Применение мультипотентных мезенхимных стволовых клеток для лечения сепсиса

Vereshchagin N.V., Piradov M.A. Principles of management and treatment of patients in the acute phase of stroke. Vestnik intensivnoy terapii. 1997; 1-2: 35. (in Russian) Piradov M.A., Gulevskaya T.S., Gnedovskaya E.V, Ryabinkina Yu.V. et al. The syndrome of multiple organ failure in severe stroke (clinical and morphological research). Nevrologicheskiy zhurnal. 2006; 5 (11): 9-13. (in Russian) Brandstater M.E., Roth E.J., Siebens H.C. Venous thromboembolism in stroke: literature review and implications for clinical practice. Arch. Phys. Med. Rehabil. 1992; 73 (5-S): 379-91.

Kelly J., Rudd A., Lewis R., Hunt B.J. Venous thromboembolism after acute stroke. Stroke. 2001; 32 (1): 262-7.

Rakesh Patel et al. Burder of illness in venous thromboembolism in critical care: a multicenter observation study. J. Crit. Care. 2005; 20: 341-7. Piradov M.A. Hemorrhagic stroke: new approaches to diagnosis and treatment. Nervnye bolezni. 2005; 1: 17-9.

Russian clinical recommendations for diagnosis, treatment and prevention of venous thromboembolic events. Flebologiya 2010; 1: 2: 3-28.

Dennis M., Granswick G., Deary A. et al. Effectiveness of thigh-length graduated compression stockings to reduce the risk of deep vein thrombosis after stroke (CLOTS trial 1): a multicenter, randomised controlled trial. Lancet. 2009; 373 (9679): 1958-65. Naccarato M., Chiodo Grandi F., Dennis M., Sandercock P.A. Physical method of preventing deep vein thrombosis after stroke. Cochrane Database Syst. Rev. 2010; 8: CD001922.

Nurmohamed M.T., van Riel A.M., Henkens C.M. et al. Low molecular weight heparin and compression stockings in the prevention of VTE in neurosurgery. Thromb. Haemost. 1996; 75: 233-8.

Stoyko Yu.M., Zamyatin M.N. Modern possibilities of prevention of thromboem-bolic complications in patients with high or very high risk. Consilium Medicum. Khirurgiya. 2007; 2.

Ryabinkina Yu.V., Piradov M.A., Maksimova M.Yu., Gnedovskaya E.V., Proka-zova P.R. The problems pertaining to the prophylaxis of venous thromboembo-lism following severe stroke. Flebologiya. 2015; 1: 35-9.

Baudo F., Caimi T.M., de Cataldo F. Antithrombin III

Received. Поступила 18.06.15

МЕТОДЫ ТЕРАПИИ СЕПСИСА

© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015 удк 616.94-085.361.4-013.3

Галстян Г.М., Макарова П.М., Паровичникова Е.Н.

ПРИМЕНЕНИЕ МУЛЬТИПОТЕНТНЫХ МЕЗЕНХИМНЫХ СТВОЛОВЫХ КЛЕТОК

ДЛЯ ЛЕЧЕНИЯ СЕПСИСА

ФГБУ Гематологический научный центр Минздрава РФ, Москва

Приводится описание мультипотентных мезенхимных стромальных клеток (ММСК), освещаются механизмы, эффекты и возможности применения ММСК для лечения сепсиса и септического шока, приводится обзор экспериментальных данный: по применению ММСК при сепсисе, полученных как в исследованиях на клеточных культурах, так и в различный: моделях сепсиса у животных.

Ключевые слова: мезенхимные стромальные клетки; сепсис; септический шок; нейтропения; толл-подобные рецепторы 4; фактор некроза опухоли альфа; макрофаги; интерлейкин-10; интерлейкин-6; циклооксиге-наза 2; простагландин Е2; липополисахарид. Для цитирования: Анестезиология и реаниматология. 2015; 60 (5): 59-65.

USE OF MESENCHYMAL STROMAL STEM CELLS FOR THE TREATMENT OF SEPSIS

Galstyan G.M., Makarova P.M., Parovichnikova E.N.

Hematology Research Center of the Ministry of Health of the Russian Federation, Moscow, Russian Federation

The article deals with description of multipotent mesenchymal stromal cells (MMSCs), the mechanisms, the effects and uses of MMSCs for the treatment of sepsis and septic shock, and overview of the experimental data on the use of MMSCs in sepsis obtained in studies in cell cultures and in different models of sepsis in animals.

Key words: multipotent mesenchymal stromal cells, sepsis, septic shock, neutropenia, toll-like receptor 4, tumor necrosis factor-a, macrophages, interleukin-10, interleukin-6, cyclooxygenase 2, prostaglandin E2, lipopolysaccharide, immune response, animal models of sepsis. Citation: Anesteziologiya i reanimatologiya. 2015; 60

REFERENCES

мозгового кровообращения. Ангиология и сосудистая хирургия. 2012; 18 6. (2): 77-81.

15. Dennis M., Granswick G., Deary A. et all, Effectiveness of thigh-length gradu- 7. ated compression stockings to reduce the risk of deep vein thrombosis after stroke (CLOTS trial 1): a multicenter, randomised controlled trial. Lancet. 2009; 373 (9679): 1958-65. 8.

16. Naccarato M., Chiodo Grandi F., Dennis M., Sandercock P.A. Physical method of preventing deep vein thrombosis after stroke. Cochrane Database Syst.

Rev. 2010; 8: CD001922. 9.

17. Nurmohamed M.T., van Riel A.M., Henkens C.M. et al. Low molecular weight heparin and compression stockings in the prevention of VTE in neurosurgery. . Thromb. Haemost. 1996; 75: 233-8. 11

18. Стойко Ю.М., Замятин М.Н. Современные возможности профилактики тромбоэмболических осложнений у пациентов с высоким и очень 12 высоким риском. Consilium Medicum. Хирургия. 2007; 2.

19. Рябинкина Ю.В., Пирадов М.А., Максимова М.Ю., Гнедовская Е.В., 13 Проказова П.Р. Проблемы профилактики венозных тромбоэмболических осложнений при тяжелом инсульте. Флебология. 2015; 1: 35-9.

20. Виленский Б.С. Соматические осложнения инсульта. Неврологический 14 журнал. 2003; 3: 4-10.

21. Baudo F., Caimi T.M., de Cataldo F. Antithrombin III (ATIII) replacement therapy in patients with sepsis and/or postsurgical complications: a controlled doubleblind, randomized, multicenter study. Intensive Care Med. 1998; 24: 336^2. 15.

22. Кириенко А.И., Панченко Е.П., Андрияшкин В.В. Венозный тромбоз в практике терапевта и хирурга. М.: Планида; 2012.

23. Пирадов М.А., Гулевская Т.С., Гнедовская Е.В., Рябинкина Ю.В. и др. 16. Экстрацеребральная патология и синдром полиорганной недостаточности

при тяжелых формах инсульта. Русский медицинский журнал. 2006; 14 (23): 5-1648. 17.

24. Проказова П.Р., Пирадов М.А., Рябинкина Ю.В., Кунцевич Г.И., Гнедовская Е.В., Попова Л.А. Роботизированная механотерапия с использованием тренажера MOTOmed letto2 в комплексной ранней 18. реабилитации больных с инсультом в отделении реанимации и интенсивной терапии. Анналы клинической и экспериментальной 19 неврологии. 2013; 2 (7): 11.

1. Stroke: Diagnosis, Treatment, Prevention: [Rukovodstvo dlya vrachey]. Eds Z.A. Suslina, M.A. Piradova. Moscow: MEDpress-inform; 2009.

