Лабораторные методы диагностики ку-лихорадки и генотипирование Coxiella burnetii

АНАЛИТИЧЕСКИЕ ОБЗОРЫ

Лабораторные методы диагностики ку-лихорадки и генотипирование Coxiella burnetii

1 ФБУН «Научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им. Пастера», Санкт-Петербург

2 ФГБОУ ВО «Северо-Западный государственный медицинский университет им. И.И. Мечникова» Минздрава России, Санкт-Петербург

В обзоре на основании данных литературы и многолетних результатов собственных исследований представлены современные сведения о лабораторных методах диагностики и генотипирования возбудителя ку-лихорадки. В зависимости от целей исследования рекомендован выбор различных методов обнаружения антител к C. burnetii или выявления этого возбудителя в различных биологических образцах. Проанализирована эффективность методов генотипирования C. burnetii, обладающих разной дискриминативной способностью, для решения эпидемиологических задач.

Ключевые слова:

ку-лихорадка, Coxiella burnetii, иммунологические методы диагностики, молекулярно-генетиче-ские методы детекции, генотипирование

Инфекционные болезни: новости, мнения, обучение. 2017. № 2. С. 49-60.

Статья поступила в редакцию: 30.09.2016. Принята в печать: 16.01.2017.

Фрейлихман О.А.1, Токаревич Н.К.1, 2, Кондрашова В.Д.1

Methods of laboratory diagnosis of Q fever and genotyping of Coxiella burnetii

Freylikhman O.A.1, 1 Saint-Petersburg Pasteur Institute

Tokarevich N.K.1,2, 2 North-Western State Medical University named after I.I. Mechnikov,

Kondrashova V.D.1 Saint-Petersburg

The current information about methods of laboratory diagnosis of Q fever is presented in this review based on the literature data and the results of many years of our researches. Depending on the purpose of the study a selection of different immunological and molecular genetic methods is recommended for detection of antibodies to Coxiella burnetii or identification of the causative agent in various biological samples. The efficiency of genotyping methods of Coxiella burnetii, having different discriminative ability to solve epidemiological problems, was also analyzed.

Keywords:

Q fever, Coxiella burnetii, immunological methods, molecular methods, genotyping

Infectious Diseases: News, Opinions, Training. 2017; (2): 49-60.

Received: 30.09.2016. Accepted: 16.01.2017.

Ку-лихорадка для многих стран является важной медико-социальной проблемой в силу широкого распространения, профессионального характера болезни

и значительных экономических потерь, обусловленных ин-фицированностью сельскохозяйственных животных, у которых эта инфекция может вызывать аборты, мертворождение

плода и рождение ослабленного потомства с выраженными патологическими изменениями [1-4]. Хроническая форма ку-лихорадки - весьма частый исход этого заболевания: например, на юге Франции от 5 до 8% всех случаев эндокардитов обусловлены C. burnetii - возбудителем лихорадки ку [5]. Такое развитие болезни у людей нередко приводит к инвалидизации, а в значительном количестве случаев и к летальному исходу [6]. Лечение коксиеллезного эндокардита требует длительного дорогостоящего комплексного терапевтического лечения, а в ряде случаев даже хирургического вмешательства [7-9].

Возбудитель ку-лихорадки обладает рядом общих физиологических и морфологических свойств с представителями рода Rickettsia, что обосновывало существовавшую ранее классификацию возбудителя C. burnetii как представителя семейства Rickettsiaceae, порядок Rickettsials. Дальнейшие филогенетические исследования, основанные на анализе гена 16S рибосомальной РНК, позволили пересмотреть эту классификацию и переместить C. burnetii в порядок Legionellales, группу Gammaproteobacteria [10]. Таким образом, на данном этапе актуальной является следующая классификация: вид C. burnetii входит в состав рода Coxiella филы Proteobacteria класса Gammaproteobacteria, принадлежащему порядку Legionellales семейства Coxiellaceae [11, 12].

Заболевания ку-лихорадкой людей и (или) природные и хозяйственные очаги этой инфекции выявлены практически во всем мире, за исключением, вероятно, Новой Зеландии [13]. К сожалению, далеко не везде официально регистрируют случаи ку-лихорадки. Как справедливо отметил J. Kazar [14], ее диагностируют во всех странах, где проводятся соответствующие исследования.

В России ку-лихорадка выявлена более чем в 50 субъектах РФ [15]. С 1990 по 2015 г., по данным Роспотребнад-зора, в России зарегистрировано 3178 случаев ку-лихорадки (см. рисунок).

Официальные данные о регистрации ку-лихорадки в России не отражают реальное распространение этой инфекции. Об этом же свидетельствуют многочисленные данные литературы [16-18]. Одна из причин существенной гиподиагно-стики ку-лихорадки - трудности ее клинической диагностики, обусловленные выраженным полиморфизмом проявлений болезни и отсутствием патогномоничных симптомов. Значительная гиподиагностика ку-лихорадки и, как следствие, нерациональное лечение больных приводят, с одной стороны, к ее хронизации, с другой - к ошибочным представлениям о реальном распространении этой инфекции и отсутствию должной настороженности врачей к этой болезни.

Поэтому решающее значение в диагностике ку-лихорадки имеют специфические лабораторные методы.

Серологические методы диагностики ку-лихорадки

В настоящее время в России диагностика ку-лихорадки в подавляющем большинстве случаев осуществляется с помощью серологических методов. Инактивированные C. burnetii, которые применяются для серологических реакций, могут находиться в разных фазовых состояниях аналогично энтеробактериям. Как известно, в естественных условиях (в организме клещей и животных) коксиеллы находятся в I фазе, при длительном лабораторном культивировании в развивающихся куриных эмбрионах или в клеточных культурах коксиеллы переходят во II фазу. Это определяется, в частности, формированием генетических вариантов, затрагивающих структуру генов поверхностных липополиса-харидов. Биологические свойства коксиелл, находящихся в разных фазовых состояниях, существенно различаются [19].

В ответ на заражение коксиеллами в организме человека на ранних стадиях инфекции образуются антитела на белковые компоненты микробной клетки, так называемые антитела к коксиеллам II фазы. На поздней стадии острой инфек-

ции или при хроническом течении болезни синтезируются антитела на липополисахаридные компоненты возбудителя, так называемые антитела к коксиеллам I фазы.

Как правило, для диагностики ку-лихорадки используют следующие серологические методы: реакцию связывания комплемента (РСК), реакцию микроагглютинации (РМА), непрямой метод флюоресцирующих антител (НМФА) и иммуно-ферментный анализ (ИФА) [20, 21].

С помощью РСК антитела выявляют на сравнительно поздних сроках болезни. Так, при исследовании сывороток крови больных во время вспышки ку-лихорадки в Воронежской области было показано, что к концу 3-й недели болезни этим методом удавалось определить антитела к коксиеллам Бернета II фазы лишь у 58,8+11,9% обследованных. Напротив, применение РА (реакция агглютинации) и НМФА позволило в эти сроки выявить соответствующие антитела у 94,1+5,7% больных [22]. Данные

0 динамике уровня антител к коксиеллам Бернета у больных ку-лихорадкой, выявляемого с помощью НМФА, в значительной степени совпадали с результатами исследования сывороток крови, полученных в период большой вспышки ку-лихорадки в Нидерландах [23]. Иммунологический ответ, определяемый с помощью НМФА, у больных, зараженных коксиеллами Бернета, существенно различался. Как правило, антитела к коксиеллам II фазы выявлялись раньше, уровень титров антител был выше и длительность их обнаружения была продолжительнее, чем к коксиеллам

1 фазы [24, 25].

Классический вариант постановки РА позволял выявлять антитела на более ранних сроках болезни, чем РСК, однако широкое применение этой реакции было ограничено из-за существенных материальных затрат, обусловленных большим расходом дорогостоящего антигена. С целью снижения стоимости диагностического исследования и повышения чувствительности реакции Н.И. Амосенкова [26] и П.С. Барбан и соавт. [27] использовали коксиеллы Бернета, меченные изотиоционатом флюоресцеина. P. Fiset [28], J. Kazar [29], В.И. Самитова и Н.К. Токаревич [30] окрашивали коксиеллезный антиген гематоксилином для реакции микроагглютинации (РМА). Хотя эти варианты РМА обладали большей чувствительностью, чем РСК, выявляли антитела к коксиеллам Бернета II фазы на сравнительно ранних сроках болезни и значительно экономили время на постановку реакции, они не нашли распространения, так как не было налажено производство соответствующих диаг-ностикумов.

