Современные стратегии выработки трансплантационной толерантности клетками крови и костного мозга

DOI: 10.23868/201707015

современные стратегии выработки трансплантационной толерантности клетками крови и костного мозга

Н.А. Онищенко

Федеральный научный центр трансплантологии и искусственных органов им. акад. В.И. Шумакова, Москва, Россия

The modern strategies for working out of transplant tolerance by using blood and bone marrow cells

NA. Onischenko

V.I. Shumakov Federal Research Center of Transplantology and Artificial Organs of the Ministry of Healthcare of the Russian Federation, Moscow, Russia

В обзоре представлен анализ современного состояния проблемы формирования трансплантационной толерантности в организме реципиента с помощью стволовых/прогени-торных клеток костного мозга (КМ) донора и дифференцированных иммунорегуляторных субпопуляций клеток крови донора и реципиента — регуляторных В-, Т-лимфоцитов (Трег) и регуляторных дендритных клеток (ДКрег). Указывается, что протоколы, основанные на применении клеток КМ, позволяют достигнуть состояния толерантности и уже проходят этап многоцентрового исследования в клинике при трансплантации почки. Протоколы, основанные на применении Трег и ДКрег, не создают «ощущения надёжности», хотя с их помощью также можно достигнуть толерогенного эффекта. Высказано предположение, что состояние устойчивой трансплантационной толерантности клетками КМ достигается за счёт последовательного включения механизмов тимусной (индукция временного смешанного химеризма) и периферической толерантности. ДКрег и Трег индуцируют механизмы только периферической толерантности.

Сочетанным применением клеток КМ и Трег можно достигнуть увеличения сроков сохранения донорского химеризма во всех клеточных линиях, (включая Т-клетки) и трансплантационной толерантности.

Ключевые слова: трансплантационная толерантность, стволовые/прогениторные клетки костного мозга, регулятор-ные Т- и В-лимфоциты, регуляторные дендритные клетки.

введение

В настоящее время стало уже общепризнанным, что с помощью даже усовершенствованных схем медикаментозной иммуносупрессии, невозможно существенно улучшить показатели отдаленной выживаемости трансплантатов [1]. Это обстоятельство индуцировало поиск альтернативных подходов к созданию трансплантационной толерантности, способной обеспечить «отсутствие специфического деструктивного иммунного ответа организма на трансплантат в условиях отмены иммуносупрессии» [2].

Разрабатываемая в последние годы иммуно-модулирующая клеточная терапия предназначена улучшить качество и увеличить сроки жизни реципиентов с трансплантированными органами как за счёт выработки донор-специфической толерантности к пересаженному органу, так и за счёт индукции сниженного уровня неспецифической иммунной реактивности организма на аллоантигены. Это достигается путём активации предсуществующих механизмов центральной и периферической толерантности в условиях направленно создаваемого баланса иммунорегуляторных клеток, который формирует de novo состояние устойчивого толерогенного имму-но-клеточного гомеостаза в организме.

e-mail: allanik64@yandex.ru

This review presents analysis of the modern state of transplant tolerance forming problem in recipient organism by using stem/ progenitory cells of bone marrow (BM) and differentiated immunoregulatory (tolerogenic) subsets of blood cells-regulatory B- and T-lymphocytes (Treg), and regulatory dendritic cells (DCreg). It is pointed out that protocols based on the using BM cells, permit to work out the tolerance state and now they are estimate at clinical kidney transplantation, during multicentre investigations. Protocols, based on the using of Treg and DCreg, do note gain the impression of reliable, although at the application of their cells the tolerogenic effect can be obtain. It was given supposition that at using BM cells the forming of steady transplant tolerance state is a result of successive entering of central (thymical induction of temporary mixed chimer-ism) and peripheral tolerance mechanisms. Treg and DCreg induce mechanisms only peripheral tolerance. Combined application of BM cells and Treg permits to increase the terms for maintaining of donor chimerism into all cell lines (incuding Tcells) and transplant tolerance in recipient organism.

Keywords: transplant tolerance, stem/progenitory bone morrow cells, regulatory T-and B-lymphocytes, regulatory dendritic cells.

Иммуномодулирующая клеточная терапия основана на применении гемопоэтических и мезенхи-мальных прогениторных (стволовых) клеток костного мозга (КМ) [3, 4], а также некоторых субпопуляций дифференцированных гемопоэтических клеток, таких как толерогенные или регуляторные дендритные клетки (тДК или ДКрег) и В-регуляторные лимфоциты (Врег), регуляторные макрофаги (Мрег) и др. [2, 5—8]. Кроме того, в клинике осваивается способ профилактики и лечения острых и хронических кризов отторжения трансплантированных органов путём индуцированного накопления апоптозных лейкоцитов, (прежде всего аллоактивных Т-лимфоцитов), в крови реципиента при её ex vivo облучении ультрафиолетом (экстрокорпоральный фотоферез) [9]. Такая процедура создаёт условия для образования и доставки толеризирующего антигена ДК реципиента, а также для превращения их в ДКрег [10—13]. Между тем, несмотря на признание огромного терапевтического потенциала всех указанных клеток, а также разработку протоколов получения их в достаточном количестве с «лицензированными» и стабильно сохраняющимися свойствами [14], применение самих иммунорегуляторных клеток в клинической практике, в том числе при трансплантации органов, остается

весьма ограниченным. Последнее, как полагают, связанно с низкой эффективностью терапевтического воздействия этих клеток из-за недоучёта значения тех факторов, которые предопределяют реализацию их толерогенного и безопасного применения. К таким факторам относят: фенотип используемых клеток и его устойчивость в условиях провоспалитель-ного микроокружения, источник получения клеток (аутологичные или аллогенные), периоды времени для их благоприятного применения и сопутствующий медикаментозный фон (применение иммуносупрес-сантов и/или моноклональных антител, вызывающих элиминацию Т- и В-лимфоцитов, а также их анергию путём блокады ко-стимуляторных сигналов) [5, 15]. По данным Р. Пщие1те с соавт. (2012) [16], клетки должны вводится «уместно», т.к. показано, что применение отдельных видов клеток с толерогенными свойствами (например, мезенхимальных стромаль-ных клеток КМ, Трег) в раннем посттрансплантационном периоде на фоне провоспалительной ситуации, обусловленной хирургическими манипуляциями и ишемическим/реперфузионным повреждением органа, неэффективно и даже усиливает его повреждение [4, 17, 18].

Для доказательства полезности применения им-муномодулирующей клеточной терапии, а также для разработки протоколов реализации толерогенного действия отдельных клеточных популяций, в настоящее время широким фронтом ведутся исследования на экспериментальных моделях трансплантации органов у грызунов и приматов. Последние используются в качестве обязательных объектов доклинического исследования клеток перед применением их у человека, т.к. иммунная система приматов имеет наименьшие различия с человеком, в частности в ней в значительно большем количестве, чем у грызунов, содержатся клетки памяти, которые, как известно, играют центральную роль в развитии хронического отторжения [5]. Результаты исследований, проведенных на приматах, позволяют с высокой точностью установить вероятность прогноза долгосрочного приживления трансплантатов при использовании иммуномодулирующей клеточной терапии в клинике для безопасной отмены иммуносупрессии [19]. Без выполнения исследований на приматах инициация толерантности теми или иными клетками для отмены иммуносупрессии у людей с трансплантированными органами будет иметь неоправданный риск [20].

Ниже мы приводим данные о современном состоянии проблемы иммуномодулирующей терапии гемопоэтическими клетками КМ и отдельными субпопуляциями иммунорегуляторных клеток крови при трансплантации органов.

гемопоэтические стволовые

и(или) прогениторные клетки км донора

для формирования центральной толерантности

в организме реципиента

Применение в трансплантологии гемопоэтиче-ских прогениторных клеток КМ донора напрямую связано с таким явлением как химеризм, который обусловлен предсуществующей способностью организма к выработке тимусной центральной толерантности. Показано, что при пересадке КМ донора (или клеток, выделенных из КМ или крови) прогенитор-ные гемопоэтические аллогенные клетки донора,

попадающие в организм реципиента, частично или полностью заселяют КМ и тимус реципиента. Однако такой результат возможен только после предварительного выполнения миелоабляции определенной интенсивности, которая создаётся путём облучения КМ (и(или) тимуса), либо химическими препаратами, и которая освобождает «ниши» в КМ и тимусе реципиента для прогениторных клеток КМ донора. Если донорские клетки после миэлоабляции прижились в КМ реципиента, то их потомки заселяют тимус, где они организуют положительную и отрицательную селекцию для вновь образующихся Т-лимфоцитов, но уже по донорским аллоантигенам, воспроизводя для них сформировавшийся в онтогенезе механизм центральной тимусной толерантности.

