Изучение механизмов развития повреждения миокарда под влиянием экспериментальной гипои гиперинсулинемии у крыс

клетки отсутствуют, как и в исходе, что говорит об отсутствии пролиферативной активности и соответствует нормальному физиологическому состоянию дифференцированных миоцитов.

При ЭАЯ с лечением в СПСО края язвенного дефекта отмечалось возрастание удельного количества EGFR-позитивных и снижение числа Кл67-позитивных клеток по отношению к контролю. Снижение пролиферативной активности при уменьшении площади язвенного дефекта, вероятно, связано с вступлением большей части клеток в стадию дифференцировки и специализированному выполнению своих функций. Умеренное повышение удельного количества клеток, содержащих EGFR на мембране, свидетельствует о готовности этой части популяции клеток к пролиферации. В СПСО края язвенного дефекта отмечаются процессы пролиферации и дифференцировки, направленные на восстановление слизистой оболочки желудка. В СПСО перифо-кальной зоны возрастает количество как EGFR- так и Ki67-позитивных клеток, что свидетельствует как о выраженных в настоящее время процессах пролиферации, так и о готовности части популяции ее начать. Обнаруженные нами морфологические изменения соответствуют представлениям о том, что закрытие язвенного дефекта происходит при активных пролиферативных процессах в перифокальной зоне, откуда слизистая оболочка «наползает»” и эпителизирует язвенный дефект [8].

В ПО края язвенного дефекта возрастает только количество EGFR-позитивных клеток, а количество К167-позитивных остается на уровне контрольных значений. Вероятно, пролиферация будет реализовываться в ближайшей перспективе. Аналогичная картина отмечается и в перифокальной зоне, однако возрастание удельного количества EGFR-позитивных клеток выражено слабее. В МО края язвы и в перифокальной зоне, как и при ЭАЯ без лечения, отмечается возрастание количества ^67-позитивных клеток, что свидетельствует о пролиферации в ней. Однако степень возрастания их в крае язвенного дефекта при ЭАЯ с лечением значительно более выражено, чем при ЭАЯ без лечения. Известно, что пролиферирующие клетки активно накапливают Mg2+. Некоторая задержка Mg2+ в тканях согласуется с концепцией H.Rubin, который показал in vitro, что Mg2+ является посредником проведения ростового сигнала внутрь клетки [9]. При взаимодействии EGF со своим рецептором происходит формирование ионных каналов TRPM6 и TRPM7, через которые Mg2+ поступает в клетку [10]. Таким образом, при ЭАЯ с лечением МЛК процесс пролиферации также происходит не одновременно в различных слоях стенки желудка. В СПСО края язвенного дефекта пролиферативные процессы сменяются дифференциров-кой клеток, в то время как в перифокальной зоне они активны. Отмечается умеренно выраженная пролиферативная активность в ПО и более интенсивная пролиферация в МО.

МЛК вызывает более выраженную задержку Mg2+ тканями и оптимизирует пролиферативные процессы в зоне язвы, которые проявляются в процессах дифференцировки СПСО края язвенного дефекта, активацией пролиферации в перифокальной зоне СПСО, умеренной пролиферацией в ПО и значительно более интенсивной пролиферации в МО. Применение МЛК идет с увеличением количества грануляционной ткани в дне язвы, восстановлением сосудистого компонента, играющего положительную роль в заживлении, и уменьшением площади язвы. При этом отмечается внутриклеточное накоплении Mg2+ и его задержка регенерирующими тканями. Все это позволяет считать Mg2+-дисбаланс, развивающийся при ЭАЯ, значимым звеном патогенеза, а его коррекцию - патогенетически оправданной.

Заключение. Результаты свидетельствуют о том, что МЛК при ЭАЯ оказывает противоязвенный эффект и ее применение является патогенетически обоснованным. Противоязвенный эффект заключается в уменьшении площади язвенного дефекта за счет активации механизмов пролиферации и дифференцировки в СПСО, интенсивных пролиферативных процессах в МО, увеличении количества грануляционной ткани в дне язвы, что создает основу для наползания регенерирующего эпителия, улучшения кровоснабжения, что сопровождается внутриклеточным накоплением Mg2+ и его задержкой регенерирующими тканями

Литература

1. Громова О.А. Магний и пиридоксин: основы знаний. М.: Изд-во. 2006.

