Децеллюляризация ткани печени как перспективная технология получения пористого матрикса для тканевой инженерии и регенеративной медицины

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

DOI: 10.17691 /stm2015.7.4.01

ДЕЦЕЛЛЮЛЯРИЗАЦИЯ ТКАНИ ПЕЧЕНИ

как перспективная технология получения пористого матрикса для тканевой инженерии и регенеративной медицины

УДК 57.085.21:612.35-018:512.8 Поступила 20.03.2015 г.

М.М. Боброва, лаборант-исследователь;

ЛА Сафонова, лаборант-исследователь;

О.И. Агапова, научный сотрудник лаборатории бионанотехнологий;

М.Е. Крашенинников, к.б.н., старший научный сотрудник лаборатории клеточных технологий;

М.Ю. Шагидулин, к.м.н., зав. отделом экспериментальной трансплантологии и искусственных органов; И.И. Агапов, д.б.н., профессор, зав. лабораторией бионанотехнологий

Федеральный научный центр трансплантологии и искусственных органов им. акад. В.И. Шумакова Минздрава России, Москва, 123182, ул. Щукинская, 1

Цель исследования — изучение механических и биологических свойств децеллюляризованной ткани печени при использовании ее в качестве пористого матрикса в регенеративной медицине.

Материалы и методы. Mетодом децеллюляризации получены три группы образцов печени c применением растворов для перфузии (тритон Х-100) с разной концентрацией. Выявление сосудистого русла производили путем перфузии 0,5% раствора голубого декстрана. Были использованы методы гистологического окрашивания ткани, оптической микроскопии, а также сканирующей электронной микроскопии. Проверку пролиферативной активности клеток на полученном матриксе осуществляли с помощью культуры клеток гепатокарциномы человека Hep-G2.

Результаты. Децеллюляризованная печень крысы была получена путем ее перфузии по портальной вене раствором натрий-фосфатного буфера, содержащим детергенты: тритон X-100 в разных концентрациях и додецилсульфат натрия. Установлено, что децел-люляризация ткани не приводит к изменениям микроструктуры тканевого матрикса, сосудистая сеть органа остается неповрежденной. Наибольшей прочностью на разрыв и эластичностью обладает матрикс печени, децеллюляризованный раствором, содержащим 3% тритона X-100. Из децеллюляризованной ткани были изготовлены микрочастицы со средним размером 200 мкм. В экспериментах с культурой гепатокарциномы человека Hep-G2 показано, что наибольшая пролиферативная активность клеток проявляется на микрочастицах матрикса печени, децеллюляризованного раствором, содержащим 3% тритона X-100.

Заключение. Полученный методом децеллюляризации матрикс печени сохраняет нативную трехмерную структуру ткани печени и сосудистое русло. Децеллюляризованный матрикс является биосовместимым, поддерживает адгезию и пролиферацию клеток культуры гепатокарциномы человека Hep-G2 и имеет подходящие для хирургии механические свойства.

Ключевые слова: децеллюляризация; децеллюляризованная печень; межклеточный матрикс; клеточные микроносители.

English

Liver Tissue Decellularization as a Promising Porous scaffold Processing Technology for Tissue Engineering and Regenerative Medicine

М.М. Bobrova, Clinical Research Assistant;

L.A. safonova, Clinical Research Assistant;

Для контактов: Боброва Мария Михайловна, e-mail: mariabobrova.msu@gmail.com

6 СТМ J 2015 — том 7, №4 М.М. Боброва, ЛА Сафонова, О.И. Агапова, М.Е. Крашенинников, М.Ю. Шагидулин, И.И. Агапов

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

O.I. Agapova, Researcher, Bionanotechnology Laboratory;

M.E. Krasheninnikov, PhD, Senior Researcher, Cellular Technology Laboratory;

M.Yu. Shagidulin, MD, PhD, Head of the Department of Experimental Transplantology and Artificial Organs;

I.I. Agapov, DSc, Professor, Head of Bionanotechnology Laboratory

Academician V.I. Shumakov Federal Research Center of Transplantology and Artificial Organs,

Ministry of Health of the Russian Federation, 1 Stchukinskaya St., Moscow, 123182, Russian Federation

The aim of the investigation was to study mechanical and biological properties of decellularized liver tissue when used as a porous matrix in regenerative medicine.

Materials and Methods. Three groups of liver samples were prepared by decellularization using a perfusion solution with different concentrations of Triton X-100. The vascular network was visualized by perfusion of 0.5% blue dextran solution. We used histological tissue staining, optical microscopy and scanning electron microscopy. Human hepatocarcinoma cell line Hep-G2 was used to assess the proliferative cell activity on the obtained matrix.