2. Stroke Unit Trialists Collaboration: Organised inpatient (stroke unit) care for 29 stroke. Cochrane Database Syst. Rev. 2007: CD000197.

3. Guidelines for Management of.Ischemic Stroke of the European Stroke Organisa- 23 tion. 2008/2009 http://www.eso-stroke.org/recommendations

4. Jauch E. et al. Guidelines for the Early Management of Patients with Acute Ischemic Stroke A Guidelines for Healthcare Professionals grom the American 24 Heart Association/American Stroke Association. Stroke. 2013; 44.

5. Materialy III Rossiyskogo mezhdunarodnogo kongressa "Cerebrovascular pathology and stroke", 6-10 oktyabrya 2014, Kazan'. Zhurnal nevrologii ipsikhiat-rii im. S.S. Korsakova. 2014; 114

Впервые термин "мезенхимные стволовые клетки" для обозначения прилипающих к пластику стромальных клеток костного мозга, способных к дифференцировке в остеобласты, адипоциты и хондробласты, ввел Арнольд Каплан [1]. Поскольку способность к самоподдержанию этих клеток не была подтверждена, мировое сообщество договорилось называть их мультипотент-ными мезенхимными стромальными клетками (ММСК) [2, 3]. Однако описаны эти клетки были в 1968 г. отечественными учеными А.Я. Фриденштейном, К.В. Петраковой, А.И. Куролесовой и Г.П. Фроловой [4]. Отличительными критериями ММСК являются: 1) прилипание к пластику при стандартных условиях культивирования; 2) экспрессия CD105, CD73 и CD90 и отсутствие экспрессии CD45, CD34, CD14, CD11b, CD79, CD19 и HLA-DR; 3) способность дифференцироваться в адипоциты, остеоциты и хондороциты in vitro [3]. ММСК интенсивно изучаются в последние годы в связи с их использованием в клеточной терапии и тканевой инженерии [5, 6] и возможным дальнейшим клиническим применением [7]. Выявлены иммуномодулирующие способности ММСК [8 9], их участие в регенерации тканей скелета [10]. Показана роль ММСК в поддержании кроветворения [11-14].

Считается, что ММСК не подвергаются аллогенному отторжению у человека [15] и поэтому могут быть трансплантированы реципиенту без специальной иммуносупрессии [16], при этом имеются данные об их слабой иммуногенности [17, 18].

Применение ММСК с лечебной целью основано на том, что они выделяют факторы роста, которые регулируют иммунный эффект Т- и В-клеток, дендритных клеток, моноцитов, ней-трофилов, макрофагов, влияя тем самым на эндотелиальную и эпителиальную проницаемость, продукцию противовоспалительных и провоспалительных цитокинов и уменьшая выраженность воспаления [19, 20]. Клинические и экспериментальные исследования показали, что ММСК могут оказывать терапевтическое действие при остром инфаркте миокарда [21, 22], сахарном диабете [23], печеночной недостаточности [24], острой почечной недостаточности [25], для лечения и профилактики острой реакции трансплантат против хозяина, возникающей после трансплантации аллогенных гемопоэтических стволовых клеток [26-28], при блеомицининдуцированном фиброзе легких [29, 30], некротическом энтероколите [31], остром повреждении легких [32-36] и других патологических состояниях. Одним из перспективных направлений применения МСК является их использование для лечения сепсиса.

Цель настоящей работы - осветить механизмы, эффекты и возможности применения ММСК для лечения сепсиса и септического шока.

Обоснованием к применению ММСК при сепсисе являются данные о механизмах их действия, полученные как в исследованиях на клеточных культурах, так и в экспериментах на животных.

На модели смешанных культур ММСК и макрофагов показано, что компонент стенки бактерий липополисахарид (ЛПС), попадая в кровоток, действует на толл-подобные рецепторы 4 (toll-like receptor - TLR), расположенные на ММСК. TLR4 -это рецепторы, необходимые для реализации эффекта ЛПС на ММСК, а через них - на макрофаги. В экспериментах, в которых макрофаги культивировали с ММСК, полученными от Tlr4-/-мышей, т. е. мышей, дефицитных по TLR4, добавление ЛПС не сопровождалось активацией макрофагов, оцениваемой по увеличению содержания интерлейкина-10 (ИЛ-10) в культуральной среде [37]. В неактивном состоянии TLR4 находятся в мембране в мономерном состоянии. Активация TLR4 происходит при их связывании с ЛПС, при этом они димеризуются, что приводит к последующей передаче сигнала внутрь клетки. После активации рецептора он связывается в цитоплазме с TIR-доменсодержащим адаптерным белком MyD88 - белком первичного ответа миело-идной дифференцировки 88. Этот белок необходим для активации нуклеарного фактора кВ (NF-кВ). ММСК от МуD88-/- мышей не стимулируют секрецию ИЛ-10 (см. рисунок) [37].

Второй сигнал ММСК получают от произведенного макрофагами фактора некроза опухоли a (tumor necrosis factor -

Информация для контакта:

Галстян Геннадий Мартинович Correspondence to:

Galstyan Gennadiy; e-mail: gengalst@mail.com

TNFa). На поверхности ММСК презентированы два типа рецепторов к TNF - TNFR-1 и TNFR-2. Для активации ММСК с помощью TNFa необходимы TNFR-1 [37]. TNF-a, связываясь с TNFR1 на поверхности ММСК, как и ЛПС, дает сигнал к активации MyD88, который активирует NF-kB. В результате через 30 мин после воздействия ЛПС в ММСК отмечается активация NF-kB, что приводит к продукции циклооксигеназы 2 (COX2) [37-39]. СОХ2 является важным энзимом в дальнейшей цепи взаимодействия ММСК и макрофагов. О влиянии ЛПС и TNFa на продукцию СОХ2 свидетельствует, что повышенные экспрессия и активация COX2 в ММСК, наблюдаемые через 3 и 5 ч после ЛПС-стимуляции, исчезают, если ММСК предварительно обработать антителами к TNFa или собрать от TLR4-/- мышей, т. е. мышей, у которых отсутствуют рецепторы к ЛПС [37].

СОХ2 катализирует повышенный синтез простагландина Е2. Роль ЛПС и TNFa в продукции простагландина Е2 макрофагами подтверждают эксперименты, в которых обнаружили, что повышение содержания простагландина Е2 в культуральной среде после ЛПС-стимуляции исчезает, если ММСК предварительно инкубировать с антителами к TNF или ММСК получить от TLR4-/- мышей [37].

Помимо опосредованного через рецепторы TNFR-1 и TLR4, в ММСК существует еще один механизм индукции СОХ2 - действие оксида азота (NO), продуцируемого ММСК и/или макрофагами. Ингибирование индуцируемой в ММСК NO-синтазы (iNOS) приводит к уменьшению активности энзима СОХ2 через 1, 3 и 5 ч после ЛПС-стимуляции [37]. Влияние NO подтверждено также в экспериментах, в которых использовали клетки, полученные от Nos2-/- мышей, т. е. мышей, дефицитных по ферменту индуцибельной синтазы оксида азота (iNOS-2). Установлено, что при использовании только костно-мозговых ММСК или только макрофагов от Nos2-/- мышей под действием ЛПС продукция ИЛ-10 сохранялась. Однако, когда использовали одновременно и ММСК, и макрофаги от Nos2-/- мышей, ЛПС не индуцировал продукцию ИЛ-10, т. е. существует два источника iNOS-2 - ММСК и макрофаги, а NO может быть продуцирована либо ММСК, либо макрофагами. Чтобы показать, что этот эффект связан с потерей iNOS активности и прекращением продукции NO, добавляли S-nitroso-N-acetylpenicillamine(SNAP) -внешний донор NO к системе. SNAP полностью восстанавливал способность Nos2-/- клеток повышать продукцию ИЛ-10 в ответ на ЛПС [37].