2. Hartwig A. // Mutat Res.2001.Vol.475, №1-2.P. 113-121.

3. Рогова Л.Н. //Микроэлементы в медицине.2001.Т.2, №3.С. 56-59.

4.MoorenF.C. //Magnes. Res.1999.Vol12, №4. P. 311-318.

5. Благовещенская А.Д. и др.// Цитол. 1994. T.36. C.664-674 .

6. ShiloB. //Development.2005.Vol.132, №18. P. 4017-4027.

7. Olwin B., Hauschka S. //The Journal of Cell Biol-ogy.1988.Vol.107, P. 761-769.

8. Аруин Л.И. и др. Морфологическая диагностика болезней желудка и кишечника. М.: Триада-Х. 1998.

9. Rubin H. //Archives of Biochemistry and Biophysics. 2007. Vol.458, P. 16-23.

10. Muallem S., Moe O.W. //The Journal of Clinical Investiga-tion.2007. Vol.117, №8. P. 2086-2089.

УДК 616. 12-005.155.3.085

ИЗУЧЕНИЕ МЕХАНИЗМОВ РАЗВИТИЯ ПОВРЕЖДЕНИЯ МИОКАРДА ПОД ВЛИЯНИЕМ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ ГИПО- И ГИПЕРИНСУЛИНЕМИИ У КРЫС

Л.В.ВОХМИНЦЕВА, Н.Н.МАЯНСКАЯ, С.Д. МАЯНСКАЯ,

Л.Д. ХИДИРОВА*

Ключевые слова: моделирование гиперинсулемии, миокард

Исследование механизмов развития метаболического инфаркта миокарда (МИМ) показало, что ведущее значение в этом процессе имеет влияние гиперкатехоламинемии на фоне снижения продукции инсулина у лиц, подверженных действию длительного и сильного стресса [7]. Аналогичные изменения упоминаются в литературе, касающейся повреждений миокарда у больных сахарным диабетом и в экспериментах на животных, у которых вызывали развитие МИМ введением адреналина и глиюкокортикоидов после предварительного снижения продукции инсулина в поджелудочной железе под влиянием аллоксана [7]. Значительно меньше в мировой литературе имеется сведений о действии самого инсулина на основные механизмы развития повреждения миокарда.

Особенности клинического течения некротических изменений в миокарде коронарогенного и некоронарогенного происхождения определяются биоцидностью полиморфноядерных лейкоцитов [3], включая ее кислород независимый компонент, важной частью которого является их лизосомальный аппарат.

Цель работы - изучение особенностей изменений активности лизосом миокарда и нейтрофилов крови в эксперименте при моделировании гипо- и гипереринсулинемии.

Материал и методы. В исследованиях использовали 60 крыс-самцов Вистар, полученных из вивария НГМУ, массой 180 -220 г. Гипоинсулинемию вызывали введением аллоксана (100120 мг на крысу п/к). В другой серии опытов у крыс вызывали гиперинсулинемию введением инсулина (0,1 ед/1 кг массы тела).

Животных забивали под эфирным наркозом путем декапита-ции на 1, 3 и 14 сутки эксперимента - по 10-12 крыс на каждый срок. От экспериментальных животных брали для исследования цельную кровь, сыворотку крови и ткань сердца. В сыворотке крови и в гомогенате ткани сердца контрольных и экспериментальных крыс через 15, 30, 60, 90 и 120 мин после введения инсулина определяли активность лизосомальных ферментов: кислой фос-фатазы [11] и катепсина D, методом, описанным A.J Barrett [10].