Однако при выборе способа выработки толерантности к донорскому органу трансплантологи отказались идти по пути создания полного донорского химеризма в организме реципиента, (когда клетки организма реципиента и клетки его крови имеют разную генетику и отсутствует необходимость проведения постоянной иммуносупрессии), так как при этом в организме реципиента «в полную силу» развивается такое грозное осложнение как «реакция трансплантат против хозяина» (РТПХ) [21]. Между тем, известно несколько исторических наблюдений создания полного донорского химеризма, когда пересадка почки реципиенту производилась от того же донора, от которого также получали и клетки КМ для лечения сопутствующего онкологического заболевания: у этих реципиентов действительно не требовалось постоянной иммуносупрессии [22, 23].

Выработка толерантности путём снижения интенсивности миелоабляции, при которой возникает только частичная гибель прогениторных гемопоэтических клеток КМ реципиента, показала, что у грызунов последующая пересадка КМ донора приводит к появлению устойчивого смешанного мультилинейного клеточного химеризма, при котором одновременно сосуществуют и прогениторные клетки донора и такие же клетки реципиента и их дифференцированные потомки. Пересадка органа в таких условиях у грызунов также приводит к полному его приживлению без необходимости постоянной иммуносупрессии [24]. Между тем, у приматов и у людей смешанный химеризм оказался краткосрочным и неустойчивым: длительность его не превышала нескольких недель [5, 15], а попытки устойчиво сохранить смешанный химеризм у людей на фоне выполненной пересадки органа были длительно безуспешными. В плане получения устойчивых смешанных химер в клинике наиболее последовательно работала группа исследователей из трансплантационного центра в Стэнфор-де (США) [25, 26]. Эта группа добилась получения долгосрочного смешанного химеризма у пациентов с пересадкой почки при совместной пересадке почки и гемопоэтических клеток КМ донора, но только у полностью подобранных по системе Н1_А доноров и реципиентов. В этих условиях действительно отсутствовала необходимость в проведении постоянной иммуносупрессии, но при этом авторы указывали на отсутствие у них уверенности в стабильном сохранении смешанного химеризма.

Особое место в исследованиях по применению гемопоэтических клеток КМ донора для выработки толерантности у пациентов с пересадкой почки и несовпадающим по системе Н1_А донорским генотипом, занимает метод трансплантационного центра

Гарвардского университета в Бостоне [3, 15]. По их протоколу в предтрансплантационном периоде амбулаторно проводится достаточно мягкая миело-абляция (фактически только локальное облучение тимуса реципиента), назначаются относительно низкие дозы циклофосфамида и проводится индукционная терапия антителами к поверхностным рецепторам В-лимфоцитов — CD20(Rituximab, Genentech). Кроме того за 1 день до и через 1 день после пересадки реципиенту вводят циклоспорин и антитела к поверхностным рецепторам Т-лимфоцитов CD2 (MEDI-507, Medimmune). В день пересадки почки также осуществляют введение гемопоэтических клеток донора (неразделенного КМ после соответствующей антилимфоцитарной обработки во избежание развития РТПХ). После пересадки почки в течение 8-14 мес. проводится стандартная, но постепенно снижающаяся иммуносупрессия, (ингибиторы каль-цийневрина и индукционная терапия антителами), которая в последующем полностью отменяется. Из литературы известно, что несоблюдение имму-носупрессии, её немотивированная отмена или отмена по показаниям приводит к отторжению почки в течение девяти месяцев у 99% пациентов [27]. Между тем при использовании протокола Бостонского центра, выработанная толерантность сохраняется уже много лет у четырех из пяти пациентов [15]. По данным на май 2013 г. [3], лишь один из этих пациентов живет более 10 лет без зарегистрированных отклонений. У второго пациента после 9 лет появились признаки начала хронического отторжения, у третьего и четвертого пациентов после 5 и 7 лет также начали появляться первые признаки дисфункции почки. Важно, однако, подчеркнуть, что эти реципиенты длительно имели стабильную функцию почечного трансплантата (контролировали уровень креатинина в крови), несмотря на присутствие в крови антидонорских HLA II антител и C4d отложений в почке у 3 из 4 пациентов. У них также отсутствовали признаки смешанного химеризма уже через 14 дней после пересадки, но имела место не-отвечаемость Т-лимфоцитов на донорский антиген in vitro. Кроме того, у этих реципиентов в толеризован-ных трансплантатах обнаруживался высокий уровень экспрессии FoxP3 и отсутствие экспрессии гранзи-ма В, что указывало на важную роль Трег-клеток в поддержании выработанной толерантности. Эти же авторы [3] на дополнительной группе пациентов из трех человек, которых также выводили на толерантность по описанному выше протоколу, подтвердили сохранение и у этих реципиентов нормальной функции почек в течение 3 и 4 лет без применения имму-носупрессии. Полученные факты позволили предположить возникновение у этих пациентов кооперации центральных (тимусных) и периферических механизмов толерантности при выработке практической (operational) толерантности. Транзиторно возникающему смешанному химеризму, в этих условиях, отводится роль индуктора формирования устойчивой периферической толерантности, развивающейся за счёт генерации Трег-лимфоцитов, способных подавить иммунный ответ зрелых донор-реактивных Т-лимфоцитов, которые, как было показано на приматах, в условиях возникающего транзиторного смешанного химеризма, полностью не исчезают [2]. Значение этих блистательных работ из трансплантационного центра Гарвардского университета состоит в том, что в них впервые в результате удачного под-

бора толерогенных факторов убедительно показана не только возможность создания устойчивой толерантности практически у каждого реципиента почки, но и возможность её длительного сохранения без продолжающегося участия механизмов центральной (тимусной) толерантности, что ранее считалось невероятным. К достижениям исследователей этого же трансплантационного центра следует также отнести разработку и применение протокола так называемой «отсроченной толерантности» («delayed tolerance»), использованного при пересадке трупной почки на приматах. В этом протоколе аналогичные толеризирующие манипуляции, сопровождающиеся введением донорского КМ (после соответствующей антилимфоцитарной обработки и длительного сохранения), производятся в условиях безмиелоабла-тивного режима кондиционирования реципиента и не непосредственно перед трансплантацией, а через несколько месяцев (4 мес. и более) после стандартной пересадки почки, с полной отменой иммуносупресии через год, но с аналогичным толеризирующим эффектом [28]. Предложенный протокол инициации «отсроченной толерантности», был эффективным только при применении его через 4 мес. после трансплантации почки. По мнению авторов, такой результат связан с постепенным снижением к этому сроку концентрации лимфоцитов эффекторной памяти по аллоантигенам, т.к. использование протокола введения клеток через месяц после трансплантации почки было не эффективным на фоне сохраняющейся высокой концентрации этих клеток

[29]. Дополнительно к этому можно отметить, что к 4—6 мес. после пересадки органа, снижается концентрация лимфоцитов-«пассажиров», т.е. дендритных клеток донора, и, как следствие, снижается вероятность развития острого отторжения трансплантата

[30]. Анализ выше приведенных результатов создания долговременной трансплантационной толерантности в организме реципиента путём введения ге-мопоэтических клеток КМ донора позволяет придти к заключению, что уже вскоре после их применения и индукции транзиторного мультилинейного гематологического химеризма их роль становится второстепенной. На первое место выходит периферическая иммунологическая память — новый сложившийся иммунологический стереотип ответа, который устойчив (может существовать долгие годы) в результате накопления толерогенных донорспецифических периферических Трег-лимфоцитов, конвертируемых из наивных CD4+Т-лимфоцитов [3, 28] при участии тимуса в период развития транзиторного смешанного химеризма [2]. В работах последних лет на примерах трансплантации почек, лёгких и островков поджелудочной железы [31—35] не только у приматов, но и у человека установлены преимущества применения протокола выработки кратковременного химеризма для формирования состояния устойчивой толерантности при трансплантации солидных органов: значительно снижается количество сопутствующих осложнений, достоверно улучшается качество жизни реципиентов и полностью исключается риск развития РТПХ. Полученные результаты позволили уже в настоящее время рекомендовать в трёх трансплантационных центрах США расширенное применение донорских стволовых/прогениторных гемо-поэтических клеток КМ для индукции толерантности у реципиентов почек от живых доноров [32, 34, 36]. И все же, несмотря на впечатляющие практические

результаты, особенно для тактики отсроченного применения клеток КМ, позволяющей вырабатывать «отсроченную толерантность» не в остром (раннем посттрансплантационном) периоде на фоне выраженных системных провоспалительных реакций, а в другое более «благоприятное» для пациента время [37], остается вопрос: для инициации толерантности действительно нужны именно гемопоэти-ческие клетки, или возможна другая не менее эффективная терапия.