Простагландин Е2 влияет на продукцию цитокинов макрофагами, действуя на специфические рецепторы ЕР2 и ЕР4, расположенные на поверхности ММСК, которые перепрограммируют макрофаги [40]. В результате уменьшается высвобождение макрофагами провоспалительных цитокинов TNFa и ИЛ-6 и повышается высвобождение противовоспалительного цитокина ИЛ-10. ИЛ-10 снижает экстравазацию и миграцию нейтрофилов в инфицированные ткани и нейтрофилопосредованное повреждение тканей за счет уменьшения продукции миелопероксидазы [39]. Для изучения этого взаимодействия использовали антагонисты различных рецепторов простагландинов и макрофаги от мышей, дефицитных по различным рецепторам простагланди-нов. В этих экспериментах использование антагонистов рецепторов ЕР1 и ЕР3, на которые не действует простагландин Е2, либо макрофагов от Ptger1-/-- и Ptger3-/--мышей, т. е. животных, у которых отсутствуют ген, кодирующий соответственно рецепторы ЕР1 и ЕР3, не влияло на ЛПС-индуцированную секрецию ИЛ-10 макрофагами [37]. Применение в культуре клеток антагонистов рецепторов ЕР2 и ЕР4, специфичных для простагландина Е2, либо макрофагов от Ptger2-/-- и Rger4-ь-мышей, т. е. мышей, у которых отсутствуют ген, кодирующий соответственно рецепторы ЕР2 и ЕР4, предупреждало повышение секреции ИЛ-10, вызванное ЛПС. Таким образом, именно рецепторы ЕР2 и ЕР4 ответственны за опосредованное ММСК повышение секреции ИЛ-10 макрофагами под действием ЛПС. Для реализации этого эффекта необходимо взаимодействие ЛПС с рецепторами TLR4, поскольку добавление ЛПС в среду, где культивировались макрофаги совместно с ММСК, полученными от Tlr4-/- мышей, не увеличивало продукцию ИЛ-10 [37].

Таким образом, ММСК отвечают на наличие инфекционного агента увеличением синтеза простагландина Е2, активацией рецепторов простагландина Е2 на макрофагах, увеличением синтеза ИЛ-10 и уменьшением синтеза ИЛ-6 и TNFa. Схема взаимодействия ММСК и макрофагов представлена на рисунке.

ММСК взаимодействуют и с другими клетками, отвечающими за иммунный ответ. ММСК способствуют бактериальному киллингу и клиренсу через паракринные взаимодействия с локальными иммунными клетками. Mei и соавт. [57], показали, что ММСК способны регулировать гены в макрофагах, ответственных за фагоцитоз, в результате отмечено значимое улучшение бактериального клиренса. При сепсисе происходит активация нейтро-филов, которые высвобождают про-воспалительные цитокины, мигрируют в ткани, где выделяют энзимы, реактивный кислород, что приводит к органной дисфункции [41]. Паракринные сигналы из ММСК ослабляют продукцию провоспали-тельных цитокинов макрофагами и ингибируют нейтрофильный хемотаксис, уменьшают трансмиграцию

нейтрофилов и вызванные сепсисом повреждения легких, печени, почек [41].

ММСК замедляют созревание В-клеток и нарушают в них переключение синтеза антител, подавляя хемотаксис и регулируя тем самым синтез антител [41]. Секретируемые ММСК растворимые факторы (трансформирующий ростовой фактор ß - Transforming growth factor ß - TGF-ß), факторы роста ге-патоцитов (hepatocyte growth factor - HGF, простагландин Е2 и NO) ингибируют пролиферацию Т-клеток и продукцию цито-кинов [41]. ММСК подавляют секрецию провоспалительных цитокинов Т-хелперами (Th1) и повышают секрецию ИЛ-4 ^2-клетками, способствуют образованию Т-регуляторных клеток [42, 43], уменьшают цитотоксический эффект цитолитиче-ских Т-клеток (CTLs) [44]. ММСК подавляют также секрецию TNF дентритными клетками и ингибируют их созревание [19, 41]. ММСК ингибируют активацию цитотоксического эффекта натуральных киллеров [45]. Иммуномодулирующий паракрин-ный эффект ММСК - это обоюдоострый меч. Если при развитии сепсиса подавление продукции цитокинов позволяет редуцировать воспаление и повреждение органов, то избыточная супрессия В- и Т-клеток может быть вредна при позднем сепсисе. Это означает, что важно определить временно) й интервал, когда наиболее целесообразно использовать ММСК в лечении сепсиса.

Помимо исследований на клеточных культурах, действие ММСК при сепсисе изучено в экспериментах на животных. Различают [41] три основных модели сепсиса, воспроизводимых на мышах: 1) лигирование и пункция слепой кишки (cecal ligation & puncture-CLP), когда одно или два пункционных отверстия, сделанных дистальнее места перевязки слепой кишки, позволяют поступать кишечному содержимому в перитонеальную полость, создавая картину полимикробного сепсиса; 2) перитонит, вызванный установкой стента в восходящую толстую кишку (colon ascendens stent peritonitis - CASP), также воспроизводит полимикробный сепсис, при котором тяжесть сепсиса определяется диаметром стента и количеством утекающего в брюшную полость кишечного содержимого; 3) эндотоксемия, вызванная инъекцией ЛПС в брюшную полость или хвостовую вену, воспроизводит грамотрицательный сепсис [41]. Основные работы по применению ММСК при различных моделях сепсиса приведены в таблице.

В целом ряде работ показано, что при различных моделях сепсиса введение ММСК способно увеличить выживаемость подопытных животных. В работе A. Krasnodembskaya и соавт. [46] перитонит у мышей вызывали при помощи интраперитоне-ального введения Pseudomonas aeruginosa. Через 1 ч после индукции сепсиса внутривенно вводили ММСК (1 • 106 клеток), в контрольных группах вместо ММСК вводили фибробласты или фосфатный буфер. Животных наблюдали в течение 48 ч. Выживаемость оказалась больше в группе мышей, получивших инъекции ММСК, чем в контрольных группах: 75% в основной группе, 40% и менее в контрольных группах.

В исследовании S. Hall и соавт. [47] на CLP-модели сепсиса показано, что введение ММСК приводит к уменьшению смерт-

Молекулярные механизмы взаимодействия ММСК и макрофагов при сепсисе (переработанный и дополненный по работам Tyndall A. и Pistoia V. [39] и K. Nemeth и соавт. [37]).

ности у мышей по сравнению с животными контрольной группы, получившими вместо ММСК фибробласты.

В метаанализе канадских исследователей [48], посвященном преклиническому использованию ММСК при септическом шоке, отобрали 9 из 3016 опубликованных работ: в 3 из них использовали CLP-модель сепсиса, в 6 - модель эндотоксинемии. Лечение ММСК по сравнению с контролем приводило к уменьшению смертности во всех точках наблюдения: менее 2 дней (OR 0,24, 95% CI 0,10-0,61; n = 5), 2-4 дня (OR 0,19, 95% CI 0,07-0,53; n = 4) и более 4 дней (OR 0,27, 95% CI 0,08-0,91; n = 2).

В исследовании K. Nemeth и соавт. [37] использовали CLP-модель сепсиса у мышей. В группе, в которой в момент проведения операции внутривенно вводили 106 ММСК, выживаемость спустя 4 сут составила 50%, в группе, в которой вместо ММСК вводили фосфатный буфер, умерли все животные. Положительный эффект, оказанный на выживаемость, получен и в случаях, когда ММСК вводили за 24 ч или через 1 ч после выполнения CLP. В противоположность этому внутривенное введение фи-бробластов, цельного костного мозга или убитых нагреванием ММСК не влияло на выживаемость мышей.

