Воздействие микроорганизмов на шерстяные волокна

Е. Л. Пехташева, А. Н. Неверов, Г. Е. Заиков,

О. В. Стоянов

ВОЗДЕЙСТВИЕ МИКРООРГАНИЗМОВ НА ШЕРСТЯНЫЕ ВОЛОКНА

Ключевые слова: микроорганизмы, бактерии, грибы, шерстяные волокна, воздействие, аминокислотный состав, механизм

старения, загрязненность, структура, свойства.

Представлены данные по взаимодействию микроорганизмов (МО) - бактерий и грибов с шерстяными волокнами (ШВ). Произведена оценка микробной загрязненности ШВ. Оценено влияние МО на структуру и свойства ШВ. Измерены механические характеристики ШВ в процессе воздействия на них МО. Проанализирован аминокислотный состав ШВ. Обсуждены механизмы действия МО на ШВ.

Keywords: microorganisms, bacteria, fungi, wool fibers, exposure, amino acid composition, the mechanism of aging, pollution, structure, properties.

The data on the interaction of microorganisms (MO) - bacteria and fungi with wool fibers (WF) are presented. The microbial contamination of WF was evaluated. The effect of MO on structure and properties of WF was estimated. The mechanical properties of WF were measured during the influence on them by MO. The amino acid composition of WF was analyzed. The mechanisms of MO action on WF were discussed.

1 Оценка степени микробной зараженности шерстяных волокон

Шерстяные текстильные волокна по комплексу своих свойств являются одними из уникальных волокон природного происхождения. Шерсть как белковый субстрат активно повреждается микроорганизмами. В работах [1-5] установлено, что наибольший вклад в биодеструкцию волокон вносят бактерии.

Основным методом определения зараженности шерстяных волокон является метод предельных разведений с подсчетом числа выросших колоний микроорганизмов [6]. Однако этот метод, несмотря на свою трудоемкость, является недостаточно точным и в известной степени субъективным.

В связи с этим перед нами стояла задача разработки объективного метода оценки зараженности шерсти.

Таблица 1 - Количество микроорганизмов, выделенных

В качестве объектов исследования были взяты образцы шерсти тонкой мериносовой и грубой каракульской, полученные на АО «ЛосиноПетровская фабрика первичной обработки шерсти» (Моск. обл.).

Для стимулирования роста и развития спонтанной микрофлоры образцы исходных волокон шерсти помещали в эксикаторы и выдерживали при температуре 30°С и относительной влажности воздуха 100%. Отбор проб для проведения анализа проводили через 7, 14 и 28 суток. Затем образцы кондиционировали при температуре 25°С и влажности 65% до постоянной массы.

В таблице 1 представлены данные, характеризующие зараженность образцов волокон мериносовой и грубой шерсти, определенную путем подсчета числа выросших колоний микроорганизмов методом разведений.

с образцов волокон шерсти

Время развития микроорганизмов, сутки Тонкая мериносовая шерсть Грубая каракульская шерсть

Кол-во бактери- альных клеток Кол-во грибных пропагул Видовой состав грибов

0 (исх.) 0,5105 0 - 2,0-105 1,1105 Alternaria sp., Ulocladium sp. Cladosporium sp.

7 3,110б 2,8-105 Aspergillus sp., Penicil-lium sp., Acremonium sp., Cladosporium sp. 1,2107 1,410б Aspergillus sp., Penicillium sp.,

14 5,0107 1,3104 Aspergillus sp., Penicillium sp., 2,1109 2,б-104 Aspergillus sp., Penicillium sp.,

28 2,5108 0 - 4,0-109 0 -

Из полученных данных следует, что у тонкой мериносовой и грубой каракульской шерсти наблюдался рост количества бактериальных клеток с увеличением времени экспозиции в условиях, благоприятствующих их развитию (Т = 25°С, ф = 100%).

Через 28 суток экспозиции бактериальная зараженность тонкой мериносовой шерсти увеличилась в 5000 раз, а для грубой каракульской шерсти даже в двадцать тысяч раз.

Зависимость количества микромицетов на шерстяных волокнах от времени их экспозиции в

благоприятных для развития микроорганизмов условиях носит экстремальный характер: количество микроми-цетов на начальных стадиях их развития (через 7 суток) возрастает, а затем с увеличением времени экспозиции снижается. При этом всё видовое разнообразие микро-мицетов через 14 суток развития спонтанной микрофлоры сводится к Asp. sp. и Penicillium sp. Через 28 суток рост грибов практически прекращается и их количество на волокнах падает до нуля. Такой характер зараженности шерстяных волокон микроскопическими грибами может быть связан с усилением развития бактериальных клеток.

Для оценки бактериальной зараженности кожевенного сырья предложено использовать показатель, характеризующий степень обесцвечивания раствора резазурина, относящегося к слабым органическим красителям и являющегося в данном случае акцептором водорода и служащего индикатором не только присутствия, но и активности фермента редуктазы [7].

