Сравнительное исследование влияния липосом с различными антиоксидантами на степень гемолиза и форму эритроцитов при гипохлоритиндуцированном перекисном гемолизе

УДК 616.155.18-07

Р. А. Мухамадияров, В. В. Борисов, Я. Г. Торопова, М. В. Богданов, Е. В. Лахмоткина

СРАВНИТЕЛЬНОЕ ИССЛЕДОВАНИЕ ВЛИЯНИЯ ЛИПОСОМ С РАЗЛИЧНЫМИ АНТИОКСИДАНТАМИ НА СТЕПЕНЬ ГЕМОЛИЗА И ФОРМУ ЭРИТРОЦИТОВ ПРИ ГИПОХЛОРИТИНДУЦИРОВАННОМ ПЕРЕКИСНОМ ГЕМОЛИЗЕ

В работе исследована степень перекисного гемолиза, содержание малонового диальдегида и морфология эритроцитов человека при воздействии гипохлорита натрия после инкубации с липосомами различного состава. Исследован эффект «пустых» липосом и липосом, содержащих в своем составе а-токоферол, дигидро-кверцитин и эмоксипин. Показано, что все типы липосом снижают степень гемолиза, накопление малонового диальдегида и тормозят трансформацию эритроцитов. По сумме исследованных характеристик все виды изученных липосом демонстрируют выраженный мембраностабилизирующий эффект в отношении перекисного гемолиза эритроцитов.

Ключевые слова: липосомы, гемолиз, а-токоферол, дигидрокверцетин, эмоксипин.

Липосомы в настоящее время рассматриваются как перспективная лекарственная форма для доставки биологически активных веществ к клеткам и тканям [1]. Высокая тропность липосом к биологическим мембранам может иметь важную практическую значимость, так как многие патологические процессы вызывают изменение состава и деструкцию клеточных мембран [2; 3, с. 71; 4, с. 96]. Ведущим механизмом, вызывающим повреждение мембран, является активация в них процессов перекисного окисления липидов (ПОЛ), активизирующихся в результате образования активных форм кислорода и снижения активности антиоксидант-ных систем клеток [5, с. 107; 6].

В связи с этим важное значение приобретает повышение окислительной устойчивости липидных мембран. Одним из способов торможения ПОЛ может быть доставка в мембраны веществ, обладающих антиоксидантным эффектом [7, с. 243252; 8]. Способность липосом взаимодействовать непосредственно с клеточными мембранами превращает их в уникальное орудие для выполнения этой цели. Поэтому липосомы могут рассматриваться как универсальное и эффективное средство адресной доставки антиоксидантов в биомембраны [1].

В качестве антиоксидантов, включаемых в ли-посомы, в наших экспериментах использовали а-то-коферол, дигидрокверцетин и эмоскипин. а-токо-ферол является широко распространенным природным антиоксидантом, обладает липофильными свойствами и играет важную роль в антиоксидант-ной защите клеток. Липофильный антиоксидант ди-гидроквецитин и гидрофильный эмоксипин обладают более выраженным эффектом по сравнению с а-токоферолом и включаются в мембранную фазу и водную фазу липосом соответственно.

Несмотря на большой интерес исследователей к этим препаратам, мемраностабилизирующий эф-

фект их липосомальных форм мало изучен. Важной особенностью липосом является то, что липиды, входящие в состав липосом, могут выступать в качестве «доноров» эссенциальных липидов, замещающих молекулы, поврежденных в результате ПОЛ и активизации фосфолипаз [9]. Для оценки мембранотропного эффекта различных препаратов удобной моделью является перекисный гемолиз эритроцитов (ПГЭ).

На основании вышеизложенного целью настоящего исследования явилось сравнительное исследование влияния липосомальных форм а-токофе-рола, дигидрокверцетина и эмоксипина на степень гемолиза и форму эритроцитов при ПГЭ, индуцированном гипохлоритом натрия.

Полученные данные могут быть использованы при создании лисомальных форм лекарственных препаратов, обладающих мембранопротекторным эффектом.

Получение эритроцитов. Эритроциты выделяли из крови здоровых доноров центрифугированием в течение 10 минут при 2 800 об./мин. Затем эритроциты отмывали от плазмы троекратно в физиологическом растворе (ФР). Полученную эрит-роцитарную массу разбавляли ФР до получения 5 %-й взвеси по объему.

