Система орексин-содержащих нейронов гипоталамуса и их участие в механизмах реализации реакций мозга на антигенный стимул

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ МЕДИЦИНА

УДК 57.056; 612.8.04

С. В. Перекрест, Н. С. Новикова, Е. А. Корнева СИСТЕМА

ОРЕКСИН-СОДЕРЖАЩИХ НЕЙРОНОВ ГИПОТАЛАМУСА И ИХ УЧАСТИЕ В МЕХАНИЗМАХ РЕАЛИЗАЦИИ РЕАКЦИЙ МОЗГА НА АНТИГЕННЫЙ СТИМУЛ

Отдел Общей патологии и патофизиологии учреждения РАМН НИИ экспериментальной медицины СЗО РАМН

Введение

Одним из актуальных вопросов современной биологии является изучение центральных механизмов кооперации нервной и иммунной систем. Особое внимание уделяется роли гипоталамуса в нейроиммунных взаимодействиях, что обуславливается функциональными особенностями этой области мозга. Как известно, гипоталамус участвует в регуляции многих вегетативных процессов, таких как терморегуляция, водно-солевой обмен, пищевое поведение, цикл сон/бодрствование, функции иммунной системы. Нарушение вышеперечисленных функций наблюдается при развитии инфекционных заболеваний, а также в экспериментальных моделях при введении антигена.

Поскольку, как показано многочисленными исследованиями, именно гипоталамиче-ские структуры участвуют в реализации ответа ЦНС на антигенный стимул, изучение динамики активации локализованных в гипоталамусе нейронов представляет наибольший интерес.

К настоящему времени открыто и изучено большое количество гипоталамических нейропептидов, принимающих участие в регуляции многих вегетативных функций организма, в том числе в регуляции функций иммунной системы. Одними из этих нейропептидов являются орексины.

Орексин и орексин-содержащие нейроны

Орексины, или гипокретины, были открыты независимо двумя группами исследователей. Группа de Ьеоеа описала экспрессирующуюся исключительно в клетках гипоталамуса мРНК ранее неизвестного белка — возможного предшественника двух пептидов, сходных по аминокислотным последовательностям с секретином, и названных гипокретинами 1 и 2 [1]. Оба этих пептида были локализованы в везикулах в области синапсов, что позволило говорить об их нейромедиаторной функции.

Другая группа исследователей, осуществляя поиск лигандов к О-белок ассоциированным рецепторам, выделила два пептида, синтезирующихся с общего предшественни-

© С. В. Перекрест, Н. С. Новикова, Е. А. Корнева, 2010

ка препроорексина и экспрессируемых определенной группой нейронов в латеральной гипоталамической области. Эти нейропептиды были названы орексинами А и В (от гр. огех^э— аппетит), так как их интроцеребровентрикулярное введение приводило к увеличению потребления пищи у крыс, а рецепторы к ним получили названия ОхШ и ОхИ,2 [2]. Позже было установлено, что препрогипокретин и прероорексин идентичны, а орексин А и орексин В соответствуют гипокретину 1 и гипокретину 2.

Структура орексинов А и В

Аминокислотные последовательности орексинов весьма консервативны в разных группах млекопитающих. Гомология между орексинами А и В составляет 46% [2].

Орексин А и В транслируются с одной мРНК в виде пептида-предшественника пре-проорексина, состоящего из 131 аминокислотного остатка [3]. Этот предшественник имеет М-терминальную сигнальную последовательность из 33 аминокислот. После удаления этой последовательности образуется проорексин, из которого прогормонконвер-таза вырезает две аминокислотные последовательности с образованием орексинов А и

В [3].

Орексин А млекопитающих представляет собой пептид, состоящий из 33 аминокислот, его приблизительная масса составляет 3.5 кДа, а С-конец амидирован. В отличие от орексина В, он содержит пироглютамиловый остаток на М-конце и две внутримолекулярные дисульфидные связи: Су86-СуЭ12 и Су87-Су814 [3].

Орексин В млекопитающих состоит из 28 аминокислот, его молекулярная масса составляет около 2.9 кДа. Орексин В содержит два стабильных а-спиральных участка и амидирован по С-концу [4].

Трехмерная структура орексина В представляет собой две а-спирали, расположенные под углом 60-80° друг к другу, третичная структура орексина А образована двумя а-спиралями, соединенными подвижной петлей, две дисульфидные связи на М-конце формируют устойчивый поворот между А^8 и ТЬг11 [4].

Возможно, описанные различия обуславливают большую стабильность орексина А, а также большую жирорастворимость, т. е. лучшую проницаемость через гематоэнце-фалический барьер, по сравнению с орексином В [5]. Существует еще ряд данных, свидетельствующих о том, что орексины могут действовать не только как нейромедиаторы, но и как нейрогормоны. К примеру, отростки орексин-содержащих нейронов обнаружены в эпендиме желудочков мозга [6]. Кроме того, орексины были выявлены в участках гипоталамуса, в которых сосредоточены нейроэндокринные клетки, и в нейрогипофизе, а также орексины содержатся в крови и спинномозговой жидкости в небольших концентрациях, что позволяет говорить о возможности гуморального пути передачи действия орексинов на периферические органы [6, 7, 8]. Кроме того, орексины выявляются в энтерохромаффинных клетках и нейронах, иннервирующих двенадцатиперстную кишку [9].

Характеристика орексин-содер^ащих нейронов

Орексины синтезируются небольшой популяцией гипоталамических нейронов, наиболее многочисленной в перифорникальной зоне латеральной гипоталамической области (ЬИА) [10]. Функции этой области обычно связывают с регуляцией гомеостаза, а также многих поведенческих реакций (пищевого поведения [11], цикла

сон/бодрствование [12] и т.д.). Такое расположение орексин-содержащих нейронов позволяет предположить возможность их участия в регуляции различных физиологических процессов [11, 12]. Орексин-содержащие нейроны могут быть различной формы, их размеры колеблются от 15 до 40 ^м в диаметре.

Установлено, что орексин-содержащие нейроны экспрессируют на своей мембране рецепторы к лептину и нейропептиду У [13, 14], рецепторы к норадреналину и серотонину [15]. Кроме того, они синтезируют везикулярные транспортеры глутамата [16], выявлено и содержание глутамата в аксонных терминалях этих нейронов [17], что позволяет предположить, что орексин-содержащие нейроны являются также глутаматер-гическими. К ним также подходят отростки, содержащие вазоактивный интестинальный пептид, вазопрессин и нейропептид У. Также следует отметить, что норадреналин и серотонин активируют орексин-содержащие нейроны, а гистамин и ацетилхолин обладают слабыми эффектами на активацию орексин-содержащих нейронов [15]. С другой стороны, их отростки участвуют в связях с нейронами, содержащими различные медиаторы: норадреналин, дофамин, серотонин, гистамин, ацетилхолин, вазопрессин, вазоактивный интестинальный пептид, соматостатин, кортиколиберин, нейропептид У, проопиомеланокортин, гамма-аминомасляную кислоту, меланин-концентрирующий гормон, глутамат.