Кислород независимая (КНЗ) биоцидная активность ней-трофилов исследовалась в настоящей работе с помощью лизосо-мально-катионного теста (ЛКТ-тест), который выявляет содержание катионных белков внутри клеток [7,8]. Кроме того, этот метод позволяет изучить распределение нейтрофилов по интенсивности окрашивания красителем зеленым прочным (НАК -низко активные клетки, т.е. с наличием в цитоплазме нейтрофи-лов единичных окрашенных гранул, САК - средне активные, т. е. заполняющие гранулами 2/3 цитоплазмы, и ВАК - высоко активные ПМЯЛ, когда гранулы занимают весь нейтрофил).

У животных в крови измеряли уровень суммарной фракции липопротеидов низкой и очень низкой плотности [5], электрофо-ретически определяли изменения спектра плазменных ЛП. Спектры фосфолипидов сыворотки крови разделяли на пластинках «Силуфол» (Чехия) методом тонкослойной хроматографии [4].

ГОУ ВПО Новосибирский государственный медицинский университет Федерального агентства по здравоохранению и социальному развитию РФ, 630091, г. Новосибирск, ул. Красный проспект, д. 52.

Статистическая обработка данных осуществлялась по общепринятым методикам пакетом прикладных программ Statistica 6.0, Microsoft Excel 7.0 на ПК PC Pentium (III)-650 МГц MMX.

Результаты исследований. Для определения целостности клеток миокарда в гомогенате из ткани сердечной определяли свободную, неседиментируемую (после центрифугирования при 105000g) и удельную (в присутствии 0,1% раствора тритона Х-100) активность лизосомальных ферментов (ЛзФ): кислой фосфатазы и катепсина D. Данные ферменты были избраны для исследования с учетом их преимущественной локализации в миокардиоцитах (катепсин D) и в интерстициальных клетках (кислая фосфатаза), а также в лейкоцитах, инфильтрирующих миокард при его повреждении любого генеза. Кроме того, эти ферменты имеют также разную локализацию и внутри лизосомы: преимущественно в мембране органелл для кислой фосфатазы и внутри матрикса лизосомы - для катепсина. Результаты проведенных исследований представлены в табл. 1.

Таблица 1

Изменения активности кислой фосфатазы в сердечной мышце

Условия опытов Свободная Неседимен. Общая своб/общ Сыворотка

Контроль А (39) Б 3,9+0,24 0.38+0.03 2,4+0,14 0.15+0.02 11,1+0,16 1.79+0.14 0,381+0,03 0.249+0.02 27,6+1.60 нет

Аллоксан А (19) Б 4,1+0,22 0.40+0.02 3,8+0,32* 0,18+0.02 6,9+0,53* 1.77+0.29 0,620+0,06* 0.230+0.03 37,2+2,31* 1.26+0.66*

Инсулин А15мин (11) Б 6,0+1,25* 0,38+0,04 4,9+0,09* 0.22+0.07 10,3+1,19 0.92+0.03* 0,552+0,01* 0.324+0.02* 36,2+3,14* 1.44+0.07

Инсулин А30мин (14) Б 8,8+0,65* 0,45+0,03 6,4+0,27* 0.33+0.05* 14,0+1,20 1.75+0.23# 0,634+0,09* 0.269+0.02 32,8+2,00 нет

Инсулин А60мин (15) Б 6,1+0,29 0,45+0,06 3,3+0,08* 0.18+0.11 13,7+1,23 2.03+0.45# 0,573+0,05* 0.264+0.06 29,3+1,24 нет

Инсулин А90мин (12) Б 14,9+1,38*# 0,68+0,12*# 11,7+1,71*# 0,30+0.11* 17,2+2,17*# 2.44+0.32# 0,867+0,04*# 0.271+0.02 40,9+2,38* 0.34+0.04

Примечание: Активность фермента в мкмоль/г белка/мин; в скобках - число экспериментов; «А» - активность кислой фосфатазы; «Б» - активность катепсина Б; * - здесь и в последующих таблицах достоверные отличия от контроля, Р<0,05; # - достоверные различия в группе с введением инсулина, по сравнению с 15 мин., Р<0.05

Из табл. 1 видно, что инсулиновая недостаточность, вызванная введением аллоксана, сопровождалось явлениями дестабилизации лизосомальных мембран, что подтверждалось повышением неседиментируемой активности кислой фосфатазы (КФ) и увеличением отношения свободной активности КФ к общей в основном за счет снижения удельной активности фермента. Гиперинсулинемия в первые 15 мин вызывала достоверное (р<0,05) рост свободной и неседиментируемой активности КФ в гомогенате из ткани миокарда, а также резким (в 1,5 раза) увеличением отношения свободной активности к общей (табл. 1).

