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길버트 증후군은 UTG1A1 TATA 박스 다형성 (생물학)과 관련이 있다. 이것은 신생아의 황달 발병 위험을 높인다.
MicroRNA는 HIV-1과 같은 바이러스 복제에도 중요한 역할을 한다. 새로운 HIV-1 인코딩 MicroRNA는 TATA 박스 영역을 표적화하여 바이러스 생산을 향상시키고 HIV-1 잠복기를 활성화하는 것으로 밝혀졌다.
지금까지 많은 연구가 시험관내에서 수행되어 세포에서 실제로 무슨 일이 일어나고 있는지에 대한 실시간 표현이 아니라 예측만을 제공했다. 2016년 최근 연구에서는 생체내에서 TATA 결합 활성을 입증하는 작업이 이루어졌다. 정규 TBP/TFIID 의존성 기본 전사 (생물학) 기계에 의한 전사 개시의 핵심 촉진유전자 특이적 메커니즘은 TATA 결합에 관여하는 인간 ACTB 유전자의 혈청 반응 인자 의존성 상류 활성화 서열 (UAS)에 의한 활성화를 보여주는 생체내에서 최근 문서화되었다.
제약 회사는 수년 동안 전통적인 방법으로 DNA를 표적으로 하는 암 치료 약을 설계해 왔으며 성공적인 것으로 입증되었다. 그러나 이러한 약물의 독성도는 과학자들이 대신 표적이 될 수 있는 DNA 관련 다른 과정을 탐구하도록 만들었다. 최근 몇 년 동안 TATA 결합 모티프를 포함하는 단백질-DNA 복합체와 같은 암 특이적 분자 표적을 찾기 위한 공동 노력이 이루어졌다. 단백질-DNA 복합체 중간체를 포획하는 화합물은 DNA 처리 이벤트를 만나면 세포에 유독할 수 있다. 이러한 화합물을 포함하는 약의 예로는 토포테칸, SN-38 (토포아이소머레이스 I), 독소루비신, 미토잔트론 (토포아이소머레이스 II)이 있다. 시스플라틴은 DNA의 큰 홈에 인접한 구아닌에 공유 결합하여 DNA를 변형시켜 작은 홈에 DNA 결합 단백질이 접근할 수 있도록 하는 화합물이다. 이것은 TATA-결합 단백질이 TATA 박스에 결합하는 상호작용을 불안정하게 만들 것이다. 결과는 TATA-결합 단백질을 DNA에 고정시켜 전사 (생물학) 개시를 하향 조절하는 것이다.
TATA 박스 변형.
진화적 변화는 식물이 변화하는 환경 조건에 적응하도록 만들었다. 지구의 역사에서 지구의 호기성 지구 대기권 발달은 식물의 철 결핍을 초래했다. 같은 종의 다른 구성원에 비해 Malus baccata var. xiaojinensis는 철 조절 수송체 1 (IRT1) 촉진유전자의 상류 촉진유전자에 TATA 박스가 삽입되어 있다. 결과적으로 촉진유전자 활성 수준이 향상되어 TFIID 활성 및 이어서 전사 (생물학) 개시가 증가하여 철 효율적인 표현형이 된다. 유전 공학을 통해 담배 및 애기장대와 같은 모델 종과 같은 다른 식물에도 유사한 변형을 할 수 있다.
분자유전학에서 비번역 부위(Untranslated region, UTR)는 mRNA 가닥의 부호화 서열 양쪽에 있는 두 섹션 중 하나를 나타낸다. 5' 쪽에 있으면 5' 비번역 부위(또는 선도 서열)라고 하고, 3' 쪽에 있으면 3' 비번역 부위(또는 후행 서열)라고 한다. mRNA는 DNA에서 리보솜, 즉 세포 내 단백질 합성(번역) 장소로 정보를 운반하는 RNA이다. mRNA는 해당 DNA 서열로부터 처음 전사된 다음 단백질로 번역된다. 그러나 5' 및 3' UTR을 포함하여 mRNA의 여러 영역은 일반적으로 단백질로 번역되지 않는다.
비록 비번역 부위라고 불리며 유전자의 부호화 영역을 형성하지 않지만, 5' UTR 내에 위치한 uORF는 펩타이드로 번역될 수 있다.
5' UTR은 부호화 서열의 상류에 있다. 5' UTR 내에는 리보솜이 인식하여 결합하고 번역을 개시할 수 있도록 하는 서열이 있다. 번역 개시 메커니즘은 원핵생물과 진핵생물에서 다르다. 3' UTR은 번역 종결 코돈 바로 뒤에 있다. 3' UTR은 번역 종결뿐만 아니라 전사 후 변형에도 중요한 역할을 한다.
이러한 종종 긴 서열들은 한때 진화적 시간 동안 단순히 축적된 쓸모없거나 정크 mRNA로 여겨졌다. 그러나 이제 mRNA의 비번역 부위는 진핵생물의 유전자 발현의 많은 조절 측면에 관여하는 것으로 알려져 있다. 이러한 비부호화 영역의 중요성은 자연선택이 그렇지 않았다면 이 쓸모없는 RNA를 제거했을 것이라는 진화론적 추론에 의해 뒷받침된다.
5' 및 3' UTR을 다른 비단백질 부호화 RNA와 구별하는 것이 중요하다. 프리-mRNA의 부호화 서열 내에는 단백질 산물에 포함되지 않을 RNA 섹션이 발견될 수 있다. 이러한 RNA 섹션을 인트론이라고 한다. RNA 스플라이싱으로 생성되는 RNA는 엑손 서열이다. 인트론이 비번역 부위로 간주되지 않는 이유는 RNA 스플라이싱 과정에서 인트론이 스플라이싱되기 때문이다. 인트론은 번역될 성숙 mRNA 분자에 포함되지 않으므로 비단백질 부호화 RNA로 간주된다.
mRNA의 비번역 부위는 첫 번째 mRNA 분자가 완전히 서열화된 후 1970년대 후반부터 연구 주제가 되었다. 1978년에 인간 감마-글로빈 mRNA의 5' UTR이 완전히 서열화되었다. 1980년에는 중복된 인간 알파-글로빈 유전자의 3' UTR에 대한 연구가 수행되었다.
비번역 부위는 원핵생물과 진핵생물 모두에서 볼 수 있지만 길이와 구성은 다를 수 있다. 원핵생물에서 5' UTR은 일반적으로 3~10개의 뉴클레오타이드 길이이다. 진핵생물에서 5' UTR은 수백에서 수천 개의 뉴클레오타이드 길이에 달할 수 있다. 이는 원핵생물에 비해 진핵생물의 게놈이 더 복잡하다는 것과 일치한다. 3' UTR도 길이가 다양하다. 폴리-A 꼬리는 mRNA가 분해되는 것을 방지하는 데 필수적이다. 5' 및 3' UTR의 길이에는 차이가 있지만, 5' UTR의 길이가 3' UTR의 길이보다 진화적으로 더 보존되어 있는 것으로 밝혀졌다.
원핵생물의 5' UTR은 샤인-달가노 서열(5'-AGGAGGU-3')로 구성된다. 이 서열은 개시 코돈으로부터 3~10 염기쌍 상류에 있다. 개시 코돈은 단백질로 번역이 시작되는 지점이다.
