Возможные пути преодоления антибиотикорезистентности нозокомиальных патогенов Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia

Возможные пути преодоления антибиотикорезистентности нозокомиальных патогенов Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia

Н. Н. МАРКЕЛОВА1, Е. Ф. СЕМЕНОВА2

Городская клиническая больница № 64, Москва Пензенский государственный университет, Пенза

Possible Ways to Overcome Antibiotic Resistance of Nosocomial Pathogens Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia

N. N. MARKELOVA1, E. F. SEMENOVA2

1 City Clinical Hospital № 64, Moscow

2 Penza State University, Penza

Грамотрицательные бактерии Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia являются наиболее важными внутрибольничными патогенами в связи с быстрым ростом среди них множественной лекарственной устойчивости. Настоящий обзор содержит анализ публикаций, посвящённых характеристике их структурных и физиологических особенностей как возбудителей нозокомиальных инфекций, а также взаимосвязи вирулентности и антибиотикорезистентности. Описаны новые способы и антибактериальные вещества, альтернативные антибиотикам, способствующие решению проблемы преодоления антибиотикорезистентности грамотрицательных бактерий.

Ключевые слова: Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia, внутрибольничные патогены, множественная лекарственная устойчивость, пути преодоления антибиотикорезистентности.

Gram-negative bacteria Klebsiella pneumoniae, Acinecobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, and Stenotrophomonas maltophilia are the most important nosocomial pathogens due to rapid growth of multiple drug resistance among them. This review contains the analysis of articles on characteristics of structural and physiological features of these pathogens as pathogens of nosocomial infections and connections between virulence and antibiotic resistance. New approaches and antibacterial agents, alternative to antibiotics, which help solve the problem of overcoming antibiotic resistance of gram-negative bacteria are described.

Keywords: Klebsiella pneumoniae, Acinecobacter baumannii, Pseudomonas aeruginosa, Stenotrophomonas maltophilia, nosocomial pathogens, multidrug resistance, ways to overcome antibiotic resistance.

Введение

В современном мире условно-патогенные грамотрицательные бактерии (УПГБ) всё чаще становятся возбудителями внутрибольничных инфекций (ВБИ), при этом скорость формирования у них антибиотикорезистентности резко увеличилась в последние годы и достигла пандемического масштаба. К ним в основном относятся представители обширного семейства ЕМегоЪа^епасеае и группы неферментирующих грамотрицательных бактерий (НГОБ) [1, 2].

Специальной комиссией по изучению вопроса доступности антимикробных препаратов (ДАТР) Американского общества инфекционных болезней (ГО8А) создан список приоритетных

© Коллектив авторов, 2018

Адрес для корреспонденции: 117292, г. Москва, ул. Вавилова, д. 61. ГКБ № 64

возбудителей, в который вошли Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Klebsiella pneumoniae как микроорганизмы с растущим уровнем невосприимчивости практически ко всем группам антибиотиков, так называемые «проблемные» бактерии. На их фоне происходит широкое распространение нового эмерджентного микроорганизма — Stenotrophomonas maltophilia, характеризующегося природной резистентностью ко многим антимикробным препаратам, успешно адаптировавшегося в среде, окружающей человека, который также как Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Klebsiella pneumoniae был представлен Всемирной организацией здравоохранения (ВОЗ) одним из ведущих возбудителей оппортунистических инфекций [3, 4].

Физиологический статус возбудителей и связь их патогенности с антибиотикорезистентностью

В современной таксономической классификации К.рпеитотае, A.baumannii, P.aeruginosa, S.maltophШa относятся к различным семействам и родам, при этом характеризуются некоторыми сходными особенностями физиологии бактериальной клетки, обусловливающими проявления патогенности и антибиотикорезистентности.

К.рпеитотае характеризуется наличием факторов вирулентности, основными из которых являются капсульный полисахарид, адгезины, сиде-рофоры [5]. Полисахариды капсулы ингибируют дифференцировку и функциональную способность макрофагов, защищая бактерии от фагоцитоза и бактерицидных факторов сыворотки крови. В настоящее время среди капсульных (К) типов бактерии значительно распространены К1 и К2. Однако некоторые клоновые группы К1 и К2 резко превосходят другие по своей вирулентности, связанной с наличием плазмиды, несущей ген-регулятор экспрессии слизистого фенотипа (гшрЛ) и ген сидерофора (8Р) аэробактина [6]. К таким штаммам относится гипервирулентный (Иурегши-со^сош) вариант К.рпеитотае (ЬуКР), который вызывает опасные для жизни инфекции у молодых, здоровых людей [7, 8]. Сидерофоры К.рпеитотае: энтеробактин и аэробактин обеспечивают микробные клетки железом (Бе3+). Энтеробактин синтезируют почти все штаммы К.рпеитотае, при этом железо изолируется ими преимущественно из трансферрина. Источником железа для аэро-бактина являются клетки хозяина, и синтез этого сидерофора в большей степени связан с вирулентностью штаммов микроорганизма [9].

К.рпеитотае обладает пилями общего типа (или тип I), которые являются бактериальными адгезинами и могут выходить за пределы капсуль-ной матрицы. Белок адгезии в этом типе пилей способен связываться с маннозосодержащими трисахаридами гликопротеинов, представленных в слизи и на поверхности эпителиальных клеток. Адгезия к поверхности является первым шагом в формировании биоплёнки, но адгезины также могут играть важную роль на последующих этапах её развития, например, содействуя межклеточным контактам. Практически у всех изолятов К.рпеитотае есть пили третьего типа, которые опосредуют связывание с коллагеном тканей организма и принимают участие в образовании биоплёнки, улучшая адгезию к абиотическим поверхностям [10].

Изменения в физиологических характеристиках госпитальных клонов, отражаются во взаимосвязи между вирулентностью и лекарственной устойчивостью. Антибиотикорезистентные изоляты

K.pneumoniae, не обладающие специфическими факторами вирулентности, подавляют врождённые защитные механизмы хозяина чрезмерными микробными нагрузками в процессе неконтролируемой пролиферации бактериальных клеток под влиянием неэффективной антибактериальной терапии [11]. Некоторые факторы вирулентности, такие как капсульные полисахарида: K1, K2, K5, гены rmpA и аэробактин отсутствуют в изолятах бактерий, продуцирующих в-лактамазы с карба-пенемазной активностью — KPC (Klebsiella pneumoniae carbapenemases) [12]. У Kpneumoniae описан ген AmpR, который действует как регулятор вирулентности. В присутствии бета-лактамов, активная форма AmpR может индуцировать экспрессию цефалоспориназы AmpC и модулировать вирулентность, регулируя адаптацию бактерий к окружающей среде. В отсутствие цефокситина, клавулановой кислоты, имипенема ген AmpC репрессирован и связан с повышенной экспрессией вирулентности, которая выражается в синтезе капсулы, устойчивости к бактерицидному действию сыворотки крови, образованием биоплёнки, синтезом пилей [13].

Успешная колонизация и рост P.aeruginosa в изменённых условиях окружающей среды зависит от дифференциальной экспрессии генов, в связи с чем бактерия имеет большое количество регуляторных генов, участвующих в катаболизме, транспорте и оттоке органических соединений, системах хемотаксиса [14]. Патогенность P.aerug-inosa связана с наличием ряда факторов вирулентности. Цитотоксическим действием, в том числе и в отношении макрофагов, а также способностью подавлять биосинтез белка обладают экзотоксин A и пиоцианин; нейраминидаза, отщепляя остатки сиаловых кислот от клеточных рецепторов, облегчает специфическую адгезию бактерии к клеткам хозяина [15].

