Штамм "Тюмень/2019" вируса заразного узелкового дерматита (нодулярного дерматита) крупного рогатого скота Dermatitis nodularis bovum рода Capripoxvirus для изготовления биопрепаратов для диагностики и специфической профилактики заразного узелкового дерматита крупного рогатого скота
STRAIN "TYUMEN/2019" OF THE VIRUS OF INFECTIOUS NODULAR DERMATITIS (LUMPY DERMATITIS) OF CATTLE DERMATITIS NODULARIS BOVUM OF THE GENUS CAPRIPOXVIRUS FOR THE MANUFACTURE OF BIOLOGICAL PRODUCTS FOR THE DIAGNOSIS AND SPECIFIC PREVENTION OF INFECTIOUS NODULAR DERMATITIS OF CATTLE

Изобретение относится к области ветеринарной вирусологии и биотехнологии, в частности к новому генотипу вируса заразного узелкового дерматита, который может быть использован для изготовления биопрепаратов для диагностики и специфической профилактики заразного узелкового дерматита крупного рогатого скота.
Заразный узелковый дерматит (нодулярный дерматит) крупного рогатого скота (ЗУД КРС), кожно-узелковая сыпь, лоскутная болезнь кожи, кожная бугорчатка, Dermatitis nodularis bovum - трансграничная, эмерджентная инфекционная болезнь КРС, проявляющаяся персистентной лихорадкой, поражением лимфатической системы, отеком подкожной клетчатки и внутренних органов, образованием кожных узлов (бугров), поражением глаз и слизистых оболочек органов дыхания и пищеварения, потерей продуктивности и живой массы тела [2, 5, 9, 12].
ЗУД КРС относят к особо опасным болезням животных, способным вызывать эпизоотии и наносить значительный экономический ущерб животноводству [10]. В соответствии с новой классификацией Международного эпизоотического бюро (МЭБ) заболевание включено в список болезней, подлежащих обязательной нотификации (категория «Болезни и инфекции крупного рогатого скота») [2, 9].
Возбудитель инфекции - ДНК-содержащий оболочечный вирус, имеющий антигенное родство с вирусами оспы овец и оспы коз, но отличающийся от них на генетическом уровне, и вместе с ними образует самостоятельный род Capripoxvirus семейства Poxviridae [2, 4, 7, 11].
В течение длительного времени Россия оставалась благополучной по данному заболеванию. Первые вспышки ЗУД КРС в Российской Федерации, вызванные циркулирующим в ЮАР, Сербии и Греции полевым изолятом вируса, были зарегистрированы на территории Республики Дагестан в 2015 году. [3]. Однако, начиная с 2017 года начали регистрировать случаи выявления вакциноподобных изолятов возбудителя. К настоящему времени вспышки ЗУД КРС зарегистрированы уже в ряде регионов Сибирского и Дальневосточного федеральных округов [13].
50
3
В настоящее время известен штамм «ВНД КРС/Дагестан/2015» вируса ЗУД КРС, выделенный в 2015 году из проб, отобранных от инфицированного КРС на территории Республики Дагестан. Данный штамм принадлежит к кластеру полевых изолятов. Репродуцируется в перевиваемой культуре клеток яичников домашней козы (ЯДК-04) и субкультуре тестикул ягненка (ТЯ), с инфекционной активностью 4,5-5,5 lg ТЦД/см и используется для вирусологических и молекулярно-генетических исследований, изготовления средств диагностики ЗУД КРС и контроля качества производственных серий вакцин против ЗУД КРС [7]. Недостатком указанного штамма является его высокая степень идентичности с полевыми изолятами, циркулирующими в странах Африки, Ближенго Востока и Европы.
50
3
Известен штамм «Приволжский» вируса ЗУД КРС, выделенный из патологического материала от коров с клиническими признаками заболевания ЗУД КРС, отобранного на территории Приволжского ФО РФ в 2017 году; репродуцированный в субкультуре тестикул ягненка (ТЯ), с инфекционной активностью 4,5-5,5 lg ТЦД/см и используемый для вирусологических, молекулярно-генетических, мониторинговых исследований, изготовления диагностических препаратов [8]. Данный штамм является новым генетическим вариантом, образованным в результате естественной рекомбинации между коммерческим вакцинным штаммом и вакцинным кенийским штаммом «KSGP».
