Редокс-регуляция депонирования оксида азота в сердечно-сосудистой системе

© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2004

РЕДОКС-РЕГУЛЯЦИЯ ДЕПОНИРОВАНИЯ ОКСИДА АЗОТА В СЕРДЕЧНО-СОСУДИСТОЙ СИСТЕМЕ

ШЕБЕКО В.И.*, ДОРОШЕНКО А.С.*, СОЛОДКОВ А.П.*,

МАНУХИНА Е.Б.**, ЦВИРКО И.А.*, ВАНИН А.Ф.***

УО «Витебский государственный ордена Дружбы народов медицинский университет»*; НИИ общей патологии и патофизиологии РАМН, Москва**;

Институт химической физики РАН, Москва***

Резюме. Принято считать, что клеточным источником оксида азота в сердечно-сосудистой системе является NO-синтаза. Однако полученные данные позволяют предполагать, что в тканях кровеносных сосудов существует относительно стабильное депо NO. Вероятнее всего NO депонируется в тканях в форме нитрозотиолов и нитрозильных комплексов железа, и депонирование NO может видоизменяться как в нормальных условиях, так и при патологии. Механизмы образования и распада депонированных форм NO в настоящее время неизвестны. Мы предполагаем, что редокс-состоянию клеток и их компартментов принадлежит исключительно важная роль в регуляции депонирования NO.

Ключевые слова: редокс-регуляция, оксид азота, депо N0, 8-нитрозотиолы, сердечно-сосудистая система.

Abstract. It is assumed that the cellular source of NO in the cardiovascular system is NO synthase. However, an increasing body of data suggests that there is a comparatively stable store of NO in vascular tissues. NO is most likely to be stored in tissues as nitrosothiols and dinitrosyl iron complexes and such NO stores can be modulated by physiological and pathophysiological processes. The mechanisms of formation and decomposition of NO stores are currently unclear. We suggest that redox state of the cells and their compartments is crucial for these processes.

Практически сразу после открытия N0-синтазы, фермента, образующего оксид азота (N0) и Ь-цитруллин из Ь-аргинина, возникли сомнения относительно того, является ли оксид азота единственным биологически активным продуктом реакции, катализируемой этим ферментом [40]. Было установлено, что N0-синтаза может образовывать Б-нитрозотиолы, в частности Б-нитрозоцистеин. При этом Б-нит-розотиолы, проявляющие свойства эндотелиального фактора релаксации, то есть свойства N0, являются химически более стабильными [29]. Полученные данные позволили сформули-

Адрес для корреспонденции: 210023, Витебск, пр-

т Фрунзе, 27, Витебский государственный медицинский университет, кафедра патологической физиологии, Шебеко В.И.

ровать важный вопрос: в какой мере биологические функции N0 обеспечиваются непосредственно этой достаточно нестабильной молекулой, не имеющей заряда и содержащей нечётное число электронов?

Дальнейшие исследования продемонстрировали, что N0, его редокс-активные формы и пероксинитрит могут взаимодействовать с ти-олами, железосодержащими веществами, аминами, ненасыщенными жирными кислотами, спиртами и даже с мочевой кислотой, образуя при этом химические соединения, обеспечивающие стабилизацию и транспорт N0 [1, 10, 13,

20, 35]. В составе этих химических соединений N0 в большей или меньшей мере защищён от быстрой инактивации. Кроме того, N0 может освобождаться из этих комплексов при опре-

делённых условиях. Поэтому такие эндогенные химические соединения, содержащие N0, получили название “ формы стабилизации и транспорта N0” или “депонированные формы N0” [1, 32, 38].

