Миосателлитоциты - камбиальный резерв поперечнополосатой мышечной ткани

6

О б з о р ы

ОБЗОРЫ

МИОСАТЕЛЛИТОЦИТЫ - КАМБИАЛЬНЫЙ РЕЗЕРВ ПОПЕРЕЧНОПОЛОСАТОЙ МЫШЕЧНОЙ ТКАНИ

И.А. Одинцова, М.Н. Чепурненко, А.С. Комарова

Военно-медицинская академия им. С.М. Кирова, Санкт-Петербург, Россия

Myogenic satellite cells are a cambial reserve of muscle tissue

I.A. Odintsova, M.N. Chepurnenko, A.S. Komarova

S.M. Kirov Military Medical Academy, Saint-Petersburg, Russia

Обзор посвящен клеточным источникам гистогенеза и регенерации поперечнополосатой скелетной мышечной ткани. Отражена неоднородность камбиальных клеток этой ткани и важная роль микроокружения для обеспечения их активации, пролиферации, дифференцировки и специализации. Рассматриваются вопросы миосателлитоцитогенеза в ходе эмбрионального и постнатального развития. Приводятся сведения о молекулярных маркерах миосателли-тоцитов и некоторых других тканевых элементов. Дискутируются вопросы о немиогенных источниках гистогенеза скелетной мышечной ткани. Подчеркивается актуальность изучения камбиального клеточного резерва для разработки эффективных способов лечения миодистрофий. Анализ экспериментального материала целесообразно проводить с учетом фундаментальных теоретических положений о закономерностях гистогенеза, клеточных дифферонах, учения о стволовых клетках.

Ключевые слова: миогенные стволовые клетки, ми-осателлитоциты, скелетная мышечная ткань, гистогенез, регенерация.

В последние годы возрос интерес исследователей к изучению камбиальных свойств скелетной мышечной ткани. Свидетельством этого служат многочисленные публикации, в том числе обзорного характера, о клеточных источниках ее гистогенеза и регенерации [1—6]. Исследования в указанной области приобретают особую значимость при разработке и внедрении в клиническую практику методов клеточной терапии мышечных дистрофий, а также других заболеваний, связанных с патологией скелетных мышц [7—13]. В настоящее время собран большой фактический материал по развитию мышечной ткани соматического типа в физиологических и экспериментальных условиях, а также при различной патологии [14—21].

Основным источником физиологической и репаративной регенерации скелетной мышечной ткани являются миосателлитоциты, представляющие собой перспективный материал для разработки методов клеточной терапии ряда мышечных заболеваний. Следует отметить, что в 30—40 гг. прошлого столетия, еще до появления первой публикации А. Мау-ро о миосателлитоцитах, отечественный гистолог-эволюционист Н.Г. Хлопин на основе собственных научных наблюдений высказывал предположение о функциональном различии ядер в составе мышечных волокон (МВ) [22]. До сих пор нет единства взглядов на природу миогенных клеток, не описана последовательность ультраструктурных изменений

е-mail: odintsova-irina@mail.ru

The review deals with cell sources of histogenesis and regeneration of striated skeletal muscle tissue. Heterogeneity of cambial cells of this tissue as well as an important role of their microenvironment to provide their activation, proliferation, differentiation and specialization is displayed. Issues of myogenic satellite cells cytogenesis within the embryonic and postnatal development are discussed. The data on molecular markers of myosatellitocytes and some other tissue components are provided. Issues of non-myogenic sources of skeletal muscle tissue histogenesis are discussed. The significance of studying a cambial cell reserve for the development of effective treatment modalities of muscular dystrophy is emphasized. An experimental material should be analyzed with consideration of the fundamental theoretical concepts on the regularities of histogenesis, cell differons, the theory of stem cell.

Key words: myogenic stem cells, myosatellitocytes (myogenic satellite cells), skeletal muscle tissue, histogenesis, regeneration.

в ходе их развития и дифференцировки [15]. Имеются трудности в оценке некоторых фактов, связанные с различными подходами исследователей к трактовке ряда терминов, таких, например, как «стволовая клетка», «камбиальная клетка», «клеточный дифферон» и др. Исследователи продолжают поиск и разработку способов повышения эффективности клеточной терапии мышечных заболеваний, но для этого еще предстоит уточнить целый ряд ключевых вопросов [23—26].

локализация, микроокружение

и неоднородность миосателлитоцитов

Известно, что миосателлитоциты, впервые описанные А. Мауро у амфибий (1961), присутствуют во всех типах скелетных мышечных волокон и располагаются между сарколеммой мышечного волокна и базальной мембраной, в периферических углублениях миосимпластов [1, 27—29]. Имеются сведения, что почти одновременно с А. Мауро другой исследователь — Б. Кац — обнаружил эти клетки в интрафузальных мышечных волокнах, находящихся в составе мышечных веретен [5, 30, 32]. Оба ученых назвали новые клетки одинаково — клетками-сателлитами (спутниковыми клетками) [31, 32]. Согласно современной гистологической номенклатуре, это миосателлитоциты. Считают, что расположение миосателлитоцитов под базальной

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

О б з о р ы

7

мембраной МВ играет важную роль в поддержании их пролиферативного покоя. По длине МВ миосателлитоциты распределены неравномерно: обнаружены места наибольшей концентрации этих клеток. Отмечается частое расположение миоса-теллитоцитов вблизи нервно-мышечных синапсов, мышечно-сухожильных соединений, кровеносных капилляров [33—35]. Авторы предполагают, что тканевые компоненты, входящие в состав именно этих локусов, могут выделять вещества, обеспечивающие оптимальные условия микроокружения для миосателлитоцитов. Высказывается мнение, что факторы, секретируемые тканевыми компонентами микроокружения, могут контролировать как состояние пролиферативного покоя, так и активацию миосателлитоцитов [36—40]. Имеются данные, что количество коллагена и его пространственная ориентация оказывают влияние на пролиферацию и дифференцировку миосателлитоцитов. При усиленном синтезе коллагена I типа уменьшаются длина новообразованных мышечных трубок и количество ядер в них. Существует также точка зрения, что окружающие мышечное волокно кровеносные капилляры могут служить для скелетной мышечной ткани дополнительным источником клеток-предше-ственниц, которые увеличивают количество миоса-теллитоцитов [5, 33].

У взрослых млекопитающих и человека на долю миосателлитоцитов приходится от 1 до 5% от общего количества ядер мышечного волокна [41]. У молодых животных этот показатель может достигать 30%, но с возрастом он снижается [30, 42, 43]. I. Conboy et al. (2003), основываясь на выявлении Pax7, М-кадгерина и молекулы адгезии нейральных клеток (NCAM), подсчитали количество миосателлитоцитов у людей разных возрастных категорий. Оказалось, что число миосателлитоцитов у пожилых людей было в 2 раза меньше, чем у молодых [44]. В работе F. Tedesco et al. (2010) указано, что в сим-пластах мышечных волокон взрослых животных количество ядер в 6—8 раз превышает этот показатель у молодых животных [45]. Вместе с тем, существует мнение, что количество миосателлитоцитов в течение жизни практически не меняется [46]. Возможно, разные мнения связаны с тем, что этот показатель отличается в разных мышцах.

