Применение липосом в фотохимиотерапии: 2. Липосомальные формы для создания фотоактивируемых липосомальных препаратов и в качестве моделей для фотобиологических исследований

УДК 577.115:615.831:577.352

I.G. Meerovich, N.A. Oborotova

USE OF LIPOSOMES IN PHOROCHEMOTHERAPY: 2. USE OF LIPOSOMES FOR DEVELOPMENT OF PHOTOACTIVATED LIPOSOMAL DRUG FORMS AS WELL AS FOR PHOTOBIOLOGICAL INVESTIGATIONS

N.N. Blokhin Russian Cancer Research Center RAMS, Moscow

ABSTRACT

Review is devoted to discussion of possibilities to use the photoactivated liposomes as carriers for targeted delivery of drugs as well as experimental models for investigation of a number of photophysical, photochemical and biochemical phenomena, in order to improve photochemotherapeutic methods of treatment of malignancies and other diseases. Different types and compositions of liposomes as well as strategies of their application are analyzed.

Key words: liposomes; photochemotherapy; photoactivated drug forms; cell membrane models

И.Г. Меерович, H.A. Оборотова

ПРИМЕНЕНИЕ ЛИПОСОМ В ФОТОХИМИОТЕРАПИИ:

2. ЛИПОСОМАЛЬНЫЕ ФОРМЫ ДЛЯ СОЗДАНИЯ ФОТОАКТИВИРУЕМЫХ ЛИПОСОМАЛЬНЫХ ПРЕПАРАТОВ И В КАЧЕСТВЕ МОДЕЛЕЙ ДЛЯ ФОТОБИОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ

ГУ РОНЦ им. Н.Н. Блохина РАМН, Москва

РЕЗЮМЕ

Обзор посвящен обсуждению возможностей применения липосом в качестве средств направленной доставки препаратов, активируемых световым облучением, а также в качестве экспериментальных моделей для изучения ряда фотофизических, фотохимических и биохимических явлений, направленных на совершенствование фотохимиотерапевтических методов лечения новообразований и других заболеваний. В работе анализируются различные типы липосом и стратегии их применения.

Ключевые слова: липосомы; фотохимиотерапия; фотоактивируемые лекарственные формы; модели клеточных мембран

ВВЕДЕНИЕ

Фотохимиотерапия новообразований - направление противоопухолевой терапии, в котором воздействие на ткань введенного химиотерапевтического агента инициируется облучением патологических тканей световым излучением, поглощаемым эти агентом.

В методе ФДТ свет выполняет функции адресации воздействия и является источником энергии для фотобиохимической реакции, приводящей к образо-

ванию в опухолевой ткани и/или сосудах опухоли ци-тотоксических агентов (активных форм кислорода). В другом методе фотохимиотерапии, которое может быть названо химиотерапией с использованием фо-тоактивируемых лекарственных средств, свет, кроме адресации, обеспечивает высвобождение цитостати-ческого лекарственного препарата (перевод его в биологически активную форму).

Возможности и результаты применения липосо-мальных методов для совершенствования ФДТ позволяют решать проблемы улучшения солюбилиза-

ции фотосенсибилизаторов, их адресной доставки в опухоль, улучшения фармакокинетики и т. д. [1].

Целью данного обзора является обсуждение возможности создания липосомальных форм для химиотерапии с использованием фотоактивируемых лекарственных средств и других перспективных применений в медико-биологических научных исследованиях, относящихся к фотохимиотерапии.

ФОТОАКТИВИРУЕМЫЕ ЛИПОСОМАЛЬНЫЕ ПРЕПАРАТЫ

Солюбилизация сенсибилизатора в липидном бислое дает возможность предложить новые способы регулирования процесса поступления в опухоль препаратов, включенных в липосомы. Использование фотосенсибилизированных везикул, называемых также светочувствительными липосомами, позволяет обеспечить высокоселективное выделение цито-статиков в зоне опухоли, подвергающейся световому облучению, и снизить их токсичность для нормальных тканей [7; 24; 25; 44]. Такой метод доставки к злокачественным клеткам - по существу комбинированная форма терапии.

Основным путем для создания липосом с контролируемым инициированием и регулированием высвобождения лекарства является введение в липидные бислои фотохромных молекул [7]. К примеру, сенсибилизатор, внедренный в липосомы, может изомеризовать или индуцировать фоторазрушение компонентов мембраны, в частности, ненасыщенных липидов, приводя к дестабилизации структуры и высвобождению лекарственного материала, что подтверждается ЭПР [8] и измерениями деполяризации флюоресценции [41].

C.G. Morgan et al. были проведены обширные исследования фотоиндуцированного высвобождения препаратов из липосом, приготовленных на основе дипальмитоил-фосфатидилхолина с добавлением сенсибилизаторов на основе фотоизомеризуемых липидов с фенилоазо-группами, в частности, (1,2-(4'-п-бутилфенил)-азо-4'^-фенибутироил))-глицеро-3-фосфохолина (Bis-Azo PC). При облучении импульсным ультрафиолетовым лазером (355 нм, 15 мДж в импульсе) происходила изомеризация фотохромного липида. Это приводило к дестабилизации структуры липидного бислоя и быстрому высвобождению из липосом заключенных в них веществ (доксоруби-цин, акридин-оранж) [3; 5].