Приготовление липосом. Липосомы диаметром 100 нм готовили из мультиламелярных везикул, состоящих из лецитина и холестерина в молярном отношении 1 : 2, методом экструзии на экструдере Ырех ВютетЬгапе8 (Канада). При получении липосом с а-токоферолом (а-ТЛ) и дигидрокверцити-ном (ДГКЛ) их добавляли на этапе получения липидной пленки. В случае липосом с эмоксипином (ЭМЛ) его раствор добавляли при оводнении липидной пленки. В эксперименте использовали «пустые» липосомы (ПЛ), содержащие в липидной фазе лецитин и холестерин в молярном отношении 7 : 5, и липосомы, содержащие вышеописанные ан-

тиоксиданты. Антиоксиданты добавляли из расчета 0,25 ммоль/г липида.

Инкубация эритроцитов с липосомами. К 5 мл 5 %-й взвеси эритроцитов добавляли липосомы различного состава и инкубировали при температуре 37 °С в течение 24 часов. Концентрация липосом в пробах в пересчете на липиды составила 10 мг/л (14,8 мкМ) с содержанием антиоксидантов 2,5 мкМ.

Исследование перекисного гемолиза эритроцитов. В настоящем исследовании применяли две модели гемолиза, отличающиеся концентрацией гипохлорита натрия (ГХН) и способом регистрации показателя. В настоящее время ПГЭ может рассматриваться как чувствительный лабораторный тест, отражающий структурные и химические изменения мембран, а также степень клеточных дисфункций [10].

«Быстрый» гемолиз. Для проведения данного вида ПГЭ к 2 мл 1,25 %-й взвеси эритроцитов добавляли ГХН в концентрации 0,15 мМ (pH 7,8). Степень гемолиза оценивали по изменению пропускной способности при длине волны 670 нм на спектрофотометре Genesis (Thermo, США). Измеряли начальную оптическую плотность, затем добавляли окислитель и производили измерения в течение 10 минут с кратностью в 1 мин. Данная методика в течение этого времени обеспечивала 100 %-й гемолиз. Модель «быстрого» гемолиза использовалась для изучения изменения формы эритроцитов на различных этапах ПГЭ.

«Медленный» гемолиз. Для проведения данного вида ПГЭ эритроциты, предварительно инкубированные с липосомами различного состава в течение 24 часов, троекратно отмывали забуференным ФР. Затем к осадку добавляли 0,075 мМ ГХН (pH 7,8). Полученную взвесь инкубировали в течение 2 часов при 37 °С при постоянном перемешивании. В контрольной группе, без липосом, ПГЭ составлял 25 %. Степень гемолиза оценивали по содержанию гемоглобина в растворе после осаждения эритроцитов. Концентрацию гемоглобина определяли при помощи набора «Гемоглобин-Ново» («Вектор-Бэст», Россия). Модель «медленного» гемолиза использовали для сравнительной оценки соотношения различных форм эритроцитов при ПГЭ после взаимодействия с липосомами различного состава.

Электронно-микроскопическое исследование. Для изучения методом сканирующей электронной микроскопии (СЭМ) эритроциты фиксировали в 1 %-м растворе глутарового альдегида в 0,1 М фосфатном буфере в течение 1 часа. После этого проводили дегидратацию эритроцитов по батарее спиртов возрастающей концентрации. Затем с использованием вакуумного поста (Quorum Technologies SC7640, Великобритания) наносили золото-палладиевое по-

крытие толщиной 30 нм и далее образцы изучали на сканирующем электронном микроскопе НйасЫ Б3400К (Япония) в условиях глубокого вакуума при ускоряющем напряжении 30 кУ. С каждого образца делали по 10 снимков. По электронограммам производили количественный подсчет неизмененных эритроцитов (дискоцитов), эритроцитов в начальной стадии деформации, эхиноцитов и сферо-цитов. Для каждой группы производили подсчет 1 000 эритроцитов.

Определение малонового диальдегида. Концентрацию малонового диальдегида (МДА) в эритроцитах определяли по образованию окрашенного продукта в ходе реакции с тиобарбитуровой кислотой [11]. Полученные данные пересчитывали на 1 мл эритроцитов.

