Клинико-экспериментальное обоснование использования комбинированного клеточного трансплантата на основе мультипотентных мезенхимных стромальных клеток жировой ткани у пациентов с выраженным дефицитом костной ткани челюстей

КЛИНИЧЕСКИЙ ОПЫТ

Клинико-экспериментальное обоснование использования комбинированного клеточного трансплантата на основе мультипотентных мезенхимных стромальных клеток жировой ткани у пациентов с выраженным дефицитом костной ткани челюстей

И.С. Алексеева 1, А.В. Волков 12, А.А. Кулаков 1, Д.В. Гольдшейн 1ЦНИИС и ЧЛХ Минздравсоцразвития России, Москва 2 ЗАО «РеМеТэкс», Москва

3

Медико-генетический научный центр РАМН, Москва

Clinical and experimental study on the use of combined cell transplant on the basis of multipotent mesenchymal stromal cells of adipose tissue in patients with severe deficiency of jaws bone tissue

IS. Alexeeva 1, A.V. Volkov12, A.A. Kulakov1, D.V. Goldshtein 23

1 Central Research Institute of Dental and Maxillofacial Surgery, Moscow

2 CJSC «ReMeTeks», Moscow

3 Medical Genetics Research Center RAMS, Moscow

Проведено клинико-экспериментальное исследование по восстановлению костной ткани с помощью тканеинженерной конструкции на основе мультипотентных мезенхимных стромальных клеток жировой ткани и резорбируемо-го остеопластического матрикса. В экспериментальном исследовании показана эффективность использования трансплантата, обоснованы сроки проведения дентальной имплантации. Применение тканеинженерной конструкции позволило добиться органотипического восстановления костной ткани в области трансплантации у пациентов с выраженной атрофией альвеолярного отростка в области верхней и нижней челюстей. В рамках клинического исследования было проведено лечение 20 пациентов.

Ключевые слова: жировая ткань, стромальные клетки, тканевая инженерия, костная ткань.

The clinical and experimental study on the restoration of bone tissue with tissue engineering scaffold based on stem cells of adipose tissue and resorbable osteoplastic matrix. In a pilot study proved the effectiveness of the transplant, founded the dates of dental implantation. Use of tissue engineering scaffold led to organotypic reconstruction of bone tissue in the field of transplantation in patients with severe atrophy of the alveolar process of the maxilla and mandible. As part of a clinical trial were treated 20 patients.

Key words: adipose tissue, multipatent stem cells, tissue engineering, bone tissue.

2, 3

Применение стволовых клеток и тканевой инженерии в стоматологии представляет большой интерес, так как обеспечивает инновационный подход для создания материала, который может быть использован не только для воссоздания утраченных тканей, но и для обеспечения регенерации костной ткани.

Особенностью костной ткани челюстей является то, что при перераспределении или утрате функциональной нагрузки в ней быстро начинаются процессы атрофии. Удаление зубов приводит к потере костной ткани, которая происходит не только в зоне удалённого зуба, но и затрагивает около 20% объёма лунки вокруг неё [1—3]. Для предотвращения резорбции кости, лунку удаленного зуба рекомендуют заполнять костным материалом. Однако, по данным различных исследователей, при заполнении лунки костным материалом уменьшается объем кровяного сгустка, в связи с чем уменьшается и количество клеточных

e-mail: alexeeva2B07@yandex.ru

элементов, участвующих в начальных стадиях процесса регенерации, что и приводит к нарушению нормального развития костной ткани. «Золотым стандартом» при проведении реконструктивных операций в черепно-челюстно-лицевой области считаются аутогенные костные трансплантаты. Однако трудности получения значительного количества аутоматериала и необходимость выполнения дополнительного операционного поля существенно ограничивают их применение. В связи с тем, что использование костных материалов или их заменителей не всегда приводит к ожидаемому результату, продолжаются исследования по поиску материала, способного стать альтернативой костным аутотрансплантатам.

Идеальный имплантационный материал должен обладать преимуществами аутотрансплантата: биосовместимостью, пористой структурой, возможностью адсорбции индуктивных факторов, механической

прочностью, предсказуемой и воспроизводимой скоростью деградации, возможностью Зй-моделирования его формы. Он должен поддерживать рост сосудов, быть нетоксичным, а также не слишком дорогим [4]. Решением данной проблемы может стать создание тканевых эквивалентов костной ткани (ТЭК) посредством технологий тканевой инженерии.

Восстановление костной ткани с помощью ТЭК вызывает большой интерес исследователей и клиницистов [5—11]. Мультипотентные мезенхимные стромальные клетки (ММСК) взрослого организма признаны перспективными для применения в практической медицине [12—14].