Была изучена зависимость высвобождения заключенного в липосомах вещества от длины материнской липидной цепи, концентрации сенсибилизатора, температуры, а также пределы стабильности липосом. Найдено, что при низких концентрациях сенсибилизатора импульсное лазерное излучение приводит к некоторому высвобождению растворенного вещества, тогда как непрерывное облучение ультрафиолетовым лазером оказывается неэффективным [3]. Также было обнаружено, что инициирование высвобождения инкапсулированного вещества сильно зависит от содержания холестерина в бислое. Кроме того, холестерин заметно влияет на температурный профиль зависимости высвобожде-

ния растворенного вещества от длины материнских липидных цепей [4]. По мнению авторов, полученные результаты подтверждают целесообразность разработки фотостимулируемой системы доставки лекарств и использования фоточувствительных липосом в качестве полезного дополнения или альтернативы обычной фотодинамической терапии.

Необходимо однако отметить, что предлагаемый в этих работах метод инициирования ультрафиолетовым облучением процесса высвобождения растворенного цитостатика имеет, скорее, научный, чем практический интерес из-за малой глубины проникновения ультрафиолетового света в биологическую ткань. Потенциал биомедицинского применения фотоиндуцированной дестабилизации липосом в значительной мере зависит от возможности использования более длинноволнового инициирующего излучения, по крайней мере, от зеленого до ближнего инфракрасного диапазонов, которое характеризуется большей глубиной проникновения в биологическую ткань.

Бислойная структура может быть сенсибилизирована к зеленому свету включением в нее амфи-фильных цианиновых пигментов, например, катионного 1,1 '-диоктадецил-3,3,3', 3 '-тетраметилиндо-карбоцианина (ОН) или его анионной дисульфони-рованной формы БИ-ОЗ. При сенсибилизации БП-липосом, приготовленных из 1,2-диолеил-зп-глице-ро-3-фосфоэтаноламина и 1,2-бис-(10-(2',4'-гексадие-ноилокси)-деканоил)-5п-глицеро-3-фосфо-холина, облучение приводит к полимеризации бислоя и дестабилизации липосом, сопровождаемой высвобождением заключенных в них маркеров. В независимом эксперименте такие же фоточувствительные липосомы были эндоцитозированы культурирован-ными клетками НеЬа. Облучение клеток с липосомами светом с длиной волны 550 нм вызывает движение заключенной в липосомах 8-гироксипирен-1,3,6-трисульфоновой кислоты (НРТБ) из областей с низким pH в области с более высоким pH. Можно предположить, что фотолиз БИ-меченых липосом приводит к высвобождению содержимого эндоци-тозированных липосом в цитоплазму клетки. По-видимому, высвобождение НРТБ в цитоплазму проходит через фотоактивируемое слияние меченых липосом с эндосомальной мембраной. Эти исследования могут помочь в разработке липосом, чувствительных к видимому свету, для доставки в цитоплазму инкапсулированных реагентов [40].

Была изучена [7] проницаемость для ионов липосом, приготовленных из смеси дипальмитол-Ь-а-фосфатидилхолина и N-cтea.pил-L-гиcтидннa (№Н) с молярным содержанием последнего до 40%, с включенным в бислой фотосенсибилизатором - эфиром дигематопорфирина (БНЕ). В темноте такие липосомы стабильны и удерживают заключенные в них вещества. При облучении видимым светом липосомы с содержанием №Н выше 10 % мол. становятся проницаемыми для заключенных ионов. При этом, если содержание №Н составляет менее 15 %мол., “просачивание” наблюдается только при облучении и тормозится с его прекращением, тогда как при

более высоких содержаниях N811 липосомы сохраняют проницаемость (в меньшей степени) и после окончания облучения. При этом заметно вырастает средний размер везикул, что свидетельствует о перестройке бислойной структуры. Фотолиз липосом сопровождается поглощением кислорода в количествах, пропорциональных содержанию 1М8Н в липидном бислое [7].

Наиболее интересной для практического применения представляется идея создания сенсибилизированных фотоактивируемых липосом, пригодных для “триггерного” высвобождения инкапсулированных гидрофильных веществ. Этот подход к фотоиндуцированному высвобождению был разработан, исходя из ранее обнаруженного действия фотоокисления плазмалогена на проницаемость мембран клеток, равно как и модельных мембранных систем. Подход основан на облучении светом липосом с включенными в липидный бислой гидрофобными фотосенсибилизаторами, поглощающими этот свет, что инициирует фотоокисление ви-нил-эфирной связи плазмалогена с образованием нескольких одноцепочечных молекул с поверхностноактивными свойствами. Согласно предположению авторов [55], это приводит к образованию в бислое самостабизизируемых зон повышенной текучести, которые, с одной стороны, обладают повышенной проницаемостью для заключенных в липосоме веществ, а с другой - приводят к слиянию липосом с образованием в итоге больших многослойных липидных агломератов.

