Insilico реконструкция фукоидан-утилизирующих локусов морских бактерий formosaalgae, Formosa haliotis и Wenyingzhuangia fucanilytica

БИОЛОГИЧЕСКИЕ НАУКИ

IN SILICO РЕКОНСТРУКЦИЯ ФУКОИДАН-УТИЛИЗИРУЮЩИХ ЛОКУСОВ МОРСКИХ БАКТЕРИЙ FORMOSA ALGAE, FORMOSA HALIOTIS И WENYINGZHUANGIA FUCANILYTICA Зуева А. О.1, Сильченко А. С.2, Ермакова С. П.3

'Зуева Анастасия Олеговна - бакалавр, кафедра биоорганической химии и биотехнологии, Школа естественных наук, Дальневосточный федеральный университет; 2Сильченко Артем Сергеевич — кандидат химических наук, научный сотрудник; 3Ермакова Светлана Павловна - доктор химических наук, заведующая лабораторией, Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Тихоокеанский институт биоорганической химии им. Г. Б. Елякова Дальневосточное отделение Российской академии наук, г. Владивосток

Аннотация: микроорганизмы играют ключевую роль в метаболических процессах различных экосистем. Выявление микроорганизмов и метаболических путей, ответственных за деградацию полисахаридов бурых водорослей, является важным для понимания глобального метаболизма углеводов. Ферментативный аппарат морских бактерий, участвующий в катаболизме сульфатированных полисахаридов бурых водорослей, практически не изучен. В данной работе нами впервые представлен in silico-анализ фукоидан-утилизирующих локусов (FULL) морских бактерий Formosa algae, Formosa haliotis и Wenyingzhuangia fucanilytica. Методом сравнительной геномики определены границы оперонов и их регуляторы, предположена функция некоторых, ранее не изученных белков и предложен путь катаболизма сульфатированных фукозсодержащих полисахаридов морскими бактериями. Ключевые слова: морские бактерии, геном, полисахариды бурых водорослей, фукоиданы, фукоидан-утилизирующий локус.

IN SILICO RECONSTRUCTION OF FUCOIDAN UTILAZATION LOCI OF FORMOSA ALGAE, FORMOSA HALIOTIS AND WENYINGZHUANGIA

FUCANILYTICA Zueva A.1, Silchenko A.2, Ermakova S.3

'Zueva Anastasiya - undergraduate, DEPARTMENT OF BIOORGANIC CHEMISTRY AND BIOTECHNOLOGY, SCHOOL OF NATURAL SCIENCES,

FAR EASTERN FEDERAL UNIVERSITY; 2Silchenko Artem — PhD in chemistry, scientific researcher; 3Ermakova Svetlana — Doctor in chemistry, head of laboratory, G. B. ELYAKOVPACIFIC INSTITUTE OF BIOORGANIC CHEMISTRY FAR EASTERN BRANCH, RUSSIAN ACADEMY OF SCIENCES, VLADIVOSTOK

Abstract: microorganisms play a key role in metabolic processes in different ecosystems. Determination of microorganisms and metabolic pathways responsible for the degradation of polysaccharides from brown algae is important for understanding of the global carbohydrate metabolism. Enzymatic machinery of marine bacteria that involved in the catabolism of sulfated polysaccharides from brown algae, practically has not been studied. In present work we describe in silico-analysis offucoidan utilization loci (FULL) of marine bacteria Formosa algae, Formosa haliotis and Wenyingzhuangia fucanilytica. We identified the borders of operons and their transcriptional regulators, assume the function of some hypotetical proteins and proposed catabolic pathways of sulfatedfucose-containing polysaccharides by marine bacteria.

Keywords: marine bacteria, genome, brown algae polysaccharides, fucoidan, fucoidan utilization loci.

УДК 577.151.52 DOI: '0.20861/2304-2338-20'7-87-00'

Введение

Морские макроводоросли играют огромную роль в глобальном цикле углерода, а различные полисахариды составляют большую часть их сухого вещества. Выявление микроорганизмов и метаболических путей, ответственных за деградацию этих полисахаридов, является не только важным для понимания метаболизма углеводов, но также предлагает потенциал для производства биотоплива с использованием морских водорослей в качестве сырья.