Одним из основных источников ММСК является жировая ткань. Многочисленные экспериментальные данные показывают, что трансплантация ММСК из жировой ткани, подвергшихся воздействию остеогенных индукторов, является безопасной и эффективной процедурой, способствующей органотипическому восстановлению кости [15—20].

С 2006 по 2011 г. на базе ФГУ «ЦНИИСиЧЛХ» совместно с ЗАО «РеМеТэкс» в соответствии с решением Ученого совета и разрешением Этического комитета института было проведено экспериментальное и клиническое исследование по восстановлению костной ткани с помощью тканеинженерных конструкций на основе ММСК жировой ткани.

Целью экспериментального исследования было обоснование выбора материала-носителя, изучение репаративного остеогенеза на модели критических дефектов теменных костей у взрослых кроликов при трансплантации ТЭК, оценка эффективности применения, а также обоснование сроков проведения дентальной имплантации. Одной из целей клинического исследования было обоснование выбора источника стволовых клеток, а также оценка эффективности использования ТЭК.

Результаты лечения оценивались по данным компьютерной томографии и гистологического исследования биоптатов, полученных при формировании ложа для дентального имплантата. Трансплантация ТЭК рассматривалась как альтернатива аутотрансплантации костной ткани. Срок наблюдения за пациентами после трансплантации ТЭК составил от 1,5 до 5 лет.

В результате клинико-экспериментального исследования был разработан метод восстановления костных дефектов с помощью ТЭК на основе ММСК жировой ткани и резорбируемого остеопластическо-го матрикса. В ходе клинического исследования был оптимизирован технологический процесс изготовления клеточного трансплантата. В октябре 2010 г. федеральной службой по надзору в сфере здравоохранения и социального развития было выдано разрешение на применение новой медицинской технологии (ФС № 2010/366 от 7 октября 2010 г.).

Материал и методы

Экспериментальное исследование

В исследовании были использованы разнополые кролики массой более 4 кг и возрастом старше 2 лет. Выбор стареющих животных был обусловлен тем, что у животных более ранних возрастных групп продолжался рост, влияющий на течение регенерации тканей.

Для выделения первичных культур ММСК использовали образцы подкожной жировой ткани из области шеи кроликов. Биоптаты доставляли в ла-

бораторию в течение одного часа после операции в транспортном контейнере. ТЭК создавали за 2 ч до трансплантации путем объединения трех компонентов: ММСК жировой ткани, материала-носителя и обогащенной тромбоцитами плазмы. Гистологическое исследование проводили на 120 сут. после трансплантации.

Обогащенная тромбоцитами плазма. Обогащенная тромбоцитами плазма была получена из донорской тромбоцитарной массы (НИИ скорой помощи им. Н.В. Склифосовского, г. Москва), непригодной для переливания в связи с изменениями в биохимических показателях крови донора. Плазму разливали по криопробиркам емкостью 5 мл, центрифугировали при 1500 оборотах, после чего забирали надоса-дочную жидкость (3 мл). Полимеризацию проводили с использованием бычьего тромбина в присутствии хлорида кальция.

Культура ММСК стромально-васкулярной фракции жировой ткани получали следующим образом: жировую ткань многократно промывали раствором Хенкса (ПанЭко, Россия), затем добавляли стерильный раствор коллагеназы I типа (250 Ед/мл) (ПанЭко, Россия) и инкубировали при 37°С в течение 2—3 ч. Изолированные клетки осаждали центрифугированием (1100 об/мин в течение 10 мин) и переносили в культуральную посуду с полной ростовой средой (DMEM/F12 1:1 (ПанЭко, Россия) с добавлением эмбриональной телячьей сыворотки (HyClone-Perbio) до 10%, L-глутамина (ПанЭко, Россия) (4 mM) и ами-кацина (Синтез АКО, Россия) (500 мг/л)). Флаконы помещали в С02-инкубатор при стандартных условиях (37°С, 5% C02), через 24 ч проводили замену среды, удаляя при этом неприкрепленные клетки. В течение 1—1,5 нед. культура ММСК достигала состояния субконфлюентного монослоя, после чего ее пассировали в 5—7 флаконов. В работе использовали клетки 4—5 пассажа.

