ТРАНСПЛАНТАТ ДЛЯ СКЛЕРОПЛАСТИКИ (ВАРИАНТЫ)
TRANSPLANT FOR SCLEROPLASTY (VERSIONS)

Заявляемое изобретение относится к медицине, а именно к офтальмохирургии, и в частности к склеропластике.
В современной пластической офтальмохирургии проблема пересадки тканей остается достаточно актуальной. Применение различных трансплантатов несомненно повышает эффективность многих реконструктивных операций. Однако до сих пор актуален и до конца не решен вопрос выбора оптимального, отвечающего современным требованиям офтальмохирургии трасплантационного материала для проведения склеропластики, особенно с учетом гистосовместимости в каждом конкретном случае [Жаров В.В. Биопласт - отделение заготовки, консервации и производства пластических материалов / В.В. Жаров, Е.Р. Точилова. - Москва, 2003. - 105 с.].
Существует большое количество показаний для пластических операций на склере, в том числе такие как обширные раны с дефектом ткани, разрывы склеры, язвы роговицы и склеры, тяжелые ожоги склеры, дистрофия и истончение роговицы после кератопротезирования и т.д. [Сомов Е.Е. Склеропластика / Е.Е. Сомов. - Санкт-Петербург: Педиатрический медицинский институт, 1995. - 144 с.]. Во многих случаях отказ от склеропластики может привести к гибели глаза.
В качестве пластического материала для склеропластики использовались ауто- и аллогенные материалы, такие как собственная широкая фасция бедра, взвесь аутохряща с аутокровью, аллогенная твердая мозговая оболочка, взвесь плаценты, аллоамнион, смесь сухой плазмы и тромбина в растворе новокаина [Василькова Я.С. Аутохондропластика в лечении и профилактике миопии и дистрофии сетчатки: Автореф. дисс. канд. мед. наук. - М., 1989], однако используемые для данной цели различные биологические ткани (аллосклера, консервированная твердая мозговая оболочка, амнион, ауто- и аллохрящ) в результате приживления вовлекаются в процесс патологических изменений, происходящих в склере реципиента [Е.П. Тарутта, Л.Д. Андреева и др. // Вестник офтальмологии. - 1999. - №5. - С.8-10]. Пересаженные аллотрансплантаты замещаются собственной соединительной тканью реципиента, в результате чего не образуется комплекс «склера-имплантат» и патологический процесс продолжается. В послеоперационном периоде возникает воспалительная реакция в виде тенонита и гранулематозного воспаления [Wiswe I., GrungreiffJ., Schlotte H.W., Bansche I., Fortschr. Ophthalmol. - 1991. - Bd 88, №6. - S.881-884]. Все это ограничивает возможности склеропластики с помощью ауто- или аллотрасплантатов.
Известен трансплантат для склеропластики, представляющий собой аллотрансплантат склеры, прошитый нитями биосовместимых шовных материалов с образованием сетчатой структуры с размером ячеек 1,0×1,0 мм [RU №2140242, МПК A61F 9/007, 1999].В качестве биосовместимого шовного материала использовался капрон, полиэфирное волокно или лавсан. Трансплантат использовали для лечения быстро прогрессирующей близорукости; представлены результаты склероукрепляющего эффекта через 6 месяцев.
Однако пересадка аллосклеры вызывает выраженную воспалительную реакцию и грубое капсулообразование [Л.Д. Андреева, Е.П. Тарутта и др. // Вестник офтальмологии.- 1999. - №3. - С.15-18]. В дальнейшем, через 1,5-2 месяца после трансплантации начинается лизис донорской склеры и замещение ее новообразованным коллагеном реципиента, вследствие чего, склероукрепляющий эффект нивелируется [Е.П. Тарутта и др., 1999; Whitmore W.G., Harnson W., Curtin B.J. Ophthalmic Surg. - 1990. - Vol.21, №5.- Р.327-330].
Также известен трансплантат для склеропластики, выполненный в виде сетки с размером ячейки 1×1 мм из капроновых или полиэфирных волокон, прошитой коллагеновым волокном (шовный материал «коллаген 5,0») с шагом в 1 мм [RU №2157159, МПК A61F 9/01, 2000]. Указанный трансплантат также использовался для лечения прогрессирующей близорукости.
Недостатком известного трансплантата, так же как и трансплантата по RU №2140242, является недостаточная устойчивость используемых полимерных волокон к биодеструкции, как клеточной, так и неклеточной, а также распад и фрагментация материала на отдельные нити.
