Болезни нута на юге европейской территории России. Семенная инфекция

DOI: 10.24411/0235-2451-2018-10707 УДК 633.657: 632.4, 631.53.011.5

БОЛЕЗНИ НУТА НА ЮГЕ ЕВРОПЕЙСКОЙ ТЕРРИТОРИИ РОССИИ. СЕМЕННАЯ ИНФЕКЦИЯ

Н. И. БУДЫНКОВ, кандидат сельскохозяйственных наук, ведущий научный сотрудник (e-mail: oranzar@yandex.ru) С. Н. МИХАЛЕВА, научный сотрудник Всероссийский научно-исследовательский институт фитопатологии, ул. Институт, вл. 5, р. п. Большие Вяземы, Одинцовский р-н, Московская обл.,143050, Российская Федерация

Резюме. Изучали возбудителей грибных болезней и плесени семян нута, семядолей взрослых растений, гибнущих проростков из хозяйств юга России с целью выработки направлений контроля негативных последствий накопления возбудителей болезней и плесеней. Для анализа на питательную среду Чапека в чашки Петри закладывали семена без дезинфекции и с поверхностной дезинфекцией 96 %-ным раствором этанола в течение 1 мин., а также семядоли и проростки без стерилизации, с отмыванием стерильной водой для учета их колонизации микроскопическими грибами из расчета 100 семян (проростков, семядолей) на образец. Инкубацию проводили в термостате при температуре +23.25 оС. Всего было проанализировано 216 образцов семян, непроросших семян - 1, гибнущих проростков - 3, растений с семядолями во второй половине вегетации - 26. Анализ микробиоты проводили на 7-й день инкубации по форме органов споруляции под микроскопом. Плотность общей колонизации возбудителями плесени (Mucor spp., Aspergillus spp., Pénicillium spp.) поверхности семян нута в образцах составляла 121.150 %; для внутренней инфекции - 91.120 %. Большинство семян, инфицированных патогенными грибами, было колонизировано слабопатогенной альтернарией (доля инфицированных снаружи образцов - 63 %, внутри - 50 %). Особо опасными для развития растений нута патогенами (Fusarium oxysporum, F. moniliforme, Botrytis cinerea, Ascochyta rabiei) было заражено 27,3 %. Из них внутреннее инфицирование отмечено у 13,4% образцов при плотности колонизации 0...30 %. Для контроля вызываемых опасными патогенами заболеваний на начальныхэтапахразвития растений следует проводить обработку семян системными фунгицидами. После сева на прорастающих семенах уменьшалось количество аспергиллов, возрастало количество фузариев. На семядолях взрослых растений доминировал F. oxysporum (встречаемость -50.90 %), сопровождаемый F. solani (10.90 %). Семядоли с таким количеством патогенов представляют опасность для растений нута как постоянный источник инфекции. Ключевые слова: нут, семена, микромицеты, патогены, возбудители плесени, колонизация, заболевание, семядоли, агро-ценоз, протравители. Для цитирования: Будын-ков Н. И., Михалева С. Н. Болезни нута на юге европейской территории России. Семенная инфекция // Достижения науки и техники АПК. 2018. Т. 32. № 7. С. 31-35. DOI: 10.24411/02352451-2018-10707.

из нута также весьма популярны, но объёмы выращивания культуры здесь невысокие [1]. Сорта нута, возделываемые на территории Европейской части России, отличаются высокой засухоустойчивостью и предпочтением лёгких почв. «Нетерпимость» культуры к тяжёлым суглинистым почвам, переувлажнению, весенним холодам, сильно тормозит рост её посевных площадей. Огромный ущерб нуту наносят грибные болезни. Наиболее вредоносны они на ранних этапах роста и развития растений. В более поздние сроки на посевы губительно воздействуют периодические похолодания при долговременном избыточном увлажнении и стрессах различной природы [2].