Нами сделана попытка использовать предложенный проф. А.И. Сапожниковой метод для оценки степени зараженности шерстяных волокон [7, 8].

В основе метода лежит способность резазурина обесцвечиваться в присутствии фермента редуктазы, являющегося продуктом жизнедеятельности микроорганизмов, за счет протекания окислительновосстановительной реакции. Это дает возможность по степени обесцвечивания раствора судить о количестве активных микроорганизмов, присутствующих в исследуемых объектах.

Оценку степени обесцвечивания раствора красителя проводили методом спектрофотометрии по величине оптической плотности. Исследования проводили на спектрофотометре СФ-46 в диапазоне длин волн света Л = 400-760 нм через каждые 20 нм.

По результатам измерения оптической плотности растворов при разных длинах волн света были построены кривые светопоглощения исследуемых рабочих растворов и определена длина волны, при которой наблюдался максимум оптической плотности. По полученным данным максимум поглощения растворов наблюдался при длине волны Л=600 нм. В связи с этим измерение оптической плотности растворов для оценки степени их обесцвечивания проводили при длине волны 600 нм.

Результаты визуального наблюдения цветовых переходов и измерения оптической плотности инкубационных растворов после постановки редуктазной пробы представлены в таблице 2.

Как следует из полученных данных в зависимости от степени бактериальной обсемененности волокон, окраска водных вытяжек плавно менялась от синесиреневой у контрольного стерильного физиологического раствора (D=0,889), до сиреневой у исходных образцов шерсти ^тонкой =0,821 и Djp^g =0,779), малиновой (Dtohot =0,657 и Djpyg^ =0,651) и светло-малиновой при значительном бактериальном загрязнении ^тонкой =0,548 и Dгрyбой=0,449 и 0,328).

Наличие такой зависимости может быть использовано для оценки степени бактериального загрязнения образцов шерсти с применением шкалы цветовых эталонов [9].

На рисунке 1 в полулогарифмической системе координат представлена зависимость величины оптической плотности (при 600 нм) растворов вытяжек образцов волокон шерсти с использованием редуктазной пробы от количества микробных клеток на них.

Таблица 2 - Визуальная окраска и оптическая плотность при длине волны Х=600 нм инкубационных растворов с шерстяными волокнами разных стадий развития спонтанной микрофлоры

Время развития микроор- ганизмов, сутки Тонкая мериносовая шерсть Грубая каракульская шерсть

Опти- ческая плот- ность Цвет

Контроль, физ.р-р 0,889 Сине- сирене- вый 0,889 Сине- сирене- вый

0 (исх.) 0,821 Сирене- вый 0,779 Сире- невый

7 0,712 Сирене- вый 0,б57 Мали- новый

14 0,б51 Малино- вый 0,449 Свет- ло- мали- новый

28 0,548 Светло- малино- вый 0,328 Свет- ло- мали- новый

Как следует из полученных данных между величиной оптической плотности растворов реза-зурина после инкубирования с образцами шерсти и микробной зараженностью существует однозначная зависимость, позволяющая использовать ее для оценки загрязненности шерсти микроорганизмами, в том числе и для разработки методов экспресс-анализа.

Оптическая плотность, Б

Рис. 1 - Зависимость между оптической плотностью (при Л=600 нм) ин-кубированных растворов и количеством микробных клеток на волокнах шерсти

2 Влияние микроорганизмов на структуру и свойства шерстяных волокон

Исследовали образцы тонкой, полутонкой, по-лугрубой и грубой овечьей шерсти до и после воздействия микроорганизмов (спонтанной микрофлоры, грибов Asp. niger, бактерий Bac. subtilis) в условиях экспозиции при влажности 100% и температуре 30-32°С в течение 7, 14 и 28 суток. Прочностные свойства определяли путем растяжения пучка шерстяных волокон на специально сконструированной установке на базе динамометров типа «Поляни». Полученные данные представлены на рисунке 2.

Время экспозиции, сутки

а

Время экспозиции, сутки

Б

Рис. 2 - Зависимость величины разрывной нагрузки шерстяных волокон (а - грубая каракульская шерсть; б - тонкая мериносовая шерсть) от длительности воздействия различных микроорганизмов: 1 - спонтанная микрофлора; 2 - Asp. niger; 3 -Bac. subtilis

Установлено, что в результате воздействия микроорганизмов наблюдается, как правило, снижение прочностных характеристик волокон, особенно сильно проявляющееся у образцов грубой каракульской шерсти: после 28 суток воздействия прочность снизилась на 57-б5%. Средняя скорость снижения прочности составляет примерно 2% в сутки.

Выявлено, что наибольшее снижение разрывной нагрузки шерстяных волокон после 28 суток экспозиции отмечается при воздействии бактерий Bac. subti-

lis, что согласуется с ранее выполненными исследованиями [10-12].

