Цикл Кребса: транскрипционная регуляция генов у дрожжей и Митохондриальные заболевания человека

ГЕНЕТИКА

УДК 579.222.6

М. С. Анастасина, Е. В. Самбук

ЦИКЛ КРЕБСА: ТРАНСКРИПЦИОННАЯ РЕГУЛЯЦИЯ ГЕНОВ У ДРОЖЖЕЙ И МИТОХОНДРИАЛЬНЫЕ ЗАБОЛЕВАНИЯ ЧЕЛОВЕКА

Цикл Кребса — один из важнейших энергообразующих путей, протекающий в митохондриях любой аэробной клетки. В метаболизме он играет двоякую роль. С одной стороны, это важная часть окислительного метаболизма клетки, результатом работы которой является создание НАДН, необходимого для клеточного дыхания, и, следовательно, синтеза АТФ. С другой стороны, цикл Кребса является источником углеродных скелетов, используемых во многих анаболических путях (например, а-кетоглутарат, основной предшественник глутамата).

Интерес к дальнейшему изучению регуляции и эффектов мутаций по генам цикла Кребса стимулируют и современные работы, посвященные генетике человека, в частности митохондриальным заболеваниям человека (синдром Ли, параганглиома, феохромоцитома), нейродегенеративным заболеваниям (синдром Альцгеймера). Такие заболевания могут быть связаны как с нарушениями митохондриальной ДНК, так и с мутациями в ядерных генах, кодирующих компоненты митохондрий. Дрожжи Saccharomyces cerevisiae являются удобным объектом для изучения генетического контроля цикла Кребса, в котором у них участвуют 8 ферментов, кодируемых 15 ядерными генами [51]. Большинство ферментов цикла Кребса не являются необходимыми для роста на ферментируемых источниках углерода, например глюкозе, однако они становятся жизненно важными для клеток, выращиваемых на неферментируемых источниках углерода, таких как этанол, ацетат, глицерин, лактат или пируват.

Большой интерес к ферментам цикла Кребса возник в связи с развитием биохимических методов, большинство ферментов цикла Кребса были охарактеризованы с биохимической точки зрения, и подробно изучен субъединичный состав этих ферментов, их локализация в клетке и активность. Впоследствии получили и охарактеризовали штаммы дрожжей, несущие мутации в генах цикла Кребса. Использование методов генетики и молекулярной биологии позволило клонировать гены ферментов цикла, что, в свою очередь, предоставило возможность изучения возможных белков-регуляторов, контролирующих экспрессию этих генов. Наконец с помощью молекулярно-биологических и генетических методов в начале и середине 90-х годов ХХ в. были выявлены, по крайней мере, основные регуляторные белки, участвующие в контроле экспрессии ферментов цикла Кребса.

© М. С. Анастасина, Е. В. Самбук, 2009

Основные пути регуляции экспрессии генов, кодирующих ферменты цикла Кребса. Экспрессия генов, кодирующих ферменты цикла Кребса, зависит от функционирования трех регуляторных систем.

1. Глюкозная катаболитная репрессия. Скорость роста дрожжей в средах, содержащих глюкозу в качестве источника углерода, а также скорость усвоения глюкозы максимальны по сравнению с другими источниками. Физиологический смысл эффекта глюкозной репрессии заключается в избирательном угнетении синтеза и активности ферментов, не являющихся необходимыми для роста [76].

Действие глюкозной репрессии распространяется на ферменты центральных метаболических путей, анаплеротических реакций, глиоксилатного шунта и глюконеогенеза, цикла Кребса и ряд ключевых ферментов азотного метаболизма [57]. Подвержены глю-козной репрессии гены, кодирующие белки электронно-транспортной цепи митохондрий и синтеза АТФ, а также ферменты, катализирующие реакции биосинтеза — матричный синтез макромолекул в митохондриях и нематричный синтез компонентов мембран этих органелл. Результатом глюкозной репрессии у дрожжей-сахаромицетов является подавление биогенеза митохондрий [2, 58].

Несмотря на обилие экспериментальных данных, полная картина регуляторных механизмов, управляющих глюкозной репрессией до сих пор не ясна [26].

Изменение активности ферментов, подверженных глюкозной катаболитной репрессии, при добавлении глюкозы в среду может происходить на разных уровнях: на уровне транскрипции, что приводит к снижению количества мРНК соответствующих генов; на уровне трансляции за счет изменения скорости трансляции и стабильности мРНК; на посттрансляционном уровне за счет увеличения скорости деградации ферментов (про-теолиза) [26].

Наиболее хорошо изучен контроль на уровне транскрипции. В регуляции транскрипции генов, контролируемых глюкозной катаболитной репрессией, принимают участие белки репрессоры и активаторы, обеспечивающие адекватную реакцию клетки на углеродный состав среды. Этот путь называют основным механизмом глюкозной репрессии.

Главная роль в этой схеме принадлежит гексокиназе Hxk2p, которая фосфорилирует глюкозу и проявляет протеинкиназную активность, инициирующую дальнейшую работу каскада. Комплекс протеинфосфатаз — Reglp / Reg2p / Glc7p — регулирует киназу Snflp, а та в свою очередь фосфорилирует основной репрессор — Miglp [32]. Белок Mig^ имеет цинксодержащий домен С2Р2 и связывается с последовательностью ДНК «GC-бокс» — (G/C) (C/T) GGGG [42]. В штаммах, содержащих мутацию snfl, транскрипция генов, подверженных глюкозной катаболитной репрессии, подавлена даже на среде без глюкозы [48]. Возможно, Snflp является не единственной киназой, которая фосфорилирует Miglp [66].

На среде с глюкозой Miglp локализован в ядре, и через несколько минут после удаления глюкозы из среды он фосфорилируется и выводится из ядра в цитоплазму с помощью белка Msn5 [66]. Белок Migl связывается с промоторами генов метаболизма углерода в клетке GAL1, GAL3, GAL4, PGM2, SNF3, HAP4 и др. [32]. К генам, экспрессия которых подавляется наличием глюкозы в среде, можно отнести гены, кодирующие белки и ферменты митохондрий, в частности ферменты цикла Кребса — CIT1, ACO1, FUM1, MDH1 и др. Их регуляция может осуществляться не непосредственно Miglp, а опосредованно, так как Miglp регулирует транскрипцию HAP4, являющегося активатором этих генов [4l].

2. Регуляция экспрессии генов, кодирующих ферменты цикла Кребса на нефермен-тируемых источниках углерода, таких как раффиноза, осуществляется активирующим ком-

плексом Hap2/Hap3/Hap4/Hap5, который связывается с последовательностью ACCAA (T/C) NA (ССААТ-бокс) в промоторе соответствующего гена и, взаимодействуя с ней, активирует транскрипцию [47, 60]. У штаммов с мутациями hap2, hap3, hap4 активации транскрипции генов, содержащих ССААТ-бокс, не происходит. Показано, что для связывания с ДНК достаточно образования комплекса из трех белков — Hap2 / Hap3 / Hap5, [60]. Кроме генов, кодирующих ферменты цикла Кребса, комплекс белков Hap2 / Hap3 / Hap4 / Hap5 вовлечен и в регуляцию синтеза гема и белков электрон-транспортной цепи.

