Abstrak — Kekeringan  merupakan faktor  utama yang  membatasi pertumbuhan  dan  perkembangan  tanaman  serta  berpengaruh terhadap  produktivitas  tanaman  di  seluruh  dunia,  utamanya  di daerah  tropis.  Seperti  halnya  tanaman  lain,  tembakau  juga mengembangkan  mekanisme  pertahanan  terhadap  cekaman kekeringan.  Salah  satu  bentuk  pertahanan  tersebut  yaitu tanaman  melakuan  mekanisme  produksi  antioksidan  berupa asam  askorbat.  Penelitian  ini  bertujuan  untuk  mengetahui pengaruh  paraquat  (PQ)  terhadap  kandungan  asam  askorbat pada tembakau (Nicotiana tabacum L.) var. MKY yang dicekam kekeringan.  Cekaman  kekeringan  dilakukan  dengan  cara melakukan  penghentian  pemberian  air  pada  tanaman,  serta digunakan  PQ  dengan  konsentrasi  0.0005,  0.001,  0.0025,  dan 0.005%.  Parameter  yang  diukur  adalah  kandungan  asam askorbat  (AsA).  Pemberian  pra-perlakuan  menggunakan paraquat  dengan konsentrasi  tersebut  terbukti mampu meningkatkan  kandungan  asam  askorbat.  Paraquat  dengan konsentrasi  0.001%  dinilai  merupakan  konsentrasi  yang  paling optimal  sebagai  second  messenger  untuk  meningkatkan  respon N. tabacum dibawah cekaman kekeringan .
Kata  kunci —Antioksidan, Paraquat, ROS, Second  messenger, N . tabacum var. MKY

## I. PENDAHULUAN
EKAMAN  lingkungan  merupakan  salah  satu  faktor eksternal  yang  dapat  mempengaruhi  pertumbuhan  dan perkembangan  tanaman  [1].  Seperti  halnya  tanaman  lain, produktivitas tanaman tembakau ( Nicotiana tabacum L . ) juga dipengaruhi  oleh  cekaman  biotik  dan  abiotik.  Faktor  biotik meliputi  serangan  serangga,  jamur  dan  mikrobia  [2]. Sedangkan  faktor  cekaman  abiotik  meliputi  kekeringan,  suhu ekstrim,  cekaman  genangan,  salinitas  [3].  Diantara  faktor abiotik  tersebut,  kekeringan  merupakan  faktor  utama  yang membatasi  pertumbuhan  dan  perkembangan  tanaman  serta berpengaruh terhadap produktivitas tanaman di seluruh dunia, utamanya di daerah tropis [4].
Tembakau  ( N.  tabacum L . )  merupakan  salah  satu  spesies dalam  famili  Solanaceae  yang  bernilai  ekonomi  tinggi (Rachmat et al. , 2010). Tanaman tersebut merupakan tanaman non-pangan  asli  Amerika  yang  banyak  dibudidayakan  di
hampir seluruh dunia [5]. Sejauh ini, daun tembakau diproses secara  komersial  sebagai  bahan  utama  rokok  dan  cerutu  [5]. Namun  demikian,  tembakau  juga  memiliki  potensi  untuk dikembangkan  dalam  industri  kosmetik  [6],  bioenergy  [7], biopestisida  dan  industri  farmasi  [8].  Selain  itu,  tanaman tersebut juga digunakan sebagai salah satu sistem model yang paling  penting  dalam  pengembangan  bioteknologi  tanaman [9].
Di Indonesia terdapat banyak varietas tembakau yang telah dibudidayakan  oleh  petani.  Beberapa  varietas  tersebut  antara lain  adalah  Prancak  95,  Marakot  ,  Jepon  Mawar,  dan  MKY. Masing-masing  varietas  tersebut  memiliki  karakteristik  yang khas,  baik  karakter  morfologi,  fisiologi  dan  fitokimia  [10]. Seperti  halnya  tanaman  yang  lain,  tembakau  juga  memiliki mekanisme respon terhadap cekaman kekeringan.
