Нейральные маркеры, используемые при изучении дифференцировки стволовых клеток

обзор 57

ОБЗОР

Нейральные маркеры, используемые при изучении дифференцировки стволовых клеток

Д.Э. Коржевский, Е.С. Петрова, О.В. Кирик, Г.В. Безнин, ЕГ. Сухорукова НИИ Экспериментальной медицины СЗО РАМН, Санкт-Петербург

Neural markers in investigation of stem cells differentiation

D.E. Korzhevskii, E.S. Petrova, O.V. Kirik, G.V. Beznin, E.G. Suchorukova

Institute for experimental medicine of Russian academy of medical sciences. Saint Petersburg

Изучение дифференцировки стволовых клеток позволяет обосновать целесообразность использования и подтвердить клиническую эффективность новых разработок в области клеточных технологий. В настоящее время для оценки дифференцировки стволовых клеток широко используются методы иммуноцитохимического выявления синтезируемых ими маркерных белков. В настоящем обзоре дана характеристика наиболее часто применяемых маркеров нейральной дифференцировки, используемых при исследовании гистобласти-ческих потенций стволовых (в том числе нейральных стволо-вых/прогениторных) клеток. К таким нейромаркерам относятся ядерный белок нервных клеток ЫеиЫ, р-тубулин III, ассоциированный с микротрубочками белок МАР2, белки нейрофи-ламентов, нейрон-специфическая енолаза, синаптофизин и связанная с полисиаловой кислотой молекула адгезии нервных клеток (РБА-ЫСАМ). В работе проведена оценка специфичности этих маркеров, выявлены преимущества и недостатки использования методов их выявления. Подчеркивается, что обнаружение экспрессии некоторых белков не может служить однозначным свидетельством дифференцировки стволовых клеток именно в нейроны. Наиболее нейронспе-цифичными являются такие маркеры, как NeuN, белки ней-рофиламентов и синаптофизин.

Ключевые слова: стволовые клетки, нейроны, р-тубу-лин III, ЫеиЫ, МАР2, нейрофиламенты, нейрон-специфичес-кая енолаза, синаптофизин, РБА-ЫСАМ.

Investigation of stem cells differentiation substantiates the reasonability of use and confirms clinical effectiveness of new developments in cellular technology. Immunocytochemical methods of revealing of synthesized marker proteins are widely used in evaluation of stem cells differentiation. This review contains characteristics of the most often used markers of neural differentiation that are used in investigation of histoblastic potencies of stem (including neural stem/progenitor) cells. These neuromarkers include nuclear protein of nerve cells NeuN, beta-tubulin III, protein MAP2 associated with microtubules, proteins of neurofilaments, neuron-specific enolase, synaptophysin and molecule of nerve cells adhesion (PSA-NCAM) connected to polysialic acid. The study evaluates the specificity of these markers and reveals the advantages and disadvantages of methods used for their detection. It is emphasized that detection of some proteins expression cannot serve as an unequivocal evidence of stem cells differentiation into neurons. The most neuronspecific markers are: NeuN, neurofilament proteins and synaptophysin.

Key words: stem cells, neurons, beta-tubulin III, NeuN, MAP2, neurofilaments, neuron-specific enolase, synaptophysin, PSA-NCAM,

Изучение дифференцировки стволовых клеток как in vitro, так и in vivo позволяет обосновать целесообразность использования и подтвердить клиническую эффективность новых разработок в области клеточных технологий. В настоящее время для оценки дифференцировки стволовых и прогениторных клеток (в том числе и нейральных) используют различные подходы, но основным из них является иммуноцитохимическое выявление маркерных белков, синтезируемых клетками, находящимися на различных стадиях дифференцировки. Число используемых маркерных белков постоянно увеличивается, причем для некоторых из них остается не вполне понятной их функциональная роль в клетке. Степень надежности новых маркеров нередко составляет предмет для научных дискуссий.

Обилие дифференцировочных маркеров, отсутствие устоявшихся представлений об их функциональной роли и противоречия в результатах, получаемых при использовании различных антител, создают определенные трудности для специалистов, разрабатывающих новые клеточные технологии, в выборе оптимального

e-mail: iemmorphol@yandex.ru

набора информативных методов для оценки дифференцировки стволовых клеток.

Цель настоящего обзора состоит в характеристике наиболее часто применяемых маркеров нейральной дифференцировки, используемых при исследовании гистобластических потенций нейральных стволовых/ прогениторных клеток (НСПК) и других стволовых клеток, антитела к которым производятся ведущими биотехнологическими компаниями, а также в оценке их преимуществ и недостатков.

Известно, что дифференцированные нейроны способны синтезировать много различных специфических белков, выявление которых может служить свидетельством о нейральной дифференцировке потомков НСПК. Однако большинство из этих маркеров присутствуют лишь в отдельных группах нервных клеток. Сравнительно немногие из них обнаруживаются в большинстве нейронов различной локализации. Длительный период изучения особенностей экспрессии различных маркеров нейральной дифференцировки позволил выделить группу наиболее важных из них, которые чаще других

Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том V, № 3, 2010

58 обзор

используются в научных исследованиях, посвященных индукции нейральной дифференцировки у потомков стволовых клеток. В эту группу входят: ядерный белок нервных клеток NeuN, р-тубулин III, ассоциированный с микротрубочками белок МАР2, белки нейрофила-ментов, нейрон-специфическая енолаза, синаптофизин и связанная с полисиаловой кислотой молекула адгезии нервных клеток (PSA-NCAM).

Ядерный белок нервных клеток NeuN

Белок NeuN локализуется в ядрах и перинуклеар-ной цитоплазме большинства нейронов ЦНС млекопитающих. Существование этого нейрального маркера было установлено в 1992 г., когда группе исследователей удалось получить моноклональные антитела (клон А60) к неизвестному ранее ядерному белку [1]. Этот маркер позволяет выявлять нейроны, но не обнаруживается в глиальных клетках. В других тканях, помимо нервной, его наличие не было установлено. Имеются данные об экспрессии NeuN в части клеток дифференцированных опухолей нейрального происхождения (нейроцитомы, ганглиоцитомы, медуллобластомы) [2, 3], что подтверждает его нейроспецифичность. Вследствие этого белок NeuN в течение последнего десятилетия широко используется как универсальный нейрон-специфический маркер при изучении дифференцировки НСПК и других стволовых клеток [4, 5].