В рандомизированном исследовании C. Luo и соавт. [49] при CLP-модели сепсиса на 7-е сутки выживаемость среди мышей, получивших внутривенно через 3 ч после операции CLP 106 ММСК, составила 58%, в то время как в контрольной группе, в которой вводили 0,9% раствор натрия хлорида, только 30% [49].

Поскольку смертность при сепсисе определяется прежде всего полиорганной дисфункцией, исследовали функции отдельных органов. В исследовании S. Shin и соавт. [36] эндоток-синемия была индуцирована внутривенным введением 10 мг/кг ЛПС. В зависимости от метода лечения животных поделили на 3 группы: 1) солевой раствор (n = 5); 2) ЛПС + солевой раствор (n = 5), 3) ЛПС + ММСК (2 • 106) из жировой ткани (n = 5). Лечение ММСК уменьшало воспалительные изменения в легких, предупреждало апоптоз в почках и уменьшало полиорганные повреждения. Функция почек, оцененная по уровню сывороточного креатинина, была лучше в группе мышей, которым вводили ММСК за 24 ч до выполнения CLP, чем в контрольной группе [37]. В другом исследовании [49] при острой почечной недостаточности, ассоциированной с сепсисом, вызванным CLP, внутривенное введение 1 • 106 ММСК через 3 ч после операции приводило к уменьшению сывороточных концентраций креатинина, мочевины, улучшению функций канальцев, а также экспрессии мРНК ИЛ-6, ИЛ-17, TNFa и нейтрофильной инфильтрации почек по сравнению с контрольной группой, получившей 0,9% раствор хлорида натрия. Считают [49], что ММСК оказывают протективное влияние на почки за счет паракринного действия, а не прямого межклеточного взаимодействия.

Во многих работах показано благоприятное влияние ММСК на индуцированное эндотоксином острое повреждение легких. ММСК уменьшали проявления острого воспаления легких, вызванного эндотоксином [32, 33], причем даже в тех случаях, когда не достигалось уменьшения выживаемости животных [32]. Одно из первых исследований, использовавших ММСК у мышей с

Эффекты ММСК в моделях сепсиса на животных

Авторы

Модель сепсиса

Время введения ММСК

Длительность исследования

Эффекты

K. Nemeth и соавт. [37] CLP 1 ч после CLP

E. Gonzalez-Rey и соавт. [51]

Там же

S. Mei и соавт. [57]

CLP 4 ч после CLP

ЛПС 30 мин после введения ЛПС

4 сут

для оценки выживаемости

6 ч для оценки ex vivo функций макрофагов

24 ч - оценка цитокинов, сосудистой проницаемости

10 сут

для оценки выживаемости

24 ч - оценка бактериальной нагрузки

4 сут - оценка выживаемости

24 ч для прочего

CLP 6 ч после CLP 28 ч

B. Weil и соавт. [58] ЛПС 1 ч после 6 ч

введения ЛПС

H. Yagi и соавт. [59] ЛПС сразу после ЛПС 24 ч

M. Manukyan и соавт. ЛПС 1 ч после 6 ч

[60] введения ЛПС

B. Mei и соавт. [57]. ЛПС 1 ч после 6 ч

введения ЛПС

A. Krasnodembskaya ЛПС и соавт. [46]

| Выживаемость, 4 провоспалительные цитокины

| ИЛ-10, улучшение функций печени, почек, поджелудочной железы

4 Некрозы в селезенке, 4 сосудистая утечка в печени, 4 сосудистая утечка в почках, 4 трансмиграция нейтрофилов

| Выживаемость

4 Провоспалительные цитокины, 4 трансмиграция нейтрофилов, 4 бактериальная нагрузка в печени/ селезенке

| Выживаемость

4 Провоспалительные цитокины, | ИЛ-10, 4 трансмиграция нейтрофилов

| Выживаемость, 4 провоспалительные цитокины, 4 воспаление в легких, улучшение функции почек, | бактериальный клиренс в селезенке

4 Провоспалительные цитокины, | ИЛ-10, улучшение функции сердца

Улучшение функций печени/почек, | ИЛ-10, 4 повреждение легких

4 Провоспалительные цитокины, улучшение функции сердца

4 Провоспалительные цитокины, | ИЛ-10, улучшение функции сердца

| Выживаемость, | тромбоциты, | РА1-1

Примечание. CLP - лигирование и пункция слепой кишки, ЛПС - модель сепсиса с введением ЛПС, PAI-1 - ингибитор активатора плазминогена I типа.

эндотоксинемией, выполнено Xu и соавт. в 2007 г. [50]. Они показали, что ММСК значительно уменьшают эндотоксининдуци-рованное повреждение легких: в легких мышей, получивших эндотоксин, выявляли нейтрофильную инфильтрацию, в то время как в легких мышей, получивших вместе с эндотоксином ММСК, через 6 и 48 ч почти полностью исчезала нейтрофильная инфильтрация. В проспективном рандомизированном контролируемом исследовании [33] 25 мкл ЛПС или стерильного 0,9% раствора натрия хлорида вводили интратрахеально мышам. Спустя 20 мин мыши были рандомизированы на две группы и получали либо 3 • 105 ММСК, либо фосфатный буфер. В группе ММСК было менее выражено ЛПС-индуцированное легочное воспаление, что доказывалось уменьшением концентрации белка и количества нейтрофилов в альвеолярной жидкости, уменьшением эндоте-лиальной и альвеолярной проницаемости, а также менее выраженной нейтрофильной (экспрессия Ly6G) и макрофагальной (экспрессия CD68) инфильтрацией. Лечение с помощью ММСК редуцировало количество циркулирующих макрофагов/нейтро-филов (CDllb-экспрессирующие клетки), а также снижало уровень системных провоспалительных хемокинов, таких как ма-крофагальный воспалительный протеин-1-y, В-лимфоцитарный хемоаттрактант, ИЛ-12. N. Gupta и соавт. [34] обнаружили, что при индуцированном эндотоксином остром повреждении легких интрапульмональное введение ММСК улучшало выживаемость животных по сравнению с мышами, которым вводили солевые растворы (соответственно 80 и 42%), а также фибробласты и апоптотические ММСК. По сравнению с мышами, которым инъецировали фибробласты, у мышей, которым вводили ММСК, были менее выражены отек и гистологические изменения в легочной ткани [34]. Исследована способность человеческих алло-генных ММСК разрешать отек легких на ex vivo перфузируемых легких человека, поврежденных эндотоксином [35]. Легочное повреждение вызывали инсталляцией эндотоксина Escherichia

coli в среднюю долю правого легкого. Сравнивали эффекты капельного введения ММСК или культуральной среды от ММСК, в качестве контроля использовали фибробласты человека. Эндотоксин вызывал картину острого нейтрофильного воспаления в правой средней доле, 3-кратное увеличение сосудистой проницаемости, увеличение количества внесосудистой воды легких, снижение альвеолярного клиренса жидкости до нуля (в норме 18-20% в час). ММСК, введенные через час после эндотоксина в ту же долю легкого, восстанавливали до нормы нарушенную сосудистую проницаемость, содержание уровня внесосудистой воды в легких, альвеолярный клиренс жидкости и уменьшали нейтрофильную инфильтрацию и утолщение легочных септ.

ММСК уменьшали проявления энтероколита при сепсисе. В рандомизированном исследовании С. Tayman и соавт. [31] у крыс с некротизирующим энтероколитом интраперитонеальное введение ММСК позволило получить не только большую прибавку массы тела, но и менее выраженные гистологические признаки повреждения кишечника по сравнению с животными, не получившими ММСК.