Наиболее близким по совокупности существенных признаков является трансплантат для склеропластики, представляющий собой полимерную основу, на которую нанесен пористый слой того же или иного полимера, поверхность которого обработана для придания ей совместимости с тканями склеры [RU №2160123, МПК A61L 27/56, 2000]. Трансплантат выполнен из пористого силикона (п.3 формулы), основа и слой с порами могут быть выполнены заодно (п.2 формулы); более пористый слой, который при имплантации должен быть обращен к склере, имеет поры, выполненные в форме перпендикулярных или наклонных к поверхности каналов (п.4 формулы), расположенные регулярным образом (п.7 формулы). Слой с порами обработан низкотемпературным плазменным разрядом (п.8 формулы), что вызывает образование в приповерхностном слое трансплантата переходной структуры, содержащей полимерные цепи и их фрагменты (п.1 формулы). Переходная структура создает постоянную гидрофильность рабочей стороны трансплантата, что создает «благоприятные условия прорастания живой ткани в поры для повышения тем самым механической прочности соединения трансплантата со склерой» (стр.5, абз.2 описания изобретения).
Однако в RU №2160123 не приведены конкретные примеры изготовления заявленного трансплантата и отсутствуют опытные данные по склеропластике. Изготовление трансплантата по RU №2160123 сложно; силиконовые полимеры не обладают достаточной химической и биологической инертностью; эффективность переходного гидрофильного слоя не доказана экспериментально.
Технический результат, на достижение которого направлено заявляемое изобретение, заключается в получении трансплантата для склеропластики, химически и биологически инертного и обеспечивающего эффект прорастания тканями склеры.
2
3
Указанный результат достигается тем, что трансплантат для склеропластики, имеющий полимерную основу, на которую нанесен пористый слой того же полимера, в качестве полимерной основы включает слой, выполненный из пористого растянутого политетрафторэтилена, имеющего узелково-фибриллярную структуру, а в качестве пористого слоя он включает слой пористого политетрафторэтилена, имеющего объемную долю пространства пустот 15-40%, удельную поверхность пространства пустот 0,25-0,55 мкм/мкм, среднее расстояние между пустотами в объеме 25-50 мкм и среднюю хорду объемную 8-25 мкм при общей толщине трансплантата 0,15-0,35 мм (первый вариант).
2
3
Указанный результат достигается также тем, что трансплантат для склеропластики, имеющий пористый слой полимера, поверхность которого обработана для придания ей совместимости с тканями склеры, в качестве пористого слоя включает слой пористого политетрафторэтилена, имеющего объемную долю пространства пустот 15-40%, удельную поверхность пространства пустот 0,25-0,55 мкм/мкм, среднее расстояние между пустотами в объеме 25-50 мкм и среднюю хорду объемную 8-25 мкм, поверхность которого обработана нанесением аллогенных дермальных фибробластов 3-5 пассажей культивирования при общей толщине трансплантата 0,15-0,35 мм (второй вариант)
Пористый растянутый политетрафторэтилен (ПТФЭ) узелково-фибриллярной структуры получают вытяжкой сырой каландрированной пленки из эмульсионного ПТФЭ, например марки Ф-4Д, так, как это описано в RU №2203685. Слой полимерной основы трансплантата включает 2-4 слоя пористой растянутой пленки указанной структуры, причем общая толщина этого слоя составляет 0,05-0,15 мм.
Пористый ПТФЭ, составляющий пористый слой, получен из суспензионного ПТФЭ, например марки Ф-4, так, как описано в RU №2270642. Толщина слоя пористого ПТФЭ в трансплантате составляет 0,10-0,30 мм.
Пористый ПТФЭ по RU №2270642 был использован для изготовления имплантата для укрепления роговицы в форме выпукло-вогнутой линзы толщиной не менее 0,4 мм, которую вводили в роговичный интраламеллярный карман, формируемый в процессе операции. За 4 месяца соединительная ткань и единичные кровеносные сосуды врастали в пространство пустот между элементами полимера; не наблюдалось случаев отторжения или постоперационных осложнений.
Однако для склеропластики требуется трансплантат не толще 0,35 мм; если из материала по RU №2270642 вырезать пластинку такой толщины (а лучше толщиной 0,15-0,20 мм), такой трансплантат после операции не выдержит напряжения, и прежде, чем соединительная ткань врастет внутрь трансплантата, он будет поврежден.
Пористый ПТФЭ получают следующим образом.
Суспензионный ПТФЭ по ГОСТ 10007-80 в виде порошка термостатируют при температуре 340-390°С и дополнительно измельчают в дробилке. Порошок рассеивают, отбирая фракцию 0,25-0,60 мм, из отобранной фракции прессуют заготовку при давлении 10-40 МПа, заготовку спекают при температуре 340-390°С в течение 5-6 часов. Трансплантат заданной толщины получают механической обработкой спеченной заготовки.
Объемные параметры заявляемого трансплантата определяют по известной методике [Пантелеев В.Г. Рамм К.С. Неорганические материалы, 1986, том 22, №12, с.1941-1951; Автангило Г.Г. и др. Системная стереометрия в изучении патологического процесса. М., Медицина, 1981; Чернявский К.С. Стереология в металловедении. М., Металлургия, 1977].