Депонированные формы N0 обнаружены как в крови, так и в тканях. В крови депонированные формы N0 представлены в виде Б-нит-розогемоглобина, Б-нитрозоальбумина, Б-нит-розоглутатиона, ^нитрозаминов, динитрозиль-ных комплексов железа с тиоловыми группами и нитрита [6, 10, 16, 19, 21, 41, 44]. Считается, что в тканях важнейшими формами депонирования N0 являются низко- и высокомолекулярные Б-нитрозотиолы и динитрозильные комплексы железа с тиоловыми группами [1, 3, 19,

21, 32]. Механизмы образования и распада химических соединений со свойствами “ депо N0” только начинают изучаться. Разрабатываются также методические подходы, позволяющие выявлять депонированные формы N0 в различных органах и тканях. Наиболее часто с этой целью в настоящее время применяют дитиокар-баматы, N-ацетилцистеин и УФ-облучение тканей [3, 4, 9, 32]. Однако использование только одного из названных выше приемов выявления депонированных форм может быть не эффективным. Так, применение только №ацетилцис-теина не позволяет эффективно выявлять депо N0 в коронарных сосудах при экспериментальном эндотоксиновом шоке у крыс [7].

Депонированные формы оксида азота несомненно вносят существенный вклад в механизмы реализации многочисленных функций N0 в сердечно-сосудистой системе [3, 30, 32]. При этом ясное понимание биологической роли депонированных форм N0 в сердечно-сосудистой системе невозможно без выявления ключевых механизмов, ответственных за динамичную регуляцию как депонирования, так и освобождения N0 из депо в зависимости от состояния клеток этой системы. Механизмы такой регуляции пока еще неизвестны, хотя уже установлено, что интенсивность продукции оксида азота N0-синтазой является одним из факторов, влияющих на выраженность депонирования N0 в кровеносных сосудах [5].

Мы склонны считать, что изменение образования активных форм кислорода в клетках и связанное с этим динамичное изменение ре-

докс-состояния клеток или клеточных компар-тментов играет важнейшую регулирующую роль в механизмах депонирования N0. Причем окислительный стресс и редокс-состояние клеток, вероятно, влияют не только на характер преимущественного образования какой-то определенной формы депо N0 (динитрозильные комплексы железа с тиоловыми группами, Б-нитрозо-тиолы, аддукты N0 с глюкозой и функциональными группами спиртов), но и на скорость освобождения N0 из депо. Такое мнение основывается прежде всего на фактах, демонстрирующих достаточно четкую детерминированность типа молекулярных мишеней для N0, его редокс-активных форм и пероксинитрита, а также на неоспоримых доказательствах ключевой роли редокс-состояния клеток в механизмах регуляции их функций, в том числе и в механизмах динамической регуляции фенотипа эн-дотелиоцитов [8].

Важнейшая роль в механизмах регуляции редокс-состояния клеток принадлежит редокс-системам глутатиона, НАДФ и тиоредоксина, а также глутаредоксинам и пероксиредоксинам [39]. Редокс-состояние клетки (компартмента) зависит от значений редокс-потенциала существующих в клетке редокс-пар и от восстанавливающей способности таких редокс-пар, т.е. от концентрации восстановленных форм веществ, входящих в редокс-пары [39]. Определение соотношения между окисленными и восстановленными формами различных редокс-активных веществ, присутствующих в клетке (компартменте), позволяет оценить редокс-со-стояние клетки (компартмента) в данный момент времени.

Влияние редокс-состояния клеток и их компартментов на образование депонированных форм N0

Почему предположение о важности роли редокс-состояния клетки/компартмента в регуляции депонирования N0 и в определении формы такого депонирования представляется нам вполне обоснованным? Прежде чем изложить некоторые аргументы в поддержку высказанного предположения, назовем еще раз две важнейшие формы депо N0 - динитрозильные ком -плексы железа с тиолсодержащими лигандами

и Б-нитрозотиолы [1, 3]. Разумеется, возможность и скорость образования таких соединений в клетках будет определяться содержанием в них железа и доступностью тиоловых групп для Б-нитрозирования (рис.).

Хорошо известно, что окислительный стресс способен оказывать влияние на величину лабильного пула низкомолекулярного ре-

докс-активного железа в клетках, в частности, через стимуляцию его освобождения из фер-ритина, гемсодержащих белков и из так называемых «железосероцентров» белков [12, 26]. Необходимо, однако, отметить, что скорость освобождения железа из ферритина под действием супероксида является достаточно низкой. Редокс-состояние клетки регулирует содер-

Механизмы Внутриклеточное

антиоксидантной  образование активных

защиты л форм кислорода

!