Отмечено влияние ММСК на функции печени, поджелудочной железы при сепсисе. В группе мышей, которым вводили ММСК за 24 ч до выполнения CLP, сывороточные концентрации трансаминаз и амилазы были ниже, чем в контрольной группе. Значимо снижено и количество апоптотических и некротических клеток в селезенке у мышей, получивших ММСК, по сравнению с контролем [37]. При метаанализе 9 исследований, касающихся лечения септического шока у животных [48], через 24 ч после индукции сепсиса введение ММСК по сравнению с контролем приводило к меньшей легочной нейтрофильной инфильтрации (OR 0,59, 95% CI 0,37-0,96; n = 2), уменьшению концентрации креатинина (OR 0,66, 95% CI 0,50-0,0.89; n = 3), а также прослеживалась тенденция к снижению содержания аспартатами-нотрансферазы (OR 0,81, 95% CI 0,64-1,02; n = 3).

Каким же образом реализуется терапевтический эффект ММЖ при сепсисе? Этому феномену может быть дано несколько объяснений.

Отмечается вклад нейтрофилов в реализацию терапевтического эффекта ММЖ при сепсисе: положительный эффект ММЖ на выживаемость исчезал, если перед CLP у животных проводилась деплеция нейтрофилов, введение ММЖ сопровождалось повышением в 5-6 раз фагоцитарной активности ней-трофилов, в то время как введение фибробластов не влияло на фагоцитарную активность нейтрофилов [47].

По другим данным [46] при сепсисе у мышей, вызванном Pseudomonas aeruginosa, фагоцитарная активность нейтрофилов не менялась после введения ММЖ по сравнению с контролем. В то же время фагоцитарная активность моноцитов, изолированных из крови обработанных ММЖ мышей, была выше, чем тот же показатель у мышей в контрольных группах. Была повышена также активность макрофагов в селезенке (экспрессирующие CD163- и CD206-спленоциты) у мышей, которым инъецировали ММЖ, по сравнению с животными из контрольных групп [46]. Повышение фагоцитарной активности моноцитов сопровождалось значимым уменьшением бактериальных колониеобразую-щих единиц (КОЕ) Pseudomonas aeruginosa в крови у получавших ММЖ мышей. Е. Gonzalez-Rey и соавт. [51] показали, что введение ММЖ значительно улучшает бактериальный клиренс из поврежденных органов за счет повышения фагоцитарной активности резидентных макрофагов.

Помимо изменения фагоцитарной активности, отмечен прямой антимикробный эффект ММЖ у мышей in vivo. При исследовании пневмонии A. Krasnodembskaya и соавт. [46] показали, что ММЖ секретируют антимикробные пептиды LL37 в ответ на стимуляцию Escherichia coli, которые обладают бактерицидным действием. Anti-LL37-антитела частично редуцируют антимикробную активность ММЖ, потому что у мышей, получавших антитела anti-LL37, только уменьшался рост патогенов в жидкости бронхоальвеолярного лаважа. В то же время в экспериментах in vitro показано, что ММЖ не способны убивать Escherichia coli [51]. Несоответствие результатов этих исследований отражает различия в моделях сепсиса in vitro и in vivo.

Повышенный бактериальный клиренс отмечен в рандомизированном исследовании [49], в котором при CLP-модели сепсиса у мышей, которым вводили ММЖ, через 3 ч после CLP выявлялось значительно меньше бактериальных колоний в крови, чем у тех животных, которые не получали эти клетки [49]. При метаанализе [48] у экспериментальных животных с сепсисом при введении ММЖ по сравнению с контролем бактериальный уровень КОЕ был снижен в крови (OR 0,37, 95% CI 0,25-0,54; n = 2), в селезенке (OR 0,37, 95% CI 0,22-0,63; n = 2) и в брюшной полости (OR 0,69, 95% CI 0,63-0,75; n = 2).

Чтобы понять, где действуют ММЖ, вводимые клетки пометили специальным флюоресцентным красителем CFDA-SE (carboxyfluorescein diacetate succinimidyl ester). ММЖ определялись в крови в течение 1-го часа после их введения, затем большое их количество было обнаружено в легочной паренхиме, селезенке и почках. Меченые ММЖ в легких окружены макрофагами. Количество ММЖ в легких со временем постепенно уменьшалось и спустя 24 ч после введения определялось лишь небольшое их количество [37]. В другой CLP-модели сепсиса также отмечено, что инъецированные ММЖ обнаруживаются в легких, селезенке и абдоминальных лимфатических узлах, но не в почках [49].

Исследования на животных показали, что введение ММЖ улучшает репарацию тканей. Они обладают "эффектом дома" (хоминг-эффектом). Поврежденный орган посылает сигналы в кровоток, которые распознаются мезенхимными клетками, они мигрируют с током крови к поврежденной ткани, встраиваются в нее и либо перерождаются в специфические клетки конкретного органа, либо оказывают трофическое действие. Это свойство получило название "хоминг-эффект" (homing effect). При внутривенном введении ММЖ способны мигрировать вдоль хемотаксического градиента к поврежденным тканям, таким как легкие, миокард, мозг, печень и почки. Одна из важнейших молекул этого эффекта - молекула сосудистой клеточной адгезии 1-го типа (vascular cell adhesion molecule-1-VCAM-1). Экспрессия VCAM-1 индуцируется TNFa. Cпособность ММЖ трансмигрировать через экстрацеллюлярный матрикс зависит от индуцированных воспалительными цитокинами матриксных

металлопротеаз и тканевых ингибиторных матриксных протеаз. Возможно, эндогенные ММСК подвергаются мобилизации, хомингу и трансмиграции. В качестве хемоаттрактантов в хоминг-эффекте ММСК участвуют моноцитарный хемоаттрактантный протеин (Monocyte chemoattractant protein 1 (MCP-1) и MCP-3)), фактор роста стволовых клеток (StemCellFactor - SCF), сосудистый эндотелиальный фактор роста (vascular endothelial growth factor - VEGF), ИЛ-6, ИЛ-8 [41]. В хоминге ММСК участвуют также медиаторы: стромально-клеточный фактор (Stromalcell-derivedfactor - SDF-1/CXCL12, фактор, индуцируемый гипоксией фактор 1 (hypoxia-induced factor 1 - HIF-1). Эта способность ММСК к хомингу, когда они достигают поврежденного органа, делает их потенциально пригодными для лечения полиорганной дисфункции при сепсисе. Однако не количество введенных или мигрировавших в ту или иную ткань ММСК определяет их терапевтический эффект. При индуцированном сепсисом повреждении легких спустя 48 ч в легочной ткани приживается лишь 5% введенных ММСК [34]. Поэтому терапевтический эффект ММСК при сепсисе опосредован прежде всего их паракринным действием, сдвигом от провоспалительного к противовоспалительному ответу [34].

В эффектах ММСК при сепсисе большое значение придается макрофагам и ММСК-макрофагальному взаимодействию. Это подтверждено в экспериментах [37].