Наиболее вредоносны для нута грибные (виды фузариев, аскохита), реже - оомицетные патогены (виды питиум, афаномицеты), вызывающие гнили, сосудистые заболевания, фитотоксикозы [3, 4]. По мнению В.А.Чулкиной, источниками инфекции в большинстве случаев служат зараженные возбудителями сельскохозяйственные культуры, реже сорняки и представители дикой флоры [5]. Колонизация семян опасными микроорганизмами - возбудителями плесеней и болезней растений, наряду с посевными качествами семенного материала, значительно влияет на развитие растений, в том числе - нута [2, 6, 7].

В условиях резких технологических изменений выращивания полевых культур трех последних десятилетий, микробиологической деградации агроценозов [8] возникает острая необходимость изучения как семенной инфекции, так и динамики микроорганизмов сельскохозяйственных культур в течение вегетационных циклов для контроля болезней.

Цель исследования - определение видового состава возбудителей болезней и плесеней, колонизирующих семена нута, семядоли взрослых растений и гибнущие проростки, для выработки направлений контроля негативных последствий их накопления.

Условия, материалы и методы. Исследования проводили на семенном материале хозяйств Волго-

Нут - важная сельскохозяйственная культура, которая занимает в мире более 10 млн га, в основном ее высевают в Индии [1]. Это ценный продукт питания, очень популярный в странах Средней и Западной Азии, Северной Африки. Его семена содержат около 20 % белка. Иногда его считают заменителем мяса в вегетарианской кухне. В Европе блюда

Окончание вегетации

Рисунок. Растения нута с семядолями.

градской, Саратовской, Самарской, Воронежской областей и Ставропольского края в лаборатории ФГБНУ ВНИИФ в 2014-2018 гг. Образцы семян отбирали в зернохранилищах хозяйств, гибнущих проростков и растений с семядолями (см. рисунок) - в полевых условиях в разные фазы развития.

Микробиологические анализы в лаборатории ФГБНУ ВНИИФ проводили с использованием искусственной питательной среды Чапека [7].

На питательную среду в чашки Петри закладывали семена без дезинфекции и с поверхностной обработкой 96 %-ным раствором этанола в течение 1 мин. [7], а также семядоли и проростки без стерилизации, с отмыванием стерильной водой для учета их колонизации микроскопическими грибами из расчета 100 семян (проростков, семядолей) на образец (на одну чашку Петри - по 10 штук, всего по 10 чашек на вариант). Инкубацию проводили в термостате при температуре +23...25 оС, влажность не учитывали. Всего было проанализировано 216 образцов семян, 1 - непроросших семян, 3 - гибнущих проростков (из Михайловского и Новониколаевского районов Волгоградской области), 26 - взрослых растений с семядолями во второй половине вегетации.

Анализ видового состава микробиоты, колонизирующей семена, проводили на 7-й день инкубации. Видовую принадлежность колоний микромицетов определяли по форме органов споруляции (конидиеносцев, конидий, асков, спор и др.) под микроскопом.

Выявленные микроорганизмы делили на группы: общая инфекция - все виды микромицетов, обнаруженные в образцах семян;

возбудители плесени - мукоры (Mucor spp.), ризопус (Rhizopus nigricans), аспергиллы (Aspergillus glaucus, A. niger, A. flavus), пенициллы (Penicillium chrisogenum, Penicillium spp.), кладоспориум (Cladosporium herbarum);

слабые для нута патогены - Fusarium solani, F. sambuci-num, Alternaria tenuis;

опасные патогены нута - возбудители фузариозов (F. oxysporum, F. moniliforme), аскохитоза (Ascochyta rabiei), серой гнили (Botrytis cinerea).

Подсчитывали количество колоний микроорганизмов, выделенных in vitro. Далее вычисляли долю (в %) каждого микроорганизма относительно числа нанесений растительных объектов на питательную среду, плотность колонизации; долю (в %) образцов, колонизированных тем или иным микроорганизмом или их группой.

Результаты и обсуждение. В зависимости от плотности колонизации семян микромицетами было сформировано 7 групп с интервалом 30 % от 0 до 210 %. Большинство количество образцов имело общую колонизацию по внутренней инфекции 91.120 %, по наружной - 121.150 % (табл. 1).