Статистическая обработка результатов. Статистическую обработку результатов выполняли с помощью программы 31а11Б11са 7.0. Производили предварительную проверку выборок на нормальность распределения с использованием критерия X2. Рассчитывали значение средней арифметической величины и стандартной ошибки. Для оценки достоверности различий между группами использовали /-критерий Стьюдента. Для оценки корреляции между показателями применяли коэффициент Спирмена. Все эксперименты выполнены в 25-кратной повторности.

На начальном этапе исследования проводили изучение динамики ПГЭ. Известно, что разрушение эритроцитов сопровождается снижением све-торассеивания. При воздействии ГХН через 12 минуты происходит увеличение светорассеива-ния луча на 0,1 единицу оптической плотности, затем в течение последующих 5 минут светорас-сеивание быстро снижается, достигая минимального значения, соответствующего полному гемолизу (рис. 1).

Другим информативным показателем, отражающим состояние эритроцитов, является измене -ние их формы. Форма эритроцитов тесно связана с метаболическими процессами, происходящими в них, и состоянием их клеточной мембраны [3, с. 71; 4, с. 82]. В норме в крови циркулируют эритроциты различной формы, подавляющее большинство из которых составляют дискоциты. При воздействии различных индукторов ПГЭ в эритроцитах происходит нарушение структуры мембраны, изменение ее проницаемости, истощение антиоксидантных систем и энергетического потенциала, что в итоге приводит к полному гемолизу [3, с. 72; 4, с. 82]. Данные процессы сопровождаются изменением формы эритроцитов [5, с. 108; 8, 10].

Исследование формы эритроцитов методом СЭМ показало, что до воздействия ГХН эритроциты имели типичную форму дискоцитов (рис. 2, а).

Рис. 1. Изменение оптической плотности 1,25 %-й суспензии эритроцитов при действии 0,15 мМ гипохлорита натрия. Минимальное значение соответствует 100 %-му гемолизу. Пунктирными линиями обозначены временные интервалы забора материала для электронно-микроскопических исследований

Через 2,5 минуты после воздействия ГХН - начальная стадия гемолиза - наблюдали повышение светорассеивания (рис. 1) и изменение формы эрит-

роцитов от дискоцитов до эхиноцитов (рис. 2, б). Таким образом, зарегистрированное увеличение све-торассеивания связано с изменением формы эритроцита - переход от дискоцитов к эхиноцитам, что подтверждено методом СЭМ.

Через 5 минут после индукции ПГЭ (50 % гемолиза) отмечали дальнейшую трансформацию формы эритроцитов. У сохранившихся эхиноцитов уменьшалось количество выростов и их форма приближалась к сфероцитам (рис. 2, в). При этом диаметр эритроцитов визуально не изменялся по сравнению с 2,5 минутами ПГЭ.

Через 7,5 минуты после добавления ГХН (стадия завершения гемолиза) большая часть эритроцитов гемолизирована, гемоглобин находится вне клеток. Эритроциты с сохраненными клеточными мембранами имели форму эхиноцитов и сфероци-тов (рис. 2, г).

Таким образом, при ПГЭ наблюдалась трансформация эритроцитов в следующей последовательности: дискоциты ^ эхиноциты ^ сфероциты ^ ^ сфероциты с перфорированной мембраной ^ ^ «тени» эритроцитов.

¿Г )

,,,

Б3400 ЗО.ОкУ 9.2тт х4.50к БЕ 8/17/201015:13

"Л

/

\

Рис. 2. Форма эритроцитов при перекисном гемолизе, вызванном 0,15 мМ гипохлорита натрия. Сканирующая электронная микроскопия: а - дискоциты до добавления гипохлорита натрия; б - через 2,5 минуты после начала гемолиза: образование эхиноцитов; в - через 5 минут после начала гемолиза: сфероциты и эритроциты с частичной деструкцией мембраны; г - через 7,5 минуты после начала гемолиза: оставшиеся негемолизированными эхиноциты и разрушенные эритроциты с выходом гемоглобина из клетки. Ув. *4 500

На следующем этапе при помощи модели «мед- различного состава на степень ПГЭ. Установлено,