3. У клеток с нарушениями функций митохондрий экспрессия генов цикла Кребса зависит от белков Rtgl,2,3. Белок Rtg3, содержащий bHLH-домен, образует комплекс с белком Rtgl в ядре. Для активации экспрессии Rtg-зависимых генов необходим белок Rtg2, который дефосфорилирует Rtg3p, и последний в таком состоянии проникает в ядро [68]. Этот комплекс также регулирует экспрессию гена CIT2, причем этот ген наиболее активно экспрессируется у клеток [rho0], у [rho+] активность пероксисомальной цитрат-синтазы невысока. Таким образом, комплекс белков Rtg участвует в ретроградном ответе клетки, т. е. в изменении экспрессии ядерных генов в ответ на информацию о состоянии митохондрий.

В настоящее время известно, что промоторы генов, кодирующих ключевые ферменты метаболизма углерода, содержат последовательности для взаимодействия с регуляторами других метаболических путей, что, вероятно, позволяет корректировать экспрессию в зависимости от физиологического состояния клетки и сигналов, поступающих извне, а основную роль в передаче сигнала об отсутствии глюкозы играет фосфопротеинкиназа Snflp.

Благодаря данным о плейотропных эффектах мутаций по генам, кодирующим ферменты цикла Кребса и его связи с все большим числом метаболических процессов, цикл Кребса рассматривается уже не только как важнейший энергообразующий путь, но и как связующее звено между самыми разными процессами, протекающими в любой клетке. Так, экспрессия ряда генов цикла Кребса зависит от концентрации фосфора в среде и изменена у некоторых мутантов по генам PHO системы [l, 46]. Известно также, что цикл Кребса связан с метаболизмом азота: образованный из пролина глутамат, главным образом, превращается в глутамин, однако может превращаться и в а-кетоглутарат и попадать в цикл трикарбоновых кислот [34].

Генетический контроль ферментов цикла Кребса у дрожжей S. cerevisiae L. Цитратсинтаза. Ген CIT1 кодирует цитратсинтазу (КФ 4.l.3.7), первый фермент цикла Кребса, который катализирует конденсацию ацетил-КоА и оксалоацетата, что приводит к образованию цитрата [59]. Эта реакция является одной из немногих необратимых реакций цикла, поэтому уровень экспрессии CIT1 оказывает влияние на остальные реакции цикла. Дрожжи S. cerevisiae содержат три изоформы цитратсинтазы, которые кодируются генами CIT1, CIT2 и CIT3. Гены CIT2 и CIT3 кодируют пероксисомальную и минорную изоформы цитратсинтазы, соответственно, ген CIT1 кодирует основную форму цитрат-синтазы, локализованную в митохондриях [59]. Вследствие пониженной способности вырабатывать энергию, мутанты cit1 имеют более длинную лаг-фазу (по сравнению со штаммами дикого типа) при росте на неферментируемых источниках углерода и не способны расти на ацетате [32]; кроме того, у таких штаммов значительно снижены активности а-кетоглутаратдегидрогеназы и пируватдегидрогеназного комплекса, и незначительно снижены активности аконитазы и изоцитратдегидрогеназы [32, 5l]. Известно, что все ферменты цикла Кребса функционируют в комплексе, поэтому изменение количества одного из ферментов может являться фактором, влияющим на весь комплекс [78].

4l

Активность цитратсинтазы Citlp регулируется на посттрансляционном уровне цитратом и АТФ. Поскольку цитратсинтаза является одним из ключевых ферментов клеточного метаболизма, ген CIT1 регулируется с помощью нескольких регуляторных путей. Транскрипция гена CIT1 подвержена глюкозной репрессии и репрессии глутаматом, которые действуют синергично [36].

Регуляторные системы, влияющие на экспрессию гена CIT1, указаны в таблице.

Аконитаза (КФ 4.2.l.3) катализирует обратимую изомеризацию трикарбоновых кислот цитрата и изоцитрата с образованием цис-аконитата в качестве промежуточного продукта реакции.

Аконитаза, как и некоторые другие ферменты цикла Кребса, имеет митохондриальную и цитоплазматическую изоформы, кодируемые ядерными генами (ACO1 и ACO2 соответственно). Помимо своей основной функции в цикле Кребса, аконитаза необходима для биосинтеза глутамата и роста на средах с неферментируемыми источниками углерода. Дизрупция гена ACO1 приводит к ауксотрофности по глутамату, фенотипу «petite» [27] и неспособности утилизировать ацетат в качестве единственного источника углерода [39]. Обнаружение продукта гена ACO1 в цитоплазме предполагает участие основной изоформы аконитазы в глиоксилатном шунте [53]. Кроме того, аконитаза, по-видимому, является одним из связующих звеньев между регуляцией метаболизма и поддержанием митохондриальной ДНК: у штаммов с делецией Aaco1 нарушена стабильность митохондриальной ДНК [l7]. Ген ACO1 подвержен тонкой регуляции и его транскрипция изменяется не только в ответ на изменение источника углерода в среде, но и в зависимости от состояния митохондрий клетки (см. таблицу).

Изоцитратдегидрогеназа. Митохондриальная НАД+-специфичная изоцитратде-гидрогеназа (КФ l.l.l.42) катализирует третью реакцию цикла Кребса — образование а-кетоглутарата из изоцитрата; эта реакция необратима [5]. Изоцитратдегидрогеназа является октамером, состоящим из четырех субъединиц Idhlp и четырех субъединиц Idh2p, кодируемых генам IDH1 и IDH2 соответственно, и находится под контролем различных аллостерических эффекторов, например АМФ (у дрожжей) [29].

Первичные последовательности белков Idhl и Idh2 идентичны на 42 % [l9]. Гены IDH1 и IDH2 транскрибируются независимо друг от друга, при этом изменение экспрессии любого из них не влияет на транскрипцию другого [l8].

Мутации в любом из генов изоцитратдегидрогеназы приводят к потере активности фермента, а также к замедленному росту мутантов на среде с глицерином в качестве источника углерода и неспособности использовать ацетат в качестве источника углерода [l8, l9, 28, 3l, 39].

Интересно, что мутация cit1, возникающая на фоне мутации idh2, супрессирует ее эффект и увеличивает скорость роста штаммов idh2 cit1 на среде с глицерином [39]. Было обнаружено, что штаммы, несущие делеции генов IDH, склонны к накоплению мутаций, супрессирующих замедленный рост на средах с глицерином; супрессорный фенотип был показан для мутаций в генах LSC1, LSC2 и MDH1, кодирующих субъединицы сукцинил-КоА лигазы и малатдегидрогеназы соответственно [52]. Регуляторные системы, влияющие на экспрессию генов IDH1 и IDH2, указаны в таблице.