Фукоиданы являются важным классом структурно-неоднородных сульфатированных полисахаридов, найденных в бурых водорослях. Однако, лишь немногие организмы, как было показано, способны метаболизировать этот сложный полисахарид [1]. Эти полисахариды представлены сульфатированными фуканами, галактофуканами и сложными по составу гетерополисахаридами, в которых кроме остатков фукозы в большом количестве содержатся и другие моносахариды, такие как галактоза (Gal), манноза (Man), ксилоза (Xyl) и уроновые кислоты (U) [2]. Ферментативный аппарат морских бактерий, участвующий в катаболизме сульфатированных полисахаридов бурых водорослей, практически не изучен. Интерес к этим ферментам возрастает, поскольку они могут быть использованы как инструменты в изучении сложных молекул фукоиданов, обладающих широким спектром биологических активностей [3-5].

Ферменты, которые могут деполимеризовать молекулы фукоиданов, слабо изучены [1]. Гипотетически, в его расщеплении могут принимать участие фукоиданазы, сульфатазы, фукозидазы, различные гликозидазы, а так же лиазы. Штаммы морских микроорганизмов, способные катаболизировать молекулы фукоиданов, в основном, являются изолятами донных отложений [6-8], морских водорослей и беспозвоночных [9-11]. Имеются публикации о нуклеотидных последовательностях геномов некоторых из них [12, 13].

Гены, кодирующие деполимеризацию полисахаридов в бактериях, относящихся к типу Bacteroidetes, часто организованы в большие опероны или регулоны, которые называются полисахарид-утилизирующими локусами (PULs) [14]. Эти локусы обычно кодируют SusC- и SusD-подобные белки, а также транскрипционные регуляторы и различные транспортеры [15]. Эти белки участвуют в регуляции транскрипции оперонов, захвате продуктов расщепления полисахаридов и поступлении этих продуктов внутрь бактериальной клетки. Каждый локус имеет свою специализацию. В зависимости от типа расщепляемого полисахарида различается состав генов входящих в локус. К примеру, в катаболизме растительных ксилоглюканов, состоящих из остатков глюкозы, ксилозы и фукозы, участвуют, по меньшей мере, 10 генов, кодирующих различные гликозидгидролазы (GH) и полисахарид-свзывающие модули (CBM) [14].

Устройство фукоидан-утилизирующих локусов морских бактерий до сих пор не описано. Поиск этих локусов и характеристика белков кодируемых ими являются не только ключом к пониманию катаболизма фукоиданов, но и помогут создать модифицированные микроорганизмы с желаемым ферментативным аппаратом, как для эффективной конверсии биомассы водорослей, так и получения различных биологически активных олигосахаридов.

Результаты и их обсуждение

Ранее было показано, что штамм морской бактерии Formosa algae является продуцентом фукоиданаз [16]. Геном данной бактерии был секвинирован (GenBank: GCA_001439665.1) и проведен поиск генов-гомологов фукоиданаз (GH107) 107 семейства гликозидгидролаз (GH, CAZy). В результате были обнаружены два гена кодирующие фукоиданазы (Рисунок 1, F. algae, номера 31 и 32). Гены, находящиеся в непосредственной близости к генам фукоиданаз, подвергались тщательному анализу и ручному аннотированию.

Границы фукоидан-утилизирующего локуса (FUL) F.algae были определены по наличию транскрипционного регулятора LytTR и гена кодирующего транспозазу. FUL F.algae на начальном этапе его реконструкции представлял собой кластер из 17 различных генов (рисунок 1, F.algae, гены 23-38). Для уточнения структуры фукоидан-утилизирующего локуса F. algae (FUL_F.a.) и его сравнения с другими микроорганизмами был использован метод сравнительной геномики. Алгоритм BLASTp был применен для поиска белков - гомологов FUL_F.a., что позволило выявить 14 ортологов генов FUL_F.a., включая фукоиданазы, в геномах Formosa haliotis LMG 28520 (GenBank: GCA_001685485.1) и Wenyingzhuangia fucanilytica CZ1127 (GenBank: GCA_001697185.1).