С учетом того, что перестройки нуклеиновых последовательностей в геноме рекомбинантных изолятов могут стать причиной получения ложноотрицательных результатов при проведении диагностических исследований методом ПНР, необходимо постоянно расширять коллекцию штаммов возбудителя ЗУД КРС и изучать генетические характеристики вновь выделенных штаммов с целью использования при изготовлении современных диагностикумов [9].
Задача, на решение которой направлено настоящее изобретение, заключается в расширении арсенала производственных штаммов вируса ЗУД КРС, обладающих новыми биологическими и генетическими характеристиками, включающими свойства как вакцинных, так и полевых вариантов вируса, и пригодных для изготовления биопрепаратов для диагностики и специфической профилактики ЗУД КРС.
Указанная задача решена в результате депонирования нового рекомбинантного штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС, который может быть использован для проведения лабораторных исследований и изготовления средств диагностики ЗУД КРС.
Изолят вируса ЗУД КРС, послуживший источником для получения штамма «Тюмень/2019» генетически отличается от всех ранее выделенных на территории России штаммов вируса. Изолят получен из проб биологического материала, отобранных на территории Тюменской области Российской Федерации от КРС с клиническими признаками ЗУД КРС в 2019 г.
50
50
3
3
Для получения штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС, обладающего оптимальными биотехнологическими свойствами, использовали субкультуру клеток тестикул ягненка (ТЯ). В результате проведения серии последовательных пассажей на данной культуре клеток из ранее выделенного изолята был получен штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС, имеющий стабильные биотехнологические свойства и пригодный для использования при проведении лабораторных исследований и изготовления диагностических препаратов и препаратов специфической профилактики ЗУД КРС. Штамм адаптирован к перевиваемой культуре клеток яичников домашней козы (ЯДК-04), что позволяет в промышленных масштабах получать вирусный материал штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС с инфекционной активностью от 5,0 до 5,5 lg ТЦД/см и не ниже 2,5 lg ИД/0,1 см.
Штамм вируса ЗУД КРС «Тюмень/2019» депонирован в 2020 году в Государственную коллекцию штаммов микроорганизмов ФГБУ «ВНИИЗЖ» под регистрационным номером - №292 - деп / 20-80 - ГКШМ ФГБУ «ВНИИЗЖ».
Сущность изобретения пояснена на графических изображениях и дендрограмме, отражающей филогенетические взаимоотношения штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС с полевыми и вакцинными штаммами вируса:
Фиг. 1. - Монослой незараженной культуры клеток ЯДК-04 (контроль культуры клеток);
Фиг. 2. - Клетки монослоя культуры клеток ЯДК-04, после инфицирования штаммом «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС через 48 ч;
Фиг. 3. - Монослой незараженной культуры клеток ТЯ (контроль культуры клеток);
Фиг. 4. - Клетки монослоя культуры клеток ТЯ, после инфицирования штаммом «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС через 48 ч.
Фиг. 5. - Филогенетическое дерево, отражающее родство штамма «Тюмень/2019» по локусу гена, кодирующего субъединицу РНК-полимеразы 30 кДа. При сравнении с полевыми и вакцинными вирусами ЗУД КРС «Тюмень/2019» принадлежит к кластеру полевых изолятов;
Фиг. 6. - Филогенетическое дерево, отражающее родство штамма «Тюмень/2019» по локусу гена, кодирующего G-белок хемокинового рецептора. При сравнении с полевыми и вакцинными вирусами ЗУД РКС «Тюмень/2019» принадлежит к кластеру вакцинных штаммов.
Фиг.7. - Полногеномный анализ штамма «Тюмень/2019», показывающий, что он не принадлежит на 100% ни к одной из филогенетических групп.
Штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС характеризуется следующими признаками и свойствами:
Морфологические признаки
Штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС относится к семейству Poxviridae, подсемейству Chordopoxvirinae, роду Capripoxvirus, виду Dermatitis nodularis bovum или Lumpy Skin Disease, и обладает морфологическими признаками, характерными для представителей каприпоквирусов: вирионы кирпичеобразной формы, имеют двойную липидную оболочку, плотную сердцевину и боковые тельца. Антигенные свойства
В антигеном отношении вирус ЗУД КРС родственен вирусам оспы овец и оспы коз [11].
У переболевших животных в сыворотках крови образуются антитела, выявляемые в иммуноферментном анализе (ИФА) и реакции нейтрализации (РН). Вирус стабильно нейтрализуется гомологичной антисывороткой в реакции нейтрализации (РН) на культуре клеток ЯДК-04.