Отростки орексин-содержащих клеток проецируются в различные области головного и спинного мозга, например, в таламус, компоненты лимбической системы (гиппокамп, амигдала), эпифиз, кору больших полушарий, спинной мозг (I и X пластинки) [8]. Орексин-содержащие отростки присутствуют также на всех уровнях гипоталамуса: от преоптической области до маммилярных тел, но их наибольшая плотность наблюдается в латеральном и заднем гипоталамусе. Большинство этих отростков оканчивается на нейронах ЬИА, в том числе орексин-содержащих [15] и нейронах, содержащих меланин-концентрирующий гормон [18].

Рецепторы к орексинам

Многочисленными исследованиями показано, что области, широко иннервируемые отростками орексин-содержащих нейронов, демонстрируют высокий уровень экспрессии мРНК рецепторов к орексину. Рецепторы к орексину — это О-белок ассоциированные рецепторы. Их гомология с прочими рецепторами этого типа составляет 20-25%, а гомология между ними — 64%. Гомология аминокислотных последовательностей этих рецепторов у человека и крысы составляет 94-95%, что доказывает высокую консервативность их генов [2].

Как и все рецепторы этого типа, рецепторы к орексину характеризуются наличием семи трансмембранных доменов. Интересно, что рецепторы к орексину первого типа (ОхИ1) обладают сродством к орексину А, а также и к орексину В, хотя и в меньшей степени, а рецепторы к орексину второго типа (ОхИ2) обладают одинаковой аффинностью как к орексину В, так и к орексину А [19]. Сравнение структур и эффектов орексинов А и В позволяет предполагать, что СООИ-концевая последовательность аминокислот является ключевой для связывания с рецептором и его активации [20]. Тем не менее удаление МИ2-концевой последовательности приводит к снижению аффинности орексина А к обеим рецепторам в 20-60 раз. Замена цистеинов, формирующих дисуль-фидные связи, на аланин приводит к подобному эффекту, а наиболее важными для активации ОхИ1 являются С-концевые аминокислоты в положении 26-33 [20, 21].

ОхИ1 связаны с Оq/11 белками и активируют аденилатциклазный и фосфотидил-инозитоловый пути трансдукции сигнала, что приводит к повышению концентрации

Ca2+ внутри клетки через открытие Са2+каналов [22, 23]. OxR2 связаны с Gg/11 или Gi/0, подавляющими аденилатциклазу. Они также могут активировать фосфотидил-инозитоловый путь и приводить к гиперполяризации мембраны нейрона через открытие K+ каналов [24]. Таким образом, хотя в большинстве исследований было показано, что орексины оказывают активирующие действие на многие типы нейронов, такие как норадренергические клетки Locus ceruleus [25], дофаминергические нейроны вентральной области покрышки [26] и гистаминергические нейроны туберо-маммилярного ядра [27], возможно и их тормозящее действие, опосредованное через рецепторы 2 типа.

Рецепторы к орексину широко представлены на клетках различных тканей организма. В головном мозге мРНК OxR1 и OxR2 были найдены на мембранах нейронов вентромедиального и дорсомедиального ядер гипоталамуса, латеральной гипоталами-ческой области, переднего гипоталамического ядра, заднего гипоталамического поля, маммилярного и туберомаммилярного ядер. Кроме того, оба гена экспрессируются клетках в коры больших полушарий, аркуатного ядра, паравентрикулярного ядра, медиального возвышения, гипофиза [28-30]. Следует также отметить, что рецепторы к орексину или их мРНК обнаруживаются и вне ЦНС, например, на мембранах клеток надпочечников, почек, щитовидной железы, легких, печени, селезенки, а также стволовых клеток (фенотип CD34+) [29-31], причем интенсивность экспрессии генов рецепторов к орексину в клетках может зависеть от функционального состояния организма [32].

Таким образом, при анализе современных данных о локализации, проекциях орек-син-содержащих нейронов в ЦНС и экспрессии рецепторов к орексинам как на клетках ЦНС, так и на клетках других органов, можно сделать вывод о возможности участия орексинов в регуляции различных физиологических функций.

Участие орексин-содер^ащих нейронов в регуляции вегетативных функций

Наиболее точные сведения получены об участии орексина в регуляции цикла сон/бодрствование. Хотя во многих работах представлены исследования эффектов орексина на пищевое поведение, эндокринные и вегетативные функции, полученные данные зачастую весьма противоречивы.

Влияние орексинов на пищевое поведение

В первых работах было показано влияние орексинов на пищевое поведение: его внутрижелудочковое введение стимулирует потребление пищи у крыс [2]. Подобный эффект наблюдался при введении орексина А в определенные области гипоталамуса (перифорникальную область, латеральную гипоталамическую область, дорзо-медиаль-ное и паравентрикулярное ядра), причем орексин В не оказывает подобного действия [33]. Участие орексина в регуляции пищевого поведения подтверждается и данными о связях орексин-содержащих нейронов латеральной гипоталамической области с содержащими нейропептид Y и проопиомеланокортин нейронами аркуатного ядра, которое является основной мишенью действия лептина и традиционно рассматривается, как одна из важнейших структур, регулирующих пищевое поведение [34]. Действие орек-сина в данном случае проявляется в активации нейронов, содержащих нейропептид Y [35]. Еще один возможный путь влияния орексина на пищевое поведение — торможение глюкозочувствительных ПОМК-эргических нейронов [36]. Помимо этого, установлено,

что орексин-содержащие нейроны являются глюкозочувствительными и активируются при понижении уровня глюкозы в крови [37].

В то же время показана зависимость эффектов орексина от времени суток [38]. Наибольшая стимуляция потребления пищи наблюдалась рано утром и через 6 часов после наступления темноты, когда прием пищи снижен [38]. Введение орексина в период активного приема пищи не оказывает влияния на пищевое поведение, поскольку в это время «орексин-зависимые пищевые пути» уже максимально активированы и не восприимчивы к дополнительным экзогенным стимулам [38].

Участие орексин-содержащих нейронов в регуляции цикла сон/бодрствование

Активность орексин-содержащих нейронов подвержена суточным колебаниям: она повышается в период активности, и снижается в период покоя [39]. Этот факт может быть косвенным подтверждением участия орексина в поддержании состояния бодрствования. Рецепторы к орексину и отростки орексин-содержащих нейронов обнаруживаются во многих ядрах, вовлеченных в регуляцию цикла сон/бодрствование (голубое пятно, мост, ретикулярная формация, ядра шва, маммилярные ядра, латеральная пре-оптическая область гипоталамуса) [40].

По многочисленным наблюдениям, внутрижелудочковое введение орексина А или введение в указанные выше структуры мозга способствует пробуждению, подавляя сон [25, 41-43]. Показанное орексин-индуцированное возбуждение нейронов голубого пятна [25] и ядер шва [44] является возможным механизмом поддержания состояния бодрствования, поскольку процесс пробуждения связывают с активацией данных структур [45, 46].

Еще одним свидетельством участия орексина в регуляции цикла сон/бодрствование является тот факт, что его недостаточность зачастую ассоциирована с проявлением нарколепсии. При этом количество орексин-содержащих нейронов в ЦНС заметно снижается [47]. Примерно у 90% больных в церебро-спинальной жидкости не обнаруживается орексин [48].

Установленная связь орексенемии и заболевания нарколепсией позволила создать экспериментальные модели. Мыши и крысы с недостаточностью орексина или с дисфункцией его рецепторов проявляют подобные симптомы, например, частые спонтанные переключения между сном и бодрствованием и характерную катаплексию, напоминающую атонию парадоксальной фазы сна [49, 50]. У животных в периоды бодрствования и при применении антинарколептических препаратов наблюдается увеличение экспрессии гена е-боБ в орексин-содержащих нейронах гипоталамуса по сравнению с периодами сна [39, 49]. Подавляя активность центров сна [42, 43], орексины препятствуют спонтанному засыпанию, «стабилизируя» механизм переключения в цикле сон/бодрствование.