Respon  tersebut  meliputi  respon  morfo-anatomi,  fisiologi, molekuler dan biokimia [11]. Beberapa penelitian menunjukkan  bahwa  cekaman  kekeringan  dapat  menghambat pertumbuhan  akar  [12],  daun,  batang  [13]dan  menginduksi penutupan  stomata  [14].  Selain  itu  [15]  juga  menyebutkan bahwa cekaman kekeringan berdampak pada menurunnya laju fotosintesis.  Menurut  penelitian  yang  dilakukan  oleh  [16], cekaman kekeringan juga berdampak pada perubahan ekspresi dari  beberapa  gen  responsif  terhadap  cekaman  kekeringan, diantaranya NtABA2,  NtERD10B dan NtLTPI pada  tiga varietas  (Marakot,  Jepon  Mawar  dan  MKY)  ,  varietas  MKY memiliki respon yang paling baik diantara ketiga varietas yang lain terhadap cekaman kekeringan.
Selain  itu,  salah  satu  bentuk  umum  respon  tanaman terhadap  cekaman  kekeringan  adalah  diproduksinya  ROS ( Reactive  Oxygen  Species )  dalam  jumlah  berlebih  (Nxele, 2017).  ROS  yang  terbentuk  dapat  menyebabkan  deformasi membran sel sebagai akibat stres oksidatif pada membran lipid dan apparatus fotosintesis,  merusak  biomolekul  lain  seperti protein dan DNA hingga menyebabkan mutasi [17]. Beberapa contoh  jenis  ROS  yang  sangat  reaktif  adalah  singlet  oksigen („O2),  hydrogen  peroksida  (H2O2),  superoksida  (O2ˉ)  dan radikal hidroksil („OH). Selain memberi dampak negatif, pada konsentrasi  yang  rendah,  ROS  juga  berfungsi  sebagai second

## Pengaruh Pra-perlakuan Paraquat Terhadap Kandungan Asam Askorbat Pada Tembakau ( Nicotiana tabacum L.) var. MKY yang Dicekam Kekeringan
Muhammad Ichsan Al Farisy, Nurul Jadid Departemen Biologi, Fakultas Ilmu Alam, Institut Teknologi Sepuluh Nopember (ITS)
e-mail : ichsanfaris66@gmail.com
C
JURNAL SAINS DAN SENI ITS Vol. 7, No. 1 (2018), 2337-3520 (2301-928X Print)                                                                E6
messenger dalam  sistem  transduksi  sinyal  respon  tanaman terhadap cekaman lingkungan [17].
Penelitian  yang  dilakukan  oleh  [18]  membuktikan  bahwa pra perlakuan menggunakan Paraquat (PQ) mampu meningkatkan  enzim  antioksidan  dan  melindungi  sel-sel  dari kerusakan  oleh  ROS  pada  tanaman  mentimun (Cucumis sativus) dibawah cekaman kekeringan. Pra perlakuan tersebut dapat  digunakan  sebagai  alternatif  dalam  meningkatkan ketahanan tanaman terhadap cekaman kekeringan . PQ adalah herbisida  yang  memiliki  komponen  aktif  berupa  metil viologen  (MV;  1,1'-dimetil-4,4'-bipyridinium  diklorida), memberi  efek phytotoxic pada  tanaman  dengan  mentransfer elektron dari fotosistem I ke molekul oksigen, mengakibatkan akumulasi  radikal  superoksida  di  kloroplas  [19].  Hingga  saat ini,  penelitian  tentang  pengaruh  PQ  terhadap  kandungan senyawa  antioksidan  pada  tanaman  tembakau  varietas  yang banyak  dikembangkan  di  Indonesia  masih  jarang  dilakukan. Oleh  karena  itu,  penelitian  ini  bertujuan  untuk  mengetahui pengaruh  pemberian  PQ  terhadap  kandungan  senyawa antioksidan  berupa  asam  askorbat  pada  tanaman  tembakau ( Nicotiana tabacum L.) Var.MKY yang tercekam kekeringan. Peneitian  ini  bertujuan  untuk  mengetahui  pengaruh  PQ terhadap kandungan asam askorbat pada tembakau ( Nicotiana tabacum L.) var. MKY yang dicekam kekeringan.

## II. METODOLOGI

## A.  Pembibitan
Biji Tembakau ( Nicotiana tabacum L.) Var.MKY direndam didalam  air  selama  24  jam,  benih  kemudian  disebar  diatas nampan  yang  telah  berisi  media  tanah  kompos,  pupuk  NPK dan  cocopeat  dengan  perbandingan  2:1:1  secara  homogen. Setelah  itu  disemprot  dengan  fungisida  dengan  merk dithane untuk  menghindari  tumbuhnya  jamur  parasit.  Kemudian dilakukan penyiraman sebanyak 1 kali sehari hingga tembakau memiliki 3-4 daun.