а-Кетоглутаратдегидрогеназа (КФ l.2.4.2) катализирует окислительное де-карбоксилирование а-кетоглутарата с образованием сукцинил-КоА и диоксида азота. Функциональный фермент представляет собой комплекс, состоящий из трех субъединиц — КЕ1 / КЕ2 / КЕ3, каждая из которых кодируется отдельным ядерным геном (KGD1, KGD2 и LPD1 соответственно). Субъединица КБ!, по-видимому, не требуется

Ген Фермент Репрессия глюкозой Регуляция комплексом НАР Регуляция комплексом ытс Участие других регуляторов

СОТ* цитратсин- таза + (необходим участок промотора -367.. .-348 [60] + в отсутствии глюкозной репрессии (необходим участок промотора-310...-290 [60] + у клеток [гЬо+] и [гЬо°] [60] Активаторы РЬо2р, РЬо4р (возможные участки связывания -368.. .-348; -322.. .-272; репрессор РИо85р.[1]

АС01 аконнтаза + усиление репрессии в присутствии глутамата [27] + в отсутствии глюкозной репрессии (важен участок -284.. .-291) [27, 30] + при ГКР; у клеток [гИо+] и [гЬо0]; [77, 36]. неизвестно

IDH1, IDH2 изоцитрат- дегидрогеназа + усиление репрессии глутама-том [28,31] неизвестно + в клетках [гЬо°] [36]. «

KGD1 а-кетоглу- тарат- дегидрогеназа + [54] + три сайта связывания в участке -354...-143 [54] неизвестно «

KGD2** + [54] + два функциональных элемента в участке —484.. .-244 [55] « негативная регуляция цАМФ [13].

LPD1 + [61] + в отсутствии глюкозной « активация Осп4 при аминокислотном голодании; важен

репрессии [12] неизвестно участок промотора -114.. .-109, возможно, АЪП, СрП, РИо4, 8ко1, Асг1, Ыар1, Осг1 [69]

LSC1 сукцинил-КоА лигаза + [67] неизвестно « -

LSC2 + [67] « « -

SDH1 сукцинат- дегидрогеназа + на транскрипционном и пост-транскрипционном уровне [65] + есть СААТ-бокс в промоторе [35, 65]. « -

SDH2 -

SDH3 -

SDH4 + на уровне транскрипции [20] -

FUM1 фумараза + [36] + в отсутствии глюкозной репрессии [36] [36] -

MDH1 малатдеги- дрогеназа + [38] неизвестно по-видимому, нет [36] -

Примечание. * — при диауксическом шифте совместная регуляция комплексами НАР и ЯТО [36]; ** — индукция при смене метаболизма с окислительного на ферментативный; «+» — наличие регуляции; «-» — отсутствие регуляции.

для образования комплекса КЕ2 / КЕ3, в то время как в отсутствии КЕ2 комплекс КЕ1 / КЕ3 не образуется. Интересно, что у штаммов с дизрупцией гена KGD1 концентрация субъединицы KE2 не изменялась, в то время как у штаммов с дизрупцией гена KGD2 концентрация субъединицы КЕ1 достигала лишь 60-80 % от концентрации у штаммов дикого типа, активность КЕ1 у таких штаммов приблизительно в 2 раза ниже, нежели у штаммов дикого типа [56].

У S. cerevisiae структурные гены а-кетоглутаратдегидрогеназы не сцеплены и каждый из них регулируется отдельно. Ген KGD1 впервые был клонирован после обнаружения мутантов дрожжей с фенотипом Gly- (неспособность утилизировать глицерин). Регуляция гена KGD1, как и большинства других генов цикла Кребса, осуществляется преимущественно на уровне транскрипции глюкозой или комплексом HAP [54]. Похожим образом регулируется и ген KGD2 [55]. Наиболее сложно регулируется ген LPD1, кодирующий липоамиддегидрогеназу, которая не только участвует в цикле Кребса (в качестве субъединицы а-кетоглутаратдегидрогеназного комплекса), но также является важным ферментом гликолиза и системы расщепления глицина (glycine cleavage system) и контролируется различными регуляторными механизмами. Как и другие гены цикла Кребса, LPD1 репрессирован в клетках, растущих на среде с глюкозой [61], а в отсутствии глюкозной репрессии активирован регуляторным комплексом HAP [12]. Кроме того, в регуляции экспрессии гена LPD1, возможно, участвует еще целый ряд белков-активаторов и репрессоров [69], т. е. ген LPD1 можно рассматривать не только как важный элемент цикла Кребса, но и как точку объединения углеродного обмена с другими метаболическими путями (см. таблицу).

Сукцинил-КоА лигаза (сукцинил-КоА синтетаза) (КФ 6.2.1.5) катализирует нуклеотид-зависимую конверсию сукцинил-КоА в сукцинат [44]. У эукариот этот фермент функционирует в виде гетеродимера и состоит из субъединиц а и в, необходимых для его каталитической активности [45].

Активность фермента у дрожжей зависит от источника углерода в среде и от доступности кислорода: в ферментирующих клетках, использующих глюкозу в качестве источника углерода и сульфат аммония в качестве источника азота, активность фермента была низкой. Катаболитная репрессия, однако, не наблюдалась, если клетки использовали дисахариды и аминокислоты в качестве источников углерода и азота соответственно [67]. Доступность полной последовательности генома S. cerevisiae способствовала клонированию генов сукцинил-КоА лигазы. У дрожжей S. cerevisiae были изолированы два гена LSC1 (YOR142W) и LSC2 (YGR244C), имеющие высокое сходство с генами, кодирующими субъединицы сукцинил-КоА лигазы у других видов [51]. Несмотря на то, что гены субъединиц сукцинил-КоА лигазы были клонированы еще в 1998 г., об их регуляции вплоть до настоящего момента известно немногое. Интересны фенотипы мутантов Alscl и Alsc2. В отличие от большинства мутантов по генам цикла Кребса, характеризующихся нарушенной способностью (или неспособностью) утилизировать неферментируемые источники углерода, в особенности ацетат [39], мутанты Alscl и Alsc2 не имеют дефектов роста ни на средах с этанолом или лактатом, ни на средах с ацетатом. Отсутствие в геноме дрожжей гомологов генов LSC1 и LSC2 позволяет предположить, что в клетке существуют альтернативные способы образования сукцината из сукцинил-КоА, возможно, с участием ферментов изоцитратлиазы, КоА трансфераз и КоА гидролаз [51]. Регуляторные системы, влияющие на экспрессию генов LSC1 и LSC2, указаны в таблице.