В дальнейшем эти сдвиги в сердечной мышце становились все более значительными и к 90 мин свободная активность превышала контроль в 3,8 раза, неседиментируемая - в 4,9 раза, общая - в 1,5 раза, отношение свободной активности к общей - в 2,3 раза.

Благодаря различию локализации в лизосоме изменения активности указанных ферментов были несколько отличными.

Так, активность катепсина Б в условиях инсулиновой недостаточности практически не изменялась. В

противоположность этому уже через 15 мин после введения инсулина в сердце обнаруживалось значительное (почти вдвое) снижение общей активности фермента и повышение отношения свободной активности к общей (табл. 1). Но далее, еще через 15 мин, наблюдалось двукратное повышение неседиментируемой активности катепсина Б и в 1,9 раза увеличивалась общая (удельная) активность фермента. Хотя изменения в активности катепсина Б в миокарде зависят в первую очередь от изменений лизосомального аппарата самого сердца. Однако такой быстрый прирост общей активности фермента (через 15 мин после первого снижения), можно объяснить, пожалуй, только притоком нейтрофилов и макрофагов в миокард. Через 90 мин в миокарде увеличивалась в 1,8 раз свободная активность, в 2 раза - неседиментируемая, в 1,4 раза - удельная (Р<0.05). Достоверное повышение неседиментируемой активности кислой фосфатазы и катепсина Б говорит о том, что введение инсулина является чрезвычайно сильным стрессирующим

фактором, на который сердечные лизосомы отвечают повреждением с выходом ферментов в растворимую фракцию. Повреждение лизосом в этом случае тоже может быть следствием действия катехоламинов, концентрация которых в крови неизбежно растет уже в течение первых 30 мин после введения инсулина.

Из данных табл. 1 можно также видеть, что в сыворотке крови в наших опытах достоверно увеличивалась активность КФ в сыворотке крови и появлялась вполне определяемая активность катепсина Б, чего не было у интактных животных. Появление катепсина в крови после ведения инсулина наряду с увеличением неседиментируемой активности в гомогенате ткани миокарда является еще одним свидетельством повреждений в сердце, вызванных гиперинсулинемией. Кроме того, источником лизосомальных ферментов в крови в данном случае могут быть клетки крови (нейтрофилы), которые усиленно секретируют лизосомальные ферменты в этих условиях, возможно, под влиянием катехоламинов, продукция которых увеличивается в первые минуты инсулиновой нагрузки [3]. Для подтверждения этого предположения в следующей серии было проведено изучение изменений содержания катионных белков в нейтрофилах у крыс с гиперинсулинемией (табл. 2).

Таблица 2

Влияние инсулина на содержание ЛКБ в нейтрофилах крыс

Группы животных СЦК ВАК САК НАК

Контроль (4) 0,73+0,06 2,3+0,73 46,5+5,33 49,2+7,28

Аллоксан (10) 0,93+0,04* 6,7+0,12* 52,2+2,30 40,4+3,03*

Инсулин 15 мин. (7) 1,1+0,019* 7,6+1,25* 62,1+2,09* 30,3+2,23*

Инсулин 30 мин. (4) 0,82+0,013# 1,0+0,01# 53,0+1,25 46,0+1,25#

Инсулин 60 мин. (7) 0,98+0,079* 5,6+2,51 61,0+1,95* 35,0+4,61

Примечание. СЦК - средний цитохимический коэффициент - количество катионных белков в клетках в условных ед; ВАК - высоко активные клетки; САК - средне активные клетки; НАК - низко активные клетки; * -достоверное отличия от контроля; # - достоверное отличие от уровня у животных через 15 мин после введения инсулина; В скобках - число животных