Results. Decellularized rat liver was prepared by perfusion of sodium phosphate buffer via the portal vein, the buffer containing the following detergents: Triton X-100 of different concentrations and sodium dodecyl sulfate. Decellularization of whole organ does not lead to changes in the specific structure of the tissue scaffold, the vascular network also does not damaged. Decellularized liver with 3% Triton X-100 solution has the highest tensile strength and elasticity. Microparticles with a mean size 200 |jm were prepared from decellularized liver matrix. There was investigated cell compatibility for hepatoblastoma cell line Hep-G2. The cell compatibility was significantly higher on microparticles from decellularized liver scaffold with 3% Triton X-100 solution.

Oonclusion. Decellullarization-produced liver matrix was found to preserve the native three-dimensional structure of liver tissue and vascular network. Decellularized matrix is biocompatible. It maintains the adhesion and proliferation of human hepatocarcinoma cell line Hep-G2 and has mechanical properties appropriate for surgery.

Key words: decellularization; decellularized liver; extracellular matrix; cell microcarriers.

Трансплантация печени — это единственный радикальный способ лечения тяжелой печеночной недостаточности, но количество таких операций в настоящее время ограничивается острой нехваткой доступных для трансплантации донорских органов. Длительность ожидания операции и высокая стоимость традиционной пересадки печени обусловливают необходимость поиска альтернативных, более экономичных и эффективных стратегий трансплантации печени [1]. Трансплантация клеток печени — один из современных методов терапии. Однако, несмотря на оптимистические и обнадеживающие результаты ее применения в эксперименте и клинике, остается немало проблем, требующих своего решения. К таковым относятся развитие иммунного ответа при использовании алло- и ксеногенных клеток и необходимость применения эффективных иммуносупрессоров, а также разработка способов инкапсулирования изолированных гепатоцитов или специальной обработки ферментами для пролонгирования сроков их функционирования в организме [2, 3].

Децеллюляризация тканей и органов — перспективная технология, которая служит основой создания матриксных материалов для тканевой инженерии и регенеративной медицины. С помощью данной методики может быть получен внеклеточный матрикс печени с сосудами, который можно использовать для создания печеночных трансплантатов [4]. Преимуществом технологии децеллюляризации является сохранение структуры печеночного матрикса, сосудистой сети органа, печеночной капсулы, желчных протоков. Вторично заселенный клетками печени печеночный матрикс поддерживает специфические биологические функции печени, включая секрецию альбумина и мочевины, а также обеспечивает механические свойства, характерные для

нативной печени. Такие печеночные трансплантаты могут быть имплантированы в орган донора, обеспечивая его функциональную активность с минимальным ишемическим повреждением [5].

Цель исследования — изучение механических и биологических свойств децеллюляризованной ткани печени при использовании ее в качестве пористого матрикса в регенеративной медицине.

Методика исследования

Децеллюляризация печени. В эксперименте использовали мужские особи крыс линии Wistar (250-350 г). Все процедуры по уходу и работе с животными выполняли в соответствии с протоколами, утвержденными Комитетом по уходу и использованию животных Министерства здравоохранения и социального развития РФ, приказ №755 от 12.08.1977, и Декларацией Всемирной медицинской организации (Хельсинки, 2000). Работа одобрена Этическим комитетом ФНЦ трансплантологии и искусственных органов им. акад. В.И. Шумакова Минздрава РФ.

За 1 ч до начала операции крысе вводили 200 мкл гепарина для снижения тромбообразования, далее через 30 мин — 200 мкл ангиопротектора, в качестве которого использовали Трентал, и перед операцией для общего парентерального наркоза — 200 мкл Тиопентала. Все препараты вводили внутрибрюшинно. Портальную вену канюлировали, и печень полностью извлекали из тела крысы. Печень сначала перфузировали 200 мл натрийфосфатного буфера со скоростью 150 мл/ч с помощью перистальтического насоса, чтобы освободить орган от крови. Далее готовили три группы образцов печени, в процедуре децеллюляризации которых использовали три варианта перфузии лизирующими растворами следующего состава: 1-я группа — перфузия раствором,

Децеллюляризация ткани печени для получения пористого матрикса СТМ J 2015 — ТОМ 7, №4 7

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

содержащим 500 мл натрий-фосфатного буфера, 0,1% додецилсульфата натрия, 1% тритона Х-100; 2-я группа — последовательная перфузия двумя растворами, содержащими 500 мл натрий-фосфатного буфера, 0,1% додецилсульфата натрия, но в первом применяли тритон Х-100 с концентрацией 1%, а во втором — 2%; 3-я группа — последовательная перфузия тремя растворами, содержащими 500 мл натрий-фосфатного буфера, 0,1% додецилсульфата натрия, при этом в первом использовали тритон Х-100 с концентрацией 1%, во втором — 2% и в третьем — 3%. Перфузию проводили со скоростью 150 мл/ч. Содержащиеся в растворах детергенты удаляли из печени перфузией с натрий-фос-фатным буфером.