2
2
Введение штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС сопровождается образованием у животных вируснейтрализующих антител в крови в титре от 3 log до 7 log.
Патогенные свойства
Штамм патогенен для крупного рогатого скота. При экспериментальном заражении вируссодержащей суспензией быков черно-пестрой породы 1,5-летнего возраста вызывает следующие клинические признаки: повышение температуры тела (до 42,5°С и более), серозные истечения из носовой полости, угнетение животных, отказ от корма, а также проявление розеол (размером от 1,0 см до 3,5 см, круглой, овальной или неправильной формы) на всем теле животного (круп, задние конечности, в области спины и на голове).
Контаминация бактериями, грибами, микоплазмами и посторонними вирусами.
Штамм не контаминирован бактериями, грибами, микоплазмами и посторонними вирусами.
Биотехнологические характеристики
50
3
Штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС размножается в субкультуре клеток тестикул ягненка (ТЯ) и в перевиваемой культуре клеток яичников домашней козы (ЯДК-04) [6]. Репродукция вируса сопровождается специфическим цитопатическим действием, приводящим к округлению, агрегации клеток и деструкции монослоя на 2-3 сутки культивирования. При культивировании вирус штамма «Тюмень/2019» накапливается в титре не менее 4,5 lg ТЦД/см и сохраняет исходные характеристики при пассировании в чувствительных биологических системах в течение не менее 5 пассажей (срок наблюдения).
Молекулярно-генетическая характеристика
Согласно анализу гена RPO30, кодирующего субъединицу РНК-полимеразы 30 кДа, штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС кластеризуется с полевыми изолятами, тогда как по гену, кодирующего G-белок хемокинового рецептора, штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС принадлежит к вакцинным штаммам, поскольку у всех вакцинных штаммов вируса присутствует уникальная делеция 27 пар нуклеотидов (Фиг 5, Фиг 6).
Полногеномный анализ показал более тесную нуклеотидную гомологию штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС с вакцинными штаммами (>99,3%), чем с полевыми изолятами (>98,8-98,9%), при этом указывая, что полученный штамм не принадлежит на 100% ни к одной из существующих филогенетических групп (Фиг. 7). Это свидетельствует о том, что геном вируса ЗУД КРС штамма «Тюмень/2019» содержит нуклеотидные последовательности как вакцинного, так и полевого изолята.
Данный факт свидетельствует о том, что геном вируса штамма «Тюмень/2019» ЗУД КРС, не имея признаков контаминации, сочетает в составе одной полногеномной последовательности геномные сегменты как вакцинного штамма, так и полевого изолята. Это свидетельствует о том, что данный изолят представляет собой новый генотип, возникший путем естественной рекомбинации.
Физические свойства
3
Плавучая плотность в CsCl 1,19 г/см. Наиболее стабилен при рН 6,6-8,6.
Устойчивость к внешним факторам
Вирус стабилен в окружающей среде. При комнатной температуре он сохраняет свою инфекционную активность не менее 18 сут., в пораженных участках кожи - не менее 33 сут., в слюне - 11 сут., сперме быков - 22 сут. В культуральных жидкостях штамм стабилен в течение 6 месяцев при температуре 4°С. Переносит 3-кратное замораживание и оттаивание. Чувствителен к эфиру, хлороформу и высокой температуре. При температуре минус 80°С сохраняет жизнеспособность в течение 10 лет.
Дополнительные признаки и свойства
2
2
Антигенная активность - вирус индуцирует образование вируснейтрализующих антител в крови КРС на 14-й день после заражения в титре от 3 log до 4 log.
Стабильность - сохраняет исходные биологические свойства при пассировании в культурах клеток ТЯ и ЯДК-04 в течение не менее 5 серийных пассажей (срок наблюдения).
Патогенность - патогенен для естественно восприимчивых животных.
Вирулентность - вирулентен для естественно восприимчивых животных.
Свободен от контаминации бактериями, микоплазмами и посторонними вирусами.
Сущность предложенного изобретения пояснена примерами его использования, которые не ограничивают объем изобретения.
Пример 1. Биологические и вирусологические исследования штамма
Биологические и вирусологические методы включали адаптацию вируса, выделенного от больных коров, к культурам клеток ТЯ и ЯДК-04.
