Секреторная дегрануляция нейтрофилов как триггер воспаления и регулятор иммунного ответа: роль сериновых лейкоцитарных протеаз и протеолитически активируемых рецепторов

Секреторная дегрануляция нейтрофилов как триггер воспаления и регулятор иммунного ответа: роль сериновых лейкоцитарных протеаз и протеолитически активируемых рецепторов

А.Л. Кравцов, Т.П. Шмелькова

ФГУЗ «Российский научно-исследовательский противочумный институт «Микроб», г. Саратов

Резюме

Нейтрофилы являются многофункциональными клетками, инициирующими и координирующими иммунный ответ организма хозяина на внедрение инфекционного агента или тканевое повреждение. При дегрануляции активированных нейтрофилов на клеточную поверхность и во внеклеточное пространство высвобождаются сериновые лейкоцитарные протеазы, которые регулируют взаимодействие систем врожденного и адаптивного иммунитета путем модуляции экспрессии и активности клеточных рецепторов, а также активности продуцируемых различными клетками цитокинов. Сенсорами лейкоцитарных и бактериальных протеиназ служат специальные рецепторы (протеолитически активируемые рецепторы), экспрессируемые на поверхности тромбоцитов, лейкоцитов крови и макрофагов, а также эпителиальных, эндотелиаль-ных, тучных, дендритных и многих других клеток, вовлеченных в развитие воспаления и иммунного ответа. Адекватная оценка интенсивности дегрануляции нейтрофилов может быть важной с точки зрения характеристики свойств иммуностимулирующих препаратов и бактериальных вакцин. Ключевые слова: нейтрофилы, лейкоцитарные протеа-зы, протеолитически активируемые рецепторы, регуляция иммунного ответа

Neutrophil Secretory Degranulation as a Trigger of Inflammation and Regulator of Immune Response: Role of Serine Leukocyte Proteases and Protease-Activated Receptors

A.L. Kravtsov, T.P. Shmelkova

Russian Anti-Plague Research Institute «Microbe», Saratov

Abstract

Neutrophils are the multifunctional cells, which initiate and coordinate the host immune response to infective agents or tissue injury. Serine leukocyte proteases are released from granules of activated neutrophils to cellular surface and extracellular space. They regulate the innate and adaptive systems interaction by modulating of cytokine and cellular receptor activity. Special receptors (protease-activated receptors) on the surface of platelets, blood leukocytes and macrophages as well epithelial, endothelial, mast, dendritic and many other cells involved in inflammatory and immune responses serve as the sensors of leukocyte and bacterial proteases. The adequate estimation of neutrophil degranulation intensity may be important for characterization of bacterial vaccine and immune stimulating substance properties. Key words: neutrophils, leukocyte proteases, protease-activated receptors, immune response regulation

Дегрануляция нейтрофилов сопутствует дегенеративным сосудистым и тканевым изменениям, характерным для инфекционного и аллергического воспаления [42, 48, 63], но оценивается в основном при прогнозировании осложнений, связанных с генерализацией воспалительного процесса. При этом определяются следующие количественные показатели интенсивности дегрануляции: повышение внеклеточной активности лейкоцитарной эластазы [47]; увеличение концентрации в плазме крови комплексов эластазы с a-1-ингибитором [2, 45]; снижение содержания в клетках первичных (азурофильных) гранул, несущих в себе эластазы и другие сериновые лейкоцитарные протеазы (СЛП), регистрируемое методом проточной цитометрии в условных единицах интенсивности флуоресценции [10, 50] или светорассеяния [91].

Давно замечено, что специфические антигены, вызывающие in vivo внутрикожную аллергическую реакцию, запускают в условиях in vitro активацию

нейтрофилов периферической крови сенсибилизированного организма с развитием в цитоплазмати-ческих гранулах и ядерном хроматине этих клеток дегенеративных изменений, свидетельствующих о наличии в организме бактериальной инфекции, либо приобретенного в результате вакцинации антибактериального иммунитета [8].

По данным проточной цитофлуориметрии, у людей и морских свинок, привитых живой чумной вакциной, на ранней стадии иммуногенеза в крови развивался характерный гранулоцитоз с частичной дегрануляцией нейтрофильных гранулоцитов. Дегрануляция сопутствовала и, возможно, способствовала формированию более напряженного противочумного иммунитета, поскольку ее развития мы не наблюдали на фоне гранулоцитоза при иммунизации животных различными изогенными производными вакцинного штамма ЕV чумного микроба, обладающими сравнительно слабыми протективными свойствами [5].

Вышеперечисленные количественные показатели интенсивности дегрануляции нейтрофилов, вероятно, могут быть использованы при характеристике свойств бактериальных вакцин, но для этого требуется информация об участии СЛП в регуляции механизмов врожденного и адаптивного иммунного ответа.

Цель настоящей работы - обзор литературы, посвященной изучению СЛП как триггеров воспаления и регуляторов иммунного ответа, а также про-теолитически активируемых рецепторов как сенсоров лейкоцитарных и бактериальных протеаз.

Секреторная дегрануляция (или регулируемый экзоцитоз) - это процесс функциональной активации клеток врожденного иммунитета [3, 4, 9], контролируемый сложными и еще недостаточно изученными молекулярными механизмами [25, 56, 63]. В цитоплазме нейтрофилов присутствуют гранулы четырех типов (первичные, вторичные, третичные и секреторные везикулы), которые высвобождают свое содержимое в клеточную цитоплазму и во внеклеточное пространство в строго определенной последовательности, и интенсивность процесса дегрануляции регулируется структурными изменениями актиново-го цитоскелета, тесно связанными с характером реакции рецепторного аппарата клетки на внешнюю сигнальную стимуляцию [43].

Лейкоцитарная эластаза (ЛЭ), катепсин G (KG) и протеаза-3 (ПР3) - это СЛП широкой субстратной специфичности, которые высвобождаются из первичных гранул активированных нейтрофилов и могут адсорбироваться на клеточной поверхности с последующей секрецией при изменении трансмембранного потенциала клетки во внеклеточное пространство [15, 69]. Такая дегрануляция запускается при стимуляции нейтрофилов липополисахаридами (ЛПС) грамотрицательных бактерий и провоспали-тельными цитокинами [24, 45, 101], при киллинге опсонизированных бактерий[21, 35, 104]или взаимодействии иммунных комплексов (антиген - антитело) определенной валентности с рецепторами на клеточной поверхности [42, 48, 61].

Причина сохранения активности СЛП во внеклеточной среде, содержащей высокоспецифичные эндогенные ингибиторы протеаз (сывороточный a-1-ингибитор протеаз; вырабатываемый кожей ингибитор лейкоцитарных протеаз (elafin); секрети-руемый лейкоцитами ингибитор протеаз (secretary leukoprotease inhibitor - SLPI) и др., до конца не ясна. Одни исследователи считают, что образование связей фермент - ингибитор подавляется при респираторном взрыве реактивными формами кислорода. По мнению других авторов, внеклеточные протеазы не могут эффективно взаимодействовать с ингибиторами в присутствии гепарансульфата протеогликана субэндотелиального матрикса [24]. Образованию связей фермент - ингибитор могут препятствовать адгезия нейтрофилов, а также адсорбция СЛП на молекуле ДНК [69], секретируемой активированными нейтрофилами во внеклеточное

пространство [64]. Однако не вызывает сомнения, что в результате дегрануляции вокруг активированных клеток формируется мощная протео-литическая среда, необходимая для хемотаксиса нейтрофилов и развития защитной воспалительной реакции на месте внедрения инфекционного агента [31, 76]. Так как дегрануляция предшествует гибели активированных нейтрофилов [23] и необходима для эффективного киллинга бактерий в локальном очаге инфекционного воспаления [76, 87, 96], по интенсивности и динамике развития процесса дегрануляции можно оценивать различия в степени функциональной мобилизации клеток первой линии врожденной антибактериальной защиты, зависящие от вида и биологических свойств возбудителя [4, 5, 9, 50].