Суммарная колонизация образцов семян микромицетами разных групп по внутренней инфекции не опускалась ниже 30 %, по наружной - ниже 90 %. Очень высокую внутреннюю и наружную колонизацию (181.210 % - примерно 2 колонии на 1 семя) имели 4,6 и 9,1 % образцов соответственно. Большинство образцов семян с колонизацией возбудителями плесени приходилось на группу плотности колоний 91.120 % для внутренней и 121.150 % для наружной инфекции.

Колонизация семян патогенными грибами была значительно ниже, чем плесневыми. Плотность внутренней колонизации ими не поднималась выше 90 %, наружной - более 60 %. Причем количество образцов с наружной колонизацией было больше, чем с внутренней. Основная часть образцов семян нута с колонизацией патогенами приходилась на диапазон 0.30 % как по наружному, так и по внутреннему инфицированию. Наибольшее количество образцов, инфицированных патогенными грибами, было колонизировано альтер-нарией, гораздо меньшее - другими мало опасными для нута микромицетами.

На долю образцов семян, колонизированных опасными для развития растений нута патогенами, приходилось 27,3 %. Из них внутреннее инфицирование опасными патогенными микроорганизмами на уровне ниже 30 % отмечено у 13,4 %. Эффективное подавление этой части инфекции могут обеспечить только системные фунгициды. Наружная инфекция присутствовала у 18,0 % образцов с плотностью в диапазоне 0.30 %, у 4,3 % - в диапазоне 31.60 %. Эти патогены могут быть подавлены как контактными, так и системными фунгицидными протравителями.

Таким образом, опасными патогенными микромицетами были колонизированы менее трети образцов семян нута; по возбудителям плесени величина этого показателя была значительно выше, как и плотность колонизации плесневыми грибами (см. табл. 1). В связи с этим необходима обработка семян не только контактными, но и системными фунгицидными протравителями для подавления внутренней инфекции, а также хранение в оптимальных условиях, не способствующих развитию колонизирующих семена микроорганизмов.

Возбудители плесени вызывают фитотоксикозы, их накопление на семенах при хранении приводит к снижению посевных качеств [9] и депрессии развития проростков [6, 10], поэтому одним из важнейших свойств используемых протравителей должна быть способность к подавлению патогенных и плесневых грибов как на поверхности, так и внутри семян. Предпосевная обработка семян нута фунгицидными препаратами зачастую приводит к существенному увеличению всхожести [11]. Для нейтрализации негативных последствий развития плесеней на семенах

Таблица 1. Колонизация семян нута различными группами микромицетов, %

Группа плот- Общая Возбудители плесени Патогены Опасные патогены

ности колонизации, %* внутренняя наружная вну-трен-няя наружная вну-трен-няя наружная вну-трен-няя наружная

0...30 0,0 0,0 4,0 0,0 41,0 49,8 13,4 18,0

31...60 4,5 0,0 18,3 4,2 13,6 18,3 0,0 4,3

61...90 18,2 0,0 32,0 18,3 4,3 0,0 0,0 0,0

91...120 45,4 27,3 36,4 28,0 0,0 0,0 0,0 0,0

121...150 13,7 50,1 9,3 32,1 0,0 0,0 0,0 0,0

151...180 13,5 13,4 0,0 9,2 0,0 0,0 0,0 0,0

181...210 4,6 9,1 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0 0,0

*нередко из одного нанесения на питательную среду вырастает несколько колонии различных видов микроорганизмов, поэтому их суммарная встречаемость (плотность колонизации) может превышать 100 %.

также целесообразно использование антистрессантов и ризостимуляторов.