Сукцинатдегидрогеназа. Сукцинатдегидрогеназа дрожжей (комплекс II электрон-транспортной цепи; сукцинат-убихинонредуктаза) (КФ 1.3.99.1) катализирует реакцию

окисления сукцината до фумарата, восстанавливая при этом убихинон. Это единственный фермент цикла Кребса, который закреплен во внутренней мембране митохондрий.

Активный центр фермента образуют субъединицы, содержащие флавин и железосерные центры субъединицы, кодируемые генами SDH1 и SHD2 соответственно [16, 35]. Заякоривание фермента в мембране митохондрии осуществляется с помощью двух гидрофобных субъединиц, кодируемых генами SDH3 и SDH4 [15, 64]. Для сборки функционального комплекса, по-видимому, необходим шаперон семейства Hsp60 — Tcm62p [21].

Мутации всех генов, кодирующих субъединицы сукцинатдегидрогеназы, приводят к нарушению роста на неферментируемых источниках углерода, свойственному и другим мутантам по генам цикла Кребса. Так, штаммы, несущие дизрупцию гена SDH3, демонстрировали очень низкую скорость роста на средах с глицерином и этанолом и вообще не росли, если в качестве источника углерода был использован лактат или ацетат [20, 52]. Мутант sdh4 медленно растет на богатой среде с глицерином, но не растет на минимальной среде с глицерином в качестве источника углерода [15, 52].

Для сборки функционального комплекса сукцинатдегидрогеназы необходимы все четыре субъединицы, и, очевидно, экспрессия кодирующих их генов контролируется общими механизмами и поддерживается приблизительно на одном уровне (см. таблицу).

Фумараза. В клетке дрожжей, как и в клетках других эукариот, присутствует две изоформы фумаразы (КФ 4.2.1.2), одна из которых локализуется в митохондриальном матриксе, а другая — в цитоплазме. Митохондриальная изоформа фумаразы участвует в цикле Кребса, катализируя обратимую конверсию фумарата в малат [10]. В отличие от других ферментов цикла Кребса, имеющих митохондриальную и цитоплазматическую изоформы, которые кодируются отдельными ядерными генами, обе изоформы фумаразы закодированы в одном и том же гене — FUM1 и транслируются с одного и того же транскрипта [50, 63, 72, 79].

Несмотря на то, что данный фермент активно изучают еще с конца 80-х годов ХХв., в настоящий момент фумараза гораздо лучше охарактеризована биохимически, нежели генетически. Мутанты fum1, имеющие фенотип «petite», не способны усваивать не только ацетат, но и многие другие неферментируемые источники углерода (лактат, пируват и глицерин), подрост наблюдается, только когда в качестве неферментируемого источника углерода использован этанол [51, 79].

К настоящему моменту известно, что экспрессия гена FUM1 не зависит от комплекса Rtg1/2/3p. При этом экспрессия FUM1 в клетках [rho0] значительно снижена по сравнению с клетками [rho+]. Это снижение, вероятно, связано с тем, что FUM1, как и другие гены цикла Кребса, положительно регулируется комплексом белков Hap2/3/4/5, активность которого блокирована в условиях глюкозной репрессии и заметно снижена в дерепрессированных клетках [rho+] [36]. Таким образом, в отличие от генов, контролирующих первые этапы цикла Кребса, транскрипция FUM1 не находится под двойным контролем комплексов RTG / HAP, а зависит лишь от последнего и активирована в тех условиях, когда он функционирует (см. таблицу).

Малатдегидрогеназа (КФ 1.1.1.37) является одним из ключевых ферментов цикла Кребса и малат-аспартатного шунта. Она катализирует последнюю реакцию цикла — обратимую конверсию малата в оксалоацетат, используя НАД +. В клетках дрожжей обнаружены митохондриальная и цитоплазматическая изоформы малатдегидрогеназы, кодируемые генами MDH1 и MDH2 соответственно. Митохондриальная малатдегидро-геназа эукариот функционирует в виде гомодимера, обе субъединицы которого закодированы ядерным геном MDH1 [38]. Интересно, что предшественник Mdh1 содержит

^терминальную лидерную последовательность, состоящую из 17 аминокислот, которая, однако, не является необходимой для эффективного импорта малатдегидрогеназы в митохондрии [75].

Мутации шс1Н1 рецессивны. Гаплоидные мутанты шс1к1, как и мутанты по некоторым другим генам цикла Кребса, имеют фенотип [Ао-] и не растут на минимальной среде с неферментируемыми источниками углерода. В то же время эти штаммы растут на полной среде с этанолом в качестве источника углерода; на полной среде с лактатом, глицерином или пируватом они демонстрируют замедленный, по сравнению со штаммами дикого типа, рост и не растут на полной среде с ацетатом [38, 51, 75]. Известно также, что мутанты АтСк1 супрессируют сниженную скорость роста штаммов А\СЬ2 на богатой среде с глицерином [51]. В настоящее время регуляция экспрессии малатдегидрогеназы освещена недостаточно и нуждается в дальнейшем изучении (см. таблицу).

Влияние мутаций в генах цикла Кребса на метаболизм клетки дрожжей. В настоящее время, в связи с развитием методов, позволяющих проводить масштабное исследование транскриптома, протеома, метаболома и популярностью комплексного подхода к изучению метаболизма клетки, были выявлены новые функции ферментов цикла Кребса и интерес к регуляции соответствующих генов возрастает.

В частности, сейчас известно, что аконитаза помимо участия в цикле трикарбоновых кислот, необходима для поддержания стабильности митохондриальной ДНК [17]. МакКэ-мон с соавторами, используя метод биочипов, показали, что у мутантов по разным генам цикла Кребса наблюдается снижение уровня мРНК по крайней мере 46 генов, участвующих в метаболизме гликогена, трегалозы (например, ОЗУ1), метаболизме гексоз (НХТ6), гликолизе (РОМ2), аминокислотном метаболизме (GAD1), ответе на температурный шок (Н8Р104), путях клеточного сигналинга (MDG1). В то же время в ответ на мутации в генах цикла Кребса наблюдается повышение уровней мРНК, по крайней мере, в 29 генах, участвующих в метаболизме фосфора (РНО3), липидов (Ш01), нуклеотидов (ААН1), железа (ПТ1—3). У мутантов по генам а-кетоглутаратдегидрогеназы повышается экспрессия генов анаэробного метаболизма и снижается экспрессия генов окислительного метаболизма. Всего обнаружено более 400 генов, транскрипция которых изменяется, по крайней мере, в 3 раза у штаммов с мутациями в тех или иных генах цикла Кребса [40].