Анализ сосудистого русла матрикса. Децел-люляризованную печень окрашивали на выявление сосудистого русла путем перфузии 0,5% раствора голубого декстрана с молекулярной массой 2 МДа со скоростью 150 мл/ч.

Гистологические исследования печеночного

матрикса. Из полученного печеночного матрикса были сделаны криосрезы толщиной 14 мкм на крио-томе Leica CM 1900 UV (Leica Microsystems GmbH, Германия). Для этого матрикс в формалине помещали в холодильник при -70°С на 1 ч. Далее производили окраску гематоксилином и эозином для выявления ядросодержащих клеток. На срез наносили гематоксилин на 10 мин, потом смывали водой. Затем на 1 мин наносили эозин, смывали водой. После этого удаляли воду из срезов, инкубируя их в двух порциях 96% этанола по 2 с. Далее производили окончательное обезвоживание срезов, инкубируя их в двух порциях 100% ксилола по

5 с. Полученные окрашенные срезы заключали в канадский бальзам.

Для изучения структуры печеночного матрикса использовали оптический микроскоп Саг1 Zeiss Axiovert 25 (Jena, Германия) c камерой Axio Cam HRC (Carl Zeiss, Германия).

Изучение механических свойств матрикса печени. Свойства децеллюляризованной печени исследовали на разрывной машине Zwick/Roell BZ 2.5/TNIS (Zwick GmbH & Co. KG, Германия). Для работы на аппарате готовили образцы размером 5 смх5 мм. Толщину образцов измеряли и учитывали при расчетах. Образцы помещали в зажимы прибора. Предварительная нагрузка составляла 0,05 Н. Далее проводили испытание образцов на растяжение со скоростью 50 мм/мин. Измеряли значения двух величин: прочность на разрыв в МПа и эластичность, или удлинение в процентах от первоначальной длины образца. Полученные кривые зависимости силы от удлинения обрабатывали статистически с помощью программы TestXpert (Zwick GmbH

6 Co. KG, Германия).

Получение микрочастиц из децеллюляризован-ного матрикса печени. Для получения микрочастиц децеллюляризованную печень измельчали с помощью хирургических ножниц, перемещали в пробирку и доводили объем до 15 мл раствором 15% глицерина в натрий-фосфатном буфере с рН=7,4. Инкубировали 20 мин, после чего центрифугировали 10 мин при

8500 g. Осадок измельчали в жидком азоте с помощью предварительно охлажденных пестика и ступки в течение 5 мин. Полученные частицы перемещали в чистую предварительно охлажденную пробирку и доводили объем до 25 мл 70% этанолом при перемешивании. Полученную массу фильтровали через марлю, сложенную вдвое, для избавления от крупных неразмельченных частиц ткани. Полученную суспензию частиц центрифугировали 10 мин при 450 g, супернатант отбирали и к осадку добавляли 25 мл 70% этанола. Затем центрифугировали 10 мин при 450 g и отбирали супернатант. Далее к полученному после центрифугирования осадку объемом 10 мл добавляли 10 мл 70% этанола, ресуспендировали, центрифугировали 5 мин при 450 g, после чего супернатант отбирали и снова к осадку добавляли 10 мл 70% этанола. Процедуру повторили 2 раза. Осадок ресуспендировали, полученная суспензия содержала микрочастицы из децеллюляризованно-го матрикса печени со средним размером 200 мкм. Процесс фракционирования частиц контролировали визуально на оптическом микроскопе.

Анализ структуры микрочастиц из матрикса печени методом сканирующей электронной микроскопии. Образцы децеллюляризованной печени для сканирующей микроскопии фиксировали 2,5% глутаровым альдегидом в фосфатно-солевом буфере в течение 2 ч в темноте при комнатной температуре. Далее фиксированные образцы отмывали 5 раз по 5 мин в фосфатно-солевом буфере, затем обезвоживали проводкой по спиртам с увеличивающейся концентрацией, инкубируя 30 мин в каждом, и переносили в ацетон. Образцы высушивали методом перехода критической точки с помощью прибора HCP-2 criticalpoint dryer (Hitachi Ltd., Япония). Высушенные образцы покрывали слоем золота толщиной 20 нм в атмосфере аргона при ионном токе 6 мА и давлении 0,1 мм рт. ст. с использованием прибора IonCoaterIB-3 (Eiko Engineering, Япония), затем анализировали с помощью сканирующего электронного микроскопа Camscan S2 (Cambridge Instruments, Великобритания). Разрешение микроскопа — 10 нм, рабочее напряжение — 20 кВ. Изображения получали с использованием программного обеспечения MicroCapture (sMA, Россия).