Редокс-состояние клеток и их компартментов

4 *

Редокс-регуляция содержания в клетке низкомолекулярного железа Эффективность функционирования глутатионпероксидазы, тиоредоксина и тиоредоксинредуктазы, Си/7п-супероксиддисмутазы, Б-нитрозоглутатионредуктазы и протеиновой дисульфидизомеразы

Г Ч Г

Изменение Эффективность

соотношения восстановления

ОБН/ОББС радикала

в клетке или её аскорбиновой

компартменте кислоты

I I

Регуляция внутриклеточного образования и распада 8-нитрозотиолов и динитрозильных комплексов железа с тиоловыми группами

Регуляция механизмов внутриклеточной сигнализации

Рис. Механизмы редокс-зависимой регуляции депонирования оксида азота в сердечно-сосудистой системе

жание низкомолекулярного редокс-активного железа еще и через изменение скорости синтеза ферритина и рецептора для трансферрина. Так, окислительный стресс подавляет активность IRP (Iron Responsive Proteins), причем это действие не зависит от выраженности мобилизации железа из ферритина [14]. Подавление активности ГОР, вероятно, способствует уменьшению содержания редокс-активного железа в клетке вследствие повышения синтеза ферри-тина и снижения синтеза рецептора для транс-феррина. Выраженность подавления активности IRP под действием активных форм кислорода может регулироваться редокс-состоянием клетки. Действительно, N-ацетилцистеин препятствует подавлению активности IRP в процессе реперфузии ткани после ишемии. Возможно, это связано с увеличением внутриклеточной концентрации восстановленного глутатиона [14].

Изменение редокс-состояния клетки/ком-партмента влияет также на содержание в клетке ионов цинка и, возможно, ионов меди. Например, нарушение баланса между GSH и GSSG в клетке с увеличением содержания GSSG стимулирует освобождение цинка из металлотио-неина [25]. Освобождающийся из металлотио-неина цинк может снижать поступление железа в клетку. Так как редокс-состояние клетки способно влиять на содержание в ней ионов цинка и, возможно, меди, то логично поставить вопрос, могут ли ионы этих металлов, наряду с ионами железа, принимать участие в образовании нитрозильных комплексов в определенных условиях.

Доступность SH-групп цистеиновых остатков протеинов клетки для S-нитрозирования, несомненно, изменяется в зависимости от уровня окислительного стресса, его продолжительности и характеристик редокс-состояния клетки. Окисление SH-групп цистеиновых остатков протеинов в условиях окислительного стресса может быть обратимым, при образовании суль-феновой кислоты (Протеин-SOH) и необратимым, при образовании сульфиновой (Протеин-SO2H) и сульфоновой кислот (Протеин-SO..H) [15]. Наряду с этим, изменение состояния ре-докс-системы глутатиона, сопровождающееся увеличением относительного содержания GSSG, стимулирует образование не только смешанных дисульфидов протеинов с глутатионом

(Протеин-SSG), но и образование дисульфид-ных групп в белковых молекулах вследствие протекания реакций обмена тиол-дисульфид [39]. Динамика же восстановления тиоловых групп протеинов зависит от эффективности функционирования редокс-системы глутатиона, тиоредоксина, глутаредоксина и от функции протеиновой дисульфидизомеразы [8]. Значит, доступность тиоловых групп протеинов для S-нитрозирования существенно зависит от редокс-состояния клетки [24].

Известно, что взаимодействие оксида азота с кислородом приводит к образованию N2O3. Особенно эффективно такое взаимодействие протекает в гидрофобных условиях, наблюдающихся в клеточных мембранах и внутри белковых молекул [28]. Так как N2O3 имеет выраженную способность к осуществлению S-нитрозирования протеинов [20], то депонирование NO в виде S-нитрозотиолов в клеточных мембранах может быть достаточно выраженным. Разумеется, окислительный стресс и редокс-состояние клетки будут влиять на скорость S-нитрозирования мембранных протеинов, по крайней мере, через модификацию редокс-со-стояния SH-групп этих протеинов. Протеиновая дисульфидизомераза клеточной мембраны также может оказывать влияние на выраженность S-нитрозирования протеинов мембраны. В зависимости от того, находятся ли цистеино-вые остатки активного центра этого фермента в восстановленном или окисленном состоянии, он катализирует либо восстановление дисуль-фидных связей в протеинах, либо образование таковых [18]. В свою очередь, окисление/восстановление цистеиновых остатков активного центра протеиновой дисульфидизомеразы зависит от редокс-системы глутатиона, а значит и от редокс-состояния клетки. Кстати, в условиях окислительного стресса тиоредоксин, также как и окисленная форма протеиновой дисуль-фидизомеразы, способен катализировать образование дисульфидных связей в протеинах. Следовательно, эффективность и скорость депонирования NO в мембране клеток в форме S-нит-розотиолов протеинов, несомненно, зависит от редокс-состояния клеток.