Во многих работах показано, что миосателлитоциты представляют собой гетерогенную и гетеро-морфную клеточную популяцию, включающую «разные подгруппы», каждая из которых характеризуется особыми функциональными и морфологическими признаками [26, 34, 45, 47—49]. Описаны миоса-теллитоциты как округлой, так и овальной формы, с многочисленными отростками и без них [1, 16, 30, 41]. Размер длинной оси клеток варьирует от 10 до 100 мкм [41]. По ультраструктуре различают клетки первого и второго вида [1, 15, 16]. Клетки первого вида характеризуются электронноплотным ядром, вокруг которого имеется узкий ободок цитоплазмы с единичными органеллами. Ядро клеток второго вида электронносветлое, объем цитоплазмы больше, органеллы немногочисленны, но развиты лучше. Усложнение структуры миосателлитоцита связано с увеличением объема эндоплазматической сети, размера митохондрий, субъединиц пластинчатого комплекса [50—52].

Возрастные изменения скелетной мышечной ткани сопровождаются изменением структурно-

функциональных свойств ее тканевых элементов, в том числе и миосателлитоцитов. Выявлено, что у пожилых людей миосателлитоциты характеризуются более высоким уровнем экспрессии TGF-p, который, в частности, индуцирует повышение уровня экспрессии ингибиторов циклинзависимых киназ [44]. Вероятно, это приводит к снижению пролиферативной активности клеток-миосателлитов. В ряде работ представлены сведения о сложных молекулярных механизмах старения миосателлитоцитов [44, 47, 53, 54]. В экспериментах с повреждениями мышц крысы и кролика показано, что миоса-теллитоциты обладают большей устойчивостью к неблагоприятным воздействиям, нежели симпла-стическая часть мышечного волокна [14, 15]. В составе зрелых мышечных волокон миосателлитоци-ты обычно находятся в стадии Go, т.е. митотически инертны [55]. Но они сохраняют способность вступать в митотический цикл (активироваться и пролиферировать) и дифференцироваться, экспрессируя гены мышечно-специфических белков. В пределах одной и той же мышцы миосателлитоциты различаются по пролиферативной активности [42]. Популяция клеток-сателлитов может быть разделена на элементы, которые являются стволовыми клетками и ответственны за самоподдержание, и клетки, которые характеризуются готовностью к быстрому слиянию с симпластом [34]. Имеются сведения, что около 80% миосателлитоцитов участвуют в росте мышечных волокон крыс, инкорпорируясь в состав симпласта, а 20% клеток составляют так называемую резервную популяцию и находятся в фазе G0 [56]. Экспериментальные данные подтверждают мысль о существовании субпопуляций миосател-литоцитов, которые отличаются по длительности митотического цикла, по способности к диффе-ренцировке, по профилю экспрессии молекулярных маркеров [4, 57, 58]. В настоящее время ряд исследований направлены на выявление популяции миосателлитоцитов, которую можно рассматривать в качестве стволовых миогенных клеток [5, 30]. При этом имеется в виду подтверждение их способности к самоподдержанию, в том числе с помощью асимметричных митозов [27, 58]. Длительное сохранение миосателлито-цитов в культуре может сопровождаться либо их дифференцировкой, либо возвращением в состояние, подобное покою, либо гибелью путем апоптоза [28, 59]. Культивирование в обогащенной митоге-ном среде приводит к активации ассоциированных миосателлитоцитов, которые через 30—40 ч начинают делиться [41].

Гипотеза о возможном участии миоядер сим-пластов в регенерации скелетной мышечной ткани обсуждается в ряде работ [1, 15, 60]. Смысл гипотезы заключается в том, что вокруг ядра симпласта формируется цитолемма и происходит сегрегация ядерно-цитоплазматического участка в виде миоса-теллитоцита. Данная гипотеза требует дальнейшей детализации с использованием надежных маркеров, позволяющих проследить судьбу ядерно-саркоплазматических территорий.

Исследователи подчеркивают, что изучение ми-осателлитоцитов в состоянии покоя особенно трудно, поскольку выделение этих клеток для целей культивирования неизменно вызывает их активацию [28, 33]. V. Gnocchi et al. (2009) предлагает следующий методический прием для изучения миоса-

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

8

О б з о р ы

теллитоцитов. Для поддержания митотически инертного состояния (продолжительностью до 2 ч после умерщвления экспериментальных животных) ассоциированных с мышечными волокнами миосател-литоцитов необходимо предварительно расщеплять мышцы в среде DMEM с добавлением 0,2% колла-геназы I типа, а затем 10 мин фиксировать в 4% растворе параформальдегида на фосфатно-солевом буфере [41].

Таким образом, подавляющее большинство авторов отмечают, что клетки, имеющие локализацию, свойственную миосателлитоцитам, характеризуются как структурным, так и функциональным разнообразием. Не существует единого мнения о том, различаются ли миосателлитоциты, входящие в состав МВ различного гистохимического и функционального типов. Отсутствуют сведения об изменении ультраструктуры этих клеток в возрастном аспекте. Анализ современной литературы свидетельствует, что название клеток — «миосателлитоциты» — отражает лишь их топографию. Возможно, в перспективе будут уточняться сведения о различных субпопуляциях клеток-сателлитов, что позволит внести дополнения в ту часть гистологической номенклатуры, которая касается клеточно-дифферонного состава скелетной мышечной ткани.

Молекулярные маркеры

миосателлитоцитов

Иммуноцитохимический метод является одним из основных для идентификации представителей начальных звеньев клеточного дифферона (стволовых клеток и клеток-предшественниц). Число выявляемых в них маркерных белков постоянно возрастает [60—63]. Но, как справедливо замечает Д.Э. Коржевский и соавт. (2010), роль некоторых из них остается пока невыясненной, а степень надежности новых молекулярных маркеров зачастую является дискуссионной [61]. Подчеркивается, что многообразие дифференцировочных маркеров кле-ток-предшественниц, противоречивость результатов применения различных антител создают серьезные трудности в выборе оптимального набора информативных методов, необходимых для оценки активации, пролиферации и дифференцировочных потенций стволовых, «полустволовых» и частично коммитиро-ванных клеток.