NeuN считается растворимым белком и имеет молекулярную массу 46^48 кДа. Он обладает способностью связываться с ДНК in vitro [1]. Нуклеотидная последовательность, кодирующая этот белок, была неизвестна до недавнего времени. В 2009 г. было показано, что белок NeuN является продуктом гена Fox-3, относящегося к семейству генов Fox-1, выполняющих функцию регуляторов сплайсинга [6]. Однако имеющиеся сведения о белке NeuN не позволяют вполне судить о его функциях в нервной клетке.

Синтез белка NeuN начинается в постмитотичес-ких нейробластах на достаточно поздних стадиях дифференцировки [7]. Следует отметить, что этот белок обнаруживается не во всех нейронах. Известен ряд типов нервных клеток в центральной и периферической нервной системе, где NeuN не выявляется. Так, к нейронам, в норме не синтезирующим этот белок, относят клетки Кахаля — Ретциуса (неокортекс), ряд клеток мозжечка (клетки Пуркинье, корзинчатые и звездчатые клетки, клетки Гольджи, униполярные щетинко-вые нейроны и клетки Лугаро, нейроны зубчатого ядра) [1, 8]; нейроны нижних олив; митральные клетки обонятельных луковиц [1]; клетки внутреннего ядерного слоя сетчатки [1, 3]; гамма-мотонейроны в спинном мозге [9, 10] и клетки ганглиев симпатического ствола [3]. Имеются противоречивые данные об особенностях эксрессии NeuN в клетках черного вещества [11, 12]. Выявленные исключения позволяют уточнить типы и локализацию нейронов, для которых NeuN является адекватным дифференцировочным маркером.

В ряде исследований сообщается о различных патологических состояниях, при которых можно наблюдать нарушение выявляемое™ NeuN в клетках, а именно ослабление или исчезновение реакции на антитела к нему. Среди таких случаев отмечают ишемическое повреждение нейронов стриатума [13], болезнь Ген-тингтона, при которой наблюдают прекращение синтеза NeuN нейронами отдельных участков стриатума [14]. Кроме того, наблюдается исчезновение имму-ногистохимической реакции на антитела к NeuN при

эксайтотоксическом повреждении нейронов, когда имеет место селективное поражение пирамидных нейронов поля СА1 гиппокампа при избыточной стимуляции NMDA-рецепторов [15].

Учитывая приведенные данные о нейронах, не экспрессирующих NeuN, можно заключить, что отсутствие этого маркера в дифференцирующихся in vitro клетках не обязательно свидетельствует о том, что они не являются нейронами. В то же время, присутствие NeuN является надежным показателем нейрональной дифференцировки.

р-тубулин III

Тубулин является главным структурным белком микротрубочек цитоскелета. Он представляет собой гетеродимер, состоящий из — и р субъединиц [16]. Как для —-, так и для р-тубулина характерно наличие нескольких изотипов, которые принято обозначать рим-р

типов [17]. Предполагается, что различные изотипы тубулина обладают разными свойствами, поскольку они обнаруживаются в клетках различного происхождения. рр

бочек нервных клеток (нейротрубочек), поэтому его иногда называют нейротубулином [18]. Преимуще-р

возможность для использования его в качестве ней-

р

различные моноклональные и поликлональные антитела, но наибольшее распространение получили антитела клонов TuJ-1[19] и TU-20 [20], которые выявляют эпитопы антигена, устойчивые при формалиновой фиксации и даже при заливке объектов в парафин. р

рованных и дифференцирующихся нейронов, поскольку установлено, что по мере созревания и старения организма в нервных клетках экспрессия этого белка снижается [21]. Предполагается, что он является самым ранним из известных маркеров, позволяющих выявить клетки, вставшие на путь нейрональной дифференцировки [19]. Наиболее высокая концентрация р

в конце эмбриогенеза [21].

Несмотря на широкое использование бета-Т-Ш в качестве нейронального маркера при изучении развития нервной системы [22] и в исследованиях дифференцировки стволовых клеток [23], следует заметить, что специфичность этого маркера в настоящее время под-

р

ется в клетках опухолей глиального происхождения (олигодендроглиомах и астроцитомах) [24, 25], и ряда экстракраниальных опухолей (молочной и поджелудочной желез [26]), а также в дендритных клетках лимфатических узлов [27], фибробластахи кератиноцитах [26].

р

мозге человека экспрессируется в астроцитах, наряду с астроцитарным маркером GFAP [28]. В связи с этим

р

единственного нейронального маркера при оценке дифференцировки НСПК и других стволовых клеток in vitro не является доказательным.

МАР2

Белки, ассоциированные с микротрубочками (microtubule-associated proteins, MAPs), — это семейство структурных фибриллярных белков, которые обратимо связываются с микротрубочками, способствуя

Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том V, № 3, 2010

полимеризации тубулина, придают им устойчивость против деполимеризующих воздействий, а также необходимы для образования пучков микротрубочек. Данное семейство включает большое количество различных белков, из которых для изучения нервной системы наиболее часто используют белки МАР2 и Ьаи [29,30].

МАР2 — стабильный фосфопротеин, устойчивый к нагреванию [31]. Он локализуется в перикарионе нейрона (ассоциированный с полирибосомами), дендритах

[32] и в начальном сегменте аксона нервной клетки

[33]. МАР2 обеспечивает морфологическую стабильность, рост, ветвление дендритов, а также необходим для их посттравматического восстановления [34]. Имеются данные о том, что МАР2 участвует в связывании микротрубочек друг с другом [35], с актиновыми филаментами [36], нейрофиламентами [37].

МАР2 имеет 4 изоформы, кодируемые одним единственным геном и образующиеся путем альтернативного сплайсинга [38]: 2 высокомолекулярные (280 кДа) — МАР2а, МАР2Ь и 2 низкомолекулярные (70 кДа) — МАР2с, МАР2с) [39]. Различные изоформы МАР2 могут служить показателем зрелости нейрона. Например, в процессе нейрональной дифференцировки в ранний постнатальный период происходит смена эмбрионального (или ювенильного) МАР2с на МАР2а. МАР2с) экспрессируется в зрелых нейронах, в то время как МАР2Ь экспрессируется на протяжении всего нейрогенеза и в зрелых нейронах [29, 38]. По мере старения организма экспрессия МАР2 снижается [34, 40]. Для выявления МАР2 большинство исследователей используют моноклональные антитела.