В ходе эксперимента было выявлено, что грибы Asp. niger воздействуют на волокна шерсти более активно в первые две недели экспозиции, затем их действие несколько ослабевает.

Так, самый низкий коэффициент биостойкости по разрушающему напряжению отмечен через 14 суток экспозиции у волокон грубой шерсти при воздействии Asp. niger.

Наименьшее снижение прочности отмечено у полутонкой шерсти и помесной и кроссбред-ной. Так, самая низкая средняя скорость снижения прочности отмечена у полутонкой кроссбредной шерсти под действием микроскопических грибов -

0,56% в сутки.

В работе [13] утверждается, что волокна шерсти становятся ломкими при разрушении вдоль границ клеток и межмакрофибриллярных границ. И хотя клеточно-мембранный комплекс (КМК) составляет только около 6% массы волокна шерсти, высказывается предположение [13], что при разрушении КМК кутикулярные и кор-тексные клетки освобождаются, и волокно начинает разваливаться.

В связи с этим, с целью определения изменений структуры шерстяных волокон нами [14]были проведены их исследования с помощью сканирующего электронного микроскопа (рисунки 3-6).

Полученные данные свидетельствуют о том, что разрушение волокон шерсти микроорганизмами связаны с разрушением прослоек межклеточного вещества, что ведет к фибриллизации волокна. На рисунке 4(б) хорошо видно, что после 14 суток воздействия микроорганизмов поверхность грубого шерстяного волокна практически полностью покрыта бактериальными клетками. При этом следует отметить (рисунок 5), что кути-кулярные клетки сами практически не повреждаются, а нарушается связь между ними, что открывает доступ микроорганизмам к кортексным клеткам.

На рисунке 6 показан распад волокна шерсти на отдельные фибриллы под действием микроорганизмов.

Нами также было проведено исследование степени биодеструкции тонкого мериносового и грубого каракульского шерстяного волокна под действием микроорганизмов методом световой микроскопии (таблицы 3, 4) [15-16].

Как видно из данных таблиц исходные шерстяные волокна имеют показатели деструкции: тонкое - 0,17, грубое - 0,29, что соответствует только начальным незначительным изменениям поверхности волокна в виде обрастаний.

Таблица 3 - Степень биодеструкции волокон тон- Таблица 4 - Степень биодеструкции волокон

кой мериносовой шерсти под действием микроор- грубой каракульской шерсти при воздействии

ганизмов

Виды микро- орга- низмов Вре мя воз дей ств ия, су- тки Количество повреждений классов Пока- затель биоде- струк- ции

"і ; .д <С <и .д е X 2 ;В .д е " 3 О К; ед.

Исходное волокно 0 82,5 0 0 0,17

Вас. sub-tilis 7 102,3 8,3 1,1 0,б9

14 147,5 13,3 2,4 1,23

2S 18б,1 25,4 2,8 1,72

Asp. niger 7 113,4 10,2 1,7 0,92

14 153,1 15,3 1,9 1,17

2S 174,2 19,7 2,5 1,48

Спон- танная микро- флора 7 103,5 7,1 - 0,39

14 137,4 12,7 1,2 0,89

2S 182,3 18,9 2,7 1,52

б

Рис. 3 - Микрофотографии исходных шерстяных волокон (х1000): а - тонкое мериносовое; б - грубое каракульское

Виды

мик-

роор-

ганиз-

мов

Исход-

ное

волок-

но

Bac.

subtilis

Asp.

niger

Спон-

танная

мик-

рофло-

ра

Время воздействия, сутки Количество повреждений классов Показа- тель биоде- струк- ции

х 1 < 5 .д е X 2 ;В .д е X 3 d К; ед.

0 103,l 3,3 0 0,29

l ^l^ 14,2 3,3 1,53

14 183,1 20,1 5,l 2,32

28 209,4 3б,4 6,8 3,06

l 1l5,3 15,1 3,9 1,12

14 185,1 2l,5 4,5 2,21

28 189,3 31,3 6,2 2,14

l 142,1 11,6 2,1 1,26

14 1l9,5 22,2 3,5 1,81

28 194,1 25,3 5,l 2,4l

Однако уже через 7 суток воздействия микроорганизмов показатели биодеструкции достигают 0,4-1,7, что соответствует деструкции не только поверхности, но и внутренних участков волокон, сопровождающихся локальными применениями внутренней структуры волокон.

При этом следует отметить, что наибольшая деструкция наблюдается у грубых шерстяных волокон под действием бактерий Вас. биЫШб.

В таблицах 5 и 6 представлены проведенные нами исследования с помощью спектроколо-риметра «Пульсар» некоторых параметров цвета шерстяных волокон после воздействия микроорганизмов.

