D.,  Thomas,  S.,  &  Rajesh, K.M.  (2022).  Red  sea  bream  iridovirus infection  in  cage  farmed  Asian  sea  bass ( Lates  calcarifer ):  Insights  into  the pathology,  epizootiology,  and  genetic diversity. Aquaculture .
DOI: 10.1016/j.aquaculture.2021.737571
.
Tidona,  C.A,  &  Darai,  G.  (1997).  The Complete DNA Sequence of Lymphocystis  Disease  Virus. Virology
230, 207–216.
Valverde,  E.J.,  Cano,  I.,  Labella,  A.M.,
Borrego,  J.J.,  &  Castro,  D.  (2016). Application of a new real-time
polymerase  chain  reaction  assay  for surveillance  studies  of  lymphocystis disease virus in farmed gilthead
seabream. BMC  Veterinary  Research, 12 .
Valverde,  E.J.,  Borrego,  J.J.,  Sarasquete,
M.C., Ortiz- Delgado, J.B., & Castro, D. (2017).  Target  organs  for  lymphocystis disease  virus  replication  in  gilthead seabream  ( Sparus  aurata ). Veterinary Research , 48, 21.
Valverde, E.J., Labella, A.M., Borrego, J.J.
&  Castro,  D.  (2019). Artemia spp.,  a Susceptible  Host  and  Vector  for Lymphocystis  Disease  Virus. Viruses: An  Open  Access  Journal  from  MDPI .
11.506; doi:10.3390/v11060506.
Van Oosten J. (1957). The skin and scales . In:  The  physiology  of  fishes.  Vol.  l. Brown M.E. (ed.). Academic Press. New York. pp 207-244.
Vijayapoopathi, S., Ayyaru, G., Kuzhanthaivel, R., & Syed, A. (2016). Lymphocystis  in  Indian  oil sardine, Sardinella longiceps ( Valenciennes 1847).  Asian  Pacific Journal  of  Tropical  Disease,  6(8),  611– 614. doi:10.1016/s2222-1808(16)61095- 2.
Volpe,  E.,  Errani,  F.,  Mandrioli,  L.,  & Ciulli,  S.  (2023).  Advances  in  Viral Aquatic  Animal  Disease  Knowledge: The Molecular Methods’ Contribution. Biology, 12 . DOI: 10.3390/biology12030466
Wachirachaipaisal,  N.,  &  Limsuwan,  C.
(1985). Study on lymphocystis disease in red  solider ﬁsh ( Sarcocentrum  rubrum ).
Conference  on  the  living  aquatic resources.  Bangkok,  pp.    7–8.  March 1985.
Walker  R.  (1962).  Fine  Structure  of lymphocystis  disease  virus  in  fish. Virology 1962; 18: 503-505.
Walker, R, & Wolf, K. (1962). Virus array in  lymphocystis  cells  of  sunfish.  A m Zool, 2: 566.
Walkcr,  R.  (1965).  Viral  DNA  and cyroplasmic  RNA  in  lyrnphocystis  cells of Fish in "viral Diseases of poikilothermic  vertebrates” Ann.  N.Y. Acad. Sci . 126: 375.
Walker,  R,  &  Wcissenberg.  (1965).
Conformity  of  light  and  clcctron- microscopic  studies  on  virus  particlc distriburion  in  lymphocystis  cells  of fishes in " Viral Diseases of Poikilothermic  Vertebrates” Ann.  N.Y. Acad. Sci . 126:386
Walker,  R, & Hill, B.J. (1980). Studies on the culture assay of infectivity and some in vitro properties of lymphocystis virus. J. Gen.  Virol .  51, 385–395.
Weissenberg,  R.  (1965).  Fifty  Years  of research  on  the  lymphocystis  disease  of fishes  (1914-1964). Ann  N  Y  Acad  Sci. 126: 362-374.
Welling,  S.R.  (1970).  Biology  of  some virus  diseases  ol  marine  fish.  A Symposium  of  the  American  Fishcries Society  on  Diseases  of  Fishes  and Shcllfishes  (ed.  S.F.  Snieszko). Spec.
Publ. Am. Fish. Soc . (5): 296-306.
Williams  Jr.,  E.H.,  Grizzle,  J.M.  & Bunkley-Williams, L. (1996). Lymphocystis In Indian glass ﬁsh Chanda  ranga imported  from  Thailand to Puerto Rico. J. Aquat. Anim. Health 8, 173–175. Doi.org/10.1577/1548- 8667(1996)008%3C0173:LIIGCR%3E2 .3.CO;2 Woodcock,  H.M.  (1904).  Note  on  a remarkable  parasite  of  plaice  and flounder. Proc.  Trans.  l.'Pool  Biol.  Soc . 18: 143
Wolf, K, (1988). Lymphocystis disease. In:
Wolf K, editor. Fish viruses and fish viral diseases. Ithaca: Comstock Pub Assoc.
Wu,  R.-H.,  Tang,  X.-Q.,  Sheng,  X.-Z.,  & Zhan,  W.-B.  (2015). Tissue  distribution of the 27.8 kDa receptor and its dynamic expression  in  response  to  lymphocystis disease  virus  infection  in  Flounder (Paralichthys  olivaceus).  Journal  of Comparative  Pathology,  153(4),  324– 332. doi:10.1016/j.jcpa.2015.10.176.
Xu,  L.,  Feng,  J.,  &  Huang,  Y.  (2014). Identification  of  lymphocystis  disease virus  from  paradise  fish Macropodus opercularis (LCDV-PF). Archives  of Virology, 159 , 2445-2449. DOI: 10.1007/s00705-014-2060-0 .
Zhang,  Q.Y.,  Xiao,  F.,  Xie,  J.,  Li,  Z.Q,  & Gui,  J.F.,  (2004).  Complete  genome sequence  of  lymphocystis  disease  virus isolated  from  China. J.  Virol. 78(13),
6982–6994.
Zhang H, Sheng X, Tang X, Xing J, Chi H and  Zhan  W  (2023)  Transcriptome analysis  reveals  molecular  mechanisms of  lymphocystis  formation  caused  by lymphocystis  disease  virus  infection  in flounder ( Paralichthys olivaceus ). Front. Immunol. 14:1268851. doi: 10.3389/fimmu.2023.1268851.
Zheng,  F.,  Liu,  H.,  Guo,  X.,  &  Wang,  B. (2016).  Isolation  and  identification  of  a new isolate of lymphocystis disease virus isolated  from  black  rockfish  ( Sebastes schlegelii )  in  China. Aquaculture,  451 ,
340-344.
DOI: 10.1016/J.AQUACULTURE.2015.
09.026 .
Zhong,  Y.,  Fei,  C.,  Tang,  X.,  Zhan,  W.  & Sheng,  X.  (2017).  A  32  kDa  viral attachment  protein  of  lymphocystis disease virus (LCDV) specifically interacts  with  a  27.8  kDa  cellular
35 | Fish Scientiae: Jurnal Ilmu-Ilmu Perikanan dan Kelautan
receptor  from  flounder  ( Paralichthys olivaceus ). Journal of General Virology .
98:1477–1488
DOI
10.1099/jgv.0.000805.
Zwillenberg L.D, & Wolf, K. (1962). Ultrastructure of lymphocystis virus. J
Virol 1968; 2: 393-399.