Анализ пролиферативной активности клеток на де-целлюляризованном матриксе. Эксперимент проводили в пробирках объемом 2 мл. Для исследования пролиферативной активности использовали три различных субстрата: 1) частицы, изготовленные из де-целлюляризованной печени из 1-й группы образцов; 2) частицы, изготовленные из децеллюляризованной печени из 3-й группы образцов; 3) в качестве положительного контроля применяли цитодекс-3. В каждую пробирку вносили по 50 мкл носителей, 100 мкл среды инкубации DMEM с добавлением 20 ммоль/мл HEPEs, 10% эмбриональной телячьей сыворотки и 40 мкг/мл гентамицина. Среда инкубации содержала 5,3104 клеток культуры гепатокарциномы человека Hep-G2. Клетки инкубировали в термостате при 37°С в 5% CO2 при перемешивании в течение 9 дней.

^тшту/ттшу/ттттшту/ттшу/ттттшту/ттшу/ттт^тттттшу/ттшхтттттшу^

8 СТМ J 2015 — том 7, №4 М.М. Боброва, ЛА Сафонова, О.И. Агапова, М.Е. Крашенинников, М.Ю. Шагидулин, И.И. Агапов

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

Оценку пролиферативной активности проводили с в отмывочном буфере для получения децеллюляри-помощью МТТ-теста на 3, 6 и 9-й дни эксперимента. зованных образцов. Чтобы оценить сохранение функ-В каждую пробирку вносили по 50 мкл пятикратного ционального сосудистого русла, децеллюляризован-раствора 3-[4,5-диметилтиазолил-2-ел]-2,5-дифенил- ный матрикс печени окрашивали внутрисосудистым тетразолиум бромида (МТТ), который является суб- введением раствора голубого декстрана (см. рис. 1); стратом для функционирующих в живых клетках при использовании всех трех концентраций тритона митохондриальных дегидрогеназ, инкубировали в X-100 отмечено сохранение сосудистого русла.

термостате при 37°С в 5% CO2 в течение 4 ч. При этом Сохранность архитектуры сосудистого дерева орга-образовывались нерастворимые темно-синие кристал- на — одно из главных преимуществ данной технологии,

лы формазана [6]. Затем пробирки центрифугировали поскольку основной проблемой всех искусственных

в течение 15 мин при 885 g. Супернатант удаляли, трансплантатов является их адекватная васкуляриза-

осадок формазана растворяли в диметилсульфокси- ция. Именно поэтому децеллюляризацию можно счи-

де. Окрашенный раствор переносили в 96-луночный тать перспективной методикой в плане преодоления

планшет. Значение оптической плотности регистриро- проблемы обеспечения васкуляризации транспланта-

вали при длине волны 540 нм на приборе Picon (Picon та. Еще одним преимуществом этого метода является

Incorporated Company, Германия; «Униплан», Россия). возможность после децеллюляризации с сохраненны-

Обработка данных. Статистический анализ резуль- ми структурными и функциональными особенностями

татов проводили методом дисперсионного анализа, нативной капиллярной сети перезаселять печеночный

уровень статистической значимости р принимали рав- матрикс взрослыми гепатоцитами и прогенеторными

ным 0,05. клетками перфузией культуры in vitro [11].

Результаты и обсуждение. Децеллюляризация — Для оценки структуры печеночного матрикса были это метод, в основе которого лежит удаление из тка- сделаны криосрезы, полученные препараты окрашива-ни или целого органа клеток и большей части компо- ли гематоксилин-эозином. Анализ препаратов показал, нентов главного комплекса гистосовместимости за что после перфузии оптимально сохранялись трехмер-счет перфузии с растворами детергентов [7]. Была ная архитектура и естественный структурный мембран-получена освобожденная от клеток печень крысы пу- ный матрикс. Гистология не выявила ядерного или цитотем перфузии с увеличивающимися концентрациями плазматического окрашивания в децеллюляризованном

детергентов (рис. 1). Концентрации тритона Х-100 для матриксе (рис. 2). Отмывка от клеток и их компонентов децеллюляризации печени были выбраны из ранее позволяет избежать иммунного ответа при использова-опубликованных источников [8-10], но в нашей рабо- нии изделий из децеллюляризованного матрикса. Таким те в рамках одного исследования впервые проведено образом, децеллюляризация дает возможность созда-сравнение трех разных концентраций тритона Х-100 вать биоинженерные конструкции с минимальной имму-