Лечение с помощью ММСК приводило у мышей к уменьшению количества циркулирующих моноцитов, вследствие их инвазии в ткани, и к увеличению количества циркулирующих ней-трофилов [37]. В эксперименте [37] с помощью иммуноцитохи-мического исследования обнаружили значительное увеличение количества легочных моноцитов и макрофагов у мышей после CLP по сравнению с неоперированными животными. Это увеличение полностью исчезало, если предварительно выполнялась деплеция циркулирующих моноцитов с помощью клодронат-на-груженных липосом. Чтобы подтвердить эти гистологические изменения, использовали сортировку клеток с активированной флюоресценцией (fluorescence-activatedcellsorting - FACS) у обработанных и необработанных ММСК мышей [37]. Обнаружили увеличение уровня моноцитов, но не лимфоидных клеток в легких. Моноциты и макрофаги (СD11b+) выделяли из легких мышей, которым инъецировали и не инъецировали ММСК [53], их помещали в культуру и повторно стимулировали ЛПС. Спустя 3 и 5 ч после ЛПС стимуляции ex vivo моноциты и макрофаги мышей, которым вводили ММСК, продуцировали больше ИЛ-10, чем эти же клетки, выделенные из необработанных ММСК мышей. Чтобы подтвердить увеличение продукции ИЛ-10 вследствие непосредственного взаимодействия ММСК, моноцитов и макрофагов, ММСК и макрофаги культивировали вместе или помещали в систему Transwell, позволяющую отделить их друг от друга проницаемой мембраной, затем помещали макрофаги в кондиционированную среду от ММСК. Если макрофаги напрямую контактировали с ММСК, продукция ИЛ-10 в ответ на ЛПС-стимуляцию была значительно больше, чем когда они культивировались в системе Transwell без прямого контакта с ММСК или были помещены в кондиционированную ММСК среду.

Введение ММСК приводит к уменьшению секреции про-воспалительных цитокинов. У мышей с CLP-моделью сепсиса через 24 ч после инъекции ММСК отмечено значимое снижение сывороточных концентраций TNFa и ИЛ-6 по сравнению с не-инъецированными мышами [37]. Сывороточная концентрация интерферона-Y не изменялась после введения ММСК, в то время как концентрация ИЛ-10 повысилась спустя 3 ч после введения ММСК, удвоилась через 6 ч и сохранялась повышенной через 12 ч [37]. При метаанализе [48] показано, что в большинстве экспериментов на животных в результате лечения ММСК по сравнению с контрольными группами через 6 ч после индукции сепсиса в крови были снижены концентрации TNFa (OR 0,71, 95% CI 0,57-0,90; n = 4) ИЛ-1Р (OR 0,73, 95% CI 0,57-0,93; n = 3), интерферона-у (OR 0,53, 95% CI 0,34-0,83; n = 2), а концентрация ИЛ-10 была повышена (OR 1,19, 95% CI 1,03-1,38; n = 3). В то же время имеются отдельные работы [46], в которых не выявили различий в плазменных уровнях TNF a, ИЛ-10 между группами обработанных и необработанных ММСК животных.

Важный компонент протективного действия ММСК при сепсисе - это ИЛ-10. Если в эксперименте [37] до выполнения CLP мышам предварительно вводили антитела к ИЛ-10 или антитела к рецепторам ИЛ-10, то введение ММСК не влияло на выжива-

емость животных. Чтобы доказать, что в данном случае ИЛ-10 продуцируется макрофагами, а не вводится вместе с ММСК, использовали ММСК от IL-10-/- мышей. Введение этих ММСК по-прежнему позволило улучшить выживаемость животных после CLP, свидетельствующую, что источником ИЛ-10 является эндогенная популяция клеток.

Выработавшийся в результате взаимодействия ММСК и макрофагов ИЛ-10 способен ингибировать качение, адгезию и проникновение в ткани нейтрофилов [54]. После CLP у инъецированных ММСК мышей в крови было значительно больше циркулирующих нейтрофилов, чем у неинъецированных мышей, что может способствовать клиренсу бактерий из крови [37]. В то же время количество миелопероксидазы в тканях значительно меньше у не получавших, чем у получивших ММСК, мышей, что свидетельствует о меньшей инвазии нейтрофилов в ткани у последних [37]. Таким образом, внутривенная инъекция ММСК в экспериментальной модели сепсиса позволяет достичь баланса между увеличением количества циркулирующих нейтрофилов, обеспечивая тем самым бактериальный киллинг, и уменьшением органного повреждения вследствие инвазии лейкоцитов в ткани.

В процессе ответа на введение ММСК имеет значение половая принадлежность ММСК. В ответ на стимуляцию ЛПС ММСК от самок по сравнению с ММСК от самцов мышей вырабатывают больше фактора роста сосудистого эндотелия. На ММСК от самок меньше экспрессия TNFa, чем от самцов [55]. Это может быть одним из объяснений феномена меньшей смертности от сепсиса среди женщин, чем мужчин.

Клиническая эффективность ММСК при сепсисе не изучена. Хотя существуют примеры использования ММСК в клинической практике для лечения, например, реакции трансплантат против хозяина у больных после трансплантации аллогенных гемопо-этических стволовых клеток, в которых доказана безопасность их применения [56]. Исследования по применению ММСК при септическом шоке только запланированы, их результаты пока не опубликованы. В настоящее время зарегистрированы 3 исследования по изучению применения ММСК при септическом шоке: голландское исследование NTR3495 из университета Роттердама, канадское из университета Оттавы и российское исследование RuMCeSS (NCT 01849237) по применению ММСК у больных с септическим шоком в состоянии агранулоцитоза.

Результаты этих исследований планируется опубликовать в ближайшее время.

REFERENCES. *ЛИТЕРАТУРА

1. Caplan A.I. Mesenchymal stem cells. J. Orthop. Res. 1991; 9 (5): 641-50.

2. Horwitz E.M., Le Blanc K., Dominici M. et al. Clarification of the nomenclature for MSC: The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2005; 7 (5): 393-5.

3. Dominici M., Le Blanc K., Mueller I. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2006; 8 (4): 315-7.

4. Friedenstein A.J., Petrakova K. V, Kurolesova A.I. et al. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation. 1968; 6 (2): 230-47.

5. Panetta N.J., Gupta D.M., Longaker M.T. Bone regeneration and repair. Curr. Stem Cell Res. Ther. 2010; 5 (2): 122-8.

6. Parekkadan B., Milwid J.M. Mesenchymal stem cells as therapeutics. Annu. Rev. Biomed. Eng. 2010; 12: 87-117.

7. Murphy M.B., Moncivais K., Caplan A.I. Mesenchymal stem cells: environmentally responsive therapeutics for regenerative medicine. Exp. Mol. Med. 2013; 45: e54.

8. Zhao S., Wehner R., Bornhäuser M. et al. Immunomodulatory properties of mesenchymal stromal cells and their therapeutic consequences for immune-mediated disorders. Stem Cells Dev. 2010; 19 (5): 607-14.

9. Gebler A., Zabel O., Seliger B. The immunomodulatory capacity of mesenchymal stem cells. Trends Mol. Med. 2012; 18 (2): 128-34.

10. Krampera M., Pizzolo G., Aprili G. et al. Mesenchymal stem cells for bone, cartilage, tendon and skeletal muscle repair. Bone. 2006; 39 (4): 678-83.

11. Doan P.L., Chute J.P. The vascular niche: home for normal and malignant hematopoietic stem cells. Leukemia. 2012; 26 (1): 54-62.

12. Ding L., Morrison S.J. Haematopoietic stem cells and early lymphoid progenitors occupy distinct bone marrow niches. Nature. 2013; 495 (7440): 231-5.

13. Guerrouahen B.S., Al-Hijji I., Tabrizi A.R. Osteoblastic and vascular endothe-lial niches, their control on normal hematopoietic stem cells, and their consequences on the development of leukemia. Stem Cells Int. 2011; 2011: 375 857.

14. Greenbaum A., Hsu Y.-M.S., Day R.B. et al. CXCL12 in early mesen-chymal progenitors is required for haematopoietic stem-cell maintenance. Nature. 2013; 495 (7440): 227-30.

15. Aggarwal S., Pittenger M.F. Human mesenchymal stem cells modulate allogeneic immune cell responses. Blood. 2005; 105 (4): 1815-22.