Остеогенная дифференцировка. Для направленной остеогенной дифференцировки клетки помещали в 90 мм чашки Петри или 6-луночные планшеты и после достижения клетками конфлюентного монослоя заменяли ростовую среду на дифференцировочную (ростовая среда с добавлением 1,25-дигидроксивитамина D3 10-8М, L-аскорбиновой кислоты 50 мг/л, Р-глицерофосфата (Sigma). Для выявления очагов минерализации клетки дважды промывали фосфатносолевым буфером (ПанЭко, Россия), фиксировали охлажденным 70% этанолом и окрашивали 40мМ ализариновым красным S (pH = 4,1) (Мосреактив, Россия) в течение 5 мин. Несвязанный краситель отмывали фосфатно-солевым буфером.

Трансплантация ТЭК. Моделирование критических дефектов теменных костей проводили под общим обезболиванием: выполняли продольный разрез

в области теменных костей, кости скелетировали. Трепаном диаметром 10 мм наносили 4 округлых дефекта. Осуществляли трансплантацию ТЭК. Рану ушивали наглухо. Внутримышечно вводили 0,3 мл раствора гентамицина и 0,5 мл баралгина.

Клиническое исследование

В рамках клинического исследования было проведено лечение 20 пациентов. Трансплантация ТЭК проводилась в области дна верхнечелюстной пазухи, лунок зубов, а также на нижней челюсти для увеличения высоты и ширины альвеолярной части. Всем

пациентам планировалась стоматологическая реабилитация с установкой дентальных имплантатов, выполнялось клиническое обследование и консультации врачей смежных специальностей для выявления общесоматической патологии. Исследование проводилось в соответствии с Хельсинкской декларацией. Возраст пациентов, включенных в клиническое исследование, составлял от 29 до 60 лет, распределение по полу: 13 женщин, 7 мужчин.

Критериями включения в клиническое исследования, соответствующими распределению по группам, являлись:

1) частичная адентия и выраженный дефицит костной ткани в области дна верхнечелюстной пазухи;

2) адентия и выраженный дефицит костной ткани в области зубов жевательной группы на нижней челюсти;

3) плановое удаление зубов.

Критериями исключения являлись:

1. Обширная деструкция или резорбция костной ткани в результате онкологических или специфических воспалительных заболеваний в месте предполагаемой трансплантации.

2. Острые и хронические инфекционные заболевания.

3. Некомпенсированная соматическая патология.

4. Сахарный диабет.

5. Доброкачественные и злокачественные новообразования или значимое повышение онкомаркеров.

6. Поливалентная аллергия.

7. Невозможность проведения динамического обследования.

8. Психические заболевания, препятствующие пониманию плана лечения.

9. Наркотическая или алкогольная зависимость.

10. Участие в других клинических исследованиях в настоящее время или в течение последних 3 мес.

11. Любое клиническое состояние, которое, по мнению исследователя, не позволит безопасно выполнить протокол исследования.

Группы пациентов:

— пациенты с частичной адентией и выраженным дефицитом костной ткани в области дна верхнечелюстной пазухи;

— пациенты с адентией и выраженным дефицитом костной ткани в области зубов жевательной группы на нижней челюсти;

— пациенты, которым проводилось плановое удаление зубов.

Удаление зубов с одномоментной трансплантацией ТЭК проводилось при: резорбции костной ткани на 2/3 длины корня зуба, подвижности 3—4 ст. при хроническом генерализованном пародонтите средней и тяжелой степени тяжести.

Эксплантация жировой ткани. Объем липоаспи-рата рассчитывался исходя из предполагаемого объема ТЭК и в среднем составлял 20—60 мл (из

1 г жировой ткани может быть получено от 1х105 клеток). Эксплантация жировой ткани проводилась в отделении пластической хирургии Государственного научно-исследовательского центра профилактической медицины. Липоаспирация осуществлялась в пупочной области. Под местной инфильтрационной анестезией производился разрез кожи размером 3—5 мм. Через разрез в подкожную клетчатку вводилась канюля для липоаспирации длиной 10—15 см, диаметром — 3—5 мм. Затем в подкожную жировую

клетчатку вводился раствор Кляйна (основные компоненты: физиологический раствор NaCl, лидокаин и адреналин, которые, способствуя значительному спазму кровеносных сосудов и уменьшению чувствительности нервных окончаний, позволяют безопасно эксплантировать жир). Количество вводимой жидкости было равно планируемому объему удаляемой жировой ткани. После проведения гидропрепарирования раствором Кляйна канюлей осуществлялись поступательные и веерообразные движения, обеспечивающие механическое разрушение и дальнейшее удаление жировой ткани. Липоаспирацию проводили шприцем объемом 20—50 мл. После манипуляций рана была ушита наглухо.