Адаптивные способности P.aeruginosa в нозо-комиальной среде связаны с доминированием антибиотикоустойчивых изолятов, характеризующихся отсутствием агрессивных вирулентных факторов, как например клоны ST-111, ST-175, ST-235, которые несут ответственность за внут-рибольничные инфекции, вызванные множественно лекарственно устойчивыми штаммами P.aeruginosa по всему миру. Подобные клоны ассоциированы с нарушением продукции пиоциа-нина и пиовердина, имеют также дефекты подвижности. Предполагается, что последние невыгодны метаболически или с точки зрения активирования ими иммунной системы хозяина. Изменения в метаболизме способствуют ограничению доступа питательных веществ и кислорода к клеткам, что в полной мере поддерживается в биоплёнках, где бактерии склонны к медленному росту или существованию в стационарной фазе.

Таким образом, отсутствие пигмента, нивелирование подвижности, устойчивость к антибиотикам и формирование биоплёнки способствуют успешному выживанию и распространению адаптированной P.aeruginosa во внутрибольнич-ныгх условиях [16].

Основные механизмы вирулентности A.bau-mannii включают: поглощение железа, присоединение к эпителиальным клеткам и образование биоплёнки. Наличие сидерофоров может обеспечить конкурентное преимущество для возбудителя по сравнению с другими микроорганизмами. Высокий уровень избыточной экспрессии нескольких систем приобретения железа имеет значение для выживания A.baumannii в железодефицитной среде, внося значительный вклад в патогенность этого вида [17, 18]. Генетические компоненты, необходимые для поглощения железа через сидеро-фор ацинетобактин, вовлечены в горизонтальный перенос генов, а также сложные хромосомные перестройки, что согласуется с патогенным потенциалом A.baumannii приобретения сторонних генов факторов вирулентности [19]. Микроорганизм взаимодействует с альвеолярными эпителиальными клетками человека опосредованно через белок наружной мембраны OmpA, который вызывает дисфункцию митохондрий, сопровождающуюся выходом цитохрома C и белка гема, что приводит к апоптозу клеток, также OmpA принимает участие в образовании биоплёнки [20]. Другие ключевые белки, способствующие вирулентности A.baumannii, включают фосфолипазы D и С, которые обусловливают устойчивость к сыворотке человека и усиление токсичности в отношении эпителиальных клеток соответственно. A.baumannii демонстрирует сродство к абиотическим поверхностям, что обусловлено наличием гена адгезии csuE, участвующего в образовании пилей и биоплёнок. Пили прикрепляются к абиотическим поверхностям, таким как стекло и полимерное оборудование, и инициируют формирование микроколоний, а затем полное развитие структур биоплёнки. Кроме того, A.baumannii может выживать в условиях высыхания гораздо лучше, чем большинство других Acinetobacter sp. [21].

Устойчивость к антибиотикам A.baumannii может зависеть от приобретения им генов резистентности через горизонтальный перенос. Многие клинические штаммы A.baumannii способны захватывать ДНК других бактерий, передвигаясь по влажной поверхности, при этом подвижность обеспечивается пилями IV типа и зависит от доступности железа. Предположительно, генетические детерминанты, придающие устойчивость к антибактериальным препаратам, были приобретены от родственных видов бактерий, принадлежащих родам Pseudomonas, Salmonella, Escherichia [22]. Также было обнаружено, что умеренные фа-

ги могут выступать в качестве векторов для горизонтального переноса генов, что ранее недооценивалось [23, 24].

Колонизируя биотопы пациента, S.maltophilia попадает в стрессовые условия, такие как высокая температура тела, иммунологический ответ, воздействие антибиотиков, в результате чего проявляет более высокую мутационную способность, чем изоляты S.maltophilia из окружающей среды, где бактерия приобретает гены резистентности, сохраняет их, и в изменённой больничной обстановке успешно экспрессирует [25—27]. Анализ клинических и экологических изолятов S.maltophilia выявил их геномную гетерогенность, обусловленную способностью как приобретать гены антибиотикоустойчивости от различных бактерий, в том числе грамположительных, так и передавать их представителям семейства Enterobacteriaceae и P.aeruginosa, и показал, что микроорганизм имеет черты, связанные с вирулентностью других видов бактерий [26].

Внеклеточные ферменты S.maltophilia: ДНКаза, желатиназа, гемолизины, липазы, протеиназы могут играть существенную роль в патогенезе инфекции. Фосфолипаза расщепляет фосфолипиды жирных кислот и участвует в разрушении клеточных мембран. S.maltophilia обладает пилями: одни причастны к адгезии и образованию биоплёнки, в результате чего происходит колонизация биотических и абиотических поверхностей, другие — уклонению от иммунного ответа и лекарственной устойчивости. SMF-1-пили вызывают агглютинацию эритроцитов животных, они более выражены на поверхности бактериальной клетки при 37°C и проявляют идентичность с пилями P.aeruginosa. Способствовать адгезии может и необычный положительный заряд клеточной поверхности S.maltophilia. Супернатанты штаммов S.maltophilia вызывают гибель клеток линий Нер-2, HeLa и Vero, а также округление и отделение фи-бробластов человека, изменяя актиновый цитос-келет. Гемолитическая активность S.maltophilia зависит от источника крови и может различаться в зависимости от фосфолипидов клеточных мембран эритроцитов [28—30]. Липополисахарид (ЛПС) микроба вносит свой вклад в антимикробную резистентность и вирулентность S.maltophilia: уменьшение производства ЛПС у мутантов увеличивает их восприимчивость к некоторым антимикробным агентам, и штаммы становятся полностью авирулентны в животной модели инфекции, легко погибая от факторов иммунной защиты хозяина [31]. Интегроны, гиперэкспрессия эффлюксных систем, формирование меланинпо-добного пигмента, защищающего клетки от воздействия окружающей среды, и биоплёнки гораздо чаще встречаются у МЛУ изолятов S.maltophilia, чем у чувствительных к антибиотикам штам-

мов, что делает их своеобразными маркёрами полирезистентности [32]. Избыточная экспрессия системы активного выведения 8шеБЕР придаёт устойчивость к антибиотикам, принадлежащим к различным группам, и сопряжена со снижением вирулентности S.maltophilia. В пределах интегро-нов штаммы содержат генные кассеты, которые несут гены устойчивости к антибиотикам, четвертичным аммонийным соединениям и являются резервуаром детерминант лекарственной устойчивости в медицинских учреждениях [33].

Чувствительность к антибиотикам и основные механизмы резистентности

Нарушение проницаемости наружной мембраны грамотрицательных бактерий является одним из важных механизмов устойчивости. Гидрофильные растворённые вещества, преимущественно проходят через заполненные водой каналы поринов, но существуют ограничения для притока различных органических молекул, особенно лекарственных средств. Упорядочение молекул воды в узких пориновых каналах в связи с наличием кислотных и основных аминокислотных остатков на противоположных сторонах стенки канала приводит к затруднённому проникновению через него липофильных молекул. Основной путь для них связан с прохождением через двухслойную липидную мембрану, наружный слой которой состоит целиком из липополисахаридов с очень низкой текучестью. Мутационная потеря основных поринов увеличивает устойчивость к гидрофильным антибиотикам, таким как в-лак-тамы, при этом питательные вещества, особенно при низких концентрациях, также не проникают в клетку [34, 35].