ленного» гемолиза было изучено влияние липосом что все исследованные липосомальные препараты

достоверно (р < 0,01) снижали процент ПГЭ (рис. 3). В пробах, инкубировавшихся с «пустыми» липо-сомами, ПГЭ был ниже на 83,5 % по сравнению с контролем. Применение антиоксидантных препаратов в составе липосом усиливало протективный

эффект в отношении ПГЭ. Так, в случае инкубации эритроцитов с липосомами, содержащими а-токо-ферол, дигидрокверцитин и эмоксипин, переки-сный гемолиз снижался на 85,1, 86,4 и 92,0 % соответственно.

25

20

10

ФР

ПЛ а-ТЛ ДГКЛ ЭМЛ

§

4.0

3.5

3.0

2.5

2.0

1.5 1,0 0 5 0,0

ФР ПЛ а-ТЛ ДГКЛ ЭМЛ

Рис. 3. Процент гемолизированных эритроцитов, предварительно инкубированных с липосомами в течение 24 часов. Перекисный гемолиз индуцирован 2-часовым воздействием 0,075 мМ гипохлорита натрия. Условные обозначения: ФР - физиологический раствор;

ПЛ - «пустые» липосомы; а-ТЛ - липосомы с а-токоферолом; ДГКЛ - липосомы с дигидрокверцетином; ЭМЛ - липосомы с эмоксипином

Параллельное исследование содержания МДА (маркера интенсивности процессов ПОЛ) в эритроцитах показало, что снижение ПГЭ сопровождается снижением содержания МДА (рис. 4). В группе без использования липосом отмечено максимальное содержание МДА, тогда как при инкубации с ЭМЛ концентрация МДА минимальна. Также установлена прямая корреляционная зависимость между МДА и ПГЭ (г = 0,92). Это свидетельствует о том, что липосомы с антиоксидантами оказывают выраженный мембраностабилизирующий эффект и,

Рис. 4. Концентрация малонового диальдегида в эритроцитах, предварительно инкубированных с липосомами в течение 24 часов. Перекисный гемолиз индуцирован 2-часовым воздействием 0,075 мМ гипохлорита натрия. Условные обозначения: ФР - физиологический раствор;

ПЛ - «пустые» липосомы; а-ТЛ - липосомы с а-токоферолом;

ДГКЛ - липосомы с дигидрокверцетином;

ЭМЛ - липосомы с эмоксипином

следовательно, повышают перекисную резистентность эритроцитов.

При исследовании формы эритроцитов методом СЭМ также обнаружены морфологические изменения. Отмечено снижение содержания диско-цитов, появление большого количества эритроцитов, подвергнувшихся начальной трансформации, и эхиноцитов. Применение липосом приводит к изменению соотношения форм эритроцитов. Данный эффект зависит от наличия и вида антиоксиданта в составе липосом (рис. 5).

Рис. 5. Полиморфизм эритроцитов, предварительно инкубированных с липосомами в течение 24 часов. Перекисный гемолиз индуцирован 2-часовым воздействием 0,075 мМ гипохлорита натрия. Сканирующая электронная микроскопия. Ув. *1 600

Данные о соотношении различных форм эритроцитов после их инкубации с липосомами и воздействия ГХН представлены в таблице.

Количественное содержание различных форм эритроцитов после 24-часовой инкубации с липосомами и индукции «медленного» перекисного гемолиза

Форма эритроцита

дискоциты начальная трансформация эхиноциты

Контроль 97,5 ± 1,4 2,2 ± 0,7 0,3 ± 0,2

ФР 81,6 ± 2,1* 17,1 ± 1,2* 1,3 ± 0,2*

ПЛ 84,5 ± 1,7* 13,9 ± 0,9* 1,6 ± 0,2*

а-ТЛ 87,9 ± 1,4* 9,0 ± 0,7*+ 3,1 ± 0,9*+

ДГКЛ 86,6 ± 1,5* 11,8 ± 0,9* 1,6 ± 0,2*

ЭМЛ 91,6 ± 2,4*+ 6,8 ± 1,6*+ 1,6 ± 0,1*

Примечание. ФР - физиологический раствор, ПЛ - «пустые» липосомы, а-ТЛ - липосомы с a-токоферолом, ДГКЛ - липосомы с дигидрокверцетином, ЭМЛ - липосомы с эмокси-пином; * - p < 0,05 (по сравнению с контролем); + - p < 0,05 (по сравнению с ФР).