Липоаспират помещали в специальный транспортный контейнер и отправляли в лабораторию с соблюдением условий транспортировки живых человеческих тканей и органов. Доставка материала осуществлялась в день операции.

Выделение стромально-васкулярной фракции клеток жировой ткани. Клетки выделяли из липоа-спирата, полученного у пациентов, которым планировалось проведение лечения с помощью ТЭК. Липоаспират промывали раствором Версена и дезагрегировали путем инкубации в растворе Версена с добавлением 0,25% трипсина при 37°С в течение 1,5 ч. Клеточную суспензию центрифугировали 10 мин при 1100 об/мин, осадок разводили ростовой средой (DMEM/F12 1:1 с добавлением аутологичной сыворотки до 10%, амикацина до 500 мг/л), переносили в чашки Петри и инкубировали при стандартных культуральных условиях (37°С, 5% СО2). Плотность посева составляла 1,5—2 тыс. клеток на см2. Спустя

2 сут. неприкрепившиеся клетки удаляли, заменяя ростовую среду на свежую. По достижении 80% конфлюентного монослоя клетки рассевали в новую культуральную посуду в плотности 1,5—2 тыс. клеток на см3. Смену среды производили каждые 3 сут.

Анализ экспрессии специфических поверхностных маркеров в исследуемых культурах проводили с помощью проточного цитофлуориметра «FACS Calibur» (Biosciences). Использовали мышиные моноклональные антитела (PharMingen, Chemicon). В качестве отрицательного контроля использовали неспецифические мышиные (кроличьи) IgG тех же фирм. Результаты иммнофенотипического анализа обрабатывали с помощью программы MDI 2.8

Остеогенная дифференцировка. Для направленной остеогенной дифференцировки клетки помещали в 90 мм чашки Петри и по достижении 80% кон-флюентного монослоя заменяли ростовую среду на дифференцировочную (DMEM с 10% аутологичной сыворотки крови, 100 мкг/мл амикацина, 50 мг/л L-аскорбиновой кислоты, 10 мМ/л ß-глицерофосфата натрия и 10 нМ 1,25-дигидроксивитамина D3). Замену среды на свежую производили каждые 3 сут.

Обогащенная тромбоцитами плазма. Взятие крови проводили в вакуумную систему типа Vacuette с цитратом натрия. Кровь центрифугировали при 1000 об/мин в течение 10 мин, отбирали верхний слой (без эритроцитов) и центрифугировали его при 3600 об/мин в течение 10 мин. Большую часть супернатанта удаляли, осевшие тромбоциты ресуспен-дировали в оставшейся плазме.

«Сборка» тканеинженерной конструкции. В качестве материала-носителя после проведения серии экспериментальных исследований был выбран «Остео-

матрикс» (Коннектбиофарм, Москва) — материал, представляющий собой костный матрикс с сохраненными коллагеновым и минеральным компонентами и естественной архитектоникой губчатой кости [21].

После отмывания блоков или гранул «Остеоматрикса» раствором Хэнкса с цефазолином (1 г/л) на них аккуратно наслаивали смесь культуры клеток после остеогенной дифференцировки и обогащенной тромбоцитами плазмы, после чего по каплям добавляли раствор тромбина (P.Z. Cormay) 50 Ед/мл на 10% растворе хлорида кальция (Дальхимфарм, Россия) до полимеризации. В зависимости от индивидуальных особенностей пациента полимеризация фибрина происходила через 2—5 мин.

Гистологическое исследование. Для изучения характеристик костного регенерата через 4 мес. после трансплантации проводили гистологическое исследование. Образцы тканей забирались 2 мм трепаном в виде столбиков. Получение образцов тканей проводилось перед формированием ложа для установки дентального имплантата.

Биопсийный материал, полученный от пациентов во время дентальной имплантации, помещали в за-буференный нейтральный 10% формалин (Biooptica, Италия) и фиксировали в течение 24 ч. Образцы для гистологического исследования представляли собой столбики костной ткани 2 мм в диаметре и длиной от 8 до 10 мм. Фиксированный материал промывали проточной водой в течение 24 ч. Затем проводили кислотную декальцинацию с использованием смеси соляной и муравьиной кислот (Biooptica, Италия) в течение 6 ч., после чего выполнялась промывка образцов в фосфатном буфере (pH = 7,4). Для получения срезов материал обезвоживали и заливали в парафин. Для проведения гистоморфометрического исследования из серии срезов случайным образом с помощью программного обеспечения Random выбирали 6 гистологических препаратов, содержащих 4 среза: пять из них окрашивали по Масону-Голднеру, один гематоксилином по Мейеру с докраской эозином. С помощью метода рандомизации достигалась максимально случайная выборка объекта исследования.