Специализированные

клетки крови донора и реципиента

для индукции периферической толерантности

в организме реципиента

Известно, что толерантность организма к аутоан-тигенам и к развитию аутоиммунной патологии обеспечивается механизмами отрицательной селекции аутореактивных лимфоцитов в тимусе (центральная толерантность). Между тем исследованиями последних лет показано [38], что фильтр центральной тимусной толерантности лишь снижает вероятность развития аутоиммунных заболеваний и одного его недостаточно, чтобы предотвратить их развитие. Постоянное поступление в организм диетарных антигенов, а также значительных количеств микроорганизмов (бактерии-комменсалы кишечника, условно патогенные вирусы и др.), по которым нет центральной толерантности и по которым не развивается иммунный ответ, свидетельствует о том, что во многих случаях включение механизмов периферической толерантности оказывается достаточно эффективным способом сохранения толерогенного стереотипа ответа по любым антигенам. Ранее [39] при обсуждении проблемы формирования стереотипов иммунного ответа нами было предложено рассматривать формирование периферической толерантности как результат работы именно клеточных информационных сетей, принимающих общее решение по каждому из существующих в организме антигенов, в зависимости от текущей ситуации. Принятие решения всегда сопровождается образованием соответствующих соотношений долгоживущих и хорошо сохраняемых клеток Т- и В-лимфоцитов памяти, которые формируют защитные барьеры либо толерогенного, либо эффекторного типа ответа соответствующей высоты. Пересадка органов без иммуномодулиру-ющего воздействия всегда создает эффекторный стереотип ответа на аллоантигены (отторжение), который потом, как для некоторых пациентов с пересадкой печени, может исчезнуть спонтанно, в связи с развитием толерантности. Однако, для пациентов с пересадкой почки эффекторный стереотип ответа всегда высок и труднопреодолим, если достаточно высокий уровень толерогенного барьера, как в Гарвардском протоколе, не создается предварительно, ещё до пересадки с помощью моноклональных антител и иммуносупрессантов [3].

Решение, формируемое обширной клеточной сетью, реализуется через два основных типа клеток: через антиген-презентирующие клетки (АПК) — миэ-лоид-деривированные супрессорные клетки, макрофаги, но чаще всего это ДК и Т-лимфоциты.

Для создания устойчивого толерогенного стереотипа ответа в организме реципиента при трансплантации органов необходимо обеспечить стойкую супрессию аллореактивных Т-клеток и аллостимуля-

торных свойств АПК. Супрессия этих клеток может быть достигнута как путём применения соответствующих моноклональных антител (анти-Сй3, анти-CD52 для истощения различных популяций периферических лимфоцитов; анти-CD40/CD40L и CTLA4-Ig, а также анти-CDBO/CDBB для блокады (анергии) ко-стимуляторных молекул и др.) [40, 41], так и путём сочетанного использования моноклональных антител (и/или иммуносупрессивных препаратов) со специально подготовленными Трег-клетками или толерогенными ДК [42—45]. Однако, хотя задача применения этих клеток для выработки трансплантационной толерантности — логична, привлекательна и уже даже продемонстрирована в экспериментах на грызунах [41] и приматах [40, 44], применение их в клинике у пациентов остаётся не безопасным и проблематичным. Это связано с тем, что оба типа клеток перед применением нуждаются в строгом лицензировании устойчивости их фенотипа и свойств, т.к. Т-регуляторные клетки и толеризирующие регу-ляторные ДК, будучи дифференцированными специализированными клетками, способны в организме в провоспалительных условия х микроокружения не супрессировать, а активировать иммунный ответ [6, 20, 46—48]. Для гарантированно эффективного и безопасного применения Трег и ДКрег в клинике исследования свойств этих клеток продолжаются на приматах, конечным результатом которых должна стать разработка толерогенных протоколов, пригодных для применения в клинике.

Т-регуляторные клетки (Трег). Современные представления об иммунной системе как о полноценной регуляторной системе организма начали складываться после 1995 г., когда были открыты тимусные или натуральные Т-регуляторные (CD4+CD25hiCD45RA+FoxP3 + ) лимфоциты (нТрег), ответственные за сохранение и поддержание в организме толерантности к аутоантигенам (центральная толерантность). Позднее было установлено [49—51], что за пределами тимуса в периферических лимфо-идных органах в процессе развития иммунного ответа на антиген генерируется другое подмножество Трег-клеток из наивных CD4+CD25- Т-лимфоцитов. Это так называемые периферические или индуцированные Трег (CD4+CD25hiCD45RA+FoxP3 + )-лимфоциты (иТрег). Они обеспечивают в организме толерантность к диетарным антигенам, бактериям комменсалам и тем аутореактивным клонам Т-лимфоцитов, которые избежали отрицательной селекции в тимусе [52]. В последние годы было установлено, что для образования иТрег в периферических лимфоузлах необходима не только антигенная стимуляция, но и контакт наивных CD4+Т-лимфоцитов, не содержащих в клетках фактор FoxP3, с тимусными нТрег, под влиянием которых наивные CD4+Т-лимфоциты конвертируются в иТрег-лимфоциты, содержащие FoxP3 [6]. Этот механизм генерации новых клонов Трег в организме был назван «инфекционной толерантностью» и этот регуляторный механизм увеличения пула Трег-клеток в организме обычно включается при различных способах модуляции иммунного ответа на антиген [53]. Хотя иТрег и нТрег супрессируют иммунный ответ и пролиферацию Т-эффекторных клеток [49—51], использование иТрег в плане выработки трансплантационной толерантности представляет наибольший интерес [54], т.к. эти клетки могут быть получены in vitro быстро и в достаточном количестве из имеющихся в периферической крови

наивных C4+C25-FoxP3- T-лимфоцитов. В настоящее время уже разработана технология получения из периферической крови человека в условиях in vitro Т-клеточной популяции, обогащенной регу-ляторными C4+C25 + FoxP3+T-клетками, которая включает процедуру выделения популяции C^4+T-лимфоцитов и их последующего культивирования в ростовой среде, содержащей аутологичную сыворотку, ILS и TGFß , а также моноклональные антитела к C^3 и C^B [SS].

Несмотря на интенсивные исследования свойств Tрег-лимфоцитов, конкретные механизмы, с помощью которых эти клетки контролируют иммунный ответ, всё еще остаются не до конца выясненными. Между тем точно установлено [3B], что Трег-клетки в зависимости от метаболического и информационного микроокружения могут:

а) модулировать функции антигенпрезентирую-щих клеток (АПК), в частности ДК, через Tрег кости-мулирующие рецепторы на их поверхности, способствуя появлению толеризирующих ДК (тДК);

б) секретировать спектр цитокинов (IL10, IL3S и TGFß), которые подавляют активность эффекторных Т-клеток, и продуцировать perforin/granzyme зависимый цитолиз эффекторных Т-клеток и ДК;

в) вызывать анергию эффекторных T-клеток памяти;

г) осуществлять блок костимуляции через лиганд CTLA4, предотвращая пролиферацию эффекторных Т-клеток, а в присутствии TGFß, ILS и ретиное-вой кислоты вызвать экспрессию FoxP3 в наивных Т-клетках, превращая их в Tрег-клетки;

д) оказывать прямое контактное влияние на различные типы клеток, в том числе C^4+ и C^B+Т-клетки, В-клетки, а также на естественные киллеры (NKT) и ДК.

Исходя из существующих представлений о механизмах участия Трег лимфоцитов в торможении иммунного ответа, были изучены различные стратегии ослабления или устранения аллоспецифического Т-клеточного ответа в эксперименте. Они включают: инфузию Трег-клеток донора или донор специфических Трег-клеток реципиента, а также индукционное истощение (элиминацию) периферических эффек-торных Т- (и В-) клеток реципиента путём связывания антигенов, экспрессированных на их поверхности, и адоптивного переноса эффекта ингибирования активации (анергии) Т-клеток реципиента путём блокирования или модификации их ко-стимуляторных молекул (C^B/B?, C40/C40L, CT LA-4) c помощью фармакологических, эпигенетических и генно-инженерных методов. Эти методы применяются для создания вектора модулирующего влияния на генерацию Трег-клеток в организме [41, SB] и для предотвращения трансформации Трег-клеток в Th17-лимфоциты в условиях провоспалительного микроокружения (ишемия, инфекция и др.) [4B, SB].