Рис. 1. Децеллюляризованная печень: а — перфузия печени с раствором натрий-фосфатного буфера для освобождения от крови; б — перфузия печени с лизирующим раствором (образец из 1-й группы); в — отмывка печени от детергентов; г — печень через 6 мин после начала окрашивания; д — печень через 7 мин после начала окрашивания; е — печень через 9 мин после начала окрашивания

Децеллюляризация ткани печени для получения пористого матрикса СТМ J 2015 — ТОМ 7, №4 9

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

Рис. 2. Межклеточный матрикс децеллюляризованной печени

Показатели прочности на разрыв и эластичности различных образцов матрикса печени

Образец Прочность, МПа Эластичность, %

Децеллюляризованная печень из 1-й группы 0,16±0,03 64,25±4,65

Децеллюляризованная печень из 2-й группы 0,18±0,06 55,33±10,0

Децеллюляризованная печень из 3-й группы 1,11±0,04 77,50±5,79

Нативная печень 0,27 [14] —

ногенностью. Децеллюляризованный матрикс создает необходимое микроокружение для клеток, которое влияет на их морфологию, дифференцировку и пролиферацию [12] и, следовательно, при заселении клетками обеспечит необходимое окружение для восстановления функциональной активности органа, так как его нативная структура полностью сохранилась. Различий в структуре матриксов, децеллюляризованных с помощью растворов с различными концентрациями тритона Х-100, не обнаружено, поэтому данные для образцов из 1-й и 2-й групп не приведены.

Механические свойства межклеточного матрикса, такие как прочность на разрыв и эластичность, являются важными биофизическими параметрами, поскольку способны повлиять на морфологию клеток, их пролиферацию и дифференцировку [13]. Кроме того, механические свойства образцов — важный показатель пригодности изделия в хирургии. Поэтому было проанализировано изменение механических свойств матрикса печени в зависимости от способа децеллю-ляризации и концентрации детергентов. Для регистрации значения прочности материала на разрыв (МПа) и эластичности (процент удлинения) образцы подвергались деформации на разрывной машине Zwick/Roell

BZ 2.5/TNIs. Значения показателей, измеренных в ходе эксперимента, представлены в таблице.

Таким образом, наиболее прочными и эластичными являются образцы децеллюляризованной печени из 3-й группы. По данным литературы [15], в состав межклеточного матрикса печени входят следующие компоненты: структурные белки (коллаген, эластин), адгезивные белки (фибронектин, ламинин, тенасцин), гликозоами-ногликаны, протеогликаны, гликопротеины. В связи с различной растворимостью компонентов внеклеточного матрикса в отмывочном буфере его качественный и количественный состав может меняться после децел-люляризации органа, что будет обусловливать изменение физических свойств матрикса.

Из полученного децеллюляризованного матрикса печени были изготовлены микрочастицы со средним размером 200 мкм. Суспензия таких частиц может быть использована в качестве носителей гепатоцитов для восстановления печени путем инъекций. Для выявления трехмерной структуры полученных микроносителей образцы микрочастиц децеллюляризованной печени анализировали с помощью сканирующего электронного микроскопа (рис. 3).

По данным сканирующей электронной микроскопии, матрикс характеризуется разветвленной системой пор размером в среднем 20 мкм. Подобная пористая структура оптимальна для адгезии гепатоцитов [16]. Таким образом, в результате децеллюляризации печени сохраняется пористая разветвленная структура матрикса, что позволяет клеткам глубоко проникать и мигрировать внутри матрикса, тем самым способствуя воссозданию трехмерной структуры нативной ткани печени.

Оценку пролиферативной активности клеток проводили на примере культуры гепатокарциномы человека Hep-G2. В качестве положительного контроля использовали коммерческий микроноситель цитодекс-3, который представляет собой микросферы со средним диаметром 175 мкм, покрытые денатурированным коллагеном. Наибольшая пролиферативная активность клеток

Рис. 3. Изображение микрочастицы децеллюляризованного печеночного матрикса (образец из 3-й группы), полученное с помощью сканирующей электронной микроскопии

10 СТМ J 2015 — том 7, №4 М.М. Боброва, Л.А. Сафонова, О.И. Агапова, М.Е. Крашенинников, М.Ю. Шагидулин, И.И. Агапов