Результаты и обсуждение

В экспериментальной модели при закрытии дефектов с помощью ТЭК было обнаружено образование кости de novo, которое происходило без предшествующего хондрогенеза. Образование «молодой» костной ткани осуществлялось по всей толщине трансплантата, на основании чего мы полагаем, что это напрямую было связано с активностью трансплантированной клеточной культуры и ее остеогенными свойствами, показанными in vitro. Побочных эффектов, таких как воспаление или чрезмерный рост ткани, не отмечалось [23].

В ходе клинического исследования был оптимизирован технологический процесс изготовления клеточного трансплантата.

А) Сокращение сроков культивирования было достигнуто за счет увеличения объема липоаспира-та. Это позволяло получить большой объем малодифференцированных клеток, что способствовало уменьшению количества пассажей культивирования. Наименьший срок культивирования составил 14 сут., максимальный срок культивирования — 30 сут.

Б) Сокращение сроков индукции дифференциров-ки с 21 до 14 сут. Также для сокращения срока по

подготовке ТЭК была разработана схема совмещения его компонентов в условиях операционной.

13 пациентам (19 пазух) было проведено увеличение высоты альвеолярного отростка в области дна верхнечелюстной пазухи, у 7 пациентов (9 лунок), костные дефекты заполнены ТЭК непосредственно после экстракции зубов. У 4 пациентов удаление зубов проводилось параллельно с проведением синус-лифтинга, у 3 было проведено плановое удаление зубов.

После заполнения лунок ТЭК в виде костной стружки (гранул) во всех случаях рана ушивалась наглухо с помощью перемещенного полнослойного слизисто-надкостничного лоскута.

Применение ТЭК в области дна верхнечелюстного синуса и лунок зубов позволило добиться органотипического восстановления костной ткани, а в области лунок удаленных зубов не только предотвратить резорбцию костной ткани, но и воссоздать её объём.

Трем пациентам была проведена трансплантация ТЭК в виде индивидуально изготовленных костных блоков для устранения дефицита костной ткани альвеолярного отростка (в область лунок удаленных зубов) на нижней челюсти. В процессе подготовки к проведению данных операций был разработан метод создания индивидуальных костных блоков для восполнения дефицита костной ткани на нижней челюсти. К сожалению, результаты лечения указанных пациентов («группа осложнений», п = 3) оказались неудовлетворительными в связи с недостаточным приживлением костных блоков, что потребовало удаления материала и трансплантации аутогенной костной ткани.

Приживление трансплантата напрямую связано с его кровоснабжением. Учитывая то, что толщина используемых нами трансплантатов превышала 3 мм, это требовало проведение частичной или полной декортикации принимающего ложа для создания интенсивного кровоснабжения, что было связано с риском усугубления атрофии в случае обнажения трансплантата. При проведении трансплантации блоков на нижней челюсти мы проводили множественную перфорацию кортикальной пластинки альвеолярного отростка. Рана во всех случаях ушивалась с натяжением. У одного пациента произошло обнажение трансплантата с одной стороны — трансплантат был удален. У второй и третьей пациенток при проведении дентальной имплантации (через 4 мес. после трансплантации) была обнаружена подвижность трансплантата (в одном случае с одной стороны, в другом случае с двух сторон) — трансплантаты были удалены.

В результате исследования ни у одного пациента, которые попали в группу осложнений, не произошло усугубления исходного состояния, т.е. исходные параметры костной ткани до хирургического вмешательства остались прежними.

Отсутствие остеоинтеграции дентального имплантата наблюдалось только в одном случае через 8 мес. после трансплантации в области верхнечелюстного синуса (4 мес. после имплантации): при раскрытии имплантата была обнаружена его подвижность, имплантат был удален.

Оценку эффективности применения ТЭК у пациентов оценивали с помощью морфометрии гистологических препаратов, КТ после трансплантации через

4, 8, 12, 20 мес.

Через 4 мес., по данным КТ, после трансплантации ТЭК структура костной ткани соответствовала строению неизмененного альвеолярного отростка. Морфологическое исследование биопсионного материала, полученного при формировании ложа для имплантата, показало, что костный регенерат состоял преимущественно из пластинчатой костной ткани, ориентированной в пространстве наподобие трабекул губчатого вещества кости. На контрольных КТ, выполненных через 8—20 мес. после введения ТЭК, объем трансплантата был сохранен.