Выполняя физиологическую функцию обезвреживания микроорганизмов, СЛП расщепляют белки плазмы крови и различных тканей организма хозяина. Субстратами СЛП являются продуцируемые клетками супрессоры воспаления, цитокины и клеточные рецепторы, что лежит в основе запуска воспалительного ответа, а также тонкой регуляции взаимодействия систем врожденного и адаптивного иммунитета [15, 69, 89].

Роль СЛП в антибактериальной защите была установлена в опытах на мышах-мутантах, лишенных продукции ЛЭ или Причем замечено, что КЮ более важен для обезвреживания грамположительных бактерий, в то время как ключевую роль в обезвреживании грамотрицательных бактерий играет ЛЭ [16, 31, 76], которая ответственна за быстрое избирательное расщепление бактериальных факторов вирулентности [57, 105] и образование антибактериальных пептидов из неактивных лизосомальных белков-предшественников в процессе дегрануляции [87]. При врожденном дефиците ЛЭ у мышей-мутантов (или у животных и людей с синдромом Чедиака-Хигаси [71]) нарушается хемотаксис ней-трофилов к месту внедрения инфекционного агента [110] и утрачивается способность к эффективному киллингу различных видов бактерий [16, 17, 31]. С современными представлениями о ЛЭ как ключевом белке врожденной антибактериальной защиты [105] согласуется, в частности, тот факт, что уровень содержания и активности ЛЭ в лейкоцитах крови нечувствительных к чуме собак и лошадей на порядок выше, чем в лейкоцитах высокочувствительных к чуме морских свинок и мышей [5, 13].

СЛП модулируют интенсивность врожденного иммунного ответа организма хозяина путем расщепления поверхностных бактериальных антигенов, обладающих иммуностимулирующими свойствами [57]. После частичного (или полного) обезвреживания активированными нейтрофилами, лейкоцитарными лизатами или очищенными СЛП устойчивые к фагоцитозу бактерии быстро поглощаются и перевариваются макрофагами [4, 31, 90]. Макрофаги могут поглощать содержимое гранул активированных нейтрофилов для повышения эффективности вну-

триклеточного киллинга патогенных микроорганизмов [96]. В 2004 году в зарубежной печати впервые появилось сообщение о том, что активированные нейтрофилы обезвреживают устойчивые к фагоцитозу бактерии путем образования внеклеточных ловушек (neutrophil extracellular traps - NETs) [21]. Ловушки представляют собой сетеподобные структуры (рис. 1), состоящие из секретируемого во внеклеточное пространство ядерного хроматина (ДНК, гистонов) и содержимого цитоплазматических гранул (лейкоцитарных протеаз и антибактериальных пептидов) [1, 35, 64]. Эти структуры, захватывающие и обезвреживающие различные грамположи-тельные и грамотрицательные бактерии, включают в качестве важнейшего компонента ЛЭ, адсорбированную на молекуле ДНК. Адсорбция обеспечивает высокую локальную концентрацию ЛЭ и, как следствие, эффективное расщепление бактериальных факторов вирулентности в очаге воспаления. Кроме того, адсорбция ЛЭ на внеклеточной молекуле ДНК предотвращает диссеминацию воспалительного ответа [53, 104], так как ограничивает повреждающий эффект СЛП на ткани организма хозяина [14].

Киллинг бактерий в составе NETs не менее эффективен, чем в фаголизосомах активных фагоцитов [1], и очень важен с точки зрения предотвращения их размножения в периферической крови [27]. Поэтому для выживания и размножения в организ-

ме хозяина патогенные бактерии подавляют образование NETs путем секреции нуклеаз [103], а также синтезируют специфический ингибитор протеаз (экотин), защищающий их от разрушительного действия ЛЭ [31], либо образуют биопленки, обладающие повышенной устойчивостью к бактерицидному эффекту NETs [41]. При формировании NET-структур нейтрофилы погибают, и этот новый тип клеточной гибели (NETosis) отличается от некроза и апоптоза [35]. Предполагают, что он играет очень важную роль в регуляции гомеостаза [23] и врожденного иммунного ответа [33, 104, 109].

СЛП как регуляторы экспрессии и функциональной активности клеточных рецепторов. На разных этапах реализации иммунного ответа в регуляции иммунологических механизмов участвуют растворимые формы клеточных рецепторов, образуемые путем протеолитического шеддинга (отщепления, слущивания) внеклеточной части мембранных белков СЛП. Изменение содержания растворимых форм в межклеточном пространстве и биологических жидкостях организма приводит к модуляции межклеточных мембранных взаимодействий и, соответственно, иммунного ответа [6]. Установлено, что путем шеддинга рецепторов ци-токинов и образования их растворимых форм СЛП регулируют клеточный ответ на фактор некроза опухоли альфа (TNFa) и интерлейкины Раствори-

Рисунок 1.

Внеклеточные ловушки, являющиеся продуктом активации и последующей гибели активированных нейтрофилов

A. Контакт стимулирующих агентов с поверхностью нейтрофилов приводит к активации в этих клетках. «респираторного взрыва» (1), к нарушению целостности ядерной мембраны (2) и к смешиванию внутриклеточного бактерицидного содержимого цитоплазматических. гранул с ядерным хроматином (3); гибели активированных клеток предшествует секреция во внеклеточное пространство сетеподобной структуры, состоящей из адсорбированных на молекуле ДНК белков ядерного хроматина и лизосомальных гранул (4).

B. Фотоснимки, полученные при исследовании внеклеточных нейтрофильныхловушек методом электронной микроскопии (адаптированы из работы Brinkmann et al., 2004).

мые формы цитокиновых рецепторов связывают ци-токины в межклеточном пространстве, блокируя тем самым их функцию и регулируя концентрацию свободных цитокинов в биологических жидкостях [15].

В развитии воспаления и иммунного ответа важную роль играет взаимодействие нейтрофилов с внешней средой - комплементом, иммуноглобулинами, другими клетками крови и эндотелием. Активность комплемента может регулироваться путем расщепления ЛЭ-рецептора комплемента-1 (CR1, также известен как CD35 или C3b/C4bR). Образуемая растворимая форма рецептора (sCR1) ин-гибирует активацию комплемента, предотвращая тканевое повреждение [83]. При шеддинге рецепторов иммуноглобулинов E (FceRII, или CD23) на поверхности В-лимфоцитов образуются растворимые формы (sCD23), которые активируют моноциты крови, стимулируя секрецию этими клетками провос-палительных цитокинов. В свою очередь цитокины усиливают дегрануляцию нейтрофилов и секрецию СЛП во внеклеточное пространство [20]. Субстратами СЛП являются также поверхностные молекулы адгезии и интегрины, относящиеся к семейству рецепторов-регуляторов межклеточного взаимодействия [29, 54, 74]. Эти молекулы участвуют, как известно, в развитии генерализованной воспалительной реакции Шварцмана, вызываемой повторным введением эндотоксина и тесно связанной с процессом функциональной активации нейтрофи-лов периферической крови [39].