К настоящему времени обнаружены молекулярные маркеры для идентификации миосателлитоци-тов, но подавляющее большинство исследователей сходится во мнении, что эти клетки имеют определенные различия в их экспрессии [64—66]. Фактор транскрипции с парным доменом Pax7 представляет собой широко используемый маркер миосател-литоцитов у многих видов позвоночных (от рыб до человека). Считается, что Pax7 имеет определяющее значение для выявления миосателлитоцитов [5, 35]. Однако недавно показано, что эти клетки присутствуют в МВ молодых Рах7-мутантных мышей, но с течением времени погибают, свидетельствуя о том, что Pax7 «необходим для выживания» клеток-миосателлитов. В некоторых миосателли-тоцитах обнаружена экспрессия фактора Pax3. На основе анализа скелетной мышечной ткани мышей с двойной Pax3/Pax7 мутацией высказано предположение, что Pax3 и Pax7 необходимы для выявления всех миогенных стволовых клеток [33]. Существует

мнение о том, что Рах7+-клетки — это миосателлитоциты, а Рах3 + -клетки — миобласты [42]. Имеются указания на то, что миосателлитоциты различаются между собой по экспрессии CD34 и Myf5 [58, 60]. Существует небольшое количество миосателлитоци-тов, которые не экспрессируют ни один из упомянутых факторов, что дает некоторым исследователям основание считать их стволовыми клетками, а не клетками, коммитированными в миогенном направлении [58].

В работе J. Anderson (2006) показано, что изолированные миосателлитоциты имеют следующий профиль экспрессии генов: Pax7+/CD34+/CD45-/ Sca-1-. Автор указывает, что те же маркеры имеют и некоторые гемопоэтические клеточные линии; высказывается предположение о возможности их миогенной дифференцировки [57]. V. Gnocchi et al. (2009) предлагает использовать в качестве молекулярных маркеров покоящихся миосателлитоци-тов у мышей Pax7, М-кадгерин и CD34, синдекан 3 и 4; FoxK1 (ранее известный как ядерный фактор миоцитов); Sox8, Sox15, антитело SM/C2.6, каве-олин-1, интегрин а7, рецептор кальцитонина (CTR) [41]. Для активированных миосателлитоцитов также характерна экспрессия Myf-5, MyoD, Jagged-1, миогенина. И для покоящихся, и для активированных клеток характерны MNF, Pax7, c-met, NCAM, синдекан-4, кавеолин-1, интегрин а7, CTR, эме-рин, ламин А/С. В настоящее время установлены гены, продукты которых непосредственно влияют на пролиферацию миосателлитоцитов [67, 68]. K. Yamanouchi et al. (2007) выявили, что у жвачных животных пролиферирующие миосателлитоциты экспрессируют десмин. Эта исследовательская группа предлагает использовать десмин для выявления делящихся миосателлитоцитов у млекопитающих и птиц [59]. Существует мнение, что экспрессия Myf5 отражает лишь степень активности миосателлитоцитов, а не направление их дифференцировки, за которую отвечает MyoD [34]. При недостатке MyoD пролиферативная активность миосателлитоцитов снижается, а переход к дифференцировке отсрочен по времени. Y. Chen et al. (2005) указывает, что первичный миогенный регуляторный фактор MyoD стимулирует переход миосателлитоцитов в миобласты, а вторичные ми-огенные регуляторные факторы (миогенин и MRF-4) регулируют образование мышечных трубок и МВ [56]. В таблице1 приведены основные маркеры миосателлитоцитов.

Таким образом, анализ публикаций показал, что в отношении ряда молекулярных маркеров сведения различных авторов расходятся. Возможно, это связано с выбором различных экспериментальных животных, их возрастом, функциональным и гистохимическим типом МВ, конкретными условиями анализа in vivo или in vitro и т.п. Данные, касающиеся человека, не всегда аналогичны тем, что получены от животных. Тщательное изучение роли молекулярных маркеров, определение точного профиля экспрессии генов для миосателлитоцитов обеспечит дальнейшее понимание процессов, связанных с их функционированием. Продолжение комплексных исследований позволит выявить новые современные способы регуляции количества и активности миосателлитоцитов, что будет способствовать разработке методов лечения ряда заболеваний скелетных мышц.

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

О б з о р ы

9

Таблица 1. Молекулярные маркеры миосателлитоцитов [по материалам: 3, 13, 34, 41, 45, 62, 69]

Маркер Миосателлитоциты Другие тканевые элементы Локализация маркера

в покое активированные

Pax7 + + Ядро

Pax3 + (только в некоторых мышцах) Миобласты (+/-) Ядро

Myf5 + + Миобласты (+) Ядро

Syndecan 3 and 4 + + Цитолемма

VCAM-1 + + Цитолемма

c-met + + Цитолемма

Foxkl + + Ядро

CD34 + + Цитолемма

M-cadherin + + Миобласты (+) Цитолемма

Caveolin-1 + + Миобласты (+) Цитолемма

a-integrin + + Миобласты (+) Цитолемма

p-integrin + + Цитолемма

CD56 (NCAM) + + Миобласты (+) Цитолемма

SM/C2.6 + + Миобласты (+) Неизвестна

Cxcr4 + (только в одной подгруппе) Цитолемма

Nestin + +/- Миобласты (+) (около 98% клеток), миосимпласты(+) Промежуточные филаменты

Desmin - +/- Миобласты (+) Миосимпласты (+) Промежуточные филаменты

Myogenin - +/- Миобласты (+) Миосимпласты (+) Цитоплазма Ядро

Myod - +/- Миобласты (+) Миосимпласты (+) Ядро

Emerin + + Цитолемма, нуклеоплазма, саркоплазматический ретикулум

Jagged-1 +/- + Цитолемма

Lamin A/C + + Нуклеолемма

+/— сведения противоречивы; Pax3, Pax7 — факторы транскрипции с парным доменом; Myf5, MyoD — миогенные регуляторные факторы; Синдекан 3 и 4 — гепарансульфатпротеогликаны; VCAM — молекула адгезии сосудистого эндотелия I типа; c-met — рецептор фактора роста гепатоцитов (HGF); CD34 — маркер гемопоэтических стволовых клеток; CD56 (NCAM) — молекула адгезии нервных клеток.

источники образования миосателлитоцитов

В своей работе А. Мауро предположил несколько вариантов возникновения этих клеток [31]. Первый — клетки-сателлиты «возникают из ядер» поврежденного миосимпласта путем «накопления цитоплазмы». Второй — миосателлитоциты — это «бездействующие миобласты», способные «повторять эмбриональное развитие» при восстановлении поврежденного мышечного волокна. Третья его гипотеза подразумевает, что это «блуждающие клетки», которые способны

мигрировать через сарколемму и встраиваться в состав мышечного волокна.