Влияние орексинов на гемодинамику и водно-солевой обмен

Многочисленные проекции орексин-содержащих нейронов к структурам ствола головного мозга, а также к центрам спинного мозга позволяют говорить об их возможном вовлечении в регуляцию вегетативных функций, что, в частности, проявляется в повышении артериального давления, увеличении частоты сердечных сокращений, усилении секреции желудочного сока, а также повышении активности симпатического нерва в

ответ на внутрижелудочковое введение орексина А [51-53]. При внутривенном введении орексин обладает аналгетическим эффектом, который снимается введением его рецепторного антагониста SB-334867 [54]. Кроме того, орексины могут воздействовать на водно-солевой обмен, таким образом вовлекаясь в механизмы регуляции кровяного давления. Показано, что внутрижелудочковое введение орексина А и В стимулирует жажду у крыс [55]. Воздействие орексина А или В на структуры ствола мозга увеличивает у крыс кровяное давление и частоту сердечных сокращений [52, 53]. В некоторой степени эти эффекты могут быть опосредованы орексин-индуцированной секрецией но-радреналина и активацией гипоталамо-гипофизарно-адреналовой оси, поскольку через 10 минут после внутрижелудочкового введения орексина А наблюдается подъем уровня норадреналина и АКТГ в крови, а также увеличение количества мРНК кортиколибе-рина и вазопрессина в нейронах паравентрикулярного ядра гипоталамуса [52, 53, 56]. Еще одним подтверждением возможности участия орексина в регуляции функций вегетативной нервной системы является активация (по экспрессии гена c-fos) нейронов таких структур, как голубое пятно, ядро солитарного тракта, аркуатное, супраоптиче-ское и паравентрикулярное ядра гипоталамуса крысы в ответ на внутрижелудочковое введение орексина [57, 58].

Влияние орексинов на функции эндокринной системы

Помимо стимуляции выделения норадреналина и АКТГ орексин, напрямую или опосредовано, влияет на секрецию множества других гормонов. К примеру, орекси-ны могут регулировать секрецию гипофизарных гормонов через нейрональные связи или даже напрямую, через портальную систему гипофиза: орексины обнаруживаются в срединном возвышении [59], а мРНК их рецепторов найдена в передней и в меньшей степени, в задней долях гипофиза [60]. Причем OxR1 был обнаружен в клетках с выраженной ацидофилией, секретирующих СТГ, а OxR2 — в клетках с выраженной базофилией, секретирующих АКТГ.

Внутрижелудочковое введение орексинов приводит к значительному снижению уровня гормона роста в крови [25]. Поскольку секреция гормона роста контролируется гипоталамическими гормонами: соматостатином и соматолиберином, они, вероятно, вовлекаются в механизмы описанного эффекта орексина. Действительно, внутрижелу-дочковое введение орексина А приводит к снижению уровня мРНК соматолиберина в паравентрикулярном ядре гипоталамуса и повышению экспрессии мРНК соматостати-на [61]. В исследованиях in vitro также было продемонстрировано увеличение секреции соматостатина под действим орексина А [62]. Кроме того, известно, что мыши с гиперэкспрессией гена препроорексина гораздо меньшего роста, по сравнению с мышами дикого типа, что является еще одним подтверждением подавляющего действия орек-синов на секрецию гормона роста.

Эффекты орексина на продукцию тироидных гормонов не были детально исследованы. Хотя нейроны, содержащие тиролиберин, локализованы в паравентрикулярном ядре, где обнаружена экспрессия мРНК рецепторов OxR2 [60], наличие рецепторов к орексину непосредственно на этих нейронах и проекций к ним от орексин-содержащих клеток показано не было. Тем не менее, внутривенное введение орексина А приводит к снижению секреции тиролиберина при его повышенном содержании в гипоталамусе, причем его концентрации в плазме снижаются [63]. Теми же авторами показано и дозозависимое снижение уровня тиротропина в плазме в ответ на введение орексина

А. В то же время, гипотироидизм или тироэктомия у крыс не вызывают изменений

содержания мРНК препроорексина и рецепторов к орексину в клетках гипоталамуса и надпочечников [64]. В любом случае, связь орексинов с функцией тироидных гормонов весьма вероятна, и их взаимодействие требует дальнейшего исследования.

Участие орексин-содержащих нейронов в стресс-индуцированных реакциях ЦНС

Целый ряд работ посвящен изучению влияния орексина на деятельность гипотала-мо-гипофизарно-адреналовой оси. В исследованиях in vitro и in vivo установлено, что воздействие орексином А вызывает активацию нейронов паравентрикулярного ядра гипоталамуса [58, 65], приводит к увеличению содержания в PVH мРНК кортиколибе-рина [56] и усилению его секреции [66], повышает уровень АКТГ и кортикостерона в крови [25, 67], а также сказывается на поведенческих реакциях крыс [68]. К тому же адренэктомия значительно снижает уровень мРНК препроорексина в латеральной ги-поталамической области, который восстанавливается после применения дексаметозона у адренэктомированных крыс [69]. Орексины вовлекаются и в механизмы реализации ответных реакций на различные стрессорные стимулы. К примеру, при голодании и гипогликемии наблюдается увеличение экспрессии гена препроорексина в гипоталамусе [70, 71], при этом примерно в 33% орексин-содержащих нейронов возрастает содержание белка c-Fos [37]. Активация до 90% орексин-содержащих нейронов наблюдалась на фоне болевого стимула, но не при вызванном страхе у крыс [72]. Как известно именно такие стимулы, в отличие от эмоционального воздействия, приводят к увеличению потребления пищи.

Холодовой и иммобилизационный стресс инициируют усиление синтеза мРНК пре-проорексина [68] в клетках латеральной гипоталамической области, а также активацию соответственно 15 и 24% орексин-содержащих нейронов [73], а иммобилизация приводит к «опустошению» орексин-содержащих нейронов LHA, что выражается в снижении количества определяемых иммуногистохимических нейронов [74].

Кратковременное лишение сна не влияет на экспрессию гена препроорексина у крыс и у мышей [75], однако вызывает увеличение экспрессии гена c-Fos в орексин-содержащих нейронах этих животных [39].

В некоторых работах было продемонстрировано, что орексин способен вызывать характерные для стресса поведенческие реакции у крыс: внутрижелудочковое введение орексина А и В приводит к усиленному груммингу и активации исследовательского поведения. Все эти проявления отменялись при предварительном воздействии антагониста кортиколиберина [25, 68, 78].

Таким образом, орексин-содержащие нейроны, вовлекаясь в центральные механизмы регуляции физиологических функций, воздействуют на различные системы организма, в том числе, по-видимому, и на иммунную систему, хотя эта область остается малоизученной.