진핵생물의 5' UTR은 원핵생물보다 더 복잡하다. 이는 코자크 합의 서열(ACCAUGG)을 포함한다. 이 서열은 개시 코돈을 포함한다. 개시 코돈은 단백질로 번역이 시작되는 지점이다.
mRNA의 이러한 비번역 부위의 중요성은 이제 막 이해되기 시작하고 있다. 비번역 부위의 돌연변이와 암과 같은 특정 질병 발생 위험 증가 사이의 연관성을 발견한 다양한 의학 연구가 진행 중이다. 예를 들어, HLA-G 3'UTR 영역의 다형성과 대장암 발생 사이의 연관성이 발견되었다. 다른 유전자의 3' UTR에서 단일 염기 다형성도 조산에 대한 감수성과 연관되어 있다. APP 유전자의 3' UTR 돌연변이는 뇌 아밀로이드 혈관병증 발생과 관련이 있다.
최근 비번역 부위에 대한 연구를 통해 이러한 요소의 본질과 기능에 대한 일반적인 정보가 수집되었다. 그러나 mRNA의 이러한 영역에 대해 알려지지 않은 것이 여전히 많다. 유전자 발현 조절이 세포의 적절한 기능에 중요하므로, 이는 더 깊이 연구되어야 할 분야이다. 3' 비번역 부위의 돌연변이가 관련 없어 보이는 여러 유전자의 발현을 변경할 가능성이 있다는 점을 고려하는 것이 중요하다. 우리는 비번역 부위의 적절한 기능과 세포의 질병 상태 사이의 연관성을 이제 막 이해하기 시작하고 있다.
이온 밀링()은 재료 분석 기술 준비에 중요한 특수 물리적 에칭 기술이다. 이온 밀링을 거친 시편은 표면이 훨씬 더 매끄럽고 선명해져 과학자들이 재료를 훨씬 쉽게 연구할 수 있다. 이온 밀은 고에너지 입자를 생성하여 시편 표면의 물질을 제거하는데, 이는 협곡에서 모래와 먼지 입자가 바위를 침식하여 매끄러운 표면을 만드는 것과 유사하다. 다른 기술에 비해 이온 밀링은 표면 손상이 훨씬 적어 표면 민감 분석 기술에 완벽하다. 이 글에서는 이온 밀링의 원리, 장비, 응용 분야 및 중요성에 대해 설명한다.
이온 밀링은 스퍼터링 및 침식 원리에 따라 작동한다. 스퍼터링은 고에너지 이온이 시료 표면을 충격할 때 발생한다. 이온은 표면의 원자 및 분자와 충돌하여 표면 원자를 떼어낸다. 고에너지 이온이 재료 표면에 직접 향하면 충돌 캐스케이드가 발생한다. 이온은 시편 표면을 충격하고 에너지는 이온에서 표면 원자로 전달된다. 전달된 에너지가 목표 원자의 결합 에너지를 초과하면 표면에서 분리된다. 돌출된 물질은 표면 결합 에너지가 적고 스퍼터링을 통해 더 쉽게 배출된다. 이온 밀링 과정이 계속됨에 따라 시료 표면은 서서히 침식되어 얇고 평평하며 손상 없는 표면을 생성한다. 이온의 입사각, 이온 에너지 및 사용되는 이온 유형을 변경하여 특정 결과를 얻을 수 있다.
이온 소스.
이온 소스는 이온 밀링의 기본이다. 이온 소스의 설계 및 작동은 정확한 결과를 얻는 데 중요하다. 가장 일반적으로 사용되는 이온 소스는 와 직류(DC) 전기장을 사용하여 기체, 일반적으로 아르곤이나 제논과 같은 비활성 기체에서 이온을 생성하고 가속한다. RF장은 높은 수준의 제어 및 효율성을 허용하기 때문에 이온화에 사용된다. RF 이온 소스는 공명기에서 교류 무선 주파수 전기장을 생성하여 효율적으로 이온을 생성할 수 있다. RF는 수 메가헤르츠의 주파수를 사용하며, 이는 대부분의 사용되는 기체에 가장 적합하다. RF장은 기체가 이온화 및 전자 분리 사이클을 반복하게 하여 플라스마를 생성한다. 교류 전기장은 전자를 떼어내고 양이온을 남겨 기체를 이온화한다. 그런 다음 이온은 DC 전기장을 사용하여 플라스마에서 가속된다. DC 전기장이 있는 추출 전극은 전극과 플라스마 영역 사이의 전압 차이로 인해 이온을 시편 쪽으로 가속한다. RF 및 DC장 간의 시너지는 이온 소스 성능 최적화에 중요하다. 이들 장 간의 정확한 조합은 이온 빔에 에너지 및 전류와 같은 필요한 특정 특성을 제공한다.
시료 홀더.
표면이 균일하게 침식되도록 이온 밀이 작동하는 동안 시편이 제자리에 고정되어야 한다. 시편 자체는 대부분 평평하고 깨끗한 표면을 가져야 한다. 이온 밀링 전에 표면은 상당히 평평해야 하는데, 그 이유는 이 과정이 많은 물질을 제거하지 않기 때문이다. 시편 표면이 더럽거나 그 위에 다른 입자가 있으면 이온 밀은 실제 시편 표면이 아닌 상단층에서 작동한다.
진공 시스템.
최적의 밀링 결과를 얻으려면 시편이 고진공 환경에 있어야 한다. 진공은 이온 빔을 방해할 수 있는 공기 입자가 거의 없도록 한다. 이 방법으로 에너지 빔의 모든 에너지를 훨씬 적은 에너지 손실로 표면에 전달할 수 있다.
이온 밀링 과정을 분석하고 모니터링하는 것은 원하는 결과를 얻고 결과의 품질을 보장하는 데 중요하다. 이온 밀링 중 주요 매개변수를 확인하는 많은 기술과 장비가 있다.
주사전자현미경 (SEM).
SEM은 이온 밀링 후 시료의 표면 형태를 분석하는 데 사용된다. SEM 이미징은 물질 제거, 표면 거칠기 및 단면 특징을 평가하는 데 사용된다.
이차 이온 질량 분석법 (SIMS).
시료를 밀링한 후 SIMS를 사용하여 원소 및 동위 원소 분석이 수행된다. 1차 이온이 표면을 충격한 후, 표면 충격 중에 2차 이온 및 입자가 방출된다. 과학자들은 밀링에 사용되는 이온과 방출되는 2차 이온을 이해함으로써 재료의 구성에 대한 포괄적인 데이터를 수집할 수 있다. [90]
X선 광전자 분광학 (XPS).
XPS는 표면의 화학적 조성을 분석하는 데 사용된다. X선은 시료를 조사하고 방출된 광전자의 에너지를 측정하는 데 사용된다. XPS는 표면 화학을 평가하고 이온 밀링으로 유도된 모든 화학적 변화를 감지할 수 있다. 이 과정은 이온 충격 후 이온 밀링이 표면에 가한 손상의 양을 알려줄 수 있다.
현장 모니터링 기술.
현장 모니터링 기술은 이온 밀링 과정을 실시간으로 관찰한다. 현장 모니터링의 한 유형은 광학 방출 분광학 (OES)이다. OES는 이온 밀링 중 빛의 방출을 모니터링하고 플라스마에 대한 정보를 제공한다.
이온 밀링은 투과전자현미경(TEM)에서 전자 투명성을 위해 시편을 얇게 만드는 데 사용될 수 있다.
미세전자공학.
이온 밀링이 제공하는 정확하고 손상 없는 표면은 반도체의 정밀한 제조에 완벽하다. 미세전자공학에 이온 밀링을 사용하면 반도체 웨이퍼에 잘 정의된 특징과 패턴을 만들 수 있다.