Для получения расплодки, вирусную суспензию вносили на освобожденный от ростовой среды монослой культуры клеток и экспонировали в течение часа при температуре (37,0±0,5)°С. После этого вносили поддерживающую среду ПСП с добавлением 1-2% фетальной сыворотки крови КРС.Инфицированную культуру инкубировали при температуре (37,0±0,5)°С до появления цитопатического действия (ЦПД) вируса, которое характеризовалось округлением клеток, скоплением их в виде агрегатов разного размера и, в дальнейшем, тотальной деструкцией и отслоением монослоя клеток от субстрата. При поражении не менее 70% площади монослоя (округление, отслоение от стекла и агрегация клеток) культуральные матрасы промораживали при минус (80,0±4,0)°С и после оттаивания при комнатной температуре производили сбор вируса с последующим отбором проб для исключения микробной контаминации и определения инфекционной активности вируса методом титрования в культуре клеток ЯДК-04.
3
-1
-7
3
3
3
2
2
50
Титрование проводили в стерильных 96-луночных плоскодонных культуральных планшетах в объеме 0,2 см/лунку. Предварительно готовили десятикратные разведения вируссодержащего материала на среде ПСП, начиная с 10 до 10. Подготовленные разведения вируса переносили, начиная с наивысшего разведения, в культуральные планшеты по 0,1 см. К полученным разведениям вируса добавляли по 0,1 см клеточной суспензии ЯДК-04 на среде ПСП с содержанием 1-2% фетальной сыворотки КРС. Планшет инкубировали в СО-инкубатор с содержанием 5% СO при температуре (37,0±0,5)°С. Заключительный учет результатов титрования вируса проводили через 96-120 ч инкубирования при условии сохранения целостности монослоя клеток в контрольных лунках. Расчет инфекционной активности проводили по методу Рида и Менча и выражали в lg ТЦД/см.
50
3
Результаты адаптации вируса к различным клеточным культурам представлены в таблице 1. Инфекционная активность вируса в культурах клеток ТЯ и ЯДК-04 составляла 5,0±0,25 и 5,5±0,25 lg ТЦД/см, соответственно.
Данные, приведенные в таблице 1, свидетельствуют о хорошей адаптационной активности штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС к использованным клеточным культурам.
Проявление ЦПД в культуре клеток ЯДК-04 характеризовалось образованием большого числа сферических клеток. Через 96 ч культивирования большая часть клеток отслаивалась от стекла, собиралась в агрегаты разного размера, часть клеток деградировала до детрита (фиг. 1, фиг. 2).
При последовательной репродукции вируса ЗУД КРС в субкультуре клеток ТЯ через 24 ч после заражения в монослое отмечали появление веретенообразных клеток, которые позже округлялись и через 48-72 ч в большей части отслаивались от стекла (фиг. 3, фиг. 4).
Пример 2. Контроль стабильности биологической активности штамма
Контроль стабильности биологической активности штамма определяли в течение 5 последовательных пассажей в культурах клеток ТЯ и ЯДК-04. Результаты изучения стабильности штамма по его биологической активности в течение 5 пассажей представлены в таблице 2.
50
3
В ходе проведенных исследований установлено, что штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС в течение 5 последовательных пассажей в культурах клеток ТЯ и ЯДК-04 проявлял стабильную биологическую активность, которая находилась в пределах 5,5±0,25 ТДЦ/см.
Пример 3. Контроль отсутствия контаминации бактериями, грибами и микоплазмами (микробиологическими методами).
Для проведения испытания на стерильность использовали 5 флаконов с образцом исследуемого штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС. Подтверждение отсутствия контаминации бактериальной, грибной микрофлорой и микоплазмами проводили в соответствии с ГОСТ 28085-13 «Средства лекарственные биологические для ветеринарного применения. Метод бактериологического контроля стерильности» [1].
3
Содержимое флаконов ресуспендировали стерильным физиологическим раствором до первоначального объема перед лиофилизацией (2 см).
3
3
Суспензию из каждого флакона по 1 см высевали в 3 пробирки с тиогликолевой средой. Две засеянные пробирки выдерживали в термостате в течение 14 суток: одну - при температуре от 21°С до 22°С, другую - при температуре (37±0,5)°С. Третью пробирку выдерживали в течение 7 суток при температуре (37±0,5)°С. Затем производили пересев по 0,5 см по одной пробирке на следующие среды: МПА, МППБ, МПБ, Сабуро жидкий.
Пересевы на МПА, МПБ, МППБ выдерживали дополнительно в течение 7 суток при температуре (37,0±0,5)°С, а пересев на Сабуро - при температуре от 21°С до 22°С.