В результате проведенного экспериментального и клинического исследования был разработан новый способ создания тканеинженерных конструкций для восстановления костной ткани, основанный на принципе свободного распределения клеток в фибрино-

Клинические примеры

Пациентка Р. (38 лет) с диагнозом «вторичная частичная адентия на верхней и нижней челюсти, хронический генерализованный пародонтит тяжелой степени тяжести». При осмотре выявлена подвижность зубов 1.6, 1.7, 2.7, 1.3, 1.2, 1.1 — 3 степени.

По данным КТ: атрофия альвеолярного отростка, измененная периодонтальная щель в области зубов 1.1, 1.2, 1.3, 1.6, 1.7, 2.7. Утолщение слизистой оболочки верхнечелюстных пазух. Высота альвеолярного отростка в области отсутствующих зубов: 1.4 — 2 мм;

1.5 — 2,6 мм; 2.5 — 0,9 мм; 2.6 — 0,9 мм (рис.1) .

Пациентке были удалены зубы 1.1, 1.2, 1.3, 1.6, 1.7, 2.7. Проведен двухсторонний синус-лифтинг с помощью ТЭК, лунки удаленных зубов были заполнены тканеинженерной конструкцией. Суммарный объем трансплантата составил 9 см3. Был перемещен полнослойный слизисто-надкостничный лоскут в области удаленных зубов, рана ушита наглухо.

вом сгустке внутри матрицы-носителя. В качестве источника регенерации тканеинженерная конструкция включает ММСК жировой ткани, предиференци-рованные в остеогенном направлении, обогащенную тромбоцитами плазму и резорбируемый материал на основе ксеногенного костного коллагена. Культура остеопрогениторных клеток охарактеризована по основным маркерам остеобластического дифферо-на. Используемый материал отвечает требованиям, предъявляемым к материалам для тканевой инженерии. Получен инновационный высокотехнологичный тканеинженерный продукт для клинического применения. Эффективность применения ТЭК подтверждена результатами экспериментального и клинического исследования(табл.) и проиллюстрирована клиническими примерами.

В период подготовки к трансплантации был изготовлен временный съемный протез на верхнюю челюсть.

Через 4 мес. после трансплантации ТЭК, по данным КТ, высота альвеолярного отростка в области удаленных зубов составила: 1.4 — 6,5 мм; 1.5 — 11,1 мм;

1.6 — 9 мм; 1.7 — 8 мм; 2.5 — 11,5 мм; 2.6 — 10,7 мм (рис. 2). В области дна верхнечелюстных пазух с обеих сторон участки сформированной костной ткани, сливающейся с костной тканью альвеолярного отростка, по плотности соответствующие неизмененной костной ткани. Выполнена установка 8 имплантатов Вюоп размерами 4,5 на 8 мм (в области 1.7, 1.5, 2.5, 2.5), 4,0 на 8 мм (в проекции 1.3, 2.3), 3,5 на 8 мм (в области 1.1, 2.1). Все имплантаты были заглублены на 2 мм (рис. 3). В области имплантата, установленного в проекции 1.7, две недели сохранялась болезненность и выраженный отек слизистой. Расхождение швов не наблюдалось. Швы были сняты через 7 сут.

Суммарные данные по клиническому исследованию и его результатам

Параметры сравнения Группа 1

Количество человек 13

Форма и объемы ТЭК Костные гранулы и мелкие блоки (0,5х0,5х0,5 см). Средний объем 4 см3 Индивидуальные костные блоки. Средний объем - 5 см3 Костные гранулы. Средний объем -0,5-1 см3

Средние результаты прироста костной ткани, мм (эффективность трансплантации ТЭК) Увеличение высоты альвеолярного отростка на 9-12 мм Увеличение высоты и ширины на 3 мм Предотвращение резорбции костной ткани: высота - 10 мм, ширина - 5 мм

Осложнения Не выявлены Подвижность костных блоков -2 пациента (у одного - с двух сторон, у второго - с одной стороны) расхождение швов, частичное обнажение костного блока -1 пациент Не выявлены

Дополнительные вмешательства (трансплантация аутокости и т.д.) Не применялись Трансплантация аутогенной костной ткани с одной стороны -1 пациент Не применялись

При гистологическом исследовании ткани, полученной из регенерата, обнаружена формирующаяся костная ткань (рис. 4).

Через 8 мес. после трансплантации ТЭК (соответственно, через 4 мес. после установки имплантатов) при раскрытии имплантатов для установки формирователя десны была выявлена подвижность

имплантата в области 1.7, что потребовало удаления имплантата.