Система орексин-содержащих нейронов при антигенном воздействии

Инфекционный процесс и воспаление оказывают влияние на осуществление многих поведенческих реакций, включая прием пищи, социальное поведение, цикл сон/бодрствование. Механизмы, лежащие в основе развития так называемого продромального синдрома, до сих пор остаются неясными, и их изучение представляет собой важную проблему иммунофизиологии — одного из перспективных интенсивно развива-

ющихся научных направлений, рассматривающего процессы взаимодействия нервной и иммунной системы. Одним из подходов для изучения взаимной регуляции нервной и иммунной систем является исследование реакции различных структур ЦНС на введение антигена.

Внутривенное введение ЛПС широко используется для изучения нейроиммунных взаимодействий. При попадании в кровяное русло ЛПС связывается с ЛПС-связываю-щим белком (ЛСБ) [77], который важен для активации ряда рецепторов, необходимых для индукции системного ответа (в2-интегрины, 0011/0018, Ь-селектин, 0Б14). Важным звеном для развития иммунного ответа на ЛПС является То11-подобный рецептор 4 типа (ТЬИ4) [78], локализованный на клетках иммунной системы, эндотелиоцитах, на клетках паутинной и мягкой мозговых оболочек, а также на клетках микроглии [79, 80]. Активация ТЬИ,4 приводит к синтезу и секреции провоспалительных цитокинов (1Ь 1, 6, 12; ТМЕа; ШЕ а, в) [78]. Уже через 30-60 минут после внутривенного введения ЛПС наблюдается подъем уровня 1Ь-1 в крови [81], концентрация ТМЕа достигает пика уже через 2 часа [82], и наконец, через 2-4 часа увеличивается уровень циркулирующего 1Ь-6. Помимо активации дифференцировки моноцитов, Т- и В-лимфоцитов, ЛПС вызывает увеличение числа тромбоцитов, а также синтез белков острой фазы в печени [83, 84]. Следует отметить, что характер ответных реакций организма на ЛПС зависит от дозы и способа его введения [85].

Известно, что возрастающие в ответ на антиген концентрации циркулирующих цитокинов приводят к развитию различных реакций: анорексии, сонливости, лихорадке, активации ГГН-оси. Внутривенное введение 1Ь-1 само по себе приводит к развитию перечисленных реакций [86], значительная роль в реализации которых отводится 1Ь-1, синтезирующемуся в мозге [87]. Применение специфических антагонистов провоспа-лительных цитокинов снижают указанные системные реакции, вызванные введением ЛПС [88].

Введение ЛПС и 1Ь-1 приводит к увеличению метаболизма гистамина в гипоталамусе крыс, причем сам гистамин оказывает ингибирующее действие на ЛПС- и 1Ь-1-индуцированную лихорадку, но повышает степень анорексии. Действие же ТМЕа реализуется, по-видимому, без прямого участия гистаминергических путей [89].

Предположительно, вовлечение гистаминергических нейронов туберомаммилярно-го ядра гипоталамуса в реакции на введение ЛПС опосредовано активацией катехола-минергических нейронов дорсального комплекса блуждающего нерва в продолговатом мозге, поскольку его инактивация местными анестетиками приводит к снижению степени их активации [90]. Показано также блокирование нейро-иммунных взаимодействий на уровне афферентов блуждающего нерва при введении ванадил-сульфата, что способствует отмене вызванного ЛПС продромального синдрома [91].

Введение 1Ь-1 вызывает экспрессию гена с-&>з в нейронах аркуатного ядра, содержащих как проопиомеланокортин, так и нейропептид У, участвующих в регуляции пищевого поведения [92]. Авторы предполагают, что нейроны аркуатного ядра скорее вовлечены в реализацию механизмов, направленных на восстановление нарушенной пищевой функции.

В целом, после введения ЛПС наблюдается ЛПС-индуцированная активация нейронов структур мозга, участвующих в регуляции пищевого поведения (центральное ядро амигдаллы, ЬНА, базо-латеральная амигдалла) [93], цикла сон/бодрствование (туберо-маммилярное ядро) [90], активации ГГН (РУН) [94].

В регуляцию перечисленных функций, как было сказано ранее, вовлекается система орексин-содержащих нейронов, что дает основание предполагать участие орексин-

содержащих нейронов в формировании системного ответа на введение антигена и в механизмах центральной регуляции функций иммунной системы в целом.

Лишь в единичных исследованиях были показаны эффекты введения антигена на систему орексин-содержащих нейронов: через 6 часов после инъекции ЛПС у голодных мышей наблюдалось снижение экспрессии гена с-Еоз в орексин-позитивных нейронах латеральной гипоталамической области [95]. В недавних исследованиях было показано, что активация орексин-содержащих нейронов (по белку с-Еоз) при исследовательском поведении у крыс значительно снижается после введения ЛПС, в то же время само введение липополисахарида приводит к увеличению количества с-Еоз-позитивных орексин-содержащих нейронов в дневное время [96]. Напротив, в ночное время, когда животные активны, введение ЛПС приводило к снижению активации орексин-содержащих нейронов, что совпадало с некоторыми проявлениями продромального синдрома. Исследование гистаминергических нейронов туберомаммиллярной области показало также снижение их активации после введения ЛПС.

Помимо изменения степени активации орексин-содержащих нейронов при введении липолисахарида происходит изменение содержания орексина в них, что проявляется в изменении их иммунореактивности и как следствие изменении количества орексин-позитивных нейронов, выявляемых иммуногистохимически в гипоталамических структурах на срезах мозга. Динамика этих изменений зависит от дозы введенного антигена. Введение ЛПС в дозе 500 мкг/кг веса приводит к снижению количества орексин-пози-тивных нейронов только через 6 часов после инъекции [97]. Данная доза является достаточно высокой и характеризуется, как субсептическая [85]. В отличие от нее, введение ЛПС в дозе 25 мкг/кг вызывает, напротив, увеличение количества орексин-позитивных нейронов через 2 и 4 часа после инъекции [98]. Увеличение или снижение содержания орексина в нейронах свидетельствует об изменении баланса между синтезом и потреблением этого нейропептида, т. е. выявленные иммуногистохимические изменения могут быть связаны с превалированием одного из этих процессов над другим.

Показано, что через 2 часа после введения ЛПС в дозах как 25 мкг/кг, так и 500 мкг/кг веса животного, в клетках гипоталамуса происходит увеличение экспрессии гена препроорексина, что отражает увеличение количества мРНК препроорексина и может быть косвенным свидетельством возрастания синтеза орексина в нейронах, через 4 и 6 часов изменений не наблюдается (неопубликованные данные).

Сопоставление приведенных данных позволяет говорить о различиях реакций орек-син-содержащих нейронов на введение разных доз ЛПС. Хотя в обоих случаях они направлены на увеличение процессов синтеза препроорексина в нейронах, процессы потребления орексина при введении субсептической дозы идут более интенсивно, сдвигая баланс синтеза и потребления орексина в сторону преобладания его утилизации.

Как можно заметить, в основном в исследованиях нейро-иммунных взаимодействий в качестве антигена используется ЛПС, который является Т-независимым антигеном, обладающим к тому же выраженными иммуногенными свойствами. Однако есть ряд работ, в которых показано влияние Т-зависимых антигенов (стафилококковый энтеротоксин В, бычий сывороточный альбумин) на активацию различных структур ЦНС, паттерн которой отличен от паттерна их активации при введении Т-независимого антигена [94, 99].