При микробиологическом испытании образца штамма проводили контроль стерильности сред: пробирки с МПА, МППБ и МПБ выдерживали в течение 14 суток при температуре (37,0±0,5)°С. Пробирку со средой Сабуро инкубировали при температуре от 21°С до 22°С.
3
3
Для исключения контаминации микоплазмами суспензию образца штамма по 0,5 см высевали в пробирку, содержащую 4,5 см жидкой среды Каган 0,3%, и выдерживали в термостате при температуре (37,0±0,5)°С.
При отсутствии роста микоплазм в течение 7 суток на жидкой среде (сохранение цвета индикатора) проводили два последовательных пассажа на твердой среде Каган 1,3% (время культивирования 7 суток).
Заключение о чистоте образца штамма делали на основании отсутствия специфических для микоплазм колоний, врастающих в толщу агара.
В результате проведенных исследований установлено, что штамм «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС не контамирован бактериями, грибами и микоплазмами.
Пример 4. Получение антигена штамма
50
Для приготовления антигена для диагностических целей двухсуточную культуру клеток ТЯ или ЯДК-04, выращенную в 1,5-литровых клинских матрасах, предварительно слив с них ростовую среду, заражали вируссодержащей суспензией в дозе 0,3-0,5 ТЦД/кл. Матрасы помещали на один час в термостат при температуре (37±0,5)°С для контакта клеток культуры с вирусом. После этого вносили поддерживающую среду ПСП с добавлением 2% сыворотки крови КРС. Инфицированную культуру инкубировали при температуре (37,0±0,5)°С до появления ЦПД вируса. При поражении не менее 70% площади монослоя культуральные матрасы подвергали троекратному промораживанию при температуре минус (80,0±4,0)°С и оттаивали.
Полученную вируссодержащую культуральную жидкость очищали от балластных белков и фрагментов клеток низкоскоростным центрифугированием при 4800 g в течение 40 минут.
3
Затем осветленную надосадочную жидкость центрифугировали при 45000 g в течение 45 минут, после чего надосадочную жидкость удаляли, а осадок ресуспендировали в 10 см буферном растворе TNE.
Очистку антигена проводили путем центрифугирования при 10600 g в течение 180 минут с использованием градиента плотности раствора сахарозы (30%, 45% и 60%). Полученный осадок ресуспендировали в буферном растворе TNE в соотношении 1:100 от начального объема.
Полученный данным способом антиген использовали в серологических реакциях для определения уровня антител к вирусу ЗУД КРС, а также для изготовления диагностических сывороток (таблица 3).
3
2
Результаты исследований, приведенные в таблице 3, свидетельствуют о том, что способом, описанным в примере 3, получен антиген с активностью в культуре клеток 7,45 lg ТЦД/см, в ИФА 8,32-9,32 log.
Пример 5. Определение патогенности штамма для КРС
Патогенность штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУД КРС изучали на естественно-восприимчивых животных (бычки массой не менее 250 кг).
3
3
50
При внутривенном заражении животных (5 голов) очищенной вируссодержащей культуральной жидкостью в объеме 2 см с титром инфекционной активности 5,0 lg ТЦД/см инкубационный период составил до 9 суток. На 10 сутки после заражения у животных наблюдали характерные клинические признаки ЗУД КРС: появление множественных бугров размером от 1,0 до 2,0 см и эрозий на мошенке, внутренней поверхности бедер и в области шеи.
На 14 сутки после заражения количество нодул увеличилось в 2-3 раза. Нодулы имели круглую и овальную форму (размером до 5,0 см) и располагались по всему телу животного. В отдельных местах нодулы объединялись и образовывали конгломераты размером до 6-7 см. На слизистой ноздрей и носовом зеркале регистрировали множественные эрозии. Конъюнктива глаз была гиперемирована. Поверхностные лимфатические узлы (предлопаточный, подчелюстной, подколенный и паховый) были увеличены примерно в 1,5-2,0 раза.
На 20 сут у животных наблюдали образование множественных узлов размером 2,5 см и более, расположенными по всей поверхности тела. Слизистая носовых ходов была гиперемирована, на мошонке наблюдались единичные эрозии, лихорадка сохранялась. Кроме того, наблюдали отеки подгрудка, суставов, множественные поражения на слизистой носовых ходов.
На 40-45 сут на месте образования первых нодул в области морды, мошонки и внутренней поверхности бедра происходило образование струпьев.