단면 분석.
이온 밀링은 재료의 단면 시료를 만드는 데 사용될 수 있다. 단면은 재료의 계면, 층 구조 및 결함을 보여준다.
표면 평활화 및 연마.
이온 밀링은 한 번에 몇 개의 원자를 제거할 수 있어 특정 재료의 매끄럽고 연마된 표면을 만들 수 있다. 표면 품질 향상은 광학 또는 반도체와 같이 정밀도를 요구하는 모든 분야에서 중요하다.
이온 밀링은 재료 공학 및 기계 공학 분야에 혁명을 일으켜 연구자와 과학자들이 첨단 재료 분석을 위한 고품질 시편을 얻을 수 있게 했다. 다양한 산업에서의 응용과 미세전자공학 발전에 기여하는 역할은 현대 연구 개발에 필수적인 도구이다.
인간 유전체 기구(Human Genome Organisation, HUGO)는 1988년에 설립된 비영리 단체이다. HUGO는 인간 유전체 프로젝트와 같은 이니셔티브에 대한 국제 조정 과학 단체를 대표한다. HUGO는 HUGO 유전자 명명 위원회(HGNC)와 HUGO 윤리, 법률 및 사회 위원회(CELS)를 포함한 4개의 활동 위원회를 가지고 있다.
HUGO는 1988년 콜드 스프링 하버에서 열린 게놈 매핑 및 시퀀싱에 관한 첫 회의에서 설립되었다. 이 조직을 시작하려는 아이디어는 유전 코드 및 분자 생물학의 다른 분야에 대한 중요한 공헌과 2002년 노벨 생리학·의학상을 수상한 것으로 가장 잘 알려진 남아프리카 생물학자 시드니 브레너로부터 시작되었다.
회의에서는 17개국 42명의 과학자로 구성된 창립 이사회가 선출되었으며, 빅터 A. 맥큐식이 창립 회장으로 재임했다. 2016년에 HUGO는 대한민국 서울의 이화여자대학교에 위치했다. 2020년에 HUGO 본부는 미국 코네티컷주 파밍턴으로 이전했다.
HUGO는 1996년부터 매년 인간 유전체 회의(HGM)를 개최해왔다.
첸 재단의 설립자인 유전학자 위안쭝 천 및 앨리스 더샨 천과 협력하여, HUGO는 아시아 태평양 지역의 인간 유전학 및 유전체학 연구 성과를 가진 사람들에게 첸 상을 수여한다.
2020년에 HUGO는 인간 유전체 변이 학회(HGVS) 및 휴먼 바리오메 프로젝트(HVP)와 합병했다.
HUGO 윤리, 법률 및 사회 위원회.
HUGO의 윤리, 법률 및 사회 위원회(CELS)는 개념적 수준에서 국제적 관점으로 유전체학 분야의 생명윤리 문제를 분석하는 독특한 위치에 있는 다학제적 학술 연구 그룹이다. 이를 위해 CELS의 임무는 일반적으로 학술적 참여, 생각을 자극하는 논문, 그리고 정책 지침을 통해 유전학 및 유전체학의 윤리적 측면에 대한 전문적 담론을 탐구하고 정보를 제공하는 것이다.
HUGO 윤리 위원회의 첫 회의는 1992년 10월 암스테르담에서 낸시 웩슬러(컬럼비아 대학교)가 의장을 맡아 진행되었다. 2010년, 당시 HUGO 회장 에디슨 리우(잭슨 연구소)와 새 의장 루스 채드윅(카디프 대학교)의 리더십 아래, 위원회는 HUGO 윤리, 법률 및 사회 위원회(CELS)가 되었다. 벤자민 캡스는 2017년 바르셀로나에서 열린 HUGO 인간 유전체 회의에서 현 의장으로 지명되었다.
2017년–현재: 벤자민 캡스 (영국, 캐나다)
2010년–2017년: 루스 채드윅 (영국)
1996년–2008년: 바르타 크노퍼스 (캐나다)
1992년–1996년: 낸시 웩슬러 (미국)
성명 및 의견.
생태 유전체 프로젝트와 생태 유전체학이 사회에 미치는 약속: 하나의 건강으로서 공유 비전 실현 (Bioethics, 온라인 조기 2025)
인간 유전체 기구(HUGO)와 생태 유전체학 비전: 생태 유전체 프로젝트 (Human Genomics 17: 115), 2023
인간 유전체 기구(HUGO)와 2020년 코로나19 팬데믹 (Human Genomics 15:12), 2021
생물정보학과 사회를 위한 유전체 시퀀싱의 이점 확보에 대한 성명 (Human Genomics 13, 24), 2019
쓰러지는 거인과 유전자 편집의 부상: 윤리, 사적 이익 및 공공의 선 (Human Genomics 11, 20), 2017
연대성 관점에서 본 CRISPR 기술 및 유전자 편집의 윤리적 문제 (British Medical Bulletin 122(1): 17-29), 2017
상상된 미래: 사회를 위한 유전체 시퀀싱의 이점 확보 (Technical Report) 2013
대법원 성명: 유전자는 특허 대상이 아니다, 2013년 6월
약리유전체학(PGx)에 대한 성명: 연대성, 공평성 및 거버넌스 (Life Sciences, Society and Policy 3, 44), 2007년 4월
줄기세포에 대한 성명 (Eubios Ethics Institute), 2004년 11월
유전자 특허 범위, 연구 면제 및 진단을 위한 특허 유전자 서열 라이선싱에 대한 성명 (, Sep-Dec;14(3-4): 201-5), 2003
인간 유전체 데이터베이스에 대한 성명 (Eubios Journal of Asian and International Bioethics 13: 99), 2003년 12월
유전자 치료 연구에 대한 성명 (Eubios Journal of Asian and International Bioethics 11: 98-99), 2001년 4월
이익 공유에 대한 성명 (Clinical Genetics 58(5): 364-6), 2000년 4월
복제에 대한 성명 (Eubios Journal of Asian and International Bioethics 9: 70), 1999년 3월
DNA 샘플링: 통제 및 접근에 대한 성명 (Eubios Journal of Asian and International Bioethics 8: 56-57), 1998년 2월
유전학 연구의 원칙적 수행에 대한 성명, 1996년 3월
분자생물학에서 리보스위치(riboswitch)는 작은 분자에 결합하여 전령 RNA 분자에 의해 인코딩된 단백질의 생산 변화를 초래하는 전령 RNA 분자의 조절 부분이다. 따라서 리보스위치를 포함하는 mRNA는 효과인자 분자의 농도에 반응하여 자신의 활성을 직접 조절하는 데 관여한다. 현대 유기체가 RNA를 사용하여 작은 분자에 결합하고 밀접하게 관련된 유사체와 구별한다는 발견은 RNA의 알려진 자연적 능력을 단백질을 코딩하거나, 반응을 촉매하거나, 다른 RNA 또는 단백질 고분자에 결합하는 능력 이상으로 확장시켰다.
"리보스위치"라는 용어의 원래 정의는 작은 분자 대사물질 농도를 직접 감지한다고 명시했다. 이 정의는 여전히 일반적으로 사용되지만, 일부 생물학자들은 다른 시스 조절 RNA를 포함하는 더 넓은 정의를 사용했다. 그러나 이 글에서는 대사물질 결합 리보스위치만 다룰 것이다.
