СПОСОБ ОБРАБОТКИ ИНКУБАЦИОННЫХ ЯИЦ КУР
METHOD FOR TREATING HATCHING EGGS

Изобретение относится к области ветеринарии, а именно к птицеводству, может быть использовано для обеззараживания инкубационных яиц кур.
В инкубаторах при максимальной концентрации яиц и выведенного молодняка происходит накопление большого количества патогенной и условно-патогенной микрофлоры, что способствует возникновению и распространению инфекционных болезней. Еще не окрепший организм птиц становится «мишенью» для возбудителей.
В результате увеличения микробного потенциала в период инкубации повышается эмбриональная смертность, снижается выводимость яиц и вывод молодняка, происходит заражение цыплят на выводе, что всегда сопровождается их гибелью в первые сутки жизни.
Наиболее распространенные методы обработки инкубационных яиц - химические, которые основаны на применении различных дезинфицирующих средств (формальдегид, озон, перекись водорода, дезмол, вироцид, экоцид С, бактерицид и др.) в виде водных растворов, аэрозолей, газа.
3
Известен способ обработки яиц, включающий использование паров формальдегида, в расчете на 1 м: 30 мл формалина (40%), 15 мл воды и 20 г калия перманганата, длительность экспозиции 30 мин (см. Ветеринарное законодательство. Т. 4, М., 1988, с. 411-415; Ветеринарно-санитарные правила для птицеводческих хозяйств (ферм) и требования при их проектировании. Утв. ГУВ МСХ СССР 23.07.1973 г.).
Однако, использование формальдегида приводит к патологическим изменениям внутренних органов и повышению смертности эмбрионов во второй половине инкубации, кроме того, вызывает аллергические реакции у обслуживающего персонала, повышает количество респираторных заболеваний. При использовании формальдегида его пары выбрасываются во внешнюю среду, нарушая экологию.
В целях предупреждения появления отходов категории «тумак», был применен 1% водный экстракт прополиса для обработки утиных яиц. Эффективность прополиса в этих опытах сравнивалась с действием антибиотиков (пенициллин и стрептомицин) и раствора хлорной извести. Антибиотики применялись в следующей концентрации: пенициллин 1000 ед и стрептомицин 500 ед на 1 мл воды, хлорная известь в виде 5% раствора (с содержанием 1,4% активного хлора). Для обработки яйца погружались в экстракт прополиса и растворы антибиотиков на 3 минуты, а в раствор хлорной извести на 5 минут. Обработка яиц антибиотиками, раствором хлорной извести и экстрактом прополиса перед закладкой в инкубатор позволила предупредить при первом же мираже, появление отходов инкубации категории «тумак». При втором мираже (на 27-й день) в партиях яиц, обработанных антибиотиками и 1% водным экстрактом прополиса, отходы инкубации категории «тумак» также не обнаруживался. В партиях же, обработанных раствором хлорной извести, количество категории «тумак» составило 20%, а в контрольной - 26%. При бактериологическом исследовании соскобов скорлупы и проб от погибших эмбрионов в 90% случаях выделены плесневые грибки, в 6% - бактерии Sal. typhimurium и в 4% вульгарная микрофлора (Покровский С.Г. Результаты лабораторного и производственного изучения профилактического и лечебного действия прополиса при паратифе уток: автореферат, диссертации к.в.н: - Спб.: Минсельхоз СССР - 1966. - 24 с.).
Однако обработка яиц известным способом трудоемка, требует значительных затрат времени и средств.
3
Задача изобретения направлена на повышение эффективности обработки инкубационных яиц, которая обеспечивает высокую жизнеспособность эмбрионов, увеличение выводимости яиц, вывода молодняка, сохранности в эмбриональный и постэмбриональный периоды выращивания. Задача решается путем использования спиртовой настойки прополиса, из которой готовят рабочий раствор в следующем соотношении компонентов: 1 часть настойки прополиса 10 частей воды, используют аэрозольно из расчета 250 мл на 1 м инкубатора, первую обработку проводят перед началом инкубации, затем на 11,5, 18,5, 21,5 сутки инкубации.