## B. Perlakuan sebelum pemberian cekaman
Bibit  yang  telah  tumbuh  dan  memiliki  3-4  daun dipindahkan  kedalam polybag ukuran 3 kg dengan  komposisi media  tanah  kompos,  pupuk  NPK  dan cocopeat dengan perbandingan  2:1:1.  Setelah  ditanam  kedalam  polybag  ,  bibit tembakau dibiarkan dan disirami selama 7 hari sebagai proses aklimatisasi.  Kemudian  bibit  tembakau  secara  terpisah dilakukan  uji  pemberian  PQ  dengan  tipe  gramoxone  276SL (Syngenta)  dengan  konsentrasi  (0.0005,  0.001,  0.0025,  dan 0.005 %), setiap konsentrasi dilakukan 3 kali ulangan. Setelah diberi perlakuan PQ, bibit disinari dengan (40 watt sˉ2) selama 1  jam  ,  kemudian  dari  setiap  perlakuan  diambil  sampel  daun sebanyak  4  g  untuk  selanjutnya  digunakan  dalam  uji malondialdehyde,  kandungan  asam  askorbat  (AsA)  ,  klorofil, dan kandungan air relatif.

## C. Penentuan kandungan Asam askorbat
Kandungan  asam  askorbat  ditentukan  berdasarkan  titrasi iodin. Daun tembakau dihaluskan hingga homogen. Ditimbang sebanyak  2  gram  dimasukkan  ke  dalam  gelas  ukur  20  ml dengan  penambahan  aquades  sampai  tanda  20  ml.  Bahan selanjutnya  disaring  untuk  memperoleh  filtrat.  Filtrat  diambil
sebanyak  5  ml  dengan  pipet  dan  dimasukkan  ke  dalam Erlenmeyer  125  ml,  lalu  ditambahkan  2  ml  indikator  amilum 1% dan aquades 20 ml. Larutan tersebut dititrasi dengan iodin 0,01  N  sampai  terjadi  perubahan  warna  (biru  keunguan). Perhitungan  asam  askorbat  dengan  standarisasi  larutan  iodin yaitu pada setiap 1 ml 0,01 N iodin ekuivalen dengan 0,88 mg asam askorbat [2].

## D.  Statistik
Penelitian  dilakukan  dengan  menggunakan  rancangan  acak lengkap.  Penelitian  ini  menggunakan  6  perlakuan  (perlakuan dengan  PQ  0.0005,  0.001,  0.0025,  0.005%).  Masing-masing perlakuan diulang  sebanyak 4 kali Selanjutnya, data dianalisa menggunakan  ANOVA  one-way  dan  Least  Significant Difference (LSD). P-values <0.05 dianggap signifikan.

## III. P EMBAHASAN

## A. Kandungan Asam Askorbat
Salah  satu  respon  yang  umum  terjadi  pada  saat  tanaman menghadapi cekaman biotik maupun abiotik adalah diakumulasinya  antioksidan  [20].  Jenis  dan  konsentrasi antioksidan yang diakumulasi juga bersifat species-dependent . Beberapa  penelitian  menunjukkan  bahwa  tanaman  yang berada pada kondisi tercekam kekeringan mampu meningkatkan  biosintesis  antioksidan  enzimatik  dan  non enzimatik  [21].  Salah  satu  contoh  antioksidan  non  enzimatik adalah  asam  askorbat  (AsA).  Pada  penelitian  ini,  pengaruh pemberian paraquat  terhadap  kandungan  AsA dilakukan pada hari ke-1 dan ke-28 setelah dicekam kekeringan.
Gambar  1. Pengaruh  pemberian  pra-perlakuan  paraquat  dan  cekaman kekeringan terhadap kandungan asam askorbat pada daun N. tabacum .