Следующим шагом на пути усовершенствования серологической диагностики ку-лихорадки была разработка и испытание ИФА [31-33]. В отличие от большинства исследователей, применявших в иммуноферментных тест-системах для обнаружения антител корпускулярный антиген II фазы коксиелл, использование для сенсибилизации планшетов HCI гидролизного антигена I фазы коксиелл позволило значительно повысить чувствительность ИФА за счет пространственной демаскировки антигена коксиелл II фазы при сохранении или даже активации антигена I фазы. ИФА на основе разработанной тест-системы обладал значительно большей чувствительностью по сравнению с другими серологиче-

скими тестами. Установлено, что при сравнении результатов исследования сывороток крови больных ку-лихорадкой и реконвалесцентов (от 1-й недели болезни до 4 лет) после заболевания антитела к коксиеллам были выявлены в 97+1,7; 91+3,3; 87+2,8 и 63+4,8% случаев с помощью ИФА, НМФА, РА и РСК соответственно. ИФА позволяет обнаруживать антитела к коксиеллам как на ранних сроках ку-лихорадки, так и на протяжении ряда лет после перенесения заболевания, что обосновывает применение этого метода не только для лабораторной диагностики, но и для сероэпидемиологиче-ского надзора за инфекцией [34]. Высокая чувствительность разработанной тест-системы для ИФА была подтверждена при исследовании сывороток крови добровольцев, иммунизированных инактивированной комбинированной вакциной против ку-лихорадки. Уже через 14 дней после вакцинации с помощью ИФА антитела к коксиеллам были выявлены у 70% вакцинированных. На этот срок в НМФА и РСК соответствующие антитела были определены лишь в 40 и 15% соответственно. Большая чувствительность ИФА по сравнению с другими тестами была показана и на более поздних сроках после иммунизации волонтеров [35]. Данные о высокой чувствительности ИФА были недавно подтверждены польскими исследователями, показавшими, что при исследовании сывороток крови, полученных от сельскохозяйственных рабочих, антитела к коксиеллам Бернета в РСК выявлены в 15,2%, а с помощью НМФА и ИФА в 31,1% и 39,1% проб соответственно [36]. Многие исследователи считают, что ИФА обладает высокой специфичностью и реже дает ложноположительные результаты при исследовании на ку-лихорадку, чем другие серологические методы [34, 37, 38]. ИФА с применением антигенов из коксиелл Бернета I и II фазы с успехом используют и при исследовании сывороток крови крупного рогатого скота. В Китае с помощью ИФА была установлена инфицированность сельскохозяйственных животных возбудителем ку-лихорадки в 33% случаев [39].

Для лабораторной диагностики случаев острого коксие-ллеза исследование сыворотки крови больного целесообразно проводить в первые дни лихорадочного периода болезни. Отрицательные результаты серологических реакций или низкие титры антител к коксиеллам II фазы обосновывают необходимость проведения повторного исследования сыворотки крови, полученной от больного, через 7-10 дней после забора первой пробы и сравнение результатов одновременного исследования двух проб. Появление антител к коксиеллам Бернета II фазы или нарастание титров этих антител во второй пробе в 4 раза и более свидетельствует о коксиеллезной природе заболевания.

Дифференциация антител по классам иммуноглобулинов позволяет судить о сроках инфицирования коксиеллами. Обнаружение IgM- и IgG-антител к коксиеллам II фазы с помощью НМФА или ИФА на ранних сроках болезни, как правило, позволяет распознать коксиеллезную этиологию болезни без повторного исследования сыворотки крови в динамике инфекционного процесса. Выявление высоких титров IgG-антител (>1:800 в НМФА) к коксиеллам Бернета I фазы является показателем хронической инфекции [19, 40]. Для диагностики хронического течения ку-лихорадки недавно была

предложена модификация НМФА (InoDiag), представляющая полностью автоматизированный мультиплексный анализ детекции IgM- и IgG-антител [41].

У сельскохозяйственных животных ку-лихорадка часто протекает в форме хронической инфекции, поэтому были предложены диагностические препараты, выявляющие антитела к коксиеллам Бернета I фазы. К ним относятся корпускулярный антиген коксиелл Бернета I фазы и эритроцитар-ные диагностикумы для реакции непрямой гемагглютинации (РНГА) и реакции непрямого гемолиза (РНГ). Наблюдение в динамике за инфицированным стадом овец позволило установить, что в ранний период эпизоотии в сыворотках крови животных преобладали антитела к коксиеллам II фазы, а спустя 1 год в тех же стадах чаще (как правило, не менее чем в 2 раза) определялись антитела к коксиеллам I фазы. Эти эпизоотологические наблюдения согласуются с результатами экспериментальных исследований относительно динамики антител к коксиеллам I и II фазы у многократно инфицированных лабораторных животных [42-44].

Серологические методы длительное время являлись «золотым стандартом» лабораторной диагностики ку-лихорадки у человека [13]. Однако существенным ограничением использования этих методов является сравнительно позднее, после развития первых симптомов болезни, выявление антител [19, 45]. Этого недостатка лишены иммунологические и обладающие высокой чувствительностью и специфичностью амплификационные методы выявления коксиелл Бернета.

Выявление коксиелл Бернета иммунологическими методами

В соответствии с методическими рекомендациями «Серологические методы диагностики риккетсиозов» [46] выявление коксиелл в биологических объектах, в том числе в клиническом материале, осуществляется с помощью прямого метода флюоресцирующих антител (ПМФА) или в реакции непрямой гемагглютинации (РНГА) с эритроцитарным иммуноглобулиновым диагностикумом. Однако применение этих методов в практических лабораториях крайне затруднительно, так как соответствующие диагностические препараты в России не выпускаются в промышленном масштабе, равно как и диагностические препараты для серодиагностики лихорадки ку, однако при необходимости их производство может быть восстановлено, так как разработана необходимая техническая документация. В настоящее время для выявления коксиелл Бернета может быть использована разработанная в Институте им. Луи Пастера (Санкт-Петербург) иммуноферментная тест-система для обнаружения коксиеллезных антигенов, рекомендованная для применения в практическом здравоохранении. Тест-система выявляет антигены коксиелл Бернета в биологическом материале за счет их связывания с поликлональными антителами, сорбируемыми на поверхности лунок стрипов. Данная иммуноферментная тест-система позволяет выявлять 10-50 нг/мл корпускулярного антигена коксиелл Бернета I фазы, что составляет 3,78х105-1,89х106 клеток возбу-

дителя в 1 мл. Ее чувствительность превосходит чувствительность ПМФА более чем в 6-12 раз, а чувствительность РНГА более чем в 16-32 раза [47, 48].

Амплификационные методы выявления коксиелл Бернета

Амплификационные методы направлены на детекцию ДНК C. burnetii, используют в качестве мишеней гены, кодирующие различные бактериальные белки и нетранскри-бируемые регионы вне зависимости от жизнеспособности возбудителя.

На данном этапе наиболее широко применяются методы ПЦР и ПЦР в формате реального времени (ПЦР-РВ). С их помощью осуществляется детекция C. burnetii в различных биологических образцах, включая клинические: материал из сердечных клапанов, сосудистой аневризмы, биоптат печени, молоко, плаценту, ткани плода и плодную жидкость, сыворотку крови [49], кровь [50] и в целях санитарно-гигиенического контроля в образцах продуктов питания, пробах воды [51], а также для идентификации патогена в естественных резервуарах [52, 53].

Впервые детекция C. burnetii молекулярно-биологи-ческими методами была проведена в 1990 г. Тогда был предложен метод специфической гибридизации меченого ДНК-зонда с нуклеиновыми кислотами клинического образца [54]. Метод позволял определять наличие 16S рибо-сомальной РНК и плазмидных ДНК в крови, моче, тканевых образцах в количестве до 10 микробных клеток.

В последующем же, начиная с 1992 г., когда D. RaouLt и соавт. впервые применили ПЦР для обнаружения C. burnetii в крови больных ку-лихорадкой [10], ПЦР долгое время оставалась основным методом молекулярной детекции возбудителя.

Выявление коксиелл Бернета с помошью метода стандартной полимеразной цепной реакции

К настоящему времени в качестве мишеней для детекции C. burnetii с помощью метода стандартной ПЦР описан ряд фрагментов генома, включающий как плазмидные последовательности [55], так и нуклеотидные последовательности, представленные на хромосоме: гены 16S rRNA [56, 57], 23S rRNA [58], внутренний транскрибируемый спейсер 16S-23S rRNA [59], гены sod [10], CbbE [60], rpoB [61], coml [62] и icd [63], groEL [64].

Существует также диагностическая система, аналогично системе IS1111 для ПЦР-РВ, основанная на амплификации повторяющегося элемента - IS30A, но она обладает сравнительно меньшей чувствительностью [65].

Есть опыт применения ПЦР, когда данный метод благодаря специфичности мишени позволял, помимо детекции, осуществить и типирование. Ген, кодирующий белок наружной мембраны, ассоциированный с так называемыми «острыми» случаями ку-лихорадки - adaA (acute disease antigen A), - был предложен в качестве мишени для молекулярной диагностики с целью подтверждения острой стадии болезни [62].

Выявление коксиелл Бернета с помощью метода полимеразной цепной реакции в режиме реального времени

Метод ПЦР-РВ, обладая преимуществами одновременной детекции и количественной оценки возбудителя в образце, а также благодаря ряду таких качеств, как более высокая чувствительность и специфичность, короткий период получения результата исследования, начал вытеснять метод стандартной ПЦР из рутинной диагностики.

