Средство для дезинвазии объектов внешней среды
MEANS FOR DISINFESTATION OF OBJECTS OF EXTERNAL ENVIRONMENT

Изобретение относится к области ветеринарии, а именно - ветеринарной паразитологии, и может быть использовано в животноводческих хозяйствах, а также в питомниках собак при гельминтозах и протозоозах.
Следует отметить, что паразитарные болезни животных в нашей стране представляют серьезную проблему для интенсивного развития разных отраслей, особенно в хозяйствах с большой концентрацией поголовья. Среди разных отраслей животноводства в нашей стране по росту производства птицеводство и свиноводство занимают лидирующие положения.
Вместе с тем, наряду с позитивными тенденциями в современном птицеводстве и свиноводстве страны остается немало проблем, требующих комплексного решения. В их число входят: распространение паразитарных болезней птиц, свиней и мелких домашних животных, совершенствование диагностики ряда болезней и разработка новых эффективных технологий профилактики и лечения таких опасных и приносящих большой экономический ущерб инвазионных болезней птиц как эймериоз, криптоспоридиоз, дерманиссиоз, гистомоноз, аскаридиоз, гетеракидоз и другие, у свиней изоспороз, эймериоз, балантидиоз, аскаридоз, трихоцефалез, эзофагостомоз, а у собак - токсокароз.
Практика работы успешных птицефабрик и свинокомплексов показывает, что профилактика паразитозов птиц и свиней включает в себя комплекс лечебно-профилактических мероприятий, направленных как против экзогенных (ооцисты, цисты, яйца во внешней среде), так и против эндогенных стадий возбудителя (внутри организма птицы, свиней и других животных) с использованием современных противопаразитарных препаратов.
Несмотря на проведение противоэпизоотических мероприятий полной профилактики паразитозов среди поголовья животных в птицеводческих, свиноводческих и других хозяйствах не достигается. Об этом свидетельствуют работы отечественных и зарубежных ветеринарных паразитологов.
В неблагополучных хозяйствах передача инвазии происходит через загрязненные инвазионными элементами (ооцисты кокцидий, цисты балантидий и яйца гельминтов) кормушки, корма, воду, подстилки, инвентарь. Механическими разносчиками инвазионных элементов часто становятся насекомые, грызуны, синантропные птицы, а также обслуживающий персонал - на обуви, одежде, предметах ухода.
Способствуют повсеместному распространению паразитарных болезней животных различные нарушения технологии выращивания молодняка: скученность поголовья в помещениях, повышенная влажность воздуха и подстилки, неполноценное кормление и нарушения ветеринарно-санитарных правил.
Исследованиями установлено, что инвазионные элементы многих паразитов животных весьма устойчивы во внешней среде и сохраняют свою жизнеспособность в течение длительного времени: ооциститы эймерий птиц и кокциидий свиней - больше года, цисты балантидий свиней - больше года, яйца свиной аскариды - больше четырех лет, яйца аскаридий и гетеракисов птиц - больше года, яйца токсокар плотоядных - больше двух лет.
Следует напомнить, что эпизоотический процесс при паразитарных болезнях животных, как и при многих заразных болезнях, состоит из трех звеньев: источник инвазии, факторы передачи и восприимчивые животные. Воздействуя на факторы передачи инвазии можно прерывать данную цепочку, уничтожая экзогенную стадию - ранее отмеченных паразитов.
Для борьбы с паразитарными болезнями животных предложено значительное количество препаратов, как против эндогенных стадий, так и экзогенных. Проблема паразитозов животных ставит задачи перед исследователями - совершенствовать меры борьбы с инвазией, разработать средства и способы дезивазии объектов внешней среды против ооцист и цист паразитических простейших и яиц гельминтов.
Из известных средств дезинвазии, которые применяют против экзогенных стадий паразитических простейших и гельминтов уместно отметить 4%-ный раствор едкого натра, который должен иметь на поверхности объекта температуру не ниже 80°С, 2%-ная эмульсия ортохлорфенола, 7%-ный раствор аммиака, 10%-ный раствор однохлористого йода (1-5). Отмеченные средства дезинвазии применяют во многих животноводческих хозяйствах, но их эффективность не устраивает запросы практики.