Ферменты цикла Кребса и заболевания человека. В последнее время появляется все больше данных о митохондриальных болезнях человека. Некоторые из них, возможно, связаны с нарушением функционирования ферментов цикла Кребса. Так, в исследованиях мозга пациентов, которым поставлен диагноз «болезнь Альцгеймера» (подтвержденный патологоанатомической экспертизой), было обнаружено значительное изменение активности сразу нескольких ферментов цикла Кребса. В частности, активность изоцитратдеги-дрогеназы была понижена на 27 %, активность а-кетоглутаратдегидрогеназы — на 57 %; активность сукцинатдегидрогеназы была повышена на 44 %, а малатдегидрогеназы — на 54 % [14]. Кроме того, известно, что окислительный стресс ассоциирован с болезнью Альцгеймера, а при появлении в клетке эндогенных или экзогенных сильных окислителей снижается в активность а-кетоглутаратдегидрогеназы и повышается активность малатдегидрогеназы в клетке [37]. Также было показано, что изменение активностей а-кетоглутаратдегидрогеназы и малатдегидрогеназы в ответ на воздействие на клетку перекиси водорода, зависит от уровня КЕ2 субъедницы а-кетоглутаратдегидрогеназы, что позволяет высказать предположение о роли КЕ2 субъединицы в регуляции ответа а-кетоглутаратдегидрогеназы и других ферментов цикла Кребса на действие активных форм кислорода [71].

Большое внимание уделяется изучению генов сукцинатдегидрогеназы, фермента, который также является митохондриальным коплексом II электрон-транспортной цепи

и, соответственно, участвует не только в цикле Кребса, но и в окислительном фосфо-рилировании. Мутации в генах SDHA, B, C, D, кодирующих субъединицы A, B, C и D сукцинатдегидрогеназы соответственно, ассоциированы сразу с несколькими заболеваниями человека: семейной и спорадической формами параганглиомы и феохромоцитомы, митохондриальными нейродегенеративными заболеваниями. Пациенты, гомозиготные по мутации R554W в гене SDHA, в результате которой активность сукцинатдегидроге-назы падает до 50 %, страдают от раннего развития нейродегенеративного заболевания с синдромом Ли (серьезные нервно-мышечные нарушения) [11]; сходный фенотип имеют пациенты, несущие в компаунде две гетерозиготные мутации в этом же гене — A524V и M1L [49]. Мутации, приводящие к снижению активности комплекса менее, чем на 50 %, имеют менее яркое проявление, но, тем не менее, ассоциированы с атрофией оптического нерва, атаксией и миопатией [9].

Три других гена, кодирующих субъединицы сукцинатдегидрогеназы, — SDHB, SDHC, SDHD — также ассоциированы с митохондриальными заболеваниями человека, а именно с наследственными параганглиомой и феохромоцитомой (нейроэндокринными опухолями, способными секретировать катехоламины) [4, 7, 8, 43]. Спорадические феох-ромоцитомы также часто связаны с мутациями в гене SDHB [3]. Накопление сукцината вследствие мутаций по генам сукцинатдегидрогеназы связывают с ингибированием ряда а-кетоглутарат-зависимых генов, в частности JHD1 — деметилазы гистона Н3 и транскрипционного активатора ряда генов. Предполагается, что ингибирование деметилазы гистона Н3 млекопитающих сукцинатом может играть роль в злокачественной трансформации клеток [70]. Кроме того, известно, что, по крайней мере, гены субъединиц B, C и D сукцинатдегидрогеназы являются супрессорами опухолей, и их инактивация повышает риск развития опухоли [23].

Еще одним ферментом цикла Кребса, ассоциированным с заболеваниями человека, является фумараза. Некоторые мутации в гене FH, кодирующем фумаразу, приводят к снижению или потере активности фермента и, как следствие, образованию опухолей кожи, матки, и/или раку почек (наследственному лейомиоматозу и папиллярной карциноме почек второго типа) [74]. Известно, что миссенс-мутации в гене FH приводят к большему снижению активности фумаразы, нежели концевые или полная делеция генов. Можно предположить, что фумараза, как и сукцинатдегидрогеназа, может быть вовлечена в супрессию опухолей [22].

Исследования результатов мутаций в генах сукцинатдегидрогеназы и фумаразы позволяют высказать предположения о роли нарушений цикла Кребса в развитии различных (в том числе, и злокачественных) опухолей [62].

Заключение. Очевидно, что для успешного лечения и предупреждения митохондриальных заболеваний человека, связанных с нарушением регуляции или синтеза ферментов цикла Кребса, необходимо точное понимание регуляции экспрессии соответствующих генов и изучение эффектов мутаций. Учитывая сложность проведения генетических исследований на человеке, необходимо моделировать митохондриальные заболевания на других объектах генетики. Дрожжи S. cerevisiae являются не только удобным модельным организмом для генетических исследований, но, что важно, будучи факультативными анаэробами, прекрасно подходят для изучения процессов, происходящих в митохондриях.

В настоящее время дрожжи S. cerevisiae, несущие мутации в ортологах известных генов человека, ассоциированных с митохондриальными заболеваниями, активно

используются в качестве модельных систем. Так, штаммы, несущие мутации в гене KGD2, ортологе человеческого гена BCKDHA, кодирующего липоамидацилтрансфе-разу, субъединицу а-кетоглутаратдегидрогеназного комплекса, и штаммы с мутацией гена SDH1, ортолога человеческого гена SDHA, кодирующего субъединицу сукцинат-дегидрогеназного комплекса, используются для моделирования синдрома Ли [6, 25]. Штаммы с мутациями генов SDH1, SDH2, SDH3, SDH4 (ортологи генов SDHA, SDHB, SDHC, SDHD человека соответственно) являются моделями различных типов параган-глиом и феохромоцитом [6, 70]. Исследования дрожжевого гена FUM1 (ортолог гена FH человека) проводят для моделирования энцефаломиопатии, связанной с отсутствием активности фумаразы [6, 25].

Значительное сходство митохондрий дрожжей и человека позволяет использовать данные функциональной геномики дрожжей для идентификации человеческих генов, определяющих различные заболевания [24]. Так, Л. М. Штайнмец с соавторами проанализировали способность к росту на неферментируемых источниках углерода более чем у 5 тысяч гетерозиготных и более чем у 4 тысяч гомозиготных штаммов дрожжей, несущих мутации в различных ядерных генах, и обнаружили, что делеции более 500 генов приводят к возникновению дефектов роста на неферментируемых источниках углерода. При скрининге генома человека было обнаружено 255 генов, ортологичных тем, мутации в которых приводили к нарушению роста на неферментируемых источниках углерода, причем, по крайней мере, 21 ген уже ассоциирован с известными митохондриальными заболеваниями человека, наследуемыми по менделевскому типу [73].

Очевидно, что использование дрожжей в качестве моделей митохондриальных заболеваний человека (в том числе, связанных с нарушениями функционирования цикла Кребса) и изучение регуляции генов цикла Кребса, открывает новые перспективы для понимания не только фундаментальных проблем регуляции жизненных процессов, но и для решения не менее важных медицинских задач.