16. Majumdar M.K., Keane-Moore M., Buyaner D. et al. Characterization and

functionality of cell surface molecules on human mesenchymal stem cells. J. Biomed. Sci. 10 (2): 228-41.

17. Nauta A.J., Westerhuis G., Kruisselbrink A.B. et al. Donor-derived mesenchymal stem cells are immunogenic in an allogeneic host and stimulate donor graft rejection in a nonmyeloablative setting. Blood. 2006; 108 (6): 2114-20.

18. Mukonoweshuro B., Brown C.J., Fisher J. et al. Immunogenicity of undif-ferentiated and differentiated allogeneic mouse mesenchymal stem cells. J. Tissue Eng. 2014; 5: 2 041 731 414 534 255.

19. Jones B.J., McTaggart S.J. Immunosuppression by mesenchymal stromal cells: from culture to clinic. Exp. Hematol. 2008; 36 (6): 733-41.

20. Stagg J., Galipeau J. Mechanisms of Immune Modulation by Mesenchymal Stromal Cells and Clinical Translation. Curr. Mol.Med. 2013; 13 (5): 856-67.

21. Lee R.H., Pulin A.A., Seo M.J. et al. Intravenous hMSCs improve myocardial infarction in mice because cells embolized in lung are activated to secrete the anti-inflammatory protein TSG-6. Cell Stem Cell. 2009; 5 (1): 54-63.

22. Miyahara Y., Nagaya N., Kataoka M. et al. Monolayered mesenchymal stem cells repair scarred myocardium after myocardial infarction. Nat. Med. 2006; 12 (4): 459-65.

23. Lee R.H., Seo M.J., Reger R.L. et al. Multipotent stromal cells from human marrow home to and promote repair of pancreatic islets and renal glomeruli in diabetic NOD/scid mice. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 2006; 103 (46): 17 438-43.

24. Parekkadan B., van Poll D., Suganuma K. et al. Mesenchymal stem cell-derived molecules reverse fulminant hepatic failure. PLoS One. 2007; 2 (9): e941.

25. Tögel F., Hu Z., Weiss K. et al. Administered mesenchymal stem cells protect against ischemic acute renal failure through differentiation-independent mechanisms. Am. J. Physiol. Renal Physiol. 2005; 289 (1): F31-42.

26. Introna M., Rambaldi A. Mesenchymal stromal cells for prevention and treatment of graft-versus-host disease: successes and hurdles. Curr. Opin. Organ Transplant. 2015; 20 (1): 72-8.

27. Lim J.H., Lee M.H., Yi H.G. et al. Mesenchymal stromal cells for steroid-refractory acute graft-versus-host disease: a report of two cases. Int. J. Hematol. 2010; 92 (1): 204-7.

28. Kuzmina L.A., Petinati N.A., Parovichnikova E.N. et al. Multipotent Mesenchymal Stromal Cells for the Prophylaxis of Acute Graft-versus-Host Disease-A Phase II Study. Stem Cells Int. 2012; 2012: 968 213.

29. Ortiz L.A., Gambelli F., McBride C. et al. Mesenchymal stem cell engraft-ment in lung is enhanced in response to bleomycin exposure and ameliorates its fibrotic effects. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003; 100 (14): 8407-11.

30. Weiss D.J., Kolls J.K., Ortiz L.A. et al. Stem cells and cell therapies in lung biology and lung diseases. Proc. Am. Thorac. Soc. 2008; 5 (5): 637-67.

31. Tayman C., Uckan D., Kilic E. et al. Mesenchymal stem cell therapy in necrotizing enterocolitis: a rat study. Pediatr. Res. 2011; 70 (5): 489-94.

32. Cribbs S.K., Matthay M. A., Martin G.S. Stem cells in sepsis and acute lung injury. Crit. Care Med. 2010; 38: 2379-85.

33. Chien M.H., Bien M.Y., Ku C.C., Chang Y.C., Pao H.Y., Yang Y.L. et al. Systemic human orbital fat-derived stem/stromal cell transplantation ameliorates acute inflammation in lipopolysaccharide-induced acute lung injury. Crit. Care Med. 2012; 40 (4): 1245-53.

34. Gupta N., Su X., Popov B., Lee J.W., Serikov V., Matthay M.A. Intra-pulmonary delivery of bone marrow-derived mesenchymal stem cells improves survival and attenuates endotoxin-induced acute lung injury in mice. J. Immunol. 2007; 179: 1855-63.

35. Lee J.W., Fang X., Gupta N., Serikov V., Matthay M.A. Allogeneic human mesenchymal stem cells for treatment of E. coli endotoxin-induced acute lung injury in the ex vivo perfused human lung. Proc. Nat. Acad. Sci. U S A. 2009; 106: 16 357-62.

36. Shin S., Kim Y., Jeong S., Hong S., Kim I., Lee W., Choi S. The therapeutic effect of human adult stem cells derived from adipose tissue in endo-toxemic rat model. Int. J. Med. Sci. 2013; 10 (1): 8-18.

37. Nemetth K., Leelahavanichkul A., Yuen P.S., Mayer B., Parmelee A., Doi K. et al. Bone marrow stromal cells attenuate sepsis via prostaglandin E(2)-dependent reprogramming of host macrophages to increase their in-terleukin-10 production. Nat. Med. 2009; 15 (1): 42-9.

38. Brandau S., Jakob M., Bruderek K. et al. Mesenchymal stem cells augment the anti-bacterial activity of neutrophil granulocytes. PLoS One. 2014; 9 (9): e106 903.

39. Tyndall A.,Pistoia V. Mesenchymal stem cells combat sepsis. Nat. Med. 2009; 15 (1): 18-20.

40. Chen C.-P., Tsai P.-S., Huang C.-J. Antiinflammation effect of human pla-cental multipotent mesenchymal stromal cells is mediated by prostaglan-din E2 via a myeloid differentiation primary response gene 88-dependent pathway. Anesthesiology. 2012; 117 (3): 568-79.

41. Wannemuehler T.J., Manukyan M.C., Brewster B.D., Rouch J., Poynter J.A., Wang Y., Meldrum D.R. Advances in Mesenchymal Stem Cell Research in Sepsis. J. Surg. Res. 2012; 173 (1): 113-26.

42. Kinnaird T., Stabile E., Burnett M.S., Lee C.W., Barr S., Fuchs S., Epstein S.E. Marrow-derived stromal cells express genes encoding a broad spectrum of arteriogenic cytokines and promote in vitro and in vivo arteriogen-esis through paracrine mechanisms. Circ. Res. 2004; 19; 94 (5): 678-85.

43. Di Ianni M., Del Papa B., De Ioanni M., Moretti L., Bonifacio E., Cecchini D. et al. Mesenchymal cells recruit and regulate T regulatory cells. Exp. Hematol. 2008; 36 (3): 309-18.

44. Maccario R., Podesta M., Moretta A., Cometa A., Comoli P., Montagna D. et al. Interaction of human mesenchymal stem cells with cells involved in alloanti-gen-specific immune response favors the differentiation of CD4+ T-cell subsets expressing a regulatory/suppressive phenotype. Haematologica. 2005; 90.

45. Spaggiari G.M., Capobianco A., Abdelrazik H., Becchetti F., Mingari M.C., Moretta L. Mesenchymal stem cells inhibit natural killer-cell proliferation, cytotoxicity, and cytokine production: Role of indoleamine 2,3-di-oxygenase and prostaglandin E2. Blood. 2008; 111: 1327-33.

46. Krasnodembskaya A., Samarani G., Song Y., Zhuo H., Su X., Lee J.W. et al. Human mesenchymal stem cells reduce mortality and bacteremia in gramnegative sepsis in mice in part by enhancing the phagocytic activity of blood monocytes. Am. J. Physiol. Lung. Cell. Mol. Physiol. 2012; 302: L1003-13.