б

Рис. 4 - Микрофотографии тонкого мериносового волокна

б

Рис. 5 - Микрофотографии разрушения чешуйчатого слоя тонких

б

Рис. 6 - Микрофотографии фибриллизации тонкого шерстяного волокна

Процесс биодеструкции шерстяных волокон приводит к изменению таких важных показателей качества как белизна и желтизна. Этот процесс можно охарактеризовать как «пожелтение» шерстяных волокон. В связи с этим нами изучалось изменение такой колористической характеристики шерстяных волокон как желтизна под действием спонтанной микрофлоры, бактерий Bac. subtilis и грибов Asp. niger.

В таблицах 5 и 6 представлены полученные нами данные по определению желтизны волокон тонкой мериносовой шерсти и грубой каракульской, под действием различными микроорганизмами в течение 7, 14 и 28 суток.

Таблица 5 - Желтизна волокон тонкой мериносовой шерсти после разных сроков воздействия различных микроорганизмов

Время воздей- ствия микро- орга- низмов, сутки Желтизна, %

Воздействующие микроорганизмы

Bac. subtilis Asp. niger Спонтанная микрофлора

0 2l,l 2l,l 2l,l

7 36,4 3l,3 29,1

14 45,4 42,5 34,8

28 53,9 48,1 39,9

Таблица 6 - Желтизна волокон грубой каракульской шерсти после разных сроков воздействия раз-

Очень важным с точки зрения выявления механизма биодеструкции и изменения свойств материалов, является установление связи между изменением свойств и изменением структуры волокон под действием микроорганизмов. Повышение желтизны шерстяных волокон под действием микроорганизмов свидетельствует о возникновении дополнительных центров окраски. Наличие высокой корреляционной зависимости между желтизной материала и степенью его биодеструкции может свидетельствовать о том, что в качестве таких центров окраски могут выступать продукты био-деструктивной деятельности микроорганизмов.

На рисунке 7 показана зависимость желтизны от степени биодеструкции шерстяных волокон при воздействии различных микроорганизмов.

Рис. 7 - Зависимость между желтизной и показателем биодеструкции образцов шерстяных волокон: тонких (1) и грубых (2) под действием: а - Bac. subti-lis; б - Asp. niger; в - спонтанная микрофлора

Полученные данные свидетельствуют о наличии достаточно хорошей (практически линейной) зависимости между степенью повреждения волокон шерсти и ее желтизной. Представленные на рисунке 7 графи-

ческие данные в системе координат К=/(С) позволяют выразить линейную зависимость между желтизной и показателем биодеструкции шерстяных волокон следующей формулой:

С = аК+А,

где С - показатель желтизны;

К - показатель биодеструкции; а и А - коэффициенты.

Коэффициент а характеризует степень изменения «желтизны» при изменении показателя биодеструкции на одну единицу, т. е. чувствительность контролируемого показателя Э.

В таблице 7 представлены рассчитанные нами значения коэффициентов а и А для шерстяных волокон при воздействии микроорганизмов.

Таблица 7 - Значение коэффициентов а и А для тонких и грубых шерстяных волокон при воздействии различных микроорганизмов

Виды микроорганизмов Коэф- фици- енты Шерстяные волокна

Тонкие Грубые

Bac. subtilis а 16,9 6,4

А 25,0 31,5

Asp. niger а 15,б 4,2

А 25,0 38,0

Спонтанная микрофлора а 9,0 1,8

А 26,0 38,8

С целью выяснения механизма действия микроорганизмов на волокна шерсти, приводящего к столь значительным изменениям свойств и структуры материала, исследовали изменения аминокислотного состава белков кератина шерсти, являющихся источником питания микроорганизмов, повреждающих материал.

В таблицах 8-10 представлены результаты исследования аминокислотного состава мериносовой и каракульской шерсти с учетом биомассы микроорганизмов-деструкторов.

У шерсти мериносовых пород после 14 суток экспозиции не наблюдается заметного изменения аминокислотного состава. Более того, для подавляющего числа аминокислот (АК) наблюдается некоторое увеличение их количества, связанное, очевидно, с приростом биомассы микроорганизмов за счет их развития. Однако это повышение незначительно - не превышает 6,6 отн. % и лежит в пределах ошибки опыта.

Средний прирост массы аминокислот мериносовой шерсти после 14 суток действия микроорганизмов (очевидно, за счет биомассы развивающихся микроорганизмов) составляет 2,35 отн. %.

