Отдаленные последствия эритропоэза в эритробластических островках костного мозга крыс после воздействия полихлорированных бифенилов в дозе 1/20 LD50

chronic lymphocytic leukemia at primary diagnosis. Medical immunology, 2015, vol. 17, № 5, pp. 573-578.

8. Karaulov A.V. Klinicheskaya immunologiya i allergologiya [Clinical immunology and Allergology]. Moscow, Medical information Agency, 2002. 651 p.

9. Komogorova E.E., Kostenko E.V, Stakhanov V.A., Naumova A.N., Mishln V.Yu., Pinegin B.V. The level of CD3+-lymphocytes containing interferon-y in patients with pulmonary tuberculosis and its changes after addition of polyoxydonium to the complex therapy. Immunologiya, 2004, vol. 25, № 4, pp. 210-213. (http:// elibrary.ru/item.asp?id=17205394).

10. Maksimov O.D. The clinical significance of HLA phenotype and immune disorders on patients with chronic lymphocytic leukemia [dissertation]. Saint Petersburg, 2004, 23 p.

11. Sisla B. Rukovodstvo po laboratornoj gematologii [A guide to laboratory Hematology]. Moscow, Practical medicine, 2011. 352 p.

12. Christopoulos P., Pfeifer D., Bartholome K., Follo M., Timmer J., Fisch P., Veelken H. Definition and characterization of the systemic T-cell dysregulation in untreated indolent B-cell lymphoma and very early CLL. Blood, 2011, № 117, pp. 3836-3846.

13. Jung T., Schauer U., Heusser C., Neumann C., Rieger C. Detection of intrercellular cytokines by flow cytometry. Journal of Immunological Methods, 1993, № 159, pp. 197-207.

14. Nui T.K., Pfeifer A.C., Lippincott-Schwartz J., Jackson C.L. Dynamics of GBF1, a Brefeldin A -Sensitive Arf1 Exchange factor at the Golgi. Molecular Biology of the Cell, 2005, № 16, pp. 1213-1222.

15. Tinhofe I., Marschitz In., Kos M., Henn T., Egle A.A., Andreas Villunger A., Greil R. Differential Sensitivity of CD4+ and CD8+T Lymphocytes to the Killing Efficacy of Fas (Apo-1/CD95) Ligan. Tumor Cells in B Chronic Lymphocytic Leukemia. Blood, 1998, № 91, pp. 4273-4281.

УДК 612.111.3: 547.562.33: 615.9

ОТДАЛЕННЫЕ ПОСЛЕДСТВИЯ ЭРИТРОПОЭЗА В ЭРИТРОБЛАСТИЧЕСКИХ ОСТРОВКАХ КОСТНОГО МОЗГА КРЫС ПОСЛЕ ВОЗДЕЙСТВИЯ ПОЛИХЛОРИРОВАННЫХ БИФЕНИЛОВ В ДОЗЕ 1/20 ld50.

Каюмова А.Ф., 1Габдулхакова И.Р., 2Богданова А.В., 1Зиякаева К.Р.

'ФГБОУ ВО Башкирский государственный медицинский университет Минздрава России, Уфа, Россия (450000, г. Уфа, ул. Пушкина, 97), e-mail: norfiz@yandex.ru

2Министерство здравоохранения Республики Башкортостан (450002, г. Уфа, ул. Тукаева, 23), e-mail: norfiz@ yandex.ru

THE DELAYED CONSEQUENCES OF ERYTHROPOIESIS IN ERYTHROBLASTIC ISLANDS IN RATS' BONE MARROW AFTER EXPOSURE TO POLYCHLORINATED BIPHENYLS WITH A DOSE OF 1/20 LD50.

Kayumova A.F., Gabdulhakova I.R., 2Bogdanova A.V., 1Ziyakaeva K.R.

'Bashkir State Medical University, Ministry of Health of Russia, Ufa, Russia (450000, Ufa, Pushkin Street, 97), e-mail: norfiz@yandex.ru

2Ministry Health of the Republic of Bashkortostan (450002, Ufa, Tukaeva Street, 23), e-mail: norfiz@yandex.ru

Статья посвящена изучению состояния эритропоэза в токсигенном периоде после подострого воздействия полихлорированных бифенилов в дозе 1/20 LD50 с подсчетом абсолютного количества, распределения по классам зрелости и оценкой темпа развития эритробластических островков костного мозга бедренных костей крыс. Прослеживаемая неравномерная регенерация эритроцитов в эритробластиче-ских островках, даже после прекращения введения полихлорированных бифенилов, отражает глубокий повреждающий эффект интоксиканта на процессы эритропоэза, сохраняя дизэритропоэз и в отдаленные сроки после прекращения поступления интоксиканта в организм.