Подбор эффективных фунгицидных протравителей должен быть обусловлен видовым составом колонизирующей семена микробио-ты и микробиоты полевого агроценоза, в который они попадают при посеве. Качественная и количественная оценка колонизации семян нута микромицетами (табл. 2) показала, что среди плес-

Таблица 2. Колонизация образцов семян нута видами микромицетов

Название микроорганизма Инфицирование Доля инфицированных образцов, % Колонизировано семян в образце, %

Плесневые грибы

Mucor spp. внутреннее 81 40. ..70

наружное 83 10 ..40

Rhizopus nigricans внутреннее 41 10 ..70

наружное 36 10 ..70

Cladosporium herbarum внутреннее 18 0.. .10

наружное 23 0.. .10

Penicillium chrisogenum внутреннее 22 0.. .10

наружное 25 10 ..40

Penicillium spp. внутреннее 73 0.. .40

наружное 77 10 ..40

Aspergillus glaucus внутреннее 54 0.. .40

наружное 63 0.. .40

A. niger внутреннее 50 0.. .10

наружное 54 0.. .10

A. flavus внутреннее 31 0.. .10

наружное 30 10 ..40

Патогенные грибы

Alternaria tenuis внутреннее 50 0.. .40

наружное 63 10 ..40

Fusarium sambucinum внутреннее 4 0.. .10

наружное 0 -

F. solani внутреннее 5 0.. .10

Опасные для нута патогенные грибы

F. oxysporum внутреннее 4 0.. .10

наружное 9 0.. .40

F. moniliforme внутреннее 3 0.. .10

наружное 0 -

Ascochyta rabiei внутреннее 9 10 ..40

наружное 0 -

Botrytis cinerea внутреннее 3 0.. .10

наружное 4 10 ..40

Нейтральные и полезные грибы

Trichoderma viride внутреннее 8 10 ..70

наружное 9 10 ..70

Mycelia sterilia внутреннее 59 10 ..40

наружное 50 10 ..40

невых грибов наиболее часто присутствуют быстрорастущие мукоровые грибы: они инфицировали более 80 % образцов, при внутренней колонизации в образце -40.70 % семян, наружной - 10.40 % семян.

Ненамного меньше образцов было колонизировано видами пенициллов - 73...77 % (до 40 % семян в образце). Один из наименее вредоносных видов пенициллов -Penicillium chrisogenum выявлен менее чем у 10 % семян по внутренней колонизации и у 10.40 % - по наружной. Ризопусом было инфицировано соответственно 41 и 36 % образцов, на уровне 10.70 % семян (см. табл. 2).

Из аспергиллов на семенах нута наиболее часто встречался Aspergillusglaucus. Он колонизировал до 40 % семян на образец как в виде наружной, так и в виде внутренней инфекции. Внутренняя колонизация этим грибом отмечена у 54 % образцов, наружная - у 63 %. Немного уступал ему по количествуколонизированных образцов Aspergillus niger (50.54 %), доля колонизированных им семян в образце не превышала 10 %. Доля A. flavus во внутренней колонизация семян в образце находилась на том же уровне, наружной -могла достигать 40 % у 30.31% образцов.

До 10 % семян в образце колонизировал кладоспориум (как внутри, так и снаружи). Он обусловливал внутреннее инфицирование у 18 % образцов, наружное - у 23 %.

Наиболее распространенным из патогенных грибов на семенах нута был слабопатогеннный микромицет Alternaria tenuis. Доля внутренней колонизации составила 50 % образцов с колонизацией до 40 % семян, наружной - 63 % и 10.40 % соответственно. Остальные патогенные грибы встречались гораздо реже. Fusarium sambucinum был об-

наружен лишь у 4 % образцов с внутренней колонизацией до 10% семян. На поверхности семян этот патоген не выявили. Аналогичные показатели наблюдались для F. solani.

Опасные для нута патогенные грибы встречались на семенах относительно нечасто. Так, F. oxysporum -возбудитель сосудистых заболеваний и гнилей, в виде внутренней инфекции колонизировал не более 10 % семян на образец у 4 % образцов, в виде наружной - до 9 % образцов с колонизацией 10.40 % семян. Возбудитель серой гнили Botrytis cinerea характеризовался такими же показателями по колонизации семян в образце, но количество инфицированных им образцов было меньше - 3 % с внутренней инфекцией и 4 % - с наружной. Возбудители аскохитоза (Ascochyta rabiei) и фуза-риоза (F. moniliforme) были обнаружены только в виде внутренней инфекции с долей колонизированных образцов соответственно 9 % и 3 %.