В эксперименте использовался полусинтетичес-кий липид плазменилхолин (РкРатОю), полученный из Ь-а-фосфатидилхолина по методике [2]. По методу Бенгема были приготовлены липосомы на основе плазменилхолина и липофильных сенсиби-лизиторов (фталоцианин цинка, октабутоксифтало-цианин олова, либо бактериохлорофилл а), содержащие кальцеин во внутренней водной фазе. Липо-сомальный раствор облучался светом в интервале длин волн 630-820 нм при доступе кислорода. В качестве контролен использовались:

• такие же липосомы, не подвергавшиеся облучению;

• такие же липосомы, подвергнутые облучению в бескислородных условиях;

• липосомы на основе яичного лецитина и липофильных фотосенсибилизаторов, подвергнутые облучению в аэробных условиях.

Облучение липосомальных композиций на основе плазменилхолина в аэробных условиях резко повышало проницаемость мембраны для кальцеина и стимулировало процесс слияния липосом, по сравнению с контрольными не подвергавшимися облучению либо облученными без доступа кислорода. Из всех использованных фотосенсибилизаторов наиболее эффективное фотоиницирование высвобождения заключенного вещества было достигнуто с использованием бактериохлорофилла а (100 %-ное высвобождение кальцеина за 20 мин при облучении с мощностью 300 мВт на 800 нм). Для сравнения высвобождение препарата из липосом на основе лецитина, приготовленных и облученных идентичным об-

разом, происходило на 2 порядка медленнее. Нео-блучаемые липосомы во всех случаях сохраняли стабильность, по крайней мере, до недельного срока.

ЛИПОСОМЫ В КАЧЕСТВЕ МОДЕЛЕЙ И СРЕДСТВ ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ И СОВЕРШЕНСТВОВАНИЯ МЕХАНИЗМОВ ФОТОСЕНСИБИЛИЗАЦИИ И ФДТ

Механизм регрессии опухоли при ФДТ обычно приписывают либо действию синглетного кислорода (Ю2) на мембраны опухолевых клеток [13; 18-20; 22; 24], либо переносу фотоактивированного электрона или протона от возбужденного сенсибилизатора с образованием радикалов или без него [13; 26; 28; 30; 42; 53]. Для оценки эффективности фотосенсибилизаторов представляется очень важным исследование генерации короткоживущих кислородных частиц синглетного кислорода [20]. Однако возможность фотовоздействия синглетного кислорода на биомембраны зависит не только от квантового выхода генерации Ю2, но и от времени его жизни. В самом деле, Ю2 является высокореактивной частицей с широкой гаммой биологических компонентов-’’целей”, включая липиды, белки и нуклеиновые кислоты. Высокая реакционная способность затрудняет обнаружение Ю2 в биологических системах, особенно при слабой его генерации. Так происходит, например, в случае Мероцианина-540, квантовый выход генерации Ю2 для которого для гомогенного растворителя оказался близок к значению 0,007 [29].

Применение липосом для моделирования клеточных мембран позволяет решать проблемы определения квантового выхода Ю2 в биологической ткани. Поскольку клеточные мембраны первыми подвергаются фотоповреждению при фотодинамичес-ком воздействии [56], использование таких систем позволяет решать комплексные проблемы, возникающие при исследованиях in vivo и in vitro.

Фотохимические и фотофизические характеристики сенсибилизаторов в искусственных мембранах и простых гомогенных растворах могут существенно отличаться. Например, полярность, вязкость и коэффициент преломления среды оказывает влияние на интенсивность флюоресценции, а также может изменить форму спектра либо положение спектральных максимумов [52]. Кроме того, при инкапсуляции фотосенсибилизатора в фосфолипидных “пузырьках” получаются микрогетерогенные растворы, содержащие фотосенсибилизатор в очень высоких “микроскопически локальных” концентрациях, что иногда приводит к изменениям агрегатного состояния и концентрационному самотушению люминесценции [45].

Гетерогенность сама по себе также влияет на генерацию, время жизни и подвижность синглетного кислорода Ю2. Действительно, липосомальные дисперсии включают в себя существенно различающиеся области: межлипосомальную и внутрилипо-сомальную водные фазы и разделяющий их липидный бислой [9; 29; 37; 48; 49]. При генерации Ю2 фотосенсибилизатором, связанным в липидном бислое

липосомы, молекула синглетного кислорода имеет несколько вариантов движения:

• в стенке липосомы, где она образовалась;

• через межлипосомальную водную фазу;

• через внутрилипосомальную водную фазу.