Оказалось, что у животных через 15 после введения инсулина значительно повышалось содержание лизосомальных катионных белков в ПМЯЛ, и увеличивалась доля нейтрофилов, интенсивно окрашивающихся специальным красителем зеленым прочным. Но уже через 30 минут резко снижалось число ВАК и увеличивалось количество САК и НАК. Это свидетельствует об активации процесса дегрануляции через 30 мин после введения инсулина. Об этом же свидетельствует достоверное снижение количества катионных белков в нейтрофилах.

Таблица 3

Изменение спектра фосфолипидов в сыворотке крови после введения инсулина

Введение инсулина 0 15 мин 30 мин 60 мин 90 мин 120 мин

PHH 94.1+4,61 88.6+6,21 87.9+5,90 85.5+5,32 87.6+6,32 90.1+6,00

PHEA 64.8+3,38 63.2+4,11 68.2+4,22 65.9+3,87 64.7+4,04 63.5+4,11

PHS 35.5+2,23 34.8+2,25 38.1+2,17 33.5+2,15 34.4+1,18 31.1+2,00

KL 14.3+0,98 18.3+1,10* 19.4+1.12* 19.7+1,00* 18.0+0,86* 16.5+1,10

S 29.2+0,97 30.2+1,18 31.0+1,26 32.4+1,01* 31.5+1,13 31.3+1,04

LPH 3.06+0, 08 10.3+0,33** 12.4+0,38** 11.2+0,13** 5.2+0,45** 7.4+0,83**

SUM 241.1+17,65 245.5+18,34 257.1+20,33 248.3+18,76 241.5+19,32 240.0+21,04

Примечание. PHH - фосфатидилхолин, PHEA - фосфатидилэтаноламин, PHS -фосфатидилсерин, KL - кардиолипин, S - сфингомиелин, LPH - лизофосфолипид, SUM - суммарное количество ФЛ на каждый момент исследования; * - достоверные изменения показателей, по сравнению с исходным значением, р<0,05. ** - р<0,01

Эти данные находятся в хорошем соответствии с изменениями активности кислой фосфатазы в сердечной мышце, что позволяет предполагать вполне весомый вклад форменных элементов крови в активацию лизосомального аппарата сердца при действии инсулина in vivo, равно, как и в увеличении активности лизосомальных ферментов в сыворотке крови под влиянием гормона. Таким образом, получены косвенные доказательства повышения выхода лизосомальных ферментов из лейкоцитов [7,8]. С другой стороны эти результаты позволяют предположить, что, по крайней мере, часть проявлений действия гиперинсулинемии может опосредоваться через метаболическую перестройку, сопровождающую это состояние [12].

В связи с этим в работе было проведено исследование изменений фосфолипидов в сыворотке крови (табл. 3) и спектра плазменных липопротеидов (табл. 4). Из табл. 3 можно увидеть, что введение крысам инсулина сопровождалось умеренным увеличением кардиолипина в сыворотке крови (р<0,05) на сроке с 15 по 90 мин. Кардиолипин локализуется чаще в мембранах митохондрий. Рост содержания кардиолипина в плазме крови может дополнительно свидетельствовать о признаках клеточного повреждения, возможно, кардиомиоцитов [6].

Значительное повышение содержания лизофосфолипидов в сыворотке крови (р<0,01) начиналось сразу после введения

инсулина и держалось на повышенном уровне до 120 мин. Накопление лизофосфолипидов является одной из важных причин лабилизации лизосомальных мембран в сердечной мышце и в лейкоцитах с последующей неуправляемой лизосомальной цитолитической реакцией. К этому же ведет падение энергопродукции из-за нарушения структуры и функции митохондрий, о чем говорит появление кардиолипина в крови.