В настоящее время МАР2 широко используют как специфический нейрональный маркер при изучении развития нервной системы [41], в исследованиях, связанных с трансплантацией [42] и дифференцировкой стволовых клеток [43]. Однако специфичность этого маркера может быть подвергнута сомнению, поскольку имеются данные об экспрессии МАР2с в глиальных клетках — астроцитах [44] и олигодендроцитах [30, 45], а также в некоторых клетках других тканей [46, 47].

Приведенные данные свидетельствуют о необходимости тщательного подбора антител к этому маркеру для исключения возможности перекрестной реакции с нежелательными изоформами МАР2.

Белки нейрофипаментов

Нейрофиламенты — нитевидные образования (толщиной 8^10 нм) в цитоплазме нейрона. Они относятся к промежуточным филаментам, которые занимают по толщине промежуточное положение между другими филаментами цитоскелета. Считается, что нейрофиламенты содержатся исключительно в нейронах. Их функция — поддержание формы клетки и обеспечение медленного аксонального транспорта. Нейрофиламенты состоят из трех белков, которые имеют 1М-концевой головной домен, С-концевой хвостовой домен и центральный стержневой домен. Белки, принимающие участие в формировании нейрофиламентов различаются по молекуляной массе. Это — низкомолекулярные белки нейрофиламентов ШР-1_) с молеклярной массой 68^73 кДа, средние — (ЫР-М) — 140-160 кДа и высокомолекулярные (ЫР-Н) — 195-200кДа [48, 49]. Соотношение данных белков является важным условием для реализации функции нейрофиламентов. Сборка белков в общую структуру осуществляется в перикарионе, после чего нейрофиламенты транспортируются в аксон и фосфорилируются. Уровень фосфорилирования

белков нейрофиламентов отражает региональную специализацию цитоскелета в нейронах. В эмбриогенезе вначале начинают синтезироваться NF-L и NF-M, позже появляется NF-H [49].

Использование иммуногистохимических методов выявления белков нейрофиламентов позволяет изучать динамику дифференцировки нервных клеток в процессе онтогенеза. Для выявления фосфорилиро-ванных нейрофиламентов применяются особые антитела [50].

В исследованиях, посвященных нейротрансплантации эмбриональных закладок мозга, для изучения дифференцировки нейронов трансплантатов применяют антитела к NF-L [51]. Установлено, что в процессе дифференцировки нейронов в трансплантатах и интак-тном неокортексе происходит перераспределение этого белка в дифференцирующихся клетках. Сначала NF-L распределяется в околоядерной цитоплазме, затем в коротких отростках крупного диаметра, затем в длинных отростках меньшего и большего диаметра. Выявлена повышенная экспрессия белка NF-L клетками трансплантатов по сравнению с клетками интактного мозга. В настоящее время наряду с другими нейрональными маркерами моноклональные антитела к NF-L используются при исследованиях возможностей мезенхимальных стволовых клеток дифференцироваться в нейрональном направлении после стимуляции трофическими и ростовыми факторами в культуре [52] и при попытках трансплантировать их в поврежденный головной и спинной мозг крыс [53, 54].

Иммуногистохимическое выявление белков нейрофиламентов широко применяется для исследований и периферической нервной системы. Учитывая, что в норме во взрослом организме нейрофиламенты располагаются главным образом в аксонах нервных клеток, их выявление с помощью антител применяется при исследованиях иннервации различных органов [55] и нарушении иннервации при различных патологических процессах [56]. Показано, что высокомолекуляный компонент нейрофиламентов NF-H служит маркером нейронов, образующих А-волокна (популяции проприо-цептивных больших и тактильных средних нейронов). Использование моноклональных антител к NF-H позволило изучить регенерацию аксонов седалищного нерва крысы после повреждения и введения стимулятора регенерации нерва ксимедона [57].

В клетках опухолей нейрогенного происхождения иммуногистохимически, наряду с другими маркерами, выявляют и белки нейрофиламентов. Нейрофиламенты выявлены в клетках нейроэпителиом [58], ганглио-нейробластом, нейробластом и ганглионейром [59, 60]. В некоторых опухолях периферических нервов (в нейрофибромах, но не шванномах) экспрессируются белки нейрофиламетов [61].

Все изложенное выше демонстрирует высокую специфичность белков нейрофиламентов как нейрональных маркеров. Однако, при проведении исследований с их использованием, следует принять во внимание, что эти белки обнаруживаются помимо нейронов и в таких высокодифференцированных клетках, как клетки Сертоли и Лейдига [62].

Нейрон-специфическая енолаза

Нейрон-специфическая енолаза (НСЕ, NSE) принадлежит группе енолаз (2-фосфо-0-глицерат гидролаза (Е.С.4.2.1.11) молекулярный вес около 80 кДа), участвующих в предпоследнем этапе гликолиза. Енолаза

Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том V, № 3, 2010

катализирует переход 2-фосфо-0-глицериновой кислоты в фосфоенолпируват.

В геноме человека семейство енолаз представлено тремя локусами генов: EN01 — ненейрональная енолаза (—), EN02 — нейрон специфическая енолаза (у), и

р

ты могут образовывать гомо- и гетеродимеры. NSE обычно присутствует в клетке в виде как гомо- (у—у), так и гетеродимера (——у) [64].

NSE обнаруживается в клетках нейроэктодермального происхождения — нейронах центральной и периферической нервной системы [65, 66]. Это водорастворимый белок, составляющий 1—2% от общего количества всех растворимых белков в головном мозге [67]. При иммуногистохимическом выявлении NSE в головном мозге, положительную реакцию обнаруживают в перикарионах нейронов, аксонах и дендритах, но не обнаруживают в пресинаптических терминалях [66, 68]. NSE-иммунонегативными оказываются и клетки Пуркинье [69].

Считается, что накопление NSE в нейронах происходит при окончательной дифференцировке клеток [67], однако некоторые авторы полагают, что NSE — маркер нейральных стволовых клеток [70]. Зачастую NSE используют как один из маркеров для выявления нервных клеток при дифференцировке стволовых клеток in vitro [71 ] и при поддержании первичной культуры нервных клеток [72].

Иммуноцитохимическая реакция на NSE является хорошим индикатором активных нейронов в различных областях головного мозга, поскольку усиление метаболической активности клеток сопровождается увеличением количества NSE в них [73]. Реакция на NSE широко используется в морфологической диагностике опухолей нейрального происхождения [74, 75].

Несмотря на общепринятое мнение о специфичности NSE как нейронального маркера, имеются сообщения о присутствии этого фермента в глиальных клетках. Так обнаружено, что NSE экпрессируется при дифференцировке олигодендроцитов in vitro и in vivo.