Используя абсорбционную или флюоресцентную спектроскопию, можно для изучения образования и диффузии 'О, внутри и снаружи липосом наблюдать за фотоокислением кислород-акцепторов (ловушек синглетного кислорода). В частности, гидрофобные 3-дифенилбензофуран (БРВР) [36] и ди-метилантрацен (БМА) [22; 29] являются метками, наиболее часто применяемыми для изучения в липидном бислое, в то время как гидрофильный р-нит-розодиметиланилин (ЛЖ)) обычно используется в водном буфере [13]. Непрямым путем детекции Ю2 было показано, что Ю, может образоваться в липидном бислое одной липосомы и прореагировать с “тушителем”, находящимся в липидном бислое другой липосомы или в водной фазе [9]. Для Меро-цианина-540, связанного в липосомах из димирис-тоилфосфатидилхолина (БМРС), оказалось, что Ю2 проводит более 87% своего времени жизни в среде липосомы. Если и фотосенсибилизатор, и субстрат, реагирующий с Ю2, локализованы в бислое, то около 40% получающихся молекул Ю2 остаются в тех же липосомах, в которых образовались [20].

Квантовый выход генерации Ю2 изучался в Б,О дисперсиях насыщенных БМРС и Е)РРС липосом с различными типами сенсибилизаторов. Для этого использовалась методика инфракрасной люминесценции [17; 43]. Для фотосенсибилизаторов, инкапсулированных в бислоях малых одноламеллярных липосом, наибольшие значения квантового выхода были получены для дипиридилового комплекса фта-лоцианина Zn(lI) (0,47), порфицена (0,37) и 2,7,12,17-тетра-п-пропилпорфицена (0,36) [43]. Эти исследования подтверждают целесообразность использования насыщенных мембранных систем для изучения генерации ‘О, мембранно-активными сенсибилизаторами ввиду того, что такие липосомы не содержат 'О,-реактивных молекул. Использование таких мембранных систем с хорошо определяемыми уровнями ненасыщенных фосфолипидов, холестерина, антиоксидантов или мембранных белков позволит характеризовать и определять различные физикохимические параметры мембрано-локализованных фотосенсибилизирующих агентов. Измерения потребления кислорода посредством кислородных электродов [20] или инактивации ферментов [6] или оксиметрии со спиновыми метками [32] также могут быть использованы как непрямые методы для мониторинга генерации ’02 в липосомах. Однако в некоторых случаях эти методы оказываются недостаточно специфичными [26].

Многочисленные исследования показали, что в липосомах, приготовленных из индивидуальных липидов, могут претерпевать повреждение мембраны -сходное наблюдается для клеточных мембран [8]. Группа Гроссвайнера показала, что Ю2, генерируемый фотосенсибилизаторами, например гематопор-фирином или метиленовым синим, может индуциро-

вать лизис липосом из ненасыщенных липидов. Это было подтверждено измерением рассеяния света на 750 нм [24-26]. Переокисление липидов [24; 26; 35; 42; 53] ведет, в первую очередь, к изменениям в проницаемости мембраны [8; 39] и затем к “просачиванию” заключенных веществ [42]. Сенсибилизированный лизис липосом из яичного лецитина или фосфатидил-холина метиленовым красным [42] и/или гематопор-фирином [26] показал, что тушители синглетного кислорода, например, азид или 1,4-диазабицикло[2,-2,2]октан (БАВСО), могут защитить липосомальную мембрану от нарушения целостности [26]. Механизм светоиндуцированного лекарственно-сенсибилизированного лизиса липосом играет важную роль для понимания фототоксических побочных эффектов лекарств, а также для разработки новых молекулярных химиотерапевтических структур [8].

Хотя синглетный кислород ’02, по-видимому, является основным “повреждающим агентом” в случае ФДТ, аналогичные исследования проводились и по изучению генерации сенсибилизаторами супе-роксид-аниона (02) и гидроксильного радикала (ОН*) [26; 42; 53]. Исследование методом электронно-спинового резонанса (ЭСР) со спиновыми ловушками оказалось одним из наиболее подходящих аналитических путей для регистрации образования 02 [27] и ОН" [16]. Облучение видимым светом Меро-цианина-540, включенного в липосомы из дилауро-илфосфатидилхолина, в присутствии спиновой ловушки 5,5-диметил-1-пирролин-1Ч~оксида (БМРО), к примеру, дает ЭСР-спектр, характерный для ад-дукта БМРО с гидроксильным радикалом (БМРО/ ОН*) [16]. Стеариновые кислоты, спин-меченные нитроксидом в различных позициях углеродной цепи, являются удобными инструментами для изучения редокс-механизмов, инициируемых сенсибилизатором в организованных системах [15]. Изучение этого типа реакций с помощью ЭСР совместно с изучением методом флеш-фотолиза взаимодействий между сенсибилизатором и нитроксильными радикалами ведет к лучшему пониманию механизма. Этот подход на примере Мероцианина-540 в БМРС-липосомах показал, что эффективность прямого взаимодействия между нитроксидной спиновой меткой и сенсибилизатором в триплетном состоянии зависит от расположения нитроксильного радикала в бислое [28; 30]. Результаты исследований показывают, что тушение триплетного состояния Мероцианина-540 получается наиболее эффективным в липосомах, содержащих нитроксильные радикалы, глубоко погруженные в липидный бислой, т.е. находящиеся в наиболее подвижной фазе.