Грибом-антагонистом Trichoderma viride при довольно высоком уровне наружной и внутренней колонизации семян в образце (10.70 %) было колонизировано 9 и 8 % образцов соответственно. На половине проанализированных образцов встречались неспорулирующе грибы (Mycelia sterilia) неопределенной этиологии (см. табл. 2).

Индийские ученые в аналогичном исследовании [12] обнаружили меньшее разнообразие грибной микробиоты (всего 8 видов), в основном совпадающей по видовому составу с выявленными нами доминирующими видами (Al. alternata, A. flavus, A. niger, Curvullaria lunata, F. oxysporum, R. bataticola, Rhizopus spp., Penicillium spp.).

Другая группа индийских ученых провела исследование на более богатых колонизирующими микромицетами семенах нута [13] с большей плотностью колонизации. Они проанализировали семена более чем по 30 видам колонизирующей микробиоты. Среди доминирующих аналогично нашему исследованию изредка отмечены A. alternata и A. niger, а также Fusarium oxysporum, Rhizopus spp., Cladosporium herbarum, встречаемость которых в наших исследованиях была небольшой. В то же время виды A. sonchi, Fusariella spp. M. sphaerospo-rus, A. clamydospora, C. lunata, D. halodes, F. orthoceras, C. spirale, A. fumigatus, C. clavata, F.equiseti. A. candidus, F. equiseti, традиционные для инфекции нута в Индии, мы на отечественных семенах не выявляли.

Представленные данные по колонизации семян нута грибами различной этиологии - важная часть информации для подбора эффективных протравителей, которые могут обеспечить защиту развивающихся проростков и растений от патогенной и плесневой микрофлоры.

Таблица 3. Частота встречаемости микромицетов в погибших проростках и непроросших семенах нута, %*

В погибших проростках В непроросших

(с корешком) семенах

Микромицет Михайлов- Новоаннин- Новоникола- Новоникола-

ский район, ский район, евский рай- евский район,

2016 г. 2016 г. он, 2018 г. 2018 г.

Плесневые грибы

Mucor spp. 5 8 28 15

Penicillium sp. 11 9 — 9

Aspergillus flavus - - 12 10

Патогенные грибы

F. oxysporum 20 - 25 41

F. avenaceum 36 20 — —

F. solani 60 95 37 38

Нейтральные и полезные грибы

Trichoderma viride 19 12 — —

Mycelia sterilia 14 — — —

* количество семян и проростков в образце, нанесенных на питательную среду, на которых обнаружили микромицет.

Семена с высокими посевными качествами не всегда обеспечивают 100 %-ную всхожесть и практически на каждом поле после массовых всходов, начала надземного развития проростков можно обнаружить не взошедшие семена, остановившиеся в развитии проростки (чаще на стадии «проростков с корешком»). Располагаются они, как правило, в виде 20.60-и сантиметровых промежутков в рядках между нормально развивающимися растениями. Мы провели отбор непроросших семян и остановившихся в развитии проростков с проблемных по всхожести полей нута для микробиологических анализов. Из трех образцов неразвившихся проростков в двух (встречаемость - 20 и 25 %) был выявлен опасный патоген Fusarium oxysporum, способный обеспечить их гибель (табл. 3). То есть гибель 80 и 75 % проростков соответственно наступила не от фузариоза, а под влиянием часто встречавшихся слабопатогенных для нута фузариев F. solani и F. avenaceum.

Плесневые грибы рода Penicillium были выявлены в двух из трех образцов у 9 и 11 % проростков. Таким образом, гибель оставшихся проростков в обоих случаях не была связана с пеницилловой плесенью.

Аспергиллы (A. flavus) обнаружили лишь на 12 % проростков третьего образца. Поскольку на семенах доминировали A. glaucus и A. niger (более чем в 50 % образцов каждый, см. табл. 2), следовало ожидать, что при увеличении влажности после попадания семян в почву эти грибы начнут активно развиваться, снижая всхожесть, будут часто встречаться на непроросших семенах и неразвившихся проростках. Однако при анализе погибших в поле проростков эти виды не были обнаружены в двух образцах из трёх.