Для детекции C. burnetii ПЦР-РВ была впервые применена в 2003 г. Для исследования образцов крови был предложен быстрый метод «гнездового» ПЦР - LCN-PCR -с использованием прибора Light CycLer (Roche). В нем использовались две пары праймеров с разной температурой гибридизации, подобранные к разным участкам многоко-пийного гена транспозазы IS1111, причем весь процесс амплификации составил всего 90 мин. Специфичность LCNPCR достигала 100%, а чувствительность - до 1 клетки возбудителя [66]. В дальнейшем применялись другие методики, в частности технология с использованием интеркали-рующего красителя (SYBRGreen I) [67, 68] и технология с использованием флуоресцентных зондов (TaqMan) [69]. Исследования были направлены на изучение чувствительности C. burnetii к различным антибиотикам, установление порога чувствительности метода ПЦР-РВ, детекцию C. burnetii в молоке и в молочных продуктах [70], клинических образцах.

В настоящее время для различных научных и практических задач, связанных с определением C. burnetii в материале с помощью ПЦР-РВ, в качестве мишени для праймеров используются различные гены, при этом ген транспозазы IS1111 неизменно остается наиболее часто используемой диагностической мишенью [71-73]. Применение праймеров и зонда для детекции фрагмента гена транспозазы, который входит в состав инсерционного домена высокой копий-ности (от 8 до 31 повтора на хромосому), позволяет значительно повысить чувствительность ПЦР-РВ. В частности, Е.С. AngeLakis и соавт. рекомендуют ПЦР-РВ с использованием мишени IS1111 для детекции возбудителя в первые 2 нед заболевания у пациентов с эндокардитами или сосудистой инфекцией [74-76]. P.M. Schneeberger и соавт. использовали мишень IS1111 для целей диагностики ку-лихорадки на ранних стадиях инфекции в период вспышки заболевания в Нидерландах в 2007-2009 гг., при этом своевременная лабораторная диагностика в большом числе случаев позволила добиться уменьшения продолжительности заболевания благодаря оптимизации сроков начала лечения и повышения его специфичности [49]. Для повышения эффективности детекции коксиеллы в образцах, полученных от животных и из внешней среды на территории ферм, пораженных во время вспышки ку-лихорадки в Нидерландах, de Bruin и соавт. в 2011 г. была предложена мультиплексная ПЦР-РВ, включающая детекцию трех геномных локусов C. burnetii - фрагментов генов icd, com1 и IS1111, которая продемонстрировала высокую чувствительность и специфичность [77].

Генотипирование коксиелл Бернета

Дифференциация штаммов C. burnetii и характеристика популяции этого возбудителя сопряжены с определенными трудностями и имеют ряд особенностей, которые связаны с трудоемкостью и длительностью культивирования кокси-еллы в условиях лаборатории; с ограничениями при обмене штаммами между лабораториями из-за высокой патоген-ности возбудителя, а также с тем, что C. burnetii как микроорганизму с предположительно недавним становлением в качестве патогена человека свойственна низкая степень гетерогенности внутри вида. С этим связана необходимость поиска методов генетической характеристики популяции этого возбудителя, обладающих максимальной дискримина-тивной способностью. На данном этапе, несмотря на наличие методов и подходов, позволяющих генотипировать штаммы и изоляты С. burnetii, как правило, только их сочетание отвечает требованиям релевантности исследования.

Для дифференциации штаммов и изолятов C. burnetii в зависимости от источника инфекции, патогенности возбудителя и биологического вида хозяина было разработано довольно большое число методов. Но для многих из данных методов, в частности основанных на секвенировании гена 16S рРНК, 16S-23S рибосомальной ДНК, внутреннего транскрибируемого спейсера и гена rpoB, кодирующего р-субъединицу РНК полимеразы, результаты оказались малозначимыми в силу недостаточной дискриминативной силы использованных методик применительно к C. burnetii [10, 59, 61].

Были предприняты также попытки использовать с целью оценки степени геномного полиморфизма возбудителя ряд других маркерных генов C. burnetii. Незначительные различия в популяции бактерии были выявлены при сравнении у разных штаммов C. burnetii последовательностей гена изоцитратдеги-дрогеназы (icd) [63], гена djlA, обеспечивающего реализацию мукоидных свойств наружной мембраны возбудителя [50] и гена кодирующего белок с гипотетической функцией [62].

Также на раннем этапе подходов к генотипированию были предприняты попытки дифференцировать штаммы C. burnetii по их плазмидному типу [51, 78] и путем анализа полиморфизма длин рестрикционных фрагментов (RFLP), разделенных в полиакриламидном геле в присутствии додецилсульфата натрия (SDS-PAGE) [79] или с помощью пульс-гель-электрофореза (PFGE) [80-82]. В целом метод RFLP долгое время оставался одним из наиболее применимых для молекулярно-генети-ческой характеристики штаммов C. burnetii с начала 1990-х до начала 2000-х гг. Материалом для проведения рестрик-ционного анализа может служить не только тотальная ДНК C. burnetii, но и амплифицированные в процессе ПЦР геномные фрагменты меньшей длины. Наиболее ощутимым недостатком метода является его субъективность, что связано с необходимым, но на практике трудновыполнимым условием хорошего разделения фрагментов при сравнении рестрикционных профилей штаммов в PFGE [56, 86]. Метод RFLP был применен при анализе штаммов C. burnetii российской коллекции, и, согласно результатам этого исследования, они представляют однородную группу. Тем не менее наблюдались различия в рестрикционных профилях отечественных штаммов по сравнению с западноевропейскими [83].

В дальнейшем начиная с середины 2000-х гг. благодаря появлению данных о последовательности генома C. burnetii и расширению методических возможностей стало доступно применение таких методов, как, например, ДНК-гибридизация на микрочипах, позволяющая выявлять полиморфизмы в открытых рамках считывания, локализованных на хромосоме или на плазмиде, и определять генетический профиль штаммов, основываясь на информации об отсутствии или наличии генов, формирующих геномотип (авторами выявлено 7 ге-номотипов при исследовании 24 изолятов) [84, 85]. И хотя некоторые выявленные геномотипы позволяли установить связь особенностей организации генома со специфичностью к организму хозяина и с вирулентностью, сложность воспроизведения такого исследования ограничивает его применение в области клинической лабораторной диагностики. На данном этапе широко применяются методы, использующие подход, включающий анализ и сравнение нуклеотидных последовательностей, основываясь на полиморфизме изучаемых локусов. В числе таких методов можно назвать метод, основанный на селективной амплификации расщепленных эндонуклеазами рестрикции фрагментов [Infrequent Restriction Site-(IRS)-PCR] [86], метод типирования по числу копий мобильного элемента IS1111 (ISllll-Typing) [71], метод типирования по особенностям однонуклеотидных полиморфизмов [Single Nucleotide Polymorphism (SNP) -Typing] [87]. Каждый из перечисленных методов позволил охарактеризовать ту или иную группу штаммов C. burnetii различными исследовательскими коллективами, но в качестве наиболее высокодискриминативных, относительно доступных и универсальных методов генотипирования C. burnetii широко используются метод мультиспейсерного типирования (MST) [88] и метод анализа множественных локусов гипервариабельных минисателлитов (VNTR) (MLVA) [89].

Метод MLVA достаточно широко применяется для характеристики изолятов и штаммов C. burnetii, выделяемых от человека, из объектов внешней среды, продукции животного происхождения, крови сельскохозяйственных животных, при этом количество определяемых этим методом новых генотипов постоянно возрастает [90-93]. Метод нашел применение в ходе эпидемиологического анализа при вспышках ку-лихорадки в ряде стран, показывая высокие дискриминационные возможности, но существенным недостатком метода являются возможные различия в воспроизводимости паттерна ампли-конов вариабельных локусов в различных лабораториях [86].

Метод MST, впервые примененный в 2005 г. [88], основан на определении связи между последовательностью множественных межгенных промежутков, определенной методом секвенирования, расположенных между открытыми рамками считывания, и географическим происхождением штамма. Тем самым достигается одно из основных достоинств метода

MST, связанное с использованием потенциально высоковариабельных мишеней, не подвергающихся эволюционному давлению, обусловливая лучшую дифференциацию штаммов внутри консервативных биологических видов. Метод позволяет дифференцировать штаммы C. burnetii различного географического происхождения в целях изучения эпидемиологии ку-лихорадки, а однозначность интерпретации результатов секвенирования и их доступность в Интернете позволяют сравнивать данные такого рода, полученные в различных лабораториях, без необходимости обмена опасным биологическим материалом. Этот метод может быть успешно применен для отслеживания происхождения штаммов, что будет наиболее актуальным при расшифровке эпидемических вспышек ку-лихорадки, включая возможные последствия актов биотерроризма. Второй важнейшей задачей метода является изучение эволюционных генетических изменений возбудителя [94]. Метод нашел широкое применение для генотипирования штаммов и изолятов С. burnetii, выделенных из различных типов биологических образцов на различных территориях [95, 96]. В частности с помощью метода MST была изучена генетическая структура популяции С. burnetii, представленной штаммами, выделенными из различных источников инфекции в ряде регионов России. Установлено, что популяции C. burnetii на территории России свойственна относительная генетическая однородность. Подавляющее большинство штаммов (85%) C. burnetii, выделенных в различных регионах России, принадлежит к генотипу ST23 (монофи-летическая группа II). К этой группе штаммов филогенетически наиболее близки штаммы европейского происхождения (генотипы ST18, ST22, ST25 и ST29). Ряд штаммов, имеющих завозное происхождение, обладают уникальным для российской популяции генотипом ST7 (монофилетиче-ская группа I) [88, 97].