Учитывая ранее отмеченное и особую устойчивость ооцист паразитических простейших и яиц гельминтов во внешней среде, эффективное средство дезивазии против них, возможно создать, используя несколько активных компонентов и вспомогательных веществ. В числе таких препаратов следует рассматривать глутаровый альдегид и алкилдиметилбензиламмоний хлорид при их совместном применении оптимальных концентраций.
Следует отметить, что для дезинвазии объектов внешней среды против цист букстонелл крупного рогатого скота предложено комплексное средство «Цистодез». Однако данное средство показало недостаточную эффективность против ооцист кокцидий птиц и яиц свиной аскариды. Исходя из отмеченного, нами было создано другое комплексное средство «Цистодез-ультра» с измененным составов компонентов, входящих в состав, которая оказала существенное влияние на эффективность и расширила показания к использованию для дезинвазии против паразитарных объектов животных.
Первый из отмеченных препаратов - глутаровый альдегид, является известным дезинфицирующим средством для наружного применения, он активен против ооцист и цист паразитических простейших, яиц гельминтов. Второй из упомянутых - алкилдиметилбензиламмоний хлорид - известен как высокоэффективное дезинфицирующее средство, является надежным антисептиком, антипротозойным и противогрибковым средством. В случае их совместного применения против ооцист и цист паразитических простейших и яиц гельминтов они оказывают синергетическое действие на паразитарный объект, а используемые вспомогательные вещества обеспечивают очистку пола, стен и технологического оборудования от биозагрязнений и равномерно распределяют ДВ по поверхности.
В качестве вспомогательного вещества был использован полиэтиленгликоль 400 (ПЭГ-400), обладающий высокими эмульгирующими свойствами, благодаря этому он оказывает эффективное смягчающие действия на ооцист и цист паразитических простейших и яйца гельминтов. Под воздействием полиэтиленгликоля в дальнейшем клеточная мембрана оболочки ооцист, цист и яиц паразита частично растворяется, тем самым открывая доступ для проникновения внутрь ооцист, цист и яиц средств дезинвазии.
В задачу наших исследований входило разработать эффективное средство дезинвазии против ооцист паразитических простейших и яиц гельминтов животных доступными средствами, пригодными для применения как ручным, так и механическим способом, не оказывая коррозионное воздействие на имеющееся в животноводческих помещениях технологическое оборудование.
Решение поставленной задачи достигается тем, что в качестве средства дезинвазии против ооцист паразитических простейших и яиц гельминтов был использован составленный нами комплексное средство «Цистодез-ультра», имеющий следующий состав: действующие вещества - глутаровый альдегид 8%, алкилдиметилбензиламмоний хлорид 5% и вспомогательные компоненты -спирт изопропиловый 12%, полиэтиленгликоль 400 - 30% и вода 45%, соответственно в соотношении массы, %: 8; 5; 12; 30; 45.
Из доступных заявителю источников информации не известны указанная совокупность существующих признаков, позволяющих получать указанный технический результат, поэтому заявляемое изобретение соответствует условию патентоспособности «новизна».
Заявителю также не известны средства аналогичного назначения, в которых были раскрыты отличительные признаки заявляемого изобретения с получением от использования его в какой-либо совокупности признаков указанного технического результата. Следовательно, заявляемое изобретение соответствует условию патентоспособности изобретательский уровень.
Доказательства промышленной применимости заявляемого приводятся в следующих примерах.
Примеры конкретного исполнения.
Пример 1. Приготовления рабочих растворов, разведений культуры ооцист эймерий, яиц свиной аскариды и токсокар собак осуществление лизис-теста и культивирование с разной концентрацией препарата «Цистодез-ультра».
Исследования по обозначенной проблеме проводили в условиях лаборатории Всероссийского научно-исследовательского института фундаментальной и прикладной паразитологии животных и растений - филиал ФГБНУ ФНЦ ВИЭВ РАН (г. Москва).