Особенности формирования организма в начале его развития имеют значение не только в период инкубации, но и для всей последующей жизнеспособности и продуктивности птицы. При проведении биологического контроля (11,5, 18,5, 21,5 сутки инкубации) происходит охлаждение яиц, сквозь поры скорлупы могут проникать микроорганизмы. Для того чтобы снизить риск их попадания, нами были предложены для обработки инкубационных яиц периоды биологического контроля.
Обработку инкубационных яиц проводят до полного увлажнения их поверхности, что бы не увеличить процент влажности в инкубационном шкафу. Оптимальная относительная влажность в нем должна поддерживаться в пределах 40-60% в инкубационном и 50-80% в выводном шкафах. Постоянная высокая влажность воздуха задерживает испарение влаги, низкая - стимулирует сильное ее испарение из яйца. Известно, что в начальный период инкубации для нормального развития зародыша требуются повышенные температура и влажность, чтобы воспрепятствовать более сильному испарению, усушке яйца. Во второй период инкубации, наоборот, следует способствовать более интенсивному испарению. При повышенной влажности в период инкубации усушка яйца слишком мала так как ограничено испарение влаги из яйца. Об этом говорит размер воздушной камеры, которая не увеличивается во все периоды инкубации, что приводит к затруднительному выводу, а вылупившиеся цыплята остаются отечными и плохо сохраняются при выращивании.
3
Эти обстоятельства учитывались при расчете препарата, используемого аэрозольно для обработки 1000 штук инкубационных яиц и было установлено что оптимальным является 250 мл на 1 м.
Известно, что прополис является продуктом биологической активности пчел и представляет собой твердую массу буро-коричневого цвета с зеленоватым оттенком, хорошо растворимую в спирте и плохо растворимую в воде. В состав прополиса входят: смесь смол и бальзамов (55%), воск (30%), эфирное масло (10%), цветочная пыльца (5%), витамины А, С, группы В и др. микроэлементы. В прополисе содержится коричный спирт, коричная и бензойная кислоты, дубильные вещества и т.д. В его составе обнаружены гликокол, аспарагиновая и глютаминовая кислоты, аланин, триптофан, фенилаланин, лейцин. Из прополиса выделено более 20 соединений, которые представлены тремя группами биологически активных веществ: кислотами, полифенолами и соединениями изопреноидной структуры.
Прополис обладает антибактериальным действием (патент Европейского патентного ведомства № ЕР 0109993, МПК А61К 8/02, А61К 8/98, А61К 35/64, опубл. 13.06.1984 г.)
В опытах использовали настойку прополиса (100 г прополиса настаивают в 80% спирте, полученный раствор, доводят до 1000 мл водой) производства ООО «Гиппократ», Россия, г. Самара.
Показаниями к применению данной настойки являются микротравмы и поверхностные повреждения кожных покровов и слизистых оболочек, отит, фарингит, тонзиллит, заболевания пародонта.
Однако предлагаемый препарат не нашел применения в ветеринарной практике.
Предлагаемый способ обработки яиц способствует подавлению роста патогенной и условно-патогенной микрофлоры в период инкубации, не оказывает отрицательного действия на развитие эмбрионов, повышает выводимость яиц на 4-5%, вывод цыплят на 4-5%, сохранность - на 2-3%, обеззараживает слизистые оболочки дыхательных путей выведенного молодняка, и тем самым способствует профилактике респираторных инфекций в инкубатории.
Пример 1. Определение бактерицидной активности настойки прополиса и эффективной концентрации in vitro.