В опытах на грызунах P. Sagoo с соавт. (ЭШЭ), так же, как и другие исследователи подтвердили, что введение донорспецифических Tрег-клеток приводит к приживлению кожного лоскута Ш7]. Однако выработка толерантности у приматов путём адоптивного переноса специально подготовленных донор специфических Т-клеток реципиента оказалась не столь надёжной [40, 43]. Для адоптивного переноса приматам донор-специфических анергезированных Т-клеток их предварительно ex vivo готовили: CM+Т-лимфоциты в количестве 400—800 млн для каждого

реципиента получали путём сокультивирования све-жевыделенных Т-клеток реципиента с донорским аллоантигеном (облучённые спленоциты) и анти-человеческими-Сй80/Сй86 антителами в течение 13 сут. Перенос предварительно анергезированных донор-специфических Т-клеток осуществляли после проведения реципиенту краткого курса иммуно-супрессивной терапии (низкие дозы циклоспорина и циклофосфомида в течение 2 нед.) [40]. В этом исследовании без последующей иммуносупрессии только у 3 из 6 приматов удалось добиться существенного увеличения сроков приживления почечного трансплантата (более 1 года) по сравнению с контролем (только 15—28 дней). Однако у всех длительно живущих обезьян с выработанной толерантностью в трансплантированной почке была выявлена лёгкая степень интерстициального фиброза, увеличение площади мезангиального матрикса, гло-мерулопатия трансплантата и ряд других осложнений, что позволило авторам признать используемую ими стратегию выработки только Т-клеточной толерантности недостаточной и вернуться к исследованиям на грызунах.

Между тем, к 2011 г. в клинической трансплантологии уже был накоплен небольшой позитивный опыт применения по жизненным показаниям Трег-лимфоцитов из пуповинной крови и крови взрослых здоровых доноров для предотвращения РТПХ у пациентов с пересадкой КМ и высоким риском рецидива лейкоза. Этот опыт и послужил основанием для продолжения изучения целесообразности применения Трег в сочетании с трансплантацией прогениторных гемопоэтических клеток донорского КМ, но уже при трансплантации почки. Цель этих исследований изучить возможность повышения безопасности отмены иммуносупрессивной терапии, достигнутой при трансплантации почки с применением только клеток донорского КМ (по Гарвардскому протоколу) [3, 15], а также возможности увеличения сроков сохранения смешанного химеризма и сроков формирования устойчивой антигенспецифической толерантности. В экспериментах на обезьянах-макаках с трансплантацией почки без миелоаблативной подготовки, было подтверждено [58], что у животных, получавших только клетки КМ донора (контроль), возникал транзиторный смешанный химеризм, но без выраженного Т-клеточного химеризма. У реципиентов, получавших клетки КМ донора и Трег-клетки реципиента, приготовленные ex vivo (опыт), выявлялся химеризм во всех клеточных линиях, включая Т-клетки, в течение 335 дней. Важно отметить, что в опыте у долгоживущих животных с пересадкой почки 90% периферических Т-клеток были донорскими CD45Ra + CD31+ и предположительно они являлись новыми тимусными «эмигрантами». У этих животных отсроченно трансплантированная почка (до 4 мес.) без иммуносупрессивной терапии функционировала >294 дней, тогда как в контроле только в течение 3—4 нед. Была отмечена также ранняя реактивация CMV у животных с ранней недостаточностью химе-ризма. В исследованиях последнего времени уверенно констатируется возможность и необходимость выработки толерантности к почечному и лёгочному аллотрансплантатам через мультилинейный временный или устойчивый донорский химеризм [34—36, 56—63], что позволило совсем недавно инициировать клиническое изучение целесообразности со-четанного применения Трег и клеток КМ при транс-

плантации почки в 8 трансплантационных центрах Европы и США [34].

Однако отсутствие готового протокола, гарантирующего формирование толерантности от применения одних только Трег-клеток при трансплантации почки, по-видимому, не позволят отменить иммуно-супрессию и поэтому полученные результаты будут представлять собой результаты испытания еще одного терапевтического средства в условиях иммуно-супрессии [64, 65].

Толерогенные дендритные клетки (тДК). Дендритные клетки (ДК) являются наиболее мощными профессиональными антиген-презентирующими клетками организма, которые способны как индуцировать так и модулировать иммунный ответ. Они имеют мо-ноцитарное происхождение, образуются в костном мозге и в виде незрелых Сй14-кпеток присутствуют во всех тканях организма, запуская толерантность к собственным клеткам и тканям. С лимфой ДК мигрируют в регионарные лимфоузлы, где оставаясь в незрелом (точнее в полузрелом) неактивированном состоянии, поддерживают антиген-специфическую невосприимчивость или толерантность центральных и периферических лимфоидных органов. В полузрелом неактивированном состоянии ДК выделяют противовоспалительные, толеризирующие цитокины, и презентируют аутоантигены и ксеноантигены непатогенных микроорганизмов Трег-лимфоцитам, которые завершают цикл формирования толерантности.

При взаимодействии незрелых ДК с чужеродным антигеном в рецепторах распознавания образов этих клеток возникает реакция «тревоги» и ДК созревают, осуществляя при этом захват, фиксацию и переработку антигена в иммуногенную форму. Затем уже зрелые ДК мигрируют в лимфоидные органы, презентируют выявленный ими антиген наивным Сй4+Т-лимфоцитам и инициируют развитие антиген-специфического иммунного ответа с образованием Т-эффекторных клеток и Т-эффекторных клеток памяти (Сй4 и Сй8 Т-клеток), которые становятся главным препятствием для выработки толерантности из-за их резистентности к костимуляционной блокаде [66]. Между тем, именно незрелые (полузрелые) ДК индуцируют и поддерживают в организме толерантность к аутоантигенам путём удаления в тимусе аутореактивных Т-клеток и образования натуральных Трег, а также путём взаимодействия ДК на периферии с Трег-клетками (тимусными и/или периферическими — в литературе дискутируется) [67]. Трег-клетки через свои поверхностные костимулирующие молекулы модулируют функции ДК, способствуя появлению у них устойчиво толеризирующих свойств. Толерогенные ДК (тДК) обладают сниженной костимуляторной активностью, продуцируют противовоспалительные цитокины и способны модулировать Сй4-Т-клеточные ответы, снижая активность иммунореактивных Т-клеток, путём их клональной делеции, индукции анергии или клеточного репро-граммирования [2, 36, 68, 69]; тДК способны также содействовать дифференцировке и пролиферации антигенспецифических Трег-клеток [70] и пролонгировать выживаниие почечного аллотрансплантата у приматов за счёт поддержания в донор реактивных Сй8-Т-клетках памяти низкого уровня экспрессии транскрипционного фактора Эомезодермина и высокого уровня экспрессии СТ1_А4 [66].

Выработка трансплантационной толерантности с помощью ДК основана на получении устойчиво

полузрелых (незрелых) тДК из моноцитов крови или костного мозга донора или реципиента [71, 72] и применении их для торможения иммунного ответа на трансплантационный антиген (путём клональной делеции и ингибирования Т-эффекторных клеток) и для усиления образования толеризирующих антигенспецифических CD4+CD25+FoxP3+ Трег-лимфоцитов реципиента [67]. Между тем, применение полузрелых тДК сталкивается с теми же проблемами, что и применение Трег-клеток, главной из которых является непредсказуемость эффекта от их введения из-за нестабильности свойств в условиях меняющегося (провоспалительного) микроокружения. Показано, что даже будучи толерогенными ДК в провоспалительных условиях могут завершить своё созревание и в зависимости от того, какие ДК применялись (донора или реципиента), активировать процесс отторжения трансплантата соответственно по прямому либо по непрямому метаболическому пути [20]. В связи с прогнозируемой опасностью применения тДК в организме предложено безопасно и контролируемо использовать их ex vivo для получения и размножения антигенспецифических Трег-клеток с заданными толерогенными свойствами для последующего применения [6]. Между тем, исследования по созданию технологии получения полузрелых тДК, устойчивых к созреванию и индукции иммунного ответа для введения их в организм, также продолжались. Для этих целей в опытах in vitro исследовалась возможность создания устойчиво то-лерогенных ДК путём их генетической модификации [73—75], фармакологической (рапамицин, дексаме-тазон, витамин D) и химической модуляции (моно-фосфорилированный липид-А — нетоксичный аналог липополисахарида) [76—78], а также модуляции ростовыми факторами и противовоспалительными цитокинами (GM-CSF, TGF-ß, IL10) [79-81]. Хотя к настоящему времени уже разработаны протоколы получения тДК и даже проведена первая фаза клинического изучения их терапевтических (регу-ляторных) возможностей у больных сахарным диабетом 1 типа и ревматоидным артритом [82-84], применение инфузий тДК в клинике при пересадке органов (изучение безопасности применения) только планируется [85-87]. Это связано с тем, что для применения у реципиентов тДК должны быть более строго стандартизированы (лицензированы) т.к. назначение их служить не средством индукционного (регуляторного) воздействия, а способствовать выработке в организме устойчивой толерантности к трансплантационным антигенам для безопасной отмены иммуносупрессии. Именно этим объясняются продолжавшиеся долгие годы (1989-2005) исследования тДК в Питсбурге в трансплантационном институте Старзла на приматах при моделировании трансплантации органов [44]. Результатом этих исследований стал предклинический протокол испытаний полученных ими лицензированных тДК или ДКрег, которые обладали устойчивостью к цитокин-индуцированному созреванию в организме реципиента. ДК были получены из моноцитарной фракции CD14 лейкоцитов крови доноров макак-резусов, предварительно подвергнутых воздействию цито-кинов GM-CSF и G-CSF. Выделенные клетки были культивированы в течение 7 дней в среде, содержащей человеческие рекомбинантные GM-CSF и IL4 с добавлением витамина D3 на 1 и 5 дни и человеческого рекомбинантного IL10 на 5 день культиви-