Имеющиеся в настоящее время фактические экспериментальные материалы свидетельствуют, что в ходе гистогенеза скелетной мышечной ткани формирующиеся миосателлитоциты проходят через ряд последовательных структурно-метаболических стадий [15, 23, 49, 70, 71]. Исходные стволовые клетки миотома мигрируют в закладку скелетной мышцы, где клеточный материал представлен «полустволовыми» клетками промиобластами. Промио-бласты составляют пролиферативный пул скелетной

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

10

О б з о р ы

мышечной ткани и находятся в состоянии синтеза ДНК или в пресинтетическом периоде очередного митотического цикла. Из части промиобластов после серии митотических циклов формируются инициальные миобласты. Последние относятся к более дифференцированной части клеточного материала закладки скелетной мышечной ткани [15, 72]. Инициальные миобласты путем присоединения ранних постмитотических миобластов формируют сим-пласты. На первом этапе миогенеза число центров формирования симпластов определяется числом инициальных миобластов, в которых произошла репрессия синтеза ДНК и была начата продукция специфических мышечных белков. Со стадии мышечных трубок возле предшествующей генерации симпла-стов закладываются новые симпластические центры из промиоцитов, т.е. клеток, находящихся в состоянии пролиферативного покоя. Промиоциты способны воспринимать экзогенные стимулы дифференциров-ки, они служат источником развития новых симпла-стов и миосателлитоцитов. Формирование новых МВ идет параллельно с созреванием миосателлитоцитов. Последние возникают из промиоцитов путем преобразования ультраструктуры ядра и цитоплазмы. Таким образом, в миогенезе путем дивергентной дифференцировки стволовых клеток возникают два взаимодействующих между собой дифферона — клеточный и симпластический, которые в целом определяют камбиальные свойства мышечной ткани соматического типа у позвоночных [1, 16, 70]. Согласно данным Р.К. Данилова (2008), линия диф-ференцировки миосателлитоцитов в эмбриональном гистогенезе выглядит следующим образом: стволовая клетка миотома — промиобласт — постмитотический промиобласт — промиоцит — миосателлитоцит [15].

На ранних этапах гистогенеза (миобластическая и миосимпластическая стадии) миосателлитоциты не обнаруживаются [1, 14]. Первые миосателлито-циты выявляются на стадии поздних мышечных трубок, когда формируется базальная мембрана сарколеммы [41]. В оригинальной работе N. Figeac et al. (2007) продемонстрировано, что популяция клеток из центрального отдела дермомиотома цыплят дает начало как эмбриональным прогениторным мышечным клеткам, так и большинству (а, возможно, и всем) миосателлитоцитам [33]. В составе миотомов у мышей обнаружены Рах3+/Рах7 + -клетки [73]. Они сохраняются в мышечной ткани в течение всего эмбриогенеза и, по мнению авторов, представляют собой резидентные мышечные прогениторные клетки. Дальнейшие наблюдения показали, что эти клетки в составе сформированной мышцы занимают положение миосателлитоцитов [50, 73].

Миогенез характеризуется последовательной экспрессией факторов миогенной регуляции, в том числе Myf-5, MyoD, миогенина и MRF-4. При активации миосателлитоцитов быстрее всего инициируется MyoD. Активированные миосателлитоциты быстро индуцируют экспрессию MyoD наравне с другими генами, специфическими для мышечной ткани и маркерами, обычными для различных пролиферирующих клеток [41, 74, 75]. И покоящиеся миосателлитоциты, и пролиферирующие миобласты характеризуются экспрессией фактора Рах7, но по мере дифференцировки экспрессия Рах7 быстро снижается [76, 77]. Когда они окончательно дифференцируются с образованием мышечных трубок, начинается экспрессия сократительного белка миозина и включение его в состав саркомеров. Десмин (белок промежуточных филаментов) — еще один маркер, который используется для определения клеток с миогенными свойствами, тем не менее, его экспрессия остается спорной у некоторых видов позвоночных [45, 59]. Возможный молекулярный профиль тканевых элементов, отражающих гистогенез скелетной мышечной ткани, представлен в таблице 2.

Эксперименты по трансплантации миобластов, образующихся из миосателлитоцитов, показали возможность их последующего слияния с уже существующими или вновь образующимися мышечными волокнами мышей mdx. Трансплантация отдельных МВ в эксперименте на животных показала способность резидентных миосателлитоцитов инициировать регенерацию. При пересадке изолированных мышечных волокон с ассоциированными миосателлито-цитами облученным мышам mdx-nude выяснилось, что миосателлитоцитов, находящихся в составе МВ, было достаточно для регенерации: семь миосател-литоцитов, связанных с одним трансплантированным мышечным волокном, как было обнаружено, образовали более ста новых симпластов, содержащих тысячи ядер [46]. Продемонстрирована способность миосателлитоцитов к самообновлению при трансплантации отдельных МВ с ассоциированными мио-сателлитоцитами от мышей одного вида к мышам другого вида [33]. Показано, что миосателлитоциты донора увеличиваются в объеме для образования новых миосателлитоцитов в организме реципиента, принимая соответствующую анатомическую позицию, экспрессируя соответствующие биохимические маркеры и опосредуя последующий регенеративный ответ. Одна из моделей, предлагаемых для объяснения самообновления миосателлитоцитов, основана на асимметричном клеточном делении [80]. Механизм, с помощью которого асимметричное

Таблица 2. Молекулярный профиль тканевых элементов в гистогенезе скелетной мышечной ткани [по 4, 62, 63, 78, 79]

Тканевый элемент Молекулярный профиль

Стволовые клетки сомитов Pax3+/Pax7+/MRF-

Эмбриональные (ранние) и фетальные (поздние) миобласты Pax3+/Pax7+/Myf5+/MyoD+

Миосателлитоциты Pax7+/Pax3+/-/Myf5+/-

Постнатальные миобласты, производные миосателлитоцитов Pax7+/Myf5+/MyoD+

Мышечные трубки, симпласты MyoD+/Myogenin+/MRF4+

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

О б з о р ы

11

клеточное деление происходит в миосателлитоци-тах, можно объяснить наблюдением, что ассоциированный с плазмолеммой белок Numb делится асимметрично. Обнаружено, что клетки с высокими уровнями экспрессии белка Numb претерпевают дифференцировку, в то время как низкие уровни его экспрессии (и конститутивно активный Notch) приводили к ингибированию дифференцировки. Ключевая роль асимметричного клеточного деления в самообновлении миосателлитоцитов подтверждается результатами исследования, проведенного S. Kuang et al. (2007), показавшего существование двух субпопуляций Pax7+- миосателлитоцитов в мышечной ткани взрослого организма на основе экспрессии фактора Myf5. Myf5-/Pax7+- миосателлитоциты способствуют в значительной степени самообновлению источника стволовых клеток, тогда как Myf5+/ Pax7+-клетки легко вовлекаются в программу конечной дифференцировки [58]. Следовательно, Myf5-/ Pax7+-миосателлитоциты составляют истинные стволовые клетки скелетной мышечной ткани взрослого организма. При этом показано, что они дают начало Myf5УPax7+-клеткам посредством асимметричного клеточного деления. Выявление факта, что миосателлитоциты — это гетерогенная популяция, состоящая из стволовых клеток и коммитированных прогениторных клеток, обеспечивает значительное понимание сути природы миосателлитоцитов и может иметь важное значение для лечения нейро-мы-шечных заболеваний [33, 64, 78, 81].