В распознавании патоген-ассоциированных молекулярных образов, или РАМР (pathogen-associated molecular patterns), на поверхности микроорганизмов задействованы То11-подобные рецепторы, или TLR (Toll-like receptors). TLR4 распознают ЛПС грамотрицательных бактерий, а TLR1, TLR2 и TLR6 - пептидогликан грамположительных бактерий и зимозан дрожжей. TLR9 отвечает на CpG-участки ДНК, общие для бактерий, а TLR3, TLR7, TLR8 - на РНК-структуры, общие для вирусов. Наружная часть TLR, имеющая форму подковы, специфически соединяется с высококонсервативной молекулярной структурой, характерной для определенного типа микроорганизмов. Другая часть молекулы при этом претерпевает изменения, ведущие к активации одного из путей передачи сигнала с периферии клетки к ядру. Активация ядерных факторов запускает транскрипцию РНК с последующим синтезом белков. Клетка активируется, приобретая способность к повышенной продукции цитокинов [7, 11].

Уровень экспрессии TLR на поверхности макрофагов и эпителиальных клеток изменяется при расщеплении наружной части этих рецепторов ЛЭ, высвобождаемой при дегрануляции активированных нейтрофилов, что может регулировать интенсивность врожденного иммунного ответа на микроорганизмы [95], бактерицидную активность макрофагов [78] и степень клеточной активации при бактериальном сепсисе [101]. Интенсивность воспалительного отве-

та на ЛПС регулируется также по принципу механизма отрицательной обратной связи путем расщепления СЛП рецептора CD14 на поверхности моноцитов [52], макрофагов [37] и фибробластов [65].

Важно, что экспрессирующие TLR4 клетки врожденного иммунитета (моноциты, макрофаги и дендритные клетки) не отвечают на ЛПС продукцией провоспалительных цитокинов, если находятся в окружении внеклеточного матрикса, образуемого эндотелиальными клетками и содержащего большое количество молекул гепарансульфата протео-гликана. Эта супрессия может быть «снята» ЛЭ, расщепляющей белковую часть гепарансульфата про-теогликана и образующей растворимый гепаран-сульфат, являющийся эндогенным лигандом TLR4 [44, 81]. Подобно ЛПС, гепарансульфат активировал in vitro ядерный фактор транскрипции (NF-kB) и митоген-активируемую протеинкиназу (p38 MAPK), индуцировал экспрессию костимулирующих молекул СD40, CD80 и CD86 в клетках мышей дикого типа, но не в клетках мышей-мутантов, дефектных по TLR4. При введении гепарансульфата мышам дикого типа в их крови резко повышался уровень TNFa и животные погибали от развивающегося синдрома системного воспалительного ответа (ССВО), причем точно так же, как и в ответ на ЛПС. Внутри-брюшинное введение ЛЭ индуцировало у мышей ССВО приблизительно с такой же эффективностью, как введение гепарансульфата или ЛПС.

Таким образом, в настоящее время установлено, что ЛЭ, высвобождаемая при дегрануляции из первичных гранул активированных нейтрофилов, может генерировать образование эндогенных веществ (гепарансульфата и, возможно, других лиган-дов), запускающих воспалительный ответ, подобно ЛПС, через активацию TLR4. Введение животным небольшого количества ЛЭ вызывает развитие в организме воспалительного ответа, а также резко усиливает стимулирующий эффект ЛПС на клеточную систему врожденного иммунитета [97]. Мыши с врожденным дефицитом ЛЭ обладают, как известно, повышенной устойчивостью к бактериальным эндотоксинам [99], а мыши с врожденным дефицитом ингибитора (SLPI), защищающего ткани организма от действия ЛЭ, наоборот, - повышенной чувствительностью [62].

Классическая модель взаимодействия РАМР и TLR, не учитывающая роль СЛП в регуляции врожденного иммунного ответа, не в состоянии до конца объяснить механизм распознавания всех микроорганизмов, наблюдающийся in vivo, причину отсутствия существенного влияния антагонистов ЛПС на исход инфекционного процесса, а также возможность развития ССВО в «стерильных» условиях (при ишемии, атеросклерозе и др.). В качестве примера исследователи, видимо, не случайно приводят клетки Yersinia pestis, которые синтезируют in vivo (при температуре 37 °С) РАМР, не распознаваемые TLR [97]. Воспалительный ответ организма хозяина отсутствует при первичной легочной чуме в течение

48 часов, даже при очень высокой концентрации живых бактерий в органах (более 108 м.к./г печени) и периферической крови. Неясно, почему он начинает неожиданно быстро развиваться с отсрочкой по времени в виде характерного для сепсиса ССВО и приводит организм к неизбежной гибели уже на третьи сутки после заражения [22, 51].

В пользу гипотезы о важной роли ЛЭ в развитии ССВО при чуме [5, 51] свидетельствует тот факт, что экспоненциальные бульонные культуры чумного микроба, выращенные с аэрацией при температуре 37 °С, запускают дегрануляцию и гибель нейтрофи-лов в образцах цельной крови человека в интервале времени от 24 до 48 часов, независимо от исходной микробной нагрузки. В ответ на введение стационарной двухсуточной культуры Y. pestis EV, выращенной при 28 °С и более, реактогенной с точки зрения развития местной воспалительной реакции, дегрануляция завершается in vitro в половине нейтрофилов цельной крови человека уже к четвертому часу инкубации, затем прекращается и вновь запускается после 24 часов [9]. Полную дегрануляцию около 100% нейтрофилов в интервале от трех до четырех часов инкубации можно наблюдать, по данным проточной цитометрии, в образцах крови, обсемененных клетками золотистого стафилококка [50], что коррелирует со способностью этого микроорганизма вызывать более интенсивную местную воспалительную реакцию и, как следствие, с относительно низкой вероятностью развития ССВО при стафилококковой инфекции [4].

СЛП в качестве модуляторов активности хе-мокинов, цитокинов и факторов роста. Фундаментальным механизмом, регулирующим активность различных компонентов цитокиновой сети, является протеолиз. Молекула TNFa образуется, как известно, при расщеплении связанного с клеточной мембраной предшественника (pro-TNFa) специфической металлопротеазой TACE (TNFa converting enzyme), а молекула IL-1ß - путем расщепления pro-IL-1ß каспазой-1, или ICE - IL-1 converting enzyme. Однако существует альтернативный путь образования биологически активных молекул этих двух цитокинов, связанный с протео-литическим расщеплением их предшественников СЛП [12, 15]. По этому пути образуются и другие цитокины, в частности IL-18 [79].

Установлено, что ЛЭ регулирует процесс образования гранулоцитов в костном мозге и их относительное содержание в периферической крови [18] посредством расщепления продуцируемого макрофагами и эндотелиальными клетками фактора, стимулирующего колонии гранулоцитов (G-CSF -granulocyte colony stimulating factor) [32]. ПР3 путем отщепления N-концевого пептида от молекулы IL-8 (77 аминокислот) образует более активную и стабильную форму этого хемокина (70 аминокислот) [68]. Аналогичным образом под влиянием ПР3 образуется более активная модифицированная форма IL-32 [69], а под влиянием KG - более активные фор-

мы хемокинов CXCL5, или ENA-78 [66] и CCL15, или MIP-16 [77].