Введение такого Т-зависимого антигена, как бычий сывороточный альбумин, приводит к сходной картине реакций орексин-содержащих нейронов, как и при введении малой дозы ЛПС (неопубликованные данные), т. е., увеличению количества орексин-позитивных нейронов через 2 и 4 часа после введения. Несмотря на то, что, иммунные

реакции, инициированные БСА — Т-зависимым антигеном, реализуются иными механизмами, чем реакции на введение ЛПС, центральные эффекты действия БСА, который является достаточно слабым антигеном, сравнимы с динамикой этих реакций на введение малой дозы ЛПС.

Заключение. Открытие нового нейропептида орексина и орексин-содержащих нейронов в мозге, участвующих в регуляции многих физиологических функций организма, обусловило развитие нового направления в изучении нейроиммунных взаимодействий. Накопившиеся к настоящему времени данные свидетельствуют в пользу участия системы орексин-содержащих нейронов в процессах взаимодействия нервной и иммунной систем в индуктивную фазу развития иммунного ответа. Есть основания предполагать, что орексин-содержащие нейроны являются важным звеном в развитии ответных реакций организма на антигенный стимул, в том числе и механизмах развития продромального синдрома. Расшифровка динамики и паттерна реакций орексин-содержащих нейронов гипоталамуса на введение антигена создает предпосылки для разработки методов адресной коррекции патологических процессов, развитие которых связано с нарушением механизмов взаимодействия нервной и иммунной систем.

Литература

1. De Lecea L., Kilduff T. S., Peyron C., Gao X., Foye P. E., Danielson P. E,. Fukuhara C., Battenberg E. L., Gautvik V. T., Bartlett F. S., Frankel W. N., van den Pol A. N., Bloom F. E., Gautvik K. M., Sutcliffe J. G The hypocretins: hypothalamus-specific peptides with neuroexcitatory activity // Proc Natl Acad Sci USA. 1998. Vol. 95. P. 322-327.

2. Sakurai T., Amemiya A., Ishii M., Matsuzaki I., Chemelli R. M., Tanaka H., Williams S. C., Richarson J. A, Kozlowski G. P., Wilson S., Arch J. R., Buckingham R. E., Haynes A. C., Carr S. A., Annan R. S, McNulty D. E., Liu W. S., Terrett J. A., Elshourbagy N. A., Bergsma D. J., Yanagisawa M. Orexins and orexin receptors: a family of hypothalamic neuroprptides and G protein-coupled receptors that regulate feeding behavior // Cell. 1998. Vol. 92. P. 573-585.

3. Sakurai T., Moriguchi T., Furuya K., Kajiwara N., Nakamura T., Yanagisawa M., Goto K. Structure and function of human preproorexin gene // J. Biol. Chem. 1999. Vol. 247. P. 17771-17776.

4. Lee J. H., Bang E., Chae K. J., Kim J. Y., Lee D. W., Lee W. Solution structure of a newhypothalamic neuropeptide, human hypocretin- 2/orexin- B // Eur. J. Biochem. 1999. Vol. 266. P. 831-839.

5. Kastin A. J., Akerstrom V. Orexin A but not orexin B rapidly enters brain from blood bysimple diffusion // J. Pharmacol ExP.Ther. 1999. Vol. 289. P. 219-223.

6. Kummer M., Neidert S. J., Johren O., and Dominiak P. Orexin (hypocretin) gene expression in rat ependymal cells // Neuroreport. 2001. Vol. 12. P. 2117-2120.

7. Sakurai S., Nishijima T., Takahashi S., Yamauchi K., Arihara Z., Takahashi K. Low plasma orexin-A levels were improved by continuous positive airway pressure treatment in patients with severe obstructive sleep apnea-hypopnea syndrome // Chest. 2005. Vol. 127. P. 731-737.

8. Peyron C., Tighe D. K., van den Pol A. N., de Lecea L., Heller H. C., Sutcliffe G., Kilduff Th. S. Neurons containing hypocretin (orexin) project to multiple neuronal systems // J. Neuroscience

1998. Vol. 18, №23. P. 9996-10015.

9. Ncislund E., Ehrstrom M., Ma J., Hellstrom P. M., Kirchgessner A. L. Localization and effects of orexin on fasting motility in the rat duodenum // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2002. Vol. 282. P. G470-G479.

10. Taheri S. Mahmoodi M., Opacka-Juffiry J., Ghatei M. A., Bloom S. R. Distiribution and quantification of immunoreactive orexin A in rat tissues // FEBS Letters. 1999. Vol. 457. P. 157161.

11. Elmquist J. K., Elias C. F., Saper C. B. From lesions to leptin: hypothalamic control of food intake and body weight // Neuron. 1999. Vol. 22, №2. P. 221-232.

12. Alam M. N., Gong H., Alam T., Jaganath R., McGinty D., Szymusiak R. Sleep-waking discharge patterns of neurons recorded in the rat perifornical lateral hypothalamic area // J. Physiol. 2002. Vol. 538. P. 619-631.

13. Hakansson M., de Lecea L., Sutcliffe J. G., Yanagisawa M., Meister B. Leptin receptor-and STAT3-immunoreactivities in hypocretin/orexin neurones of the lateral hypothalamus // J. Neuroendocrinol. 1999. Vol. 11. P. 653-663.

14. Campbell R. E., Smith M. S., Summer E. A., Bernadette E. G., Jarlath M. H. Mullen F.

F., Grove K. L. Orexin Neurons Express a Functional Pancreatic Polypeptide Y4 Receptor // J. Neurosci. 2003. Vol. 23. P. 1487.

15. Li Y., Gao X. B., Sakurai T., van den Pol A. N. Hypocretin/orexin excites hypocretin neurons via a local glutamate neuron-A potential mechanism for orchestrating the hypothalamic arousal system // Neuron. 2002. Vol. 36. P. 1169-1181.

16. Rosin D. L., Weston M. C., Sevigny C. P., Stornetta R. L., Guyenet P. G. Hypothalamic orexin (hypocretin) neurons express vesicular glutamate transporters VGLUT1 or VGLUT2 // J Comp Neurol. 2003. Vol. 465, №4. P. 593-603.

17. Torrealba F., Yanagisawa M., Saper C. B. Colocalization of orexin A and glutamate im-munoreactivity in axon terminals in the tuberomammillary nucleus in rats // Neuroscience. 2003. Vol. 119, №4. P. 1033-1044.

18. van den Pol A. N., Acuna-Goycolea C., Clark K. R., Ghosh P. K. Physiological properties of hypothalamic MCH neurons identified with selective expression of reporter gene after recombinant virus infection // Neuron. 2004. Vol. 42, №4. P. 635-652.

19. De Lecea L., Sutcliffe J. G. The hypocretins/orexins: Novel hypothalamic neuropeptides involved in different physiological systems // Cell Mol. Life Sci. 1999. Vol. 56. P. 473-480.

20. Darker J. G., Porter R. A., Eggleston D. S., Smart D., Brough S. J., Sabido-David C., Jerman J. C. Structure-activity analysis of truncated orexin-A analogues at the orexin-1 receptor // Bioorg. Med. Chem. Lett. 2001. Vol. 11. P. 737-740.

21. Okumura T., Takeuchi S., Motomura W., Yamada H., Egashira S. S., Asahi S., Kanatani A., Ihara M., and Kohgo Y. Requirement of intact disulfide bonds in orexin-A-induced stimulation of gastric acid secretion that is mediated by OX1 receptor activation // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001 Vol. 280. P. 976-981.