47. Hall S.R., Tsoyi K., Ith B., Padera R.F., Lederer J.A., Wang Z. et al. Mesenchymal Stromal Cells Improve Survival During Sepsis in the Absence of Heme OX-ygenase-1: The Importance of Neutrophils Stem Cells. 2013; 31 (2): 397-407.

48. Lalu M.M., McIntyre L., Lamontagne F., Bains J., Mei S.H.J., Fergusson D. et al. Systematic Review And Meta-Analysis Of Mesenchymal Stromal Cells In Pre-Clinical Models Of Septic Shock. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 185; 2012: A2215, www.atsjournals.org

49. Luo C.J., Zhang F.J., Zhang L., Geng Y.Q., Li Q.G., Hong Q. et al. Mesenchymal stem cells ameliorate sepsis-associated acute kidney injury in mice. Shock. 2014; 41 (2): 123-9.

50. Xu J., Woods C.R., Mora A.L., Joodi R., Brigham K.L., Iyer S., Rojas M. Prevention of endotoxin-induced systemic response by bone marrow-derived mesenchymal stem cells in mice. Am. J. Physiol. Lung. Cell. Mol. Physiol. 2007; 293 (1): L131-41.

51. Gonzalez-Rey E., Anderson P., Gonzalez M.A., Rico L., Buscher D., Delgado M. et al. Human adult stem cells derived from adipose tissue protect against experimental colitis and sepsis. Gut. 2009; 58: 929-39.

52. Krasnodembskaya A., Song Y., Fang X., Gupta N., Serikov V., Lee J.W., Matthay M.A. Antibacterial effect of human mesenchymal stem cells is mediated in part from secretion of the antimicrobial peptide LL-37. Stem Cells. 2010; 28: 2229-38.

53. Wang J., Wakeham J., Harkness R., Xing Z. Macrophages are a significant source of type 1 cytokines during mycobacterial infection. J. Clin. Invest. 1999; 103: 1023-9.

54. Cassatella M.A. The neutrophil: one of the cellular targets of interleu-kin-10. Int. J. Clin. Lab. Res. 1998; 28: 148-61.

55. Crisostomo P.R., Wang M., Herring C.M., Morrell E.D., Seshadri P., Meldrum K.K., Meldrum D.R. Sex dimorphisms in activated mesenchymal stem cell function. Shock. 2006; 26 (6): 571-4.

56. Ringden O., Le Blanc K. Mesenchymal stem cells for treatment of acute and chronic graft-versus-host disease, tissue toxicity and hemorrhages. BestPract. Res. Clin. Haematol. 2011; 24 (1): 65-72.

57. Mei S.H., Haitsma J.J., Dos Santos C.C., Deng Y., Lai P.F., Slutsky A.S. et al. Mesenchymal Stem Cells Reduce Inflammation while Enhancing Bacterial Clearance and Improving Survival in Sepsis. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2010; 182 (8): 1047-5.

58. Weil B.R., Herrmann J.L., Abarbanell A.M., Manukyan M.C., Poynter J.A., Meldrum D.R. Intravenous infusion of mesenchymal stem cells is associated with improved myocardial function during endotoxemia. Shock. 2011; 36: 235-41.

59. Yagi H., Soto-Gutierrez A., Kitagawa Y. et al. Bone marrow mesenchymal stromal cells attenuate organ injury induced by LPS and burn. Cell. Transplant. 2010; 19: 823.

60. Manukyan M.C., Weil B.R., Wang Y. et al. Female stem cells are superior to males in preserving myocardial function following endotoxemia. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 2011; 300: R1506.

Received. Поступила 18.04.15

© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2015

УДК 616-001.36-02:616.94]-085.381.015.2:615.246.2]-07

Хорошилов С.Е.1' 2, Никулин А.В.1' 2, Бажина Е.С.1

ВЛИЯНИЕ ЭКСТРАКОРПОРАЛЬНОЙ ДЕТОКСИКАЦИИ НА ТКАНЕВУЮ ПЕРФУЗИЮ

ПРИ СЕПТИЧЕСКОМ ШОКЕ

ФГБНУ НИИ общей реаниматологии им. В.А. Неговского, Москва; 2ФГКУ Главный военный клинический госпиталь им. акад. Н.Н. Бурденко Минобороны России, Москва

Цель исследования - улучшить результаты лечения абдоминального сепсиса путем комплексного применения экстракорпоральных методов лечения под контролем тканевой перфузии. Материал и методы. Обследованы 15 больных абдоминальным сепсисом, у которых диагностирован септический шок. Больные были разделены на 2 группы. В 1-ю группу вошли 7 больных без ОПН, которым выполняли сорбцию липополисахарида. Во 2-ю группу включили 8 больных с ОПН, которым выполнялась продленная гемодиафильтрация независимо от уровня продуктов азотистого обмена с целью купирования системного воспалительного ответа. Динамический мониторинг тканевой перфузии проводился методами допплеровской флоуметрии. Результаты По данным ультразвуковой высокочастотной допплерографии у всех больных с абдоминальным сепсисом регистрируются выраженные нарушения периферического кровообращения, что проявлялось снижением линейных и объемных скоростных показателей кровотока. В результате экстракорпоральной детоксикации улучшались показатели тканевой перфузии. Проведение селективной гемосорбции эндотоксина и гемодиафильтрации оказывает существенный стабилизирующий эффект на допплерографические показатели микроциркуляции: средняя скорость объемного кровотока увеличивалась в 4,5 раза, конечная диастолическая скорость линейного кровотока - на 85%, индекс периферического сопротивления снижался в среднем в 2,8 раза. Мониторинг допплерографических показателей тканевой перфузии позволяет непосредственно отслеживать эффективность экстракорпоральной детоксикации, дополняя данные мониторинга системной гемодинамики. Заключение. Своевременное применение методов экстракорпоральной детоксикации при абдоминальном сепсисе позволяет улучшить тканевую перфузию.

Ключевые слова: абдоминальный сепсис; экстракорпоральная детоксикация; тканевая перфузия; высокочастотная

ультразвуковая допплерография. Для цитирования: Анестезиология и реаниматология. 2015; 60 (5): 65-67.

INFLUENCE OF EXTRACORPOREAL DETOXIFICATION METHODS ON TISSUE PERFUSION IN SEPTIC SHOCK

Khoroshilov S.E.12, Nikulin A.V.12 , Bazhina E.S. 1

1 Negovsky Research Institute of General Reanimatology, Moscow; 2 Burdenko Main Military Clinical Hospital, Ministry of defense of the Russian Federation, Moscow

Objective: To improve the results of abdominal sepsis treatment by comprehensive application of extracorporeal detoxification methods controlled by tissue perfusion. Subject and methods: Fifteen patients with abdominal sepsis were examined, septic shock was diagnosed to all of them. Patients were divided into two groups. The first group (n=7) consists ofpatients with acute renal failure, who had undergone adsorption ofLipopolysaccharide. The second group (n=8) consists ofpatients with acute renal failure, who had undergone prolonged hemofiltration regardless of the products of nitrogen metabolism level to terminate systemic inflammatory response. Dynamic monitoring of tissue perfusion was performed using Doppler ultrasound flowmeter methods. Results: According to high frequency Doppler ultrasound results all the patients with abdominal sepsis have significant peripheral circulatory disorders maintaining in volumetric and linear blood flow velocity reduction. As a result of application extracorporeal detoxification methods indexes of tissue perfusion were improved. Performance of selective endotoxine hemosorbtion and hemofiltration provides substan-