Литература

1. Падкина М. В., Тарасов С. А., Карстен С. Л., Парфенова Л. В., Попова Ю. Г., Самбук Е. В. Влияние мутацийpho85 на катаболитную репрессию гена CIT1 у дрожжей Saccharomyces cerevisiae // Генетика. 2003. Т. 39, № 6. С. 732-738.

2. Сибирный А. А., Титоренко В. И. Молекулярные механизмы катаболитной регуляции у дрожжей // ВИНИТИ. М., 1990.

3. Amar L., Strompf L., Plouin P. F., Jeunemaitre X., Gimenez-Roqueplo A. P. The SDHB and VHL genes should be systematically tested in patients with nonsyndromic pheochromocytoma // J. Hypertens. 2004. Vol. 22, suppl. 2. S. 210.

4. Astuti D., Latif F., Dallol A., Dahia P. L., Douglas F., George E., Skoelberg F., Husebye E. S., Eng C., Maher E. R. Gene mutations in the succinate dehydrogenase subunit SDHB cause susceptibility to familial pheochromocytoma and to familial paraganglioma // Am. J. Hum. Genet. 2001. Vol. 69, N 1. P. 49-54.

5. Barnes L. D., McGuire J. J., Atkinson D. E. Yeast diphosphopyridine nucleotide specific isocitrate dehydrogenase. Regulation of activity and unidirectional catalysis // Biochemistry. 1972. Vol. 11. P. 4322-4329.

6. Barrientos A. Yeast models of human mitochondrial diseases // Life. 2003. Vol. 55. P. 83-95.

7. BaysalB. E., FerrellR. E., Willet-Brozick J. E., Lwarence E. C., MyssiorekD., Bosch A., van der Mey A., Taschner P. E. M., Rubinstein W. S., Myers E. N., Richard C. W., Cornelisse C. J., Devilee D., Devlin B. Mutations in SDHD, a mitochondrial complex II gene, in hereditary paraganglioma // Science. 2000. Vol. 287, N 5454. P. 848-851.

8. Baysal B. E., Willet-Brozick J. E., Lwarence E. C., Drovdlic C., Savul S., McLeodD., Yee H., Brack-man D., Slattery W., Myers E., Ferrell R., Rubinstein W. Prevalence of SDHB, SDHC, and SDHD germline mutations in clinic patients with head and neck paragangliomas // J. Med. Genet. 2002. Vol. 39, N 3. P. 178-183.

9. Birch-Machin M. A., Taylor R. W., Cochran B., Ackrell B. A., Turnbull D. M. Late-onset optic atrophy, ataxia, and myopathy associated with a mutation of a complex II gene // Ann. Neurol. 2000. Vol. 48, N 3. P. 330-335.

10. Boonyarat D., Doonan S. Purification and structural comparisons of the cytosolic and mitochondrial fumarases from baker’s yeast // Int. J. Biochem. 1988. Vol. 20, N 10. P. 1125-1132.

11. Bourgeron T., Rustin P., Chretien D., Birch-Machin M., Bourgeois M., Viegas-Pequignot E., Mun-nich A., RotigA. Mutation of a nuclear succinate dehydrogenase gene results in mitochondrial respiratory chain deficiency // Nat. Genet. 1995. Vol.11, N 2. 144-149.

12. Bowman S. B., Zaman Z., Collinson L. P., Brown A. J., Dawes I. W. Positive regulation of the LPDl gene of Saccharomyces cerevisiae by the HAP2/HAP3/HAP4 activation system // Mol. Gen. Genet. 1992. Vol. 231, N 2. P. 296-303.

13. Boy-Marcotte E., Perrot M., Bussereau F., Boucherie H., Jacquet M. Msn2p and Msn4p control a large number of genes induced at the diauxic transition which are repressed by cyclic AMP in Saccharomyces cerevisiae // J. Bacteriol. 1998. Vol. 180, N 5. P. 1044-1052.

14. Bubber P., Haroutunian V., Fisch G., Blass J. P., Gibson G. E. Mitochondrial abnormalities in Alzheimer brain: mechanistic implications // Ann. Neurol. 2005. Vol. 57, N 5. P. 695-703.

15. Bullis B. L., Lemire B. D. Isolation and Characterization of the Saccharomyces cerevisiae SDH4 gene encoding a membrane anchor subunit of succinate dehydrogenase // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, N 9. P. 6543-6549.

16. Chapman K. B., Solomon S. D., Boeke J. D. SDHl, the gene encoding the succinate dehydrogenase flavoprotein subunit from Saccharomyces // Gene. 1992. Vol. 118, N 1. P. 131-136.

17. Chen X. J., Xiaown W., Kaufman B., Butow R. Aconitase couples metabolic regulation of mitochondrial DNA Maintainance // Science. 2005. Vol. 307. P. 714-717.

18. Cupp J. R., McALister-Henn L. NAD+-dependant Isocitrate Dehydrogenase: cloning, nucleotide sequence, and disruption of the IDH2 gene from Saccharomyces cerevisiae // J. Biol. Chem. 1991. Vol. 266, N 33. P. 22199-22205.

19. Cupp J. R., McAlister-Henn L. Cloning and characterisation of the gene encoding the IDHl subuint of NAD+-dependant isocitrate dehydrogenase from Saccharomyces cerevisiae // J. Biol. Chem. 1992. Vol. 267, N 23. P. 16417-16423.

20. Daignan-Fornier B., Valens M., Lemire B., Bolotin-Fukuhara M. Structure an regulation of SHD3, the yeast gene encoding the cytochrome b560 subunit of respiratory complex II // J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269, N 22. P. 15469-15472.

21. Dibrov E., Fu S., Lemire B. D. The Saccharomyces cerevisiae TCM62 gene encodes a chaperone necessary for the assembly of the mitochondrial succinate dehydrogenase (complex II) // J. Biol. Chem. 1998. Vol. 272, N 48. P. 32042-32048.

22. Eng C., Kiuru M., Fernandez M. J., Aaltonen L. A. A role for mitochondrial enzymes in inherited neoplasia and beyond // Nature Reviews. Cancer. 2003. Vol. 3. P. 193-202.

23. Favier J., Briere J.-J., Strompf L., Amar L., Filali M., Jeunemaitre X., Rustin P., Gimenez-Roqueplo A.-P. Hereditary paraganglioma/pheochromocytoma and inherited succinate dehydrogenase deficiency // Horm. Res. 2005. Vol. 63. P. 171-179.

24. Foury F. Human genetic diseases: a cross-talk between man and yeast // Gene. 1997. Vol. 195.

P. 10.

25. Foury F., KucejM. Yeast mitochondrial biogenesis: a model system for human? // Curr. Opin. Chem. Biol. 2002. Vol. 6, N 1. P. 106-111.