Редокс-состояние клеток и клеточных мембран может играть важнейшую роль в регуляции переноса NO от расположенных вне-

клеточно S-нитрозотиолов через клеточную мембрану внутрь клетки. Предполагается, что такой перенос NO обеспечивается протеиновой дисульфидизомеразой, содержащей восстановленные цистеиновые остатки в своём активном центре [37]. При этом, вначале протеиновая ди-сульфидизомераза освобождает NO из S-нитрозотиолов. Затем NO диффундирует в липидный слой мембраны, где он взаимодействует с кислородом, образуя N2O3. Далее, этот окисел азота осуществляет S-нитрозирование протеинов внутреннего слоя мембраны клетки или низкомолекулярных цитоплазматических тио-лов [37]. Ещё раз заметим здесь, что способность протеиновой дисульфидизомеразы обеспечивать перенос NO от экстраклеточных тио-лов через плазматическую мембрану внутрь клетки будет зависеть от состояния цистеино-вых остатков активного центра этого фермента, то есть будет зависеть от редокс-состояния клетки. Поэтому редокс-состояние клеток и клеточных мембран может регулировать скорость поступления NO от внеклеточных S-нитрозо-тиолов внутрь клеток.

При рассмотрении механизмов регуляции депонирования NO в клетках сосудистой стенки необходимо обратить внимание на роль пе-роксинитрита в этих механизмах. Считается, что максимальное количество пероксинитрита образуется вблизи от источников продукции супероксида [22]. Пероксинитрит взаимодействует в клетке преимущественно с тиолами, вследствие высокой скорости такой реакции и большой внутриклеточной концентрации тиолов, особенно глутатиона [36]. Первичными продуктами взаимодействия пероксинитрита с восстановленным глутатионом являются тиильные радикалы и производные сульфеновой кислоты, которые затем реагируют с восстановленным глутатионом, с образованием окисленного глутатиона [33]. Значит, глутатион играет важную роль в защите клеток от повреждающего действия пероксинитрита. Однако в рамках вопроса о взаимосвязи между депонированием NO и редокс-состоянием клетки необходимо обратить внимание на то обстоятельство, что в клеточных компартментах с высокой концентрацией пероксинитрита может нарушаться состояние редокс-системы глутатиона вследствие изменения соотношения между окисленным и

восстановленным глутатионом, а также из-за снижения абсолютной концентрации восстановленного глутатиона. Это, естественно, будет влиять на доступность тиоловых групп для S-нитрозирования и на содержание низкомолекулярного редокс-активного железа в клетке. Весьма вероятно, что в непосредственной близости от НАД(Ф)Н-оксидазы, присутствующей в эндотелиоцитах и гладкомышечных клетках сосудов, образуются достаточно высокие концентрации пероксинитрита, влияющие на депонирование NO в клеточной мембране и цитозоле. Такое предположение кажется интересным в контексте современных представлений о том, что НАД(Ф)Н-оксидаза является важнейшим источником образования супероксида в стенке кровеносных сосудов при некоторых формах патологии, например, при атеросклерозе и артериальной гипертензии [8].

Роль пероксинитрита в механизмах регуляции депонирования NO вряд ли ограничивается только его влиянием на редокс-систему глутатиона. Следует учитывать, что пероксинит-рит может образовывать целый ряд доноров NO: S-нитрозотиолов, при взаимодействии с тиолами; S-нитроглутатиона (GSNO2), при взаимодействии с глутатионом; органических нитратов и нитритов, при взаимодействии с функциональными группами спиртов; глицеролтри-нитрата и глицеролмононитрата, при взаимодействии с глицеролом, а также NO-производного мочевой кислоты [35]. Кроме того, пероксинит-рит способен ингибировать глутатионперокси-дазу и снижать содержание в клетках аскорби-ната [33].