22. Lund P. E., Shariatmadari R., Uustare A., Detheux M., Parmentier M., Kukkonen J. P., Akerman K. E. O. The orexin OX1 receptor activates a novel Ca2+ influx pathway necessary for coupling to phospholipase C // J. Biol. Chem. 2000. Vol. 275. P. 30806-30812.

23. Larsson K. P., Peltonen H. M., Bart G., Louhivuori L. M., Penttonen A., Antikainen M., Kukkonen J. P., Akerman K. E. O. Orexin-A-induced Ca2+ entry: evidence for involvement of TRPC channels and protein kinase C regulation // J Biol Chem. 2005. Vol. 280. P. 1771-1781.

24. Willie J. T., Chemelli R. M., Sinton C. M. Yanagisawa M. To eat or to sleep? Orexin in the regulation of feeding and wakefulness // Annu. Rev. Neurosci. 2001. Vol. 24. P. 429-458.

25. Hagan J. J., Leslie R. A., Patel S., Evans M. L., Wattam T. A., Holmes S., Benham C. D., Taylor S. G., Routledge C., Hemmati P., Munton R. P., Ashmeade T. E., Shah A. S., Hatcher J. P., Hatcher P. D., Jones D. N., Smith M. I., Piper D. C., Hunter A. J., Porter R. A., Upton N. Orexin A activates locus coeruleus cell firing and increases arousal in the rat // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999. Vol. 96. P. 10911-10916.

26. Nakamura T., Uramura K., Nambu T., Yada T., Goto K., Yanagisawa M., Sakurai T. Orexin-induced hyperlocomotion and stereotypy are mediated by the dopaminergic system // Brain Res. 2000. Vol. 873. P. 181-187.

27. Yamanaka A., Tsujino N., Funahashi H., Honda K., Guan J. L., Wang Q. P, Tominaga M., Goto K., Shioda S., Sakurai T. Orexins activate histaminergic neurons via the orexin 2 receptor // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002. Vol. 290. P. 1237-1245.

28. Marcus J. N., Aschkenasi C. J., Lee C. E., Chemelli R. M., Saper C. B., Yanagisawa M., Elmquist J. K. Differential expression of orexin receptors 1 and 2 in the rat brain // J Comp Neurol. 2001. Vol. 435. P. 6-25.

29. Zhang S., Blache D., Vercoe P. E., Adam C. L., Blackberry M. A., Findlay P. A., Eidne K.

A., Martin G. B. Expression of orexin receptors in the brain and peripheral tissues of the male sheep // Regul. Pept. 2005. Vol. 124. P. 81-87.

30. Johren O., Briiggemann N., Dendorfer A., Dominiak P. Gonadal steroids differentially regulate the messenger ribonucleic acid expression of pituitary orexin type 1 receptors and adrenal orexin type 2 receptors // Endocrinology. 2003. Vol. 144. P. 1219-1225.

31. Steidl U., Bork S., Schaub S. Selbach O., Seres J., Aivado M., Schroeder Th., Rohr U.-P., Fenk R., Kliszewski S., Maercker Ch., Neubert P., Bornstein S. R., Haas H. L., Kobbe G., Tenen D. G., Haas R., Kronenwett R. Primary human CD34+ hematopoietic stem and progenitor cells express functionally active receptors of neuromediators // Blood 2004. Vol. 104. P. 81-88.

32. Bengtsson M. W., Makela K, Herzig K.-H., Flemstrom G. Short food deprivation inhibits orexin receptor 1 expression and orexin-A induced intracellular calcium signaling in acutely isolated duodenal enterocytes // Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 2009. Vol. 296. P. G651-G658

33. Dube M. G., Kalra S. P., Kalra P. S. Food intake elicited by central administration of orexins/hypocretins: identification of hypothalamic sites of action // Brain Research. 1999. Vol. 842. P. 473-477.

34. Elias C. F., Aschkenasi C., Lee C., Kelly J., Ahima R. S., Bjorbaek C., Flier J. S., Saper C.

B., Elmquist J. K. Leptin differentially regulates NPY and POMC neurons projecting to the lateral hypothalamic area // Neuron. 1999. Vol. 23, №4. P. 775-786.

35. Yamanaka A., Kunii K., Nambu T., Tsujino N., Sakai A., Matsuzaki I., Miwa Y., Goto K., Sakurai T. Orexin-induced food intake involves neuropeptide Y pathway // Brain Res. 2000. Vol. 859, №2. 404-409.

36. Muroya S., Funahashi H., Yamanaka A., Kohno D., Uramura K., Nambu T., Shibahara M., Kuramochi M., Takigawa M., Yanagisawa M., Sakurai T., Shioda S., Yada T. Orexins (hypocre-tins) directly interact with neuropeptide Y, POMC and glucose-responsive neurons to regulate Ca 2+ signaling in a reciprocal manner to leptin: orexigenic neuronal pathways in the mediobasal hypothalamus // Eur J Neurosci. 2004. Vol. 19, №6. P. 1524-1534.

37. Moriguchi T. Sakurai T., Nambu T., Yanagisawa M., Goto K. Neurons containing orexin in the lateral hypothalamic area of the adult rat brain are activated by insulin-induced acute hypoglycemia // Neurosci. Lett. 1999. Vol. 264. P. 101-104.

38. Haynes A. C., Jackson B., Overend P., Buckingham R. E., Wilson S., Tadayyon M., Arch J. R. Effects of single and chronic intracerebroventricular administration of the orexins on feeding in the rat // Peptides. 1999 Vol. 20. P. 1099-1105.

39. Estabrooke I. V., McCarthy M. T., Ko E., Chou T. C., Chemelli R. M., Yanagisawa M., Saper C. B., Scammell T. E. Fos expression in orexin neurons varies with behavioral state // J. Neurosci. 2001. Vol. 21. P. 1656-1662.

40. Kukkonen J. P., Aakerman K. E. O. Orexin receptors couple to Ca2+ channels different from store-operated Ca2+ channels // Neuroreport 2001. Vol. 12. P. 2017-2020.

41. Bourgin P., Huitron-Resendiz S., Spier A., Fabre V., Morte B., Criado J. R., Sutcliffe J. G., Henriksen S. J., de Lecea L. Hypocretin- 1 modulates rapid eye movement sleep through activation of locus coereleus neurons // J. Neurosci. 2000. №20. P. 7760-7765.

42. Espana R. A., Baldo B. A., Kelley A. E., Berridge C. W. Wake-promoting and sleep-supressing actions of hypocretin (orexin): basal forebrain sites of action // Neuroscience 2001. Vol. 106, №4. P. 699-715.

43. Methippara M. M., Alam M. N., Szymusiak R., McGinty D. Effects of lateral preoptic area application of orexin — A on sleep-wakefulness // Neuroreport. 2000. Vol. 11. P. 3423-3426.

44. Brown R. E., Sergeeva O., Eriksson K. S., Haas H. L. Orexin A excites serotonergic neurons in the dorsal raphe nucleus of the rat // Neuropharmacology. 2001 Vol. 40. P. 457-459.

45. Portas C. M., Bjorvatn B., Fagerland S., Gronli J., Mundal V., Sorensen E., Ursin R. Online detection of extracellular levels of serotonin in dorsal raphe nucleus and frontal cortex over the sleep/wake cycle in the freely moving rat // Neuroscience. 1998. Vol. 83, №3. P. 807-814.