рования. Специально подготовленные и охарактеризованные (лицензированные) тДК обладали низким уровнем экспрессии костимуляторных молекул и молекул главного комплекса гистосовместимости II класса, относительно высоким уровнем экспрессии лиганда программируемой смерти (Рй1_-1) и были резистентны к созреванию при воздействии провос-палительных цитокинов. Эти клетки были введены приматам-реципиентам внутривенно в дозе 3,5— 10х106/кг вместе с СТ1_А41д (абатосепт-препарат, блокирующий В7/СР28 костимуляцию) за 7 дней до пересадки почки. После трансплантации индукционную терапию поддерживали с помощью СТ1_А41д в течение 8 нед. Кроме того применялся рапамицин за два дня до пересадки и в течение 6 мес. после пересадки в понижающихся дозах вплоть до полной отмены иммуносупрессии. Было установлено, что в контроле после пересадки почки (без инфузии тДК в предтрансплантационном периоде), 6 мес. имму-носупрессии и последующей ее отмены почки отторгалась в среднем за 39,5 дней, тогда как при предварительной инфузии тДК — за 113,5 дней (р<0,05). При иммунологическом мониторинге была выявлена регуляция донор-реактивных Сй95+Т-лимфоцитов-памяти и снижение отношения Т-клетки-памяти/ Трег-клетки в опытах с введением тДК по сравнению с контролем. Гистологически в конце эксперимента в обеих группах была выявлена умеренная комбинация Т-клеточного и антител-зависимого (гуморального) отторжения почечного трансплантата [44]. Результаты, полученные на приматах, позволили авторам заключить, что применение лицензированных тДК при трансплантации почки по разработанному протоколу, способствует формированию в организме то-лерогенного стереотипа иммунного ответа и что эти клетки уже могут быть применены в клинике в качестве средства, способствующего снижению тяжести и частоты эпизодов отторжения, а также снижению зависимости реципиентов от применения иммуно-супрессивных препаратов [87]. Между тем, авторы этого нового Питсбургского протокола признают, что развивающаяся толерантность при использовании тДК не столь продолжительна и даже менее надежна, чем при использовании Гарвардского протокола, основанного на применении гемопоэтических про-гениторных клеток КМ и формировании в организме состояния временного смешанного химеризма [3, 15]. Временный смешанный химеризм, как указывалось выше, создаёт предпосылки для образования длительно живущих антигенспецифических Трег клеток, которые, по-видимому, и пролонгируют сроки формирующейся толерантости. В настоящее время исследования на приматах этими авторами продолжаются, но уже по мобилизации и стандартизации других антиген-презентирующих клеток-моно-цитарных миэлоид-деривированных супрессорных клеток (Сй3- Сй20-Н1_А-йП- Сй14+Сй33+Сй11Ь+) костномозгового происхождения, выделенных из периферической крови [88]. Эти клетки они предполагают использовать для изготовления терапевтических клеточных вакцин и индукции путём адоптивного переноса этих клеток предтрансплантационной наработки в организме Трег-клеток. Общим итогом применения Гарвардского и нового Питсбургского протоколов, подготовленных для клинической пересадки почки с инициацией толерантности, стало заключение о формировании в организме в этих условиях позднего гуморального отторжения трансплантата,

что и заставило в последние годы обратить особое внимание на роль гуморального В-лимфоцитарного компонента в формировании трансплантационной толерантности.

Регуляторные В-лимфоциты. До недавнего времени полагали, что роль В-лимфоцитов сводится только к регуляции продукции антител и к диффе-ренцировке их в антитело-производящие плазматические клетки. Однако к настоящему времени уже установлено, что В-лимфоциты это пул, объединяющий многочисленные субпопуляции В-клеток, которые являются полноценными участниками процесса принятия решения — эффекторный ответ — толерантность, в том числе и по аллоантигенам [89, 90]. Тесно взаимодействуя с Т-клетками В-клетки играют самостоятельную роль в качестве дополнительных антигенпрезентирующих клеток и клеток, ответственных за иммунорегуляцию [90]. Так при пунк-ционной биопсии отторгающегося почечного трансплантата у людей было показано, что B-лимфоциты памяти, располагаясь в герминативных центрах развившейся лимфоидной ткани почки, и, выполняя функции антигенпрезентирующих клеток, способны инициировать смещение иммунного ответа в сторону отторжения [91 ]. В опытах на мышах с моделированием хронического отторжения почечного трансплантата было доказано, что интраренальные В-клетки обладают повышенной экспрессией CD86, а при изоляции и последующем культивировании этих клеток они проявляют способность к синтезу множества цитокинов и хемокиновШХ^1, CCL5, IL6, CCL2), ответственных за развитие клинических проявлений хронического отторжения, фиброза трансплантата и атрофии его канальцев [92]. Как при хроническом, так особенно при остром отторжении, в биоптатах почечной ткани определяются CD20+ B-клетки [93], а в крови определяются циркулирующие HLA-специфические В-клетки памяти [94] и de novo образованные донорспецифические антитела [95]. Показано [96], что у пациентов с пересадкой почки и эпизодами острого отторжения уже в предтрансплантационном периоде имеет место достоверно более высокое содержание циркулирующих субпопуляций В-клеток в крови по сравнению с теми реципиентами, у которых кризы отторжения отсутствовали. Авторами предложено рассматривать значения В-клеточных субпопуляций выше 18,4% в качестве предиктора риска развития острого криза отторжения. Если эффекторный тип ответа В-лимфоцитов связывают преимущественно с популяцией зрелых костномозговых В-клеток, то возникновение толерогенной реакции В-лимфоцитов связывают с пулом не зрелых, а развивающихся (transitional) В-клеток, так называемых регулятор-ных В-клеток (Врег), вышедших на периферию из костного мозга [97, 98]. Врег-клетки модулируют Т-клеточный ответ через продукцию IL10 или TGF-p или путём контактно-опосредованной ингибиции, в результате чего Врег-клетки оказываются способными индуцировать толерантность путём инги-бирования эффекторных функций Т-клеток, ДК и макрофагов, создавая тем самым условия для реализации супрессирующих свойств Трег-клеток [97, 99]. В настоящее время уже имеется ряд работ, в которых показано, что как у животных, так и у пациентов с выработанной толерантностью и хорошим приживлением почечного трансплантата, в нём содержится достоверно более высокий уровень В-клеток, но

не В-клеток общего пула, а именно субпопуляции В-клеток с регуляторными свойствами [99—101]. Одновременно используя методы проточной цито-метрии и контроля генной экспрессии клеток было подтверждено [102], что толерантность у реципиентов сопровождается повышенной экспрессией генов, ассоциированных именно с В-клетками, такими как наивные В-клетки и незрелые Врег-клетки. Примечательно, что экспрессия генов этих В-клеток в условиях толерантности сохранялась на протяжении нескольких лет и наиболее доминантными генами были ЮКУ10-13 и Ю1_1_-1. Было установлено также, что экспрессия гена ЮКУ10-13 имела место не только у пациентов со спонтанной толерантностью, но и у тех, кто вышел на толерантность через индукцию временного смешанного химеризма и находился на минимально поддерживаемых дозах иммуносупрессии [102]. Эти данные позволяют согласиться с мнением [98], что содержание Врег-клеток в организме может служить биомаркером долгосрочного приживления аллотрансплантата, так как низкое содержание в крови субпопуляции С019+С024Ы С038Ы Врег-клеток (<1%) ведет к повышению частоты развития кризов отторжения [103]. Аналогичные данные содержатся в работах [104, 105], где также показано, что снижение пула регуляторных (незрелых) В-лимфоцитов (в частности !дМЫ С038ЫС024Ы Врег, а также !дМ-С038ЫС027Ы-плазмабласты) может служить значимым показателем антител-опосредованного острого или хронического отторжения почки. В настоящее время уже проводится работа по уточнению прогностически значимых маркеров Врег-клеток у людей, которые отличаются от мышиных [106], и следовательно уже в недалеком будущем неизбежно осуществится переход от распознавания к выделению и последующему «лицензированию» перспективных пулов Врег-клеток памяти, их размножению и терапевтическому использованию. Можно полагать, что Врег-клетки найдут применение, прежде всего, в качестве средства, корригирующего нежелательные последствия современной иммуномодулирующей медикаментозной терапии моноклональными антителами, которые широко применяются в клинической практике для ремоделирования в организме взаимоотношения толерогенных и эффекторных клеток. В частности, в трансплантологии для ремоделирования В-клеточного репертуара используются препараты Я^ихтаЬ и Boгtezomib, которые, истощая (элиминируя) клетки общего пула В-лимфоцитов в организме [107—109] и снижая общее количество эпизодов отторжения у реципиентов с высоким риском отторжения, тем не менее, не способствуют корреляции этих эффектов с благоприятными клиническими результатами трансплантации почки [109]. Терапия Врег-клетками позволит оптимизировать индукционную иммуномодулирующую терапию препаратами, вызывающими элиминацию общего пула В-лимфоцитов [107—109], т.к. позволит восполнить возникающий дефицит активных Врег-клеток и нормализовать В-клеточный гомеостаз. Следствием

этого должно стать формирование более устойчивого толерогенного статуса в организме, снижение общего количества эпизодов отторжения у реципиентов высокого риска и корреляция их с благоприятными результатами трансплантации почек.