Редокс-состояние клеток и освобождение

NO из депонированных форм NO

Освобождение NO из депо, вероятно, также регулируется редокс-состоянием клетки/ком-партмента. Уже тот факт, что диэтилдитиокар-бамат и N-ацетилцистеин - вещества, использующиеся для выявления депо NO, проявляют свойства антиоксидантов и тиолмодифицирую-щих веществ, побуждают нас выдвинуть такое предположение [2, 11]. Оно основано также на следующих (уже установленных) фактах.

Во-первых, хорошо известно, что распад S-нитрозотиолов с образованием NO происхо-

дит с участием ионов железа и меди [1, 20, 42, 4З]. Уровень же низкомолекулярного редокс-активного железа и меди в клетке регулируется ее редокс-состоянием. Кстати, дитиокарбама-ты могут увеличивать внутриклеточную концентрацию редокс-активной меди.

Во-вторых, распад S-нитрозотиолов, а также других NO-доноров, образующихся при взаимодействии сахаров и спиртов с пероксинит-ритом, зависит от присутствия восстановленных тиолов [17]. В свою очередь, редокс-со-стояние клетки определяет содержание восстановленного глутатиона и редокс-состояние ти-оловых групп протеинов.

В-третьих, редокс-состояние клетки способно влиять на депонирование NO и через изменение действия аскорбината. Установлено, что аскорбинат способен стимулировать освобождение NO из низко- и высокомолекулярных S-нитрозотиолов [45]. Действительно, увеличение потребления аскорбината крысами приводит к снижению содержания в их тканях S-нитрозотиолов [1З]. Кроме того, аскорбинат обеспечивает регенерацию глутатиона, регулирует поступление железа в клетки по механизму, не зависимому от трансферрина, и регулирует ре-докс-состояние тиолов мембранных протеинов [З1]. Совершенно очевидно, что выраженность действия аскорбината будет зависеть от редокс-состояния клетки. Так, восстановленный глу -татион предотвращает окисление аскорбината, а тиоредоксинредуктаза и глутаредоксин обеспечивают восстановление радикала аскорбиновой и дигидроаскорбиновой кислот.

В последние годы установлено, что распад S-нитрозотиолов происходит и с участием ряда ферментов: глутатионзависимой формаль-дегиддегидрогеназы (S-нитрозоглутатионредук-тазы), тиоредоксинредуктазы, глутатионперок-сидазы, Cu/Zn-супероксиддисмутазы и гамма-глутамилтранспептидазы [21, 2З, 27, З4]. Важность, например, глутатионзависимой формаль-дегиддегидрогеназы (S-нитрозоглутатионре-дуктазы) продемонстрирована в экспериментах на мышах с делецией гена, кодирующего этот фермент. У таких мышей увеличивалось базальное содержание S-нитрозотиолов в эритроцитах, развивалась артериальная гипотензия при анестезии, значительно повышалось содержание S-нитрозотиолов при введении эндотокси-

на и увеличивалась летальность в этих условиях [27]. Так как все названные ферменты прямо или косвенно вовлечены в механизмы антиок-сидантной защиты и в механизмы редокс-регу-ляции клеточных функций, то и этот механизм распада S-нитрозотиолов несомненно зависит от редокс-состояния клетки и её компартмен-тов.

Таким образом, окислительный стресс и редокс-состояние клетки, вероятно, играют ключевую роль в механизмах регуляции депонирования NO в клетках стенок кровеносных сосудов и в кардиомиоцитах как в нормальных условиях, так и при патологии. Если принять эту гипотезу, то становится понятным, что депонирование NO в сердечно-сосудистой системе является очень динамичным процессом, тесно связанным с состоянием и функцией клеток этой системы. Имеются все основания предполагать, что нарушение образования и распада депонированных форм NO в условиях устойчивого изменения редокс-состояния клеток играет важную роль в патогенезе различных заболеваний сердечно-сосудистой системы.