Еще один важный аспект для исследования - мем-брано-ассоциативные свойства сенсибилизатора. Действительно, эффективность фотохимиотерапии основана на селективном удержании сенсибилизатора тканью опухоли [10; И; 13; 38]. В некоторых источниках делается вывод, что связывание сенсибилизатора с мембраной - необходимое условие для фотосенсиби-лизированной цитотоксичности [12; 33; 34]. В частности, “липидная растворимость” соотносится с их фототоксичностью в мембранных моделях [13].

Липосомы обеспечивают удобные модели клеточных мембран для изучения влияния нескольких параметров (например, вязкости или поверхностного распределения заряда) на характер распределения гидрофобных сенсибилизаторов в нормальных и опухолевых тканях. Коэффициент распределения липосома/буфер дает информацию о “мембранной растворимости” сенсибилизатора. Для определения распределения фотосенсибилизатора между водной и липидной фазами, как правило, используются 2 экспериментальных метода.

Первый включает в себя центрифугирование для отделения свободного “водного” раствора фотосенсибилизатора от сенсибилизатора, связанного в ли-посомах [13; 14; 51]. Второй метод основан на изменении спектров поглощения или флюоресценции сенсибилизатора при последовательной солюбилизации сенсибилизатора липосомами. Липосомаль-но-буферный коэффициент распределения (Р) сенсибилизатора определяется из мониторинга поглощения или флюоресценции фотосенсибилизатора при его титровании с липосомами [21]. Однако при оценке значения Р таким методом необходимо принимать во внимание возможное уменьшение его наблюдаемого значения из-за образования агрегатов при упаковке в липосомы больших концентраций сенсибилизаторов. При использовании этих двух методов параллельно с измерениями относительных выходов Ю2 было показано, что солюбилизация гематопор-фирина, гематопорфирина меди, протопорфирина, протопорфирина цинка, дейтеропорфирина и уро-порфирина в липидных бислоях влияет на их фото-динамическую активность [13].

В этом контексте важным параметром является коэффициент распределения, сенсибилизатора внутри липидного бислоя - еще один параметр, который может влиять на фотодинамическую активность фотосенсибилизатора. Сообщалось, например, что фотофрин II “погружен” в БМРС и БРРС липосомы менее гомогенно и глубоко, чем производное гематопорфирина [63]. Тушение флюоресценции фотосенсибилизатора повышающимися концентрациями ионов Т позволяет определить степень погруженности флюоресцентных хромофоров в толщу мембраны [11]. Использование спин-меченных стеариновых кислот с нитроксильными радикалами, присоединенными по различным (5; 12; 16) углеро-дам ацильной цепи, является еще одним путем более точной оценки степени погружения сенсибилизатора в бислое. Метка может быть включена в липосомы, тогда гашение флюоресценции сенсибилизатора в присутствии этой метки [21] или уменьшение ЭСР-сигнала метки в присутствии сенсибилизатора [14] также даст информацию о распределении сенсибилизатора в толще мембраны.

Селективное связывание сенсибилизатора может также объясняться различием в свойствах нормальных и злокачественных клеточных мембран. Известно, например, что у злокачественных клеток меняется микровязкость клеточной мембраны, и это может влиять на селективность связывания с такими клетками [57]. Микровязкость мембраны, поверхностная

плотность заряда на ней и кросс-мембранная разность потенциалов - все эти факторы могут влиять на связывание сенсибилизатора [23]. Связывание Мероцианина-540 с мембраной зависит от плотности упаковки липидов в бислое [58]. Связывание получается слабым при тесном расположении липидов и более сильным - если они упакованы более свободно. Липосомы представляют подходящую структуру для моделирования изменения вязкости мембраны, например, путем использования различных типов фосфолипидов, или увеличения содержания холестерина [11; 12; 23; 46; 47; 50; 58], или варьирования температуры раствора. Для ответа на вопрос о влиянии поверхностной плотности заряда мембраны на связывание сенсибилизатора можно изменять поверхностный потенциал мембраны введением в бислой заряженных фосфолипидов [23] - еще один фактор, известный своим влиянием на связывание - pH липосомальной композиции.

Одним из удобных методов для мониторинга связывания сенсибилизаторов является флюоресцентная микроскопия. Как правило, спектр излучения флюоресценции связанного фотосенсибилизатора несколько отличается от такового для препарата в водном растворе. Отношение интегральной интенсивности “водного” и “липидного” пиков флюоресценции используется для относительного определения распределения сенсибилизатора в этих двух средах [И; 12; 23; 47; 58]. Из экспериментов по поляризации излучения флюоресценции можно также получить дополнительную информацию о микроокружении сенсибилизатора, через степень свободы - затрудненность его свободного вращения [12]. С помощью магнитно-резонансной спектроскопии и/или ЭСР возможно изучение влияния фотосенсибилизатора на структурные и динамические свойства модельных мембран [31; 54].