Многие заболевания сопровождаются изменениями липидного и липопротеидного спектра плазмы крови. Отмечено накопление липопротеидов низкой (ЛПНП) и очень низкой плотности (ЛПОНП). Особое значение приобретает увеличение окисленных ЛПНП, которые обладают выраженным цитотоксическим эффектом на эндотелиальные клетки, что играет важную роль в атеро-генезе, тромбогенезе и, наконец, в драматическом нарушении микроциркуляции и развитии тканевого повреждения [1,2,9]. В работах [13] показано, что повреждающее действие окисленных ЛПНП может быть опосредовано лизосомами, мембраны которых в этих условиях обнаруживают повышенную хрупкость.

Аналогичные изменения лизосомальных мембран с освобождением гидролаз с соответствующими последствиями могут быть вызваны действием катионных липидов [13]. Полагаем, что катионные липиды могут взаимодействовать с анионными липидами лизосомальной мембраны, что ведет к ее дестабилизации.

Таблица 4

Изменения спектра плазменных липопротеидов после введения крысам инсулина

Группы животных ЛОНП+ ЛНП ЛПОНП ЛПНП ЛПВП2 ЛПВП3

Контроль (12) 58,9+1,81 6,9+0,70 13,4+1,04 40,2+1,80 39,4+1,71

Аллоксан (10) 58,4+3,23 7,8+1,10 11,8+1,04 39,7+2,40 41,2+1,60

Инс.15 мин (7) 44,5+1,41* 7,1+1,10 16,1+1,60* 30,0+2,40* 46,9+2,05

Инс.30 мин (7) 37,0+1,31* 7,5+2,80 17,2+1,10* 21,9+3,00* 53,5+2,21*

Инс.60 мин (6) 36,0+1,20* 12,3+0,91* 11,7+0,50 34,9+1,70* 41,1+2,50

Количество ЛП выражено в оптических ед. плотности * - достоверные отличия показателей от таковых у контрольных животных, р<0,05

Как можно видеть из табл. 4, введение аллоксана не влияло на содержание и спектр плазменных липопротеидов. После введения инсулина обнаруживалось значительное (на 30-60%) снижение количества плазменных липопротеидов низкой и очень низкой плотности (табл. 4). При этом введение инсулина влекло за собой также изменения спектра плазменных ЛП: отмечалось увеличение относительного содержание ЛПНП в плазме крови. Это повышение длилось в течение 30 мин. Через час уровень ЛПНП возвращался к контрольному. Относительное содержание ЛПОНП поднималось только через 60 мин (р<0,05) (табл. 4).

Таблица 5

Влияние гормонов и плазменных ЛП на содержание ЛКБ в нейтрофилах крыс, инкубированных с добавками in vitro в течение 30 мин при 37оС

Условия опыта СЦК ВАК САК НАК

Без добавок (7) 1,15+0,04 14,0+3,31 59,3+2,60 28,1+2,31

Инсулин (6) 1,3+0,03* 12,3+1,41 70,7+5,00 17,0+1,20*

ЛПОНП (6) 1,4+0,04* 24,8+2,09* 57,8+3,12 17,3+1,20*

ЛПНП (6) 1,4+0,06* 28,0+1,63 58,5+4,12 18,0+1,24*

ЛПВП (6) 1,1+0,04 8,3+0,51 61,2+2,15 30,5+2,23

Примечание. Условия инкубации: кровь - 50 мкл + инсулин - 1:425 (исх. р-р - 40 ед/мл); ЛП - по 50 мкл. * - достоверное отличие показателей от таковых в пробах без добавок, р<0,05

Что касается липопротеидов высокой плотности, то суммарное количество этих белков под влиянием инсулина снижалось, но разные подклассы ЛПВП вели себя по-разному: ЛПВП2 снижался на 34% через 15 мин, на 83% через 30 мин и на 12% -

через час. Относительное количество ЛПВП3, напротив, после введения инсулина несколько увеличивалось: на 19% через 15 мин, на 36% - через 30 мин. К концу часа после введения инсулина содержание ЛПВП3 возвращалось к исходному (табл. 4).