Литература

1. Ванин А.Ф. Динитрозильные комплексы железа и S-нитрозотиолы - две возможные формы стабилизации и транспорта оксида азота в биосистемах. / / Биохимия. - 1998. - Т.63. - С.924-938.

2. Беляева Л.Е., Шебеко В.И., Солодков А.П. Кор -рекция дисфункции эндотелия N-ацетилцистеином: редокс-зависимый механизм его действия. // Дисфункция эндотелия: экспериментальные и клинические исследования. Труды III межд. научно-практич. конф. - Витебск: ВГМУ 2004. - С.72-79.

3. Манухина Е.Б., Смирин Б.В., Малышев И.Ю., Стокле Ж.-К., Мюллер Б., Солодков А.П., Шебеко В.И., Ванин А.Ф. Депонирование оксида азота в сердечно-сосудистой системе. // Известия АН. Серия биологическая. - 2002. - №5. - С. 585-596.

4. Машина С.Ю., Ванин А.Ф., Сереженков В.А., Куб-рина Л.Н., Маленкова И.В., Малышев И.Ю., Манухина Е.Б. Выявление и оценка депо NO в организме бодрствующей крысы. // Бюлл. эксперим. биол. и мед. - 2003. - N 7. - С. 32-35.

5. Пшенникова М.Г., Смирин Б.В., Бондаренко О.Н., Малышев И.Ю., Манухина Е.Б. Депонирование оксида азота у крыс разных генетических линий и его роль в антистрессорном эффекте адаптации к гипоксии. // Российский физиол. журнал им. И.М. Сеченова. - 2000. - Т.86. - С.174-181.

6. Реутов В.П., Сорокина Е.Г., Охотин В.Е., Коси-цин Н.С. Циклические превращения оксида азота в

организме млекопитающих. // Москва: Наука, 1997.

- 156 с.

7. Цвирко И. А., Беляева Л.Е., Шебеко В.И., Солодков А.П., Манухина Е.Б. Снижение тонуса коронарных сосудов изолированного сердца крысы при эн-дотоксиновом шоке, вызванное N-ацетилцистеи-ном. // Дисфункция эндотелия: экспериментальные и клинические исследования. Труды II межд. науч-но-практич. конф. - Витебск: ВГМУ 2002. - С.142 -146.

8. Шебеко В.И. Редокс-регуляция фенотипа эндоте-лиоцитов: от хаоса к порядку. // Вестник ВГМУ -

2002. - Т.1, №1. - С. 30 - 38.

9. Andrews, K.L., McGuire, J.J and Triggle, C.R. A photosensitive vascular smooth muscle store of nitric oxide in mouse aorta: no dependence on expression of endothelial nitric oxide synthase. // Br. J. Pharmacol. - 2003. - V138.

- P.932-940.

10. Baker P.R.S., Schopfer F.J., Sweeney S., Freeman B.A. Red cell membrane and plasma linoleic acid nitration products: synthesis, clinical identification, and quantitation. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2004. - V101, N.32. -P. 11577-11582.

11. Belyaeva L.Eu., Shebeko V.I., Solodkov A.P N-acetylcysteine and immobilization stress attenuate endothelium-depending coronary vessel’s tone dysregulation induced by acute hemorrhage. // EDRF - 2002. / Ed. by P. Vanhoutte. - London: Taylor and Francis, 2002. - P.156-164.

12. Biemond P., VanEnk H.G., Swaak A.J., Kostner J.F. Iron mobilization from ferritin by superoxide derived from stimulated polymorphonuclear leukocytes. // J. Clin. Invest.

- 1984. - V.73. - P. 1576-1579.

13. Bryan N.S., Rassaf T., Maloney R.E., Rodriguez C.M., Saijo F, Rodriguez J.N., Feelisch M. Cellular targets and mechanisms of nitros(yl)ation: An insight into their nature and kinetics in vivo. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 2004.

- V.101., N.12. - P. 4308-4313.

14. CairoG., Tacchini L., Recalcati S., Azzimonti B., Minotti G., Bernelli-Zazzera A. Effect of reactive oxygen species on iron regulatory protein activity. // Ann. N.Y Acad. Sci. -

1998. - V.851. - P. 179-186.