대부분의 알려진 리보스위치는 세균에서 발생하지만, 한 유형의 기능적 리보스위치 (TPP 리보스위치)는 고세균, 식물 및 특정 균류에서 발견되었다. TPP 리보스위치는 고세균에서도 예측되었지만, 실험적으로는 검증되지 않았다.
리보스위치 발견 이전에는 여러 대사 경로에 관여하는 일부 유전자가 조절되는 메커니즘이 미스터리로 남아있었다. 관련 mRNA가 대사물질에 직접 결합하여 자체 조절에 영향을 미칠 수 있다는 전례 없는 아이디어를 뒷받침하는 증거가 점점 더 많이 축적되었다. 이러한 데이터에는 관련 유전자의 비번역 영역(UTR)에서 자주 발견되는 보존된 RNA 2차 구조와 압타머라고 불리는 인공 소분자 결합 RNA를 만드는 절차의 성공이 포함되었다. 2002년, 단백질이 없는 결합 분석을 포함한 여러 종류의 리보스위치에 대한 첫 번째 포괄적인 증거가 발표되었고, 대사물질 결합 리보스위치는 유전자 조절의 새로운 메커니즘으로 확립되었다.
가장 초기에 발견된 많은 리보스위치들은 5' UTR에 보존된 서열 "모티프" (패턴)에 해당했으며, 이는 구조화된 RNA에 해당되는 것으로 보였다. 예를 들어, 공동 조절될 것으로 예상되는 여러 유전자의 상류 영역에 대한 비교 분석을 통해 S-박스 (현재 SAM-I 리보스위치), THI-박스 (TPP 리보스위치 내의 영역), RFN 요소 (현재 FMN 리보스위치) 및 B12-박스 (코발라민 리보스위치의 일부)의 기술로 이어졌고, 일부 경우에는 미지의 메커니즘을 통해 유전자 조절에 관여한다는 실험적 증명이 있었다. 생물정보학은 기본적인 비교유전체학 전략의 자동화가 증가하면서 최근 발견에서 중요한 역할을 했다. Barrick 등 (2004)은 BLAST를 사용하여 고초균의 모든 UTR과 상동성을 가진 UTR을 찾았다. 이 상동성 세트 중 일부는 보존된 구조를 검사하여 10개의 RNA 유사 모티프를 발견했다. 이들 중 3개는 나중에 glmS, 글리신 및 PreQ1-I 리보스위치로 실험적으로 확인되었다 (아래 참조). 추가 세균 분류군과 개선된 컴퓨터 알고리즘을 사용한 후속 비교유전체학 연구를 통해 실험적으로 확인된 추가 리보스위치와 리보스위치로 기능한다고 가설화된 보존된 RNA 구조가 확인되었다.
리보스위치는 종종 개념적으로 두 부분으로 나뉜다: 압타머와 발현 플랫폼. 압타머는 작은 분자를 직접 결합하고, 발현 플랫폼은 압타머의 변화에 반응하여 구조적 변화를 겪는다. 발현 플랫폼이 유전자 발현을 조절하는 부분이다.
발현 플랫폼은 일반적으로 작은 분자에 반응하여 유전자 발현을 억제하지만, 일부는 유전자 발현을 활성화시킨다. 다음 리보스위치 메커니즘이 실험적으로 입증되었다.
다음은 리간드별로 정리된 실험적으로 검증된 리보스위치 목록이다.
추정 리보스위치:
후보 대사물질 결합 리보스위치는 생물정보학을 사용하여 식별되었으며, 중간 정도의 복잡한 2차 구조와 여러 개의 고도로 보존된 뉴클레오타이드 위치를 가진다. 이는 작은 분자와 특이적으로 결합해야 하는 리보스위치의 전형적인 특징이기 때문이다. 리보스위치 후보는 또한 단백질 코딩 유전자의 5' UTR에 지속적으로 위치하며, 이러한 유전자들은 대사물질 결합을 시사하는데, 이는 대부분의 알려진 리보스위치의 특징이기도 하다. 이전 기준과 매우 일치하는 가설적 리보스위치 후보는 다음과 같다: crcB RNA 모티프, manA RNA 모티프, pfl RNA 모티프, ydaO/yuaA 리더, yjdF RNA 모티프, ykkC-yxkD 리더 (및 관련 ykkC-III RNA 모티프) 및 yybP-ykoY 리더. 이 가설적 리보스위치의 기능은 아직 알려지지 않았다.
전산 모델.
리보스위치는 생체 내 (in-silico) 접근법을 사용해서도 조사되었다. 특히, 리보스위치 예측을 위한 해결책은 두 가지 광범위한 범주로 나눌 수 있다:
SwiSpot 도구는 형태 변화 예측을 사용하여 리보스위치 존재를 평가하므로 두 그룹을 모두 다룬다.
다른 전산 연구는 리보스위치 결합 부위의 약물 개발 가능성 특성을 조사하여 잠재적인 새로운 약물 표적으로서의 효능을 평가한다.
리보스위치는 자연적으로 발생하는 RNA가 작은 분자를 특이적으로 결합할 수 있음을 보여주며, 이는 이전에는 단백질이나 인공적으로 만들어진 압타머의 영역으로 여겨졌던 능력이다. 따라서 모든 생명 영역에서 리보스위치가 존재한다는 것은 생명이 원래 RNA만을 사용하여 존재했으며 단백질은 나중에 나타났다고 주장하는 RNA 세계 가설에 대한 일부 지지를 더한다. 이 가설은 단백질이 수행하는 모든 중요한 기능 (작은 분자 결합 포함)이 RNA에 의해 수행될 수 있어야 한다고 요구한다. 일부 리보스위치는 고대 조절 시스템을 나타내거나, 심지어 결합 도메인이 보존된 RNA 세계 리보자임의 잔재일 수도 있다고 제안되었다.
항생제 표적으로서.
RNA는 이미 새로운 약물 표적이다. 여러 요인이 리보스위치를 새로운 항생제의 표적으로 만드는 데 기여한다:
실제로 수십 년 동안 작용 메커니즘이 알려지지 않았던 일부 항생제는 리보스위치를 표적으로 하여 작동하는 것으로 밝혀졌다. 예를 들어, 항생제 피리티아민이 세포 안으로 들어가면 피리티아민 피로인산염으로 대사된다. 피리티아민 피로인산염은 TPP 리보스위치에 결합하여 활성화시키는 것으로 나타났으며, 이로 인해 세포는 TPP 합성과 유입을 중단한다. 피리티아민 피로인산염은 TPP를 보효소로 대체하지 않으므로 세포는 사멸한다.
조작된 리보스위치.
리보스위치는 자연 유기체에서 유전자 발현을 제어하는 효과적인 방법이기 때문에 유전자 치료와 같은 산업 및 의료 응용 분야를 위한 인공 리보스위치 공학에 대한 관심이 있었다.
유전자 패밀리()는 단일 유전자의 복제에 의해 형성된 여러 유사한 유전자의 집합이며, 일반적으로 유사한 생화학적 기능을 가진다. 이러한 패밀리 중 하나는 인간 헤모글로빈 소단위체를 위한 유전자이다. 10개의 유전자는 α-글로빈 및 β-글로빈 유전자좌라고 불리는 다른 염색체의 두 클러스터에 존재한다. 이 두 유전자 클러스터는 약 5억 년 전 전구 유전자가 복제된 결과로 발생한 것으로 생각된다.