Эффлюкс имеет значение как физиологический способ детоксикации внутриклеточных метаболитов, реализации бактериальной вирулентности, межклеточной сигнализации и клеточного гомеостаза. Этот механизм не обеспечивает высокого уровня резистентности к антибиотикам, но увеличивает их минимальную подавляющую концентрацию (МПК), позволяя бактериям достичь значительной устойчивости в совокупности с другими механизмами. Системы активного выведения типа ЯМБ (ге8181апсе-поёи1аИоп-ёта8юп) наиболее характерны для грамотрицательных бактерий и составляют комплекс из периплазматичес-кого белка, например, АсгА, канала наружной мембраны, и белка-насоса, например, АсгВ, аналогичного тому, который осуществляет протонный антипорт в цитоплазматической мембране. Подобные эффлюксные системы обеспечивают устойчивость не только к антибиотикам, но и к антимикробным пептидам неспецифической им-

мунной системы человека, что может расцениваться как новый фактор вирулентности бактерии [36]. Экспрессия генов хромосом, кодирующих RND, вносит значительный вклад в устойчивость грамотрицательных бактерий к веществам с антимикробной активностью, так как в процессе эфф-люкса из клетки выводится широкий спектр субстратов, включающий антибиотики, красители, биоцидные вещества, детергенты и антисептики. Синергизм между эффлюксом и нарушенной проницаемостью наружной мембраны приводит к эффективной лекарственной устойчивости [37].

Способность к производству ферментов, разрушающих антибиотики, характерна для всех микроорганизмов, но некоторые ферментативные механизмы устойчивости, найденные у грамотрица-тельных бактерий, обеспечили им господствующее положение в клинических условиях, в том числе связанное с возможностями внутривидового и межвидового распространения детерминант резистентности через подвижные генетические элементы путём горизонтального переноса [38, 39].

Устойчивость грамотрицательных бактерий к бета-лактамам обеспечивается ферментами в-лак-тамазами. Расширенного спектра в-лактамазы — ESBL (extended-spectrum beta-lactamases), принадлежащие к классу A, описаны у семейств Enterobacteriaceae, Pseudomonadaceae и рода Acinetobacter, но наиболее часто встречаются у K.pneumoniae. Гены, кодирующие ESBL, обычно находятся на плазмидах вместе с генами, кодирующими устойчивость к аминогликозидам, тримето-прим-сульфаметоксазолу, тетрациклинам, хло-рамфениколу. Большинство ESBL относятся к SHV или TEM типам, которые произошли от в-лактамаз узкого спектра [40]. Другие редкие виды ESBL включают типы VEB и PER, первые чаще обнаруживают у клинических штаммов K.pneumo-niae, A.baumannii, вторые встречаются у P.aerugi-nosa и A.baumannii. Они отличаются умеренным подавлением ингибиторов в-лактамаз и имипене-ма. Среди в-лактамаз класса A число ферментов с карбапенемазной активностью ограничено, наиболее широко из них распространены ферменты GES и KPC. Некоторые варианты GES, проявляют значительное карбапенемазное действие и все в большей степени обнаруживаются в грамотрицательных палочках, в частности у P.aeruginisa, K.pneumoniae [41—43]. Ферменты KPC расширили географию карбапенемоустойчивых K.pneumoniae благодаря клональному распространению [44].

AmpC в-лактамазы — индуцируемые цефалос-пориназы, закодированные в хромосомах многих видов бактерий; опосредуют устойчивость к пени-циллинам, цефалоспоринам и нечувствительны к ингибиторам в-лактамаз, но подавляются клокса-циллином и азтреонамом. В настоящее время бактерии, у которых отсутствуют хромосомные

AmpC, в том числе K.pneumoniae, S.maltophilia, являются носителями плазмид с приобретёнными генами AmpC. Эти плазмиды, часто несут множество других генов устойчивости: к аминогликози-дам, хлорамфениколу, хинолонам, тетрацикли-нам, триметоприму, а также кодируют в-лактамазы, такие как TEM, CTX, SHV, VIM [45]. Ферменты типа ОХА класса D гидролизуют цефалоспори-ны третьего и четвёртого поколения, азтреонам, карбапенемы и не ингибируются клавулановой кислотой и тазобактамом. Большинство ОХА кодируются плазмидами и наиболее характерны для A.baumannii [46, 47]. Металло-в-лактамазы (MBL) класса B обладают способностью гидролизовать все бета-лактамы, в том числе карбапенемы, за исключением монобактама — азтреонама, устойчивы к ингибиторам клавуланату и сульбактаму, восприимчивы к хелатирующим агентам; кодируются в основном плазмидами. В настоящее время присутствие MBL регистрируется у P.aeruginosa, A.baumannii, K.pneumoniae [48, 49].

Механизмы резистентности к аминогликози-дам чаще связаны с ферментами, модифицирующими субстрат, которые прикрепляют фосфат, аденил или ацетил к молекулам антибиотиков, уменьшая их аффинность с 30S рибосомальной субъединицей. Другой механизм сопротивления аминогликозидам — метилирование 16S рРНК распространён среди грамотрицательных бактерий семейства Enterobacteriaceae и группы нефер-ментирующих бактерий, в том числе P.aeruginîsa и A.baumannii. Гены метилаз расположены в транспозонах плазмид, обеспечивая горизонтальное распространение. Экзогенно приобретённые 16S рРНК метилтрансферазы (16S-RMT) ответственны за устойчивость к аминогликозидам очень высокого уровня. Производство метилаз 16S-RMT часто сопровождается продукцией кар-бапенемаз и ESBL [50, 51].

Формирование устойчивости к тигециклину часто наблюдается у A.baumannii и K.pneumoniae, особенно при лекарственной устойчивости штаммов. Системы эффлюкса RND-типа и другие могут быть факторами пониженной чувствительности к препарату. Например, эффлюксный комплекс AcrAB был определён в качестве основного механизма бактериальной резистентности к тиге-циклину у Enterobacteriaceae, способствующего внутренней устойчивости ко многим структурно различным липофильным соединениям, в том числе моющим средствам, красителям и антибиотикам без накопления в периплазме [52—54].

Полимиксин B и полимиксин E (колистин) — пептидные антибиотики, которые всё чаще используются в качестве препаратов, сохранивших антибактериальную активность в отношении МЛУ P.aervgjnosa, A.baumannii, K.pneumoniae. Тем не менее в последнее время было описано появле-

ние устойчивости к колистину. Существуют мутационные стабильные механизмы сопротивления и адаптивные, обратимые после удаления селективного давления. Главный из них — модификация липидного компонента внешней мембраны липо-полисахарида [55]. Мутации, меняющие функции внешней мембраны описаны у K.pneumoniae [56]. Для P.aeruginosa было зафиксировано стабильное увеличение производства наружного мембранного белка H1, оказывающего своё защитное действие при помощи двухвалентных катионов, которые препятствуют действию катионных антибиотиков [48]. Резистентность к колистину A.baumannii возникает через адаптацию ранее восприимчивых изолятов, часто во время лечения данным препаратом. Основной механизм связан с модификациями липополисахарида, вызванными мутациями или инсерциями в генах, кодирующих биосинтез липида, при этом снижается суммарный отрицательный заряд наружной мембраны, уменьшая сродство к колистину, или устраняется сама мишень для этого препарата [57—59].