личных микроорганизмов

Время воздействия микроорганизмов, сутки Желтизна, %

Воздействующие микроорганизмы

Bac. subtilis Asp. niger Спонтанная микрофлора

0 39,3 39,3 39,3

7 46,8 44,2 41,2

14 51,8 46,4 42,1

28 5l,1 49,5 43,3

Таблица 8 - Аминокислотный состав мериносовой шерсти до и после воздействия микроорганизмов (с биомассой) _________________________________

№ п/п Ами- но- кисло- ты (АК) Ис- ход- ный обра ра- зец Образец шерсти после действия микроорганизмов в течение

14 суток 28 суток

Кол-во АК, мг/10 0 мг Кол-во АК, мг/100 мг Изменение по отношению к исход-ному, % Кол-во АК, мг/100 мг Изменение по отношению к исход-ному, %

1 Аспа-рагино-вая кислота 5,43 5,57 +5,6 5,50 +1,29

2 Трео- нин 5,23 5,49 +4,97 4,9 -6,31

3 Серин 8,21 8,47 +3,17 7,3 11,08

4 Глута-мино-вая кислота 14,1 9 14,65 +3,24 14,19 0

5 Пролин 6,08 6,48 +6,57 5,92 -2,63

6 Цистин 8,04 8,03 -0,12 6,98 13,18

7 Глицин 4,09 4,10 +0,24 3,80 -7,09

8 Аланин 3,02 3,19 +5,6 2,98 -1,32

9 Валин 3,89 4,00 +2,8 3,80 -2,31

10 Метио- нин 0,58 0,56 -3,45 0,49 -15,5

11 Изо- лейцин 0,90 0,90 0 0,87 -3,33

12 Лейцин 2,45 2,46 +0,41 2,42 -1,22

13 Тиро- зин 3,69 3,58 -2,98 3,42 -7,31

14 Фени- лала- нин 2,76 2,77 +0,36 2,70 -2,17

15 Гисти- дин 1,92 1,92 0 1,88 -2,08

16 Лизин 2,80 2,79 -0,36 2,51 10,36

17 Арги- нин 7,84 8,07 +2,93 7,60 -3,06

Всего 81,1 2 83,03 +2,35 77,26 -4,76

Аналогичными изменениями после 14 суток экспозиции характеризуется аминокислотный состав грубой неотмытой шерсти, где общее среднее содержание аминокислот увеличилось на 2,38 отн. %, а максимальный прирост массы отдельных аминокислот не превышает 5,3 отн. %.

Несколько иная тенденция наблюдается у грубой отмытой шерсти: после 14 суток действия микроорганизмов для подавляющего числа определяемых аминокислот наблюдается снижение их содержания в общей массе, при этом это снижение достигает для некоторых аминокислот, например цистина и метионина 10-13 отн. %, при общем снижении количества аминокислот на 1,4 отн. %. Таким образом, анализируя полученные данные, можно говорить о том, что 14 суточное действие спонтанной микрофлоры на шерстяные волокна не приводит к заметным изменениям их аминокислотного состава. Однако наблюдается тенденция к некоторым различиям в степени изменения аминокислотного состава разных видов шерстяных волокон.

Увеличение длительности воздействия микроорганизмов до 28 суток приводит к разрушению шерстяных волокон и, как следствие, к заметному снижению массы всех аминокислот, входящих в состав волокна. В наибольшей степени эти изменения наблюдаются у грубой шерсти, где общее количество аминокислот снижается на 10-12 отн. %, и несколько меньшее (4,7 отн. %) для мериносовой шерсти.

Следует отметить, что при сравнительно слабом снижении среднего количества аминокислот в системе (не выше 12 отн. %) у всех видов шерстяных волокон наблюдается значительное снижение количества отдельных аминокислот, таких как, серин, цистин, метионин и других, достигающее для некоторых видов волокон 25-33 отн. %.

Таблица 9 - Аминокислотный состав грубой шерсти до и после воздействия микроорганизмов

№ п/п Ами- но- ки- слоты (АК) Ис- ход- ный обра ра- зец Образец шерсти после действия микроорганизмов в течение

14 суток 28 суток

Кол- во АК, мг/10 0 мг Кол-во АК, мг/100 мг Изменение по отношению к исход-ному, % Кол-во АК, мг/10 0 мг Изменение по отношению к исходно-му, %

1 Аспара- гиновая кислота 5,85 6,01 +2,74 5,49 -6,15

2 Треонин 5,71 5,79 +1,40 4,78 -16,29

3 Серин 9,22 9,34 +1,30 7,18 -22,13

4 Глутами- новая кислота 14,0 7 14,70 +4,48 13,6 9 -2,7

5 Пролин 5,75 6,03 +4,87 5,47 -4,87

6 Цистин 7,53 7,53 0 5,60 -25,63

7 Глицин 3,57 3,65 +2,24 3,16 -11,48

8 Аланин 3,08 3,17 +2,92 2,90 -5,84

9 Валин 3,89 4,01 +3,08 3,66 -5,91

10 Метио- нин 0,43 0,43 0 0,29 -32,56

11 Изолей- цин 0,97 0,98 +1,0 0,93 -4,12

12 Лейцин 2,45 2,47 +0,82 2,30 -6,12

13 Тирозин 2,93 2,95 +0,68 2,64 -10,1

14 Фенила- ланин 2,27 2,39 +5,28 2,25 -0,88

15 Гистидин 1,54 1,56 +1,29 1,52 -1,29

16 Лизин 2,59 2,57 -0,77 2,18 -15,83

17 Аргинин 8,34 8,52 +2,16 8,07 -3,24

Всего 80,1 9 82,10 +2,38 71,9 8 -10,24

Таблица 10 - Аминокислотный состав отмытой грубой шерсти до и после воздействия спонтанной микрофлоры