Мнение об антагонистической активности A. niger при выращивании бобовых [14, 15, 16], видимо, более приемлемо для лабораторных опытов с культурами грибов на фильтровальной бумаге, питательных средах, в стерильном песке (то есть при отсутствии конкуренции), чем для полевых условий, в которых A. niger, очевидно, далеко не всегда проявляет достаточный уровень конкурентоспособности с полевой супрессивной микробиотой. Также, судя по полученным результатам, полевые почвенные супрес-соры зачастую минимизируют вероятность активного развития и проявления вредоносности A. glaucus и A. niger.

Присутствие гриба-антагониста Trichoderma viride на двух образцах проростков не смогло защитить их от гибели. F. solani встречался в опыте на семенах нута только в виде внутренней инфекции на 5 % образцов с уровнем колонизации 1.10 % (см. табл. 2). А на полевом биоматериале проростков - на всех образцах с частотой 37.95 %.

Встречаемость F. avenaceum в первом и втором образцах составляла соответственно 36 % и 20 %, хотя на семенах он выявлен не был. Очевидно, эти патогены активно развивались на семядолях нута, служащих для них благоприятным субстратом. На непроросших семенах нута также часто присутствовали F. solani и F. oxysporum, хотя при лабораторных анализах эти фузарии встречаются реже. Видимо, их источник в проанализированном полевом биоматериале в основном внешний.

Очевидно, в условиях полевых агроценозов микробиологические процессы идут не так, как при лабораторных анализах семенной инфекции. Органическое вещество семядолей не давших всходов семян, погибших проростков, семядолей вегетирующих растений, судя по выделенной микробио-те, служит полноценным питательным субстратом для сапротрофных и патогенных микромицетов, в том числе присутствующих в полевых агроценозах, и они активно на нём развиваются после посева, образуя консорции, несхожие с лабораторными - уменьшается количество аспергиллов и пенициллов, но возрастает количество фузариев, в том числе высокопатогенных.

Это подтверждают результаты анализа семядолей на растениях нута второй половины вегетации. В это время они прикреплены к подземной части стебля (см. рисунок) и микробиота не отличается разнообразием: доминирует F. oxysporum (встречаемость 50.90 %), сопровождаемый F. solani (10.90 %). Семядоли, колонизированные большим количеством возбудителей гнилей, сосудистых заболеваний, представляют серьезную опасность для растений. Вероятно, селекционерам следует задуматься о вариантах нейтрализации этого источника инфекции.

Выводы. Плотность общей колонизации и колонизации возбудителями плесени поверхности семян нута в хозяйствах юга России в большинстве проанализированных образцов составляла 121.150 %. Для внутренней инфекции величина этого показателя составляла для обоих параметров 91.120 %. Плотность колонизации семян патогенными микромицетами была ниже, чем плесенями: внутренней - не поднималась выше 90 %, наружной - выше 60 %.

Большинство образцов семян нута, инфицированных патогенными грибами, было колонизировано слабопатогенной альтернарией (доля инфицированных снаружи образцов - 63 %, внутри - 50 %). Опасными для развития растений нута патогенами было заражено 27,3 % их количества. Внутреннее инфицирование опасными патогенными микроорганизмами отмечено у 13,4 % образцов при плотности колонизации 0..30 %.

Среди плесневых грибов наибольшую встречаемость имели быстрорастущие мукоровые грибы: инфицировано более 80 % проанализированных образцов при внутренней колонизации 40.70 %, наружной - 10.40 % семян в образце. Пенициллами было колонизировано более 70 % образцов семян при уровне внешней и внутренней колонизации до 40 %. Из аспергиллов на семенах нута наиболее часто встречались Aspergillus glaucus (до 40 % семян у 54 % образцов при внутренней

и 63 % при наружной колонизации), Aspergillus niger (в 50 и 54 % образцов соответственно при колонизации ниже 10 % семян), Aspergillus flavus (у 31 и 30 % образцов соответственно при колонизации до 40 % семян). Во избежание негативных последствий высокого уровня колонизации семян возбудителями плесени необходима обработка эффективными системными фунгицидами, а также - хранение в оптимальных условиях, препятствующих накоплению этого типа инфекции.