——у у—у

зы и соответствующей мРНК определяется в зрелых глиальных клетках [76, 77]. Положительную иммуно-цитохимическую реакцию на NSE могут давать и астро-циты [66, 69, 77, 78].

Таким образом, NSE не обладает необходимой специфичностью для применения в качестве доказательного маркера дифференцирующихся in vitro нейронов, поскольку не позволяет отличить их от астроцитов и олигодендроцитов.

Синаптофизин

Синаптофизин является главным интегральным белком мембран синаптических пузырьков нейронов нервной системы и органов чувств. Вместе с синапси-нами, синаптином, синаптотагмином и др. он входит в группу белков, которые участвуют в регуляции и осуществлении синаптической передачи.

Синаптофизин был открыт и впервые охарактеризован 1985 году [79, 80]. В настоящее время хорошо изучена его структура. Это гликопротеин с молекулярной массой 38 кД. Функция синаптофизина — обеспечение контакта синаптического пузырька с цитоплазматической мембраной и участие в процессе экзо- и эндоцитоза медиатора при синаптической передаче. Будучи белком мембраны синаптических везикул, он используется как специфический маркер синапсов.

В настоящее время синаптофизин входит в панель маркеров, применяемых для оценки нейральной дифференцировки стволовых клеток [81]. Иммуногисто-химическое выявление синаптофизина с помощью специфических моно- и поликлональных антител используется для оценки синаптогенеза, который является одним из процессов, характеризующих диффе-ренцировку нервных клеток в онтогенезе [82^84] и при культивировании in vitro [85]. С помощью имму-ногистохимической реакции на синаптофизин оценивают синаптическую плотность в нервной системе в различных модельных нейробиологических экспериментах [86—88]. Установлено, что синаптическая плотность в мозге изменяется при старении [89] и болезни Дауна [90]. С помощью выявления синаптофизин-положи-тельных нервных терминалей изучается иннервация внутренних органов млекопитающих [55].

Показано, что синаптофизин содержится в цитоплазме клеток опухолей нейрального происхождения [75, 91, 92], что подтверждает нейроспецифичность данного маркера.

Следует отметить, что синаптофизин экспрессируется не только в нервной ткани. В отличие от другого белка синаптических везикул — синапсина 1 — синаптофизин содержится в нейроэндокринных клетках. F. Navone et al. [93] показали высокую иммунореактивность к синаптофизину в хромаффинных клетках надпочечника, эндокринных клетках желудка, островках Лангерганса поджелудочной железы, в С-клет-ках щитовидной железы. Авторы подчеркивают, что эти клеточные элементы имеют сходное происхождение и развиваются в эмбриогенезе из нервного гребня. Имеются данные об успешном использовании антител к синаптофизину в морфологической диагностике опухолей нейроэндокринного происхождения [94—96].

Таким образом, синаптофизин может быть использован как специфический маркер нейронов и нейроэндокринных клеток. Некоторое сомнение в его надежности вносят данные о присутствии синаптофизина в клетках Купфера [97], которые, по современным представлениям, не относятся к нейроэндокринным клеткам. Тем не менее, этот факт не может влиять на трактовку результатов исследований, проводимых с использованием стволовых клеток in vivo.

PSA-NCAM

Молекулы клеточной адгезии (САМ) это мембранные белки, участвующие в связывании клетки с внеклеточным матриксом или другими клетками. Большинство молекул клеточной адгезии составляет 5 семейств: интегрины, селектины, кадгерины, молекулы клеточной адгезии, сходные по структуре с иммуноглобулинами, и молекулы клеточной адгезии, участвующие в процессе миграции лейкоцитов.

Нейрональная САМ (NCAM) — наиболее известный представитель суперсемейства иммуноглобулинов. Это трансмембранный гликопротеин, имеющий внеклеточную часть полипептидной последовательности в виде пяти доменов, сходных с доменами иммуноглобулинов.

Полисиаловая кислота (PSA) это линейный гомополимер, состоящий более чем из 200 остатков сиаловой кислоты, особым образом прикрепленный к пятому домену NCAM и служащий лигандом в формировании межклеточных связей [98]. PSA-NCAM является особой формой NCAM, которая располагается на клеточной поверхности и имеет молекулярную массу около 220 кДа [99].

Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том V, № 3, 2010

В нервной ткани PSA-NCAM экспрессируется главным образом нейронами, где она локализуется на поверхности тел нейронов, дендритов и безмиелиновых аксонов [100]. На миелиновых аксонах PSA-NCAM не экспрессируется, однако, при рассеянном склерозе, когда происходит демиелинизация аксонов, наблюдается реэкспрессия PSA-NCAM [101].

Высокий уровень PSA-NCAM, называемой также эмбриональной NCAM (E-NCAM), обнаруживается повсюду в развивающемся мозге и значительно уменьшается в постнатальный период, замещаясь на изоформы, содержащие меньшее количество сиаловой кислоты — NCAM-180, -140 и -120 кДа [99]. Исключением являются области, для которых характерен нейрогенез во взрослом состоянии: обонятельная луковица [102], зубчатая извилина гиппокампа [103], субвентрикулярная зона [104].

На сегодняшний день PSA-NCAM признан важным регулятором межклеточных взаимодействий благодаря его значительной роли в многочисленных процессах, происходящих не только в развивающемся мозге, но и в зрелом. Эта молекула контролирует нейруляцию, участвует в процессе клеточной миграции [105], синапто-генезе и синаптической пластичности [106], регулирует рост и регенерацию аксонов [105, 107]. Более того,

в экспериментах показано, что дефицит PSA-NCAM вызывает нарушения обучаемости и памяти [108]. PSA-NCAM часто применяется как нейрональный маркер в исследованиях дифференцировки НСПК и других стволовых клеток [109, 110], однако специфичность этого маркера для формирующихся нервных клеток не является абсолютной. Так показано, что PSA-NCAM может экспрессироваться астроцитами [111, 112].

PSA-NCAM экспрессируется в некоторых опухолях, таких как феохромоцитома, карцинома щитовидной железы, нейробластома, мелкоклеточный рак легких, аденома гипофиза [113]. Эти данные свидетельствуют против высокой нейроспецифичности PSA-NCAM.

Приведенные данные свидетельствуют о том, что, несмотря на широкое использование ряда белков как специфических нейромаркеров, часть из них таковыми могут считаться лишь до известной степени. Обнаружение их экспрессии не может служить однозначным свидетельством дифференцировки НСПК именно в нейроны. Наряду с этим, такие маркеры как NeuN, белки нейрофиламентов, синаптофизин обладают более высокой нейронспецифичностью. Именно эти маркеры желательно использовать для доказательства нейральной дифференцировки стволовых клеток.