заключение

Проблему создания трансплантационной толерантности с помощью клеток крови и КМ в настоящее время нельзя считать окончательно решённой. Между тем, разработанные Гарвардские протоколы толерантности, особенно протоколы «отсроченной толерантности», основанные на применении гемо-поэтических стволовых/прогениторных клеток КМ донора, уже не просто апробированы в клинике при пересадке почки, но стали предметом многоцентровых исследований в США. Эти протоколы позволяют длительно (в течение нескольких лет) и практически у каждого реципиента сохранять функционирующий почечный трансплантат без применения иммуно-супрессивной терапии. Протоколы, основанные на раздельном применении дифференцированных специализированных субпопуляций клеток, выделенных из крови донора и/или реципиента (Трег и ДКрег), также способны индуцировать развитие толероген-ного эффекта при трансплантации почки, однако, создаваемая ими трансплантационная толерантность не даёт ощущения надёжности. Между тем при использовании как клеток КМ, так и клеток крови (Трег, ДКрег) отсутствует достаточное понимание того, чем определяется и что создаёт требуемую высоту барьера толерогенного стереотипа ответа организма. Нельзя исключить, что стволовые клетки КМ как малодифференцированные клетки обладают более широким диапазоном регуляторного воздействия и на механизмы центральной-тимусной толерантности (создание временного смешанного донорского химеризма) и на механизмы периферической толерантности, тогда как дифференцированным клеткам (Трег и ДКрег), воздействующим на механизмы только периферической толерантности, для сохранения устойчивости фенотипа нужно предварительно в условиях ex vivo создавать соответствующие условия микроокружения (вектор устойчивости). В то же время, сочетанным применением гемопоэтических клеток КМ донора и Трег-клеток реципиента удается значительно увеличить сроки сохранения донорского мультилинейного клеточного химеризма, а также увеличить сроки и надежность выработки толерантности в организме реципиента при трансплантации почки в клинике. Такой комбинированный подход к выработке толерантности уже стал предметом многоцентровых исследований в Европе и США. Очевидно, продолжение исследований по совершенствованию иммуномодулирующей терапии будет способствовать улучшению качества жизни реципиентов и увеличению сроков адекватного функционирования трансплантированных органов. Исследования по самостоятельному применению Трег, а также ДКрег и Врег должны быть продолжены в эксперименте.

ЛИТЕРАТУРА:

1. Готье. С.В., редактор. Иммуносупрессия при трансплантации солидных органов. М.-Тверь: Триада; 2011.

2. Sachs D.H., Kawai T., Sykes M. Induction of tolerance through mixed chimerism. Cold Spring Harb. Perspect. Med. 2014; 4(1): a015529.

3. Cosimi A.B., Sachs D.H., Sykes M. et al. HLA-Mismatched Renal Transplantation without Maintenance Immunosuppression. N. Engl. J. Med. 2013; 368(19): 1850-2.

4. Casiraghi F., Perico N., Cortinovis M. et al. Mesenchymal stromal cells in renal transplantation: opportunities and challenges. Nat. Rev. Nephrol. 2016; 12(4): 241-53.

5. Braza F., Racape M., Soulillou J. et al. Tolerance in kidney transplantation. Rijeka, Croatia: InTech; 2011.

6. Dons E.M., Raimondi G., Cooper D.K. et al. Induced Regulatory T cells: Mechanisms of Conversion and Suppressive Potential. Hum. Immunol. 2012; 73(4): 328-34.

7. Shabir S., Girdlestone J., Briggs D. et al. Transitional B lymphocytes are associated with protection from kidney allograft rejection: a prospective study. Am. J. Transplant. 2015; 15(5): 1384-91.

8. Carretero-Iglesia L., Bouchet-Delbos L., Louvet C. et al. Comparative study of the immunoregulatory capacity of in vitro generated tolerogenic dendritic cells, suppressor macrophages, and myeloid-derived suppressor cells. Transplantation 2016; 100(10): 2079-89.

9. Holtick U., Wang X.N., Marshall S.R. et al. In vitro PUVA treatment preferentially induces apoptosis in alloactivated T cells. Transplantation 2012; 94(5): e31-4.

10. Marques M.B., Schwartz J. Update on extracorporeal photopheresis in heart and lung transplantation. J. Clin. Apher. 2011; 26(3): 146-51.

11. Kusztal M., Koscielska-Kasprzak K., Gdowska W. et al. Extracorporeal photopheresis as an antirejection prophylaxis in kidney transplant recipients: preliminary results. Transplant. Proc. 2011; 43(8): 2938-40.

12. Ватазин А.В., Зулькарнаев А.Б., Кильдюшевский А.В. и со-авт. Некоторые механизмы действия экстракорпоральной фотохимиотерапии при трансплантации солидных органов. Вестник трансплантологии и искусственных органов 2014; XVI(1): 76-84.

13. Кильдюшевский А.В., Ватазин А.В., Федулкина В.А. и др. Способ профилактики и лечения отторжения почечного трансплантата. Патент РФ на изобр. №:2508924. 10 марта 2014.

14. Amodio G., Gregori S. Human tolerogenic DC-10: perspectives for clinical applications. Transplant. Res. 2012; 1(1): 14.

15. Kawai T., Cosimi A.B., Spitzer T.R. et al. HLA-Mismatched renal transplantation without maintenance immunosuppression. N. Engl. J. Med. 2008; 358(4): 353-61.

16. Riquelme P., Geissler E.K., Hutchinson J.A. Alternative approaches to myeloid suppressor cell therapy in transplantation: comparing regulatory macrophages to tolerogenic DCs and MDSCs. Transplant. Res. 2012; 1: 17.

17. Мещерин С.С., Онищенко Н.А., Баранова О.В. и др. Влияние аллогенных мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток костного мозга на формирование противоишемической резистентности почек. Вестник трансплантологии и искусственных органов 2015; XVII(4): 46-53.

18. Ezzelarab M.B., Zhang H., Guo H. et al. Regulatory T cell infusion can enhance memory T cell and alloantibody responses in lymphodepleted nonhuman primate heart allograft recipients. Am. J. Transplant. 2016; 16(7): 1999-2015.

19. Rebollo-Mesa I., Nova-Lamperti E., Mobillo P. et al. Biomarkers of tolerance in kidney transplantation: are we predicting tolerance or response to immunosuppressive treatment? Am. J. Transplant. 2016; 16(12): 3443-57.

20. Dons E.M., Raimondi G., Cooper D. et al. Non-human primate regulatory T cells: current biology and implications for transplantation. Transplantation 2010; 90(8): 811-6.

21. Starzl T.E. Chimerism and tolerance in transplantation. PNAS USA 2004; 101 (Suppl 2): 14607-14.

22. Orlando G., Hematti P., Stratta R.J. et al. Clinical operational tolerance after renal transplantation: current status and future challenges. Ann. Surg. 2010; 252(6): 915-28.

23. Szabolcs P., Burlingham W.J., Thomson A.W. Tolerance after Solid Organ and Hematopoietic Cell Transplantation. Biol. Blood Marrow Transplant. 2012; 18 Suppl 1: S193-200.

24. Kurtz J., Wekerle T., Sykes M. Tolerance in mixed chimerism - a role for regulatory cells? Trends Immunol. 2004; 25(10): 518-23.

25. Strober S., Spitzer T.R., Lowsky R. et al. Translational Studies in Hematopoietic Cell Transplantation:Treatment of Hematologic Malignancies as a Stepping Stone to Tolerance Induction. Semin. Immunol. 2011; 23(4): 273-81.

26. Scandling J.D., Busque S., Dejbakhsh-Jones S. et al. Tolerance and Withdrawal of Immunosuppressive Drugs in Patients Given Kidney and Hematopoietic Cell Transplants. Am. J. Transplant. 2012; 12(5): 1133-45.

27. Girlanda R., Kirk A.D. Frontiers in Nephrology: Immune Tolerance to Allografts in Humans. J. Am. Soc. Nephrol. 2007; 18(8): 2242-51.