Ключевые слова: полихлорированные бифенилы, костный мозг крыс, эритробластические островки, эритро-поэз.

The article is devoted to studying the state of erythropoiesis in toxigenic period after subacute exposure to polychlorinated biphenyls with a dose of 1/20 LD50 accompanied by counting the absolute number, maturity class distribution and development rate estimation of bone marrow erythroblastic islands in rats'femurs. The discovered irregular regeneration of red blood cells in the erythroblastic islands, even after cessation of exposure to polychlorinated biphenyls, reflects a profound damaging intoxicant effect on erythropoiesis with diserythropoiesis remaining and within delayed periods after cessation of the body's exposure to the intoxicant.

Key words: polychlorinated biphenyls, rat bone marrow, erythroblastic islands, erythropoiesis.

Введение

Полихлорированные бифенилы (ПХБ) представляют собой синтетические хлорированные углеводороды, которые загрязняют окружающую среду и биоаккумулируются в пищевой цепи. Их относят к группе стойких органических загрязнителей, которые воздействуют на среду обитания на чрезвычайно низком уровне и обладают широким спектром биологического действия на человека и животных. Загрязнение окружающей среды происходит за счет испарения и утечки из промышленных систем, а также в ходе их утилизации в виде промышленных выбросов, хозяйственных сточных вод и ливневых стоков они попадают в природные экосистемы.

Будучи стабильными сохраняются в окружающей среде и накапливаются в пищевых цепях даже через 30 лет после прекращения их выбросов [16]. В организм человека ПХБ могут поступать через органы дыхания (городской воздух и воздух зданий, которые были построены с использованием строительных материалов, содержащих ПХБ), кожу и желудочно-кишечный тракт (продукты питания, особенно молоко и морепродукты) [12]. Необходимо отметить, что как в процессах синтеза, так и в деградации ПХБ образуются более токсичные соединения. По мере включения ПХБ в биологические пищевые цепи происходит прогрессивная потеря низкохлорированных компонентов благодаря их селективной биотрансформации. Поэтому в организмах человека и животных накапливаются наиболее опасные высокохлорированные ПХБ [16]. Они обладают значительной токсичностью, и отдаленные последствия воздействия даже малых доз связаны с иммуно-, гепато-, гонадо-, канцеро-и эмбриотоксическим действием [1, 2, 6, 8-11, 1315,17-19]. Особенно подвержены воздействию ПХБ новорожденные, получающие их с молоком матери или через плаценту [17, 18]. ПХБ оказывают значительное воздействие на систему крови. У крыс, подвергнутых подострой интоксикации ПХБ, развивается лейкопения с последующим лейкоцитозом в периферической крови, уменьшается количество костно-мозговых предшественников всех видов лейкоцитов, снижаются костно-мозговой индекс и лейко-эритробластическое отношение, уменьшается функциональная активность лейкоцитов [2].

Проблема оценки влияния на организм человека вредных факторов окружающей среды, в том числе и ПХБ, имеет особое значение. Актуальным представляется изучение общих закономерностей нарушений защитно-приспособительных реакций организма и выявление отдаленных последствий изменений в эритроне после интоксикации ПХБ. Согласно современным представлениям эритробластические островки (ЭО) являются основной функционально-анатомической единицей эритропоэза, изучение которых позволяет анализировать вовлечение КОЕэ в дифференциацию, состояние процессов амплификации эритробластов, соотношение процессов пролиферации и созревания эритроидной ткани животных, подвергнутых воздействию ПХБ [3-7].

Целью настоящего исследования является экспериментальная оценка воздействия ПХБ в дозе 1/20 LD50 на эритропоэз в токсигенный период после под-острого введения токсиканта.