Определена роль некоторых факторов роста в миогенезе [59, 75]. FGF-1, 2 действуют как ау-токринные и паракринные регуляторы развития. FGF-2 (bFGF) стимулирует пролиферацию миогенных клеток и значительно подавляет их окончательную дифференцировку, что проявляется почти полным отсутствием экспрессии саркомерного миозина. В присутствии FGF-2 образование мышечных трубок заметно подавлялось. С другой стороны, FGF-2 не оказывал влияния на пролиферацию клеток, которую оценивали на 2 и 4 сут. культивирования у представителей жвачных животных. Причина этого неизвестна. IGF-1 стимулирует синтез белка и ингибирует его распад. Экзогенный фактор роста ге-патоцитов (HGF) в сочетании с другими факторами усиливает пролиферацию миобластов, но подавляет их дифференцировку (в зависимости от времени действия и дозы — до полной остановки). В клеточных культурах показано, что макрофаги усиливают пролиферацию миосателлитоцитов, но задерживают их дифференцировку. В пролиферирующих миогенных клетках экспрессируются гены FGF-1, 2, 6, 7. Дифференцирующиеся мышечные элементы (мышечные трубки и молодые МВ) экспрессируют гены FGF-5, 6, 7. Возможно, существуют видовые различия в реакции миосателлитоцитов на факторы роста [66].

Немиогенные источники миосателлитоцитов

Мнение большинства исследователей о развитии миобластов из имеющегося в мышечных волокнах резерва миосателлитоцитов представляется наиболее обоснованным [12, 73, 82]. Наряду с этим имеются данные, свидетельствующие в пользу существования иных, немиогенных источников развития миобластов [3, 81, 83]. Допускают появление миогенных клеток из тканей несомитного проис-

хождения в результате трансдифференцировки или из мультипотентного предшественника [12, 26]. Периодически появляются работы, в которых обосновывается происхождение миосателлитоцитов из гемопоэтических клеток костного мозга [26, 29, 45, 48, 84]. Здесь необходимы тщательные исследования с использованием маркеров для подтверждения этих фактов. В эксперименте, сопровождавшемся внутримышечной инъекцией стволовых клеток костного мозга, показано их участие в процессе диффе-ренцировки поперечнополосатой мышечной ткани у мышей mdx [7]. Авторы считают перспективным дальнейшее исследование стволовых клеток костного мозга как возможного источника регенерации скелетной мышечной ткани. Есть сведения, что при трансплантации Сй34+-клеток пуповинной крови человека в ишемизированные конечности мышей помимо ангиогенеза отмечено увеличение числа новообразованных МВ и сделано предположение о миогенной дифференцировке введенных клеток [85]. Также имеются данные о том, что костномозговые клетки с фенотипами c-kit+ (миеломоноци-тарные клетки-предшественницы), CD45-/Sca-1-, а также CD45+/Sca-1 + могут иметь миогенные свойства [42]. Некоторые исследователи призывают воздержаться от применения гемопоэтических клеток костного мозга для лечения мышечных дистрофий [86].

K. Yamanouchi et al. (2007) указывают, что скелетная мышечная ткань содержит несколько типов стволовых клеток, включая миосателлитоциты, а также другие клеточные популяции, которые локализуются в интерстициальном пространстве скелетной мышцы [59]. N. Figeac et al. (2007) отмечают, что в скелетной мышечной ткани есть популяция стволовых клеток, которая «способна мигрировать в мышцу» [33].

В качестве альтернативных источников миосателлитоцитов упоминаются: SP-клетки — клетки «боковой популяции»; клетки MDSC — стволовые клетки, полученные из мышцы (авторы не указывают их тканевую принадлежность); АС133+-клетки (циркулирующие в крови) и стволовые клетки, ассоциированные с кровеносными сосудами (мезоангиобласты и перициты). SP-клетки присутствуют во многих тканях взрослого организма, в том числе в скелетной мышечной, и могут быть получены с помощью метода сортировки флюоресцентно-активированных клеток (FACS). Показано, что у взрослых млекопитающих SP-клетки способны к миогенной дифференцировке in vivo и in vitro при со-культивировании с миобластами [42]. Несколько иные сведения приводят N. Figeac et al. (2007), отмечая, что SP-клетки in vitro не способны проходить миогенную дифферен-цировку, но при внутримышечном введении они могут служить источниками миосателлитоцитов [33]. Считают, что SP-клетки способны мигрировать из кровотока в мышечную ткань и вовлекаться в регенерацию поврежденной мышцы.

MDSC, выделенные из скелетной мышечной ткани взрослого организма, представляют собой неоднородную группу. Они имеют фенотип CD34+/ Sca-1+, обладают высокой способностью к самообновлению и пролиферации [33]. Эмбриональное происхождение и точная их локализация в мышечной ткани остаются неизвестными.

Имеются данные, что субпопуляция циркулирующих клеток крови, экспрессирующих известный мар-

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

12

О б з о р ы

кер гемопоэтических клеток АС133, проходит мио-генную дифференцировку in vitro (при совместном культивировании с миогенными клетками) или in vivo при внутримышечной трансплантации трансгенным мышам scid/mdx. После введения в организм животного часть АС133+-клеток локализовалась под базальной мембраной МВ и экспрессировала маркеры миосателлитоцитов М-кадгерин и Myf5. Поскольку АС133+-клетки можно легко выделить из крови, выполнить определенные манипуляции in vitro и доставить через систему кровообращения в организм, некоторые авторы считают возможным их применение в клеточной терапии мышечных дистрофий [33].

Среди других источников малодифференцированных мышечных клеток обращают внимание на ме-зоангиобласты эмбриональных сосудов (дорсальной аорты) и их аналоги во взрослом организме — перициты [87, 88]. Обнаружено, что мезоангиобласты «способны заселять и восстанавливать» поврежденную скелетную мышечную ткань у мышей с миоди-строфией, а также у собак породы золотой ретривер с дистрофией, которая представляет собой достоверную модель мышечной дистрофии Дюшенна у человека [33, 89]. Внутриартериальное введение мезоангиобластов собак дикого типа приводило к восстановлению экспрессии дистрофина и нормализации структуры мышечной ткани.

В 2007 г. A. DellavaNe et al. сообщили о получении ассоциированных с сосудами стволовых клеток из микроциркуляторного русла скелетной мышцы человека [88]. Эти интерстициальные клетки похожи на мезоангиобласты, располагающиеся в дорсальной аорте эмбриона. Однако в отличие от мезоангиобластов, они не экспрессируют эндотелиальные маркеры, но вместо этого характеризуются наличием маркеров перицитов, таких как щелочная фосфатаза. Представляет интерес то, что мезоангиобласты и перициты могут мигрировать через стенку сосуда, встраиваться в состав мышечной ткани, сохранять жизнедеятельность и способствовать регенерации. По мнению ряда авторов, эти свойства делают мезоангиобласты и перициты перспективными кандидатами для будущих протоколов клеточной терапии у пациентов с мышечной дистрофией [45, 64, 90, 91]. По нашему мнению, необходимы дальнейшие исследования и более подробный анализ результатов прежде, чем применять мезоангиобласты для лечения мышечной дистрофии у человека.