Слабопатогенный микромицет Alternaria tenuis изнутри колонизировал 50 % образцов (0...40 % семян), снаружи - 63 % (10.40 % семян). F. solaniвстречался в опыте только в виде внутренней инфекции на 5 % образцов с уровнем колонизации 1.10 % семян.

Опасный патоген нута Fusarium oxysporum - возбудитель сосудистых заболеваний и гнилей - в виде внутренней инфекции колонизировал 4 % образцов (0.10 % семян), в виде наружной - до 9 % образцов (10.40 % семян). Возбудитель серой гнили Botrytis cinerea характеризовался такими же показателями колонизации семян в образце,

но количество инфицированных им образцов было меньше - 3 % с внутренней инфекцией и 4 % с наружной. Возбудители аскохитоза (Ascochyta rabiei) и фузариоза (F. moniliforme) были обнаружены только в виде внутренней инфекции с долей колонизированных образцов соответственно 9 и 3 %. Для контроля заболеваний на начальных этапах развития следует проводить обработку семян эффективными системными фунгицидами.

После посева видовой состав микробиоты на прорастающих семенах резко менялся - уменьшалось количество аспергиллов, пенициллов, возрастало количество фузари-ев, в том числе высокопатогенных.

Это подтверждают результаты анализа семядолей на растениях нута во второй половине вегетации: на них доминировал F. oxysporum (с частотой встречаемости 50. 90 %), сопровождаемый F. solani (10.90 %). Семядоли с таким количеством патогенов представляют опасность для растений нута как постоянный источник инфекции. Специалистам по защите растений и селекционерам следует начать разработку путей его нейтрализации.

Литература.

1. Растениеводство / П. П. Вавилов, В. В. Гриценко, В. С. Кузнецов и др. М.: Колос, 1979. 520 с.

2. Терентьев О. В. Выращивание нута. Практические рекомендации. Самара: Самара-Арис, 2012. 14 с.

3. Fungal Inoculum Potential on Severity of Ascochyta Blight of Chickpea (Cicer arietinum L.) / B. S. Bendahmane, I. E. Benzohra, M. Djamel, etc. //Middle-East Journal of Scientific Research. 2012. Vol. 11 (5). Pp. 555-558.

4. Landa B. B., Navas-Cortés J. A., Jiménez-Díaz R. M. Integrated Management of Fusarium Wilt of Chickpea with Sowing Date, Host Resistance, and Biological Control//Phytopathology. 2004. Vol. 94. No. 9. Pp. 946-960. DOI: 10.1094/PHYTO.2004.94.9.946.

5. Чулкина В. А. Биологические основы эпифитотиологии. М.: Агропромиздат, 1991. 288 с.

6. Хилевский В. А. Фитопатологическая экспертиза семян и защита озимой пшеницы от болезней в условиях Ростовской области как залог будущего урожая // Защита зерновых культур от болезней, вредителей и сорняков: материалы Международной научно-практической конференции. Большие Вязёмы: ФГБНУ ВНИИФ, 2016. С. 161-165.

7. Орлова А. А., Голодная С. С. Пособие по фитопатологическому анализу семян. М.: МСХ СССР, 1959. 144 с.

8. Будынков Н. И., Михалёва С. Н., Проскурин А. В. Микробиологическая деградация агроценозов и возможность её предотвращения. Растительные остатки // Эволюция и деградация почвенного покрова: c6. научных статей по материалам V Международной научной конференции (19-22 сентября 2017 г. Ставропольский государственный аграрный университет, г. Ставрополь). Ставрополь: Секвойя, 2017. С. 10-13.

9. Наумова Н. А. Анализ семян на грибную и бактериальную инфекцию. М.: Сельхозгиз, 1951. 140 с.

10. Санин С. С. Эпифитотии болезней зерновых культур: теория и практика. М.: ГНУ Всероссийский научно-исследовательский институт фитопатологии (ВНИИФ), 2012. 452 с.