유전자는 공유하는 뉴클레오타이드 또는 단백질 서열을 기반으로 패밀리로 분류된다. 계통 발생적 기술을 보다 엄격한 시험으로 사용할 수 있다. 코딩 서열 내 엑손의 위치는 공통 조상을 추론하는 데 사용될 수 있다. 유전자에 의해 암호화된 단백질의 서열을 알면 연구자들은 DNA 서열 간의 유사성 또는 차이점보다 더 많은 정보를 제공하는 단백질 서열 간의 유사성을 찾는 방법을 적용할 수 있다.
유전자 패밀리의 유전자가 단백질을 암호화하는 경우, 단백질 패밀리라는 용어는 유전자 패밀리와 유사한 방식으로 자주 사용된다.
특정 계통에서 유전자 패밀리의 확장 또는 축소는 우연히 발생할 수도 있고 자연 선택의 결과일 수도 있다. 이 두 가지 경우를 실제로 구별하는 것은 종종 어렵다. 최근 연구는 통계 모델과 알고리즘 기술의 조합을 사용하여 자연 선택의 영향을 받는 유전자 패밀리를 감지한다.
HUGO 유전자 명명 위원회(HGNC)는 유전자 패밀리 구성원(유사성 또는 기능에 따라)에 대한 "줄기"(또는 "뿌리") 기호를 사용하여 명명 체계를 만들고, 개별 구성원을 구별하기 위한 계층적 번호 매기기 시스템을 사용한다. 예를 들어, 페록시레독신 패밀리의 경우 PRDX가 루트 기호이며, 패밀리 구성원은 PRDX1, PRDX2, PRDX3, PRDX4, PRDX5 및 PRDX6이다.
게놈 조직의 한 수준은 유전자를 여러 유전자 패밀리로 그룹화하는 것이다. 유전자 패밀리는 공통 조상을 공유하는 관련 유전자 그룹이다. 유전자 패밀리의 구성원은 파라로그 또는 오르토로그일 수 있다. 유전자 파라로그는 동일한 종 내에서 유사한 서열을 가진 유전자이며, 유전자 오르토로그는 다른 종에서 유사한 서열을 가진 유전자이다. 유전자 패밀리는 크기, 서열 다양성 및 배열에서 매우 가변적이다. 패밀리 내 유전자의 다양성과 기능에 따라 패밀리는 다유전자 패밀리 또는 슈퍼패밀리로 분류될 수 있다.
다유전자 패밀리는 일반적으로 유사한 서열과 기능을 가진 구성원으로 구성되지만, 높은 수준의 발산(서열 및 기능 수준에서)이 유전자를 유전자 패밀리에서 제거하는 결과를 초래하지는 않는다. 패밀리의 개별 유전자는 동일한 염색체에 가까이 배열되어 있거나 다른 염색체의 게놈 전체에 분산되어 있을 수 있다. 서열의 유사성과 중복되는 기능으로 인해 패밀리의 개별 유전자는 종종 조절 제어 요소를 공유한다. 일부 경우, 유전자 구성원은 동일하거나 거의 동일한 서열을 가진다. 이러한 패밀리는 필요에 따라 짧은 시간 내에 엄청난 양의 유전자 산물을 발현할 수 있다. 다른 패밀리는 다른 세포 유형에서 또는 유기체 발달의 다른 단계에서 유사하지만 특정한 산물을 발현할 수 있다.
슈퍼패밀리는 단일 다유전자 패밀리보다 훨씬 크다. 슈퍼패밀리에는 여러 다유전자 패밀리와 단일 개별 유전자 구성원을 포함하여 최대 수백 개의 유전자가 포함된다. 많은 수의 구성원은 슈퍼패밀리가 일부 유전자는 군집되어 있고 일부는 멀리 퍼져 있어 널리 분산될 수 있도록 한다. 유전자는 서열과 기능이 다양하여 다양한 수준의 발현과 별도의 조절 제어를 나타낸다.
일부 유전자 패밀리에는 확립된 유전자 서열과 밀접하게 유사하지만 비기능적인 DNA 서열인 위유전자도 포함된다. 여러 유형의 위유전자가 존재한다. 비처리 위유전자는 시간이 지남에 따라 돌연변이를 얻어 비기능적이 된 유전자이다. 처리 위유전자는 레트로트랜스포존에 의해 게놈 내에서 이동된 후 기능을 상실한 유전자이다. 유래된 유전자 패밀리에서 고립된 위유전자는 고아 유전자라고 불린다.
유전자 패밀리는 조상 유전자의 여러 복제 후 돌연변이와 발산으로 인해 발생했다. 복제는 계통 내에서 발생할 수 있다(예: 인간은 침팬지에서 한 번만 발견되는 유전자의 두 복사본을 가질 수 있음) 또는 종 분화의 결과일 수 있다. 예를 들어, 인간과 침팬지의 조상에 있던 단일 유전자는 이제 두 종 모두에서 발생하며 종 분화를 통해 '복제'된 것으로 생각할 수 있다. 종 분화를 통한 복제의 결과로 유전자 패밀리는 15개의 다른 종 각각에 하나의 복사본이 있는 15개의 유전자를 포함할 수 있다.
중복.
유전자 패밀리의 형성에는 네 가지 수준의 중복이 존재한다. 1) 엑손 중복 및 엑손 셔플링, 2) 전체 유전자 중복, 3) 다유전자 패밀리 중복, 4) 전체 게놈 중복. 엑손 중복 및 셔플링은 변이와 새로운 유전자를 발생시킨다. 유전자는 여러 염색체에 걸쳐 슈퍼패밀리를 형성하도록 다유전자 패밀리를 형성하기 위해 중복된다. 전체 게놈 중복은 모든 유전자와 유전자 패밀리의 복사본 수를 두 배로 늘린다. 전체 게놈 중복 또는 배수성은 자가배수성 또는 이배수성일 수 있다. 자가배수성은 동일한 게놈의 중복이며, 이배수성은 두 개의 밀접하게 관련된 게놈 또는 다른 종의 잡종 게놈의 중복이다.
중복은 주로 생식세포의 감수분열에서 불균등 교차 사건을 통해 발생한다. (1,2) 두 염색체가 잘못 정렬될 때, 유전자 대립형질의 교환인 교차는 한 염색체는 유전자 수가 확장되거나 증가하고 다른 염색체는 유전자 수가 수축되거나 감소하는 결과를 낳는다. 유전자 클러스터의 확장은 더 큰 유전자 패밀리로 이어지는 유전자 중복이다.
다유전자 패밀리의 유전자 구성원 또는 슈퍼패밀리 내의 다유전자 패밀리는 조상 유전자의 복제 후 해당 유전자의 재배치로 인해 다른 염색체에 존재한다. 트랜스포존은 유전자 이동에 중요한 역할을 한다. 트랜스포존은 5' 및 3' 말단의 역반복 서열에 의해 인식된다. 두 트랜스포존이 염색체의 동일한 영역에 충분히 가까이 있을 때, 복합 트랜스포존을 형성할 수 있다. 트랜스포사제 단백질은 가장 바깥쪽 역반복 서열을 인식하여 DNA 부분을 절단한다. 두 트랜스포존 사이의 유전자는 복합 트랜스포존이 게놈의 새로운 영역으로 이동함에 따라 재배치된다.
역전사는 유전자 이동의 또 다른 방법이다. 유전자의 mRNA 전사체는 역전사되거나 DNA로 다시 복사된다. mRNA의 이 새로운 DNA 복사본은 게놈의 다른 부분에 통합되어 유전자 패밀리 구성원이 분산된다.