Таким образом, в последние годы происходит быстрое развитие методов молекулярного типирования С. burnetii, и уже возникала возможность оценить их значимость во время вспышки ку-лихорадки в Нидерландах. Тем не менее, учитывая немногочисленное количество лабораторий, задействованных в работе с С. burnetii, разработка и широкое применение методов типирования происходят гораздо в меньшем объеме, чем, например, при работе со S. aureus или M. tuberculosis. Поэтому на данном этапе поиск «золотого стандарта» генотипирования С. burnetii по-прежнему является актуальной задачей, решению которой, в частности, может служить стремительно развивающаяся технология секвенирования следующего поколения, обладающая большим потенциалом в области поиска маркеров и методов генотипирования С. burnetii путем расширения информационной базы данных о геноме C. burnetii.

СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ

Фрейлихман Ольга Александровна - кандидат биологических наук, старший научный сотрудник лаборатории зооантропоз-ных инфекций ФБУН «Научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им. Пастера» Роспотребнадзора, Санкт-Петербург Е-таН: zoonoses@mail.ru

Токаревич Николай Константинович - доктор медицинских наук, профессор, заведующий лабораторией зооантропозных инфекций ФБУН «Научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им. Пастера» Роспотребнадзора, профессор кафедры эпидемиологии, паразитологии и дезинфектологии ФГБОУ ВО «Северо-Западный государственный медицинский университет им. И.И. Мечникова» Минздрава России, Санкт-Петербург E-mail: zoonoses@mail.ru

Кондрашова Вероника Дмитриевна - бакалавр, младший научный сотрудник лаборатории зооантропозных инфекций ФБУН «Научно-исследовательский институт эпидемиологии и микробиологии им. Пастера» Роспотребнадзора, Санкт-Петербург E-mail: zoonoses@mail.ru

ЛИТЕРАТУРА

1. Arricau-Bouvery N., Rodolakis A. Is Q fever an emerging or re-emerging zoonosis? // Vet. Res. 2005. Vol. 36, N 3. P. 327-349.

2. European Food Safety Authority (EFSA). Scientific opinion on Q fever // EFSA J. 2010. Vol. 8, N 5. P. 1595.

3. Georgiev M., Afonso A., Neubauer H. et al. Q fever in humans and farm animals in four European countries, 1982 to 2010 // Euro Surveill. 2013. Vol. 18, N 8. pii: 20407.

4. Guatteo R., Seegers H., Taurel A.F. et al. Prevalence of Coxiella burnetii infection in domestic ruminants: A critical review // Vet. Microbiol. 2011. Vol. 149, N 1-2. P. 1-16.

5. Tissot-Dupont H., Raoult D., Brouqui P. et al. Epidemiologic features and clinical presentation of acute Q fever in hospitalized patients - 323 French cases // Am. J. Med. 1992. Vol. 93. P. 427-434.

6. Raoult D., Tissot-Dupont H., Foucalt C. Q fever 1985-1998: clinical and epidemiologic features of 1,383 infections // Medicine (Baltimore). 2002. Vol. 79. P. 109-123.

7. Токаревич Н.К. Активность лекарственных препаратов в отношении Coxiella burnetii - возбудителя Ку-лихорадки // Антибиотики и химиотер. 2007. № 1-2. С. 46-56.

8. Яковлев Э.А., Лукин Е.П., Борисевич С.В. Химиотерапия и хими-опрофилактика риккетсиозов и коксиеллеза на современном этапе // Антибиотики и химиотер. 2011. Т. 56, № 11-12. С. 34-44.

9. Marrie T.J. Coxiella burnetii (Q fever) // Principles and Practice of Infectious Diseases. New York, 1995. P. 1727-1734.

10. Stein A., Raoult D. Detection of Coxiella burnetti by DNA amplification using polymerase chain reaction // J. Clin. Microbiol. 1992. Vol. 30, N 9. P. 2462-2466.

11. Seshadri R., Paulsen I.T., Eisen J.A. et al. Complete genome sequence of the Q-fever pathogen Coxiella burnetii // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2003. Vol. 100. P. 5455-5460.

12. Thompson С.С. et al. Microbial genomic taxonomy // BMC Genomics. 2013. Vol. 14. P. 913. doi: 10.1186/1471-2164-14-913.

13. Fournier P.E., Marrie T.J., Raouit D. Diagnosis of Q fever // J. Clin. Microbiol. 1998. Vol. 36, N 7. P. 1823-1834.

14. Kazar J. Q Fever. Institute of Microbiology, Bulgarian Academy of Sciences, 2007. P. 243-254.

15. Тарасевич И.В., Фетисова Н.Ф., Макарова В.А. и др. Риккет-сиозы // Природная очаговость болезней: исследования Института Гамалеи РАМН. СПб., 2003. С. 64-98.

16. Рудаков Н.В., Фетисова Н.Ф., Сыскова Т.Г. Коксиеллез в российской Федерации // Здоровье населения и среда обитания. 1994. № 2. С. 10-12.

17. Фетисова Н.Ф., Гафарова М.Т. Эколого-эпидемиологические аспекты коксиеллеза // Вестн. РАМН. 2008. № 7. С. 15-18.

18. Tokarevich N., Freilykhman O.A., Titova N.M., Zheltakova I.R. Anthropogenic effects on changing Q fever epidemiology in Russia // Ann. N.Y. Acad. Sci. 2006. Vol. 1078. P. 120-123.

19. Maurin M., Raoult D. Q fever // Clin. Microbiol. Rev. 1999. Vol. 12, N 4. P. 518-553.

20. Herremans T., Hogema B.M., Nabuurs M. et al. Comparison of performance of IFA, CFA and ELISA assys for the serodiagnosis of acute Q fever by quality assessment // Diagn. Microbiol. Infect. Dis. 2013. Vol. 75. P. 16-21.

21. La Scola B. Current laboratory diagnosis of Q fever // Semin. Pediatr. Infect. Dis. 2002. Vol. 13. P. 257-262.

22. Токаревич Н.К., Друганова Л.П., Дайтер А.Б., и др. Сочетанное применение серологических тестов с целью диагностики и изучения Ку риккетсиоза // Журн. микробиол. 1979. № 12. С. 90-95.

23. Wielders C.C.H., Teunis P.F.M., Hermans M.H.A. et al. Kinetics of antibody response to Coxiella burnetii infection (Q fever): Estimation of the seroresponse onset from antibody levels // Epidemics. 2015. Vol. 13. P. 37-43.

24. Teunis P.F.M., Schimmer, B., Notermans, D.W. et al. Time-course of antibody responses against Coxiella burnetii following acute Q fever // Epidemiol. Infect. 2013. Vol. 141. P. 62-73.

25. Wegdam-Blans M.C.A., Wielders C.C.H., Meekelenkamp J. et al. Evaluation of commonly used serological tests for detection of Coxiella burnetii antibodies in well-defined acute and follow-up sera // Clin. Vaccine Immunol. 2012. Vol. 19, N 7. P. 1110-1115.

26. Амосенкова Н.И. Реакция микроагглютинации с диагности-кумом из риккетсий Бернета, меченными изотиоцианатом флюорес-цина // Природноочаговые инфекции : тр. Института им. Пастера. 1973. № 41. С. 32-37.

27. Барбан П.С., Мирский В.Я., Катаева Т.В. Иммунофлюорес-центная реакция микроагглютинации риккетсий. Сообщение 2. Выявление антител к риккетсиям Бернета // Лаб. дело. 1975. № 5. С. 315.

28. Fiset P., Ormsbee R.A., Silberman R. et al. A microagglutination technique for detection and measurement of rickettsial antibodies // Acta Virol. 1969. Vol. 13, N 1. P. 60-66.

29. Kazar J., Brezina R., Schramek S. et al. Пригодность реакции микроагглютинации для определения постинфекционных и поствакцинальных антител к лихорадке Ку в сыворотках человека // Acta Virol. 1981. Vol. 25. P. 235-240.

30. Самитова В.И., Токаревич Н.К. Антиген из коксиелл Бернета для реакции микроагглютинации // Природноочаговые болезни человека : респ. сб. науч. работ. Омск, 1985. С. 112-115.