Имеется точка зрения о том, что у грызунов и человека стволовые клетки скелетной мышечной ткани (миосателлитоциты и клетки, находящиеся в соединительной ткани между мышечными волокнами) обладают свойством мультипотентности и могут дифференцироваться не только в миогенном направлении [59, 92, 93]. A. Asakura et al. (2002) и E. Yada et al. (2006) считают, что миосателлитоциты мышей и крыс способны дифференцироваться в адипоциты при культивировании в адипогенной среде (инсулин, дексаметазон, 3-изобутил-1-метилксантин и трогли-тазол) [83, 94]. A. Uezumi et al. (2006) сообщили небесспорные сведения, что CD31-/CD45 + -клетки «боковой популяции» (SP-клетки), полученные из скелетной мышечной ткани мышей, обладая высоким миогенным потенциалом, тем не менее «сохраняют потенциал к дифференцировке в другие мезенхимальные клетки», например, остеоциты и адипоци-ты [95]. Культивирование их в средах различного

состава индуцирует образование тканевых элементов мезенхимальной линии. Данные, полученные K. Yamanouchi et al. (2007) и E. Yada et al. (2006) позволили авторам предположить, что некоторые (но не все) миосателлитоциты способны дифференцироваться в адипоциты при культивировании в среде, индуцирующей адипогенную дифференцировку [59, 94]. Полученные таким образом адипоциты характеризовались экспрессией характерных маркеров (PPAR-гамма и C/EBR-альфа) и наличием липидных капель, окрашенных элективным красителем масляным красным О (Oil Red-O). Авторы указывают на то, что «адипогенность незрелых клеток, полученных из скелетной мышцы, отличалась в зависимости от мышцы, из которой они были получены». G. Shefer et al. (2004) показали, что миосателлитоциты могут претерпевать спонтанную адипогенную дифференци-ровку при культивировании с прилегающими к ним МВ [96].

Таким образом, имеется много работ, свидетельствующих в пользу наличия немиогенных источников образования миосателлитоцитов. Для окончательного прояснения этого вопроса может потребоваться проведение дополнительных исследований, в том числе доказывающих чистоту и подтверждающих однородность используемых клеточных культур. При анализе и оценке экспериментальных результатов будет полезным понимание основных закономерностей гистогенеза (например, детерминации клеток и тканей), определение границ дифференцировочных потенций тканевых элементов, развивающихся из различных зародышевых листков и эмбриональных зачатков.

Заключение

Анализ современной научной литературы свидетельствует, что до сих пор в миогистологии имеется ряд спорных вопросов, что во многом объясняется сложностью структурных и метаболических преобразований, суть которых заключается в развитии сим-пластических многоядерных структур из большого количества одноядерных клеток. Отсутствие единого научного принципа анализа, имеющиеся терминологические расхождения и неувязки, смешение различных иерархических уровней организации живых систем (клетка-ткань-орган) существенно затрудняют оценку фактического материала, касающегося гистогенеза и регенерации скелетной мышечной ткани. Не вызывает сомнения, что использование миогенных стволовых клеток, клеток-предшествен-ниц (в том числе миосателлитоцитов) для лечения мышечных дистрофий является перспективным. Но многие публикации содержат предупреждение об осторожной экстраполяции применительно к человеку данных по трансплантации миобластов, выполненной на мелких экспериментальных животных (мыши, крысы). Это объясняют тем, что клиническое течение миодистрофий у людей более тяжелое, чем у экспериментальных животных. Все клинические испытания должны предваряться глубокой фундаментальной проработкой и серьезным теоретическим обоснованием. Дальнейшему анализу материала о камбиальном резерве скелетной мышечной ткани будет способствовать проведение его с позиций теоретических положений о закономерностях гистогенеза, клеточных дифферонах, учения о стволовых клетках.

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

О б з о р ы

13

ЛИТЕРАТУРА:

1. Данилов Р.К., Мурзабаев Х.Х., Одинцова И.А. и др. Миоса-теллитоциты как источник регенерации скелетной мышечной ткани. Успехи современной биологии 2002; 122(3): 273—81.

2. Одинцова И.А., Слуцкая Д.Р., Чепурненко М.Н. Дифферен-цировка мышечных волокон в ходе формирования нервно-мышечных взаимодействий. Морфология 2008; 133(2): 98—9.

3. Shi X., Garry D. Muscle stem cells in development, regeneration, and disease. Genes Dev. 2006; 20(13): 1692—708.

4. Le Grand F., Rudnicki M. Skeletal muscle satellite cells and adult myogenesis. Curr. Opin. Cell Biol. 2007; 19(6): 628—33.

5. Yablonka-Reuveni Z. The skeletal muscle satellite cell: still young and fascinating at 50. J. Histochem. Cytochem. 2011; 59(12): 1041-59.

6. Hunger C., Odemis V., Engele J. Expression and function of the SDF-1 chemokine receptors CXCR4 and CXCR7 during mouse limb muscle development and regeneration. Exp. Cell Res. 2012; 318(17): 2178-90.

7. Михайлов В.М., Евтифеева Е.В., Сериков В.Б. и др. Участие стволовых клеток костного мозга в дифференцировке поперечнополосатых мышц мышей mdx. Цитология 2006; 48(5): 410-8.

8. Сукач А.Н. Перспективы использования генной и клеточной терапий для лечения мышечных дистрофий. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2006; 1(2): 44-50.

9. Соколова А.В., Зенин В.В., Михайлов В.М. Структура нейромышечных соединений и дифференцировка поперечнополосатых мышечных волокон у мышей mdx после клеточной терапии стволовыми клетками костного мозга. Цитология 2010; 52(5): 399.

10. Старостина И.Г., Соловьева В.В., Юрьева К.С. и др. Дисферлинопатии: возможности диагностики, моделирования и генно-клеточной терапии. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2013; 8(3): 61-71.

11. Pannerec A., Marazzi G., Sassoon D. Stem cells in the hood: the skeletal muscle niche. Trends Mol. Med. 2012; 18(10): 599-606.

12. Yusuf F., Brand-Saberi B. Myogenesis and muscle regeneration. Histochem. Cell Biol. 2012; 138(2): 187-99.

13. Fukada S., Ma Y., Ohtani T. et al. Isolation, characterization, and molecular regulation of muscle stem cells. Front. Physiol. 2013; 12(4): 317.

14. Данилов Р.К. Гистогенетические основы нервно-мышечных взаимоотношений. СПб: ВМедА. 1996; 132 с.

15. Данилов Р.К. Раневой процесс: гистогенетические основы. СПб.: ВМедА. 2008; 380 с.

16. Данилов Р.К., Одинцова И.А. Мышечная система. В: Руководство по гистологии. Т.1. СПб.: СпецЛит. 2011; 425-41.

17. Solomon A., Bouloux P. Modifying muscle mass - the endocrine perspective. J. Endocrinol. 2006; 191(2): 349-60.

18. Zammit P., Partridge T., Yablonka-Reuveni Z. The skeletal muscle satellite cell: the stem cell that came in from the cold. J. Histochem. Cytochem. 2006; 54(11): 1177-91.

19. Goodall M., Ward C., Pratt S. et al. Structural and functional evaluation of branched myofibers lacking intermediate filaments. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2012; 303(2):C224-32.