특정 유형의 다유전자 패밀리는 유전자 패밀리 및 유전자 패밀리 구성원의 이동과 관련이 있다. LINE(Long INterspersed Elements) 및 SINE(Short INterspersed Elements) 패밀리는 게놈 전체에 퍼져 있는 고도로 반복적인 DNA 서열이다. LINE은 역전사효소 단백질을 암호화하는 서열을 포함한다. 이 단백질은 LINE 및 SINE의 RNA 전사체를 DNA로 다시 복사하는 것을 돕고, 게놈의 다른 영역에 통합한다. 이는 LINE 및 SINE 패밀리의 성장을 자체적으로 영구화한다. 이러한 요소의 고도로 반복적인 특성 때문에 LINE 및 SINE은 가까이 있을 때 불균등 교차 사건을 유발하여 단일 유전자 중복 및 유전자 패밀리 형성을 초래한다.
아미노산의 치환을 초래하는 비동의 돌연변이는 중복 유전자 복사본에서 증가한다. 중복은 동일한 유전자의 여러 복사본을 생성하여 돌연변이가 용인되는 수준의 중복성을 제공한다. 하나의 기능하는 유전자 복사본이 있으면 다른 복사본은 유기체에 극도로 해롭지 않고 돌연변이를 획득할 수 있다. 돌연변이는 중복 유전자가 새롭거나 다른 기능을 획득하도록 한다.
협력 진화.
일부 다유전자 패밀리는 매우 균질하며, 개별 유전자 구성원이 동일하거나 거의 동일한 서열을 공유한다. 유전자 패밀리가 높은 균질성을 유지하는 과정은 협력 진화이다. 협력 진화는 불균등 교차 사건의 반복적인 주기와 유전자 전이 및 전환의 반복적인 주기를 통해 발생한다. 불균등 교차는 유전자 패밀리의 확장 및 수축으로 이어진다. 유전자 패밀리는 자연 선택이 작용하는 최적의 크기 범위를 가진다. 수축은 발산하는 유전자 복사본을 삭제하고 유전자 패밀리가 너무 커지는 것을 방지한다. 확장은 손실된 유전자 복사본을 대체하고 유전자 패밀리가 너무 작아지는 것을 방지한다. 유전자 전이 및 전환의 반복적인 주기는 유전자 패밀리 구성원을 점점 더 유사하게 만든다.
유전자 전이 과정에서 대립 유전자 전환은 편향적이다. 돌연변이 대립 유전자가 균질성으로 유전자 패밀리 내에 퍼지는 과정은 유리한 대립 유전자가 집단 내에서 고정으로 퍼지는 과정과 동일하다. 유전자 전환은 일부 경우 유전적 변이를 생성하는 데도 도움이 된다.
게놈의 정보 저장 계층 구조의 일부인 유전자 패밀리는 다세포 유기체의 진화와 다양성에 큰 역할을 한다. 유전자 패밀리는 큰 정보 단위이자 유전적 가변성이다. 진화적 시간 동안 유전자 패밀리는 복제되고 새로운 유전자로 다양화되는 유전자를 가지면서 확장 및 수축했으며, 유전자가 손실되기도 했다. 전체 유전자 패밀리는 또한 신생 유전자 탄생을 통해 손실되거나 획득될 수 있는데, 이는 유전자가 새로운 패밀리의 일부로 간주될 정도로 광범위한 발산에 의해 또는 수평적 유전자 이동에 의해 발생한다. 게놈당 유전자 수가 상대적으로 일정하게 유지될 때, 이는 유전자가 거의 동일한 속도로 얻어지고 손실됨을 의미한다. 유전자가 손실될 가능성이 더 높은 패턴과 여러 복사본으로 복제되고 다양화될 가능성이 더 높은 패턴이 있다.
단일 유전자가 처음에 동일한 여러 복사본으로 적응적으로 확장되는 것은 자연 선택이 추가 유전자 복사본을 선호할 때 발생한다. 이는 환경 스트레스 요인이 종에 작용할 때 해당된다. 유전자 증폭은 박테리아에서 더 흔하며 가역적인 과정이다. 유전자 패밀리의 수축은 일반적으로 기능 상실 돌연변이의 축적에서 비롯된다. 유전자 전사를 조기에 중단시키는 무의미 돌연변이가 집단에 고정되어 유전자 손실로 이어진다. 이 과정은 환경 변화로 인해 유전자가 불필요해질 때 발생한다.
기능적 패밀리.
진화(구조적 유전자 패밀리)에 의한 분류 외에도 HGNC는 줄기 명명법에서 기능에 의한 "유전자 패밀리"도 만든다. 결과적으로 줄기는 동일한 기능을 가지며 종종 동일한 단백질 복합체의 일부인 유전자를 지칭할 수도 있다. 예를 들어, BRCA1 및 BRCA2는 유방암에서의 역할 때문에 이름이 붙여진 관련 없는 유전자이며, RPS2 및 RPS3는 동일한 작은 소단위체에서 발견되는 관련 없는 리보솜 단백질이다.
HGNC는 또한 "유전자 그룹"(이전에는 "유전자 패밀리") 분류를 유지한다. 유전자는 여러 그룹의 구성원이 될 수 있으며, 모든 그룹은 계층 구조를 형성한다. 줄기 분류와 마찬가지로 구조적 및 기능적 그룹이 모두 존재한다.
싱가포르주는 싱가포르에 존재했던 2개의 주를 가리킨다.
녹아웃 마우스(knockout mouse 또는 knock-out mouse) 또는 넉아웃 마우스는 연구자들이 기존의 유전자를 인공적인 DNA 조각으로 대체하거나 파괴하여 비활성화(또는 "녹아웃")시킨 유전자 변형 마우스(생쥐)이다. 이들은 염기서열이 분석되었으나 기능이 밝혀지지 않은 유전자의 역할을 연구하는 데 중요한 동물 모델이다. 특정 유전자를 마우스에서 비활성화시키고 정상적인 행동이나 생리적 차이를 관찰함으로써 연구자들은 그 유전자의 추정 기능을 추론할 수 있다.
마우스는 현재 유전자 제거 기술이 쉽게 적용될 수 있는 사람과 가장 밀접하게 관련된 실험 동물 종이다. 이들은 녹아웃 실험, 특히 인체생리학과 관련된 유전적 문제를 조사하는 실험에 널리 사용된다. 쥐에서의 유전자 제거는 훨씬 어려우며 2003년 이후에야 가능해졌다.
최초로 기록된 녹아웃 마우스는 마리오 카페키, 마틴 에번스, 올리버 스미시스에 의해 1989년에 만들어졌으며, 이 공로로 그들은 2007년 노벨 생리학·의학상을 수상했다. 녹아웃 마우스를 생성하는 기술의 여러 측면과 마우스 자체는 여러 나라에서 사기업에 의해 특허가 등록되었다.
유전자의 활동을 제거하는 것은 해당 유전자가 일반적으로 하는 일에 대한 정보를 제공한다. 사람은 마우스와 많은 유전자를 공유한다. 결과적으로 녹아웃 마우스의 특성을 관찰하는 것은 연구자들에게 유사한 유전자가 사람의 질병을 일으키거나 기여하는 방식을 더 잘 이해하는 데 사용될 수 있는 정보를 제공한다.