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

0,8

Цитодекс-3 Печень, Печень,

децеллюляризованная децеллюляризованная

3% раствором тритона Х-100 1% раствором тритона Х-100

3-й день;  6-й день;  9-й день

Рис. 4. Данные о пролиферативной активности клеток культуры Hep-G2 на различных носителях на 3, 6 и 9-й дни эксперимента (указаны значения стандартного отклонения для 5 независимых измерений); ДМСО — диметилсульфоксид

была зарегистрирована на микрочастицах матрикса децеллюляризованной печени из 3-й группы (рис. 4). Более высокая пролиферативная активность может быть обусловлена качественным и количественным изменением состава матрикса, поскольку компоненты внеклеточного матрикса имеют разную растворимость в растворе детергента. При такой концентрации тритона Х-100 в ходе перфузии могут стать доступными для клеток экранированные ранее сайты для связывания с рецепторами, способствующие адгезии гепатоцитов, RGD-последовательности на фибронектине и коллагене [17]. Кроме того, путем перфузии 3% раствором тритона Х-100 могут высвобождаться факторы роста, связанные с компонентами межклеточного матрикса, например фактор роста гепатоцитов в нативных условиях, связанный с перликаном [18].

Такого рода микроматриксы могут быть использованы как носители клеток для гепатоцитарной трансплантации или как материал для инъекционного лечения, так как сохраняются архитектура межклеточного матрикса и предположительно состав белков внеклеточного матрикса, что позволяет создать нативное микроокружение для гепатоцитов.

Децеллюляризация органа является перспективным методом регенеративной медицины не только в области создания полномасштабных биоинженерных конструкций, таких как трансплантат органа, но и в ряде других областей: 1) создание специфических микроносителей для клеток; 2) получение гидрогелей из лио-филизированной децеллюляризованной ткани путем ее обработки пепсином с последующим растворением в натрий-фосфатном буфере; 3) изготовление покрытий из раствора компонентов межклеточного матрикса

ферментативно-расщепленной лиофилизированной де-целлюляризованной ткани [19].

Микроносители могут быть использованы в качестве вспомогательного материала при трансплантации в сухом виде или в виде суспензий для инъекций как минимально инвазивный метод лечения. Например, микрочастицы из децеллюляризованного кожного матрикса используются для регенерации кожных покровов [20].

Традиционно применяемая трансплантация гепато-цитов имеет практические ограничения в основном за счет трудностей, связанных с получением достаточного количества функционирующих гепатоцитов, необходимых для терапевтической эффективности [21]. Кроме того, первичные гепатоциты легко утрачивают жизнеспособность и свои функции в культуре как in vitro, так и после трансплантации [22]. Одним из способов решения данных проблем может стать культивирование гепатоцитов на гидрогеле из межклеточного матрикса печени или покрытие поверхностей искусственных носителей компонентами матрикса печени для последующего культивирования и трансплантации гепатоцитов [23, 24]. Компоненты межклеточного матрикса в составе изделий создают естественное микроокружение, благоприятное для гепатоцитов, аналогичное микроокружению гепатоцитов в нативной ткани. Такие функциональные носители разрабатываются для тканевой инженерии печени, клеточной терапии и трансплантации. Более того, покрытия из децеллюляризованного матрикса печени и гидрогель на его основе обеспечивают более эффективную адгезию и пролиферацию гепатоцитов, в сравнении с классическими матрицами, такими как коммерческий коллаген и Matrigel [25].

Децеллюляризация ткани печени для получения пористого матрикса СТМ J 2015 — ТОМ 7, №4 11

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

Заключение. Изучение биологических и механических свойств децеллюляризованного матрикса печени крыс линии Wistar, который получен путем перфузии органа через портальную вену раствором, содержащим детергенты, с целью оценки возможности дальнейшего применения его в регенеративной медицине показало, что после децеллюляризации сохраняется трехмерная структура матрикса печени и сосудистого русла. Гистологическая оценка не выявила клеточных ядер и цитоплазматического окрашивания в децеллю-ляризованном печеночном матриксе. При культивировании клеток человеческой карциномы печени Hep-G2 на децеллюляризованном матриксе печени их пролиферативная активность значительно выше, чем на искусственном микроносителе цитодексе. Наилучшие показатели по всем исследуемым параметрам зарегистрированы у образцов децеллюляризованной печени, которые получены путем последовательной отмывки растворами, содержащими тритон Х-100 с концентрацией 1,2 и 3%.