31. Яблонская В.А., Кузнецова А.В. Непрямой твердофазный иммуноферментный метод (НТИФМ) в диагностике риккетсиозов // Риккетсиозы : сб. науч. тр. Института им. Пастера. 1989. № 66. С. 137139.

32. Doller G., Doller P.C., Gerth H.J. Early diagnosis of Q fever: Detection of Immunoglobulin M by Radioimmunoassay and Enzyme Immunoassay // Eur. J. Clin. Microbiol. 1984. Vol. 3, N 6. P. 550-553.

33. Gracea E., Constantinescu S., Dimitrescu A. et al. Q-fever serum diagnosis by immunoenzymatic (ELISA) test // Arch. Roum. Pathol. Exp. Microbiol. 1983. Vol. 42. P. 283-288.

34. Горбачев Е.Н., Токаревич Н.К. Изучение иммунного ответа у больных и переболевших Ку-лихорадкой при использовании им-муноферментного анализа // Журн. микробиол. 1995. № 3. С. 99102.

35. Krutitskaya L., Tokarevich N., Zhebrun A. et al. Autoimmune component in individuals during immune response to inactivated combined vaccine against Q fever // Acta Virol. 1996. Vol. 40. P. 173177.

36. Szymanska-Czerwinska M., Galinska E.M., Niemczuk K., Knap J.P. Prevalence of Coxiella burnetii infection in humans occupationally exposed to animals in Poland // Vector Borne Zoonotic Dis. 2015. Vol. 15, N 4. P. 261-267.

37. Peter O., Dupuis G., Peacock M.G., Burgdorfer W. Comparison of enzyme-linked immuno-sorbent assay and complement fixation and indirect fluorescent-antibody tests for detection of Coxiella burnetii antibody // J. Clin. Microbiol. 1987. Vol. 25. P. 10631067.

38. Waag D.M., Bolt C.R., Marrie T.J., Williams J.C. Q Fever: The Biology of Coxiella burnetii. Boca Raton, 1991. P. 164-167.

39. El-Mahallawy H.S., Kelly P., Zhang J. et al. High seroprevalence of Coxiella burnetii in dairy cattle in China // Trop. Anim. Health Prod. 2016. Vol. 48, N 2. P. 423-426.

40. Frankel D., Richet H., Renvoise A., Raoult D. Q fever in France, 1985-2009 // Emerg. Infect. Dis. 2011. Vol. 17. P. 350-356.

41. Bizzini A., Peter O., Baud D. et al. Evaluation of a new serological test for the detection of anti-Coxiella and anti-Rickettsia antibodies // Microbes Infection. 2015. Vol. 17, N 11-12. P. 811-816.

42. Дайтер А.Б., Токаревич Н.К., Рудаков Н.В., Носков Ф.С. Применение антигена из Coxiella burnetii 1-й фазы и эритроцитарного имму-ноглобулинового диагностикума для повышения эффективностиности эпидемиологической разведки в отношении Ку-риккетсиоза // Журн микробиол. 1985. № 10. С. 105-106.

43. Токаревич Н.К., Шрамек С., Баяр Г.А. Испытание эритроцитарного антигенного диагностикума для выявления антител к коксиеллам Бернета // Журн. микробиол. 1985. № 4. С. 51-55.

44. Tokarevich N.K., Schramek S., Daiter A.B. Indirect haemolysis test in Q Fever // Acta Virol. 1990. Vol. 34. P. 358-360.

45. Anderson A., Bijlmer H., Fournier P.E. et al. Diagnosis and management of Q fever - United States, 2013: recommendations from CDC and the Q Fever Working Group // MMWR Recomm. Rep. 2013. doi: rr6203a1.

46. Серологические методы диагностики риккетсиозов. Методические рекомендации. М., 1988. 48 с.

47. Горбачев Е.Н., Токаревич Н.К., Вербов В.Н. и др. Иммунофер-ментный метод индикации антигенов коксиелл Бернета // Журн. микро-биол. 1991. № 2. С. 56-60.

48. Токаревич Н.К. Проблемы коксиеллеза на рубеже третьего тысячелетия // Актовая речь. СПб., 2001. С. 1-37.

49. Schneeberger P.M., Hermans M.H., van Hannen E.J. et al. Real-time PCR with serum samples is indispensable for early diagnosis of acute Q fever // Clin. Vaccine Immunol. 2010. Vol. 17, N 2. P. 286290.

50. Sekeyova Z., Roux V., Raoult D. Intraspecies diversity of Coxiella burnetii as revealed by com1 and mucZ sequence comparison // FEMS Microbiol. Lett. 1999. Vol. 180. P. 61-67.

51. Willems H., Thiele D., Frolich-Ritter R., Krauss H. Detection of Coxiella burnetii in cow's milk using the polymerase chain reaction (PCR) // Zentralbl. Veterinarmed. B. 1994. Vol. 41. P. 580-587.

52. Tissot-Dupont H., Torres S., Nezri M., Raoult D. A hyperendemic focus of Q fever related to sheep and wind // Am. J. Epidemiol. 1999. Vol. 150. P. 67-74.

53. Beaman M.H., Hung J. Pericarditis associated with tick-borne Q fever // Aust. N. Z. J. Med. 2000. Vol. 19. P. 254-256.

54. Frazier M.E., Mallavia L.P., Samuel J.E., Baca O.G. DNA probes for the identification of Coxiella burnetti strains // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1990. Vol. 590. P. 445-458.

55. Mallavia L.P., Whiting L.L., Minnick M.F. et al. Strategy for detection and differentiation of Coxiella burnetii strains using the polymerase chain reaction // Ann. N.Y. Acad. Sci. 1990. Vol. 590. P. 572581.

56. Afseth G., Mallavia L.P. Copy number of the 16S rRNA gene in Coxiella burnetii // Eur. J. Epidemiol. 1997. Vol. 13, N 6. P. 729731.

57. Masuzawa T., Sawaki K., Nagaoka H., Akiyama M. et al. Identification of Rickettsiae isolated in Japan as Coxiella burnetii by 16S rRNA sequencing // Int. J. Syst. Bacteriol. 1997. Vol. 47, N 3. P. 883884.

58. Ibrahim A., Norlander L., Macellaro A., Sjostedt A. Specific detection of Coxiella burnetii through partial amplification of 23S rDNA // Eur. J. Epidemiol. 1992. Vol. 13, N 3. P. 329-334.

59. Stein A., Kruszewska D., Gouvernet J., Raoult D. Study of the 16S-23S ribosomal DNA internal spacer of Coxiella burnetii // Eur. J. Epidemiol.

1997. Vol. 13, N 4. P. 471-475.

60. Stein A., Raoult D. Lack of pathotype specific gene in human Coxiella burnetii isolates // Microb. Pathog. 2003. Vol. 15, N 3. P. 177185.

61. Mollet C., Drancourt M., Raoult D. Determination of Coxiella burnetii rpoB sequence and its use for phylogenetic analysis // Gene.

1998. Vol. 207, N 1. P. 97-103.

62. Zhang G., To H., Russell K.E. et al. Identification and characterization of an immunodominant 28-kDa Coxiella burnetii outer membrane protein specific to isolates associated with acute disease // Infect. Immun. 2005. Vol. 73. P. 1561-1567.

63. Nguyen S., Hirai K. Differentiation of C. burnetii isolates by sequence determination and PCR-restriction fragment length polymorphism analysis of isocitrate dehydrogenase gene // FEMS Microbiol. Lett. 1999. Vol. 180. P. 249-254.

64. Фрейлихман О.А., Панферова Ю.А., Токаревич Н.К. Совершенствование метода детекции Coxiella burnetti в биологическом материале на основе имплификации гена groEL // Журн микробиол. 2010. № 4. С. 71-74.

65. Eldin C., Angelakis E., Renvoise A., Raoult D. Coxiella burnetii DNA, but not viable bacteria, in dairy products in France // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2013. Vol. 88, N 4. P. 765-769.

66. Fournier P.E., Raoult D. Comparison of PCR and serology assays for early diagnosis of acute Q fever // J. Clin. Microbiol. 2003. Vol. 41, N 11. P. 5094-5098.

67. Boulos A., Rolain J.M., Raoult D. Measurement of the antibiotic susceptibility of Coxiella burnetii using real time PCR // Int. J. Antimicrob. Agents. 2004. Vol. 23, N 2. P. 169-174.

68. Brennan R.E., Samuel J.E. Evaluation of C. burnetii antibiotic susceptibilities by real-time PCR assay // J. Clin. Microbiol. 2003. Vol. 41. P. 1869-1874.

69. Klee S., Tyczka J., ELLebrok H. et al. Highly sensitive real-time PCR for specific detection and quantification of C. burnetii // BMC Microbiol. 2006. VoL. 2. P. 338-345.

70. Guatteo R., Beaudeau F., JoLy A., Seegers H. Assessing the within-herd prevalence of CoxieLLa burnetii miLk-shedder cows using a reaL-time PCR appLied to buLk tank miLk // Zoonoses PubLic HeaLth. 2007. VoL. 54, N 5. P. 191-194.