Некоторые гены-ортологи FUL_F.a. были обнаружены в морских бактериях Polaribacter sp. KT25b (GenBank: GCA_900105145.1), Flagellimonas sp. DK169 (GenBank: GCA_001413955.1), Tamlana sedimentorum JCM 19808 (GenBank: GCA_000943565.1), Rhodopirellula sp. SWK7 (GenBank: GCA_000346425.1) и Echinicola pacifica DSM 19836 (GenBank: GCA_000373245.1) (таблица 1).

Стоит отметить, что все ортологи генов FPUL_F.a. в этих организмах находились внутри одного локуса. Локусы данных организмов аналогично FUL_F.a. имели в своем составе гены,

кодирующие сульфатазы (SE) и фукозидазы (GH29 и GH95), за исключением генов фукоиданаз GH107. Можно предположить, что часть из этих микроорганизмов способны расщеплять молекулы фукозсодержащих сульфатированных полисахаридов, либо являются частью сообщества микроорганизмов, которые принимают в этом участие.

FUL К fttcamlytica

FUL Я haliotis

\ ^ О

DD» то СЮ »DD»" » ШХ>ГС»»[)М > »D

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 И 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 2223 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34

FUL F algae

23 24 25 26 27

С U/k, CBM - Белок с

неизвестной функцией, <G - Белок с неизвестной функцией;

< АгаС - Предположительно, регулятор транскрипции,

аа (я «а

22 2120 18 17 16 15 14 13 12 11 10 9 8 7 6 5 4 3 2 I

4P!. - Предположительно, полисахарид-лиаза; <3 и/К, GH - Гликвзидгщролаза с

неизвестной функцией; d SE - Су1ьфатаза;

29 30 ЗД 32 33 34 35 36 37 38 39

d СЕ - Предположительно, ....... ,

карбоксизстераза; * GH43 " Гпикозидгидролаза 43 семейства,

Щ - Пепгидаза; OGH95 - Гликозидгидролаза 95 семейства;

<] SGNH-family-Белокс ^GH29 - Гликозидгидролаза 29 семейства;

неизвестной функцией; ^(тН107 - Гликозидгидролаза 107 семейства;

ТопВ - Транспортер, RagB/SusD - Нутриепт-связывшощий

белок.

Рис. 1. Структура фукоидан-утилизирующих локусов (FUL) морских бактерий W. fucanilytica,

F. haliotis и F. Algae

Таблица 1. Ортологи генов FUL_F.a., присутствующие в некоторых штаммах бактерий

Штаммы бактерий Семейство Номера генов-ортологов FPUL F.a

Polaribacter sp. KT25b Flavobacteriaceae 25 (GH29); 28 (TonB); 29 (CE); 38 (SE).

Flagellimonas sp. DK169 Flavobacteriaceae 25 (GH29); 29 (CE); 33 (U/k); 34 (U/k); 36 (GH43).

T. sedimentorum JCM 19808 Flavobacteriaceae 25 (GH29); 26 (U/k, GH); 28 (TonB); 29 (CE); 35 (SE); 36 (GH43); 37 (GH29).

Rhodopirellula sp. SWK7 Planctomycetaceae 25 (GH29); 26 (U/k, GH); 27 (PL); 28 (TonB); 29 (CE); 32 (PL); 35 (SE); 36 (GH43); 37 (GH29); 38 (SE).

E. pacifica DSM 19836 Cyclobacteriaceae 29 (CE); 27 (PL); 35 (SE); 38 (SE).

Анализ FUL F. haliotis (FUL F.h.) и W. fucanilytica (FULW.f.) позволил уточнить организацию FUL в целом. FUL F.h. и FULW.f. представлены 33 и 32 различными генами (рисунок 1, таблица 2). Предполагаемые опероны FUL этих микроорганизмов регулируются AraC-подобным транскрипционным регулятором. В FUL F.h. и FUL W.f. присутствуют, гомологичные между собой, гены Sus системы (Starch utilizing system), представленные RagB/SusD -нутриент-связывающим белком и пориноподобным TonB-зависимым транспортером. Суть работы этой системы состоит в захвате коротких олигосахаридов белком RagB/SusD, продуктов действия гликозидгидролаз и их транспорте через наружную мембрану в периплазматическое пространство с помощью транспортера, где осуществляется их дальнейшее расщепление до моносахаридов [17]. Участие этой системы в катаболизме различных полисахаридов характерна для бактерий типа Bacteroidetes [14], однако, не была описана ранее для катаболизма фукоиданов.