20. Kobayashi K., Izawa T., Kuwamura M. et al. Dysferlin and animal models for dysferlinopathy. J. Toxicol. Pathol. 2012; 25(2): 135-47.

21. Mangner N., Adams V., Sandri M. et al. Muscle function and running activity in mouse models of hereditary muscle dystrophy: impact of double knockout for dystrophin and the transcription factor MyoD. Muscle Nerve 2012; 45(4): 544-51.

22. Данилов Р.К., Клишов А.А. Миосателлитоциты и проблема камбиальности скелетной мышечной ткани. Успехи современной биологии 1982; 93(3): 409-20.

23. Usas A., Huard J. Muscle-derived stem cells for tissue engineering and regenerative therapy. Biomaterials 2007; 28(36): 5401-6.

24. Cohen T., Cohen J., Partridge T. Myogenesis in dysferlin-deficient myoblasts is inhibited by an intrinsic inflammatory response. Neuromuscul. Disord. 2012; 22(7): 648-58.

25. Juhas M., Bursac N. Engineering skeletal muscle repair. Curr. Opin. Biotechnol. 2013; 24(5): 880-6.

26. Chang N., Rudnicki M. Satellite cells: the architects of skeletal muscle. Curr. Top. Dev. Biol. 2014; 107: 161-81.

27. Kuang S., Gillespie M., Rudnicki M. Niche regulation of muscle satellite cell self-renewal and differentiation. Cell Stem Cell 2008; 2(1): 22-31.

28. Danoviz M., Yablonka-Reuveni Z. Skeletal muscle satellite cells: background and methods for isolation and analysis in a primary culture system. Methods Mol. Biol. 2012; 798: 21-52.

29. Yin H., Price F., Rudnicki M. Satellite cells and the muscle stem cell niche. Physiol. Rev. 2013; 93(1): 23-67.

30. Scharner J., Zammit P. The muscle satellite cell at 50: the formative years. Skelet. Muscle 2011; 1(1): 28.

31. Mauro A. Satellite cell of skeletal muscle fibers. J. Biophys. Biochem. Cytol. 1961; 9: 493-5.

32. Katz B. The termination of the afferent nerve fiber in the muscle spindle of the frog. Trans. R. Soc. London. B. Biol. Sci. 1961; 343: 221-32.

33. Figeac N., Daczewska M., Marcelle C. et al. Muscle stem cells and model systems for their investigation. Dev. Dyn. 2007; 236(12): 3332-42.

34. Sacco A., Doyonnas R., Kraft P. et al. Self-renewal and expansion of single transplanted muscle stem cells. Nature 2008; 456(7221): 502-6.

35. Murphy M., Lawson J., Mathew S. et al. Satellite cells, connective tissue fibroblasts and their interactions are crucial for muscle regeneration. Development 2011; 138(17): 3625-37.

36. Zhang S., Bruton J., Katz A. et al. Limited oxygen diffusion accelerates fatigue development in mouse skeletal muscle. J. Physiol. 2006; 572 (Pt 2): 551-9.

37. Buckingham M., Relaix F. The role of Pax genes in the development of tissues and organs: Pax3 and Pax7 regulate muscle progenitor cell functions. Annu. Rev. Cell. Dev. Biol. 2007; 23: 645-73.

38. Low M., Sandoval D., Morales B. et al. Up-regulation of the vitamin C transporter SVCT2 upon differentiation and depolarization of myotubes. FEbS Lett. 2011; 585(2): 390-396.

39. Mathew S., Hansen J., Merrell A. et al. Connective tissue fibroblasts and Tcf4 regulate myogenesis. Development 2011; 138(2): 371-84.

40. Otis J., Niccoli S., Hawdon N. et al. Pro-inflammatory mediation of myoblast proliferation. PLoS One 2014; 9(3): e92363.

41. Gnocchi V., White R., Ono Y. et al. Further characterisation of the molecular signature of quiescent and activated mouse muscle satellite cells. PLoS One 2009; 4(4): e5205.

42. Kawiak J., Brzoska E., Grabowska I. et al. Contribution of stem cells to skeletal muscle regeneration. Folia Histochem. Cytobiol. 2006; 44(2): 75-9.

43. Carlson M., Suetta C., Conboy M. et al. Molecular aging and rejuvenation of human muscle stem cells. EMBO Mol. Med. 2009; 1(8-9): 381-91.

44. Conboy I., Conboy M., Smythe G. et al. Notch-mediated restoration of regenerative potential to aged muscle. Science 2003; 302(5650): 1575-7.

45. Tedesco F., Dellavalle A., Diaz-Manera J. et al. Repairing skeletal muscle: regenerative potential of skeletal muscle stem cells. J. Clin. Invest. 2010; 120(1): 11-9.

46. Collins C. Satellite cell self-renewal. Curr. Opin. Pharmacol. 2006; 6(3): 301-6.

47. Бозо И.Я. Молекулярные механизмы «старения» миоса-теллитоцитов. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2010; 5(1): 18-9.

48. Huard J., Cao B., Qu-Petersen Z. Muscle-derived stem cells: potential for muscle regeneration. Birth. Defects Res. C. Embryo Today 2003; 69(3): 230-7.

49. Aziz A., Sebastian S., Dilworth F. The origin and fate of muscle satellite cells. Stem Cell Rev. 2012; 8(2): 609-22.

50. Gros J., Manceau M., Thome V. et al. A common somitic origin for embryonic muscle progenitors and satellite cells. Nature 2005; 435(7044): 954-8.

51. Velleman S. Muscle development in the embryo and hatchling. Poult Sci. 2007; 86(5): 1050-4.

52. Nogradi A., Pajer K., Marton G. The role of embryonic motoneuron transplants to restore the lost motor function of the injured spinal cord. Ann. Anat. 2011; 193(4): 362-70.

53. Collins C., Zammit P., Ruiz A. et al. A population of myogenic stem cells that survives skeletal muscle aging. Stem Cells 2007; 25(4): 885-94.

54. Jang Y., Sinha M., Cerletti M. et al. Skeletal muscle stem cells: effects of aging and metabolism on muscle regenerative function. Gold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 2011; 76: 101-11.

55. Boldrin L., Morgan J. Human satellite cells: identification on human musclefibres. PLoSCurr. 2012; 3: RRN1294.

56. Chen Y., Zajac J., MacLean H. Androgen regulation of satellite cell function. J. Endocrinol. 2005; 186(1): 21-31.

57. Anderson J. The satellite cell as a companion in skeletal muscle plasticity: currency, conveyance, clue, connector and colander. J. Exp. Biol. 2006; 209 (Pt 12): 2276-92.

58. Kuang S., Kuroda K., Le Grand F. et al. Asymmetric selfrenewal and commitment of satellite stem cells in muscle. Cell 2007; 129(5): 999-1010.

59. Yamanouchi K., Hosoyama T., Murakami Y. et al. Myogenic and adipogenic properties of goat skeletal muscle stem cells. J. Reprod. Dev. 2007; 53(1): 51-8.