Работа поддержана РФФИ (проект 10-04-00180а).

ЛИТЕРАТУРА:

1. Mullen R.J., Buck C.R., Smith A.M. NeuN, a neuronal specific nuclear protein in vertebrates. Development. 1992; 116C13: 201—11.

2. Soylemezoglu F., Onder S., Tezel G.G., Berker M. Neuronal nuclear antigen [Neu N1: a new tool in the diagnosis of central neurocytoma. Pathol. Res. Pract. 2DD3; 199C7): 463—8.

3. Wolf H.K., Buslei R., Schmidt-Kastner R. et al. Neu N: a useful neuronal marker for diagnostic histopathology. J. Histochem. Cytochem. 1996; 44(101: 1167-71.

4. Hess D.C., Hill W.D., Martin-Studdard et al. Bone marrow as a source of endothelial cells and Neu N-expressing cells after stroke. Stroke. 2002; 33C5]: 1362-8.

5. Tanvig М., Blaabjerg М., Andersen R.K. et al. A brain slice culture model for studies of endogenous and exogenous precursor cell migration in the rostral migratory stream. Brain Res. 2009; [12951:1—12.

6. Kim K.K., Adelstein R.S., Kawamoto S. Identification of neuronal nuclei [NeuN) as Fox-3, a new member of the Fox-1 gene family of splicing factors. J. Biol. Chem. 2009; 284 [451: 31052—61.

7. Коржевский Д.З., Петрова E.C., Кирик О.В., Отеллин В.А. Оценка дифференцировки нейронов в эмбриогенезе крысы с использованием иммуноцитохимического выявления даблкортина. Морфология. 2008; 133[4):7—10.

8. Weyer A., Schilling К. Developmental and cell type-specific expression of the neuronal marker Neu n in the murine cerebellum. J. Neurosci. Res. 2003; 73[3]: 400—9

9. Friese A., Kaltschmidt J.A., Ladle D.R. et al. Gamma and alpha motor neurons distinguished by expression of transcription factor ЕггЗ. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA. 2009; V.

106, N32: 13588-93.

10. Shneider N.A., Brown M.N., Smith C.A., Pickel J., Alvarez F.J. Gamma motor neurons express distinct genetic markers at birth and require muscle spindle-derived GDNF for postnatal survival // Neural Development. 2009; 4[13: 42.

11. Cannon J.R., Greenamyre J.T. Neu N is not a reliable marker of dopamine neurons in rat substantia nigra. Neurosci. Lett. 2009; 464C1): 14-7

12. Kumar S.S., Buckmaster P.S. Neuron-specific nuclear antigen NeuN is not detectable in gerbil subtantia nigra pars reticulata. Brain Res. 2007; [11421: 54-60.

13. Кирик O.B., Сухорукова Е.Г., Власов Т.Д., Коржевский Д.З. Селективная гибель нейронов стриатума крысы после транзиторной окклюзии сред-ней мозговой артерии. Морфология. 2009; 135[2):80—2.

14. Tippett L.J., Waldvogel H.J., Thomas S.J. et al. Striosomes and mood dysfunction in Huntington's disease. Brain. 2007; 130[Pt. 11: 206-21.

15. Butler T.R., Self R.L., Smith K.J. et al. Mulholland P.J., Prendergast M.A. Selective vulnerability of hippocampal cornu ammonis 1 pyramidal cells to excitotoxic insult is associated with the expression of polyamine-sensitive N-methyl-d-asparate-type glutamate receptors. Neurosci. 2010; 165(21: 525-34.

16. Banerjee A., Roach M.C., Trcka P., Luduena R.F. Increased microtubule assembly in bovine brain tubulin lacking the type III isotype of beta-tubulin. J. Biol. Chem. 1990; 265C3): 1794—9.

17. Khan I.A., Luduena R.F. Phosphorylation of beta lll-tubulin. Biochem. 1996; 35(121: 3704-11.

18. Slapnickova K., Kolarova P., Kynclova K. Labelling of the anti-lll-neurotubulin monoclonal antibody by 99mTc and its binding to responsible antigen. Nucl. Med. Rev. Cent. East. Eur. 2007; 10C11: 1—5.

19. Fanarraga M.L., Avila J., Zabala J.C. Expression of unphosphorylated class III beta-tubulin isotype in neuroepithelial cells demonstrates neuroblast commitment and differentiation. Eur. J. Neurosci. 1999; 11 [21: 516-527.

20. Draberova E., Lukas Z., Ivanyi D. et al. Expression of class III beta-tubulin in normal and neoplastic human tissues. Histochem. Cell Biol. 1998; 109[31: 231-9.

21. Liu L., Geisert E.E., Frankfurter A. et al. A transgenic mouse class-ill beta tubulin reporter using yellow fluorescent protein. Genesis. 2007; 45t9): 560-9.

22. Bystron I., Rakic P., Molnar Z., Blakemore C. The first neurons of the human cerebral cortex. Nature Neurosci. 2006; 9C7): 880—6.

23. Wang Z., Wang H., Wu J. et al. Enhanced co-expression of beta-tubulin III and choline acetyltransferase in neurons from mouse embryonic stem cells promoted by icaritin in an estrogen receptor-independent manner. Chem. Biol. Interact. 2009; 179(2-31: 375—85.

24. Katsetos C.D., Del Valle L., Geddes J.F. et al. Localization of the neuronal class III beta-tubulin in oligodendrogliomas: comparison with Ki-67 proliferative index and 1p/19q status. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2002; 61 [41: 307-20.

25. Katsetos C.D., Del Valle L., Geddes J.F. et al. Aberrant localization of the neuronal class III beta-tubulin in astrocytomas. Arch. Pathol. Lab. Med. 2001; 125C5): 613-24.

26. Jouhilahti E.M., Peltonen S., Peltonen J. Class III beta-tubulin is a component of the mitotic spindle in multiple cell types. J. Histochem. Cytochem. 2008; 56C12): 1113—9.

27. Lee S., Choi K., Ahn H. et al. TuJ1 [class III beta-tubulin] expression suggests dynamic redistribution of follicular dendritic cells in lymphoid tissue. Eur. J. Cell Biol. 2005; 84C2-3): 453—9.