Сравнивали бактерицидное действие настойки прополиса и спирта, используемого для ее приготовления. Из настойки прополиса и спирта готовили серийные разведения: 1:5, 1:10, 1:15, 1:20, вносили исследуемый тест-штамм, жизнеспособность микроорганизмов определяли через 24 часа взаимодействия путем высева на плотные питательные среды (ГРМ-агар, стафилококкагар). Микробиологический мониторинг в инкубаториях позволил установить, что доминирующими микроорганизмами являются Escherichia coli и Staphylococcus spp.(Лыско С.Б., Макарова О.А. Микробиологический мониторинг в инкубаториях // Птицеводство. 2009. - №8. - С. 43-44).
В качестве тест-штаммов были использованы полевые культуры Escherichia coli, Staphylococcus aureus выделенные в инкубатории.
Из таблицы 1 видно, что настойка прополиса проявляет высокую антибактериальную активность в отношении исследованных возбудителей, вызывая их гибель при разведениях 1:10 - Escherichia coli и 1:15 - Staphylococcus aureus, по сравнению со спиртом, который не проявляет антибактериальной активности даже в разведении 1:5.
Примечание: «+» - наличие роста культуры; «-» - отсутствие роста культуры
Исходя из проведенного опыта мы предлагаем оптимальное разведение настойки прополиса оказывающее бактерицидное действие и на кишечную палочку и на стафилококк в следующем соотношении компонентов 1 часть настойки прополиса 10 частей воды.
Пример 2. Изучение различных способов обработки инкубационных яиц. Из инкубационных яиц кросса «Росс-308» были скомплектованы контрольная и три опытные группы по 1000 штук в каждой, которые размещены в отдельных, идентичных инкубаторах. Для контроля микробной обсемененности проводили микробиологические исследования: смывов со скорлупы инкубационных яиц (на наличие стафилококков, бактерий группы кишечной палочки) - перед закладкой и на 11,5, 18,5 сутки инкубации; воздуха в инкубаторах (общее микробное число, бактерии группы кишечной палочки, стафилококки, энтерококки, микроскопические грибы) - на 11,5, 18,5 и 21,5 сутки инкубации; соскобов со слизистой оболочки гортани выведенного молодняка. При оценке результатов инкубации учитывали выводимость яиц, причины гибели эмбрионов. С целью изучения жизнеспособности молодняка первые 10 дней выращивания осуществляли ежедневный учет сохранности с регистрацией причин гибели.
3
3
В контрольной группе перед началом инкубации проведена обработка парами формальдегида (на 1 м камеры 30 мл формалина, 20 г марганцовокислого калия и 15 мл воды), экспозиция 30 мин; при переносе и до момента вывода (18,5-21,5 сутки инкубации) - формалин разбавленный наполовину с водой. В опытных группах обработку осуществляли аэрозольно настойкой прополиса разведенной водой 1 часть прополиса и 10 частей воды из расчета 250 мл на 1 м. В первой опытной группе обработку осуществляли трехкратно: первую обработку перед началом инкубации, последующие на 18,5 и 21,5 сутки инкубации. Во второй группе аналогично первой, только - четырехкратно: перед началом инкубации, последующие на 11,5, 18,5 и 21,5 сутки инкубации. В третьей группе: первая обработка - перед началом инкубации проведена парами формальдегида, а затем двукратная обработка настойкой прополиса (1:10) на 18,5 и 21,5 сутки инкубации.
Из таблицы 2 видно, что при исследовании смывов с поверхности скорлупы инкубационных яиц к 18,5 суткам инкубации наблюдается снижение частоты выделения стафилококков на 80-90%, бактерий группы кишечной палочки (БГКП) на 20% в 1-й, 2-й, 3-й опытных группах по сравнению с контролем.