Названи е генов в FUL КФ шифр Функция Количество генов в FUL

FULF.a FULF.h. FULW.f.

GH107 3.2.1.-; 3.2.1.44 Эндо-гликозидгидролазы. Гидролиз гликозидных связей между 1,3- или 1,4-связанными остатками сульфатированной а-L-фукозы внутри основной цепи фукоиданов. 2 3 4

GH29 3.2.1.51; 3.2.1.11; 3.2.1.63; 3.2.1.- Отщепление а^-фукозы связанных 1,3/1,4- -гликозидными связями. 6 5 5

GH95 3.2.1.51; 3.2.1.63; 3.2.1.-. Отщепление а^-фукозы связанных 1,2-гликозидными связями. Р-Галактозидаза широкой специфичности действия. 1 1 2

GH43 3.2.1.37; 3.2.1.55; 3.2.1.99; 3.2.1.8; 3.2.1.145. Р-Ксилозидаза; а-^ арабинофуранозидаза; арабиназа; ксилазидаза; галактан 1,3-Р-галактозидаза; Р-1,3-ксилозидаза 4 4 2

SE 3.1.6.- Сульфоэстеразы. Гидролиз сульфоэфирных связей. 8 8 6

CE 3.1.1.- Предположительно, карбоксиэстеразы. Отщепление карбоксильных групп. 1 1 1

PL 4.2.2.- Гипотетические полисахарид-лиазы. Расщепление гликозидных связей между остатками уроновых кислот или уроновой кислотой и другим моносахоридным остатком, по механизму Р-элиминирования. 4 4 4

U/k, CBM6 - Функция неизвестна. 2 1 1

U/k, GH - Функция неизвестна. Предсказанный фолд (р/а)8 -характерен для большинства гликозидаз (в основном экзо-типа). 1 1 1

SGNH-family 3.1.1.- Предположительно ацетилэстераза. Гидролаза, которая отщепляет ацетатные группы от различных соединений, в том числе от моно- и полисахаридов. 1 1 1

TonB - TonB-зависимый транспортер. Транспорт моно-и олигосахаридов через наружную мембрану в периплазматическое пространство. 2 1 1

RagB/Su sD - Нутриент-связывающий белок. Мембранный белок. Связывает олигосахариды в непосредственной близости от транспортера. 1 1 1

AraC - Регулятор транскрипции. Инициирует начало транскрипции оперонов. 1 1 1

Гены AraC, TonB, RagB/SusD, различные гликозидгидролазы, сульфатазы и полисахарид-лиазы, гомологичные генам FULF.h. и FUL_W.f., так же обнаружены и в F. algae, однако, они присутствовали в другой обласи генома нежели область локализации фукоиданаз GH107 (рисункок 1, F. algae, номера генов 1-22). Это может быть результатом транслокации части генов FUL_F.a. в другую область генома F. algae, свидетельством этого служат гены, кодирующие транспозазы, которые расположены в непосредственной близости. Таким образом FUL_F.a. был разорван на две части (рисунок 1).

Наличие генов фукозидаз (GH29 и GH95), сульфатаз (SE) и фукоиданаз (GH107) указывает на способность FUL расщеплять сульфатированные фуканы, которые встречаются в бурых водорослях и некоторых представителях иглокожих [2]. Фукансульфаты различаются типом гликозидных связей между остатками фукозы и положением сульфатных групп в их молекулах. Наличие большого разнообразия генов кодирующих GH29, SE и GH107 (таблица 2) указывает на их различную специфичность действия.

Во всех исследуемых FUL обнаружены гены предположительно кодирующие полисахарид-лиазы (PL). Гомологи этих генов отсутствовали в базе данных CAZy, однако, PSI-BLAST и InterProScan выявили наличие в PL доменов пектин-лиаз и, в некоторых случаях, гепариназ. Фукоиданы различных видов бурых водорослей имеют различную структуру и моносахоридный состав. Часто в составе фукоиданов встречаются остатки глюкуроновой кислоты (GlcUA), остатки других уроновых кислот в фукоиданах пока не обнаружены [18]. Вероятно, PL учавствуют в расщеплении гликозидных связей между остатками GlcUA-GlcUA или GlcUA и остатком другого моносахарида, например фукозой (Fuc) или галактозой (Gal), которые часто присутствуют в фукоиданах [2]. На сегодняшний день известна только одна лиаза, действующая на фукоидан [19]. Однако, гены PL FUL не являются гомологами описанной фукоидан-лиазы.