Kandungan  AsA N.tabacum pada  hari  ke-1  pemberian cekaman kekeringan memiliki rata-rata sebesar 0.2608 mg/gr, dengan  kandungan  AsA  terendah  berada  pada N.  tabacum yang  diberi  pra-paraquat  dengan  konsentrasi  0,001%  sebesar 0.2347  mg/gr,  dan  kandungan  tertinggi  berada  pada N. tabacum yang  diberi  perlakuan  paraquat  dengan  konsentrasi 0.005%  sebesar  0.3241  mg/gr.  Sedangkan  pada  hari  ke-28 setelah  pemberian  cekaman  kekeringan,  pemberian  pra- perlakuan  dengan  paraquat  tampak  berpengaruh  terhadap kandungan  AsA  (a  <0.005).  Rata-rata  kandungan  AsA  di
0,0000 0,0500 0,1000 0,1500 0,2000 0,2500 0,3000 0,3500 0,4000 0,4500 0.0005 0.001 0.0025 0.005 kontrol kontrol + A sa m a sk or b at (m g/ gr ) Konsentrasi Paraquat (%) Hari ke-1
Hari ke-28
JURNAL SAINS DAN SENI ITS Vol. 7, No. 1 (2018), 2337-3520 (2301-928X Print)                                                                E7
semua N.  tabacum pada  hari  ke-28  mengalami  peningkatan sebesar  0.  0.3094  mg/gr.  Pemberian  pra-perlakuan  paraquat pada hari ke 28 ini menunjukkan pengaruh signifikan terhadap kandungan AsA pada N. tabacum yang diberi paraquat dengan konsentrasi  0.001%  jika  dibandingkan  dengan  kontrol  yaitu sebesar 0.3694 mg/gr (LSD<0.005) (Gambar 1).
Paraquat merupakan senyawa organik yang pada umumnya digunakan  sebagai  salah  satu  komponen  herbisida,  yang bersifat  polar  yang  masuk  kedalam  sel  tumbuhan  melalui mekanisme  difusi  pasif  pada  membrane  sel,  difusi  pasif merupakan mekanisme masuknya molekul melewati membrane dengan menggunakan pergerakan gradient konsentrasi  sehingga  tidak  memerlukan  energy  (Sterling, 1994).  bertindak  sebagai  alternatif  akseptor  elektron  yang mengambil elektron dari protein Fe-S pada fotosistem I. Selain itu,  paraquat  juga  menghambat  reduksi  ferredoksin  dan produksi  NADPH.  Selain  itu,  beberapa  penelitian  juga menyebutkan  bahwa  paraquat  berfungsi  sebagai  senyawa organik  yang  mampu  menginduksi  terjadinya  stres  oksidatif karena mampu meningkatkan secara signifikan produksi ROS. Keberadaan  ROS  dapat  memberikan  dampak  negatif  bagi tanaman  pada  konsentrasi  tinggi.  Meskipun  demikian, penelitian  sebelumnya  juga  menunjukkan  bahwa  pada konsentrasi yang relative rendah, ROS dapat berfungsi sebagai second  messenger [22],  ROS  yang  lebih  rendah  sebagai molekul  persinyalan  dalam  proses  pertumbuhan  dan perkembangan  tanaman  seperti  pemanjangan  sel  [23], diferensiasi  [24],  morphogenesis,  serta  tanggapan  terhadap berbagai rangsangan lingkungan, utamanya dalam meningkatkan  kandungan  senyawa  AsA  [25].  Diantara senyawa ROS yang mampu diinduksi oleh paraquat, hydrogen peroxide (H2O2) merupakan  salah satu ROS  yang diproduksi dalam  konsentrasi  yang  relative  lebih  tinggi  dibandigka  ROS lainnya  dan  memiliki  karakteristik  berukuran  molekul  kecil sehingga  memungkinkan  untuk  terjadinya  difusi  melalui membran  sel  dan  terjadinya  perpindahan  dari  kompartemen seluler  yang  satu  ke  kompartemen  seluler  lainnya  untuk memfasilitasi proses signal transduksi [26].