Рабочий раствор с разными концентрациями комбинированного средства «Цистодез-ультра» готовили следующим образом. Брали четыре стеклянные колбы на 1 л и наливали по 800 мл дистиллированной воды и в первые три из них добавляли по 30; 40 и 50 мл средства «Цистодез-ультра», тщательно размешивали в течение 5 минут, объем доводили до 1 литра, снова размешивали в течение 5 минут и раствор был готов к использованию. В четвертую колбу к 800 мл воды добавляли 40 г кристаллического фенола, размешивали, объем доводили до 1 литра, снова размешивали, дали отстояться и раствор был готов к использованию.
Приготовление культуры ооцист Eimeria spp.
Для сбора ооцист использовали фекалии спонтанно зараженных эймериями бройлеров 3-4-х недельного возраста при напольной технологии их содержания на птицефабрике. Материал от спонтанно инвазированных бройлеров исследовали флотационным методом Фюллеборна. Из проб зараженных бройлеров с помощью паразитологической петли снимали поверхностную пленку и собирали в чашку Петри с дихлорированный водой, трижды отмывали ооцист от соли, подсчитывали их количество в 1 капле, затем в 1 мл перемешивали со слоем консерванта - 2%-ный раствор бихромата калия и использовали в дальнейшей работе.
При приготовлении буфера SWH к 3300 мл дистиллированной воды добавили 17,5 мл 10%-ного раствора хлорида кальция и 5 мл 10%-ного раствора сульфата магния, автоклавировали в течении 15 минут при 120°С, рН определяли с помощью прибора «Аквилон-410».
Для проведения лизис-теста приготовленные дезинфектанты (3; 4 и 5%-ные растворы «Цистодез-ультра» и 4%-ный фенол) и буфер по отдельности поместили по 50 мл в 250 мл колбы Эрленмейера и добавили по 50 мл раствора с ооцистами кокцидий в концентрации 2000 ооцист/мл. После чего эти колбы Эрленмейера ставили на вибростолик со скоростью вращения 100 об/минуту на 2 часа. Затем содержимое из колбы выливали в пластиковую бутылку с завинчивающейся крышкой объемом 1500 мл. колбу с остатком раствора ополаскивали несколько раз и сливали в пластиковую бутылку и объем доводили буфером до 1500 мл. Затем бутылку несколько раз (три раза) переворачивали и оставляли при комнатной температуре (20±2°С) в течение 24 часов. По истечении времени раствор сливали до отметки, 30 мл осадка переливали в новую емкость объемом 100 мл, пластиковую бутылку ополаскивали несколько раз с использованием буфера, доводя объем до 50 мл.
Приготовление культуры яиц Ascaris suum
Яиц свиной аскариды собирали из свежих фекалий зараженного молодняка свиней, при исследовании по флотационному методу Фюллеборна. Из проб зараженных свиней с помощью паразитологической петли снимали поверхностную пленку и собирали в чашку Петри с дистиллированной водой, трижды отмывали яйца от соли, подсчитывали их количество в одной капле, затем в 1 мл перемешивали со слоем консерванта - 1%-ный раствор НС1 на дистиллированной воде и использовали в дальнейшей работе.
Приготовление культуры яиц Toxocara canis
Яйца токсокар собак собирали из свежих фекалий зараженного молодняка собак (6-месячного возраста), при исследовании по флотационному методу Фюллеборна. Из проб инвазированных щенят с помощью паразитологической петли снимали поверхностную пленку и собирали в чашку Петри с дистиллированной водой, трижды отмывали яйца водой от соли, подсчитывали их количество в одной капле и в 1 мл, затем перемешивали со слоем консерванта - 1%-ный раствор НСl на дистиллированной воде и использовали в дальнейшей работе.
Пример 2. Биопроба по экспериментальному заражению цыплят-бройлеров для определения эффективности препарата «Цистодез-ультра» для дезивазии.