По данным КТ, проведенной через 16 мес. после трансплантации ТЭК (12 мес. после внутри-костной имплантации), в области введения трансплантатов определяется неизмененная костная ткань (рис. 5).

Рис. 1. Верхняя челюсть пациентки Р. до начала лечения: атрофия альвеолярного отростка в области отсутствующих зубов, измененная периодонтальная щель в области всех зубов, утолщение слизистой оболочки верхнечелюстных синусов. Компьютерная томография, фронтальная плоскость

Рис 2.

Верхняя челюсть пациентки Р. после удаления зубов и трансплантации ТЭК в лунки удаленных зубов и в области дна верхнечелюстных синусов: сформированная костная ткань, сливающаяся с костной тканью альвеолярного отростка. Компьютерная томография, фронтальная плоскость

Рис. 3.

Зубочелюстная система пациентки Р. через 5 мес. после трансплантации ТЭК (1 мес. после дентальной имплантации). Ортопантомография

Рис. 4. Костный регенерат через 4 мес. после трансплантации ТЭК, образованный трабекулами губчатого вещества костной ткани.

Окраска: по Массону - Голднеру. Ув. х50

Рис. 5. Зубочелюстная система пациентки Р. через 16 мес. после трансплантации ТЭК (12 мес. после внутрикостной имплантации). Компьютерная томография, фронтальная плоскость

Пациентка М. (55 лет) с диагнозом «вторичная частичная двухсторонняя адентия». Выраженная атрофия альвеолярного отростка нижней челюсти в области отсутствующих зубов 3.4—3.7, 4.5—4.7 по ширине альвеолярного гребня. По данным КТ, толщина альвеолярной части до нижнечелюстного канала составила в проекции 3.6, 3.7, 4.6, 4.7 — 8 мм, в области 3.5 и 4.5 — 10 мм, ширина 3—3,5 мм (рис. 6, 7А).

Для восстановления необходимого объёма костной ткани и дальнейшего проведения внутрикост-ной имплантации были созданы тканеинженерные конструкции в виде индивидуальных блоков. Объем трансплантатов составил 8 см3.

В ноябре 2007 г. была проведена двухсторонняя костная пластика на нижней челюсти с помощью индивидуальных блоков ТЭК. Во время операции блоки жестко фиксировались винтами с вестибулярной поверхности альвеолярной части, предварительно кортикальная пластинка была многократно перфорирована (рис. 8). Через три месяца, по данным КТ, рентгеновская плотность блоков одинаковая, прослеживается связь с принимающим ложем альвеолярного гребня. Высота и ширина альвеолярной части: высота в области 4.6, 4.7, 3.6, 3.7 — 10—11 мм, ширина; в проекции 3.5, 4.5 — 11 мм; ширина в указанных областях — 6 мм (рис. 7Б).

С левой стороны были установлены три имплантата Вісоп размерами 4,5 на 6 мм, имплантаты были заглублены на 2 мм. Справа при формировании ложа для имплантата была выявлена подвижность костного блока — при этом блок был не изменен в цвете, грануляционная ткань не определялась. Было принято решение отсрочить имплантацию. Рана была ушита наглухо.

Еще через 3 мес. (через 6 мес. после транпланта-ции ТЭК) планировалось проведение дентальной имплантации справа, но при ревизии блока была выявлена его подвижность, блок был удален. Через 1 мес. после удаления трансплантата справа дефект костной ткани был восполнен аутогенным костным фрагментом с ветви нижней челюсти. Костный дефект в месте эксплантации аутокости был восполнен тканеинженерной конструкцией в виде гранул. На контрольных КТ, выполненных через 9 мес. после трансплантации ТЭК в виде блока слева (3 мес. аутотрансплантации в виде блока справа, а также установки 2 дентальных имплантатов слева): рентгеновская плотность аутотрансплантата справа и ТЭК слева одинаковая, прослеживается связь с принимающим ложем альвеолярного части нижней челюсти (рис. 7В, 9).

Через 12 мес. после трансплантации ТЭК (6 мес. после аутотрансплантации) было установлено 2 имплантата Вісоп размерами 4,5 на 6 мм.

Рис. 6. Зубочелюстная система пациентки М. до начала лечения. Ортопантомография

Рис. 7.