Пути преодоление антибиотикорезистентности

Распространение резистентных грамотрица-тельных бактерий и отсутствие новых соединений для лечения вызванных ими инфекций актуализирует поиск новых антимикробных веществ и новых терапевтических подходов в преодолении повышенной устойчивости микроорганизмов к антибиотикам [60].

Комбинирование антибактериальных препаратов. Синергетическое действие двух антибиотиков в комбинации считается выгодным, так как более эффективно подавляется рост микроорганизмов. С другой стороны, проявляется их способность быстрее сформировать резистентность к антибиотикам, способствуя выживанию резистентных форм. Комбинации антагонистических препаратов являются менее эффективными в отношении чувствительных патогенов, при этом селективное преимущество одного из препаратов может уменьшиться, в результате антагонистические пары антибиотиков также могут предотвратить МЛУ [61]. Описаны различные эффективные комбинации антибактериальных препаратов синергидного действия на колистиноустойчивые штаммы A.baumannii: имипинем—колистин, ко-листин—рифампицин и колистин—доксициклин [62]. Комбинация тигециклина с амикацином показала синергизм для изолятов K.pneumoniae, S.maltophilia, A.baumannii, а также с колистином против K.pneumoniae [63].

Ингибирование мутаций. Мутации, придающие устойчивость к антимикробным агентам, являются неизбежным следствием ошибок ДНК-поли-меразы. Ингибирование белков бактерий, играю-

щих активную роль в мутациях собственных геномов, или подавление их дерепрессии может представлять собой принципиально новый подход в борьбе с развитием резистентности [64]. В сочетании с ошибками ДНК-полимераз у бактерий возможны повреждения ДНК, возникающие от реги-дратации, воздействия антибиотиков, химических окислителей, теплового шока, ультрафиолетового излучения, дезинфицирующих веществ, включения чужеродной ДНК в свой геном. В ответ на стресс ряд ферментов участвуют в гомологичной рекомбинации и в репарации повреждённой ДНК как, например, белок RecA, описанный у A.baumannii. Включение ингибиторов продукции этих ферментов в новые дезинфицирующие средства может препятствовать ответу бактериальных клеток на повреждения ДНК, подавляя индуцированный мутагенез и гомологичные рекомбинации в больничных условиях [65, 66].

Химиосенсибилизация. Химиосенсибилизато-ры ослабляют различные механизмы устойчивости или усовершенствуют конструкцию молекулы антибиотика, чтобы уменьшить его восприимчивость к инактивации бактериями. Была разработана новая группа антибактериальных молекул EPI (efflux pump inhibitor), которые блокируют экспрессию генов, отвечающих за активное выведение антибиотиков из клетки, и восстанавливают их нормальную внутриклеточную концентрацию, оказывают влияние на энергетические процессы активного транспорта, подавляя поток молекул внутри канала путём конкурентного выведения или его блокирования. Они могут действовать совместно с обычными антибиотиками, восстанавливая их активность [67]. Под влиянием EPI-вещества фенилаланин-аргинин-в-нафтиламида (PA8N) — конкурентного ингибитора антибактериальных препаратов подавлялась способность эффлюкс-ной системы AdeFGH к выведению триметопри-ма, хлорамфеникола и клиндамицина из клетки бактерии, восстанавливалась восприимчивость к левофлоксацину у клинических штаммах P.aerugi-nosa [68, 69]. Несколько производных хинолина считаются EPI-веществами широкого спектра для K.pneumoniae и демонстрируют увеличение внутриклеточной концентрации норфлоксацина, хлорамфеникола, тетрациклина [70].

Иммунизация. В отношении чрезвычайно устойчивых штаммов хорошим средством обеспечения немедленного иммунитета против биологических агентов, является терапия на основе антител, чего может быть достаточно, чтобы снять острую инфекцию. Так, капсульный полисахарид K1 A.baumannii иммуногенен и является одним из факторов вирулентности. Антитела, направленные против K1, могут быть использованы в серо-типспецифической терапии через пассивную иммунизацию [71].

Бактериофагия. Бактериофаги специфичны и не влияют на эукариотические клетки, индуцируют бактериолиз с помощью механизмов, отличных от антибиотиков. Бактериофаг K.pneumoniae NK-5 (<NK5), выделенный из сточных вод больницы, успешно использовали для лечения экспериментального абсцесса печени мышей, вызванной гипервирулентным штаммом K.pneumoniae [72]. Описаны случаи положительного исхода бактериемии у мышей, вызванной карбапенемо-резистентным P.aeruginosa при использовании специфических вирулентных штаммов бактериофагов [73]. На поверхности A.baumannii представлено значительное количество бактериальных антигенов, которые определяют высокую специфичность фагов. Один из них — AB1 использовался в качестве нетоксичного антибактериального средства [74]. Возможно применение бактериофагов для обработки биоплёнок: поражая клетки на поверхности, фаги реплицируются, создавая высокую локальную концентрацию, постепенно разрушая биоплёнки; инфицируют клетки перси-стеры и остаются в них, пока они не станут метаболически активными, после чего уничтожают их. Ослабление или уничтожение матрицы биоплёнки фагами может способствовать проникновению антибиотиков, что увеличивает возможность их синергетической комбинации [75].

Горизонтальная передача бактерицидных генов. Эта антибактериальная терапевтическая технология с использованием донорских клеток аттенуи-рованной E.coli, несущей бактерицидные гены в конъюгативной плазмиде, была успешно применена для лечения ожоговых ран мышей, инфицированных A.baumannii. Экспрессия генов в плазмиде E.coli подавлялась, но становилась дерепрес-сированной при их передаче реципиентным микроорганизмам путём конъюгации, в результате чего в бактериальных клетках A.baumannii нарушался белковый синтез, что приводило к их гибели [76].

Использование антимикробных пептидов (AMP). АМП — это разнообразная группа молекул, которые производятся многими тканями и типами клеток различных беспозвоночных, растений и животных. Большинство АМП являются небольшими, катионными и амфифильными и являются важным компонентом врождённой иммунной защиты (Host defense peptides — HDPS). Механизм действия AMP заключается в уничтожении бактерии путём формирования пор в клеточных мембранах, некоторые из пептидов ингибируют функции внутриклеточных биополимеров. Связываясь с анионными участками липополисахарида, поликатионы ослабляют межмолекулярные взаимодействия липополисахарида, разрушая мостики из двухвалентных катионов, делая его проницаемым для лекарственных средств. Потенциал AMP был оценен в отношении многих микроорганиз-

мов. Активность buforin II, cecropin P1, magainin II отдельно и в сочетании с антибиотиками подтверждена на клинических изолятах S.maltophilia. Кроме того, наблюдался синергизм между пептидами и полимиксином E, меропенемом, цефтази-димом, пиперациллином и кларитромицином [77, 78]. AMP OH-CATH30 от королевской кобры показал синергетическое действие с ципрофлокса-цином и левофлоксацином в отношении P.aerugi-nosa [79, 80]. Были разработаны генетически модифицированные ткани человека, производящие повышенные уровни кателицидина LL-37, и успешно применены на животных моделях с ранами, инфицированными антибиотикоустойчивым A.bau-mannii. Животные Wallaby вырабатывают катели-цидин WAM1, эффективный против Acinetobacter sp., в 3—80 раз более мощный, чем LL-37 и не вызывающий гемолиз эритроцитов человека, в результате чего может рассматриваться как потенциал для парентерального применения [81]. По механизму действия к катионным пептидам близки хе-латоры (ЭДТА, нитрилотриуксусная кислота, гек-саметафосфат натрия), которые дезинтегрируют внешнюю мембрану путем удаления Mg2+ и Ca2+, нарушая её целостность [82].