В FUL присутствует большое число генов GH43, которые действуют на ксилозосодержащие полисахариды [14, 20]. Остатки ксилозы (Xyl) так же обнаружены в фукоиданах, однако, часто содержатся в минорных количествах. Вероятно, ферменты семейства GH43 действуют на сульфатированный ксилофукоглюкуронаны (рисунок 2), которые как и фукоиданы присутствуют в клеточной стенке бурых водорослей [21]. Гены, кодирующие PL, GH29, GH95 и SE, так же могут принимать участие в расщеплении этого типа полисахаридов. Наличие всех вышеперечисленных генов указывает на широкую специализацию локусов FUL, способных расщеплять не только сульфатированные фуканы, но и сложные фукозсодержащие полисахариды (рисунок 2).

Ферма ггы действующие но эндо-типу (GH PL);

Сульфо- (SE) и

карбоксиэстсразы

(СЕ);

Ферма пы действующие по экзо-типу

Ксилофукошюкуронаны

PL PL PL Gil 107

Ф I i Ф

Фукоиданы сложного состава

GIU07 PL

I I

PL

I

GH107 . + „

1 SE

I

Д—A——A

PL GH29/GH95 GH43

Д — A— —A

-1-

Д  A

SE

SE i

SE

I

Д-1

GH29/GH95 PL GH29/GH950H4J PL

< 4- I I Ф

— Д——О—О д—

до

Gil - гликозидгидролазы; PL-полисахарид-лиазы; —-О-гликозидные связи, - Суяьфатироваииая

различных типов; фукоза;

Д- Остаток А- Глюкуршювая А- Ксиноза; - Фугоза; #- Срьфашрованная О- Галактоза.

4-дажси-Р-О- кислота, галактоза,

глюко^-енурозил;

Рис. 2. Схематическое действие ферментной системы FUL на модели фукозсодержащих полисахаридов

сложного состава

Часть генов FUL не поддается анотированию ввиду отсутствия какой либо информации о доменной организации этих белков в существующих на сегодняшний день базах данных. Дальнейшее изучение продуктов генов FUL методами структурной биологии поможет установить взаимосвязь между структурой и функцией новых, не изученных ранее, белков и ответить на вопрос о том, каким образом функционирует FUL.

Заключение

Показано, что, как и большенство PULs бактерий типа Bacterioidetes, в состав фукоидан-утилизирующих локусов входят гены, кодирующие Sus-подобные белки и транскрипционные регуляторы. В состав FUL входит большое количество различных фукоиданаз (GH107), фукозидаз (GH29 и GH95) и сульфатаз (SE), что является закономерным и согласуется со структурой фукансульфатов. Наличие генов, кодирующих другие гликозидазы (GH) и полисахарид-лиазы (PL), указывает на способность этих локусов расщеплять не только фукансульфаты, но и фукоиданы сложного состава. Таким образом, в данной работе впервые представлена информация об организации FUL: определены границы оперонов и их регуляторы, предположена функция некоторых, не изученных ранее белков и предложен путь катаболизма сульфатированных фукозсодержащих полисахаридов морскими бактериями. Материалы и методы

Поиск гомологов фукоиданаз 107 структурного семейства (GH107, CAZy) проводили методом BLASTp в базе данных NCBI. Нуклеотидные последовательности геномов морских бактерий, содержащие гены GH107, подвергались автоматизированному анотированию с помощью сервера RAST [22]. Для анализа, реконструкции и визуализации генов использовали програмное обеспечение Artemis [23]. Наличие сигнальных последовательностей определяли с помощью ServerIP [24]. Доменную организацию белков и их функцию определяли с помощью IntrProScan [25]. Принадлежность белков к семействам гликозидгидролаз (GH), полисахарид-лиаз (PL) и эстераз (SE, CE) проводили c помощью dbCAN HMMs и алгоритма BLASTp базы данных CAZy [26], достоверными считали значения, где «E-value» было не ниже 1e-30, а идентичность не меньше 30 %. Белки с неизвестной функцией подвергались дополнительному анализу путем поиска генов-ортологов, с помощью BLASTp (NSBI) в других организмах и дополнительным анализом соседних генов в организмах, которых они встречаются (реконструкция функции локуса). На основании предсказанной функции расположенных рядом генов выстраивалась гипотеза о функции этих белков. Благодарность

Данна работа выполнена при поддержке гранта программы Дальний восток -«Исследования биологически активных веществ с участием студентов, аспирантов и молодых ученых как путь подготовки квалифицированных кадров» (№ 15-I-5-002 о).