Опыт по испытанию разных концентраций препарата «Цистодез-ультра» для дезивазии проводили в условиях вивария Всероссийского научно-исследовательского института фундаментальной и прикладной паразитологии животных и растений - филиал ФГБНУ ФНЦ ВИЭВ РАН (г. Москва) на 60 цыплятах 14-дневного возраста, свободных от кокцидий и корма их не содержали противококцидиозные препараты. В своей работе для контроля концентрации спорулированных ооцист кокцидий (2000 ооцист/мл) использовали камеру Мак Мастера и микроскоп МБС, а для разведения применяли буфер SWH с таким расчетом, чтобы возможно было ввести 1 мл суспензии каждому цыпленку. Магнитную мешалку использовали для достижения хорошего смешивания материала. Всех опытных цыплят подвергали клиническому обследованию, индивидуальной нумерации, взвешиванию и по принципу аналогов разделили на шесть групп по 10 цыплят в каждой.
Цыплятам первой, второй и третий группы задавали по 1 мл суспензии ооцист эймерий, обработанной 3; 4 и 5%-ной концентрацией препарата «Цистодез-ультра» внутрь при помощи микро-пипетки постепенно. Цыплятам четвертый группы задавали по 1 мл суспензии ооцист эймерий, обработанной 4%-ным раствором фенола (базовой препарат). Цыплята пятой группы получали по 1 мл суспензии, содержащую 2000 ооцист/мл - зараженной контроль. Цыплята шестой группы получали по 1 мл буферного раствора и служили «чистым» контролем.
За время опыта цыплят всех шести групп содержали в аналогичных условиях, и они имели одинаковый рацион. За все время опыта за цыплятами вели ежедневные клинические наблюдения за общим состоянием, их поведением, приемом корма и воды, видимыми физиологическими изменениями и другими.
От цыплят каждой группы отдельно для установления ооцист в фекалиях с 6 по 12 сутки собирали ежедневно весь помет, взвешивали, добавляли воду до массы 2000 г, смешивали смесителем в течение 5 минут. Из каждой группы для дальнейших исследований отбирали пробы в количестве 25 г, которые консервировали 4%-ным раствором бихромата калия, размешивая миксером, доводили до однородной массы, затем перекладывали в микроконтейнеры с завинчивающейся крышкой и хранили в холодильнике при температуре +4°С.
3
Ооцист в 1 г фекалий определяли флотационным методом Фюллеборна с использованием насыщенного раствора натрия хлористого плотностью 1,18 г/см, а их количество подсчитывали с использованием камеры Мак Мастера.
Эффективность дезинвазии при назначении разных концентраций препарата «Цистодез-ультра», а также 4%-ной концентрации базового препарата фенола определяли, исходя из процента снижение выделения ооцист эймерий после воздействия на них отмеченными концентрациями дезинфектантов по сравнению с цыплятами зараженного контроля, которым давали по 2000 ооцист/мл.
Исследования по определению ооцист в фекалиях опытных цыплят, собранных с 6 по 12-е сутки после назначения обработанной дезинфектантами суспензии, их определенное количество находили, но не во всех группах. Так, при исследовании опытных цыплят первой группы, которым назначали суспензию ооцист, обработанную 3%-ной концентрацией «Цистодез-ультра», ооцист эймерий в фекалиях находили во все сроки исследований и средний показатель в одной камере за все сроки исследований составил 1,53. Количество ооцист эймерий в 1 г помета по этой группе составило 306 экземпляра, что в проценте от контроля 6,92%. Отсюда, интенсэффективность «Цистодез-ультра» в 3%-ной концентрации или процент снижение количества ооцист после воздействия на них отмеченной концентрации препарата равняется 93,46% (табл. 1).
Результаты исследований проб помета от цыплят 2 и 3-й групп, которые получали суспензию ооцист, обработанную 4 и 5%-ной концентрацией «Цистодез-ультра», ни в одном случае ооцист не находили, что дает нам основание утверждать о 100%-ной эффективности комплексного препарата «Цистодез-ультра» в отмеченных концентрациях против ооцист кокцидий птиц.
В четвертой группе цыплят после назначения суспензии ооцист, обработанной 4%-ной концентрацией фенола (базовой препарат) ооцист в помете находили во все сроки исследований (с 1 по 7 день) в количестве от 0,5 до 10,1 экз. в камере, а средний показатель в 1-й камере за период исследование составил 5,73 экз. Количество ооцист в 1 г помета по данной группе равнялась 1146 экз., что составляет 24,49% от контроля.