Воздействие на плазмвды. Уникальная стратегия исключения плазмид, несущих гены резистентности, из бактериальной клетки — ингиби-рование конъюгации при помощи некоторых веществ: дегидрокрепениновой, линолевой и лино-леновой кислот [83]. В естественных условиях в дочерних бактериальных клетках, которые не унаследовали плазмиду, кодирующую систему бактериальный токсин-антитоксин (БТА), антитоксин разрушается клеточными протеазами и не реплицируется, освобождая скрытый токсин, который способен убить клетки, и, таким образом, уменьшить популяцию клеток, не содержащих плазмиды. Подавление репликации плазмиды и искусственная активация токсина в этой системе имеет потенциал новой антибактериальной стратегии, что и было продемонстрировано в отношении клинических изолятов P.aeruginosa [84, 85].

Влияние на механизмы патогенности. Показана возможность подавления протеаз S.maltophilia, способствующих вторжению в ткани и их разрушению. Такие вещества-ингибиторы не влияют на подобные ферменты хозяина, так как существует немного структурных взаимосвязей между прокариотическими и эукариотическими протеа-зами, несмотря на схожие механизмы действия, что и определяет разработку ингибиторов с требуемой специфичностью [86]. На примере P.aerugi-nosa было показано, что химический элемент галлий (Ga) может заменить во многих биологических системах железо (Fe) и ингибировать Fe-за-висимые процессы, такие как синтез ферментов: рибонуклеотидредуктазы, супероксиддисмутазы,

каталазы, цитохромов, а также подавлять рост и образование биоплёнок [87].

Нанотехнологии. Неорганические вещества в виде наночастиц имеют перспективное направление в качестве антимикробных агентов. Нанораз-мерные материалы имеют большую площадь поверхности по отношению к объёму, что приводит к повышенной реактивности. Показана бактерицидная активность наночастиц серебра против МЛУ штаммов P.aeruginosa, А.Ьаитаппи и способность препятствовать образованию биоплёнок [88]. Оксид азота (N0) является свободным радикалом, и проявляет антимикробную активность. С помощью нанотехнологий N0 стабилизировали гидрогелями силана или кремния, превратив его в наночастицы с сухой матрицей. После воздействия влаги N0 медленно высвобождается из них при относительно фиксированной концентрации. Активность таких наночастиц N0 в качестве новых антибактериальных агентов против МЛУ была продемонстрирована в отношении P.aeruginosa, А.Ьаитаппи, К.рпеитотае [89].

Антимикробное действие эфирных масел. В настоящее время эфирные масла всё чаще рассматриваются как альтернативные антимикробные вещества, которые могли бы конкурировать с антибактериальными препаратами или дополнять их [90]. Наружная мембрана грамотрицательных бактерий состоит в основном из молекул липополиса-харида, который обусловливает отрицательный заряд, и образует гидрофильный барьер проницаемости, обеспечивающий защиту от воздействия гидрофобных веществ [91]. В отличие от многих антибиотиков, гидрофобные компоненты эфирных масел способны получить доступ к периплазме грамотрицательных бактерий через пориновые белки их наружной мембраны [92, 93]. Механизмы антибактериального действия полностью не изучены, но было показано, что терпены — основные компоненты эфирных масел, накапливаются в ли-пидной части клеточной мембраны, повреждая её. В результате увеличивается проницаемость мембраны для протонов и ионов, приводящая к нарушению протонной движущей силы и изменению внутриклеточного рН гомеостаза; в ряде случаев изменяется и структура белков, встроенных в мембрану [94]. Потенциал использования эфирных масел показан не только в нетоксических концентрациях от 0,05 мкл/мл до 0,5 мкл/мл, но и более высоких >3,125 мкл/мл. Описаны клинические изоляты S.maltophilia, устойчивые к фосфомици-ну, имипенему, пиперациллину и азтреонаму, при этом проявляющие чувствительность к эфирным маслам корицы, тмина, гвоздики, тимьяна [95, 96].

Заключение

Проведённый анализ научной литературы свидетельствует о том, что грамотрицательные

бактерии K.pneumoniae, A.baumannii, P.aeruginosa, S.maltophilia получили широкое распространение во внутрибольничной среде из-за легко формируемой у них устойчивости к антибиотикам, связанной с особенностями строения и физиологии бактериальной клетки. В то же время антибиотикорезистентность зачастую сопровождается снижением метаболической активности и как следствие — вирулентности, а реализа-

ЛИТЕРАТУРА

1. Walsh T. R., Toleman M. A. The emergence of pan-resistant Gram-negative pathogens merits a rapid global political response. J. Antimicrob Chemother 2012; 67 (1): 1—3.

2. Livermore D. M. Current epidemiology and growing resistance of gram negative pathogens. Korean J of Internal Med 2012; 27 (2):128—142.

3. Talbot G. H, Bradley J., Edwards J. E, Gilbert D, Scheld M, Bartlett J. G. Bad bugs need drugs: an update on the development pipeline from the Antimicrobial Availability Task Force of the Infectious Diseases Society of America. Clin Infect Dis 2006; 4 (5): 657—668.

4. World Health Organization (WHO) Drug resistance Available at URL: http://www.who.int/drugresistance/AMR_Importance/en/ 2011.

5. Martinez J, Martinez L, Rosenblueth M, Silva J., Martinez-Romero E. How are gene sequences analyses modifying bacterial taxonomy? The case of Klebsiella. J Intern Microb 2010; 7 (4): 261—268.

6. Lery L. M, Frangeul L, Tomas A., Passet V., Almeida A. S, Bialek-Davenet S. et al. Comparative analysis of Klebsiella pneumoniae genomes identifies a phospholipase D family protein as a novel virulence factor. BMC Biology 2014; 12 (1): 1—15.

7. Lee H. C, Chuang Y C, Yu W L, Lee N. Y, Chang C. M, Ko N. Y. et al. Clinical implications of hypermucoviscosity phenotype in Klebsiella pneumoniae isolates: association with invasive syndrome in patients with community-acquired bacteraemia. J Intern Med 2006; 259 (6): 606—614.

8. Russo T. A. Olson R, MacDonald U, MetzgerD, Maltese L. M, Drake E. J. et al. Aerobactin mediates virulence and accounts for increased siderophore prodtion under iron-limiting conditions by hypervirulent (hypermucovis-cous) Klebsiella pneumoniae. Infect Immun 2014; 82 (6): 2356—2367.

9. Hazen T. H. Zhao L, Sahl J. W, Robinson G, Harris A. D, Rasko D. A. et al. Characterization of Klebsiella sp. strain 10982, a colonizer of humans that contains novel antibiotic resistance alleles and exhibits genetic similarities to plant and clinical Klebsiella isolates. Antimicrob Agents Chemother 2014; 58 (4): 1879—1888.