26. Gancedo J. M. Yeast carbon catabolite depression // Microbiol. Mol. Biol. Rev. 1998. Vol. 62, N 2. P. 334-361.

27. Gangloff S., Marguet D., Lanquin G. Molecular cloning of the yeast mitochondrial aconitase gene (ACOl) and evidence of a synergistic regulation of expression by glucose and glutamate // Mol. and Cell Biol.

1990. Vol. 10, N 7. P. 3551-3561.

28. HaselbeckR. J., McAlister-Henn L. Isolation, nucleotide sequence and disruption oа the Saccharomyces cerevisiae gene encoding mitochondrial NADP (H)-specific isocitrate dehydrogenase // J. Biol. Chem.

1991.Vol. 286, N 4. P. 2339-2345.

29. Hathaway J. A., Atkinson D. E. The Effect of Adenylic Acid on Yeast Nicotineamide Adenine Dinucleotide Isocitrate Dehydrogenase, a Possible Metabolic Control Mechanism // J. Biol. Chem. 1963. Vol. 238, N 8. P. 2875-2881.

30. HaviernikP., Laquin G. J. ACOl expression in Saccharomyces cerevisiae is regulated by the HAP complex // Folia Microbiol. 1996. Vol. 41, N 1 P. 96-98.

31. Keys D. A., McAlister-Henn L. Subunit structure, expression and function of NAD (H)-specific isocitrate dehydrogenase in Saccharomyces cerevisiae // J. Bacteriol. 1990. Vol. 172, N 8. P. 4280-4287.

32. Kispal G., Rosenkrantz M., Guarente L., Srere P. A. Metabolic changes in Saccharomyces cerevisiae strains lacking citrate synthases // J. Biol. Chem. 1988. Vol. 263, N 23. P. 11145-11149.

33. Klein C. J., Olosson L., Nielsen J. Glucose control in Saccharomyces cerevisiae: the role of Mig1 in metabolic functions // Microbiology. 1998. Vol. 144. P. 13-24.

34. Kuruvilla F. G., Shamji A. F., Schreiber S. L. Carbon- and nitogen-quality signaling to translation are mediated by distinct GATA-type transcription factors // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. Vol. 19, N 13. P. 7283-7288.

35. Lombardo A., Carine K., Sheffler I. E. Cloning and characterization of the Iron-Sulfur subunit gene of succinate dehydrogenase from Saccharomyces cerevisiae // J. Biol. Chem. 1990. Vol. 265, N 18. P. 10419-10423.

36. Liu Z., Butow R. A transcriptional switch in the expression of yeast Tricarboxylic Acid Cycle genes in response to a reduction or loss of respiratory function // Mol. and Cell. Biol. Vol. 19, N 10. P. 6720-6728.

37. Markesbery W. R., Carney J. M. Oxidative alterations in Alzheimer’s disease // Brain Pathol. 1999. Vol. 9, N 1. P. 133-146.

38. McAlister-Henn L., Thompson L. M. Isolation and expression of the gene encoding yeast mitochondrial malate dehydrogenase // J. Bacteriol. 1987. Vol. 169, N 11. P. 5157-5166.

39. McCammon M. T. Mutants of Saccharomyces cerevisiae with defects in acetate metabolism: isolation and characterization of Acn— mutants // Genetics. 1996. Vol. 144, P. 57-69.

40. McCammon M. T., Epstein C. B., Przybyla-ZawislakB., McAlister-Henn L., Butow R. Global transcription analysis of Krebs Tricarboxylic Acid Cycle mutants reveals an alternating pattern of gene expression and effects on hypoxic and oxidative genes // Mol. Biol. of the Cell. 2003. Vol. 14. P. 958-972.

41. Mercado J. J., Gancedo J. M. Regulatory regions in the yeast FBPl and PCKl genes // FEBS Lett.

1992. Vol. 311, N 2. P. 110-114.

42. Nehlin J. O., Ronne H. Yeast Mig1 repressor is related to the mammalian early growth response and Wilms’ tumour finger proteins // EMBO J. 1990. Vol. 9, N 9. P. 2891-2898.

43. Niemann S., Mueller U. Mutations in SDHC cause autosomal dominant paraganglioma, type 3 // Nat. Genet. 2000. Vol. 26, N 3. P. 268-270.

44. Nishimura J. S. Succinyl-CoA synthetase structure-function relationships and other considerations // Adv. Enzymol. 1986. Vol. 58. P. 141-172.

45. Nishimura J. S., Ybarra J., Mitchell T., Horowitz T. M. Isolation, amino-acid analyses and refolding of subunits of pig heart succinyl-CoA synthetase // Biochem. J. 1988. Vol. 250. P. 429-434.

46. Ogawa N., DeRisi J., Brown P. O. New components of a system for phosphate accumulation and polyphosphate metabolism in Saccharomyces cerevisiae revealed by genomic expression analysis // Mol. Biol. Cell. 2000. Vol. 11, N 12. P. 4309-4321.

47. Olesen J., Hahn S., Guarente L. Yeast HAP2 and HAP3 activators both bind to the CYCl upstream activation site, UAS2, in an interdependent manner // Cell. 1987. Vol. 51, N 6. P. 953-961.

48. Papamichos-Chronakis M., Gligoris T., Tzamarias D. The Snf1 kinase controls glucose repression in yeast by modulating interactions between the Mig1 repressor and the Cyc8-Tup1 co-repressor // EMBO Rep. 2004. Vol. 5, N 4. P. 368-372.

49. Parfait B., Chretien D., Rotig A., Marsac C., Munnich A., Rustin P. Compound heterozygous mutations in the flavoprotein gene of the respiratory chain complex II in a patient with Leigh syndrome // Hum. Genet. 2000. Vol. 106, N 2. P. 236-243.

50. Peleg Y., Rokem J. S., Goldberg I., Pines O. Overexpression of FUMl gene in Saccharomyces cerevisiae: localization of fumarase and efficient fumaric acid bioconversion to L-Malic Acid // Applied and Environmental Microbiology. 1990. Vol. 56, N 9. P. 2777-2783.

51. Przybyla-Zawislak B., Dennis R. A., Zakharkin S. O., McCammon M. T. Genes of succinyl-CoA ligase from Saccharomyces cerevisiae // Eur. J. Biochem. 1998. Vol. 258. P. 736-743.

52. Przybyla-Zawislak B., Gadde D. M., Ducharme K., McCammon M. T. Genetic and biochemical interactions involving tricarboxylic acid cycle (TCA) function using a collection of mutants defective in all TCA cycle genes // Genetics. 1999. Vol. 152. P. 153-166.

53. Regev-Rudzki N., Karniely S., Ben-Haim N., Pines O. Yeast aconitase in two locations and two metabolic pathways: seeing small amounts is believing // Mol. Biol. of the Cell. 2005. Vol. 16, N 9. P. 4163-4171.