71. Denison A.M., Thompson H.A., Massung R.F. IS1111 insertion sequences of CoxieLLa burnetii: characterization and use for repetitive eLement PCR-based differentiation of CoxieLLa burnetii isoLates // BMC MicrobioL. 2007. VoL. 7. P. 91.

72. Panning M., KiLwinski J., Greiner-Fischer S. et aL. High throughput detection of CoxieLLa burnetii by reaL-time PCR with internaL control system and automated DNA preparation // BMC MicrobioL. 2008. VoL. 8. P. 77.

73. Tissot-Dupont H., RaouLt D. Q fever // Infect. Dis. CLin. North Am. 2008. VoL. 22, N 3. P. 505-514.

74. AngeLakis E., Mediannikov O., SocoLovschi C. et aL. CoxieLLa burnetii-positive PCR in febriLe patients in ruraL and urban Africa // Int. J. Infect. Dis. 2014. VoL. 28. P. 107-110.

75. GrisoLi D., MiLLion M., Edouard S. et aL. Latent Q fever endocarditis in patients undergoing routine vaLve surgery // J. Heart VaLve Dis. 2014. VoL. 23, N 6. P. 735-743.

76. Mediannikov O., FenoLLar F., SocoLovschi C. et aL. CoxieLLa burnetii in humans and ticks in ruraL SenegaL // PLoS NegL. Trop. Dis. 2010. VoL. 4, N 4. ArticLe ID e654.

77. de Bruin A., de Groot A., de Heer L. et aL. Detection of CoxieLLa burnetii in compLex matrices by using muLtipLex quantitative PCR during a major Q fever outbreak in the NetherLands // AppL. Environ. MicrobioL. 2011. VoL. 77, N 18. P. 6516-6523.

78. VaLkova D., Kazar J. A new pLasmid (QpDV) common to CoxieLLa burnetii isoLates associated with acute and chronic Q fever // FEMS MicrobioL. Lett. 1995. VoL. 125. P. 275-280.

79. Hendrix L.R., SamueL J.E., MaLLavia L.P. Differentiation of CoxieLLa burnetii isoLates by anaLysis of restriction-endonucLease-digested DNA separated by SDS-PAGE // J. Gen. MicrobioL. 1991. VoL. 137. P. 269276.

80. Heinzen R.A., Frazier M.E., MaLLavia L.P. NucLeotide sequence of CoxieLLa burnetii superoxide dismutase // NucLeic Acids Res. 1990. VoL. 18, N 21. P. 6437.

81. Jager C., WiLLems H., ThieLe D., BaLjer G. MoLecuLar characterization of CoxieLLa burnetii isoLates // EpidemioL. Infect. 1998. VoL. 120. P. 157164.

82. ThieLe D., WiLLems H., Kopf G., Krauss H. PoLymorphism in DNA restriction patterns of CoxieLLa burnetii isoLates investigated by puLsed fieLd geL eLectrophoresis and image anaLysis // Eur. J. EpidemioL. 1993. VoL. 9. P. 419-425.

83. Демкин В.В., Токаревич Н.К., Рыдкина Е.Б. и др. Характеристика полиморфизма длин рестрикционных фрагментов ДНК штаммов Coxiella burnetii, выделенных на территории России // Молекулярная генетика, микробиология и вирусология. 1993. № 6. С. 13-16.

84. Beare P.A., Samuel J.E., Howe D., Virtaneva K. et al. Genetic diversity of the Q fever agent, Coxiella burnetii, assessed by microarray-based whole-genome comparisons // J. Bacteriol. 2006. Vol. 188, N 7. P. 2309-2324.

85. Leroy Q., Armougom F., Barbry P., Raoult D. Genomotyping of Coxiella burnetii using microarrays reveals a conserved genomotype for hard tick isolates // PLoS One. 2011. Vol. 6, N 10. Article ID e25781.

86. Arricau-Bouvery N., Hauck Y., Bejaoui A. et al. Molecular characterization of Coxiella burnetii isolates by infrequent restriction site-PCR and MLVA typing // BMC Microbiol. 2006. Vol. 6. P. 38.

87. Priestley R.A., Hornstra H.M., Pearson T. et al. The state of the SNP: using real-time PCR to genotype Coxiella burnetii // Abstract N 34, 23rd Meeting of the American Society for Rickettsiology. 2009.

88. Glazunova O., Roux V., Freylikman 0. et al. Coxiella burnetii genotyping // Emerg. Infect. Dis. 2005. Vol. 11, N 8. P. 1211-1217.

89. Svraka S., Toman R., Skultety L. et al. Establishment of a genotyping scheme for Coxiella burnetii // FEMS Microbiol. Lett. 2006. Vol. 254, N 2. P. 268-274.

90. Astobiza I., Tilburg J.J., Pinero A. et al. Genotyping of Coxiella burnetii from domestic ruminants in northern Spain // BMC Vet. Res. 2012. Vol. 8. P. 241.

91. Ceglie L., Guerrini E., Rampazzo E. et al. Molecular characterization by MLVA of Coxiella burnetii strains infecting dairy cows and goats of northeastern Italy // Microbes Infection. 2015. Vol. 17. P. 776-781.

92. Pinero A., Barandika J.F., Ana L. et al. Genetic diversity and variation over time of Coxiella burnetii genotypes in dairy cattle and the farm environment // Infect. Gen. Evol. 2015. Vol. 31. P. 231-235.

93. Racic I., Spicic S., Galov A. et al. Cvetnic Identification of Coxiella burnetii genotypes in Croatia using multi-locus VNTR analysis // Vet. Microbiol. 2014. Vol. 173. P. 340-347.

94. D'Amato F., Eldin K., Raoult D. The contribution of genomics to the study of Q fever // Future Microbiol. 2016. Vol. 11, N 2. P. 253-272.

95. Domenico M., Curini V., De Massis F. et al. Coxiella burnetii in Central Italy: Novel Genotypes Are Circulating in Cattle and Goats // Vect Borne Zoon Dis. 2014. Vol. 14, N 10. P. 710-715.

96. Kumsa B., Socolovschi C., Almeras L. et al. Occurrence and Genotyping of Coxiella burnetii in Ixodid Ticks in Oromia, Ethiopia // Am. J. Trop. Med. Hyg. 2015. Vol. 93, N 5. P. 1074-1081.

97. Fournier P.E., Casalta J.P., Habib G. et al. Modification of the diagnostic criteria proposed by the Duke Endocarditis Service to permit improved diagnosis of Q fever endocoarditis // Am. J. Med. 1996. Vol. 100. P. 629-633.

REFERENCES

1. Arricau-Bouvery N., RodoLakis A. Is Q fever an emerging or reemerging zoonosis? Vet Res. 2005; 36 (3): 327-49.

2. European Food Safety Authority (EFSA). Scientific opinion on Q fever. EFSA J. 2010; 8 (5): 1595.

3. Georgiev M., Afonso A., Neubauer H., et aL. Q fever in humans and farm animaLs in four European countries, 1982 to 2010. Euro SurveiLL. 2013; 18 (8): 20407.

4. Guatteo R., Seegers H., Taurel A.F., et al. Prevalence of Coxiella burnetii infection in domestic ruminants: A critical review. Vet. Microbiol. 2011; 149 (1-2): 1-16.

5. Tissot-Dupont H., Raoult D., Brouqui P., et al. Epidemiologic features and clinical presentation of acute Q fever in hospitalized patients - 323 French cases. Am J Med. 1992; 93: 42734.

6. Raoult D., Tissot-Dupont H., Foucalt C. Q fever 1985-1998: clinical and epidemiologic features of 1,383 infections. Medicine (Baltimore). 2002; 79: 109-23.

7. Tokarevich N.K. Activity of drugs against Coxiella burnetii - Q fever pathogen. Antibiotiki i khimioterapiya [Antibiotics and Chemotherapy]. 2007;

8. Yakovlev EA, Lukin EP, SV Borisevich. Chemotherapy and chemoprophylaxis of rickettsial diseases and Q-fever at the present stage. Antibiotiki i khimioterapiya [Antibiotics and Chemotherapy]. 2011; 56

9. Marrie T.J. Coxiella burnetii (Q fever). In: Principles and Practice of Infectious Diseases. New York, 1995: 1727-34.

10. Stein A., Raoult D. Detection of Coxiella burnetti by DNA amplification using polymerase chain reaction. J Clin Microbiol. 1992; 30 (9): 2462-6.

11. Seshadri R., Paulsen I.T., Eisen J.A., et al. Complete genome sequence of the Q-fever pathogen Coxiella burnetii. Proc Natl Acad Sci USA. 2003; 100: 5455-60.

12. Thompson C.C., et al. Microbial genomic taxonomy. BMC Genomics. 2013; 14: 913. doi: 10.1186/1471-2164-14-913.

13. Fournier P.E., Marrie T.J., Raouit D. Diagnosis of Q fever. J Clin Microbiol. 1998; 36 (7): 1823-34.

14. Kazar J. Q Fever. Institute of Microbiology, Bulgarian Academy of Sciences, 2007: 243-54.

15. Tarasevich I.V., Fetisov N.F., Makarov V.A., et al. Rickettsial diseases. In: Natural foci of disease: study Gamalei Institute RAMN. Saint Petersburg, 2003: 64-98.