2
3
Согласно определению структура пористого слоя ПТФЭ имеет объемную долю пространства пустот 15-40%, удельную поверхность пространства пустот 0,25-0,55 мкм/мкм, среднее расстояние между пустотами в объеме 25-50 мкм и среднюю хорду объемную 8-25 мкм,
Для получения материала по первому пункту формулы заготовку из пористого ПТФЭ, полученного суспензионным способом, совмещали наложением с 2-4 слоями двуосноориентированной пленки и собранный таким образом пакет термофиксировали между нагретыми пластинам при температуре (330-360)°С и давлении (0,003-0,008) МПа.
Для получения материала по второму пункту формулы изобретения были использованы дермальные фибробласты, выделенные из кожи человека. Источником выделения клеток служили фрагменты кожи век, ушей или лица, взятые в результате косметологической операции. Фибробласты были выделены методом спонтанной миграции их в процессе культивирования указанных фрагментов в питательной среде DMEM с добавлением 10% (по объему) эмбриональной сыворотки коров. Для посева взяты фибробласты, культивируемые не позднее 3-5-го пассажей. Известно, что фибробласты сами не являются иммунокомпетентными клетками, и в популяции фибробластов отсутствуют иммунокомпетентные клетки; в силу этого использование аллогенных фибробластов не может иметь отрицательного влияния на состояние реципиента трансплантата.
Посев осуществляли следующим образом.
Все варианты эксперимента были выполнены в 6 повторностях, т.е., клетки каждого варианта были посеяны в 6 лунок 96-луночной платы. Суспензию дермальных фибробластов человека высевали в концентрации по 2000 кл/лунку. Перед посевом клеток в лунки вариантов 2 и 3, закладывались диски диаметром 16 мм, вырезанные из пористого ПТФЭ толщиной 0,15-0,35 мм (предварительно инкубированные в 10% эмбриональной сыворотке коров).
Через 1 час после посева клеток по достижении их прикрепления к субстрату, в лунках варианта 3 (диски предварительно инкубированные в питательной среде) стандартная питательная среда заменялась на кондиционированную среду. На 5-ые сутки культивирования содержимое каждой лунки фотографировали. Затем методом колориметрии проводили определение количества (т.е., степень пролиферации) клеток, выросших в каждом из вариантов опыта.
Морфологическое состояние культивируемых клеток оценивали визуально под инвертированным микроскопом. Наличие и состояние клеток на мембранах через 5 суток культивирования оценивали методом сканирующей электронной микроскопии.
Данные колориметрических исследований показали, что при посеве клеток в дозе 2000 кл/лунку через 5 дней культивирования в варианте 3 (кондиционированная среда после инкубации в ней мембранных дисков) выросло 18000 ((±500) клеток, а в контрольном варианте (стандартные условия культивирования) - 20000 (±650) клеток. Полученными различиями можно пренебречь и, соответственно, можно сделать вывод об отсутствии токсического влияния материала мембраны из пористого политетрафторэтилена на культивируемые фибробласты.
Морфологическое состояние (морфология отдельных клеток и состояние монослоя клеток, сформировавшегося за 5 дней культивирования) также свидетельствует об отсутствии токсического влияния мембран на клетки.
Сканирующая электронная микроскопия мембран через 5 дней культивирования на них клеток показала их присутствие, что может служить свидетельством возможности роста клеток на таком субстрате.
Испытание заявляемого трансплантата проводилось на кроликах породы Шиншилла весом 3,5-3,7 кг. Испытания трансплантата по первому пункту формулы изобретения проводились на 15 животных; испытания трансплантата по второму пункту формулы проводились на 3 животных.
Вмешательство проводилось под внутривенной анестезией. Для местной анестезии применяли инстилляции алкаина (Алкон, США). Зоной для операции служил верхне-наружный квадрант глазного яблока. В 1,5 мм от лимба выполнялся разрез конъюнктивы с подлежащей теноновой капсулой длиной 5 мм. Шпателем формировался тоннель в теноновом пространстве, куда затем помещался трансплантат овальной формы величиной 7х5 мм, вырезанный из материала первого варианта (15 животных) и изматериала второго варианта (3 животных), причем материал укладывался на склеру пористой стороной в первом случае и стороной с фибробластами во втором случае. На рану накладывалось 2 узловых шва шелком 8-0. Под конъюнктиву вводились 0,05 г цефазолина и 0,002 г дексаметазона.
После операции на протяжении 5 дней в оперированные глаза закапывали 0,3% р-р ципрофлоксацина гидрохлорида (ципромед; Промед, Индия).
Первые двое суток после операции инстилляции антибиотика проводили 4 раза в день, в остальной период 2 раза в день.
В первые сутки после операции отмечалась легкая конъюнктивальная инъекция непосредственно в зоне вмешательства. В дальнейшем инъекция проходила полностью. Патологического отделяемого из конъюнктивальной полости отмечено не было ни в одном из случаев. За весь период наблюдения за экспериментальными животными не было отмечено признаков повреждения трансплантата, его отторжения или миграции.