Амино- кисло- ты(АК) Исход- ный образец Образец шерсти после действия микроорганизмов в течение

14 суток 28 суток

Кол-во АК, мг/100 мг 0 0 о в- -л £ & ° % о 8 (=1 § £ <ц ^ , Щ§о ^ а к § 0 0 о в- -л Ко Изменение по отношению к исходному, %

Аспара- гиновая кислота 5,79 5,77 -0,35 5,56 -3,97

Треонин 5,39 5,36 -0,56 4,80 10,95

Серин 9,93 9,44 -4,93 6,65 33,03

Глутами- новая кислота 13,13 13,11 -0,15 12,8 5 -2,13

Пролин 5,54 5,51 -0,54 5,16 -6,85

Цистин 7,50 6,72 -10,4 5,22 -30,4

Глицин 3,66 3,60 -1,64 3,17 13,38

Аланин 3,12 3,11 -0,32 2,98 -4,48

Валин 4,04 4,06 +0,49 3,87 -4,21

Метионин 0,46 0,40 -13,04 0,34 26,08

Изолей- цин 0,99 0,99 0 0,92 -7,07

Лейцин 2,44 2,45 +0,41 2,39 -2,05

Тирозин 3,01 3,02 +0,33 2,52 16,28

Фенила- ланин 2,51 2,49 -0,79 2,37 -5,58

Гистидин 1,56 1,58 +1,28 1,57 +0,64

Лизин 2,87 2,80 -2,44 2,30 19,86

Аргинин 8,58 9,00 +4,89 8,10 -5,59

Всего 80,52 79,41 -1,38 70,8 0 12,07

Анализ полученных данных свидетельствует о том, что во всех видах шерстяных волокон (но в разной степени) наблюдается снижение количества аминокислот, содержащих в своем составе дисульфидные связи (цистин, метионин), а также аминокислот, относящиъся к полярным (гид-

рофильным) аминокислотам, в числе которых серин, глицин, треонин, тирозин. Именно эти аминокислоты обеспечивают водородные связи, придающие стабильность структуре белка кератина.

В первичной структуре белка кератина N концевой группой является серин, а С-концевой -тирозин, в связи с этим уменьшение количества данных аминокислот свидетельствует о разрушении первичной структуры белка.

Наблюдаемые изменения аминокислотного состава белков шерстяных волокон под действием спонтанной микрофлоры могут свидетельствовать о разрушении микроорганизмами пептидных и дисульфидных связей, которые обеспечивают стабильность первичной структуры белков, а также водородных связей, которые играют основную роль в стабилизации пространственной структуры белков (вторичной, третичной и четвертичной).

Что касается сравнительной микробиологической стойкости шерстяных волокон, характеризуемой изменениями их аминокислотного состава, то наибольшей стойкостью обладают волокна мериносовой шерсти, у которых при общем среднем снижении количества аминокислот составляющем 4,76 отн. %, потери отдельных аминокислот (за исключением глютаминовой кислоты) не превышают 15 отн. %.

Изменение аминокислотного состава волокон грубой шерсти заметно выше: среднее содержание аминокислот в ней снижается на 10-12 отн. %, но при этом снижение отдельных аминокислот (в первую очередь цистина, серина, метионина и др.) достигает 25-33 отн. %.

Снижение содержания аминокислот в волокнах грубой отмытой после биодеструкции шерсти несколько выше, чем у неотмытой. Что связано, по-видимому, с процессом частичного вымывания свободных аминокислот в результате промывки.

Весьма интересные данные были получены нами при изучении структуры волокон шерсти методом инфракрасной спектроскопии.

Исследование структуры волокон методом ИК-спектроскопии на образцах шерсти в прессованных таблетках с КВг не выявило существенных изменений структуры материала в результате даже 28 суточного действия спонтанной микрофлоры. Однако исследования структуры волокон методом ИК-спектроскопии с использованием приставки МНПВО свидетельствуют о наличии заметного изменения структуры волокон под действием микроорганизмов.

Это связано с тем, что при исследовании волокон с использованием прессованных таблеток с КВг исследуется структура всей массы образца, в то время как методом ИК-спектроскопии с применением приставки МНПВО получается информация о структуре поверхности образца.

Поэтому отсутствие заметных изменений структуры под действием микроорганизмов в массе образца (исследование в таблетках с КВг) и наличие таких изменений в поверхностных слоях (исследования с приставкой МНПВО) свидетельствует о том, что в исследуемых условиях происходит разрушение образцов в основном в поверхностных слоях.