녹아웃 마우스가 유용한 연구의 예로는 다양한 종류의 암, 비만증, 심장병, 당뇨병, 관절염, 약물 남용, 불안, 노화 및 파킨슨병에 대한 연구와 모델링이 포함된다. 녹아웃 마우스는 또한 약물 및 기타 치료법을 개발하고 테스트할 수 있는 생물학적 및 과학적 맥락을 제공한다.
매년 수백만 마리의 녹아웃 마우스가 실험에 사용된다.
수천 가지의 다양한 녹아웃 마우스 계통이 존재한다.
많은 마우스 모델은 비활성화된 유전자의 이름을 따서 명명된다. 예를 들어, P53 녹아웃 마우스는 세포 분열을 억제하거나 세포자멸을 유도하여 종양 성장을 정상적으로 억제하는 단백질을 코딩하는 p53 유전자의 이름을 따서 명명되었다. p53 유전자를 비활성화하는 돌연변이를 가지고 태어난 사람은 리-프라우메니 증후군을 앓게 되는데, 이는 어린 나이에 골암, 유방암 및 혈액암 발병 위험을 극적으로 증가시키는 상태이다. 다른 마우스 모델은 물리적 특성이나 행동에 따라 명명된다.
녹아웃 마우스를 생산하는 절차에는 여러 가지 변형이 있으며, 다음은 일반적인 예시이다.
녹아웃(KO) 마우스가 어떻게 만들어지는지에 대한 자세한 설명은 2007년 노벨 생리학·의학상 웹사이트에 있다.
미국 국립보건원(NIH)은 이 기술의 몇 가지 중요한 한계점을 논의한다.
줄기세포가 유래된 계통에 따라 전체 절차에 변동이 있다. 일반적으로 129번 계통에서 유래한 세포가 사용된다. 이 특정 계통은 많은 실험(예: 행동)에 적합하지 않으므로, 자손을 다른 계통으로 역교배하는 것이 매우 일반적이다. 일부 유전체 자리는 제거하기 매우 어려운 것으로 입증되었다. 그 이유는 반복 서열, 광범위한 DNA 메틸화 또는 이질염색질의 존재 때문일 수 있다. 유전 물질의 녹아웃 부분에 인접한 129번 유전자가 혼재하는 현상은 "인접 유전자 효과(flanking-gene effect)"라고 불린다. 이 문제를 다루기 위한 방법과 지침이 제안되었다.
또 다른 한계는 재래식(즉, 비조건적) 녹아웃 마우스가 연구 중인 유전자가 없는 상태에서 발달한다는 점이다. 때때로 발달 중 활동 상실이 성체 상태에서 유전자의 역할을 가릴 수 있는데, 특히 유전자가 발달 전반에 걸쳐 수많은 과정에 관여하는 경우 그러하다. 이 경우 마우스가 정상적으로 발달하고 성숙한 후 관심 유전자를 제거할 수 있도록 조건부/유도성 돌연변이 접근 방식이 필요하다.
또 다른 심각한 한계는 야생형 동물에서 자연적으로 돌연변이가 발생한 후 진화적 적응이 녹아웃 모델에서 부족하다는 점이다. 예를 들어, 비타민 C를 합성할 수 없는 포유류에서는 GLUT1과 스토마틴의 적혈구 특이적 공동 발현이 보상 메커니즘을 구성한다.
분자생물학에서 5′ 캡(five-prime cap)은 전구체 전령 RNA와 같은 일부 일차 전사체의 5′ 말단에 있는 특별히 변경된 뉴클레오타이드이다. mRNA 캐핑으로 알려진 이 과정은 안정적인 성숙 전령 RNA를 생성하는 데 고도로 조절되고 필수적이며, 단백질 합성 동안 번역을 거칠 수 있다. 미토콘드리아 mRNA 및 엽록체 mRNA는 캡이 없다.
진핵생물에서 mRNA 분자의 5′ 말단에 있는 5′ 캡(캡-0)은 특이한 5′에서 5′ 삼인산 결합을 통해 mRNA에 연결된 구아닌 뉴클레오타이드로 구성된다. 이 구아노신은 생체 내에서 캡핑 직후 메틸기전이효소에 의해 7번 위치에서 메틸화된다. 이것은 m7G로 약칭되는 7-메틸구아노신 캡으로 불린다. 캡-0는 기본 캡 구조이지만, 첫 번째와 두 번째 전사된 뉴클레오타이드도 2' O-메틸화될 수 있으며, 이는 각각 캡-1 및 캡-2 구조로 이어진다. 이는 고등 진핵생물에서 더 흔하며 다른 유기체로부터의 mRNA를 인식하는 선천성 면역 체계의 일부로 생각된다.
다세포 진핵생물 및 일부 바이러스에서, mRNA 5′ 말단의 첫 두 리보스 당의 2′ 하이드록실기의 메틸화를 포함한 추가적인 변형이 일어날 수 있다. 캡-1은 첫 번째 리보스 당에 메틸화된 2′-하이드록실기를 가지고 있으며, 캡-2는 첫 두 리보스 당에 메틸화된 2′-하이드록실기를 가지고 있으며, 이는 오른쪽에 표시되어 있다. 5′ 캡은 RNA 분자의 3′ 말단과 화학적으로 유사하다(캡 리보스의 5′ 탄소는 결합되어 있고 3′은 비결합 상태이다). 이는 5′ 핵산 외부 가수분해 효소에 대한 상당한 저항성을 제공한다.
소핵 RNA는 독특한 5′-캡을 포함한다. Sm-클래스 snRNA는 5′-트리메틸구아노신 캡을 가지고 있으며, Lsm-클래스 snRNA는 5′-모노메틸포스페이트 캡을 가지고 있다.
세균과 잠재적으로 고등 유기체에서도 일부 RNA는 NAD+, NADH 또는 3′-탈인산화 조효소 A로 캡핑된다.
모든 유기체에서 mRNA 분자는 전령 RNA 탈캡화라는 과정에서 탈캡화될 수 있다. 이는 일반적으로 mRNA의 분해로 이어진다.
캐핑 과정.
7-메틸구아닐레이트로 캐핑하는 시작점은 삼인산 그룹으로 끝나는 RNA 분자의 변경되지 않은 5′ 말단이다. 이것은 최종 뉴클레오타이드 다음에 5′ 탄소에 부착된 세 개의 인산 그룹을 특징으로 한다. 캐핑 과정은 새로운 전구체 mRNA가 합성되는 동안 전사가 완료되기 전에 시작된다.
NAD+, NADH 또는 3′-탈인산화 조효소 A로 캐핑하는 메커니즘은 다르다. NAD+, NADH 또는 3′-탈인산화 조효소 A로 캐핑하는 것은 "ab initio 캐핑 메커니즘"을 통해 이루어지는데, 여기서 NAD+, NADH 또는 3′-탈인산화 조효소 A는 RNA 중합효소에 의한 전사 개시를 위한 "비정규 개시 뉴클레오타이드"(NCIN) 역할을 하여 RNA 산물에 직접 통합된다. 세균 RNA 중합효소와 진핵 RNA 중합효소 II 모두 이 "ab initio 캐핑 메커니즘"을 수행할 수 있다.
표적화.
7-메틸구아닐레이트로 캐핑하기 위해 캡핑 효소 복합체(CEC)는 전사가 시작되기 전에 RNA 중합효소 II에 결합한다. 새로운 전사체의 5′ 말단이 RNA 중합효소 II에서 나오자마자 CEC는 캐핑 과정을 수행한다(이러한 종류의 메커니즘은 폴리아데닐화와 마찬가지로 캐핑을 보장한다). 캐핑 효소는 RNA 중합효소 II에만 결합할 수 있어, 거의 전령 RNA인 이들 전사체에 대한 특이성을 보장한다.