10. Schroll C, Barken K. B, Krogfelt K. A., Struve C. Role of type 1 and type 3 fimbriae in Klebsiella pneumoniae biofilm formation. BMC Microbiol 2010; 10 (1): 179: 1—110.

11. Tzouvelekis L. S., Miriagou V., Kotsakis S. D., Spyridopoulou K., Athanasiou E., Karagouni E. et al. KPC-producing multidrug-resistant Klebsiella pneumoniae sequence type 258 as a typical opportunistic pathogen. Antimicrob Agents Chemother 2013; 57 (10): 5144—5146.

12. Lavigne J. P., Cuzon G., Combescure C., Bourg G., Sotto A., Nordmann P. Virulence of Klebsiella pneumoniae isolates harboring bla KPC-2 car-bapenemase gene in a Caenorhabditis elegans model. PloS One 2013; 8 (7): e67847: 1—7.

13. Hennequin C., Robin, F., Cabrolier N., Bonnet R., Forestier C. Characterization of a DHA-1-producing Klebsiella pneumoniae strain involved in an outbreak and role of the AmpR regulator in virulence. Antimicrob Agents Chemother 2012; 56 (1): 288—294.

14. Stover C. K., Pham X. Q., Erwin A. L., Mizoguchi S. D., Warrener P., Hickey M. J. et al. Complete genome sequence of Pseudomonas aeruginosa PAO1, an opportunistic pathogen Nature 2000; 406: 959—964.

15. Лабинская А. С. Руководство по медицинской микробиологии. Оппортунистические инфекции: возбудители и этиологическая диагностика М.: БИНОМ; 2013. — Т. III. — С. 316—317. / Labinskaya, A. S. Rukovodstvo po meditsinskoi mikrobiologii. Opportunisticheskie infektsii: vozbuditeli i etiologicheskaya diagnostika M.: BINOM; 2013; III: 316—317. [in Russian]

16. Walters M. C., Roe F., Bugnicourt A., Franklin M. J., Stewart P. S. Contributions of antibiotic penetration, oxygen limitation, and low metabolic activity to tolerance of Pseudomonas aeruginosa biofilms to ciprofloxacin and tobramycin. Antimicrob Agents Chemother 2003; 47 (1): 317—323.

17. Eijkelkamp B. A., Hassan K. A., Paulsen I. T., Brown M. H. Investigation of the human pathogen Acinetobacter baumannii under iron limiting conditions. BMC genomics 2011; 129 (1): 126.

18. PelegA. Y., SeifertH., Paterson D. L. Acinetobacter baumannii: emergence of a successful pathogen Clin Microbiol Rev 2008; 21 (3): 538—582.

ция патогенного потенциала связана с чрезмерной микробной нагрузкой в очагах поражения из-за неэффективной антибактериальной терапии. Очевидно, что новые способы борьбы с ан-тибиотикорезистентностью и антибактериальные вещества, альтернативные антибиотикам, могут внести свой вклад в преодоление множественной лекарственной устойчивости грамот-рицательных бактерий.

19. Penwell W. F., Arivett B. A., Actis L. A. The Acinetobacter baumannii entA gene located outside the acinetobactin cluster is critical for siderophore production, iron acquisition and virulence. PloS one 2012; 7 (5): e36493: 1—12.

20. Gaddy J. A., Arivett B. A., McConnell M. J., L?pez-Rojas R, Pach?n J., Actis L. A. Role of acinetobactin-mediated iron acquisition functions in the interaction of Acinetobacter baumannii strain ATCC 19606T with human lung epithelial cells, Galleria mellonella caterpillars, and mice. Infect Immun 2012; 80 (3): 1015—1024.

21. Sahl J. W, Gillece J. D, Schupp J. M., Waddell V G., Driebe E. M., Engelthaler D. M. et al. Evolution of a pathogen: a comparative genomics analysis identifies a genetic pathway to pathogenesis in Acinetobacter. PLoS One 2013; 8 (1): e54287: 1—10.

22. Wilharm G., Piesker J., Laue M., Skiebe E. DNA uptake by the nosocomial pathogen Acinetobacter baumannii occurs during movement along wet surfaces. J Bacteriol 2013; 195 (18): 4146—4153.

23. Bonnin R. A., Rotimi V. O., Hubail M., Gasiorowski E, Sweih, N., Nordmann P. et al. Wide Dissemination of GES-Type Carbapenemases in Acinetobacter baumannii Isolates in Kuwait. Antimicrob Agents Chemother 2013; 57 (1): 183—188.

24. Mulvey M. R., Simor A. E. Antimicrobial resistance in hospitals: how concerned should we be? Canadian Med Assoc J 2009; 180 (4): 408—415.

25. Adjide C. C., De Meyer A., Weyer M., Obin O., Lamory F., Lesueur C. et al. A sensitive, specific and predictive isolation medium developed for Stenotrophomonas maltophilia study in healthcare settings. Pathologiebiologie 2010; 58 (1): 11—17.

26. Denton M., Hall M. J., Todd N. J., Kerr K. G, Littlewood J. M. Improved isolation of Stenotrophomonas maltophilia from the sputa of patients with cystic fibrosis using a selective medium. Clin Microb Infect 2000; 6 (7): 395—396.

27. Moore J. E., Xu J., Millar B. C., Courtney J., Elborn J. S. Development of a Gram-negative selective agar (GNSA) for the detection of Gram-negative microflora in sputa in patients with cystic fibrosis. J Appl Microbiology 2003; 95 (1): 160—166.

28. Karaba S. M., White R. C., Cianciotto N. P. Stenotrophomonas maltophil-ia encodes a type II protein secretion system that promotes detrimental effects on lung epithelial cells. Infect Immun 2013; 81 (9): 3210—3219.

29. Ryan R. P., Monchy S., Cardinale M., Taghavi S., Crossman L., Avison M. et al. The versatility and adaptation of bacteria from the genus Stenotrophomonas. Nat Rev Microbiol 2009; 7 (7): 514—525.

30. Turrientes M. C., Baquero M. R., Sanchez M. B., Valdezate S., Escudero E., Berg G. et al. Polymorphic mutation frequencies of clinical and environmental Stenotrophomonas maltophilia populations. Appl Environ Microbiol 2010; 76 (6): 1746—1758.

31. Travassos L. H., Pinheiro M. N., Coelho F. S., Sampaio J. L. M., Merquior V. L. C., Marques E. A. Phenotypic properties, drug susceptibility and genetic relatedness of Stenotrophomonas maltophilia clinical strains from seven hospitals in Rio de Janeiro, Brazil J Appl Microbiol 2004; 96 (5): 1143—1150.

32. Oliveira-Garcia D., Dall'Agnol M., Rosales M., Azzuz A. C., Alcantara N., Martinez M. B. et al. Fimbriae and adherence of Stenotrophomonas mal-tophilia to epithelial cells and to abiotic surfaces Cell Microbiol 2003; 5 (9): 625—636.

33. Jucker B. A., Harms H., Zehnder A. J. Adhesion of the positively charged bacterium Stenotrophomonas (Xanthomonas) maltophilia 70401 to glass and Teflon. J Bacteriol 1996; 178 (18): 5472—5479.

34. Prashanth K., Badrinath S. Simplified phenotypic tests for identification of Acinetobacter spp. and their antimicrobial susceptibility status. J Med Microbiol 2000; 49 (9): 773—778.