AsA merupakan salah satu senyawa antioksidan paling kuat [2] yang berperan penting dalam  mengatasi produk ROS  [27] Biosintesis  AsA  terjadi  di  mitokondria  melalui  beberapa jalur,jalur  utama  yang  paling  jelas  adalah  Smirnoff- Wheelerjalur yang juga disebut jalur D- mannose / L- galaktosa [2].  Kemampuan  asam  askorbat  dalam  mengatasi  ROS  dapat dijelaskan pada siklus ascorbate- glutathione (Gambar 3). Siklus glutathione-ascorbate adalah  jalur  metabolik  yang berperan  dalam  mendetoksifikasi  H 2 O 2 ,  yang  dihasilkan sebagai  produk  samping  sebuah  proses  metabolisme.  Siklus ini  melibatkan  beberapa  jenis  antioksidan  seperti  AsA, glutathione, NADPH dan beberapa enzim lainnya (Noctor and Floyer,1998). Pada siklus ini, H 2 O 2 akan direduksi menjadi air oleh askorbat  peroksidase (APX)  dengan  menggunakan  AsA sebagai  donor  electron  (Gambar  3).  Askorbat  teroksidasi ( monodehydroascorbate ) kemudian diregenerasi oleh monodehydroascorbate reduktase  (MDAR)  [28].  Namun, monodehydroascorbate pada dasarnya adalah radikal dan jika tidak  cepat  direduksi,  maka  akan  menjadi  askorbat  dan dehidroaskorbat. Dehidroaskorbat selanjutnya akan di reduksi menjadi askorbat oleh dehidroascorbat reduktase, menghasilkan  glutathione  teroksidasi  (GSSG).  Selanjutnya,
GSSG  akan  direduksi  oleh glutathione  reductase (GR) menggunakan  NADPH  sebagai  donor  elektron.  Mekanisme inilah  yang  digunakan  oleh  tanaman  dalam  merespon  adanya stress  oksidatif.  Namundemikian,  adanya  enzim  antioksidan lainnya  seperti peroksiredoxins dan glutathione  peroxidases juga  dilaporkan  memiliki  fungsi  penting  dalam  mekanisme pertahanan tanaman terhadap cekaman kekeringan [29].
Pemberian  pra  perlakuan  menggunakan  paraquat  dengan konsentrasi  tertentu  diperkirakan  mampu  meningkatkan kandungan  AsA  endogen  pada N.  tabacum sehingga  mampu bertahan dalam menghadapi cekaman kekeringan. Hal ini juga serupa  dengan  penelitian  yang  dilakukan  oleh  [30]  dan  [31] yang  menunjukkan  bahwa  peningkatan  antioksidan  dapat diinduksi  dengan  penggunaan inducer eksogen  dan  hal tersebut  berpengaruh  positif  terhadap  ketahanan  tanaman terhadap cekaman kekeringan. Hal yang sama juga dilaporkan oleh [32] menunjukkan bahwa penyemprotan tanaman dengan H 2 O 2 dapat  meringankan  stres  kekeringan  pada  kedelai. Temuan  tersebut  menunjukkan  bahwa  H 2 O 2 dapat  memicu aktivasi  mekanisme  pertahanan  seperti  KAR,  laju  fotosintesis dan  konduktansi  stomata  daun  yang  tertekan  kekeringan termasuk  peningkatan  kadar  antioksidan,  yang  membantu meringankan  kerusakan  dan  memperbaiki  pertumbuhan  dan kinerja tanaman di bawah kekeringan.

## IV. KESIMPULAN
Pemberian  pra-perlakuan    menggunakan  paraquat  dengan konsentrasi  0.0005,  0.001,  0.0025,  dan  0.005%  terbukti mampu meningkatkan kandungan senyawa antioksidan berupa asam  askorbat  pada  kondisi  tercekam  kekeringan.  Pra- perlakuan  paraquat  dengan  konsentrasi  0.001%    dinilai merupakan  konsentrasi  yang  paling  optimal  sebagai second messenger untuk  meningkatkan  respon  N. tabacum dibawah cekaman kekeringan.

## UCAPAN TERIMA KASIH
Penulis M. Ichsan Al F. mengucapkan terima kasih  kepada Bapak  Dr.  Nurul  Jadid  M.sc.  selaku  pembimbing  dalam penelitian  ini.  Penulis  juga  berterima  kasih  kepada  Ibu  Noor Nailis  Saadah  ,  S.Si.,  M.Si.  dan  Ibu  Wirdhatul  Muslihatin, S.Si.,M.Si.  sebagai  penelaah  penguji  paper  ini.  Penelitian  ini didanai oleh ITS 2017 .

## DAFTAR PUSTAKA
[1] Z. E. Taiz L, Plant Physiology . California: The Benjamin/Cummings Publishing Company, Inc, 1991.
[2] F.  Aysin,  F.,  Bensan,.E.,  Elif.,  Eyidogan,  “Generating  salt-tolerant Nicotiana  tabacum  and  identification  of  stress-responsive  mRNAs in transgenics,” Turk. J. Botany , vol. 39, pp. 757–768, 2015.