4000 3000 2000 ' 1600 1200 800 400

Волновое число, и. см1

Рис. 8 - Спектры МНПВО образцов грубой шерсти при воздействии микроорганизмов: 1 -исходных образцов; 2 - при воздействии спонтанной микрофлоры в течение 28 суток; 3 - при воздействии Aspergillus niger в течение 28 суток; 4 - при воздействии Bacillus subtilis в течение 28 суток

Как следует из спектров МНПВО под действием спонтанной микрофлоры на волокно мериносовой шерсти (рисунок 8) в его поверхностных слоях резко возрастает полоса 1710 см-1, что говорит об образовании окисленных форм СОО- и накоплении функциональных групп, в первую очередь карбонильных:

- полоса «Амид1» в исходных образцах шерсти имеет частоту 1629 см-1 с неявно выраженным плечом при 1640 см-1, через 14 суток воздействия микрофлорой у полосы 1629 см-1 появляется явное плечо в области 1640 см-1, через 28 суток воздействия - основная полоса проявляется при 1640 см-1;

- полоса «Амид11» в исходном состоянии имеет частоту 1515 см-1 с неявным плечом при 1535 см-1, через 14 суток - явное плечо при 1535 см-1, через 28 суток - две разрешенных полосы при 1535 см-1 и 1521 см-1.

На основании имеющихся литературных данных [17] изменение спектров МНПВО можно интерпретировать следующим образом: при воздействии спонтанной микрофлоры прежде всего изменяется конформация белковых цепей - происходит переход от p-формы (вытянутые цепи) к а-форме (спираль). Дополнительным подтверждением такого перехода являются данные по деформационным колебаниям групп СН- в области 14701440 см-1.

В исходном образце деформационные колебания проявляются в виде дублета 1464, 1452 см-1 с более интенсивной первой полосой, через 2 недели - в виде широкой полосы с максимум 1458 см-1, через 4 недели - полоса при 1452 см-1 становится более интенсивной, чем 1464 см-1.

Таким образом, можно сделать вывод, что при воздействии спонтанной микрофлоры прежде

всего происходит изменение в конфигурации белковых цепей, а именно, увеличении доли молекул с а-конфигурацией цепей по сравнению с Р-конфигурацией.

Что касается относительной интенсивности полос, то можно констатировать, что интенсивность полосы валентных колебаний NH- групп (~3280 см-1) относительно колебаний групп СН- (~2920 см-1) уменьшается при воздействии спонтанной микрофлоры, т. е. можно предположить, что содержание азота уменьшается за счет потребления его микроорганизмами.

Данные ИК-спектров (МНПВО) показывают, что при воздействии на мериносовую шерсть Bacillus subtilis и Aspergillus niger по сравнению со спонтанной микрофлорой изменение конфигурации (особенно при воздействии Bacillus subtilis) происходит в значительно меньшей степени, однако уменьшение интенсивности полос NH-колебаний по сравнению с СН-колебаниями более значительные.

Следует также отметить, что в случае воздействия Bacillus subtilis и Aspergillus niger происходит сдвиг частоты полосы 1400-1398 см-1, связанной с колебаниями ионизированной СОО-группы к более высоким частотам 1404-1405 см-1, что указывает на различие в степени ионизации карбоксильных групп. Этот факт можно объяснить следующим образом: при воздействии Bac. subtilis и Asp. niger потребляется большее количество азота групп -NH- и -NH2, при этом изменяется степень взаимодействия этих групп со свободными карбоксильными группами. Данные взаимодействия могут препятствовать переходу одной конфигурации в другую. Исходя из положения полос в спектре МНПВО исходного образца грубой шерсти: «Амид1» - 1641 см-1, «Амид11» - 1545 см-1, можно предположить, что относительная доля цепей с а-конфигурацией в ней по сравнению с р-конфигурацией больше, чем в мериносовой шерсти. Поэтому при действии спонтанной микрофлоры изменения в спектрах, свидетельствующие об изменении конфигурации менее заметны, чем для мериносовой шерсти. Однако более лучшее разрешение отдельных составляющих полос колебаний «Амид1», «Амид11» в ИК-спектрах грубой шерсти после воздействия микрофлоры указывает на наличие определенных изменений в конфигурации цепей, хотя в меньшей степени, чем для мериносовой.

Но если судить по изменению положения связей NH- и характеру полосы «Амид1» тенденция сохраняется: p-форма частично переходит в а-форму.

Что касается интенсивности полос, то, как это было обнаружено для мериносовой шерсти, наблюдается уменьшение относительной интенсивности полосы колебаний NH- по отношению к СН-, что указывает на уменьшение содержания азота в системе.