Отсюда, интенсэффективность фенола в 4%-ной концентрации против ооцист кокцидий составила 75,51%. Цыплята 5-й группы, получавшие 2000 спорулированных ооцист/мл во все сроки исследований с пометом выделяли ооцист эймерий в количестве от 0,6 до 39.6 экз. в камере и средний показатель в одной камере за период исследований составил 23,4 экз. Количество ооцист в 1 г. помета по группе зараженного контроля составило 4680 экз. И этот показатель использовался как исходный при расчете процента снижения количества ооцист или интенэффективность испытанных в опыте препаратов их концентраций.
Цыплята 6-й группы, которые получали буфер без ооцист, служили незараженным контролем и во все сроки исследований оставались свободными от инвазии.
Интенсэффективность использованных в своих иследованиях дезинфектантов или процент снижения количества ооцист эймерий определяли, используя следующую формулу:
к
д
к
ИЭ=(КО - КО)/КО × 100, где
ИЭ - интенсэффективность препарата, %;
к
КО - количество ооцист у цыплят контрольной группы;
д
КО - количество ооцист у цыплят, получивших обработанные дезинфектантом ооцисты.
Используя полученные нами в опыте данные, определяли интенсэффективность средства «Цистодез-ультра» в 3%-ной концентрации
ИЭ=(4680- 306)/ 4680 × 100=93,46 (р<0,05)
В концентрациях 4 и 5%-ной средство «Цистодез-ультра» показало против ооцист эймерий 100%-ную эффективность.
Использованный нами в качестве базового препарата фенол 4%-ный показал против ооцист эймерий:
ИЭ=(4680 - 1146)/ 4680 × 100=75,51%-ную эффективность.
Пример 3. Изучение овоцидной активности разных концентраций средства «Цистодез-ультра» ультра против яиц свиной аскариды в лабораторном опыте и биопробы по заражению белых мышей.
Овоцидную активность разных концентраций «Цистодез-ультра» и рекомендованной концентрации фенола изучали в опыте по культивированию яиц Ascaris suum в термостате при 26-28°С в чашках Петри в условиях влажный камеры в течение 30 суток, в каждый из которых закладывали по 1000 экз. яиц. Первая камера была контрольной, где культивирование проходило в физрастворе. Во вторую, третью и четвертую камеры вносили раствор, содержащий 3, 4 и 5%-ную концентрацию комплексного средства «Цистодез-ультра» соответственно. После 24 часовой экспозиции яиц Ascaris suum отмывали трехкратно дистиллированной водой, микроскопировали для выявления изменений структуры и ставили на культивирование. В период культивирования яиц проводили аэрацию один раз в два дня и вели наблюдения за эмбриогенезом. Жизнеспособность яиц Ascaris suum определяли по внешнему виду при световой микроскопии, путем окрашивания и постановкой биопробы.
При осмотре под микроскопом после 24-часовой экспозиции яиц Ascaris suum в разных дезинфектантах каких-либо изменений в их структуре перед постановкой на культивирование не выявляли. Тогда как яйца контрольной группы, находящиеся в физиологическом растворе, были на стадии двух бластомеров. При осмотре через 2; 4; 6 и 8 суток, в котором наблюдали активное развитие бластомеров - их было 4, 8, 16, 32 и т д. Во 2-й группе, где яйца Ascaris suum были обработаны 3%-ным раствором средства «Цистодез-ультра» в отмеченные сроки развития бластомеров наблюдали у 5 - 10% яиц. В 3 и 4-й группах, где яйца Ascaris suum были обработаны 4 и 5%;-ными растворами средства «Цистодез-ультра» во все сроки наблюдений развития бластомеров и личинок в яйцах не отмечали. В 5-й группе, где яйца Ascaris suum были обработаны базовым препаратом фенолом 4%-ным развитие бластомеров, а затем и личинок отмечали у 10 - 17% яиц.
Наши наблюдения, проведенные через 10; 12; 14 дней и дальше с начала культивирования дали возможность увидеть развитие личинок внутри яиц Ascaris suum, которые делали активные движения до 24 и 28-дневного периода, а затем они перестали двигаться.