[3] A.  Abiri, R., Noor,  A., Mahmood, M., Zetty, Norhana, Y., Narges, A.,  Mahmod,  S.,  Alireza,  V.,  Nahid,  K.,  Parisa,  “Role  of  ethylene and  the  APETALA  2/ethylene  response  factor  superfamily  in  rice under  various  abiotic  and  biotic  stress  conditions  Rambod  Abiri,” Environ. Exp. Bot. , vol. 134, pp. 33–44, 2017.
[4]
M. Rachmat, “Pengembangan ekonomi tembakau nasional:kebijakan Negara maju dan pembelajaran bagi Indonesia,” Anal. Kebijak. Pertan. , vol. 8, no. 1, pp. 67–83, 2010.
[5] H.  Darvishzadeh  ,  R.,  Mirzaei,  L.,  Maleki,  H.,  Lauretin,  “Genetic variation  in  oriental  tobacco  (Nicotiana  tabacum  L.)  by agromorphological traits and simple sequence repeat markers,” Rev.
Ciência Agronômica , vol. 44, no. 2, pp. 347–355, 2013.
[6] J.  Denduangboripant,  “Genetic  Polymorphism  between  Tobacco Cultivar-groups  Revealed  by  Amplified  Fragment  Length Polymorphism Analysis,” J. Agric. Sci. , vol. 2, no. 2, 2010.
[7] D.  Ru,  Q.,  Li-juang,  W.,  Li,  W.,  Wang,  J.,  Yu-ting,  “In  Vitro Antioxidant  Properties  of  Flavonoids  and  Polysaccharides  Extract from  Tobacco  (Nicotiana  tabacum  L.)  Leaves.  Molecules,” MDPI , vol. 17, pp. 11281–11291, 2012.
[8] C.  Martinez,  N.,  Pedro,  A.,  Joaquin,  A.,  Antonia,  P.,  Antonio,  C., Ruben, B, Juan, “Optimization of non-catalytic transesterification of tobacco (Nicotiana tabacum) seed oil using supercritical methanol to biodiesel  production,” Energy  Convers.  Manag. ,  vol.  131,  pp.  99– 108, 2017.
[9] G.  Davalieva,  K.,  Maleva,  I.,  Filiposki,  K.Spiroski,  O.,  Efremov, “Genetic Variability of Macedonian Tobacco Varieties Determined by Microsatellite Marker Analysis. Diversity,” vol. 2, pp. 439–449, 2010.
[10] J. Shuai,.C., Guan-shan, L., Wang, Y., Sun, Y., Chen, “Cloning of a Calcium-Dependent  Protein  Kinase  Gene  NtCDPK12,  and  Its Induced  Expression  by  High-Salt  and  Drought  in  Nicotiana tabacum,” Agric. Sci. China , vol. 10, pp. 1851–1860, 2011.
[11] L.  Yue,  Y.,  Mingcai,  Z.,  Jiachang,  Z.,  Liusgheng,  D.,  Zhaohu, “Arabidopsis  LOS5/ABA3  overexpression  in  transgenic  tobacco (Nicotiana  tabacum  cv.  Xanthi-nc)  results  in  enhanced  drought tolerance,” Plant Sci. , vol. 181, pp. 405–411, 2011.
[12] N.  S.  dan  Y.  B.  Ai,  “Konsentrasi  klorofil  daun  sebagai  indikator kekurangan air pada tanaman,” J. Ilm. Sains , vol. 11, pp. 166 – 171, 2011.
[13] C. Sun, J.Jing, G., Jun, Z., Shuang, H., Aiping, S., Fadi, C., Weimin, F.,  Jiafu,  J.,  Sumei,  “Changes  in  leaf  morphology,  antioxidant activity  and  photosynthesis  capacity  in  two  different  drought- tolerant cultivars of chrysanthemum during and after water stress,” Sci. Hortic. (Amsterdam). , vol. 161, pp. 249–258, 2013.
[14] V.  Esmaeilpour,  A.,  Marie,  C.,  Roeland,  S.,  Pascal,  B.,  Patrick, “Variation  in  biochemical  characteristics,  water  status,  stomata features,  leaf  carbon  isotope  composition  and  its  relationship  to water  use  efficiency  in  pistachio  (Pistacia  vera  L.)  cultivars  under drought  stress  condition,” Sci.  Hortic.  (Amsterdam). ,  vol.  211,  pp. 158–166, 2016.