16. Rudakov N.V., Fetisova N.F., Syskova T.G. Q-fever in the Russian Federation. Zdorov'e naseleniya i sreda obitaniya [Public Health and Environment]. 1994;

17. Fetisova N.F., Gafarova M.T. Ecological and epidemiological aspects of Q-fever. Vestnik Rossiiskoi akademii meditsinskikh nauk [Annals of the Russian Academy of Medical Sciences]. 2008;

18. Tokarevich N., Freilykhman O.A., Titova N.M., Zheltakova I.R. Anthropogenic effects on changing Q fever epidemiology in Russia. Ann NY Acad Sci. 2006; 1078: 120-3.

19. Maurin M., Raoult D. Q fever. Clin Microbiol Rev. 1999; 12 (4): 518-53.

20. Herremans T., Hogema B.M., Nabuurs M., et al. Comparison of performance of IFA, CFA and ELISA assys for the serodiagnosis of acute Q fever by quality assessment. Diagn Microbiol Infect Dis. 2013; 75: 16-21.

21. La Scola B. Current laboratory diagnosis of Q fever. Semin Pediatr Infect Dis. 2002; 13: 257-62.

22. Tokarevich N.K., Druganova L.P., Daiter A.B., et al. Combined use serological tests in order to diagnose and study the Q-fever. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunologii [Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology]. 1979;

23. Wielders C.C.H., Teunis P.F.M., Hermans M.H.A., et al. Kinetics of antibody response to Coxiella burnetii infection (Q fever): Estimation of the seroresponse onset from antibody levels. Epidemics. 2015; 13: 37-43.

24. Teunis P.F.M., Schimmer, B., Notermans, D.W., et al. Time-course of antibody responses against Coxiella burnetii following acute Q fever. Epidemiol Infect. 2013; 141: 62-73.

25. Wegdam-Blans M.C.A., Wielders C.C.H., Meekelenkamp J., et al. Evaluation of commonly used serological tests for detection of Coxiella burnetii antibodies in well-defined acute and follow-up sera. Clin Vaccine Immunol. 2012; 19 (7): 1110-5.

26. Amosenkova N.I. Microagglutination reaction with diagnosticum from Coxiella burnetii, fluorescein isothiocyanate-labeled. In: Prirodnoo-chagovye infectii: Trudy Institute Pasteur. 1973; 41: 32-7.

27. Barban P.S., Mirskii V.J., Kataeva T.V. Reaction immunofluorescence microagglyutination of rickettsia. Report 2. Detection of antibodies to C. burneti. Laboratornoe delo [Laboratory Case]. 1975;

28. Fiset P., Ormsbee R.A., Silberman R., et al. A microagglutination technique for detection and measurement of rickettsial antibodies. Acta Virol. 1969; 13 (1): 60-66.

29. Kazar J., Brezina R., Schramek S., et al. Suitable reaction microagglutination to determine postinfectious and post-vaccine antibodies to Q fever in human sera. Acta Virol. 1981; 25: 235-40.

30. Samitova V.I., Tokarevich N.K. The antigen of Coxiella burnetii for reaction mikroag-glutination. In: Prirodnoochagovye infectii: Resp. sbornik nauchnyh rabot. Omsk, 1985: 112-5.

31. Yablonskaia V.A., Kuznetsova A.V. Indirect enzyme-linked immunosorbent method

32. Doller G., Doller P.C., Gerth H.J. Early diagnosis of Q fever: Detection of Immunoglobulin M by Radioimmunoassay and Enzyme Immunoassay. Eur J Clin Microbiol. 1984; 3 (6): 550-3.

33. Gracea E., Constantinescu S., Dimitrescu A., et al. Q-fever serum diagnosis by immunoenzymatic (ELISA) test. Arch Roum Pathol Exp Microbiol. 1983; 42: 283-8.

34. Gorbachev E.N., Tokarevich N.K. Study of immune response in patients and had been ill-shih Q fever using enzyme immunoassay. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunologii [Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology]. 1995;

35. Krutitskaya L., Tokarevich N., Zhebrun A., et al. Autoimmune component in individuals during immune response to inactivated combined vaccine against Q fever. Acta Virol. 1996; 40: 173-7.

36. Szymanska-Czerwinska M., Galinska E.M., Niemczuk K., Knap J.P. Prevalence of Coxiella burnetii infection in humans occupationally exposed to animals in Poland. Vector Borne Zoonotic Dis. 2015; 15 (4): 261-7.

37. Peter O., Dupuis G., Peacock M.G., Burgdorfer W. Comparison of enzyme-linked immuno-sorbent assay and complement fixation and indirect fluorescent-antibody tests for detection of Coxiella burnetii antibody. J Clin Microbiol. 1987; 25: 1063-7.

38. Waag D.M., Bolt C.R., Marrie T.J., Williams J.C. Q fever: The biology of Coxiella burnetii. Boca Raton, 1991: 164-7.

39. El-Mahallawy H.S., Kelly P., Zhang J., et al. High seroprevalence of Coxiella burnetii in dairy cattle in China. Trop Anim Health Prod. 2016; 48 (2): 423-6.

40. Frankel D., Richet H., Renvoise A., Raoult D. Q fever in France, 1985-2009. Emerg Infect Dis. 2011; 17: 350-6.

41. Bizzini A., Peter O., Baud D., et al. Evaluation of a new serological test for the detection of anti-Coxiella and anti-Rickettsia antibodies. Microbes Infection. 2015; 17 (11-12): 811-6.

42. Daiter A.B., Tokarevich N.K., Rudakov N.V., Noskov F.S. The use of an antigen from Coxiella burnetii Phase 1 and erythrocyte immunoglobulin diagnostic kit to improve the efficiency of epidemiological investigation in respect of the Q fever. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologii i immunologii [Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology]. 1985;

43. Tokarevich N.K., Sramek C., Bayar G.A. Test of erythrocyte antigen diagnosticum for the detection of antibodies to Coxiella burnetii. Zhurnal

mikrobiologii, epidemiologii i immunologii [Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology]. 1985;

44. Tokarevich N.K., Schramek S., Daiter A.B. Indirect haemolysis test in Q fever. Acta Virol. 1990; 34: 358-60.

45. Anderson A., Bijlmer H., Fournier P.E., et al. Diagnosis and management of Q fever - United States, 2013: recommendations from CDC and the Q Fever Working Group. MMWR Recomm Rep. 2013. doi: rr6203a1.

46. Serological diagnostic methods of rickettsial diseases. In: Methodical Recommendations. Moscow, 1988: 48.

47. Gorbachev E.N., Tokarevich N.K., Verbov V.N., et al. ELISA indication antigens Coxiella burnetii. Zhurnal mikrobiologii, epidemiologic i immunologii [Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology]. 1991;

48. Tokarevich N.K. Problems of Q fever at the turn of the third millennium. In: Acts of speech. Saint Petersburg, 2001: 1-37.

49. Schneeberger P.M., Hermans M.H., van Hannen E.J., et al. Realtime PCR with serum samples is indispensable for early diagnosis of acute Q fever. Clin Vaccine Immunol. 2010; 17 (2): 286-90.

50. Sekeyova Z., Roux V., Raoult D. Intraspecies diversity of Coxiella burnetii as revealed by com1 and mucZ sequence comparison. FEMS Microbiol Lett. 1999; 180: 61-7.

51. Willems H., Thiele D., Frolich-Ritter R., Krauss H. Detection of Coxiella burnetii in cow's milk using the polymerase chain reaction (PCR). Zentralbl Veterinarmed B. 1994; 41: 580-7.

52. Tissot- Dupont H., Torres S., Nezri M., Raoult D. A hyperendemic focus of Q fever related to sheep and wind. Am J Epidemiol. 1999; 150: 67-74.

53. Beaman M. H., Hung J. Pericarditis associated with tick-borne Q fever. Aust N Z J Med. 2000; 19: 254-6.

54. Frazier M.E., Mallavia L.P., Samuel J.E., Baca O.G. DNA probes for the identification of Coxiella burnetti strains. Ann NY Acad Sci. 1990; 590: 445-58.

55. Mallavia L.P., Whiting L.L., Minnick M.F., et al. Strategy for detection and differentiation of Coxiella burnetii strains using the polymerase chain reaction. Ann NY Acad Sci. 1990; 590: 572-81.

56. Afseth G., Mallavia L.P. Copy number of the 16S rRNA gene in Coxiella burnetii. Eur J Epidemiol. 1997; 13 (6): 729-31.

57. Masuzawa T., Sawaki K., Nagaoka H., Akiyama M., et al. Identification of Rickettsiae isolated in Japan as Coxiella burnetii by 16S rRNA sequencing. Int J Syst Bacteriol. 1997; 47 (3): 883-4.