46. Florin-Lechner S. M., Druhan J. P., Aston-Jones G., Valentino R. J. Enhanced norepinephrine release in prefrontal cortex with burst stimulation of the locus coeruleus // Brain Res. 1996. Vol. 742, №1-2. P. 89-97.

47. Thannickal T. C., Moore R. Y., Nienhuis R., Ramanathan L., Gulyani S., Aldrich M., Cornford M., Siegel J. M. Reduced number of hypocretin neurons in human narcolepsy // Neuron

2000. Vol. 27. P. 469-474.

48. Mignot E., Lammers G. J., Ripley B., Okun M., Nevsimalova S., Overeem S., Vankova J., Black J., Harsh J., Bassetti C., Schrader H., Nishino S. The Role of Cerebrospinal Fluid Hypocretin Measurement in the Diagnosis of Narcolepsy and Other Hypersomnias // Arch Neurol. 2002. Vol. 59. P. 1553-1562.

49. Chemelli R. M., Willie J. T., Sinton C. M. Narcolepsy in orexin knockout mice: moleculat genetics of sleep regulation // Cell. 1999. №98. P. 437-451.

50. Kisanuki Y. Y., Chemelli R. M., Sinton C. M., Williams S. C., Richardson J. A. The role of orexin receptor type-1 (OX1R) in the regulation of sleep // SleeP. 1999. Vol. 23. P. A91.

51. Takahashi N., Okumura T., Yamada H., Kohgo Y. Stimulation of gastric acid secretion by centrally administered orexin-A in conscious rats // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1999. Vol. 254. P. 623-627.

52. Shirasaka T., Nakazato M., Matsukura S., Takasaki M., Kannan H. Sympathetic and cardiovascular actions of orexins in conscious rats // Am. J. Physiol. Regul. Integr. ComP. Physiol.

1999. Vol. 277. P. R1780-R1785.

53. Antunes V. R., Brailoiu G. C., Kwok E. H., Scruggs P., Dun N. J. Orexins/hypocretins excite rat sympathetic preganglionic neurons in vivo and in vitro // Am. J. Physiol. Regul. Integr. ComP. Physiol. 2001. Vol. 281. P. R1801-R1807.

54. Bingham S., Davey P. T., Babbs A. J., Irving E. A., Sammons M. J., Wyles M., Jeffrey P., Cutler L., Riba I., Johns A., Porter R. A., Upton N., Hunter A. J., Parsons A. A. Orexin-A, an hypothalamic peptide with analgesic properties // Pain. 2001. Vol. 92. P. 81-90.

55. Kunii K., Yamanaka A., Nambu T., Matsuzaki I., Goto K., Sakurai T. Orexins/hypocretins regulate drinking behaviour // Brain Res. 1999. Vol. 842. P. 256-261.

56. Al-Barazanji K. A., Wilson S., Baker J., Jessop D. S., Harbutz M. S. Central orexin-A activates hypothalamic-pituitary-adrenal axis and stimulates hypothalamic corticotropin releasing factor and arginine vasopressin neurones in conscious rats // J Neuroendocrinol. 2001. № 13. P. 421424.

57. Date Y., Ueta Y., Yamashita H., Yamaguchi H., Matsukura S., Kangawa K., Sakurai T.,. Yanagisawa M., Nakazato M. Orexins, orexigenic hypothalamic peptides, interact with autonomic, neuroendocrine and neuroregulatory systems // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1999. Vol. 96. P. 748753.

58. Kuru M., Ueta Y., Serino R., Nakazato M., Yamamoto Y., Shibuya I., Yamashita H. Centrally administered orexin/hypocretin activates HPA axis in rats // Neuroreport. 2000. Vol. 11. P. 1977-1980.

59. Date Y., Mondal M. S., Matsukura S., Ueta Y., Yamashita H., Kaiya H., Kangawa K., Nakazato M. Distribution of orexin/hypocretin in the rat median eminence and pituitary // Brain. Res. Mol. Brain. Res. 2000. Vol. 76. P. 1-6.

60. Marcus J. N., Aschkenasi C. J., Lee C. E., Chemelli R. M., Saper C. B., Yanagisawa M., Elmquist J. K. Differential expression of orexin receptors 1 and 2 in the rat brain // J Comp Neurol.

2001. Vol. 435. P. 6-25.

61. Lopez M., Seoane L. M., Tovar S., Nogueiras R., Dieguez C., Senaris R. Orexin-A regulates growth hormone-releasing hormone mRNA content in a nucleus-specific manner and somatostatin mRNA content in a growth hormone-dependent fashion in the rat hypothalamus // Eur J Neurosci. 2004. Vol. 19, №8. P. 2080-1088.

62. Russell S.H., Kim M. S., Small C. J., Abbott C. R., Morgan D. G., Taheri S., Murphy K.

G., Todd J. F., Ghatei M. A. and Bloom S. R. Central administration of orexin A suppresses basal and domperidone stimulated plasma prolactin // J. Neuroendocrinol. 2000 Vol. 12. P. 1213-1218.

63. Mitsuma T., Hirooka Y., Mori Y., Kayama M., Adachi K., Rhue N., Ping J., Nogimori T. Effects of orexin A on thyrotropin-releasing hormone and thyrotropin secretion in rats // Horm. Metab. Res. 1999. Vol. 31. P. 606-609.

64. Lopez M., Seoane L., Senaris R. M., Dieguez C. Preproorexin mRNA levels in the rat hypothalamus, and orexin receptors mRNA levels in the rat hypothalamus and adrenal gland are not influenced by the thyroid status // Neurosci Lett. 2001. Vol. 300, №3. P. 171-175.

65. Samson W. K., Taylor M. M., Follwell M., Fergunson A. V. Orexin actions in hypothalamic paraventricular nucleus: physiological consequences and cellular correlates // Regul Pept. 2002. Vol. 104. P. 97-103.

66. Russell S.H., Small C. J., Dakin C. L., Abbott C. R., Morgan D. G. A, Ghatei M. A., Bloom S. R. The central effects of orexin-A in the hypothalamic-pituitary-adrenal axis in vivo and in vitro in male rats // J. Neuroendocrinol. 2001. Vol. 13. P. 561-566.

67. Jaszberenyi M., Bujdoso E., Pataki I., Telegdy G. Effects of orexins on the hypothalamic-pituitary-adrenal system // J. Neuroendocrinol 2000 Vol. 12. P. 1174-1178.

68. Ida T., Nakahara K., Murakami T., Hanada R., Nakazato M., Murakami N. Possible involvement of orexin in the stress reaction in rats // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2000. Vol. 270. P. 318-323.

69. Stricker-Krongrad A., Beck B. Modulation of hypothalamic hypocretin/orexin mRNA expression by glucocorticoids // Biochem Biophys Res Commun. 2002. Vol. 296, №1. P. 129-133.

70. Cai X. J., Widdowson P. S, Harrold J., Wilson S., Buckingham R. E., Arch J. R., Ta-

dayyon M., Clapham J. C., Wilding J., Williams G. Hypothalamic orexin expression: modulation

by blood glucose and feeding // Diabetes 1999. Vol. 48. P. 2132-2137.

71. Griffond B., Risold P. Y., Jacquemard C., Colard C., Fellmann D. Insulin-induced hy-

poglycemia increases preprohypocretin (orexin) mRNA in the rat lateral hypothalamic area // Neurosci. Lett. 1999. Vol. 262. P. 77-80.