Список литературы / References

1. Kusaykin M. I., Silchenko A. S., Zakharenko A. M., Zvyagintseva T. N. Fucoidanases // Glycobiology, 2015. V. 1. P. 1-10.

2. Li B., Lu F., Wei X., Zhao R. Fucoidan: Structure and Bioactivity // Molecules, 2008. V. 13. P. 1671-1695.

3. Zonga A., Cao H., Wang F. Anticancer polysaccharides from natural resources: A review of recent research // Carbohydr. Polym., 2012. V. 90. P. 1395-1410.

4. Hayashi K., Nakano T., Hashimoto M., Kanekiyo K., Hayashi T. Defensive effects of a fucoidan from brown alga Undaria pinnatifida against herpes simplex virus infection // Int. J. Immunopharmacol., 2008. V. 8. № 1. P. 109-116.

5. Colliec S., Jozefonvicz J. A low molecular weight fucoidan fraction from the brown seaweed Pelvetia canaliculata // The International Journal of Plant Biochemistry, 1994. V. 35. № 3. P. 697-700.

6. Descamps V., Colin S., Lahaye M., Jam M., Richard C., Potin P., Barbeyron T., Yvin J., Kloareg B. Isolation and culture of a marine bacterium degrading the sulfated fucans from marine brown algae // Mar. Biotechnol., 2006. V. 8. № 1. P. 27-39.

7. Woo-Jung K., Kim S., Lee Y., Kim H., Kim H., Moon S., Suh H., Jang K., Park Y. Isolation and characterization of marine bacterial strain degrading fucoidan from korean Undaria pinnatifida sporophylls // J. Microbiol. Biotechnol., 2008. V. 18. № 4. P. 616-623.

8. Barbeyron T., L'Harold S., Michel G., Czjzek M. Mariniflexile fucanivorans sp. nov., a marine member of the Flavobacteriaceae that degrades sulphated fucans from brown algae // Int. J. Syst. Evol. Microbiol., 2008. V. 58. P. 2107-2113.

9. Chang Y., Xue C., Tang Q., Li D., Wu X., Wang J. Isolation and characterization of a sea cucumber fucoidan utilizing marine bacterium // Lett. Appl. Microbiol., 2010. V. 50. № 3. P. 301-307.

10. Sakai T., Ishizuka K., Shimanaka K., Ikai K., Kato I. Structure of oligosaccharides derived from Cladosiphon okamuranus fucoidan by digestion with marine bacterial enzymes // Mar. Biotechnol., 2003. V. 5. № 6. P. 536-544.

11. Бакунина И. Ю., Шевченко Л. С., Недашковская О. И., Шевченко Н. М., Алексеева С. А., Михайлов В. В., Звягинцева Т. Н. Поиск фукоидан-гидролаз среди морских микроорганизмов // Микробиология, 2000. Т. 69. № 3. С. 370-376.

12. Tanaka R., Mizutani Y., Shibata T., Miyake H., Iehata S., Mori T., Kuroda K., Ued M. Genome Sequence of Formosa haliotis Strain MA1, a Brown Alga-Degrading Bacterium Isolated from the Gut of Abalone Haliotis gigantean // Genome Announc., 2016. V. 4. № 6. P. 1312-1316.

13. Chen F., Chang Y., Dong S., Xue C. Wenyingzhuangia fucanilytica sp. nov., a sulfated fucan utilizing bacterium isolated from shallow coastal seawater // int. j. syst. evol. microbiol., 2016. V. 66: P. 3270-3275.