С другой стороны, имеются сведения об отрицательной регуляции активности хемокинов и цитокинов СЛП. Например, KG расщепляет хемокин CCL5, или RANTES, образуя продукты с пониженной активностью [55]. Аналогичный эффект наблюдается при протеолизе СЛП хемокинов CCL3, или MIP-1a и CXCL12, или SDF-1a, что, соответственно, влияет на функцию макрофагов [82] и трансэпителиальную миграцию T-лимфоцитов [73]. Очищенные СЛП или супернатанты активированных нейтрофилов вызывают in vitro быструю протеолитическую деградацию зрелой молекулы TNFa до двух фрагментов, не обладающих цитотоксической активностью. Субстратами СЛП являются также биологически активные молекулы IL-6, IL-2 и IL-18 [15].

Гиперсекрецию слизи при легочных инфекциях и воспалительных аллергических заболеваниях объясняют стимуляцией рецептора фактора роста эпидермиса (EGFR - epidermal growth factor receptor). Показано, что ЛЭ расщепляет связанный с клеточной мембраной трансформирующий фактор роста альфа (TGFa) и образует растворимую форму этого фактора, которая активирует EGFR, стимулируя продукцию муцина [49] и пролиферацию кератиноци-тов эпидермиса [60].

Расщепляя предшественники TGFa, TGFp, эн-дотелийзависимого фактора роста (EDGF - endo-thelial-derived growth factor) и тромбоцитозависи-мого фактора роста (PDGF - platelet-derived growth factor), СЛП образуют биологически активные молекулы этих факторов. Некоторые факторы роста, такие как TGFp и инсулиноподобный фактор роста (IGF - insulin-like growth factor), образуют комплексы с белками и остаются благодаря этому в неактивном состоянии. Для активации данные цитокины должны высвободиться из комплекса с белком, что происходит, в частности, под влиянием СЛП, высвобождаемых из гранул активированных нейтрофи-лов [15].

СЛП как модуляторы активности иммуноком-петентных клеток, регуляторы апоптоза и аллергического воспаления. Установлено, что СЛП регулируют экспрессию антигенов на поверхности клеток иммунной системы [6], а также модулируют процесс созревания и антигенпрезентирующую функцию дендритных клеток, участвующих в формировании адаптивного иммунитета [59, 80]. Действуя подобно адъювантам, СЛП активируют у привитых мышей механизмы клеточного иммунитета (секрецию Т-лимфоцитами цитокинов, цитотоксический эффект Т-лимфоцитов-киллеров) и существенно стимулируют продукцию специфических антител [98, 107].

В очаге воспаления СЛП регулируют гибель и лизис различных клеток организма хозяина.

В частности, когда в плазме крови резко повышается активность ЛЭ, меняется форма эритроцитов и усиливается гемолиз, связанный с протеолити-

ческим эффектом этой СЛП [85]. СЛП могут активировать апоптоз индукцией проапоптотических изменений в сигнальных путях клеточной стимуляции и прямым расщеплением ядерного фактора NF-kB [70, 108]. Видимо, поэтому они в 1000 раз усиливают токсический эффект эндотоксина на гепатоциты и клетки Купфера [86]. Более того, дегрануляция является важным механизмом, регулирующим жизнеспособность самих активированных нейтрофилов, поскольку под влиянием высвобождаемой из гранул ЛЭ из внутриклеточного эластазного ингибитора (N/M EI - neutophil/monocyte elastase inhibitor) образуется эндонуклеаза (DNAsell), расщепляющая молекулу ДНК при индуцируемом каспазонезависи-мом апоптозе [100].

В опытах на мышах-мутантах, дефектных по продукции СЛП, недавно установлен новый механизм регуляции интенсивности врожденного иммунного ответа организма на специфические антигены (аллергены). Показано, что при вну-трикожном введении аллергена в сенсибилизированном организме образуются иммунные комплексы, запускающие гиперсекрецию СЛП из первичных гранул активированных нейтрофилов. Протеазы расщепляют регулятор роста тканей и супрессор аллергического воспаления, в большом количестве продуцируемый во внеклеточное пространство эпителиальными клетками, ке-ратиноцитами и нейтрофилами (проэпителин, или програнулин, - предшественник эпителина), что запускает процесс развития в организме внутри-кожной аллергической реакции [48].

Протеолитически активируемые рецепторы как сенсоры СЛП при воспалении и иммунном ответе. Роль СЛП в регуляции взаимодействия механизмов врожденного и адаптивного иммунитета только начинает интенсивно изучаться, но уже получены экспериментальные данные, свидетельствующие, что они являются, видимо, частью единой гормональной коммуникационной системы, обеспечивающей защиту организма от внешней агрессии. Основными сенсорами внеклеточной про-теолитической активности в этой системе служат протеолитически активируемые рецепторы (PARs -protease-activated receptors) [36, 89, 92, 106], которые функционируют в кооперации с TLR-клетками врожденного иммунитета [72]. В случае одновременной активации TLR4 и PAR соответственно ЛПС и протеазами резко усиливается продукция цитоки-нов эпителиальными клетками, играющими ключевую роль в развитии врожденного иммунного ответа и аллергического воспаления [67]. Причем PARs активируются не только лейкоцитарными протеаза-ми, регулирующими интенсивность воспалительного ответа организма хозяина на антигены и специфические аллергены [48, 69], но и бактериальными протеазами, активирующими клеточную систему врожденного иммунитета [40].

В настоящее время PARs обнаружены на поверхности тромбоцитов, лейкоцитов крови, макро-

фагов, эпителиальных, эндотелиальных, дендритных, тучных и многих других клеток, вовлеченных в развитие воспаления и иммунного ответа, они клонированы и охарактеризованы как рецепторы, играющие очень важную роль в сосудистой физиологии и патофизиологии [38, 92]. PAR1, -3 и -4 -это сенсоры тромбина, трипсина и KG, но PAR1 может быть активирован также ЛЭ [94]. Особый интерес представляет PAR2, который к тромбину резистентен, но активируется трипсином, трипта-зой тучных клеток, бактериальными протеазами [36, 92], а также тремя СЛП, высвобождающимися при дегрануляции активированных нейтрофилов [30, 89, 102].

Установлено, что СЛП регулируют через PARI и PAR2 барьерную функцию эпителия и трансэпителиальную миграцию активированных лейкоцитов [26]. KG активирует тромбоциты через PAR4 и таким образом регулирует их взаимодействие с нейтрофилами в очаге воспаления [84]. ЛЭ запускает и регулирует через PAR1 апоптоз клеток легочного и кишечного эпителия [94]. ПР3 стимулирует через PAR2 образование и дифференцировку дендритных клеток [34]. Через PAR2 все СЛП регулируют секрецию клетками IL-8 и других хемокинов [102]. Причем от сигнального пути, связанного с активацией именно этого рецептора, зависит продукция цито-кинов CD4+ T-лимфоцитами [88].

Регуляцию процессов фибринолиза и коагуляции СЛП осуществляют не только посредством активации плазминогена [58], расщепления фибрина [46] и антикоагулянтов (антитромбина III и гепаринового кофактора II) [2, 28], но и путем модуляции процесса активации PAR1 ключевым ферментом системы свертывания крови (тромбином) [69, 92].