Необходимо отметить, что полностью гемоли-зированные эритроциты не визуализируются при помощи СЭМ, так как оставшиеся после гемолиза липидные мембраны растворяются в спиртах в процессе пробоподготовки. Поэтому на электронограм-мах видны только сохранившиеся эритроциты, среди которых и производили количественный подсчет процента трансформировавшихся.

В группе ФР после 2 часов воздействия ГХН количество дискоцитов снижается до 81,6 % по сравнению с контролем (97,5 %). Предынкубация эритроцитов с липосомами обеспечивает лучшую сохранность дискоцитов в присутствии ГХН. Все виды липосом повышают устойчивость эритроцитов к начальным стадиям ПГЭ, а включение в состав липосом антиоксидантных препаратов обеспечивает более выраженную сохранность эритроцитов (87,9-91,6 % неизмененных форм в зависимости от вида антиоксиданта).

В группу эритроцитов с начальной трансформацией относили все эритроциты с небольшими дефектами, изменением формы, началом образования выростов. Сфероциты в этой серии не отмечены. Возможно, это связано с тем, что переход сфе-роцита к гемолизу очень быстрый и при сравнительно низком общем содержании эхиноцитов, из которых они образуются, не попадают в поле зрения. На модели «быстрого» гемолиза мы не наблюдали начальной трансформации эритроцитов ввиду слишком высокой скорости процесса. Последовательность трансформации выглядела следующим образом: дискоциты ^ эхиноциты ^ гемолиз.

Необходимо отметить, что предынкубация эритроцитов с липосомами обеспечивает лучшую со-

хранность дискоцитов в присутствии ГХН и снижает содержание эритроцитов, подвергшихся трансформации. Так, в группе ФР присутствовало 17,1 % трансфомировавшихся эритроцитов (см. табл.). После инкубации с липосомами отмечено их снижение, убывающее в ряду ПЛ ^ ДГКЛ ^ а-ТЛ ^ ^ ЭМЛ.

Процентное содержание эхиноцитов в группах ПЛ, ЭМЛ, ДГКЛ было незначительно выше (на

0,3 %), чем в группе ФР. Хотя это повышение не было статистически значимым (р > 0,05), но имело место во всех трех группах. Поэтому близкие по величине показатели количества эхиноцитов, превышающие это значение в группе ФР, дают основание предполагать, что накопление эхиноцитов в группах ПЛ, ЭМЛ, ДГКЛ обусловлено включением в эритроциты липидов, входящих в состав липосом.

В группе а-ТЛ количество эхиноцитов более чем в два раза превышает данный показатель в группе ФР. Возможно, данный феномен связан с повышением скорости их образования или снижением скорости их разрушения. Близкие по величине количественные значения эхиноцитов в группах ПЛ, ЭМЛ и ДГКЛ позволяют предположить, что скорость разрушения эхиноцитов является постоянной либо изменяется слабо. Таким образом, повышенное содержание эхиноцитов в группе а-ТЛ обусловлено прежде всего повышением скорости их образования.

При сравнении групп а-ТЛ и ДКГЛ было установлено, что в группе а-ТЛ наблюдается пониженное содержание эритроцитов, подвергшихся начальной трансформации, одновременно с повышенным содержанием эхиноцитов. Это может свидетельствовать о том, что липосомальная форма а-то-коферола тормозит гемолиз прежде всего на этапе начальной трансформации эритроцитов, но не снижает, а увеличивает скорость образования эхино-цитов. В конечном итоге именно высокая скорость образования эхиноцитов в данной группе является причиной достоверно более высокого уровня ПГЭ относительно группы ДГКЛ.

В наших экспериментах установлено, что липо-сомы, содержащие эмоксипин, оказывали максимальный мембраностабилизирующий эффект. Это проявлялось в максимальном снижении степени ПГЭ, снижении содержания МДА и предотвращении трансформации эритроцитов.