72. Zhu L., Onaka T., Sakurai T., Yada T. Activation of orexin neurones after noxious but not conditioned fear stimuli in rats // Neuroreport. 2002. Vol. 13, № 10. P. 1351-1353.

73. Sakamoto F., Yamada S., Ueta Y. Centrally administered orexin-A activates corticotropin-releasing factor-containing neurons in the hypothalamic paraventricular nucleus and central amygdaloid nucleus of rats: possible involvement of central orexins on stress-activated central CRF neurons // Regul. Pept. 2004. Vol. 118. P. 183-191.

74. Шаинидзе К. З., Новикова Н. С., Корнева Е. А. Иммунореактивность орексин-содержа-щих нейронов гипоталамуса при ограничении подвижности у крыс // Вестник Санкт-Петербургского университета. Сер. 11. Медицина. 2008. Вып. 3. С. 145-153.

75. Terao A., Peyron C., Ding J., Wurts S. W., Edgar D. M., Heller H. C., Kilduff T.

S. Prepro-hypocretin (prepro-orexin) expression is unaffected by short-term sleep deprivation in rats and mice // SleeP. 2000. Vol. 23, №7. P. 867-874.

76. Ida T., Nakahara K., Katayama T., Murakami N., Nakazato M. Effect of lateral cere-broventricular injection of the appetite-stimulating neuropeptide, orexin and neuropeptide Y, on the various behavioral activities of rats // Brain Research. 1999. Vol. 821. P. 526-529.

77. Yu B., Wright S. D. Catalytic properties of lipopolysaccharide (LPS) binding protein. Transfer of LPS to soluble CD14 // J. Biol. Chem. 1996. Vol. 271. P. 4100-4105.

78. Beutler B. TLR4: Central component of the sole mammalian LPS sensor // Curr. Opin. Immunol. 2000. № 12. P. 20-26.

79. Zhang G., Ghosh S. Toll-like receptor-mediated NF-kappa b activation: A phylogenetically conserved paradigm in innate immunity // J. Clin. Invest. 2001. Vol. 107. P. 13-19.

80. Laflamme N., Rivest S. Toll-like receptor 4: The missing link of the cerebral innate immune response triggered by circulating gram-negative bacterial cell wall components // FASEB J. 2001. Vol. 15. P. 155-163.

81. Ma X. C., Oliver J., Horvath E., Phelps C. P. Cytokine and adrenal axis responses to endotoxin // Brain Res. 2000. Vol. 861. P. 135-142.

82. Martich G. D., Danner R. L., Coska M., Suffredini A. F. Detection of interleukin-8 and tumor necrosis factor in normal humans after intravenous endotoxin: The effects of anti-inflammatory agents // J Exp Med. 1991. Vol. 173. P. 1021-1024.

83. Kopf M., LeGros G., Coyle A. J., Kosco-Vilbois M., Brombacher F. Immune responses of

IL-4, IL-5, IL-6 deficient mice // Immunol Rev. 1995. Vol. 148. P. 45-69.

84. Baatout S. Interleukin-6 and megakaryocytopoiesis and update // Ann Hematol. 1996. Vol. 73. P. 157-162.

85. Phelps C., Chen L.-T. Brain response to endotoxin. In Cytokines and the brain / Edited by Phelps C. and Korneva E. 2008. P. 435-455.

86. Lacroix S., Rivest S. Functional circuitry in the brain of immune-challenged rats: Partial involvement of prostaglandins // J Comp Neurol. 1997. Vol. 387. P. 307-324.

87. Brent E. W., Ogimoto K., Tang J., Harris M. K. Jr., Raines E. W., Schwartz M. W. Evidence that LPS-induced anorexia depends upon central, rather than peripheral, inflammatory signals // Endocrinology. 2007. Vol. 148, №11. P. 5230-5237.

88. Rothwell N. J., Hopkins S. J. Cytokines and the nervous system: II. Actions and mechanisms

of action // Trends Neurosci. 1995. Vol. 18. P. 130-136.

89. Chiba S., Itateyama E., Oka K., Masaki T., Sakata T., Yoshimatsu H. Hypothalamic Neuronal Histamine Modulates Febrile Response but Not Anorexia Induced by Lipopolysaccharide // Experimental Biology and Medicine. 2005. Vol. 230, № 5. P. 334-342.

90. Gaykema R. P. A., Park S. M., McKibbin C. R., Goehler L. E. Lipopolysaccharide suppresses activation of the tuberomammillary histaminergic system concomitant with behavior: a novel target of immune-sensory pathways // Neuroscience. 2008. Vol. 152, №1. P. 273-287.

91. Daniel R. J., O’Connor J. C., Dantzer R., Freund G. G. Inhibition of vagally mediated immune-to-brain signaling by vanadyl sulfate speeds recovery from sickness // PNAS. 2005. Vol. 102, №42. P. 15184-15189.

92. Reyes T. M., Sawchenko P. E. Involvement of the Arcuate Nucleus of the Hypothalamus inInterleukin-1-Induced Anorexia // The Journal of Neuroscience. 2002. Vol. 22, № 12. P. 5091-5099.

93. Park S.-M., Gaykema R. P. A., Goehler L. E. How does immune challenge inhibit ingestion of palatable food? Evidence that systemic lipopolysaccharide treatment modulates key nodal points of feeding neurocircuitry // Brain Behav. Immun. 2008. Vol. 22, №8. P. 1160-1172.

94. Gaykema R. P. A., Goehler L. E., Armstrong C. B., Khorsand J., Maier S. F., Watkins L. R. Differential FOS expression rat brain induced by lipopolisaccharide and staphylococcal enterotoxin B // Neuroimmunomodulation 1999. Vol. 6 P. 220.

95. Becskei C., Riediger H., Hernadfalvy D. A., Lutz T. A., Langhans W. Inhibitory effects of lipopolysaccharide on hypothalamic nuclei implicated in the control of food intake.// Brain. Behav. Immun. 2008. Vol. 22, №1. P. 56-64.

96. Gaykema R. P. A., Goehler L. E. Lipopolysaccharide challenge-induced suppression of Fos in hypothalamicorexin neurons: Their potential role in sickness behavior // Brain, Behavior, and Immunity. 2009. Vol. 23. P. 926-930.

97. Perekrest S. V., Abramova T. V., Novikova N. S., Loskutov Yu. V., Rogers V. J., Korneva E. A. Changes in immunoreactivity of Orexin-A-Positive Neurons after an Intravenous Lipopolysac-charide injection // Medical Science Monitoring 2008. Vol. 14, №7. BR127-133.

98. Перекрест С. В., Абрамова Т. В., Новикова Н. С. Сравнительный анализ реакции орек-син-содержащих нейронов гипоталамуса крысы при введении различных доз липополисахари-да. // Российский Физиологический журнал им. И. М. Сеченова. Т. 95, № 12. 2009. С. 1336-1345.

99. Перекрест С. В., Гаврилов Ю.В., Абрамова Т. В., Новикова Н. С., Корнева Е. А. Активация клеток гипоталамических структур при введении антигенов различной природы (по экспрессии c-fos гена) // Медицинская иммунология 2006. Т. 8, №5-6. С. 631-636.

Статья поступила в редакцию 15 июня 2010 г.