15. Claiborne A., Yeh J.I., Mallett C., Luba J., Crane E.J., Charrier V, Parsonage D. Protein-sulfenic acids: diverse roles for an unlikely player in enzyme catalysis and redox regulation. // Biochemistry. - 1999. - V.38. - P. 1540715416.

16. Cosby K., Partovi K.S., Crawford J.H., Patel R.P., Reiter C.D., Martyr S., Yang B.K., Waclawiw M.A., Zalos G., Xu X., Huang K.T., Shields H., Kim-Shapiro D.B., Schechter A.N., Cannon R.O. 3rd, Gladwin M.T. Nitrite reduction to nitric oxide by deoxyhemoglobin vasodilates the human circulation. // Nat. Med. - 2003. - V9, N.12. -P. 1498-1505.

17. Crow J.P., Beckman J.S. Reaction between nitric oxide, superoxide, and peroxynitrite: footprints of peroxynitrite in vivo. // Adv. Pharmacol. - 1995. - V.34. - P. 17-43.

18. Frand A.R., Cuozzo J.W., Kaiser C.A. Pathways for protein disulfide bond formation. // Trends Cell Biol. - 2000.

- V.10. - P.203-210.

19. Foster M.W., McMahon T.J., Stamler J.S. S-nitrosylation in health and disease. // Trends in Mol. Med. -

2003. - V.9, N.4. - P. 160-168.

20. Gaston B. Nitric oxide and thiol groups. // Biochim. Biophys. Acta. - 1999. - V1411. - P.323-333.

21. Gaston B. M., Carver J., Doctor A., A. Palmer L.A. S-Nitrosylation signaling in cell biology. // Mol. Interv. - 2003.

- V3, N.5 - P.253-263.

22. Grisham M.B., Jourd’heuil D., Wink D.A. Nitric Oxide. I. Physiological chemistry of nitric oxide and its metabolites: implications in inflammation. // Am. J. Physiol. - 1999. -V276. - P. G315-G321.

23. Haqqani A.S., Do S.K., Birnboim H.C. The role of a formaldehyde dehydrogenase-glutathione pathway in protein S-nitrosation in mammalian cells. // Nitric Oxide. - 2003. -V9, N.3. - P.172-181.

24. Hoque A., Bates J.N., Lewis S.J. Redox regulation of S-nitrosocysteine-mediated vasodilation in vivo. // Eur. J. Pharmacol. - 2000. - V.408, N.2. - P195-198.

25. Jacob C., Maret W., Vallee B.L. Control of zinc transfer between thionein, metallothionein, and zinc proteins. //Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1998. - V95. -P.3489-3494.

26. Keyer K., Imlay J.A. Superoxide accelerates DNA damage by elevating free-iron levels. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1996. - V.93. - P.13635-13640.

27. Liu L., Yan Y., Zeng M., Zhang J., Hanes M.A., Ahearn G., McMahon T.J., Dickfeld T., Marshall H.E., Que L.G., Stamler J.S. Essential roles of S-nitrosothiols in vascular homeostasis and endotoxic shock. // Cell. - 2004. - V.116, N.4. - P.617-628.

28. Liu X.M., Miller J.S., Joshi S., Thomas D.D., Lancaster J.R. Accelerated reaction of nitric oxide with O2 within the hydrophobic interior of biological membranes. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1998. - .95. - P.2175-2179.

29. Myers PR., Minor R.L., Guerra R. Vasorelaxant properties of the endothelium-derived relaxing factor more closely resemble S-nitrosocysteine than nitric oxide. // Nature. - 1990. - V.345, N.6271. - P.161-163.

30. Manukhina E.B., Malyshev I.Yu., Smirin B.V, Mashina

S.Y., Saltykova V.A., Vanin A.F. Production and storage of nitric oxide in adaptation to hypoxia. // Nitric Oxide. -

1999. - V.3. - P.393-401.

31. May J.M. Is ascorbic acid an antioxidant for the plasma membrane? // FASEB J. - 1999. - V.13. - P.995-1006.

32. Muller B., Kleschyov A.L., Alencar J.L., Vanin A., Stoclet J.C. Nitric oxide transport and storage in the cardiovascular system. // Ann. N. Y Acad. Sci. - 2002. - V.962. - P.131-139.