54. Repetto B., Tzagoloff A. Structure and regulation ofKGDl, the structural gene for yeast а-ketoglutarate dehydrogenase // Mol. Cell Biol. 1989. Vol. 9, N 6. P. 2695-2705.

55. Repetto B., Tzagoloff A. Structure and regulation ofKGD2, the structural gene of yeast dihydrolipoyl transsuccinylase // Mol. Cell Biol. 1990. Vol. 10, N 8. P. 4221-4232.

56. Repetto B., Tzagoloff A. In Vivo Assembly of Yeast a-Ketoglutarate Dehydrogenase Complex // Mol. Cell. Biol. 1991. Vol. 11, N 8. P. 3931-3939.

57. Rolland F., Winderrickx J., Thevelein J. M. Glucose-sensing and -signalling mechanisms in yeast // FEMS Yeast Res. 2002. Vol. 2, N 2. P. 183-201.

58. Ronne H. Glucose repression in fungi // Trends Genet. 1995. Vol. 11, N 1. P. 12-17.

59. Rosenkrantz M., Alam T., Kim K. S., ClarkB. J., Srere P. A., Guarente L. P. Mitochondrial and non-mitochondrial citrate synthases in Saccharomyces cerevisiae are encoded by distinct homologous genes // Mol. Cell. Biol. 1986. Vol. 6, N 12. P. 4509-4515.

60. Rosenkrantz M., Kell C. S., Pennell E. A., Devenish L. J. The HAP2,3,4 transcriptional activator is required for derepression of the yeast citrate synthase gene, CITl // Mol. Microbiol. 1994. Vol. 13, N 1. P. 119-131.

61. Roy D. J., Dawes I. W. Cloning and Characterization of the Gene Encoding Lipoamide dehydrogenase in Saccharomyces cerevisiae // J. Gen. Microbiol. 1987. Vol. 133, N 4. P. 925-933.

62. Rustin P. Mitochondria: from cell death to proliferation // Nat. Genet. Vol. 30. P. 352-353.

63. Sass E., Blachinsky E., Karniely S., Pines O. Mitochondrial and cytosolic isoforms of yeast fumarase are derivatives of a single translation product and have identical amino termini // J. Biol. Chem. 2001. Vol. 276, N 49. P. 46111-46117.

64. Schdgger H., von Jagow G. Blue native electrophoresis for isolation of membrane protein complexes in enzymatically active form // Anal. Biochem. 1991. Vol. 199, N 2. P. 223-231.

65. Scheffler I. Molecular Genetics of Succinate: quinone oxidoreductase in eukaryotes // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 1998. Vol. 60. P. 267-315.

66. Schuller H. J. Transcriptional control of nonfermentative metabolism in the yeast Saccharomyces cerevisiae // Curr. Genet. 2003. Vol. 43, N 3. P. 139-160.

67. Schwartz H., Steitz H.-O., Radler F. Partial purification and characterization of succinyl-CoA synthetase from Saccharomyces cerevisiae // Antonie van Leeuwenhoek 1983. Vol. 49. P. 69-78.

68. Sekito T., Thornton J., ButowR. A. Mitochondria-to-nuclear signaling is regulated by the subcellular localization of the transcription factors Rtg1p and Rtg3p // Mol. Biol. Cell. 2000. Vol. 11, N 6. P. 2103-2115.

69. Sinclair D. A., Kornfeld G. D., Dawes I. W. Yeast intragenic transcriptional control: activation and repression sites within the coding region of the Saccharomyces cerevisiae LPDl gene // Mol. and Cell. Biol. 1994. Vol. 14, N 1. P. 214-225.

70. Smith E. H., Janknecht R., Maher L. James III. Succinate inhibition of a-ketoglutarate dependent enzymes in a yeast model of paraganglioma // Human Molecular Genetics. 2007. Vol. 16, N 24. P. 3136-3148.

71. Shi Q., Xu H., Kleinman A., Gibson G. E. Novel functions of the a-ketoglutarate dehydrogenase complex may mediate diverse oxidant-induced changes in mitochondrial enzymes associated with Alzheimer’s disease // Biochem. Biophys. Acta. 2008. Vol. 1782, N 4. P. 229-238.

72. Stein I., Peleg Y., Even-Ram S., Pines O. The single translation product of FUMl gene (fumarase) is processed in mitochondria before being distributed between the cytosol and mitochondria in Saccharomyces cerevisiae // Mol. and Cell. Biol. Vol. 14, N 7. P. 4770-4778.

73. SteinmetzL. M., Scharfe C., Deutschbauer A. M., Mokranjac D., Herman Z. S., Jones T., Chu A. M., Giaever G., Prokisch H., Oefner P., Davis R. W. Systematic screen for human disease genes in yeast // Nature Genetics. 2002. Vol. 31. P. 400-404.

74. Tomlinson I. P., Alam N. A., Rowan A. J., Barclay E., Jaeger E. E., Kelsell D., Leigh I., Gorman P., Lamlum H., Rahman S., Roylance R. R., Olpin S., Bevan S., Barker K., Hearle N., Houlston R. S., Kiuru M., Lehtonen R., Karhu A., Vilkki S., Laiho P., Eklund C., Vierimaa O., Aittomdki K., Hietala M., Sistonen P., Pae-tau A., SalovaaraR., HervaR., Launonen V., Aaltonen L. A. Germline mutations in FH predispose to dominantly inherited uterine fibroids, skin leiomyomata and papillary renal cell cancer // Nat. Genet. 2002. Vol. 30, N 4. P. 406-410.

75. Tompson L., McAlister-Henn L. Dispensable presequence for cellular localization and function of mitochondrial malate dehydrogenase from Saccharomyces cerevisiae // J. Biol. Chem. 1989. Vol. 264, N 20. P. 12091-12096.

76. TylerB., MagasanikB. Physiological basis oftransient repression of catabolic enzymes in Escherichia coli // J. Bacteriol. 1970. Vol. 102, N 2. P. 411-422.

77. Velot C., HaviernikP., Laquin G. J.-M. The Saccharomyces cerevisiae RTG2 gene is a regulator of aconitase expression under glucose repression conditions // Genetics. 1996. Vol. 144. P. 893-903.

78. Velot C., Mixon M. B., Teige M., Srere P. A. Model of a quinary structure between Krebs TCA cycle enzymes: a model for the metabolon // Biochemistry. 1997. Vol. 36, N 47. P. 14271-14276.

79. Wu M., Tzagoloff A. Mitochondrial and cytoplasmic fumarases in Saccharomyces cerevisiae are encoded by a single nuclear gene FUMl // J. Biol. Chem. 1987. Vol. 262, N 25. P. 12275-12282.

80. Zaman Z., Bowman S., Kornfeld G. D., Brown A. J. P., Dawes I. W. Transcription Factor GCN4 for control of amino acid biosynthesis also regulates the expression of the gene for lipoamide // Biochem J. 1999. Vol. 340. P. 855-862.