Следует отметить, что наиболее четкая картина развития бластомеров и личинок внутри инвазионных яиц свиной аскариды было нами отмечена в контрольной группе.
Во 2-й и 6-й группах бластомеры и личинки развивались не во всех яйцах Ascaris suum, их приходилось искать и выделять для дальнейшего наблюднения.
Через 32 дня культивирования яиц Ascaris suum в термостате проводили заключительную оценку, согласно которой в контрольной группе 98% яиц Ascaris suum имели развившиеся внутри личинки. Во второй группе после обработки 3%-ной концентрацией средства «Цистодез-ультра» только 6% яиц Ascaris suum имели развившиея внутри личинки. А в шестой группе после обработки 4%-ной концентрацией фенола этот показатель составил 11% (табл. 2).
Интенсэффективность «Цистодез-ультра» против яиц Ascaris suum в 3%-ной концентрации составила; 93,6%, а в 4 и 5%-ной концентрациях - 100%. Базовый препарат фенол 4%-ный обеспечил 88,8%-ную интенсэффективность.
Получив высокую интенсэффективность в лабораторном опыте, решили их подтвердить постановкой биопробы.
Нужно отметить, что биопроба - это наиболее точный метод определения жизнеспособности инвазионных яиц аскарид посредством их дачи внутрь белым мышам.
Биопробу по экспериментальному заражению белых мышей путем дачи яиц свиной аскариды после культивирования проводили на 60 мышах массой 18 - 20 г, которых разделили на шесть групп по 10 в каждой. Мышей каждый группы содержали изолированно в клетках и им назначали через пластиковую трубку внутрь по 200 яиц Ascaris suum, которые ранее были подвергнуты культивированию в течение 32 дней и взяты из групп 1-6.
После назначения инвазионного материала за мышами вели клинические наблюдения, кормили и поили их по нормам, содержали в условиях вивария института.
Через 10 дней мышей каждый группы подвергали умерщвлению эфирным наркозом по отдельности. После вскрытия мышей их легкие и печень измельчали и исследовали по методу Бермана. Заправляли дихлорированной водой аппараты Бермана, оставляли при комнатной температуре (+22°С) на 2 часа. При исследовании осадка находили мигрирующих личинок аскарид в разном количестве. Так, в первый группе личинок аскарид находили у всех зараженных мышей, их количество колебалось от 17 до 135 экз. Во второй группе мышей, которым задавали яйца Ascaris suum после воздействия 3%-ным раствором средства «Цистодез-ультра» личинок аскарид находили у трех в количестве от 11 до 32 экз. В третьей и четвертой группах мышей, которым задавали яйца после воздействия 4 и 5%-ными концентрациями средства «Цистодез-ультра» мигрирующих личинок аскарид в легких и печени не находили. В пятой группе мышей, получавших яйца аскарид после воздействия на них 4%-ным раствором фенола, личинок аскарид находили у четырех в количестве от 17 до 56 экз.
Таким образом, комплексное средства «Цистодез-ультра» в концентрации 4% показал в биопробах по экспериментальному заражению цыплят-бройлеров эймериями, и биопробе по заражению белых мышей яйцами свиной аскариды высокую интенсэффективность (ИЭ - 100%).
В 3%-ной концентрации средство «Цистодез-ультра» против ооцист эймерий цыплят показал 93%-ную ИЭ и против яиц свиной аскариды ИЭ равнялась 93,9%.
Пример 4. Изучение овоцидной активности разных концентраций средства «Цистодез-ультра» против яиц токсокар собак в лабораторном опыте Овоцидную активность разных концентраций «Цистодез-ультра» и рекомендованной концентрации фенола изучали в опыте по культивированию яиц Toxocara canis в термостате при 26-28°С в чашках Петри в условиях влажной камеры в течение 30 суток в каждую из которых закладывали по 500 экз. яиц. Первая камера контрольная, где культивирование проходило в физрастворе. Во вторую, третью и четвертую камеры вносили растворы, содержащие 3; 4 и 5%-ную концентрацию комплексного средства «Цистодез-ультра» соответственно. В пятую камеру вносили 4%-ную концентрацию фенола (базовый препарат). После 24 часовой экспозиции яйца Toxocara canis отмывали трехкратно дистиллированной водой, микроскопировали для выявления изменений структуры, целостности оболочки и ставили на культивирование. В период культивирования яиц проводили аэрацию один раз в два дня и вели наблюдения за эмбриогенезом. Жизнеспособность яиц Toxocara canis устанавливали по внешнему виду при световой микроскопии и путем окрашивания.