В ходе работы подобраны оптимальные параметры децеллюляризации печени крыс линии Wistar. Матрикс, полученный таким образом, имеет свойства, максимально близкие матриксу нативной ткани печени, позволяя разрешить многие проблемы, связанные с восстановлением структуры и функции печени. Более того, технологию децеллюляризации можно применять не только для получения целого бесклеточного матрикса, но и для изготовления микрочастиц, которые могут быть использованы при неинвазивных методах лечения и для поддержания функций печени. Децеллюляризованный матрикс печени и микрочастицы, полученные из него, можно считать уникальными конструкциями, имеющими нативную структуру ткани печени, что обеспечивает возможность их широкого применения в регенеративной медицине и тканевой инженерии.

Благодарности. Благодарим руководителя лаборатории химии и технологии материалов для сердечно-сосудистой хирургии Научного центра сердечно-сосудистой хирургии им. А.Н. Бакулева РАМН Новикову Светлану Петровну и научного сотрудника Салохединову Регину Рушановну за помощь в проведении эксперимента по измерению механических свойств.

Финансирование исследования. Данная работа выполнена в рамках проекта ФЦПИР 2014-2020 Министерства образования и науки РФ (Соглашение №14.604.21.0001, уникальный идентификатор проекта RFMEFI60414X0001).

Конфликт интересов. У авторов нет конфликта интересов.

Литература/References

1. Uygun B.E., Soto-Gutierrez A., Yagi H., Izamis M.L., Guzzardi M.A., Shulman C., Milwid J., Kobayashi N., Tilles A., Berthiaume F., Hertl M., Nahmias Y., Yarmush M.L., Uygun K. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nat Med 2010; 16(7): 814-820, http://dx.doi.org/10.1038/nm.2170.

2. Nari G.A., Cid M., Comln R., Reyna L., Juri G., Taborda R., Salvatierra N.A. Preparation of a three-dimensional extracellular matrix by decellularization of rabbit livers. Rev Esp Enferm Dig 2013; 105(3): 138-143, http://dx.doi.org/10.4321/ s1130-01082013000300004.

3. Kobayashi N., Ito M., Nakamura J., Cai J., Hammel J.M., Fox I.J. Hepatocyte transplantation improves liver function and prolongs survival in rats with decompensated liver cirrhosis. Transplant Proc 1999; 31(1-2): 428-429, http://dx.doi. org/10.1016/s0041-1345(98)01691-1.

4. Ye J-S., Stoltz J.-F., de Isla N., Liu Y., Yin Y.-F., Zhang L. An approach to preparing decellularized whole liver organ scaffold in rat. Biomed Mater Eng 2015; 25(1 Suppl): 159-166, http://dx.doi.org/10.3233/BME-141233.

5. Harrison R.H., St-Pierre J.P., Stevens M.M. Tissue engineering and regenerative medicine: a year in review. Tissue Eng Part B Rev 2014; 20(1): 1-16, http://dx.doi.org/10.1089/ten. TEB.2013.0668.

6. Mossman T. Rapid colorimetric assay for cellular growth and survival: application to proliferation and cytotoxicity assays. J Immunol Methods 1983; 65(1-2): 55-63, http://dx.doi. org/10.1016/0022-1759(83)90303-4.

7. Macchiarini P., Jungebluth P., Go T., Asnaghi M.A., Rees L.E., Cogan T.A., Dodson A., Martorell J., Bellini S., Parnigotto P.P., Dickinson S.C., Hollander A.P., Mantero S., Conconi M.T., Birchall M.A. Clinical transplantation of a tissue-engineered airway. Lancet 2008; 372(9655): 2023-2030, http:// dx.doi.org/10.1016/S0140-6736(08)61598-6.

8. Shupe T., Williams M., Brown A., Willenberg B., Petersen B.E. Method of the decellularization of intact rat liver. Organogenesis 2010; 6(2): 134-136, http://dx.doi.org/10.4161/ org.6.2.11546.

9. Pan M.X., Hu P.Y., Chenq Y., Cai L.Q., Rao X.H., Wang Y., Gao Y. An efficient method for decellularization of the rat liver. J Formos Med Assoc 2014; 113(10): 680-687, http:// dx.doi.org/10.1016/j.jfma.2013.05.003.

10. Mirmalek-Sani S.H., Sullivan D.C., Zimmerman C., Shupe T.D., Petersen B.E. Immunogenicity of decellularized porcine liver for bioengineered hepatic tissue. Am J Pathol 2013; 183(2): 558-565, http://dx.doi.org/10.1016/j.ajpath.2013.05.002.

11. Barnes C.A., Brison J., Michel R., Brown B.N., Castner D.G., Badylak S.F., Ratner B.D. The surface molecular functionality of decellularized extracellular matrices. Biomaterials 2011; 32(1): 137-143, http://dx.doi.org/10.1016/j.biomaterials.2 010.09.007.