3
3
3
3
3
Данные таблицы 3 подтверждают, что настойка прополиса снижает микробную обсемененность воздуха к 21,5 суткам инкубации в 1-й, 2-й и 3-й группах по сравнению с контрольной: общее микробное число - на 83, 94 (Р<0,01) и 30 КОЕ/м; бактерии группы кишечной палочки - на 78, 85 (Р<0,01) и 57 КОЕ/м; стафилококки - на 81 (Р<0,01), 81 (Р<0,01) и 79 (Р<0,01) КОЕ/м; энтерококки - на 20, 26 (Р<0,05) и 12 КОЕ/м; микроскопические грибы - на 17 (Р<0,05), 21 (Р<0,01) и 11 (Р<0,05) КОЕ/м. Наименьшая обсемененность наблюдалась во второй опытной группе.
Примечание.**Р<0,01; *Р<0,05; ***Р<0,001
Прижизненным исследованием соскобов со слизистой оболочки гортани у выведенного молодняка установлено, что наибольший спектр микроорганизмов выделен у цыплят контрольной группы, наименьший у цыплят второй группы (таблица 4).
При этом 80% микроорганизмов выделено в ассоциациях. Наибольшее количество ассоциаций микроорганизмов выделено в контрольной группе: Enterococcus faecalis+Pseudomonas aeruginosa+Citrobacter freundii, Staphylococcus spp+Enterococcus faecalis+Citrobacter freundii и Staphylococcus spp+Enterobacter cloacea+Citrobacter freundii. В первой группе выделены следующие две ассоциации: Staphylococcus spp+Enterococcus faecium и Staphylococcus spp+Enterococcus faecalis. Во второй группе выявлена одна ассоциация - Staphylococcus spp+Enterococcus faecalis+Escherichia coli, а в третьей две - Staphylococcus spp+Citrobacter freundii и Enterococcus faecalis+Escherichia coli.
Примечание: «+» - наличие роста культуры; «-» - отсутствие роста культуры
Из таблицы 5 наблюдаем, что наибольшее количество яиц категории «гибель эмбрионов до 48 часов инкубации» в контрольной и третьей группах, которые обработаны парами формальдегида перед закладкой, связана с негативным влиянием формалина на развитие эмбриона в первые сутки инкубации. Наибольший отход категории яиц «задохлики» также отмечали в контрольной группе, в которой на 18,5 сутки инкубации была проведена обработка формальдегидом. Снижение данной категории в опытных группах можно связать с уменьшением микробного фона и отсутствием отрицательного влияния настойки прополиса на эмбрион при многократных обработках. Наибольшую выводимость яиц при наименьших значениях категории яиц «гибель эмбрионов до 48 часов» и «задохлики» отмечали во второй группе.
В первой группе выводимость на 0,6% выше, чем в контрольной, за счет уменьшения категории яиц «гибель эмбрионов до 48 часов» - 0,4% и «задохлики» - 1,4%. Во второй группе выводимость яиц на 3,3% превышала контроль за счет уменьшения категории яиц «гибель эмбрионов до 48 часов» на 1,4%, «задохлики» - на 3,4%. В третьей группе выводимость яиц на 0,7% выше по сравнению с контрольной за счет уменьшения категорий яиц «задохлики» - 2,6%. Самая высокая выводимость яиц была во второй группе, разница с первой составила 2,7%, с третьей 2,6%.
У цыплят опытных групп, сохранность в первые 10 дней выращивания была на 1-3% выше по сравнению с контролем, при этом лучший результат отмечен во второй группе. Основными причинами гибели цыплят контрольной группы были пневмонии, амфолиты и подагра, опытных - травма. У цыплят опытных групп при патологоанатомическом вскрытии патологий органов респираторного тракта не обнаружено, в отличии от контрольной.