Поскольку у крыс после введения инсулина наблюдаются метаболические нарушения, включая изменения содержания липопротеидов в плазме крови, необходимо проверить, как эти сдвиги влияют на содержание катионных белков в нейтрофилах у крыс с гиперинсулинемией. Для решения этого вопроса проводили ЛКТ-тест после инкубации интактной крови с инсулином или липопротеидами разных подклассов (табл. 5).

Инкубация in vitro нейтрофилов с инсулином в течение 30 мин (табл. 5) вела к умеренному увеличению показателя СЦК (р<0,05). При этом не было обнаружено клеток с высокой способностью связывать краситель зеленый прочный, но росло число САК и снижалось число НАК. Подобные же изменения появлялись при инкубации нейтрофилов с липопротеидами высокой плотности. Это совпадает с данными, полученными при определении изменения спектра плазменных ЛП через 30 мин после введения инсулина, когда наблюдалось достоверное увеличение в крови именно липопротеидов высокой плотности. Таким образом, можно предположить, что, по крайней мере, часть проявлений действия гиперинсулинемии может опосредоваться через метаболическую перестройку, сопровождающую это состояние.

Литература

1. Алмазов В А. и др. Метаболический сердечно-сосудистый синдром. СПб.: Изд-во СПбГМУ. 1999. 208 с.

2. Благосклонная Я.В. и др. // РМЖ. 2001. Т.9. № 2. С.67-81.

3. Демидов А.А. и др. // Сахарный диабет.2001. № 3. С.41.

4. Камышников В.С. Спр-к по клинико-биохимической лабораторной диагностике. Минск: Беларусь, 2000. Т.2. 463с.

5. Климов А.Н., Никульчева Н.Г. Липиды, липопротеиды и атеросклероз. СПб, 1995. 304 с.

6. Маянский Д.Н. Лекции по клинической патологии. М.; ГЭОТАР-Медиа. 2008. 463 с

7. Панин Л.Е., Маянская Н.Н. Лизосомы: роль в адаптации и восстановлении. Новосибирск: Наука. 1987. С.198.

8. Пигаревский В.Е.// Клин. морфология нейтрофильных гранулоцитов. Л.,1988. С.3-11

9. Шевченко О.П. и др. Метаболический синдром. М: Реа-форм, 2004. 141 с.

10. Barret A.J. // In: Lysosomes a Laboratory Handbook. Amsterdam - London Publ. Co. 1972. P.46-120.

11. DeDuve C. // Eur J Biochem. 1983. Vol.137, №3.P.391.

12. Nagele H. et а1. // Clin Biochem. 1997. Vol,30. №7. P. 531.

13. Wattiaux R. et а1. // FEBS Letters. 1997. Vol.417. №2. P. 199-202.

УДК: 613.955/.956:614.2

МЕДИЦИНСКАЯ ЭКСПЕРТИЗА ПЕДАГОГИЧЕСКИХ ИННОВАЦИОННЫХ ПРОГРАММ

А.В. ШИШОВА, Л.А. ЖДАНОВА*

Ключевые слова: информационная нагрузка, экспертиза

В настоящее время отмечается увеличение информационных и учебных нагрузок на детей, растет количество педагогических инновационных программ. Наряду с применением новых педагогических технологий, нередко имеет место увеличение учебной нагрузки и интенсификация учебного процесса. Повышенные нагрузки, будучи не адекватными психофункциональным возможностям ребенка, могут приводить к заболеваниям. В таких учреждениях неблагоприятная динамика состояния здоровья учащихся особенно выражена. Проведенные нами исследования показали, что отклонения здоровья учащихся специализированной школы с углубленным изучением иностранного языка более выражены по сравнению с традиционной школой и проявляются увеличением числа часто болеющих детей в 1,5 раза, возникновением невротических реакций и неврозов (89% и 44% соответственно), аномалий осанки (45% и 2%), снижением остроты зрения (40% и 4%). Наши исследования свидетельствуют, что фактически любое превышение стандартной учебной нагрузки

* Ивановская ГМА 53012 г. Иваново, пр. Ф. Энгельса, д. 8 adm@isma. ivanovo. ru