NAD+, NADH 또는 3′-탈인산화 조효소 A로 캐핑하는 것은 촉진유전자 서열에 의해 표적화된다. NAD+, NADH 또는 3′-탈인산화 조효소 A로 캐핑하는 것은 전사 시작 부위와 바로 상류에 특정 서열을 가진 촉진유전자에서만 발생하며, 따라서 특정 촉진유전자에서 합성된 RNA에 대해서만 발생한다.
5′ 캡은 네 가지 주요 기능을 가지고 있다.
RNA의 핵 수출은 7-메틸구아닐레이트 캡핑된 RNA에만 결합하는 캡 결합 복합체(CBC)에 의해 조절된다. CBC는 핵공 복합체에 의해 인식되어 수출된다. 초기 번역이 완료된 후 세포액에 들어간 후, CBC는 eIF4F 복합체의 번역 인자 eIF4E와 eIF4G로 대체된다. 이 복합체는 리보솜을 포함한 다른 번역 개시 기구에 의해 인식된다.
7-메틸구아닐레이트 캡핑은 두 가지 방식으로 5′ 분해를 방지한다. 첫째, 5′ 핵산 외부 가수분해 효소에 의한 mRNA 분해는 기능적으로 3′ 말단처럼 보이게 함으로써 방지된다(위에서 언급했듯이). 둘째, CBC와 eIF4E/eIF4G는 탈캡화 효소가 캡에 접근하는 것을 차단한다. 이는 mRNA의 반감기를 증가시키는데, 이는 진핵생물에서 수출 및 번역 과정이 상당한 시간을 요하기 때문에 필수적이다.
7-메틸구아닐레이트 캡핑된 mRNA의 탈캡화는 최소한 Dcp1과 Dcp2로 구성된 탈캡화 복합체에 의해 촉매되며, 이는 캡에 결합하기 위해 eIF4E와 경쟁해야 한다. 따라서 7-메틸구아닐레이트 캡은 활발하게 번역되는 mRNA의 표식이며, 세포는 새로운 자극에 반응하여 mRNA 반감기를 조절하는 데 사용한다. 원치 않는 mRNA는 임시 저장 또는 탈캡화를 위해 P-body로 보내지며, 이에 대한 자세한 내용은 아직 밝혀지고 있다.
5′ 근위 인트론 절단 촉진 메커니즘은 잘 이해되지 않았지만, 7-메틸구아닐레이트 캡은 접혀서 스플라이소좀과 상호작용하여 인트론 절단을 촉진하는 것으로 보인다.
유전자 침묵 또는 유전자 사일런싱(gene silencing)은 특정 유전자의 발현을 막기 위해 세포 내 유전자 발현의 조절이 일어나는 것이다. 유전자 침묵은 전사 또는 번역 중에 발생할 수 있으며 종종 연구에 사용된다. 특히, 유전자 침묵에 사용되는 방법들은 감염병 및 신경퇴행성 질환과 같은 암 및 기타 질병에 대항하는 치료제를 생산하는 데 점점 더 많이 사용되고 있다.
유전자 침묵은 종종 유전자 녹다운과 동일하게 간주된다. 유전자가 침묵되면 그 발현은 감소한다. 이와 대조적으로, 유전자가 녹아웃되면 생물체의 유전체에서 완전히 제거되어 발현되지 않는다. RNAi, CRISPR, siRNA와 같이 유전자를 침묵시키는 데 사용되는 방법들은 일반적으로 유전자의 발현을 최소 70% 감소시키지만 완전히 제거하지는 않으므로, 유전자 침묵은 유전자 녹다운 메커니즘으로 간주된다. 유전자 침묵을 사용하는 방법은 유전자 녹아웃보다 더 낫다고 여겨진다. 이는 연구자들이 동물 모델의 생존에 필수적이어서 제거할 수 없는 필수 유전자를 연구할 수 있게 해주기 때문이다. 또한 질병은 일반적으로 발현이 감소된 유전자와 관련이 있으므로, 질병 발달에 대한 더 완전한 시각을 제공한다.
안티센스 올리고뉴클레오타이드.
안티센스 올리고뉴클레오타이드는 1978년 폴 자메츠니크와 메리 스티븐슨에 의해 발견되었다. 짧은 핵산 조각인 올리고뉴클레오타이드는 세포에 추가될 때 상보적인 표적 mRNA 분자에 결합한다. 이 분자들은 단일 가닥 DNA 또는 RNA로 구성될 수 있으며 일반적으로 13-25개 뉴클레오타이드 길이이다. 안티센스 올리고뉴클레오타이드는 RNase H 의존적 메커니즘을 사용하거나 입체 차단 메커니즘을 사용하여 유전자 발현에 두 가지 방식으로 영향을 미칠 수 있다. RNase H 의존적 올리고뉴클레오타이드는 표적 mRNA 분자가 분해되도록 하는 반면, 입체 차단 올리고뉴클레오타이드는 mRNA 분자의 번역을 방지한다. 대부분의 안티센스 약물은 RNase H 의존적 메커니즘을 통해 기능하며, 이 메커니즘에서는 RNase H가 DNA/RNA 헤테로듀플렉스의 RNA 가닥을 가수분해한다. 발현.
리보자임.
리보자임은 유전자 발현을 억제하는 데 사용되는 촉매 RNA 분자이다. 이 분자들은 mRNA 분자를 절단하여 본질적으로 mRNA를 생성한 유전자를 침묵시킨다. 시드니 올트먼과 토머스 체크는 1989년에 촉매 RNA 분자인 RNase P와 그룹 II 인트론 리보자임을 처음 발견했으며 이 발견으로 노벨상을 수상했다. 망치머리, 헤어핀, B형 간염 바이러스, 그룹 I, 그룹 II, RNase P 리보자임 등 여러 유형의 리보자임 모티프가 존재한다. 망치머리, 헤어핀 및 B형 간염 바이러스(HDV) 리보자임 모티프는 일반적으로 바이러스 또는 비로이드 RNA에서 발견된다. 이 모티프는 mRNA 분자의 특정 포스포다이에스터 결합을 자가 절단할 수 있다. 하위 진핵생물 및 일부 세균은 그룹 I 및 그룹 II 리보자임을 포함한다. 이 모티프는 포스포다이에스터 결합을 절단하고 연결함으로써 자가 스플라이싱할 수 있다. 마지막 리보자임 모티프인 RNase P 리보자임은 대장균에서 발견되며 단백질 보조 인자와 결합할 때 여러 tRNA 전구체의 포스포다이에스터 결합을 절단하는 능력으로 알려져 있다.
리보자임이 사용하는 일반적인 촉매 메커니즘은 단백질 리보뉴클레아제가 사용하는 메커니즘과 유사하다. 이 촉매 RNA 분자는 특정 부위에 결합하고 2' 산소를 친핵체로 사용하여 RNA 골격의 인접한 인산을 공격하여 2'3'-고리형 인산과 5' 수산화 말단이 있는 절단된 산물을 형성한다. 이 촉매 메커니즘은 과학자들이 표적 mRNA 분자의 서열 특이적 절단을 수행하는 데 점점 더 많이 사용되고 있다. 또한 질병을 유발하는 유전자를 침묵시키는 유전자 침묵 치료제를 생산하기 위해 리보자임을 사용하려는 시도가 이루어지고 있다.