14. Sonnenburg E. D., Sonnenburg J. L., Manchester J. K., Hansen E. E., Chiang H. C., Gordon J. I. A hybrid two-component system protein of a prominent human gut symbiont couples glycan sensing in vivo to carbohydrate metabolism // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 2006. V. 103. P. 8834-8839.

15. Larsbrink J., Rogers T. E., Hemsworth G. R., McKee L. S., Tauzin A. S., Spadiut O., Klinter S., Pudlo N. A., Urs K., Koropatkin N. M., Creagh A. L., Haynes C. A., Kelly A. G., Cederholm S. N., Davies G. J., Martens E. C., Brumer H. A discrete genetic locus confers xyloglucan metabolism in select human gut Bacteroidetes // Nature, 2014. V. 506. № 7489. P. 498-502.

16. Silchenko A. S., Kusaykin M. I., Kurilenko V. V., Zakharenko A. M., Isakov V. V., Zaporozhets T. S., Gazha A. K., Zvyagintseva T. N. Hydrolysis of Fucoidan by Fucoidanase Isolated from the Marine Bacterium Formosa algae // Mar. Drugs., 2013. V. 11. P. 2413-2430.

17. Koropatkin N. M., Martens E. C., Gordon J. I., Smith T. J. Starch catabolism by a prominent human gut symbiont is directed by the recognition of amylose helices // Structure, 2008. V. 16. № 7. P. 1105-1115.

18. Leite E. L., Medeiros M. G. L., Rocha H. A. O., Farias G. G. M., da Silva L. F., Chavante S. F., de Abreu L. D., Dietrich C. P., Nader H. B. Structure and pharmacological activities of a sulfated xylofucoglucuronan from the alga Spatoglossum schroederi // Plant Science, 1998. V. 132. P. 215-228.

19. Sakai T., Kimura H., Kato I. Purification of sulfated fucoglucuronomannan lyase from bacterial strain of Fucobacter marina and study of appropriate conditions for Its enzyme digestion // Mar. Biotechnol., 2003. Vol. 5. № 4. P. 380-387.

20. Youssef N. H., Farag I. F., Rinke C., Hallam S. J., Woyke T., ElshahedM. S. In Silico Analysis of the Metabolic Potential and Niche Specialization of Candidate Phylum "Latescibacteria" (WS3) // PLoS ONE, 2015. V. 10. № 6. e0127499.

21. Michel G., Tonon T., Scornet D., Cock J.M., Kloareg B. The cell wall polysaccharide metabolism of the brown alga Ectocarpus siliculosus. Insights into the evolution of extracellular matrix polysaccharides in Eukaryotes / // New Phytologist., 2010. V. 188. P. 82-97.

22. Aziz R. K., Bartels D., Best A. A., DeJongh M., Disz T., Edwards R. A., Formsma K., Gerdes S., Glass E. M., Kubal M., Meyer F., Olsen G. J., Olson R., Osterman A. L., Overbeek R. A., McNeil L. K., Paarmann D., Paczian T., Parrello B., Pusch G. D., Reich C., Stevens R., Vassieva O., Vonstein V., Wilke A., Zagnitko O. The RAST Server: Rapid Annotations using Subsystems Technology // BMC Genomics, 2008. V. 9. № 75.

23. Rutherford K., Parkhill J., Crook J., Horsnell T., Rice P., Rajandream M. A., Barrell B. Artemis: sequence visualization and annotation // Bioinformatics, 2000. V. 16. № 10. P. 944-955.

24. Petersen T. N., Brunak S., von Heijne G., Nielsen H. Signal P 4.0: discriminating signal peptides from transmembrane regions // Nature Methods., 2011. V. 8. P. 785-786.

25. Jones P., Binns D., Chang H.-Y., Fraser M., Li W., McAnulla C., McWilliam H., Maslen J., Mitchell A., Nuka G., Pesseat S., Quinn A. F., Sangrador-Vegas A., Scheremetjew M., Yong S.-Y., Lopez R., Hunter S. InterProScan 5: genome-scale protein function classification // Bioinformatics, 2014. V. 30. № 9. P. 1236-1240.

26. Yin Y., Mao X., Yang J, Chen X., Mao F., Xu Y. dbCAN: a web resource for automated carbohydrate-active enzyme annotation // Nucleic Acids Res., 2012. V. 40. P. 445-453.