28. Draberova E., Del Valle L., Gordon J. et al. Class III beta-tubulin is constitutively coexpressed with glial fibrillary acidic protein and nestin in midgestational human fetal astrocytes: implications for phenotypic identity. J. Neuropathol. Exp. Neurol. 2008; 67[41: 341—54.

29. Goedert M., Crowther R.A., Garner C.C. Molecular characterization of microtubule-associated proteins tau and MAP2. Trends. Neurosci. 1991; 14C5): 193—9.

30. Muller R., Heinrich M., Heck S. et al. Expression of microtubule-associated proteins MAP2 and tau in cultured rat brain oligodendrocytes. Cell Tissue Res. 1997; 288(21: 239-49.

31. Kim H., Binder L.I., Rosenbaum J.L. The periodic association of MAP2 with brain microtubules in vitro. J. Cell Biol. 1979; 80(21: 266-76.

32. Bernhardt R., Matus A. Light and electron microscopic studies of the distribution of microtubule-associated protein 2 in rat brain:

Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том V, № 3, 2010

a difference between dendritic and axonal cytoskeletons. J. Comp. Neurol. 1984; 226(21: 203-21.

33. Papasozomenos S.C., Binder L.I., Bender P.K., Payne M.R. Microtubule-associated protein 2 within axons of spinal motor neurons: associations with microtubules and neurofilaments in normal and beta, beta'-iminodipropionitrile-treated axons. J. Cell Biol. 1985; 100(1): 74—85.

34. Di Stefano G., Casoli Т., Fattoretti P. et al. Distribution of map2 in hippocampus and cerebellum of young and old rats by quantitative immunohistochemistry. J. Flistochem. Cytochem. 2001; 49(81: 1065—6.

35. Shiomura Y., Flirokawa N. Colocalization of microtubule-associated protein 1Aand microtubule-associated protein 2 on neuronal microtubules in situ revealed with double-label immunoelectron microscopy. J. Cell Biol. 1987; 104(6): 1575-8.

36. Pollard T.D., Selden S.C., Maupin P. Interaction of actin filaments with microtubules. J. Cell Biol. 1984; 99(Pt 1-2): 33—7.

37. Hirokawa N.. Hisanaga S.-I., Shiomura Y. MAP2 is a Component of Crossbridges Between Microtubules and Neurofilaments in the Neuronal Cytoskeleton: Quick-Freeze, Deep- Etch Immunoelectron Microscopy and Reconstitution Studies. J. Neurosci. 1988; 8(8): 2769—79.

38. Ferhat L., Bernard A., Ribas de Pouplana L. et al. Structure, regional and developmental expression of rat MAP2d, a MAP2 splice variant encoding four microtubule-binding domains. Neurochem. Int. 1994; 25(4): 327-38.

39. Quinlan E.M., Halpain S. Emergence of activity-dependent, bidirectional control of microtubule-associated protein MAP2 phosphorylation during postnatal development. J. Neurosci. 1996; 16(23): 7627-37.

40. Matus A., Green G.D. Age-related increase in a cathepsin D like protease that degrades brain microtubule-associated proteins. Biochemistry. 1987; 26(25): 8083—6.

41. Bystron I., MolnarZ., Otellin V., Blakemore C. Tangential networks of precocious neurons and early axonal outgrowth in the embryonic human forebrain. J. Neurosci. 2005; 25(11): 2781—92.

42. Chen Y.Y., Zhang W., Chen Y.L. et al. Electro-acupuncture improves survival and migration of transplanted neural stem cells in injured spinal cord in rats. Acupunct. Electrother. Res. 2008; 33(Pt 1-2): 19—31.

43. Ha Y., Choi J.U., Yoon D.H. et al. Neural phenotype expression of cultured human cord blood cells in vitro. Neuroreport. 2001; 12(16): 3523-7.

44. Charriere-Bertrand C., Garner C., Tardy М., Nunez J. Expression of various microtubule-associated protein 2 forms in the developing mouse brain and in cultured neurons and astrocytes. J. Neurochem. 1991; 56(2): 385-91.

45. Richter-Landsberg C., Gorath M. Developmental regulation of alternatively spliced isoforms of mRNA encoding MAP2 and tau in rat brain oligodendrocytes during culture maturation. J. Neurosci. Res. 1999; 56(3): 259-70.

46. Wiche G., Briones E., Koszka C. et al. Widespread occurrence of polypeptides related to neurotubuleassociated proteins (MAP-1 and MAP-21 in non-neuronal cells and tissues. J. EMBO. 1984; 3(5): 991—8.

47. Liu S.Y., Chen Y.T., Tseng M.Y. et al. Involvement of microtubule-associated protein 2 (MAP2) in oral cancer cell motility: a novel biological function of MAP2 in non-neuronal cells. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2008; 366(2): 520-5.

48. Hoffman P.N., Lasek R.J. The slow component of axonal transport. Identification of major structural polypeptides of the axon and their generality among mammalian neurons. J.Cell.Biol.1975; 66(2): 351—66.

49. Sawant L.A., Hasgekar N.N., Vyasarayani L.S. Developmental expression of neurofilament and glial filament proteins in rat cerebellum. Int.J.Dev.Biol. 1994; 38(3): 429-37.

50. Petzold A., Gveric D., Groves M. et al. Phosphorylation and compactness of neurofilaments in multiple sclerosis: indicators of axonal pathology. Exp. Neurol. 2008; 213(2): 326—35.

51. Козлова E.H., Александрова М.А. Экспрессия белка нейрофиламентов в неокортикальных трансплантатах. Доклады АН СССР. 1991; 321(2): 386-9.

52. Tseng P.Y., Chen C.J., Sheu С.С. et al. Spontaneous differentiation of adult rat marrow stromal cells in a long-term culture. J. Vet. Med. Sci. 2007; 69(2): 95-102.

53. Alexanian A.R., Maiman D.J., Kurpad S.N., Gennarelli T.A. In vitro and in vivo characterization of neurally modified mesenchymal stem cells induced by epigenetic modifiers and neural stem cell environment. Stem. Sells. Dev. 2008; 17(6): 1123-30.

54. Zhao L.R., Duan W.M., Reyes M. et al. Human bone marrow stromal cells exhibit neural phenotypes and ameliorate neurological deficits after grafting into the ischemic brain of rats. Exp.Neurol. 2002; 174(1): 11—20.

55. Чумасов Е.И., Петрова E.C., Коржевский Д.З. Иммуногистохимическое исследование иннервации сердца крысы. Морфология. 2009; 135(2): 33—7.