При осмотре под микроскопом после 24-часовой экспозиции яиц Т. canis в разных дезинфектантах каких-либо изменений в их структуре перед постановкой на культивирование не выявили. А яйца контрольной группы, находящиеся в физиологическом растворе были на стадии двух бластомеров. В дальнейшем, при осмотре через 2; 4; 6 и 8 суток в них наблюдали активное развитие бластомеров, их было от 4 до 32 и т.д. Во второй группе, где яйца Т. canis были обработаны 3%-ным раствором средства «Цистодез-ультра» в указанные сроки развития бластомеров наблюдали у 3-10% яиц. Тогда как в третьей и четвертой группах, где яйца Т. canis были обработаны 4 и 5%-ными растворами «Цистодез-ультра» во все сроки наблюдений развития бластомеров и личинок в яйцах не отмечали. В пятой группе, где яйца Т. canis были обработаны базовым препаратом фенолом 4%-ным, развитие бластомеров, а затем и личинок в разное время отмечали у 9-17% яиц.
Проведенные нами наблюдения через 9; 11; 13 дней и дальше с начала культивирования показали процесс развития личинок внутри яиц Т. canis, которые делали активные движения до 24-26-дневного периода, а затем у них наступил период покоя и они двигались только при подогревании.
Наиболее четкая картина развития бластомеров и личинок внутри инвазионных яиц Т. canis была нами отмечена в контрольной группе.
Во второй и пятой группах бластомеры и личинки развивались не во всех яйцах Т. canis, которых находили и выделяли для дальнейшего наблюдения.
Через 30 суток культивирования яиц Т. canis в термостате проводили заключительную оценку, согласно которой в контрольной группе 96% яиц Т. canis имели развившихся внутри личинок. Во второй группе после обработки 3%-ной концентрацией средства «Цистодез-ультра» всего 5% яиц Т. canis имели внутри развившихся личинок. А в пятой группе после обработки 4%-ным раствором фенола данный показатель составил 12%.
Интенсэффективность средства «Цистодез-ультра» против яиц Т. canis в 3%-ной концентрации составила 94,8%, в 4 и 5%-ной концентрациях -100%. Фенол, взятый в качестве базового препарата обеспечил 86,5%-ную интенсэффективность.
Дифференциацию живых яиц от погибших осуществляли путем окрашивания по 30 яиц из каждой группы. Для окраски яиц Т. canis использовали раствор, состоящий из метиленового синего, молочной кислоты и едкой щелочи в соотношении: 0,05; 0,5 г и 15 мл, соответственно. Живые яйца из камер не окрашивались, а зародыши мертвых яиц были окрашены в синий цвет.
В результате проведенных исследований определена активная и эффективная концентрация комплексного средства «Цистодез-ультра» против разных инвазионных объектов в лабораторных опытах и при биопробе на разных моделях, которая пригодна для дезинвазии объектов внешней среды.
Источники информации
1. Акбаев М.Ш., Василевич Ф.И., Акбаев Р.М и др. Паразитология и инвазионные брлезни животных. - М, 2008. - 776 с.
2. Вершинин И. И. Кокцидиозы животных и их дифференциальная диагностика //Екатеринбург.: Уральская ГСХА. - 1996. - 264 с.
3. Крылов М.В. Определитель паразитических простейших: человека, домашних животных и сельскохозяйственных растений. - Зоологический ин-тРАН, 1996. - 602 с.
4. Сафиуллин Р.Т. Паразитарные болезни птиц, средства и методы борьбы. - М, 2019. - 260 с.
5. Правила проведения дезинфекции и дезинвазии объектов госветнадзора. - М., 2002. - 74 с.