Таким образом, при заражении естественно восприимчивых животных вируссодержащим материалом воспроизведена генерализованная форма инфекции. Специфичность заболевания животных подтверждена ПЦР исследованиями биоматериала и методом вирусовыделения в культуре клеток.
Пример 6. Видовая принадлежность штамма «Тюмень/2019» вируса ЗУДКРС
Видовая принадлежность штамма «Тюмень/2019» к вирусу ЗУД КРС подтверждена методом локусного секвенирования по Сангеру (Applied Biosystems, США). Установлено, что штамм «Тюмень/2019» принадлежит к группе вирусов ЗУД КРС.
Источники информации, принятые во внимание при составлении описания изобретения к заявке на выдачу патента РФ на изобретение «Штамм «Тюмень/2019» вируса заразного узелкового дерматита (нодулярного дерматита) крупного рогатого скота для изготовления биопрепаратов для диагностики и специфической профилактики заразного узелкового дерматита крупного рогатого скота»:
1. ГОСТ 28085-13 «Средства лекарственные биологические для ветеринарного применения. Метод бактериологического контроля стерильности».
2. Кодекс здоровья наземных животных МЭБ / Т.1. - 23 изд. - Paris, 2014. - Гл. 1.2. Критерии включения болезней, инфекций и инфестаций в список МЭБ.-С.5.
3. Кононов А.В., Кононова С.В., Шумилова И.Н. [и др.] Культурально-биологические свойства возбудителя нодулярного дерматита крупного рогатого скота, выделенного на территории Российской Федерации в 2015 году: научное издание / // Ветеринария сегодня. - 2016. - №3. - С. 8-18.
4. Троценко, Н.И. Практикум по ветеринарной вирусологии / Н.И. Троценко, Р.В. Белоусова, Э.А. Преображенская. - М.: Колос, 2000. - 272 с.
5. Официальный сайт Международного эпизоотического бюро (МЭБ) - URL: http: // www.oie.int/eng/info/
6. Пат.235537 РФ, МПК C12N 5/06 Линия клеток яичников домашней Capra hircus L. ЯДК-04 для репродукции вирусов животных / Герасимов В.Н., Герасимова Н.И., Дьяконов Л.П., Груздев К.Н., Захаров В.М., Манин Б.Л. - №2006114337/13; заявл. 26.04.2006, опубл. 10.10.2008
7. Пат.2606254 РФ, МПК C12N 7/00 Штамм вируса нодулярного дерматита крупного рогатого скота Dermatitis nodularis bovum, рода Capripoxvirus для изготовления биопрепаратов для диагностики и специфической профилактики нодулярного дерматита крупного рогатого скота / С.В. Кононова, А.В. Кононов, И.Н. Шумилова [и др.]. - №2606254; заявл. 11.05.2016, опубл. 10.01.2017.
8. Пат. 2708335 РФ, МПК C12N 7/00 Штамм "Приволжский" вируса заразного узелкового дерматита (нодулярного дерматита) крупного рогатого скота Dermatitis nodularis bovum, рода Capripoxvirus для изготовления биопрепаратов для диагностики и специфической профилактики заразного узелкового дерматита крупного рогатого скота / А.В. Кононов, С.В. Кононова, О.П. Бьядовская [и др.]. - №2019116271-; заявл. 27.05.2019; опубл. 05.12.2019.
9. Россельхознадзор / Официальный сайт федеральная служба по ветеринарному и фитосанитарному надзору. - URL: http://www.fsvps.ru/fsvps/iac/foreign.html
10. Beard, P.M. Lumpy skin disease: a direct threat to Europe. // Vet Rec, 2016, V.28, P. 557-558.
11. Evaluation of different diagnostic methods for diagnosis of lumpy skin diseases in cows / W.S. Awad, A.K. Ibrahim, K. Mahran [et al.] // Trop.Anim. Health. Prod. - 2010. - Vol.42. - P. 777-783.
12. Şevik M, Doğan M. Epidemiological and Molecular Studies on Lumpy Skin Disease Outbreaks in Turkey during 2014-2015 // Transbound Emerg Dis. 2016 (in Press).
13. Sprygin A, Pestova Y, Prutnikov P, Kononov A. Detection of vaccine lumpy skin disease virus in cattle and Musca domestica L. flies in an outbreak of lumpy skin disease in Russia in 2017. Transboundary and Emerging Diseases. 2018. doi: 10.1111/tbed.l2889.