Молекулярный механизм функциональной активации PAR уникален, так как лиганд, ответственный за активацию рецептора, является частью самого рецептора (рис. 2). При связывании с рецептором семейства PAR протеаза отщепляет N-концевой пептид, что открывает «привязанный» лиганд (пептид, агонист протеазы). Лиганд активирует рецептор, запуская каскад сигнальных реакций, приводящих к быстрой транскрипции генов, вовлеченных в развитие воспаления и иммунного ответа. Однако PARs можно активировать и без протеолиза - с помощью синтетических пептидов (так называемых PAR-Aps), соответствующих по аминокислотной последовательности специфическим лигандам. Это используется для изучения механизмов регуляции воспаления и иммунного ответа при инфекциях, реакциях гиперчувствительности и аутоиммунных заболеваниях, а также при разработке новых препаратов, обладающих противовоспалительными и иммуномодулирующи-ми свойствами [40, 75, 92].

Таким образом, анализ литературы за последнее десятилетие свидетельствует, что взгляды на роль нейтрофилов в сложных механизмах антибактериальной защиты, запуска и регуляции им-

Рисунок 2.

Механизмы активации протеолитически активируемого рецептора-2

A. Рецептор в «неактивном» состоянии, в «ожидании» отщепления Ы-концевого пептида протеазой (перед белым прямоугольником).

B. Активация рецептора протеазой, приводящая к высвобождению «привязанного» лиганда (белый прямоугольник), связывающегося со специфическим сайтом рецептора (серый прямоугольник).

C. Активация рецептора без участия протеазы - синтетическим пептидом, соответствующим по аминокислотной последовательности «привязанному» лиганду.

мунного ответа существенно изменились. Нейтро-фильные гранулоциты, на долю которых у людей приходится около 90% циркулирующих в крови клеток врожденного иммунитета, уже не рассматриваются как клетки, выполняющие «единственно важную» функцию внутриклеточного переваривания поглощенных микроорганизмов и погибших аутологичных клеток. Они справедливо считаются многофункциональными клетками, инициирующими и координирующими иммунный ответ организма хозяина на внедрение инфекционного агента или тканевое повреждение, а также клетками, способными осуществлять киллинг бактерий при отсутствии фагоцитоза.

Сигнальными молекулами, контролирующими, подобно гормонам, функцию различных клеток, во-

влекаемых в процессы свертывания крови, воспаления, репарации тканей и синтеза специфических антител, являются СЛП, которые высвобождаются во внеклеточное пространство при дегрануляции активированных нейтрофилов.

Создание и практическое использование информативных методов оценки интенсивности секреторной дегрануляции нейтрофилов может открыть принципиально новые возможности для характеристики свойств иммуностимулирующих препаратов биологического происхождения. Особенно перспективен в этом плане метод импульсной проточной цитометрии [5, 9], с практическим использованием которого для оценки врожденного иммунного ответа на бактериальные антигены связывают будущее разработки вакцин [19]. Ш

Литература

1. Долгушин И.И., Андреева Ю.С. Нейтрофильные внеклеточные ловушки: метод обнаружения и эффективность улавливания бактерий // ЖМЭИ. 2009. № 2. С. 65 - 67.

2. Доценко В.Л., Спирина А.Я., Макинский А.И. и др. Эластаза в плазме крови больных туберкулезом и ее роль в нарушении регуляции процессов свертывания крови // Вопр. мед. химии. 2000. Т. 46. № 2. С. 176 - 183.

3. Ильичев А.В., Бельков А.П., Мальдов Д.Г. и др. Секреция гранул нейтрофилов человека под действием формилпептида и препарата Стимфорте // Иммунология. 2009. Т. 30. № 3. С. 159 - 161.

4. Исачкова Л.М., Плехова Н.Г. К развитию представлений об антиинфекционной резистентности // Эпидемиол. и инф. бол. 2002. № 1. С. 11 - 15.

5. Кравцов А.Л. Микрофлуориметрическое исследование в потоке гетерогенных популяций бактерий У. pest/s и клеток иммунной системы инфицированных чумой лабораторных животных: Автореф. дис. ... докт. биол. наук. - Саратов, 1997. - 58 с.

6. Новиков В.В., Барышников Ф.Ю., Караулов А.В. Растворимые формы мембранных антигенов клеток иммунной системы // Иммунология. 2007. № 4. С. 249 - 253.

7. Хаитов Р.М., Пащенков М.В., Пинегин Б.В. Роль паттернраспознающих рецепторов во врожденном и адаптивном иммунном ответе // Иммунология. 2009. № 1. С. 66 - 76.

8. Фрадкин В.А. Диагностика аллергии реакциями нейтрофилов крови. - М., 1985. -176 с.

9. Шмелькова Т.П. Взаимодействие чумного микроба и его антигенов с клетками крови человека in vitro: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. - Саратов, 2008. -26 с.

10. Abrams W.R., Diamond L.W., Kane A.B. A flow cytometric assay of neutrophil degranulation // J. Histochem. Cytochem. 1983. V. 31 (6). P 737 - 744.

11. Akira S., Takeda K. Toll-like receptor signaling // Nat. Rev. Immunol. 2004. V. 4. P. 499 - 511.

12. Armstrong L., Godinho S.I., Uppington K.M. et al. Contribution of TNF-alpha converting enzyme and proteinase 3 to TNF-alpha processing in human alveolar macrophages // Am. J. Respir. Cell Mol. Biology. 2006. V. 34. P. 219 - 225.

13. Ashe B.M., Zimmerman M. Comparison of the neutral proteinases from polymorphonuclear leukocytes of several experimental animal species // Biochem. Int. 1982. V. 5. P. 487 - 494.

14. Balloy V., Sallenave J-M., Crestani B. et al. Neutrophil DNA contributes to the anti- 53. elastase barrier during acute lung inflammation // Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2003.

V. 28. P. 746 - 753. 54.

15. Bank U., Ansoge S. More than destructive: neutrophil-derived proteinases in cytokine bio-activity control // J. Leukocyte Biology. 2001. V. 69. P. 197 - 206.

16. Belaaouaj A. Neutrophil elastase-mediated killing of bacteria: lessons from targeted mutagenesis // Microbes Infect. 2002. V. 4 (12). P. 1259 - 1264. 55.

17. Belaaouaj A., McCarthy R., Baumann M. et al. Mice lacking neutrophil elastase reveal host defense against gram negative bacterial sepsis // Nat. Med. 1998. V. 4 (5).

P. 615 - 618. 56.

18. Benson K.F., Li F.Q., Rerson R.E. et al. Mutations associated with neutropenia in dogs and humans disrupt intracellular transport of neutrophil elastase // Nature Genetics.

2003. V. 35. P. 90 - 96. 57.

19. Bolton D.L., Rocdever M. Flow cytometry and the future of vaccine development // Expert Rev. Vaccines. 2009. V. 8 (6). P. 779 - 789.

20. Brignone C., Munoz O., Batoz M. et al. Proteases produced by activated neutrophils 58. are able to release soluble CD23 fragments endowed with proinflammatory effects // FASEB J. 2001. V. 15. P. 2027 - 2029. 59.

21. Brinkmann V., Reichard U., Goosmann C. et al. Neutrophil extracellular traps kill bacteria // Science. 2004. V. 303. P. 1532 - 1535.

22. Bubeck S.S., Cantwell A.M., Dube PH. Delayed inflammatory response to primary pneu- 60. monic plague occurs in both outbred and inbred mice // Infec. Immunity. 2007. V. 75 (2).

P. 697 - 705.

23. Cabrini M., Nahmod K., Geffner J. New insights into the mechanisms controlling neutrophil 61. survival // Current Opinion in Hematology. 2010. V. 17. P 31 - 35.