Известно, что форма эритроцитов поддерживается за счет метаболических процессов в клетках и зависит от состояния их мембран [3, с. 72]. Окислительный стресс, вызванный ГХН, активизирует процессы ПОЛ в мембранах, что приводит к нарушению их структуры [5, с. 109; 6]. В связи с этим можно предположить, что изменение поверхностного рельефа эритроцитов при действии ГХН обус-

ловлено повреждением структуры мембраны и истощением метаболических систем.

Полученные данные подтверждают, что в условиях эксперимента липосомы эффективно взаимодействуют с эритроцитами, повышая их устойчивость к ПГЭ. Известно, что липосомы взаимодействуют с эритроцитами путем слияния с их мембраной и путем адгезии [9]. При этом липидная часть липосом встраивается в клеточную мембрану, а внутренняя фаза оказывается внутри клетки. На основании вышеизложенного можно предположить, что снижение ПГЭ даже при использовании ПЛ связано с тем, что липиды липосом оказывают репаративный эффект при активации ПОЛ и, возможно, путем восстановления структуры собственных мембранных липидов (фосфатидилхолина и фосфатилэтаноамина) [6, 12]. При наличии в липидной фазе липосом липофильных антиоксидантов -а-токоферола и дигидрокверцитина - они также встраиваются в клеточную мембрану эритроцитов.

Локализуясь в мембране, все антиоксиданты способны «гасить» образующиеся при ПГЭ липидные радикалы, тем самым оказывая мембраностабилизирующий эффект. Известно, что кроме взаимодействия с липидными радикалами, антиоксиданты способны в различной степени инактивировать активные формы кислорода [13, 14]. Для ДГК дополнительным механизмом антиоксидантного эффекта может быть связывание двухвалентных ионов железа, участвующих в образовании активных форм кислорода в клетках [15]. Аналогичным эффектом обладает и эмоксипин [14].

Несмотря на принципиальное сходство механизмов антиоксидантного действия изученных нами веществ, были отмечены различия в интенсивности протекторного эффекта. Возможно, это связано с индивидуальными химическими особенностями самих антиоксидантных препаратов. Также отмечено различие степени торможения ПГЭ и соотношение форм трансформировавшихся эритроцитов в зависимости от типа антиоксиданта.

«Пустые» липосомы эффективны только в мембранной фазе, поскольку в своем составе содержат только липиды. Данный вид липосом относительно слабо тормозит образование МДА, но в то же время обладает выраженным протекторным эффектом в отношении ПГЭ. Полученный эффект можно объяснить встраиванием липидов липосом в мембрану эритроцитов, тем самым способствуя стабилизации их структуры. Лецитин, входящий в состав ПЛ, также способен оказывать антиоксидантный эффект.

Так как а-токоферол практически нерастворим в воде, его действие может проявляться только в липидной фазе за счет инактивации липидных радикалов путем разрыва цепи свободно радикального окисления.

ДГК также является липофильным соединением, однако способен в малых концентрациях растворяться в воде. Можно предположить, что мембраностабилизирующий эффект ДГКЛ, превышающий таковой при использовании ПЛ и а-ТЛ, обусловлен не только «гашением» липидных радикалов, но и связыванием ионов Бе2+ вблизи плазматической мембраны эритроцитов. Снижение содержания МДА в этой группе подтверждает, что мембраностабилизирующий эффект ДГКЛ связан также с торможением ПОЛ.

Высокая мембраностабилизирующая активность ЭМЛ, вероятно, обусловлена способностью самого эмоксипина взаимодействовать не только с мембраной, но и его хорошей растворимостью в водных средах, что дает возможность оказывать эффект как на уровне плазмалеммы, так и в примембран-ном пространстве цитоплазмы. Кроме того, эмо-ксипин способен взаимодействовать с супероксид-ным радикалом и, по-видимому, с другими активными формами кислорода, ингибируя тем самым инициальные стадии свободно-радикального окисления [14] и усиливая ингибирующий эффект ЭМЛ в отношении процессов ПОЛ.

Таким образом, выраженный мембраностабилизирующий эффект липосом, содержащих антиоксиданты, может рассматриваться как сумма эффектов липидов самих липосом и антиоксидантов, входящих в их состав.