58. Ibrahim A., Norlander L., Macellaro A., Sjostedt A. Specific detection of Coxiella burnetii through partial amplification of 23S rDNA. Eur J Epidemiol. 1992; 13 (3): 329-34.

59. Stein A., Kruszewska D., Gouvernet J., Raoult D. Study of the 16S-23S ribosomal DNA internal spacer of Coxiella burnetii. Eur J Epidemiol. 1997; 13 (4): 471-5.

60. Stein A., Raoult D. Lack of pathotype specific gene in human Coxiella burnetii isolates. Microb Pathog. 2003; 15 (3): 177-85.

61. Mollet C., Drancourt M., Raoult D. Determination of Coxiella burnetii rpoB sequence and its use for phylogenetic analysis. Gene. 1998; 207 (1): 97-103.

62. Zhang G., To H., Russell K.E., et al. Identification and characterization of an immunodominant 28-kDa Coxiella burnetii outer membrane protein specific to isolates associated with acute disease. Infect Immun. 2005; 73: 1561-7.

63. Nguyen S., Hirai K. Differentiation of C. burnetii isolates by sequence determination and PCR-restriction fragment length polymorphism analysis of isocitrate dehydrogenase gene. FEMS Microbiol Lett. 1999; 180: 249-54.

64. FreyLihman O.A., Panferova Yu., Tokarevich N.K. Perfection of a method of detection Coxiella burnetti in biological material based on amplification of groEL gene. Zhurnal mikrobioLogii, epidemioLogii i immunologii [Journal of Microbiology, Epidemiology and Immunology]. 2010;

65. ELdin C., AngeLakis E., Renvoise A., Raoult D. Coxiella burnetii DNA, but not viable bacteria, in dairy products in France. Am J Trop Med Hyg. 2013; 88 (4): 765-9.

66. Fournier P.E., RaouLt D. Comparison of PCR and serology assays for early diagnosis of acute Q fever. J CLin Microbiol. 2003; 41 (11): 5094-8.

67. BouLos A., RoLain J.M., RaouLt D. Measurement of the antibiotic susceptibility of CoxieLLa burnetii using reaL time PCR. Int J Antimicrob Agents. 2004; 23 (2): 169-74.

68. Brennan R.E., SamueL J.E. EvaLuation of C. burnetii antibiotic susceptibiLities by reaL-time PCR assay. J CLin MicrobioL. 2003; 41: 1869-74.

69. KLee S., Tyczka J., ELLebrok H., et aL. HighLy sensitive reaL-time PCR for specific detection and quantification of C. burnetii. BMC MicrobioL. 2006; 2: 338-45.

70. Guatteo R., Beaudeau F., JoLy A., Seegers H. Assessing the within-herd prevaLence of CoxieLLa burnetii miLk-shedder cows using a reaL-time PCR appLied to buLk tank miLk. Zoonoses PubLic HeaLth. 2007; 54 (5): 191-4.

71. Denison A.M., Thompson H.A., Massung R.F. IS1111 insertion sequences of CoxieLLa burnetii: characterization and use for repetitive eLement PCR-based differentiation of CoxieLLa burnetii isoLates. BMC MicrobioL. 2007; 7: 91.

72. Panning M., KiLwinski J., Greiner-Fischer S., et aL. High throughput detection of CoxieLLa burnetii by reaL-time PCR with internaL controL system and automated DNA preparation. BMC MicrobioL. 2008; 8: 77.

73. Tissot-Dupont H., RaouLt D. Q fever. Infect Dis CLin North Am. 2008; 22 (3): 505-14.

74. AngeLakis E., Mediannikov O., SocoLovschi C., et aL. CoxieLLa burnetii-positive PCR in febriLe patients in ruraL and urban Africa. Int J Infect Dis. 2014; 28: 107-10.

75. GrisoLi D., MiLLion M., Edouard S., et aL. Latent Q fever endocarditis in patients undergoing routine vaLve surgery. J Heart VaLve Dis. 2014; 23 (6): 735-43.

76. Mediannikov O., FenoLLar F., SocoLovschi C., et aL. CoxieLLa burnetii in humans and ticks in ruraL SenegaL. PLoS NegL Trop Dis. 2010; 4 (4): e654.

77. de Bruin A., de Groot A., de Heer L., et aL. Detection of CoxieLLa burnetii in compLex matrices by using muLtipLex quantitative PCR during a major Q fever outbreak in Tthe NetherLands. AppL Environ MicrobioL. 2011; 77 (18): 6516-23.

78. VaLkova D., Kazar J. A new pLasmid (QpDV) common to CoxieLLa burnetii isoLates associated with acute and chronic Q fever. FEMS Microbiol Lett. 1995; 125: 275-80.

79. Hendrix L.R., SamueL J.E., MaLLavia L.P. Differentiation of CoxieLLa burnetii isoLates by anaLysis of restriction-endonucLease-digested DNA separated by SDS-PAGE. J Gen MicrobioL. 1991; 137: 269-76.

80. Heinzen R.A., Frazier M.E., MaLLavia L.P. NucLeotide sequence of CoxieLLa burnetii superoxide dismutase. NucLeic Acids Res. 1990; 18 (21): 6437.

81. Jager C., WiLLems H., ThieLe D., BaLjer G. MoLecuLar characterization of CoxieLLa burnetii isoLates. EpidemioL Infect. 1998; 120: 157-64.

82. ThieLe D., WiLLems H., Kopf G., Krauss H. PoLymorphism in DNA restriction patterns of CoxieLLa burnetii isoLates investigated by puLsed

field gel electrophoresis and image analysis. Eur J Epidemiol. 1993; 9: 419-25.

83. Dyomkin V.V., Tokarevich N.K., Rydkina E.B., et al. Characteristics of restriction fragment length polymorphism DNA strains of Coxiella burnetii, allocated on the territory of Russia. MoLekuLyarnaya Genetika, MikrobioLogiya i VirusoLogiya [Molecular Genetics, Microbiology and Virology]. 1993; 6: 13-6.

84. Beare P.A., Samuel J.E., Howe D., Virtaneva K., et al. Genetic diversity of the Q fever agent, Coxiella burnetii, assessed by microarray-based whole-genome comparisons. J BacterioL 2006; 188 (7): 2309-24.

85. Leroy Q., Armougom F., Barbry P., Raoult D. Genomotyping of Coxiella burnetii using microarrays reveals a conserved genomotype for hard tick isolates. PLoS One. 2011; 6 (10): e25781.

86. Arricau-Bouvery N., Hauck Y., Bejaoui A., et al. Molecular characterization of Coxiella burnetii isolates by infrequent restriction site-PCR and MLVA typing. BMC Microbiol. 2006; 6: 38.

87. Priestley R.A., Hornstra H.M., Pearson T., et al. The state of the SNP: using real-time PCR to genotype Coxiella burnetii. In: Abstract N 34, 23rd Meeting of the American Society for RickettsioLogy. 2009.

88. GLazunova O., Roux V., FreyLikman O., et al. Coxiella burnetii genotyping. Emerg Infect Dis. 2005; 11 (8): 1211-7.

89. Svraka S., Toman R., SkuLtety L., et al. Establishment of a genotyping scheme for Coxiella burnetii. FEMS Microbiol Lett. 2006; 254 (2): 268-74.

90. Astobiza I., TiLburg J.J., Pinero A., et al. Genotyping of Coxiella burnetii from domestic ruminants in northern Spain. BMC Vet Res. 2012; 8: 241.

91. CegLie L., Guerrini E., Rampazzo E., et al. Molecular characterization by MLVA of Coxiella burnetii strains infecting dairy cows and goats of northeastern Italy. Microbes Infection. 2015; 17: 776-81.

92. Pinero A., Barandika J.F., Ana L., et al. Genetic diversity and variation over time of Coxiella burnetii genotypes in dairy cattle and the farm environment. Infect Gen EvoL. 2015; 31: 231-5.

93. Racic I., Spicic S., GaLov A., et al. Cvetnic Identification of Coxiella burnetii genotypes in Croatia using multi-locus VNTR analysis. Vet Microbiol. 2014; 173: 340-7.

94. D'Amato F., ELdin K., Raoult D. The contribution of genomics to the study of Q fever. Future MicrobioL. 2016; 11 (2): 253-72.

95. Domenico M., Curini V., De Massis F., et aL. CoxieLLa burnetii in Central Italy: Novel Genotypes Are Circulating in CattLe and Goats. Vect Borne Zoon Dis. 2014; 14 (10): 710-5.

96. Kumsa B., SocoLovschi C., ALmeras L., et aL. Occurrence and Genotyping of CoxieLLa burnetii in Ixodid Ticks in Oromia, Ethiopia. Am J Trop Med Hyg. 2015; 93 (5): 1074-81.

97. Fournier P.E., CasaLta J.P., Habib G., et aL. Modification of the diagnostic criteria proposed by the Duke Endocarditis Service to permit improved diagnosis of Q fever endocoarditis. Am J Med. 1996; 100: 629-33.