24. Campbell E.J., Owen C.A. The sulfate groups of chondroitin sulfate- and heparan sul-fate-containing proteoglycans in neutrophil plasma membranes are novel binding 62. sites for human leukocyte elastase and cathepsin G // J. Biol. Chem. 2007. V. 282.

P. 14645 - 14654.

25. Chertov O., De Y., Howard O.M. Leukocyte granule proteins mobilize innate host de- 63. fenses and adaptive immune responses // Immunol. Rev. 2000. V. 177. P. 68 - 78.

26. Chin A.C., Lee W.Y., Nusrat A. et al. Neutrophil-mediated activation of epithelial pro- 64. tease-activated receptors-1 and -2 regulates barrier function and transepithelial migration // J. Immunology. 2008. V. 181 (8). P. 5702 - 5710. 65.

27. Clark S.R., Ma A.C., Tavener S.A. Platelet TLR4 activates neutrophil extracellular traps to ensnare bacteria in septic blood // Nat. Med. 2007. V. 13. P. 463 - 469.

28. Cunningham M.A., Bhagta V., Sheffield W.P. Altering heparin cofactor II at VAL439

either impairs inhibition of thrombin or confers elastase resistance // Tromb. Hemost. 66.

2002. V. 88. P. 89 - 97.

29. David A., Kacher Y., Specks U. et al. Interaction of proteinase 3 with CD11b/CD18 67. (beta2 integrin) on the cell membrane of human neutrophils // J. Leukocyte Biology.

2003. V. 74. P. 551 - 557.

30. Dulon S., Cande C., Bunnett N.W. et al. Proteinase-activated receptor-2 and human 68. lung epithelial cells: disarming by neutrophil serine proteinases // Am. J. Recpir. Cell

Mol. Biol. 2003. V. 28. P. 339 - 346. 69.

31. Eggers C.T., Murray I.A., Delmar V.A. et al. The periplasmic serine protease inhibitor ecotin protects bacteria against neutrophil elastase // Biochem. J. 2004. V. 379. 70. P. 107 - 118.

32. El Ouriaghli F., Fujiwara H., Melenhorst J.J. et al. Neutrophil elastase enzymatically antagonizes the in vitro action of G-CSF: implications for regulation of granulopoiesis // Blood. 2003. V. 101. P. 1752 - 1758. 71.

33. Ermert D., Urban C.F., Laube B. et al. Mouse neutrophil extracellular traps in microbial infections // J. Innate Immunity. 2009. V. 1 (3). P. 181 - 193. 72.

34. Fields R.S., Schoenecker J.G., Hart J. et al. Protease-activated receptor 2 signaling triggers dendritic cell development // Am. J. Pathology. 2003. V. 162. P. 1817 - 1822.

35. Fuchs T.A., Abed U., Goosmann C. et al. Novel cell death program leads to neutrophil 73. extracellular traps // J. Cell Biology. 2007. V. 176 (2). P. 231 - 241.

36. Hansen K.K., Oikonomopoulou K., Baruch A. et al. Proteinases as hormones: targets

and mechanisms for proteolytic signaling // Biol. Chem. 2008. V. 389. P. 971 - 982. 74.

37. Henriksen P.A., Devitt A., Kotelevtsev Y. et al. Gene delivery of the elastase inhibitor elafin protects macrophages from neutrophil elastase-mediated impairment of apop-

totic cell recognition // FEBS Letters. 2004. V. 574. P. 80 - 84. 75.

38. Hirano K. The role of proteinase-activated receptors in the vascular physiology and pathophysiology // Arteriosclerosis, Trombosis and Vascular Biology. 2007. V. 27. P. 27 - 36. 76.

39. Hiroto T., Tadanori M., Motoichi T. Characterization of neutrophil activation by repeated injection of endotoxin in rabbits. Role of neutrophils in the generalized Shwartzman reaction 77. // J. Leukocyte Biology. 1993. V. 53. P. 256 - 263.

40. Holzhausen M., Spolidorio L.C., Ellen R.P. et al. Protease-activated receptor 2 activation: a major role in the pathogenesis of Porphyromonas gingivalis infection // Am. J. 78. Pathology. 2006. V. 168. P. 1189 - 1199.

41. Hong W., Juneau R.A., Pang B. et al. Survival of bacterial biofilms within neutrophil traps promotes nontypeable Haemophilus influenzae persistence in the chinchilla model for 79. otitis media // J. Innate Immunity. 2009. V. 1. P. 215 - 224.

42. Jancar S., Sanchez C.M. Immune complex-mediated tissue injury: a multistep para- 80. digm // Trends Immunology. 2005. V. 26. P. 48 - 55.

43. Jog N.R., Rane M.J., Lominadze G. et al. The actin cytoskeleton regulates exocytosis of

all neutrophil granule subsets // Am. J. Physiology. 2007. V. 292. P. C1690 - C1700. 81.

44. Johnson G.B., Brunn G.J., Platt J.L. Cutting Edge: An endogenous pathway to systemic inflammatory response syndrome (SIRS)-like responses through Toll-like 4 // J. Immunology. 2004. V. 172. P. 20 - 24. 82.

45. Jourdain M., Carrette O., Tournoys A. et al. Effects of inter-a-inhibitor in experimental endotoxic shock and disseminated intravascular coagulation // Am. J. Respir. Crit.

Care Med. 1997. V. 156 (6). P. 1825 - 1833. 83.

46. Katsumata S., Naquashima M., Cato K. et al. Changes in coagulation-fibrinolysis marker and neutrophil elastase following the use of tourniquet during total knee arthroplasty and

the influence of neutrophil elastase on thromboembolism // Acta Anaesthesiol. Scand. 84. 2005. V. 49. P. 510 - 516.

47. Kawabata K., Hagio T., Matsuoka S. The role of neutrophil elastase in acute lung injury 85. // Eur. J. Pharmacol. 2002. V. 451 (1). P. 1 - 10.

48. Kessenbrock K., Frohlich L., Sixt M. Proteinase 3 and neutrophil elastase enhance 86. inflammation in mice by inactivating antiinflammatory progranulin // J. Clin. Invest.

2008. V. 118. P. 2438 - 2447.

49. Kohri K., Ueki I.F., Nadel J.A. Neutrophil elastase induces mucin production by ligand- 87. dependent epidermal growth factor receptor activation // Am. J. Physiol. Lung Cell

Mol. Physiol. 2002. V. 283. P. L531 - L540.

50. Kravtsov A.L., Bobyleva E.V., Grebenyukova T.P. et al. Flow microfluorometric analysis of 88. phagocyte degranulation in bacteria infected whole blood cell cultures // Proc. SPIE.

2002. V. 4707. P. 395 - 402.

51. Lathem W.W., Crosby S.D., Miller V. et al. Progression of primary pneumonic plague: 89. a mouse model of infection, pathology, and bacterial transcriptional activity // PNAS.

2005. V. 102 (49). P. 17786 - 17791.

52. Le-Barillek K., Pidard D., Balloy V. et al. Human neutrophil cathepsin G down-regulates 90. LPS-mediated monocyte activation through CD14 proteolysis // J. Leukocyte Biology.

2000. V. 68. P. 209 - 215.

Lee W.L., Grinstein S. The tangled webs that neutrophils weave // Science. 2004. V. 303. P. 1477 - 1488.

Levesque J.P., Takamatsu Y., Nilsson S.K. et al. Vascular cell adhesion molecule-1 (CD106) is cleaved by neutrophil proteases in bone marrow following hematopoietic progenitor cell mobilization by granulocyte colony stimulating factor // Blood. 2001. V. 98. P. 1289 - 1297.