56. Park A.M., Armin S., Azarbal A. et al. Distribution of cardiac nerves in patients with diabetes mellitus: an immunohistochemical postmortem study of human hearts. Cardiovasc. Pathol. 2002; 11(6): 326-31.

57. Челышев Ю.А., Рагинов И.С., Гусева Д.С., Масгутов Р.Ф. Выживание и фенотипическая характеристика аксотомированных нейронов спинальных ганглиев. Морфология. 2004; 125(3): 45—9.

58. Нага К., Shimada A., Morita Т. et al Olfactory neuroepithelioma in a dog: an immunohistochemical and electron microscopic study. J. Vet. Med. Sci. 2002; 64(4): 391-3.

59. Molenaar W.M., Baker D.L., Pleasure D. et al. The neuroendocrine and neural profiles of neuroblastomas, ganglioneuroblastomas and ganglioneuromas. Am.J.Pathol. 1990; 136(2): 375—82.

60. Uchida K., Murakami Т., Tometsuka T. et al. Peripheral neuroblastoma and primitive neuroectodermal tumor in Japanese black cattle. J.Vet.Med.Sci. 1998; 60(7): 871—5.

61. Ghilusi М., Plesea I.E., Comanescu M. et al. Preliminary study regarding the utility of certain immunohistochemical markers in diagnosing neurofibromas and schwannomas. Romanian J. Morphol. And Embryol. 2009; 50(2): 195-202.

62. Davidoff M.S., Middendorff R., Pusch W. et al. Sertoli and Leydig cells of the human testis express neurofilament triplet proteins. Histochem. Cell. Biol. 1999; 111(3): 173-87.

63. Craig S.P., Day I.N.M., Thompson R.J., Craig I.W. Localisation of neuron-specific enolase (EN02) to 12p13. Cytogen. Cell Genet. 1990; (54): 71-3.

64. Hullin D.A., Brown K., Kynoch P.A. et al. Purificaton, radioimmunoassay, and distribution of human brain 14-3-2 protein (nervous-system specific enolase) in human tissues. Biochim. Biophys. Acta. 1980; 628(1): 98-108.

65. Iwanaga Т., Takahashi Y., Fujita T. Immunohistochemistry of neuron-specific and glia-specific proteins. Arch. Histol. Cytol. 1989; (52): 13-24.

66. Schmechel D.E., Maragos P.J., Zis A.P. et al. The brain enolases as specific markers of neuronal and glial cells. Science. 1978; 199(4326): 313-5.

67. Marangos P.J., Schmechel D.E The neurobiology of the brain enolases. Essays. Neurochem. Neuropharmacol. 1980; (4): 211—47.

68. Pickel V.M., Reis D.J., Maragos P.J., Zomzely-Neurath C. Immunocytochemical localization of nervous system specific protein (NSP-R) in rat brain. Brain Res. 1976; 105(1): 184—7.

69. Vinores S.A., Herman M.M., Rubinstein L.J., Marangos P.J. Electron Microscopic Localization of neuron-specific enolase in rat amd mouse brain. J. Histochem. Cytochem. 1984; 32(12): 1295—1302.

70. Mitchell K.E., Weiss M.L., Mitchell B.M. et al. Matrix cells from Wharton's jelly form neurons and glia. Sterm. Cells. 2003; 21(1): 50-60.

71. Suon S., Jin H., Donaldson A.E., Caterson E.J. et al. Transient differentiation of adult human bone marrow cells into neuron-like cells in culture: development of morphological and biochemical traits is mediated by different molecular mechanisms. Sterm. Cells Dev. 2004; 13(6): 625-35.

72. Ray B., Bailey J.A., Sarkar S., Lahiri D.K. Molecular and immunocytochemical characterization of primary neuronal cultures from adult rat brain: Differential expression of neuronal and glial protein markers. J. Neurosci. Methods. 2009; 184(2): 294—302.

73. Yardimoglu М., Ilbay G., Dalcik C. et al. immunocytochemistry of neuron specific enolase (NSE) in the rat brain after single and repeated epileptic seizures. Int. J. Neurosci. 2008; 118(7): 981—3.

74. Dhillon A.P., Rode J., Dhillon D.P. et al. Neural markers in carcinoma of the lung. Br. J. Cancer. 1985; 51(5): 645-52.

75. Коршунов А.Г., Сычева З.И., Голанов А.В. Иммуно-гистохимическая характеристика нейроцитом больших полушарий головного мозга. Архив патологии. 1997; 59(1): 51—7.

76. Deloulme J.C., Lucas М., Gaber С. et al. Expression of the neuron-specific enolase gene by rat oligodendroglia cells during their differentiation. J. Neurochem. 1996; 66(3): 936—45.

77. Sensenbrenner М., Lucas М., Deloume J.C. Expression of two neuronal markers, growth-associated protein 43 and neuron-specific enolase, in rat glial cells. J. Mol. Med. 1997; 75(9): 653—63.

78. Lin R.S., Matesic D.F. Immunohistochemical demonstration of neuron-specific enolase and microtube-associated protein 2 in reactive astrocytes after injury in the adult forebrain. Neurosci. 1994; 60(1):

11-6.

79. Wiedenmann B., Franke W.W. Identification and localization of synaptophysin, an integral membrane glicoprotein of M 38000 characteristic of presynaptic vesicles. Cell. 1985; (41): 1017—28.

80. Jahn R., Schiebler W., Ouimet C., Greengard P. A 38000-dalton membrane protein (p38) present in synaptic vesicles. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1985; 82(12): 4137-41.

81.Wenisch S., Trinkaus K., Hild A. et al. Immunochemical, ultrastructural and electrophysiological investigations of bone-derived stem cells in the course of neuronal differentiation. Bone. 2006; 38(6): 911-21.

82. Roudenok V., Kuhnel W. The development of synaptophysin immunoreactivity in the human sympathetic ganglia. Ann. Anat. 2001; 183(4): 345-51.

83. Nag T.S., Wadhwa S. Differential expression of syntaxin-1 and synaptophysin in the developing and adult human retina. J. Biosci. 2001; 26(2): 179-91.

84. Glantz L.A., Gilmore J.H., Hamer R.M. et al. Synaptophisin and postsynaptoptic density protein 95 in the human prefrontal cortex from mid-gestation into early adulthood. Neurosci. 2007; 149(3): 582—91.

Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том V, № 3, 2010

85. Tarsa L., Balkowiec A. Nerve growth factor regulates synaptophysin expressing in developing trigeminal ganglion neurons in vitro. Neuropeptides. 2009; 43И): 47—52.