11. Рахманов Ж. Х. Основные болезни нута в богарных условиях Узбекистана и меры борьбы с ними // Вестник защиты растений. 2016. № 4 (90). С. 94-96.

12. Warude S. N., Mane S. S., Giri G. K. Detection of Seed Borne Myco-Flora Associated with Chickpea // Int. J. Pure App. Biosci. 2016. Vol. 4 (4). Pp. 309-315.

13. Zaidi R.K., Pathak N. Evaluation of seed infection of fungi in Chickpea // Journal of Science & Technology. 2013. Vol. 8 (2). Pp. 27-36.

14. Пестинская Т. В. Особенности биологии гриба Pythium de Baryanum Hesse и возможные пути подавления его в почве // Ботанический журнал. 1956. Т. 41. № 4. С. 571-575.

15. Пестинская Т. В. О взаимоотношениях грибов, обитающих в почве //Ботанический журнал. 1958. Т. 43. № 9. С. 1270-1277.

16. Котова В. В. Корневые гнили гороха и вики и меры защиты. СПб: ВИЗР, 2011. 144 с.

DISEASES OF CHICKPEA IN THE SOUTH OF EUROPEAN RUSSIA. SEED INFECTION

N. I. Budynkow, S. N. Mikhaleva

All-Russian Research Institute of Phytopathology, ul. Institut, vl. 5, r.p. Bol'shie Vyazemy, Odintsovskii r-n, Moskovskaya obl.,143050, Russian Federation

Abstract. Agents of fungi diseases and mold of chickpea seeds, cotyledons of plants, perishing germs from farms in the south of Russia were studied in order to develop the directions of control of negative consequences of accumulation of the disease agents. Seeds without disinfection and with surface disinfection with a 96% solution of ethanol for 1 minute, as well as cotyledons and seedlings without sterilization, but with washing them with sterile water to account for their colonization by microscopic fungi at the rate of 100 seeds (seedlings, cotyledons) per sample were used. All samples were placed on Capek's nutrient medium in Petri dishes. The incubation was carried out in a thermostat at a temperature of +23-+25 C. A total of 216 samples of seeds were analyzed, among them there were 1 ungerminated seed, 3 perishing seedlings, 26 plants with cotyledons in the second half of the vegetation. The microbiota was analyzed on the 7th day of incubation according to the form of sporulation organs under a microscope. The density of total colonization by mold pathogens (Mucor spp., Aspergillus spp.. Penicillium spp.) of the surface of chickpea seeds in samples was 121-150%; for the internal infection it was 91-120%. The majority of chickpea seed samples infected with pathogenic fungi were colonized by weakly pathogenic Alternaria (the proportion of samples, infected on the surface was 63%, the proportion of samples, infected was 50%). Pathogens, particularly dangerous for the development of chickpea plants (Fusarium oxysporum, F. moniliforme, Botrytis cinerea, Ascochyta rabiei), infected 27.3% of samples. Their internal infection was observed in 13.4% of samples at a density of colonization of 0-30%. To control diseases, caused by the dangerous pathogens, seeds should be treated with effective systemic fungicides at the initial stages of plant development. After sowing, the number of Aspergillus spp. decreased on germinating seeds, and the number of Fusarium spp. increased. On cotyledons with chickpea plants F. oxysporum dominated (with frequencies of 50-90%), accompanied by F. solani (10-90%). Cotyledons with such amount pathogens are dangerous for chickpea plants as a constant source of infection. Keywords: chickpea; seeds; micromycetes; pathogens; mold agents; colonization; disease; cotyledons; agrocenosis; protectant. Author Details: N. I. Budynkow, Cand. Sc. (Agr.), leading research fellow (e-mail: oranzar@yandex.ru); S. N. Mikhaleva, research fellow. For citation: Budynkow N. I., Mikhaleva S. N. Diseases of Chickpea in the South of European Russia. Seed Infection. Dostizheniya naukii tekhnikiAPK. 2018. Vol. 32. No. 7. Pp. 31-35 (in Russ.). DOI: 10.24411/0235-2451-2018-10707.