60. Бозо И.Я. Идентификация истинно стволовых клеток скелетной мышечной ткани в популяции миосателлитоцитов. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2009; 4(1): 27-9.

61. Коржевский Д.Э., Петрова Е.С., Кирик О.В. и др. Нейральные маркеры, используемые при изучении дифференцировки стволовых клеток. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2010; 5(3): 57-63.

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014

14

О б з о р ы

62. Yablonka-Reuveni Z., Day K., Vine A. et al. Defining the transcriptional signature of skeletal muscle stem cells. J. Anim. Sci. 2008; 86(14 Suppl): E207-16.

63. Zammit P. All muscle satellite cells are equal, but are some more equal than others? J. Cell Sci. 2008; 121(Pt 18): 2975—82.

64. Bareja A., Billin A. Satellite cell therapy - from mice to men. Skelet. Muscle 2013; 3(1): 2.

65. Kao G., Lamb E., Kao R. Skeletal muscle stem cells. Methods Mol. Biol. 2013; 1036: 19-32.

66. Bareja A., Holt J., Luo G. et al. Human and mouse skeletal

muscle stem cells: convergent and divergent mechanisms of

myogenesis. PLoS One 2014; 9(2): e90398.

67. Bonnet A., Dai F., Brand-Saberi B. et al. Vestigial-like 2 acts downstream of MyoD activation and is associated with skeletal muscle differentiation in chick myogenesis. Mech. Dev. 2010; 127(1-2): 120-36.

68. Carvajal J., Rigby P. Regulation of gene expression in vertebrate skeletal muscle. Exp. Cell. Res. 2010; 316(18): 3014-8.

69. Tanaka K., Hall J., Troy A. et al. Syndecan-4-expressing muscle progenitor cells in the SP engraft as satellite cells during muscle regeneration. Cell Stem Cell 2009; 4(3): 217-25.

70. Одинцова И.А. Проблема камбиальности скелетной мышечной ткани в регенерационном гистогенезе. В кн.: Вопросы морфологии XXI века. Вып. 2. СПб.: ДЕАН. 2010; 147-52.

71. Peault B., Rudnicki M., Torrente Y. et al. Stem and progenitor cells in skeletal muscle development, maintenance, and therapy. Mol. Ther. 2007; 15(5): 867-77.

72. Клишов А.А. Гистогенез и регенерация тканей. Л.: Медицина. 1984; 232 с.

73. Relaix F., Zammit P.. Satellite cells are essential for skeletal muscle regeneration: the cell on the edge returns centre stage. Development 2012; 139(16): 2845-56.

74. Mokalled M., Johnson A., Creemers E. et al. MASTR directs MyoD-dependent satellite cell differentiation during skeletal muscle regeneration. Genes Dev. 2012; 26(2): 190-202.

75. Philippou A., Halapas A., Maridaki M. et al. Type I insulin-like growth factor receptor signaling in skeletal muscle regeneration and hypertrophy. J. Musculoskelet. Neuronal Interact. 2007; 7(3): 20818.

76. Sambasivan R., Yao R., Kissenpfennig A. et al. Pax7-expressing satellite cells are indispensable for adult skeletal muscle regeneration. Development 2011; 138(17): 3647-56.

77. Garikipati D., Rodgers B. Myostatin inhibits myosatellite cell proliferation and consequently activates differentiation: evidence for endocrine-regulated transcript processing. J. Endocrinol. 2012; 215(1): 177-87.

78. Abou-Khalil R., Le Grand F., Chazaud B. Human and murine skeletal muscle reserve cells. Methods Mol. Biol. 2013; 1035: 16577.

79. Rudnicki M., Le Grand F., McKinnell I. et al. The molecular regulation of muscle stem cell function. Cold. Spring. Harb. Symp. Quant. Biol. 2008; 73: 323-31.

80. Shinin V., Gayraud-Morel B., Gomes D. et al. Asymmetric division and cosegregation of template DNA strands in adult muscle satellite cells. Nat. Cell. Biol. 2006; 8(7): 677-87.

81. Archacka K., Kowalski K., Brzoska E. Are satellite cells stem cells? Postepy Biochem. 2013; 59(2): 205-18.

82. Kottlors M., Kirschner J. Elevated satellite cell number in Duchenne muscular dystrophy. Cell Tissue Res. 2010; 340(3): 541-8.

83. Asakura A., Seale P., Girgis-Gabardo A. et al. Myogenic specification of side population cells in skeletal muscle. J. Cell Biol. 2002; 159(1): 123-34.

84. Torrente Y., Tremblay J., Pisati F. et al. Intraarterial injection of muscle-derived CD34( + )Sca-1( + ) stem cells restores dystrophin in mdx mice. J. Cell Biol. 2001; 152(2): 335-48.

85. Pesce M., Orlandi A., Iachininoto M. et al. Myoendothelial differentiation of human umbilical cord blood-derived stem cells in ishemic limb tissues. Circ. Res. 2003; 93: e51-e62.

86. Берсенев А.В. Слияние клеток костного мозга с мышечными клетками терапевтически не эффективно. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2005; 1: 10-11.

87. De Angelis L., Berghella L., Coletta M. et al. Skeletal myogenic progenitors originating from embryonic dorsal aorta coexpress endothelial and myogenic markers and contribute to postnatal muscle growth and regeneration. J. Cell Biol. 1999; 147(4): 869-78.

88. Dellavalle A., Sampaolesi M., Tonlorenzi R. et al. Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells. Nat. Cell Biol. 2007; 9(3): 255-67.

89. Cossu G., Sampaolesi M. New therapies for Duchenne muscular dystrophy: challenges, prospects and clinical trials. Trends Mol. Med. 2007; 13(12): 520-6.

90. Lepper C., Conway S., Fan C. Adult satellite cells and embryonic muscle progenitors have distinct genetic requirements. Nature 2009; 460(7255): 627-31.

91. Dellavalle A., Maroli G., Covarello D. et al. Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibers and generate satellite cells. Development 2011; 138(21): 4609-19.

92. Boldrin L., Zammit P., Muntoni F. et al. Mature adult dystrophic mouse muscle environment does not impede efficient engrafted satellite cell regeneration and self-renewal. Stem Cells 2009; 27(10): 2478-87.

93. Morrison J., Borg P., Simon A. Plasticity and recovery of skeletal muscle satellite cells during limb regeneration. FASEB J. 2010; 24(3): 750-6.

94. Yada E., Yamanouchi K., Nishihara M. Adipogenic potential of satellite cells from distinct skeletal muscle origins in the rat. J. Vet. Med. Sci. 2006; 68(5): 479-86.

95. Uezumi A., Ojima K., Fukada S. et al. Functional heterogeneity of side population cells in skeletal muscle. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2006; 341(3): 864-73.

96. Shefer G., Wleklinski-Lee M., Yablonka-Reuveni Z. Skeletal muscle satellite cells can spontaneously enter an alternative mesenchymal pathway. J. Cell Sci. 2004; 117(Pt 22): 5393-404.

Поступила 10.05.2014

Гены & Клетки Том IX, № 1,2014