35. Roca I., EspinalP., Marti S., Vila J. First identification and characterization of an AdeABC-like efflux pump in Acinetobacter genomospecies 13TU. Antimicrob Agents Chemother 2011; 55 (3): 1285—1286.

36. Denton M., Kerr K. G. Microbiological and clinical aspects of infection associated with Stenotrophomonas maltophilia. Clin Microbiol Rev 1998; 11 (1): 57—80.

37. Anderson S. W., Stapp J. R., Burns J. L., Qin X. Characterization of small-colony-variant Stenotrophomonas maltophilia isolated from the

sputum specimens of five patients with cystic fibrosis. J Clin Microbiol 2007; 45 (2): 529-535.

38. Nikaido H, Pages J. M.Broad-specificity efflux pumps and their role in multidrug resistance of Gram-negative bacteria. FEMS Microbiol Rev 2012; 36 (2): 340-363.

39. Souli M, Galani I., Giamarellou H. Emergence of extensively drug-resistant and pandrug-resistant Gram-negative bacilli in Europe. Euro Surveill 2008; 13 (47): 584-594.

40. Bradford P. A. Extended-spectrum /^-lactamases in the 21st century: characterization, epidemiology, and detection of this important resistance threat. Clin Microbiol Rev 2001; 14 (4): 933-951.

41. Bonnin R. A., Nordmann P., Potron A., Lecuyer H, Zahar J. R., Poirel L. Carbapenem-hydrolyzing GES-type extended-spectrum /^-lactamase in Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 2011; 55 (1): 349-354.

42. Miriagou V., Cornaglia G, Edelstein M, Galani I., Giske C. G, Gniadkowski M. et al. Acquired carbapenemases in Gram-negative bacterial pathogens: detection and surveillance issues. Clin Microb Infect 2010; 16 (2): 112-122.

43. Poirel L., Bonnin R. A., Nordmann P. Genetic support and diversity of acquired extended-spectrum /^-lactamases in Gram-negative rods. Infect Genet Evol 2012; 12 (5): 883-893.

44. Adler A., Paikin S, Sterlin Y, Glick J., Edgar R, Aronov R. et al. A sword-less knight: epidemiology and molecular characteristics of the blaKPC-negative sequence type 258 Klebsiella pneumoniae clone. J Clin Microbiol 2012; 50 (10): 3180-3185.

45. Jacoby G. A. AmpC /3-lactamases Clin Microbiol Rev 2009; 22 (1): 161-182.

46. Girlich D., Damaceno Q. S., Oliveira A. C, Nordmann P. OXA-253, a Variant of the Carbapenem-Hydrolyzing Class D /^-Lactamase OXA-143 in Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 2014; 58 (5): 2976-2978.

47. Jacoby G. A., Munoz-Price L. S. The new /^-lactamases. New England J Med 2005; 352 (4): 380/3391.

48. Bonomo R. A., Szabo D. Mechanisms of multidrug resistance in Acinetobacter species and Pseudomonas aeruginosa. Clin Infect Dis 2006; 43: Suppl 2: 49-56.

49. Walsh T. R., Toleman M. A, Poirel L., Nordmann P. Metallo-3-lacta-mases: the quiet before the storm? Clin Microbiol Rev 2005; 18 (2): 306-325.

50. Vakulenko S. B., Mobashery S. Versatility of aminoglycosides and prospects for their future. Clin Microbiol Rev 2003; 16 (3): 430-450.

51. Wachino J., Arakawa Y. Exogenously acquired 16S rRNA methyltrans-ferases found in aminoglycoside-resistant pathogenic Gram-negative bacteria: an update. Drug Resist Updates 2012; 15 (3): 133-148.

52. Rumbo C., Gato E., Lopez M., de Alegría C. R., Fernandez-Cuenca F., Martínez-Martínez L. et al. Contribution of efflux pumps, porins, and f¡-lactamases to multidrug resistance in clinical isolates of Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 2013; 57 (11): 5247-5257.

53. Sun Y., Cai Y, Liu X., Bai N., Liang B., Wang R. The emergence of clinical resistance to tigecycline. Intern J. Antimicrob Agents 2013; 41 (2): 110-116.

54. Visalli M. A., Murphy E., Projan S. J., Bradford P. A. AcrAB multidrug efflux pump is associated with reduced levels of susceptibility to tigecycline (GAR-936) in Proteus mirabilis. Antimicrob Agents Chemother 2003; 47 (2): 665-669.

55. Landman D., Georgescu C., Martin D. A., Quale J. Polymyxins revisited. Clin Microbiol Rev 2008; 21 (3): 449-465.

56. Antoniadou A., Kontopidou F., Poulakou G., Koratzanis E., Galani I., Papadomichelakis E. Colistin-resistant isolates of Klebsiella pneumoniae emerging in intensive care unit patients: first report of a multiclonal cluster. J Antimicrob Chemother 2007; 59 (4): 786/3790.

57. Adams M. D., Nickel G. C., Bajaksouzian S., Lavender H., Murthy A. R., Jacobs M. R., Bonomo R. A. Resistance to colistin in Acinetobacter bau-mannii associated with mutations in the PmrAB two-component system. Antimicrob Agents Chemother 2009; 53 (9): 3628/33634.

58. Hood M. I., Becker K. W., Roux C. M, Dunman P. M., Skaar E. P. Genetic determinants of intrinsic colistin tolerance in Acinetobacter baumannii. Infect Immun 2013; 81 (2): 542-551.

59. Perez F, Hujer A. M, Hujer K. M, Decker B. K., Rather P. N., Bonomo R. A. Global challenge of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii. Antimicrob Agents Chemother 2007; 51 (10): 3471-3484.

60. Nikaido H., Pages J. M.Broad-specificity efflux pumps and their role in multidrug resistance of Gram-negative bacteria. FEMS Microbiol Rev 2012; 36 (2): 340-363.

61. Torella J. P., Chait R., Kishony R. Optimal Drug Synergy in Antimicrobial Treatments. PLoS Comput Biology 2010; 6 (6): 130-140.

62. Miyasaki Y, Morgan M. A, Chan R. C, Nichols W. S., Hujer K. M, Bonomo R. A. et al. In vitro activity of antibiotic combinations against multidrug-resistant strains of Acinetobacter baumannii and the effects of

their antibiotic resistance determinants. FEMS Microbiol Let 2012; 328 (1): 26-31.

63. Entenza J. M, Moreillon P. Tigecycline in combination with other antimicrobials: a review of in vitro, animal and case report studies. Intern J Antimicrob Agents 2009; 34 (1): 8-19.

64. Cirz R. T, Chin J. K, Andes D. R, de Crecy-Lagard V., Craig W. A., Romesberg F. E. Inhibition of mutation and combating the evolution of antibiotic resistance. PLoS biology 2005; 3 (6): 1024—1033.

65. Aranda J., Bardina C., Beceiro A., Rumbo S., Cabral M. P., Barbe J. et al. Acinetobacter baumannii RecA protein in repair of DNA damage, antimicrobial resistance, general stress response, and virulence. J Bacteriol 2011; 193 (15): 3740—3747.

66. Norton M. D., Spilkia A. J., Godoy V. G. Antibiotic resistance acquired through a DNA damage-inducible response in Acinetobacter baumannii. J. Bacteriol 2013; 195 (6): 1335—1345.