ВЫВОДЫ

Таким образом, лекарственные формы препаратов на основе так называемх фотоактивируемых липосом перспективны для создания нового метода направленной доставки лекарственных средств, в котором лекарственный препарат высвобождается из липосом и переводится в активную форму в облучаемой светом зоне. Фотоактивация липосомальной формы (высвобождение препарата при воздействии света) обеспечивается по одной из двух стратегий. По одной из них в состав липидного бислоя вводятся специфические фоточувствитель-ные, в частности, фотоизомеризуемые липиды, по другой - в бислой вводится гидрофобный фотосенсибилизатор и специфический липид, чувствительный к фото динамическому воздействию.

Применение фотоактивируемых липосомальных форм позволяет повысить селективность и контролировать динамику воздействия препаратов.

Вследствие того, что клеточные мембраны в живых системах построены на основе мультилипид-ного бислоя, липосомы также могут быть с успехом использованы для моделирования ряда фотобиохи-мических явлений, понимание природы и закономер-

ностей которых важно для развития и совершенствования фотохимиотерапии, в особенности фотодина-мической терапии. Среди задач, решаемых с помощью такого моделирования, можно назвать измерение квантового выхода и времени жизни синглет-ного кислорода в микрогетерогенных условиях, подобных реальным условиям протекания фотодина-мического процесса в биологической ткани, исследование мембранно-ассоциативных свойств ФС в опухолевых и нормальных тканях и т.д.

ЛИТЕРАТУРА

1. Меерович И.Г., Оборотова Н.А. Применение липосом в фотохимиотерапии: 1. Липосомы в ФДТ // Российский биотерапевтический журнал. - 2003. - Т. 2, № 4. -С. 3-8.

2. Anderson V.C., Thompson D.H. Triggered release of hydrophilic agents from plasmalogen liposomes using visible light or acid // Biochim. Biophys. Acta. - 1992. -Vol. 1109, N.I.-P. 33-42.

3. Bisby R.H., Mead C., Mitchell A.C., Morgan C.G. Fast laser-induced solute release from liposomes sensitized with photochromic lipid: effects of temperature, lipid host, and sensitizer concentration // Biochem. Biophys. Res. Commun. - 1999. - Vol. 262, N.2. - P. 406-410.

4. Bisby R.H., Mead C., Morgan C.G. Photosensitive liposomes as “cages” for laser-triggered solute delivery: the effect of bilayer cholesterol on kinetics of solute release // FEBS Letters. - 1999. - Vol. 463, N.l-2. - P. 165-168.

5. Bisby R.H., Mead C., Morgan C. G. Active uptake of drugs into photosensitive liposomes and rapid release on UV photolysis//Photochem. Photobiol. -2000. - Vol. 72, N.I. -P. 57-61.

6. Blan Q., Grossweiner L. Singlet oxygen generation by furocoumarins: effect of DNA and liposomes. // Photochem. Photobiol., 1987, V.45, P. 117-183.

7. Chowdhary R.K., Green C.A., Morgan C.G. Dye-sensitized destabilization of liposomes bearing photooxidizable lipid head groups // Photochem. Photobiol. - 1993. - Vol. 903, N.3. - P. 362-366.

8. Copeland E., Alving C., Grenan M. Light-induced leakage of spin-label marker from liposomes in the presence of phototoxic phenothiazines // Photochem. Photobiol. -1976.-Vol. 24.-P. 41-48.

9. Dearden S. Kinetics of Ю2 ('” ) photooxydation reactions in egg-yolk lecithin vesicles // J. Chem. Soc., Faraday Trans. I. - 1986. - Vol. 82. - P. 1627-1635.

10 .Dougherty T. Photodynamic therapy of malignant tumors // CRC Crit. Rev. Oncol. /Hematol. - 1984. - Vol. 2. - P. 83-116.

11. Ehrenberg B., Gross E. The effect of liposomes’ membrane composition on the binding of the photosensitizers HpD abd photofrin II // Photochem. Photobiol. - 1988. - Vol. 48.-P. 461-466.

12. Ehrenberg B., Malik Z., Nitzan Y. Fluorescence spectral changes of hematoporphyrin derivative upon binding to the lipid vesicle // Staphylococcus aureus and Escherichia coli, Photochem. Photobiol. - 1985. - Vol. 41. - P. 429-435.

13. Emiliani C., Delmelle M. The lipid solubility of porphyrins modulates their phototoxicity in membrane models // Photochem. Photobiol. - 1993. - Vol. 37. - P. 487-490.

14. Emiliani C., Delmelle М., Cannistrato S., Van de Vorst A. Solubility of hematoporphyrin and photodynamic damages in liposomal systems: optical and electron spin resonance studies // Photochem. Photobiol. - 1983. - Vol. 5.-P. 119-128.

15. Feix J., Kalyanaraman B. An electron spin resonance stidy of Merocyanine 540-mediated Type I reactions in liposomes // Photochem. Photobiol. - 1991. - Vol. 53. - P. 39-45.