Нижняя челюсть пациентки М.:

А - до начала лечения;

Б - через 3 мес. после трансплантации ТЭК в виде блоков; В - через 9 мес. после трансплантации ТЭК и 3 мес. после трансплантации аутогенного костного фрагмента справа и установки 2 дентальных имплантатов слева. Компьютерная томография, аксиальная плоскость

Рис. 8. Нижняя челюсть пациентки М.: фиксация костного блока ТЭК винтами

Рис. 9. Зубочелюстная система пациентки М. через 9 мес. после трансплантации ТЭК (6 мес. после дентальной имплантации). Ортопантомография

ЛИТЕРАТУРА:

1. Ashman A. Postextraction ridge preservation using a synthetic alloplast. Gen. Dent. 2000; 48(3): 304—12.

2. Ashman А. Ridge preservation: important buzzwords in dentistry. Oral Implantol. 2000; 26(4): 276-90.

3. Atwood D.A. Reduction of residual ridges: a major oral disease entity. Prosthet. Dent. 1971; 26: 266-79.

4. Sheller E.L., Krebsbach P.H., Kohn D.H. Tissue engineering: state of the art in oral rehabilitation. Oral Rehabil. 2009; 36(5): 368-89.

5. Athanasiou K.A., Zhu C., Lanctot D.R. et al. Fundamentals of biomechanics in tissue engineering of bone. Tissue Eng. 2000. 6: 361-81.

6. Деев Р.В. Постравматическая регенерация костной ткани при трансплантации костномозговых стромальных клеток [диссертация]. Санкт-Питербург: Военно-медицинская академия; 2006.

7. Иванов С.Ю., Кузнецов Р.К., Чайлахян Р.К. и др. Перспективы применения в стоматологии материалов «Биоматрикс» и «Алломатрикс-имплант» в сочетании с остеогенными клетками-предшественниками костного мозга Клиническая имплантология и стоматология 2000; 3-4: 17-8.

8. Krebsbach P.H., Kuznetsov S.A., Bianco P. et al. Bone marrow stromal cells: characterization and clinical application. Crit. Rev. Oral. Biol. Med. 1999; 10(2): 165-81.

9. Kwan M.D., Slater B.J., Wan D.C. et al. Cell-based therapies for skeletal regenerative medicine. Hum. Mol. Genet. 2008; 17: R93-8.

10. Muscler G.F, Nacamoto C., Griffith L.G. Engeneering principles of clinical cell-based tissue engeneering. Bone Joint Surg. Am. 2004; 86-A(7): 1541-58.

11. Rose F.R., Oreffo R.O. Bone tissue engineering: hope vs hype. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2002; 292: 1-7.

12. Charbord P. Bone marrow mesenchymal stem cells: historical

overview and concepts. Human Gene Therapy 2010: 1045—56.

13. Caplan A.I. Mesenchymal stem cells. Orthop. Res. 1991; 9(5): 641-50.

14. Bianco P., Robey P.G. Stem cells in tissue engineering. Nature 2001; 414(6859): 118-21.

15. Gimble J.M., Nuttall M.E. Bone and fat: old questions, new insights. Endocrine 2004; 23: 183-8.

16. Gimble J.M., Katz A.J., Bunnell B.A. Adipose-derived stem cells for regenerative medicine. Circ. Res. 2007; 100: 1249-60.

17. Gimble J.M, Grayson W., Guilak F. et al. Adipose tissue as a stem cell source for musculoskeletal regeneration. Front. Biosci. (Schol Ed). 2011; 3: 69-81.

18. Mizuno H. Adipose-derived stem cells for tissue repair and regeneration: ten years of research and a literature review. Nippon. Med. Sch. 2009; 76(2): 56-66.

19. Mizuno H. Adipose-derived stem and stromal cells for cell-based therapy: current status of preclinical studies and clinical trials. Curr. Opin. Mol. Ther. 2010; 12(4): 442-9.

20. Mosna F., Sensebe L., Krampera M. Human bone marrow and adipose tissue mesenchymal stem cells: a user's guide. Stem Cells Develop. 2010; 19(10): 1449-70.

21. Бухарова Т.Б., Арутюнян И.В., Шустров С.А. и др. Тканеинженерная конструкция на основе мультипотетных стромальных клеток жировой ткани и материала «Остеоматрикс» для регенерации костной ткани. Клет. Тех. Биол. Мед. 2011; 3: 167-73.

22. Волков А.В, Алексеева И.С., Бухарова Т.Б. и др. Создание индивидуальных трехмерных конструкций для восстановления челюстнолицевых костных дефектов. Пародонтология 2011; 4: 61-4.

23. Волков А.В, Алексеева И.С., Кулаков А.А. и др. Регенерация костей черепа взрослых кроликов при имплантации коммерческих остеоиндуктивных материалов и трансплантации тканеинженерной конструкции. Клет. Тех. Биол. Мед. 2010; 2: 72-7.

Поступила 01.02.2012