[15] J.  Hysková  ,  V.,  Miedzinska.,  Dobra,  “Phosphoenolpyruvate carboxylase,  NADP-malic  enzyme,  and  pyruvate,  phosphate dikinase are involved in the acclimation of Nicotiana tabacum L. to drought stress,” J. Plant Physiol. , vol. 171, pp. 19–25, 2014.
[16] B. Nxele, X., Klein, A., Ndimba, “Drought and salinity stress alters ROS  accumulation,  water  retention,  and  osmolyte  content  in sorghum plants,” South African J. Bot. , vol. 108, pp. 261–266, 2017.
[17] N.-I. F. Sgherri CLM, “Sunflower seedlings subjected to increasing
water  deficit  stress:  oxidative  stress  and  defence  mechanisms,” Physiol Plant , vol. 93, pp. 25–30, 1995.
[18] X.  Liu,  Z.,  Zhang,  “Exogenous  paraquat  changes  antioxidant enzyme  activities  and  lipid  peroxidation  in  drought-stressed cucumber leaves,” Sci. Hortic. (Amsterdam). , vol. 121, pp. 138–143, 2009.
[19] Q.  Lascano,  R.,  Nacira,  M.,  German,  R.,  Marianela,  R.,  Mariana, M.,  Victorio,  T.,  Gaston, Herbicides  -  Properties,  Synthesis  and Control of Weeds . china: Intech open science, 2012.
[20] F. Anwar, L. Said, and M. Gilani., “Moringa oleifera a Food Plant with  Multiple  Medicinal  Uses,” Phyther.  Res. ,  vol.  21,  pp.  17–25, 2017.
[21] N.  S.  B.N.  Devendra,  P.  Talluri,  “Callus  Induction  and  Somatic Embryogenesis of Moringa oleifera Lam an anti-radiation Plant,” J. Agric. Technol. , vol. 8, pp. 1953–1963.
[22] D.  F.  Wetherell, Plant  Tissue  Culture  Series .  New  Jersey:  Avery Publishing Group Inc, 2008.
[23] S.  C.  V.  M.A.J.  Toonen,  “Initiation  of  Somatic  Embryos  from Single  Cell.  In:  Wang,  T.L.,  A.  Curming  (ed).  Embryogenesis  the Generation of Plant,” Sci. Publ. Ltd. , pp. 173 – 177, 1996.
[24] Y. O. T. M. Lambardi, C. Benelli, E.A. Ozudogru, “Synthetic Seed Technology  in  Ornamental  Plants,” Floric.  Ornam.  Plant Biotechnol. , vol. 2, 2006.
[25] V.  K.  K.M.B.  Arun,  V.  Vakeswaran.,  “Enchancement  of  Synthetic Seed conversion to sedling in hybrid rice,” Plant Cell Tiss Org Cult , 2005.
[26] G.  .  W.  L.  Roostika,  R.  Purnamaningsih,  Supriati,  I.  Mariska,  N. Kumaida,  “Pembentukan  Benih  Sintetik  Tanaman  Nenas,” J.Hort , vol. 22, no. 4, pp. 316–326, 2012.
[27] R.  Mutia,  “Efek  Antibakteri  Minyak  Atsiri  Kayu  Manis  terhadap Enterococcus  faecalis  sebagai  bahan  Medikamen  Saluran  Akar secara In Vitro,” USU, 2010.
[28] C.  E.  S.  W.  Muslikhatin,  N.  Jadid,  I.D.  Puspitasari,  “Growth  of Vegetative  Explant  Moringa  oleifera  on  Different  Composition  of Auxin  and  Cytokinin  and  its  Synthetic  Seed  Germination,”  in Proceeding of International Biology Confeence , 2016.
[29] R.  L.  Pierik, In  Vitro  Culture  of  Higher  Plant .  London:  Kluwer
Academic Publisher, 1987.
[30] R. F. Oetami, Kombinasi embriogenesis langsung dan tak langsung pada perbanyakan kopi robusta . Jember: Pusat Penelitian Kopi dan Kakao Indonesia, 2015.
[31] P.  M.C.  Renddy,  K.S.R.  Murthy,  “Synthetic  Seed:  A  review  in agriculture and foresty,” Biotechnology , vol. 11, pp. 1254 – 14275, 2012.
[32] S.  I.  Warnita,  “Pertumbuhan  dan  Ketahanan  bibit  mikro  kentang (Solanum  tuberosum  L.)  enkapsulasi  pada  beberapa  konsentrasi alginat,” pp. 139–143, 2008.