Пример 3. Испытание способов обработки инкубационных яиц
3
3
Из инкубационных яиц птицы кросса «Росс-308» скомплектованы контрольная и опытная группы по 1000 яиц в каждой, которые размещены в отдельных, идентичных инкубаторах. Для обработки инкубационных яиц в инкубаторе с контрольной группой перед закладкой была проведена дезинфекция парами формальдегида (на 1 м камеры 30 мл формалина, 20 г марганцовокислого калия и 15 мл воды), экспозиция 30 мин; при переносе и до момента вывода - формалин разбавленный наполовину с водой. В инкубаторе с опытной группой обработку инкубационных яиц осуществляли аэрозольно настойкой прополиса разведенной водой 1:10 из расчета 250 мл раствора на 1 м камеры перед началом инкубации и на 11,5, 18,5, 21,5 сутки инкубации.
При оценке эффективности обработок учитывали развитие эмбрионов в процессе инкубации, выводимость яиц, вывод молодняка, осуществляли патологоанатомический анализ погибших эмбрионов и причины их гибели в каждой группе. Проводили бактериологические исследования смывов со скорлупы инкубационных яиц (бактерии группы кишечной палочки, стафилококки), исследование воздуха (общее микробное число, бактерии группы кишечной палочки, стафилококки, энтерококки, микроскопические грибы), наличие патогенной и условно-патогенной микрофлоры в отходах инкубации.
Из таблицы 6 видим, при исследовании смывов с поверхности скорлупы установлено, что обработка инкубационных яиц настойкой прополиса позволила снизить частоту выделения стафилококков на 20-70%), БГКП - на 50-70% с поверхности скорлупы и препятствовала их размножению на протяжении всей инкубации.
3
3
3
3
3
Результаты микробиологических исследований воздуха в инкубаторах свидетельствуют о бактерицидном действии препарата прополиса на патогенную, условно-патогенную микрофлору и микроскопические грибы в период инкубации (таблица 7). Аэрозольная обработка воздуха настойкой прополиса к 21,5 суткам способствовала снижению ОМЧ на 341 КОЕ/м, БГКП - на 48 КОЕ/м, стафилококков - на 129 КОЕ/м, энтерококков - на 79 КОЕ/м, микроскопических грибов - на 51 КОЕ/м по сравнению с контрольной группой.
Примечание. **Р<0,01; *Р<0,05; ***Р<0,001
При бактериологическом исследовании соскобов со слизистой оболочки гортани наиболее широкий спектр микроорганизмов был выделен у цыплят контрольной группы (таблица 8).
Наибольшее количество видов ассоциаций выделено в контрольной группе: Enterococcus faecalis+Citrobacter freundii+Staphylococcus aureus+Enterobacter agglomerans, Enterococcus faecalis+Enterobacter agglomerans+Escherichia coli, Staphylococcus aureus+Enterococcus faecalis+Enterobacter agglomerans, Escherichia coli+Enterococcus faecalis+Enterobacter agglomerans+Staphylococcus aureus. В опытной выделена одна ассоциация - Enterococcus faecalis+Staphylococcus aureus.
Примечание: «+» - наличие роста; «-» - отсутствие роста
Из таблицы 9 видим сравнительные результаты инкубации по группам: выводимость яиц в опытной группе была на 4,8% выше по сравнению с контрольной за счет уменьшения количества яиц категории «гибель эмбрионов до 48 часов» - 0,9%, «кровяное кольцо» - 2,6%, «замершие эмбрионы птицы» - 0,9%, «задохлики» - 1,3%, вывод цыплят в опытной группе выше на 4,2%. Сохранность цыплят в первые 10 дней выращивания в опытной группе на 2% превышала ее в контрольной.
Таким образом предлагаемый способ обработки инкубационных яиц позволяет снизить рост патогенной и условно-патогенной микрофлоры в период инкубации, не оказывает отрицательного действия на развитие эмбрионов, повышает выводимость яиц на 4-5%, вывод цыплят на 4-5%, сохранность цыплят в первые 10 дней выращивания на 2-3%, обеззараживает слизистые оболочки дыхательных путей выведенного молодняка, и тем самым способствует профилактике респираторных инфекций в инкубатории.