86. Гилерович Е.Г., Мошонкина Т.P., Федорова E.A. и др. Морфофункциональная характеристика поясничного утолщения спинного мозга крысы. Морфология. 2007; 132С5): 33—7.

87. Хренов Ф.И., Беличенко П.В., Шамакина И.Ю. Количественный анализ синаптофизина [р38] в мозге потомства второго поколения от самцов крыс с длительной морфинной интоксикацией. Бюллетень экспер. биол. и мед. 2000; 129И): 50—2.

88. Millerot-Serrurot Е., Chausset A., Mossiat С. et al. Effect of early decrease in the lesion size on late brain tissue loss, synaptophisin expression and functionality after a focal brain lesion in rats. Neurochem. Int. 2007; 50(21: 328-35.

89. Shimada A., Keino H., Satoh M. et al. Age-related liss of synapses in the frontal cortex of SAMP10 mouse: a model of cerebral degeneration. Synapse. 2003; 48(41: 198-204.

90. Downes E.C., Robson J., Grailly E. et al. Loss of synaptophisin and synaptosomal-associated protein 25-kDa [SNAP-25] in elderly Down syndrome individuals. Neuropathol. Appl. Neurobiol. 2008; 34С13:

12-22.

91. Воронцова H.B., Клишевский В.Ф., Упоров А.В., Юрин А.Г. Меланотическая нейроэктодермальная опухоль у новорожденного. Архив. Патологии. 1996; 58С1 ]: 58—61.

92. Kido М., Ueno М., Onodera М. et al. Medulloblastoma with miogenic differentiation showing double immunopositivity for synaptophisin and myoglobin. Pathol. Int.2009; 59(4): 255—60.

93. Navone F., Jahn R., Di Gioia G. et al. Protein p38: An integral membrane protein specific for small vesicles of neurons and neuroendocrine cells. J. Cell Biology. 1986; 103(6): 2511-27.

94. Казанцева И.А., Полякова Г.А., Гуревич Л.Г. и др. Аденокортикальные опухоли с нейроэндокринной дифференцировкой. Архив патологии. 2002; 64(5): 8—13.

95. Пожарийский К.М., Иванова А.Ю., Леенман Е.Е., Аброян Н.А. Иммунофенотипическая характеристика нейроэндокринного рака кожи из клеток Меркеля. Архив патологии. 1996; 58С5]: 13—8.

96. Shigematsu К., Nishida N.. Sakai FI. et al. Synaptophysin immunoreactivity in adrenocortical adenomas: a correlation between synaptophysin and CYP17A1 expression. Eur. J. Endocrinol. 2009; 161 [61: 939-45.

97. Cossiman D., van Pelt J., De Vos R. et al. Synaptophysin - a novel marker for human and rat hepatic stellate cells. Am. J. Pathol. 1999; 155(61: 1831-9.

98. Hammond M.S., Sims C., Parameshwaran K. et al. Neural cell adhesion molecule-associated polysialic acid inhibits NR2B-containing N-methyl-D-aspartate receptors and prevents glutamate-induced cell death. J. Biol. Chem. 2006; 281 [461: 34859-69.

99. Theodosis D.T., Rougon G., Poulain D.A. Retention of embryonic features by an adult neuronal system capable of plasticity: polysialylated neural cell adhesion molecule in the hypothalamo-neurohypophysial system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1991; 88(13): 5494—8.

100. Shen H., Glass J.D., Seki T., Watanabe M. Ultrastructural analysis of polysialylated neural cell adhesion molecule in the suprachiasmatic nuclei of the adult mouse. Anat. Rec. 1999; 256(41: 448-57.

101. Charles P., Reynolds R., Seilhean D. et al. Re-expression of PSA-NCAM by demyelinated axons: an inhibitor of remyelination in multiple sclerosis? Brain. 2002; 125 [91: 1972—9.

102. Miragall F., Kadmon G., FaissnerA. et al. Retention of J1/tenascin and the polysialylated form of the neural cell adhesion molecule [N-CAM] in the adult olfactory bulb. J. Neurocytol. 1990; 19(6): 899—914.

103. Seki T., Arai Y. The persistent expression of a highly polysialylated NCAM in the dentate gyrus of the adult rat. Neurosci. Res. 1991; 12 [41: 503-13.

104. Alonso G. Neuronal progenitor-like cells expressing polysialylated neural cell adhesion molecule are present on the ventricular surface of the adult rat brain and spinal cord. J. Comp. Neurol. 1999; 414(2): 149-66.

105. Bonfanti L. PSA-NCAM in mammalian structural plasticity and neurogenesis. Prog. Neurobiol. 2006; 80(3): 129—64.

106. Dityatev A., Dityateva G., Sytnyk V. et al. Polysialylated Neural Cell Adhesion Molecule Promotes Remodeling and Formation of Hippocampal Synapses. J. Neurosci. 2004; 24(42): 9372—82.

107. Aubert I., Ridet J.L., Schachner M. et al. Expression of L1 and PSA during sprouting and regeneration in the adult hippocampal formation. J. Comp. Neurol. 1998; 399(1): 1-19.

108. Sandi C., Cordero M.I., Merino J.J. et al. Neurobiological and endocrine correlates of individual differences in spatial learning ability. Learn. Mem. 2004; 11 [31: 244-52.

109. Nguyen L., Rigo J.M., Malgrange B. et al. Untangling the functional potential of PSA-NCAM-expressing cells in CNS development and brain repair strategies. Curr. Med. Chem. 2003; 10(201: 2185—96.

110. Mazzetti S., Ortino B., Inverardi F. et al. PSA-NCAM in the developing and mature thalamus. Brain Res. Bull. 2007; 71 [61: 578—86.

111. Le Gal La Salle G., Rougon G., Valin A. The embryonic form of neural cell surface molecule [E-NCAM] in the rat hippocampus and its reexpression on glial cells following kainic acid-induced status epilepticus. J. Neurosci. 1992; 12(3): 872—82.

112. Shen H., Watanabe M., Tomasiewicz H. et al. Role of neural cell adhesion molecule and polysialic acid in mouse circadian clock function. J. Neurosci. 1997; 17(131: 5221-9.

113. Heitz P.U., Komminoth P., Lackie P.M. et al. Demonstration of polysialic acid and N-CAM in neuroendocrine tumors. Verh. Dtsch. Ges. Pathol. 1990; [741: 376-7.

Поступила 23.03.2010

Клеточная трансплантология и тканевая инженерия Том V, № 3, 2010

А