16. Feix J., Kalyanaraman B. Production of singlet oxygen-derived hydroxyl radical adducts durin Merocyanine-540 mediated photosensitization: analysis of ESR-spin trapping and HPLC with electrochemical detection // Arch. Biochem. Biophys. - 1991. - Vol. 291. - P. 43-51.

Yl.Feix J., Kalyanaraman B., Chignell C., Hall R. Direct observation of singlet oxygen production by Merocyanine 540 associated with phosphatidylcholine liposomes // J. Biol. Chem. - 1988. - Vol. 263. - P. 17247-17250.

18. Gibson S., Cohen H., Hilf R. Evidence against the production of superoxide by photoirradiation of hematoporphyrin derivative // Photochem. Photobiol. -1984. - Vol. 40. - P. 441-448.

19. Gibson S., Hilf R. Interdependance of fluence, drug dose and oxygen on hematoporphyrin derivative induced photosensitization of tumor mitochondria // Photochem. Photobiol. - 1985. - Vol. 42. - P.367-373.

20.Gottfried V., Peled D., Winkelman J., Kimel S. Photosensitizers in organic media: singlet oxygen production and spectral properties // Photochem. Photobiol. - 1988. - Vol. 48. - P. 157-163.

21. Gross E., Ehrenberg B. The partition and distribution of porphyrins in liposomal membranes.' A spectroscopic study // Biochim. Biophys. Acta. - 1989. - Vol. 983. - P. 118-122.

22.Gross E., Ehrenberg B., Johnson F. Singlet oxygen generation by porphyrins and the kinetics of 9,10-dimethylantracene photosensitization in liposomes // Photochem. Photobiol. - 1993. - Vol. 57. - P. 808-813.

23.Gross E., Malik Z., Ehrenberg B. Effects of membrane physical parameters on hematoporphyrin-derivative binding to liposome: a spectroscopy study // J. Membr. Biol. - 1987. -Vol. 97. - P. 215-221.

24. Grossweiner L., Goyal G. Photosensitized lysis of liposomes by hematoporphyrin derivative // Photochem. Photobiol.

- 1983. - Vol. 37. - P. 523-532.

25. Grossweiner L., Grossweiner J. Hydrodynamic effects in the photosensitized lysis of liposomes by hematoporphyrin derivative // Photochem. Photobiol. -1982. - Vol. 35. - P. 583-586.

26. Grossweiner L., Patel A., Grossweiner J. Type I and Type

II mechanisms in the photosensitized lysis of phosphatidylcholine liposomes by hematoporphyrin // Photochem. Photobiol. - 1982. - Vol. 36. - P. 159-167.

ll.Hadjur C., Jeunet A., Jardon P. Photosensitization by hypericin: electron spin resonance (ESR) evidence for the formation of singlet oxygen and superoxide electron radicals in an in vitro model // J. Phorochem. Photobiol., B: Biol. - 1994. - Vol. 26. - P. 64-67.

28.Hoebeke M., Enescu M., Lindqvist L. Quenching of Merocyanine-540 triplet state by nitroxyl radicals in liposomal systems: a laser flash photolysis study // J. Phorochem. Photobiol., B: Biol. - 1994. - Vol. 22. - P. 229-233.

29.Hoebeke M., Piette J., Van de Vorst A. Photosensitized production of singlet oxygen by Merocyanine-540 bound to liposomes I! J. Phorochem. Photobiol., B: Biol. - 1991. -Vol. 9.-P. 281-284.

30.Hoebeke M., Seret A., Piette J., Van de Vorst A. Destruction of stearic acid nitroxyl radicals mediated by phoroexcited Merocyanine-540 in liposomal and micellar systems // Biochemistry. - 1993. - Vol. 32. - P. 2730-2736.

3>l.JezowkaI., Wolak A., Gruszecki W., Strzalka K. Effect of b-carotene on structural and dynamic properties of model phosphatidylcholine membrane. II. A 31P-NMR and 13C-NMR study // Biochim. Biophys. Acta. - 1994. - Vol. 1194. -P. 143-148.

32. Kalyanaraman B., Feix J., Sieber F., Thomas J., GirottiA. Photodynamic action of Merocyanine 540 on artificial and natural cell membranes: involvement of singlet moleculat oxygen // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1987. - Vol. 84. -P. 2999-3003.

33.Kessel D. Effects of photoactivated porphyrins at the cell surface of leukemia L1210 cells // Biochemistry. - 1977. -Vol. 16.-P. 3443-3449.

34.Kessel D., Chou T. Tumor-localizing components of the porphyrin preparation hematoporphyrin derivative // Cancer Res. - 1983. - Vol. 43. - P. 1994-1999.

35.Kim C„ Jung J. Iron-sulfur centes as endogenous blue light sensitizers in cells: a study with an artificial nonheme iron protein // Photochem. Photobiol. - 1992. -Vol. 56. - P. 63-68.