33. Murphy M.H., Packer M.A., Scarlett J.L., Martin S.W. Peroxynitrite a biologically significant oxidant. // Gen. Pharmacol. - 1998. - V.31. - P. 179-186.

34. Nikitovic D., Holmgren A.S. S-Nitrosoglutathione is cleaved by the thioredoxin system with liberation of glutathione and redox regulating nitric oxide. // J. Biol. Chem.

- 1996. - V.271. - P.19180-19185.

35. Patel R.P., McAndrew J., Sellak H., White C.R., Jo H., Freeman B.A., Darley-Usmar V.M. Biological aspects of reactive nitrogen species. // Biochim. Biophys. Acta. - 1999.

- V1411. - P.385-400.

36. Radi R., Beckman J.S., Bush K.M., Freeman B.A.

Peroxynitrite oxidation of sulfhydryls. // Biol. Chem. - 1991.

- V.266. - P.4244-4250.

37. Ramachandran N., Root P., Jiang X-M., Hogg P.J., Mutus B. Mechanism of transfer of NO from extracellular S-nitrosothiols into the cytosol by cell-surface

protein disulfide isomerase. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.. -2001. - V.98, N.17., - P. 9539-9544.

38. Rassaf T., Feelisch M., Kelm M. Circulating NO pool: assessment of nitrite and nitroso species in blood and tissues. // Free Radical Biology and Medicine. - 2004. - V. 36, N.

4. - P. 413 - 422.

39. Schafer F.Q., Buettner G.R. Redox environment of the cell as viewer through the redox state of the glutathione disulfide/glutathione couple // Free Radical Biol. Med. -2001. - V.30. - P. 1191-1212.

40. Schmidt H.H., Hofmann H., Schindler U. No NO from NO synthase. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1996. -V.93, N.25. - P.14492-14497.

41. Stamler J.S., Jaraki O., Osborne J., Simon D. I., Keaney J., Vita J., Singel D., Valeri C.R., Loscalzo J. Nitric oxide circulates in mammalian plasma primarily as an S-nitroso adduct of serum albumin. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -1992. - V. 89. - P.7674-7677.

42. Vanin A.F., Muller B., Alencar J.L., Lobysheva I.I., Nepveu F., Stoclet J.C. Evidence that intrinsic iron but not intrinsic copper determines S-nitrosocysteine decomposition in buffer solution. // Nitric Oxide. - 2002. - V.7, N.3. -P. 194-209.

43. Vanin A.F., Papina A.A., Serezhenkov VA., Koppenol W.H. The mechanisms of S-nitrosothiol decomposition catalyzed by iron. // Nitric Oxide. - 2004. - V.10, N.2. -P.60-73.

44. Wang X., Tanus-Santos J.E., Reiter C.D., Dejam A., Shiva S., Smith R.D.,

Hogg N., Gladwin M.T. Biological activity of nitric oxide in the plasmatic compartment. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. -

2004. - V.101, N.31. - P.11477-11482.

45. Xu A., Vita J.A., Keaney J.F. Ascorbic acid and glutathione modulate the biological activity of S-nitrosoglutathione. // Hypertension. - 2000. - V36. - P.291-297.

Поступила 30.12.2004 г. Принята в печать 30.12.2004 г.

Издательство Витебского государственного медицинского университета

Медицинское образование XXI века. Сборник материалов III международной конференции. - Витебск: изд-во ВГМУ, 2004. - 765 с.

Фармация XXI века. Материалы VII съезда фармацевтов Республики Беларусь. -

Витебск: изд-во ВГМУ, 2004. - 361с.

Дисфункция эндотелия (экспериментальные и клинические исследования): труды Ш-ей международной научно-практической конференции. - Витебск: изд-во ВГМУ, 2004. -268 с.

Современные проблемы общей, медицинской и ветеринарной паразитологии: труды IV международной научно-практической конференции, посвященной 125-летию со дня рождения академика К.И.Скрябина и 70-летию кафедры медицинской биологии и общей генетики ВГМУ. - Витебск: изд-во ВГМУ, 2004. - 368 с.