При этом различная эффективность липосо-мальных форм применявшихся антиоксидантов может быть связана с различной структурой их молекул, их различной подвижностью в мембранной фазе и различной активностью образующихся при взаимодействии радикалов.

Так как важнейшие физиологические функции эритроцитов зависят от состояния их клеточных мембран [16], можно ожидать, что мембранопротекторный эффект липосомальных форм антиоксидантов способствует сохранению их функциональной активности.

Таким образом можно констатировать:

1. Липосомы снижают степень гемолиза, проявляя мебраностабилизирующий эффект при ПГЭ. Введение в состав липосом антиоксидантных препаратов усиливает данный эффект.

2. Мембраностаблилизирующий эффект липо-сом обусловлен торможением перекисного окисления липидов мембран.

3. По силе защитного эффекта использовавшихся липосом, содержащих антиоксиданты, их можно расположить в следующем порядке по мере возрастания - а-ТЛ, ДГКЛ, ЭМЛ.

4. Морфологически эффект липосом при пере-кисном гемолизе проявляется прежде всего на стадии начальной трансформации эритроцитов.

Список литературы

1. Сейфулла Р. Д. Фармакология липосомальных препаратов (в эксперименте и клинике). М., 2010. 241 с.

2. Афанасьев С. А., Реброва Т. Ю., Кондратьева Д. С. Особенности фосфолипидного состава мембран эритроцитов в условиях постин-

фарктного кардиосклероза // Биомедицинская химия. 2007. Т. 53, вып. 5. С. 541-546.

3. Шифман Ф. Д. Патофизиология крови. М.: Изд-во «Бином», 2001. 448 с.

4. Шперлинг И. А., Рязанцева Н. В., Новицкий В. В., Жаткин О. А. Патология эритроцита при экзогенной интоксикации. Томск: Изд-во Том-

ского ун-та, 2006. 122 с.

5. Бохан Н. А., Прокопьева В. Д. Молекулярные механизмы влияния этанола и его метаболитов in vitro и in vivo. Томск: Изд-во Томского ун-та, 2004. 167 с.

6. Hatherill J. R., Till G. O., Ward P. A. Mechanisms of oxidant-induced changes in erythrocytes // Agents and Actions. 1991. Vol. 32, 3/4. P. 252-258.

7. Ипатова О. М. Фосфоглив: механизм действия и применение в клинике / под ред. акад. РАМН А. И. Арчакова. М.: Изд-во ГУ НИИ биомедицинской химии РАМН, 2005. 318 с.

8. Мамонтова Е. В. Влияние а-токоферола на степень перекисного гемолиза эритроцитов белых мышей в норме и при иммобилизацион-ном стрессе // Современные проблемы науки и образования. 2006. № 3. С. 27-28.

9. Schwartz R. S., Duzgunes N., Tsun-Yee Chu D., Lubin B. Interaction of phosphatidilserine-phosphatidilcholine liposomes with sickle erythrocytes. Evidence for altered membrane surface properties // J. Clin. Invest. 1983. Vol. 71, № 3. P. 1570-1580.

10. Щербаченко И.М., Лисовская И. Л., Любицкий О. Б., Осипов А. Н. Определение осмотической резистентности эритроцитов, модифицированных окислением, как способ оценки активности антиоксидантов // Вестник РГМУ. 2007. № 6 (59). С. 70-75.

11. Стальная И. Д., Гаришвилли Т. Г. Метод определения малонового диальдегида по реакции с тиобарбитуровой кислотой // Современные методы в биохимии / под ред. В. Н. Ореховича. М., 1977. С. 66-68.

12. Gratzer W. B. The red cell membrane and its cytoskeleton // J. Biochem. 1981. Vol. 198, № 1. P. 1-8.

13. Владимиров Ю. А., Проскурнина Е. В., Демин Е. М. [и др.]. Дигидрокверцетин (таксифолин) и другие флавоноиды как ингибиторы образования свободных радикалов на ключевых стадиях апоптоза // Биохимия. 2009. Т. 74, вып. 3. С. 372-379.

14. Клебанов Г. И., Любицкий О. Б., Васильева О. В. [и др.]. Антиоксидантные свойства производных 3-оксипиридина: мексидола, эмоксипи-на и проксипина // Вопросы медицинской химии. 2001. № 3. С. 62-74.