Lim J.K., Lu W., Hartley O. et al. N-terminal proteolytic processing by cathepsin G converts RANTES/CCL5 and related analogs into a truncated 4-68 variant // J. Leukocyte Biology. 2006. V. 80. P. 1395 - 1404.

Logan M.R., Odemuyima S.O., Moqbel R. Understanding exocytosis in immune and inflammatory cells: the molecular basis of mediator secretion // J. Allergy Clin. Immunology. 2003. V. 111 (5). P. 923 - 932.

Lopez-Boado Y.S., Espinola M., Bahr S. et al. Neutrophil serine proteinases cleave bacterial flagellin, abrogating its host response-inducing activity // J. Immunology. 2004. V. 172 (1). P. 509 - 515.

Machovich R., Hiter A., Owen W.G. Neutrophil proteases in plasminogen activation // Blood Coagul. Fibrinol. 1990. V. 1. P. 273 - 277.

Maffia P.C., Zittermann S.E., Scimone M.L. et al. Neutrophil elastase converts human immature dendritic cells into transforming growth - |31-secreting cells and reduces allostimulatory ability // Am. J. Pathology. 2007. V. 171. P. 928 - 937. Meyer-Hoffert U., Wingertszahn J., Wiedow O. Human leukocyte elastase induces kera-tinocyte proliferation by epidermal growth factor receptor activation // J. Investigative Dermatology. 2004. V. 123. P. 338 - 345.

Monteseirin J., Bonilla I., Camacho M.J. et al. Specific allergens enhance elastase release in stimulated neurophils from asthmatic patients // Int. Arch. Allergy Immunol. 2003. V. 131 (3). P. 174 - 181.

Nakamura A., Mori Y., Hagivara K. et al. Increased susceptibility to LPS-induced endo-toxin shock in secretory leukoprotease inhibitor (SLPI)-deficient mice // J. Exp. Med. 2003. V. 197 (5). P. 669 - 674.

Nathan C. Neutrophils and immunity: challenges and opportunities // Nat. Rev. Immunol. 2006. V. 6. P. 173 - 182.

Neeli I., Dwivedi N., Khan S. et al. Regulation of extracellular chromatin release from neutrophils // J. Innate Immunity 2009. V. 1 (3). P. 194 - 201. Nemoto E., Sugawara S., Tada H. et al. Cleavage of CD14 on human gingival fibro-blasts cocultured with activated neutrophils is mediated by human leukocyte elastase resulting in down regulation of lipopolysaccharide-induced IL-8 production // J. Immunology. 2000. V. 165. P. 5807 - 5813.

Nufer O., Corbett M., Walz A. Amino-terminal processing of chemokine ENA-78 regulates biological activity // Biochemistry. 1999. V. 38. P. 636 - 642. Ostrowska E., Sokolova E., Roiser G. PAR2 activation and LPS synergistically enhance inflammatory signaling in airway epithelial cells by raising PAR expression level and IL-8 release // Am. J. Physiol. Lung Cell Mol. Physiol. 2007. V. 293. P. L1208 - L1218. Padrines M., Wolf M., Walz A. et al. Interleukin-8 processing by neutrophil elastase, cathepsin G and proteinase-3 // FEBS Lett. 1994. V. 352. P. 231 - 235. Pham C.T. Neutrophil serine proteases fine-tune the inflammatory response // Int. J. Biochem. Cell Biol. 2008. V. 40 (6, 7). P. 1317 - 1333.

Preston G.A., Zarella C.S., Pendergraft III W.F. et al. Novel effects of neutrophil-derived proteinase 3 and elastase on the vascular endothelium involve in vivo cleavage of NF-kB and proapoptotic changes in JNK, ERK, and p38MAPK // J. Am. Soc. Nephrol-ogy. 2002. V. 13. P. 2840 - 2849.

Qureshi S.T., Skamene E., Malo D. Comparative genomics and host resistance against infectious diseases // Emer. Infec. Dis. 1999. V. 1. P. 36 - 47.

Rallabhaudi P., Nhu Q.M., Toshchakov V.Y. et al. Analysis of proteinase-activated receptor 2 and TLR4 signal transduction: a novel paradigm for receptor cooperativity // J. Biol. Chem. 2008. V. 283. P. 24314 - 24325.

Rao R., Betz T.V., Lamont D.J. et al. Elastase release by transmigrating neutrophils deactivates endothelial-bound SDF-1-alpha and attenuates subsequent T-lymphocyte transendothelial migration // J. Exp. Med. 2004. V. 200. P. 713 - 724. Raptis S.Z., Shapiro S.D., Simmons P.M. et al. Serine protease cathepsin G regulates adhesion-dependent neutrophil effector functions by modulating integrin clustering // Immunity. 2005. V. 22. P. 679 - 691.

Reed C.E., Kita H., Minn M. The role of protease activation of inflammation in allergic respiratory diseases // J. Allergy Clin. Immunol. 2004. V. 114. P. 997 - 1008. Reeves E.P., Lu H., Jacobs H.L. Killing activity of neutrophils is mediated through activation of proteases by K+ flux // Nature. 2002. V. 416. P. 291 - 297. Richter R., Bistrian R., Escher S. et al. Quantum proteolytic activation of chemokine CCL15 by neutrophil granulocytes modulates mononuclear cell adhesiveness // J. Immunology. 2005. V. 175. P. 1599 - 1608.

Ribeiro-Gomes F.L., Moniz-de-Sauza M., Alexandre-Moreira M.S. Neurophils activate macrophages for intracellular killing of Leishmania major through recruitment of TLR4 by neutrophil elastase // J. Immunology. 2007. V. 179. P. 3988 - 3994. Robertson S.E., Young J.D., Kidson S. et al. Expression and alternative processing of IL-18 in human neutrophils // Eur. J. Immunology. 2006. V. 36. P. 722 - 731. Roghanian A., Drost E.M., MacNee W. et al. Inflammatory lung secretions inhibit dendritic cell maturation and function via neutrophil elastase // Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2006. V. 174. P. 1189 - 1198.

Rosenberg H.F. Toll-like receptors, endogenous ligands, and constitutive control (or, why I'm still standing at the podium): an interview with Dr. Jeffrey L. Platt // J. Leukocyte Biology. 2007. V. 82. P. 286 - 287.

Ryu O.H., Choi S.J., Firatli E. et al. Proteolysis of macrophage inflammatory protein-1 alpha isoforms LD78 beta and LD78 alpha by neutrophil-derived serine proteinases // J. Biol. Chemistry. 2005. V. 280. P. 17415 - 17421.

Sadallah S., Hess C., Miot S. et al. Elastase and mealloproteinase activities regulate soluble complement receptor-1 release // Eur. J. Immunology. 1999. V. 29. P. 3754 - 3761.

Sambrano G.R., Huang W., Faruqi T. et al. Cathepsin G activates protease-activated receptor-4 in human platelets // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 6819 - 6823. Santos-Silva A., Rebelo I., Castro E. et al. Erythrocyte damage and leukocyte activation in ischemic stroke // Clin. Chim. Acta. 2002. V. 320. P. 29 - 35. Sauer A., Hurtung T., Aigner J. et al. Endotoxin-inducible granulocyte-mediated hepa-tocytotoxicity requires adhesion and serine protease release // J. Leukocyte Biology. 1996. V. 60. P. 633 - 643.