67. Alibert-Franco S., Mahamoud A., Bolla J. M., Davin-Regli A., Chevalier J., Garnotel E. Efflux pumps of gram-negative bacteria, a new target for new molecules. Current Topics Med Chem 2010; 10 (18): 1848—1857.

68. Cortez-Cordova J., Kumar A. Activity ofthe efflux pump inhibitor pheny-lalanine-arginine /3-naphthylamide against the AdeFGH pump of Acinetobacter baumannii. Intern J Antimicrob Agents 2011; 37 (5): 420—424.

69. Mahamoud A., Chevalier J., Alibert-Franco S., Kern W. V., Pages J. M. Antibiotic efflux pumps in Gram-negative bacteria: the inhibitor response strategy. J Antimicrob Chemother 2007; 59 (6): 1223—1229.

70. Chevalier J., Bredin J., Mahamoud A., Mallea M., Barbe J., Pages J. M. Inhibitors of antibiotic efflux in resistant Enterobacter aerogenes and Klebsiella pneumoniae strains. Antimicrob Agents Chemother 2004; 48 (3): 1043—1046.

71. Russo T. A., Beanan J. M., Olson R., MacDonald U., Cox A. D., Michael F. S. et al. The K1 capsular polysaccharide from Acinetobacter baumannii is a potential therapeutic target via passive immunization. Infect Immun 2013; 81 (3): 915—922.

72. Hung C. H., Kuo C. F., Wang C. H., Wu C. M., Tsao N.Experimental phage therapy in treating Klebsiellapneumoniae-mediated liver abscesses and bacteremia in mice. Antimicrob Agents Chemother 2011; 55 (4): 1358—1365.

73. Wang J., Hu B., Xu M., Yan Q., Liu S., Zhu X. et al. Use of bacteriophage in the treatment of experimental animal bacteremia from imipenem-resistant Pseudomonas aeruginosa. Intern J Molecul Med 2006; 17 (2): 309—317.

74. Yang H., Liang L., Lin S., Jia S. Isolation and characterization of a virulent bacteriophage AB1 of Acinetobacter baumannii. BMC Microbiol 2010; 10 (1): 131.

75. Harper D. R., Enright M. C. Bacteriophages for the treatment of Pseudomonas aeruginosa infections. J Appl Microbiol 2011; 111 (1): 1—7.

76. Shankar R., He L. K., Szilagyi A., Muthu K., Gamelli R. L., Filutowicz M. et al. A novel antibacterial gene transfer treatment for multidrug-resist-ant Acinetobacter baumannii-induced burn sepsis. J Burn Care & Research 2007; 28 (1): 6—12.

77. Brogden K. A. Antimicrobial peptides: pore former or metabolic inhibitors in bacteria? Nat Rev Microbiol 2005; 3 (3): 238—250.

78. Giacometti A., Cirioni O., Del Prete M. S., Barchiesi F., Fortuna M., Drenaggi D. et al. In vitro activities of membrane-active peptides alone and in combination with clinically used antimicrobial agents against Stenotrophomonas maltophilia. Antimicrob Agents Chemother 2000; 44 (6): 1716—1719.

79. Li X., Z. Zhang L., McKay G. A., Poole K. Role of the acetyltransferase AAC (6>Iz modifying enzyme in aminoglycoside resistance in Stenotrophomonas maltophilia. J Antimicrob Chemother 2003; 51 (4): 803—811.

80. Pucci M. J., Bush K. Investigational antimicrobial agents of 2013. Clin. Microbiol Rev 2013; 26 (4): 792—821.

81. Thomas-Virnig C. L., Centanni J. M., Johnston C. E., He L. K., Schlosser S. J., Van Winkle K. F. et al. Inhibition of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii by nonviral expression of hCAP-18 in a bio-engineered human skin tissue. Molec Ther 2009; 17 (3): 562—569.

82. Vaara M. Agents that increase the permeability of the outer membrane. Microbiol Rev 1992; 56 (3): 395—411.

83. DeNap J. C. B., Hergenrother P. J. Bacterial death comes full circle: targeting plasmid replication in drug-resistant bacteria. Org Biomolec Chem 2005; 3 (6): 959—966.

84. Baquero F., Coque T. M., de la Cruz F. Ecology and evolution as targets: Antimicrob Agents Chemother 2011; 55 (8): 3649—3660.

85. Williams J. J., Hergenrother P. J. Artificial activation of toxin-antitoxin systems as an antibacterial strategy. Trends Microbiol 2012; 20 (6): 291—298.

86. Windhorst S., Frank E., Georgieva D. N., Genov N., Buck F., Borowski P. et al. The Major Extracellular Protease of the Nosocomial Pathogen

Stenotrophomonas maltophilia Characterization of the protein and molecular cloning of the gene. J Biolog Chem 2002; 277 (13): 11042è11049.

87. Kaneko Y., Thoendel M., Olakanmi O., Britigan B. E., Singh P. K.The transition metal gallium disrupts Pseudomonas aeruginosa iron metabolism and has antimicrobial and antibiofilm activity. J Clin Investig 2007; 117 (4): 877è688.

88. Rai M. K., Deshmukh S. D., Ingle A. P., Gade A. K. Silver nanoparticles: the powerful nanoweapon against multidrug-resistant bacteria. J Appl Microbiol 2012; 112 (5): 841—852.

89. Schairer D. O., Chouake J. S., Nosanchuk J. D., Friedman A. J. The potential of nitric oxide releasing therapies as antimicrobial agents. Virulence 2012; 3 (3): 271—279.

90. Bakkali F., Averbeck S., Averbeck D., Idaomar M. Biological effects of essential oils-a review. Food Chemical Toxicol 2008; 46 (2): 446—475.

СВЕДЕНИЯ ОБ АВТОРАХ:

Маркелова Наталья Николаевна — к. б. н., Отделение лабораторной диагностики ГБУ «Городская клиническая больница № 64 Департамента здравоохранения города Москвы» Москва

91. May J., Chan C. H., KingA., Williams L., French G. L. Time-kill studies of tea tree oils on clinical isolates. J. Antimicrob Chemother 2000; 45 (5): 639—643.

92. Sikkema J., De Bont J. A., Poolman B. Mechanisms of membrane toxicity of hydrocarbons. Microbiol Rev 1995; 59 (2): 201—222.

93. Trombetta D., Castelli F., Sarpietro M. G., Venuti V., Cristani M., Daniele C. et al. Mechanisms of antibacterial action of three monoterpenes. Antimicrob Agents Chemother 2005; 49 (6): 2474—2478.

94. Choi H. W, Lee B. G, Kim N. H., Park Y., Lim C. W., Song H. K. et al. A role for a menthone reductase in resistance against microbial pathogens in plants. Plant physiol 2008; 148 (1): 383—401.

95. Brooke J. S. Stenotrophomonas maltophilia: an emerging global opportunistic pathogen. Clinl Microbiol Rev 2012; 25 (1): 2—41.

96. Giamarellou H. Multidrug-resistant Gram-negative bacteria: how to treat and for how long. Intern J. Antimicrob Agents 2010; 36: 50—54.

Семенова Елена Федоровна — к. б. н., старший научный сотрудник, профессор, кафедра «Общая и клиническая фармакология», Медицинский институт, ФГБОУ ВПО «Пензенский государственный университет», Пенза