28. Sachs D.H., Sykes M., Kawai T. et al. Immuno-intervention for the Induction of transplantation tolerance through mixed chimerism. Semin. Immunol. 2011; 23(3): 165-73.

29. Yamada Y., Benichou G., Cosimi A.B. et al. Tolerance induction after organ transplantation; "delayed tolerance" via the mixed chimerism approach. Chimerism 2012; 3(1): 24-8.

30. Feng S. Long-term management of immunosuppression after pediatric liver transplantation: is minimization or withdrawal desirable and/or possible? Curr. Opin. Organ Transplant. 2008; 13(5): 506-12.

31. Madariaga M.L., Spencer P.J., Shanmugarajah K. et al. Effect of tolerance versus chronic immunosuppression protocols on the quality of life of kidney transplant recipients. JCI Insight 2016; 1(8): e87019.

32. Granados J.M., Benichou G., Kawai T. Hematopoietic stem cell infusion/transplantation for induction of allograft tolerance. Curr. Opin. Organ Transplant. 2015; 20(1): 49-56.

33. Oura T., Ko D.S., Boskovic S. et al. Kidney versus Islet allograft survival after induction of mixed chimerism with combined donor bone marrow transplantation. Cell Transplant. 2016; 25(7): 1331-41.

34. Elias N., Cosimi A.B., Kawai Т. Clinical trials for induction of renal allograft tolerance. Curr. Opin. Organ Transplant. 2015; 20(4): 406-11.

35. Tonsho M.S., Lee S., Aoyama A. et al. Tolerance of lung allografts achieved in nonhuman primates via mixed hematopoietic chimerism. Am. J. Transplant. 2015; 15(8): 2231-9.

36. Oura T., Hotta K., Cosimi A.B. et al. Transient mixed chimerism for allograft tolerance. Chimerism 2015; 6(1-2): 21-6.

37. Adeyi O., Fischer S.E., Guindi M. Liver allograft pathology: approach to interpretation of needle biopsies with clinicopathological correlation. J. Clin. Pathol. 2010; 63: 47-74.

38. Caridade M., Graca L., Ribeiro R.M. Mechanisms underlying CD4+ Treg immune regulation in the adult: from experiments to models. Front. Immunol. 2013; 4: 378

39. Онищенко Н.А., Артамонов С.Д., Крашенинников М.Е. и др. Индивидуальная устойчивость стереотипов иммунного реагирования и современные возможности их диагностики при трансплантации органов (иммуно-физиологический анализ проблемы). Вестник трансплантологии и искусственных органов 2013; 15(2): 123-35.

40. Bashuda H., Shimizu A., Uchiyama M. et al. Prolongation of renal allograft survival by anergic cells: advantages and limitations. Clin.Transplant. 2010: 24 Suppl 22: 6-10.

41. Момыналиев К.Т., Огай В.Б., Хорошун Е.В. и др. Клеточные технологии в трансплантации почки. Нефрология и диализ 2014; 16(4): 439-52.

42. Ma A., Qi S., Song L. et al. Adoptive transfer of CD4 + CD25 + regulatory cells combined with low-dose sirolimus and anti-thymocyte globulin delays acute rejection of renal allografts in Cynomolgus monkeys. International immunopharmacology 2011; 11(5): 618-29.

43. Bashuda H., Kimikawa M., Seino K. et al. Renal allograft rejection is prevented by adoptive transfer of anergic T cells in nonhuman primates. J. Clin. Invest. 2005; 115(7): 1896-902.

44. Ezzelarab M.B., Zahorchak A.F., Lu L. et al. Regulatory dendritic cell infusion prolongs kidney allograft survival in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 2013; 13(8): 1989-2005.

45. Thomson A.W., Zahorchak A.F., Ezzelarab M.B. et al. Prospective Clinical Testing of Regulatory Dendritic Cells in Organ Transplantation. Front. Immunol. 2016; 7: 15.

46. Ziegler S.F. FOXP3: not just for regulatory T cells anymore. Eur. J. Immunol. 2007; 37(1): 21.

47. Feuerer M., Hill J.A., Kretschmer K. et al. Genomic definition of multiple ex vivo regulatory T cell subphenotypes. PNAS USA 2010; 107(13): 5919.

48. Abadja F., Sarraj B., Ansari M.J. Significance of Th17 Immunity in Transplantation. Curr. Opin. Organ Transplant. 2012; 17(1): 8-14.

49. Chen W., Jin W., Hardegen N. Conversion of peripheral CD4+CD25-naive T cells to CD4+CD25+regulatory T cells by TGF-beta induction of transcription factor Foxp3. J. Exp. Med. 2003; 198(12): 1875.

50. Fu S., Zhang N., Yopp A.C. et al. TGF-beta induces Foxp3 + T-regulatory cells from CD4 + CD25-precursors. Am. J. Transplant. 2004; 4(10): 1614.

51. Zheng S.G., Gray J.D., Ohtsuka K. et al. Generation ex vivo of TGF-beta-producing regulatory T cells from CD4+CD25- precursors. J. Immunol. 2002; 169(8): 4183.

52. Barnes M.J., Powrie F. Regulatory T cells reinforce intestinal homeostasis. Immunity 2009; 31(3): 401-11.

53. Kendal A.R., Chen Y., Regateiro F.S. et al. Sustained suppression by Foxp3+ regulatory T cells is vital for infectious transplantation tolerance. J. Exp. Med. 2011; 208(10): 2043-53.

54. Chaudhry A., Rudensky A.Y. Control of inflammation by integration of environmental cues by regulatory T cells. J. Clin. Invest. 2013; 123(3): 939-44.

55. Быковская C.H., Караулов A.B., Лысюк E.KI. Способ обогащения регуляторных CД4 + CД25 + FoxP3+T-клеток человека ex vivo. Патент РФ на изобр. № 2437933. 27 декабря 2011.

56. Suarez-Alvarez B., Raneros A.B., Ortega F. et al. Epigenetic modulation of the immune function. A potential target for tolerance. Epigenetics 2013; 8(7): 694-702.

57. Sagoo P., Lombardi G., Lechler R.I. Relevance of regulatory T cell omotion of donor-specific tolerance in solid organ transplantation. Front. Immunol. 2012; 3: 184.

58. Duran-Struuck R., Sondermeijer H.P., Bühler L. et al. Effect of ex vivo Expanded Recipient Regulatory T Cells on Hematopoietic Chimerism and Kidney Allograft Tolerance Across MHC Barriers in Cynomolgus Macaques. Transplantation 2017; 101(2): 274-83.

59. Hotta K., Aoyama A., Oura T. et al. Induced regulatory T cells in allograft tolerance via transient mixed chimerism. JCI Insight 2016; 1(10): e86419.

60. Oura T., Ko D.S., Boskovic S. et al. Kidney Versus Islet Allograft Survival After Induction of Mixed Chimerism With Combined Donor Bone Marrow Transplantation. Cell Transplant. 2016; 25(7): 1331-41.

61. Yamada Y., Nadazdin O., Boskovic S. et al. Repeated Injections of IL-2 Break Renal Allograft Tolerance Induced via Mixed Hematopoietic Chimerism in Monkeys. Am. J. Transplant. 2015; 15(12): 3055-66.

62. Elias N., Cosimi A.B., Kawai T. Clinical trials for induction of renal allograft tolerance. Curr. Opin. Organ Transplant. 2015; 20(4): 406-11.

63. Tonsho M., Lee S., Aoyama A. et al. Tolerance of Lung Allografts Achieved in Nonhuman Primates via Mixed Hematopoietic Chimerism. Am. J. Transplant. 2015; 15(8): 2231-9.

64. Nikoueinejad H., Sharif M.R., Amirzargar A. et al. Regulatory T Cells as a Therapeutic Tool to Induce Solid-Organ Transplant Tolerance: Current Clinical Experiences. Experimental and Clinical Transplantation 2013; 11(5): 379-87.

65. Hutchinson J.A., Geissler E.K. Now or never? The case for cell-based immunosuppression in kidney transplantation. Kidney Int. 2015; 87(6): 1116-24.

66. Ezzelarab M.B., Lu L., Guo H. et al. Eomesodermin(lo) CTLA4(hi) Alloreactive CD8+ Memory T Cells Are Associated With Prolonged Renal Transplant Survival Induced by Regulatory Dendritic Cell Infusion in CTLA4 Immunoglobulin-Treated Nonhuman Primates. Transplantation 2016; 100(1): 91-102.

67. Hall B.M. CD4 + CD25 + T regulatory cells in transplantation tolerance; 25 years on. Transplantation 2016; 100(12): 2533-47.

68. Naranjo-Gomez M., Raich-Regue D., Onate C. et al. Comparative study of clinical grade human tolerogenic dendritic cells. J. Transl. Med. 2011; 9: 89.