Таким образом, на основании данных, полученных методом ИК-спектроскопии выявлено, что при воздействии микроорганизмов на шерстяные волокна в его поверхностных слоях наблюдается увеличение количества карбоксильных групп, что говорит о накоплении функциональных СОО- групп, происходит уменьшение содержания азота в молекуле белка кератина, а также частичное изменение конфигурации белковых

цепей - переход p-конфигураций (вытянутых цепей) в а-конфигурацию (спираль). Этот переход зависит от соотношения а и p-форм в исходном волокне, он более значителен у тонких волокон, имеющих в исходном волокне преимущественно p-конфигурацию цепей.

Таким образом, выявлено, что микроорганизмы воздействуют, в основном, на клеточномембранный комплекс и разрушают такие аминокислоты как цистин, метионин, серин, глицин, треонин, тирозин. Под действием микроорганизмов происходит «пожелтение» шерстяных волокон, при этом установлена линейная зависимость между желтизной и показателем биодеструкции.

Литература

1. Brian J.Mc Carthy. Biodeterioration in wool textile processing // International Dyer,1980. - n.164, p.59-62.

2. Brian J.Mc Carthy, Phil H.Greavest. Mildew - causes, detection methods and prevention // Wool sci.Rev., 1988, n.65.- P.27-48.

3. Lewis J. Mildew proofing of wool in relation to modern finishing techniques // Wool sci.Rev., 1973. - P.1, n. 46.

- p.17-29.

4. Evans Elaine, Braian Mc. Carthy. Biodeterioration of natural fibers // J. Soc. Dyers Colour., 114 (4), 1998. - P. 114-116.

5. Органические соединения серы// Под ред. Н.А. Пла-тэ, Влияние ДМСО на кожные покровы / Калимулина Л.Б. // Рига: Зинатне. - 1976. - С.426-432.

6. Пехташева Е.Л. Биостойкость природоокрашенных хлопковых волокон / Пехташева Е.Л., Нестеров А.Н., Заиков Г.Е., Софьина С.Ю// - Вестник Казанского технологического университета. - 2012. - Т. 15, № 5. -С. 110-113.

7. Сапожникова А.И. Разработка и оценка качества продукции на основе фибриллярных белков и отходов сырья животного происхождения. - Автореф. дис. д-ра техн. наук. - М., 1999. - 50 с.

8. Месропова Н.В., Гордиенко И.М., Сапожникова А.И. Методы контроля бактериальной зараженности и структурных изменений природного биополимера коллагена// Под ред. А.Н. Неверова, / Тез. докл. II Всес. конф. «Пути повышения использования вторичных полимерных ресурсов». - Кишинев. - 1989. - Т.2.

- С. 268.

9. Пехташева Е.Л., Сапожникова А.И., Неверов А.Н., Синицин Н.М. Оценка степени микробной обсеменен-ности шерстяных волокон // Технология текстильной промышленности. Известия ВУЗов, 2003. - № 2(271).

- С. 18-20.

10. Тульчинская В.П., Мишнаевский М.С. и др. К вопросу о поражении шерстяного волокна микроорганизмами // I Всес. конф. по биоповреждениям: Тезисы докладов - М: Наука, 1978. - С. 65-67.

11. Onions W.J. Wool an introduction to its properties, varieties, uses and production // Interscience, 1962. - Р. 41.

12. Lewis J. Mildew proofing of wool in relation to modern finishing techniques // Wool sci.Rev., 1973. - P.2, n. 47.

- P.17-23.

13. J.D. Leeder. The cell membrane complex and its influence on the properties of the wool fibre. // Wool science review. International Wool Secretariat. Development Center. - 1986. №63. - С.3-35.

14. Пехташева Е.Л. Влияние микроорганизмов на структуру тонкого мериносового волокна // Технология тек-

стильной промышленности. Известия ВУЗов, - 2001. -№2(260). - С. 18-20.

15. Ермилова И.А. Теоретические и практические основы микробиологической деструкции химических волокон. -М.: Наука, 1991. - 248 с.

16. Ермилова И. А. Теоретические и практические основы микробиологической деструкции текстильных волокон и способов их защиты от воздействия микроорганизмов:

Дисс. ... д-ра техн. наук // Л.: ЛИТЛП им.

С.М.Кирова, 1982. - 470 с.

17. Инфракрасная спектроскопия полимеров / Под ред. И. Деханта. ГДР. 1972.: Пер. с нем. / Под ред. канд.хим.наук Э.Ф. Олейника.- М.: Химия, 1976. -472 с.

© Е. Л. Пехташева - Российский экономический университет им. Г.В. Плеханова, г.Москва, pekhtashevael@mail.ru; А. Н. Неверов - Российский экономический университет им. Г.В. Плеханова, г.Москва, pekhtashevael@mail.ru; Г. Е. Заиков -д-р хим. наук, проф. Института биохимической физики РАН, chembio@sky.chph.ras.ru; О. В. Стоянов - д-р техн. наук, проф., зав. каф. технологии пластических масс КНИТУ, stoyanov@mаil.ru.