12. Pei M., Li J.T., Shoukry M., Zhang Y. A review of decellularized stem cell matrix: a novel cell expansion system for cartilage tissue engineering. Eur Cell Mater 2011; 22: 333-343.

13. Mattei G., Di Patria V., Tirella A., Alaimo A., Elia G., Corti A., Paolicchi A., Ahluwalia A. Mechanostructure and composition of highly reproducible decellularized liver matrices. Acta Biomat 2014; 10(2): 875-882, http://dx.doi.org/10.1016/ j.actbio.2013.10.023.

14. Moffitt T.P., Baker D.A., Kirkpatrick S.J., Prahl S.A. Mechanical properties of coagulated albumin and failure mechanisms of liver repaired with the use of an argon-beam coagulator with albumin. J Biomed Mater Res 2002; 63(6): 722728, http://dx.doi.org/10.1002/jbm.10389.

15. Caralt M., Velasco E., Lanas A., Baptista P.M. Liver bioengineering: from the stage of liver decellularized matrix to the multiple cellular actors and bioreactor special effects. Organogenesis 2014; 10(2): 250-259, http://dx.doi.org/10.4161/ org.29892.

12 СТМ J 2015 — TOM 7, №4 М.М. Боброва, Л.А. Сафонова, О.И. Агапова, М.Е. Крашенинников, М.Ю. Шагидулин, И.И. Агапов

ОРИГИНАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

16. Shirakigawa N., Ijima H., Takei T. Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering. J Biosci Bioeng 2012; 114(5): 546-551, http://dx.doi.Org/10.1016/j.jbiosc.2012.05.022.

17. Canning P., Tan L., Chu K., Lee S.W., Gray N.S., Bullock A.N. Structural mechanisms determining inhibition of the collagen receptor DDR1 by selective and multi-targeted type II kinase inhibitors. J Mol Biol 2014; 426(13): 2457-2470, http:// dx.doi.org/10.1016/j.jmb.2014.04.014.

18. Londono R., Badylak S.F. Biological scaffolds for regenerative medicine: mechanisms of in vivo remodeling. Ann Biomed Eng 2015; 43(3): 577-592, http://dx.doi.org/10.1007/ s10439-014-1103-8.

19. Badylak S.F., Freytes D.O., Gilbert T.W. Extracellular matrix as a biological scaffold material: structure and function. Acta Biomater 2009; 5(1): 1-13, http://dx.doi.org/10.1016/ j.actbio.2008.09.013.

20. Zuo H., Peng D., Zheng B., Liu X., Wang Y., Wang L., Zhou X., Liu J. Regeneration of mature dermis by transplanted particulate acellular dermal matrix in a rat model of skin defect wound. J Mater Sci Mater Med 2012; 23(12): 2933-2944, http:// dx.doi.org/10.1007/s10856-012-4745-9.

21. Strom S.C., Fisher R.A., Thompson M.T., Sanyal A.J., Cole P.E., Ham J.M., Posner M.P. Hepatocyte transplantation

as a bridge to orthotopic liver transplantation in terminal liver failure. Transplantation 1997; 63(4): 559-569, http://dx.doi. org/10.1097/00007890-199702270-00014.

22. Zhang W., Tucker-Kellogg L., Narmada B.C.,

Venkatraman L., Chang S., Lu Y., Tan N., White J.K., Jia R., Bhowmick S.S., Shen S., Dewey C.F. Jr., Yu H. Cell-delivery therapeutics for liver regeneration. Adv Drug Delivery Rev 2010; 62(7-8): 814-826, http://dx.doi.org/10.1016Zj.addr.

2010.02.005.

23. Hou Y.T., Ijima H., Matsumoto S., Kubo T., Takei T., Sakai S., Kawakami K. Effect of a hepatocyte growth factor/ heparinimmobilized collagen system on albumin synthesis and spheroid formation by hepatocytes. J Biosci Bioeng 2010; 110(2): 208-216, http://dx.doi.org/10.1016/jJbiosc.2010.01.016.

24. Wang T., Feng Z.-Q., Leach M.K., Wu J., Jiang Q.J. Nanoporous fibers of type-I collagen coated poly(L-lactic acid) for enhancing primary hepatocyte growth and function. Mater Chem B 2013; 1(3): 339-346, http://dx.doi.org/10.1039/c2tb00195k.

25. Lee J.S., Shin J., Park H.M., Kim Y.G., Kim B.G., Oh J.W., Cho S.W. Liver extracellular matrix providing dual functional of two-dimensional substrate coating and threedimensional injectable hydrogel platform for liver tissue engineering. Biomacromolecules 2014; 15(1): 206-218, http:// dx.doi.org/10.1021/bm4015039.