Shi J., Gantz T. The role of protegrins and other elastase-activated polypeptides in the bactericidal properties of porcine inflammatory fluids // Infec. Immunity. 1998. V. 66 (8). P. 3611 - 3617.

Shichijo M., Kondo S, Ishimori M. et al. PAR-2 deficient CD4+ T cells exhibit downregu-lation of IL-4 and upregulation of I FN-y after antigen challenge in mice // Allergol. Int. 2006. V. 55. P. 271 - 278.

Shpacovitch V., Fild M., Hollenberg M.D. et al. Role of protease-activated receptors in inflammatory response, innate and adaptive immunity // J. Leukocyte Biology. 2008. V. 83. P. 1309 - 1322.

Silva M.T. When two is better than one: macrophages and neutrophils work in consert in innate immunity as complementary and cooperative partners of a myeloid phagocyte system // J. Leukocyte Biology. 2010. V. 87. P. 1 - 14.

91. Sklar L.A., Oades Z.G., Finney D.A. Neutrophil degranulation detected by right angle light scattering: spectroscopic methods suitable for simultaneous analyses of degranulation or shape change, elastase release, and cell aggregation // J. Immunology. 1984. V. 133 (3). P. 1483 - 1487.

92. Stainhoff M., Buddenkotte J., Shpacovitch V. et al. Proteinase-activated receptors: transducers of proteinase-mediated signaling in inflammation and immune response // Endocrine Reviews. 2005. V. 26 (1). P. 1 - 43.

93. Standish A.,Weiser J. Human neutrophils kill Streptococcus pneumoniae via serine proteases // J. Immunology. 2009. V. 183. P. 2602 - 2609.

94. Suzuki T., Moraes T.J., Vachon E. et al. Proteinase-activated receptor-1 mediates elastase-induced apoptosis of human lung epithelial cells // Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2005. V. 33 (3). P. 231 - 247.

95. Taggart C.C., Greene C.M., Carroll T.P. et al. Pulmonary perspective elastolytic proteases. Inflammation resolution and dysregulation in chronic infective lung disease // Am. J. Respir. Crit. Care Med. 2005. V. 171. P. 1070 - 1076.

96. Tan B.H., Meinken C., Bastian M. et al. Macrophages acquire neutrophil granules for antimicrobial activity against intracellular pathogens // J. Immunology. 2006. V. 177 (3). P. 1864 - 1871.

97. Tang A.H., Brunn G.J., Cascalho M. et al. Pivotal advance: endogenous pathway to SIRS, sepsis, and related conditions // J. Leukocyte Biology. 2007. V. 82. P 282 - 285.

98. Tani K., Murphy W., Chertov O. et al. The neutrophil granule protein cathepsin G activates murine T lymphocytes and upregulates antigen-specific IgG production in mice // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001. V. 282. P. 971 - 976.

99. Tkalcevic J., Novelli M., Phylactides M. et al. Impaired immunity and enhanced resistance to endotoxin in the absence of neutrophil elastase and cathepsin G // Immunity. 2000. V. 12. P. 201 - 210.

100. Torriglia A., Perani P., Brossas J.Y. et al. A caspase-independent cell clearance program. The LEI/L-DNAse II pathway // Ann. NY Acad. Sci. 2000. V. 926. P. 192 - 203.

101. Tsujimoto H., Ono S., Majima T. et al. Neutrophil elastase, MIP-2, and TLR-4 expression during human and experimental sepsis // Shock. 2005. V. 23 (1). P. 39 - 44.

102. Uehara A., Muramoto K., Takada H. et al. Neutrophil serine proteinases activate human nonepithelial cells to produce inflammatory cytokines through proteinase-activated receptor-2 // J. Immunology. 2003. V. 170. P. 5690 - 5696.

103. Urban C.F., Lowrido S., Zychlinsky A. How do microbes evade neutrophil killing? // Cell Microbiology. 2006. V. 8 (11). P. 1687 - 1696.

104. Von Kockritz-Blickwede M., Nizet V. Innate immunity turned inside-out: antimicrobial defense by phagocyte extracellular traps // J. Mol. Med. 2009. V. 87 (8). P 775 - 783.

105. Weinrauch Y., Drujan D., Shapiro S.D. et al. Neutrophil elastase targets virulence factors of enterobacteria // Nature. 2002. V. 417. P. 91 - 94.

106. Wiedow O., Meyer-Hoffert V. Neutrophil serine proteases: potential key signaling during inflammation // J. Intern. Med. 2005. V. 257. P 319 - 328.

107. Yamazaki T., Aoki Y. Cathepsin G enhances human natural killer cytotoxicity // Immunology. 1998. V. 93. P. 115 - 121.

108. Yang J.J., Kettritz R., Falk R.J. et al. Apoptosis of endothelial cells induced by the neutrophil serine proteases proteinase 3 and elastase // Am. J. Pathology. 1996. V. 149. P. 1617 - 1626.

109. Yost C.C., Cody M.J., Harris E.S. et al. Impaired neutrophil extracellular trap (NET) formation: A novel innate immune deficiency of human neonates // Blood. 2009. V. 113 (25). P. 6419 - 6427.

110. Young R.E., Thompson R.D., Larbi K.Y. et al. Neutrophil elastase (NE)-deficient mice demonstrate nonredundant role for NE in neutrophil migration, generation of proinflammatory mediators, and phagocytosis in response to zymosan particles in vivo // J. Immunology. 2004. V. 172. P. 4493 - 4502.

В декабре прошлого года закончился земной путь замечательного человека, выдающегося ученого, профессора, доктора медицинских наук, Заслуженного деятеля науки РСФСР, лауреата Премии Совета Министров СССР и Премии Правительства Российской Федерации в области науки и техники, академика Бориса Федоровича СЕМЕНОВА.

Ученик М.П. Чумакова, верный его идеям, Б.Ф. Семенов всю жизнь посвятил науке, развивая приоритетные научные направления в области вирусологии, иммунологии и вакцинологии. Он был целеустремленным, принципиальным и честным ученым.

Свыше тридцати лет Борис Федорович возглавлял НИИ вакцин и сывороток им. И.И. Мечникова.

Под руководством и при непосредственном участии Б.Ф. Семенова велись исследования в области вакцинологии и вакцинопрофилактики инфекционных и неинфекционных болезней. Последние десять лет ученый посвятил фундаментальному изучению врожденного иммунитета.

Борис Федорович очень много сил и времени уделял подготовке научных кадров. Он - автор 359-ти опубликованных научных работ и 12 монографий, изданных в России и за рубежом, под его руководством подготовлено 11 докторов и 21 кандидат наук.

Много внимания Б.Ф. Семенов уделял пропаганде результатов научных исследований, будучи более тридцати лет главным редактором Журнала микробиологии, эпидемиологии и иммунобиологии и бюллетеня «Вакцинация», председателем Всероссийского научно-практического общества эпидемиологов, микробиологов и паразитологов, членом бюро отделения профилактической медицины РАМН.

Самоотверженный труд Б.Ф. Семенова отмечен государственными наградами: юбилейной медалью «За доблестный труд в ознаменование 100-летия со дня рождения В.И. Ленина», орденом Почета, медалью «В память 850-летия Москвы», орденом «За заслуги перед Отечеством» IV степени.

Память о Борисе Федоровиче Семенове - светлом, интеллигентном человеке, выдающемся российском ученом - навсегда останется в сердцах его друзей,

учеников, коллег.