69. Torres-Aguilar H., Aguilar-Ruiz S.R., González-Pérez G. et al. Tolerogenic dendritic cells generated with different immunosuppressive cytokines induce antigen-specific anergy and regulatory properties in memory CD4+ T cells. J. Immunol. 2010; 184(4): 1765-75.

70. Steinman R., Hawiger D., Nussenzweig M. Tolerogenic dendritic cells. Ann. Rev. Immunol. 2003; 21: 685-711.

71. Sallusto F., Lanzavecchia A. Efficient presentation of soluble antigen by cultured human dendritic cells is maintained by granulocyte/ macrophage colony-stimulating factor plus interleukin 4 and downregulated by tumor necrosis factor alpha. J. Exp. Med. 1994; 179(4): 1109-18.

72. Kumar S., Wang J., Thomson A.W. et al. Hepatic stellate cells increase the immunosuppressive function of natural Foxp3 + regulatory T cells via IDO-induced AhR activation. J. Leukocyte Biology 2017; 101(2): 429-38.

73. Zheng X., Suzuki M., Ichim T. et al. Treatment of autoimmune arthritis using RNA interference-modulated dendritic cells. J. Immunol. 2010; 184(11): 6457-64.

74. Henry E., Desmet C., Garzé V. et al. Dendritic cells genetically engineered to express IL-10 induce long-lasting antigen-specific tolerance in experimental asthma. J. Immunol. 2008; 181(10): 7230-42.

75. Morita Y., Yang J., Gupta R. et al. Dendritic cells genetically engineered to express IL-4 inhibit murine collagen-induced arthritis. JCI Insight 2001; 107(10): 1275-84.

76. Sochorová K., Budinsky V., Rozková D. et al. Paricalcitol (19-nor-1,25-dihydroxyvitamin D2) and calcitriol (1,25-dihydroxyvitamin D3) exert potent immunomodulatory effects on dendritic cells and inhibit induction of antigen-specific T cells. Clin. Immunol. 2009; 133(1): 69-77.

77. Harry R., Anderson A., Isaacs J. et al. Generation and characterisation of therapeutic tolerogenic dendritic cells for rheumatoid arthritis. Ann. Rheum. Dis. 2010; 69(11): 2042-50.

78. Maggi J., Schinnerling K., Pesce B. et al. Dexamethasone and Monophosphoryl Lipid A-Modulated Dendritic Cells Promote Antigen-Specific Tolerogenic Properties on Naive and Memory CD4 + T Cells. Front. Immunol. 2016; 7: 359.

79. Lutz M.B., Suri R.M., Niimi M. et al. Immature dendritic cells generated with low doses of GM-CSF in the absence of IL-4 are maturation resistant and prolong allograft survival in vivo. Eur. J. Immunol. 2000; 30: 1813-22.

80. Adikari S., Pettersson A., Soderstrom M. et al. Interleukin-10-modulated immature dendritic cells control the proinflammatory environment in multiple sclerosis. Scand. J. Immunol. 2004; 59(6): 600-6.

81. Guo H., Lu L., Wang R. et al. Impact of human mutant TGFß1/ Fc protein on memory and regulatory T Cell homeostasis following lymphodepletion in nonhuman primates. Am. J. Transplant. 2016; 16(10): 2994-3006.

82. Giannoukakis N., Phillips B., Finegold D. et al. Phase I (safety) study of autologous tolerogenic dendritic cells in type 1 diabetic patients. Diabetes Care 2011; 34(9): 2026-32.

83. Benham H., Nel H., Law S. et al. Citrullinated peptide dendritic cell immunotherapy in HLA risk genotype-positive rheumatoid arthritis patients. Sci. Transl. Med. 2015; 7(290): 290ra87.

84. Bell G.M., Anderson A.E., Diboll J. et al. Autologous tolerogenic dendritic cells for rheumatoid and inflammatory arthritis. Ann. Rheum. Dis. 2017; 76(1): 227-34.

85. Vassalli G. Dendritic cell-based approaches for therapeutic immune regulation in solid-organ transplantation. J. Transplant. 2013; 2013: 761429.

86. Lord P., Spiering R., Aguillon J.C..et al. Minimum information about tolerogenic antigen-presenting cells (MITAP): a first step towards reproducibility and standardisation of cellular therapies. Peer J. 2016; 4: e2300.

87. Thomson A.W., Zahorchak A.F., Ezzelarab M.B. et al. Prospective clinical testing of regulatory dendritic cells in organ transplantation. Front. Immunol. 2016; 7: 15.

88. Zahorchak A.F., Ezzelarab M.B., Lu L. et al. In vivo mobilization and functional characterization of nonhuman primate monocytic myeloid-derived suppressor cells. Am. J. Transplant. 2016; 16(2): 661-71.

89. Chesneau M., Michel L., Degauque N. et al. Regulatory B cells and tolerance in transplantation: from animal models to human. Front. Immunol. 2013; 4: 497.

90. Valujskikh A.N. B cells regulate antidonor T-cell reactivity in transplantation. Kidney Int. 2015; 88(3): 444-6.

91. Zarkhin V., Kambham N., Li L. et al. Characterization of intra-graft B cells during renal allograft rejection. Kidney Int. 2008; 74(5): 664-73.

92. Tse G.H., Johnston C.J., Kluth D. et al. Intrarenal B cell cytokines promote transplant fibrosis and tubular atrophy. Am. J. Transplant. 2015; 15(12): 3067-80.

93. Crespo M., Heidt S., Redondo D. et al. Monitoring B cell subsets and alloreactivity in kidney transplantation. Transplant. Rev. 2015; 29(2): 45-52.

94. Lucia M., Luque S., Crespo E. et al. Preformed circulating HLA-specific memory B cells predict high risk of humoral rejection in kidney transplantation. Kidney Int. 2015; 88(4): 874-87.

95. Yoshikawa M., Kitamura K., Ishimura T. et al. A suspected case of plasma cell-rich acute renal transplant rejection associated with de novo donor-specific antibody. Nephrology (Carlton) 2015; 20 Suppl 2: 66-9.

96. San Segundo D., Rodrigo E., Kislikova M. et al. Frequencies of circulating B-cell subpopulations before kidney transplantation identify patients at risk of acute rejection. Transplant. Proc. 2015; 47(1): 54-6.

97. Clatworthy M.R. Targeting B cells and antibody in transplantation. Am. J. Transplantation 2011; 11: 1359-67.

98. Kim J.I., Rothstein D.M., Markmann J.F. Role of B cells in tolerance induction. Curr. Opin. Organ Transplant. 2015; 20(4): 369-75.

99. Chesneau M., Michel L., Dugast E. et al. Tolerant Kidney Transplant patients produce B cells with regulatory properties. J. Am. Soc. Nephrol. 2015; 26(10): 2588-98.

100. Shabir S., Girdlestone J., Briggs D. et al. Transitional B lymphocytes are associated with protection from kidney allograft rejection: a prospective study. Am. J. Transplant. 2015; 15(5): 1384-91.

101. Le Texier L., Thebault P., Lavault A. et al. Long-term allograft tolerance is characterized by the accumulation of B cells exhibiting an inhibited profile. Am. J. Transplant. 2011; 11(3): 429-38.

102. Newell K.A., Asare A., Sanz I. et al. .Longitudinal studies of a B cell-derived signature of tolerance in renal transplant recipients. Am. J. Transplant. 2015; 15(11): 2908-20.

103. Tebbe B., Wilde B., Ye Z. et al Renal transplant recipients treated with calcineurin-inhibitors lack circulating immature transitional CD19 + CD24hiCD38hi regulatory B-Lymphocytes. PLoS One 2016; 11(4): e0153170.

104. Nouël A., Ségalen I., Jamin C. et al. B cells display an abnormal distribution and an impaired suppressive function in patients with chronic antibody-mediated rejection. Kidney Int. 2014; 85(3): 590-9.

105. Svachova V., Sekerkova A., Hruba P. et al. Dynamic changes of B-cell compartments in kidney transplantation: lack of transitional B cells is associated with allograft rejection. Transpl. Int. 2016; 29(5): 540-8.

106. Nouë A., Simon Q., Jamin C. et al. Regulatory B cells: an exciting target for future therapeutics in transplantation. Front. Immunol. 2014; 5: 11.

107. Hoogen M.W., Kamburova E.G., Baas M.C. et al. Rituximab as induction therapy after renal transplantation: a randomized, double-blind, placebo-controlled study of efficacy and safety. Am. J. Transplant. 2015; 15(2): 407-16.

108. Macklin P.S., Morris P.J., Knight S.R. A systematic review of the use of Rituximab as induction therapy in renal transplantation. Transplant. Rev. 2015; 29(2): 103-8.

109. Touzot M., Couvrat-Desvergnes G., Gastagnet S. et al. Differential modulation of donor-specific antibodies after B-cell depleting therapies to cure chronic antibody mediated rejection. Transplantation 2015; 99(1): 63-8.

Поступила: 24.02.2017