36.Krieg M. Determination of 102 quantum yield with 1,3-diphenylisobenzofuran in model membrane systems. H J. Biochem. Biophys. Methods. -1993. - Vol. 27. - P. 143-149.

37.Lindig B., Rodgers M. Rate parameters of the quenching of singlet oxygen by water soluble and lipid soluble substrates in aqueous and micellar systems II Photochem. Photobiol. - 1981. - Vol. 33. - P. 627-634.

38.Lipson R., Baldes E., Obsen A. The use of a derivative of hematoporphyrin in tumor detection // J. Natl. Cancer Inst. - 1961. - Vol. 26. - P .1-8.

39.McRae D., Yamamoto E., Neil Towers G. The mode of action of polyacetylene and thiophene photosensitizers on liposome permeability to glucose // Biochim. Biophys. Acta. - 1985. - Vol. 821. - P. 488-496.

40.Miller C.R., Clapp P. J., O’Brien D.F. Visible light-induced destabilization of endocytosed liposomes // FEBS Letters.

- 2000. - Vol. 467, N.I. - P. 52-56.

41. Morgan C., Thomas E., Sandhy S., Yianni Y., Mitchell A. Light-induced fusion of liposomes with release of trapped marker dye is sensitised by photochromic phospholipid // Biochim. Biophys. Acta. -1987. - Vol. 903. - P. 504—509.

42. Muller-Runkel R., Blais J., Grossweiner L. Photodynamic damage to egg lecithin liposomes // Photochem. Photobiol.

- 1984. - Vol. 33. - P. 683-687.

43.Nonell S., Braslavsky S., Schaffner K. Quantum yield of productin of singlet molecular oxygen in aqueous dispersions of small unilamellar lipid vesicles // Photochem. Photobiol. - 1990. - Vol. 51. - P. 551-556.

44.Pidgeon C., Hunt C. Light sensitive liposomes // Photochem. Photobiol. - 1983. - Vol. 37. - P. 491-494.

45.Plant A. Mechanism of concentration quenching of xantene dye encapsulated in phospholipid vesicle // Photochem. Photobiol. - 1986. - Vol. 44. - P. 453-459.

46. Ricchelli F., Jori G. Distribution of porphyrins in the various compartments of unilamellar liposomes of dipalmitoylphosphatidylcholine as probed by fluorescence

spectroscopy // Photochem. Photobiol. - 1986. - Vol. 44. -P. 151-157.

41 .Ricchelli F., Jori G., Gobbo S., Trochin M. Liposomes as models to study the distribution of porphyrins in cell membranes // Biochim. Biophys. Acta. -1991. - Vol. 1065.

- P. 42-48.

48.Rodgers M. Time resolved studies of the 1.27 mM luminescence from singlet oxygen generated in homogeneous and in microheterogeneous fluids // Photochem. Photobiol. - 1983 - Vol. 37. - P. 99-103.

49.Rodgers M., Bates A. A laser flash kinetic spectrophotometric examination of the dynamics of singlet oxygen in unilamellar vesicles // Photochem. Photobiol. -1982. - Vol. 35. - P. 473-478.

50.Schmidt W. Further photophysical and photochemical characterization of flavins asociated with single-shelled vesicles // J. Membr. Biol. - 1983. - Vol. 76. - P. 73-82.

51. Seeman P., Roth S., Schneider H. The membrane concentrations of alcohol anesthetics II Biochim. Biophys. Acta. - 1971. - Vol. 225. - P. 171-184.

52. Sekher P., Garbo G. Spectroscopic studies od tin ethyl etiopurpurin in homogeneous and heterogeneous systems // J. Phorochem. Photobiol., B: Biol. - 1993. - Vol. 20. -P. 117-125.

53. Sentil V., Jones L., Senthil K, Grossweiner L. Hypericin photosensitization in aqueous model systems // Photochem. Photobiol. - 1994. - Vol. 59. - P. 40-47.

54.Strzalka K., Gruszecki W. Effect of I-carotene on structural and dynamic properties of model phosphatidylcholine membrane. I. An ESR spin label study II Biochim. Biophys. Acta. - 1994. - Vol. 1194. - P. 138-142.

55. Thompson D.H., Gerasimov O.V., Wheeler I.J., Rui Y., Anderson V.C. Triggerable plasmalogen liposomes: improvement of system efficiency // Biochim. Biophys. Acta. - 1996. - Vol. 1279, N.I. - P. 25-34.

56. Valenzeno D. Photomodification of biological membranes with emphasis on singlet oxygen mechanisms // Photochem. Photobiol. - 1987. - Vol. 46. - P. 146-150.

57. Van Blitterswijk W. Alterations in lipid fluidity in the plasma membrane of tumor cells, in Shinitzky M. (ed.) Membrane fluidity, 1984, CRC Press, Boca Raton, FL. P. 53-83.

58. Williamson P., Mattocks K., SchlegelR.. Merocyanine 540, a fluorescent probe sensitive sensitive to lipid packing // Biochim. Biophys. Acta. - 1983. - Vol. 732. - P. 387-393.