15. Van Acker S. A., Van Balen G. P., Van den Berg D. J. et al. Influence of iron chelation on the antioxidant activity of flavonoids // Biochem Pharmacol. 1998. Vol. 56, № 8. P. 935-43.

16. Трубачева О. А., Шахристова Е. В., Галич А. И., Петрова И. В. Влияние повышенной Ca^-зависимой калиевой проницаемости на деформируемость эритроцитов // Вестн. Томского гос. пед. ун-та (Tomsk State Pedagogical University Bulletin). 2011. Вып. 5 (107). С. 59-72.

Мухамадияров Р. А., кандидат биологических наук, старший научный сотрудник.

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний СО РАМН.

Сосновый бульвар, 6, Кемерово, Россия, 650002.

E-mail: rem57@rambler.ru

Борисов В. В., кандидат биологических наук, заведующий лабораторией.

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний СО РАМН.

Сосновый бульвар, 6, Кемерово, Россия, 650002.

E-mail: borisov_vadim@mail.ru

Торопова Я. Г., научный сотрудник.

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний СО РАМН.

Сосновый бульвар, 6, Кемерово, Россия, 650002.

E-mail: yana.toropova@mail.ru

Богданов М. В., младший научный сотрудник.

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний СО РАМН.

Сосновый бульвар, 6, Кемерово, Россия, 650002.

E-mail: bigimax@mail.ru

Лахмоткина Е. В., младший научный сотрудник.

Научно-исследовательский институт комплексных проблем сердечно-сосудистых заболеваний СО РАМН.

Сосновый бульвар, 6, Кемерово, Россия, 650002.

Материал поступил в редакцию 06.02.2012.

R.A. Muhamadiyarov, V V Borisov, Y. G. Toropova, M. V Bogdanov, E. V Lakhmotkina

COMPARATIVE STUDY OF THE EFFECT OF LIPOSOMES WITH VARIOUS ANTIOXIDANTS UPON THE DEGREE OF HEMOLYSIS AND SHAPE OF THE ERYTHROCYTE WITH HYPOCHLORITE-INDUCED PEROXIDE HAEMOLYSIS

In this paper the authors investigate the extent of peroxide haemolysis, contents of malonic dialdehyde and morphology of human erythrocytes under the influence of sodium hypochlorite after incubation with liposomes of different composition. There is an effect of “empty” liposomes and liposomes containing in the structure a-tocopherol, and dihydroquercetin emoksipin. It is shown that all types of liposomes reduce the degree of hemolysis, the accumulation of malonic dialdehyde and inhibit transformation of erythrocytes. All investigated characteristics of the studied liposomes exhibit a pronounced membrane-stabilizing effect on the peroxide hemolysis of erythrocytes.

Key words: liposomes, hemolysis, a-tocopherol, dihydroquercetin, emoksipin.

Muhamadiyarov R.A.

Research Institute for Complex Issues of Cardiovascular Diseases under the Siberian Branch of the Russian Academy of Medical Sciences.

Sosnovyj bul’var, 6, Kemerovo, Russia, 650002.

E-mail: rem57@rambler.ru

Borisov V. V.

Research Institute for Complex Issues of Cardiovascular Diseases under the Siberian Branch of the Russian Academy of Medical Sciences.

Sosnovyj bul’var, 6, Kemerovo, Russia, 650002.

E-mail: borisov_vadim@mail.ru

Toropova Y. G.

Research Institute for Complex Issues of Cardiovascular Diseases under the Siberian Branch of the Russian Academy of Medical Sciences.

Sosnovyj bul’var, 6, Kemerovo, Russia, 650002.

E-mail: yana.toropova@mail.ru

Bogdanov M. V.

Research Institute for Complex Issues of Cardiovascular Diseases under the Siberian Branch of the Russian Academy of Medical Sciences.

Sosnovyj bul’var, 6, Kemerovo, Russia, 650002.

E-mail: bigimax@mail.ru

Lakhotkina E. V.

Research Institute for Complex Issues of Cardiovascular Diseases under the Siberian Branch of the Russian Academy of Medical Sciences.

Sosnovyj bul’var, 6, Kemerovo, Russia, 650002.