Материал и методы

Исследования выполнены на 90 белых беспородных крысах (самцах) весом 170-240 г. Модель подострой интоксикации ПХБ создавали путем введения крысам коммерческой смеси «Совол» в объеме 1 мл ежедневно внутрижелудочно с помощью зонда в течение 28 дней: I группа экспериментальная (45 крыс) - суммарная доза ПХБ за все сроки его введения составила 300 мг/кг, что соответствует токсическому действию препарата при 1/20 LD50; II - контрольная группа животных (45 крыс) - вводили по 1 мл растительного масла так же в течение 28 дней. В настоящей работе использовали смесь отечественного производства «Совол», изучение которого представляет большой интерес в связи с наличием в его составе изомеров, отличающихся скоростью метаболизма и индуцирующими свойствами, что дает возможность использовать их в качестве моделей одного из вариантов сочетанного действия на организм крыс индукторов разных типов. Животные содержались в стандартных условиях вивария. Эвтаназию животных путем дислокации шейных позвонков проводили под эфирным наркозом в отдельном от вивария помещении. Для исследования состояния эритро-поэза производился забор костного мозга. Условия проведения экспериментов были идентичными для контрольной и опытной группы. Сроки забора экспериментального материала составили: 28-е сутки подострого периода (1-е сутки), 7-е, 14-е, 21-е, 28-е, 35-е, 42-е, 49-е и 56-е сутки токсигенного периода, включая контрольную группу.

Анализ состояния кроветворения в центральном звене эритрона проводили с помощью подсчета абсолютного количества и распределения ЭО костного мозга бедренных костей крыс по классам зрелости по методу Захарова Ю.М. и др. [3-5, 7]. По степени зрелости и количеству эритроидных клеток ЭО подразделяются на 5 классов. 1-й класс зрелости (ЭО1) представлен проэритробластами и базофиль-ными нормобластами с числом клеток, способных к делению от 2 до 8. Островки 2-го класса зрелости (ЭО2) представлены базофильными и ранними полихроматофильными эритробластами с числом клеток от 9 до 16. В островках 3-го класса зрелости (ЭО3) находятся от 17 до 32 ядросодержащих эритроидных клеток: поздние полихроматофильные и оксифильные эритробласты, а также ретикулоци-ты. 4-й класс ЭО инволюцирующие (ЭО инв.) представлен оксифильными эритробластами и ретикуло-цитами с числом ядросодержащих клеток менее 16. Реконструирующиеся ЭО (ЭО рек.) островки (5-й класс зрелости) представляют инволюцирующие ЭО с молодыми эритроидными клетками, способными к делению (проэритробласты, базофильные эритробласты) [7].

Для оценки темпа развития ЭО использовали расчетные показатели [7]:

1) общее количество КОЕэ, вступивших в эритроидную дифференцировку в ЭО: А1 = SЭО + ЭО рек.;

2) показатель вовлечения КОЕэ в дифференци-ровку проэритробласта в ЭО: А2 = ЭО1 + ЭО рек.;

3) показатель длительности созревания: А3 = ЭО3 + ЭО инв./ ЭО1 + ЭО2 + ЭО рек.;

4) показатель повторного вовлечения макрофагов ЭО в эритропоэз: А4 = ЭО рек. / ЭО инв.

Изучение морфологии ЭО, определение степени зрелости островков проводили при увеличении микроскопа х900 с масляной иммерсией. Статистическую обработку результатов исследования проводили с помощью компьютерной программы «^ТДТКТЮА 6.0.». Осуществляли определение средней (М) и ошибки средней (т). Результаты представлены в виде М±т. Статистическая значимость различий между группами оценивалась при помощи критерия Стьюдента. В качестве критического уровня статической значимости различий изучаемых показателей (р) считали величину р<0,05.

Результаты исследования

Как следует из данных рис. 1, содержание абсолютного количества ЭО костного мозга к концу под-острого периода (28-е сутки) составило 216,7±20,11х103/ бедро при контроле 235,0±0,98х103/бедро. Абсолютное количество ЭО изменялось волнообразно, с пиками повышения на 21-е и 42-е сутки опыта до 253,3±77,27х103/бедро (р>0,05) и 304,4±28,04х103/бе-дро (р<0,05) соответственно, с понижением в остальные сроки (на 7-е, 14-е, 28-е, 35-е, 49-е и 56-е сутки) по сравнению с контролем, а также с 28-ми сутками под-острого периода, причем наибольшее снижение отмечалось на 14-е сутки, составив 122,2±11,28х103/бедро (р<0,05). К 56-м суткам количество ЭО соответствовало 167,8±24,75х103/бедро (р<0,05).

450

300 250

150 100

28

14

21

42

28 35 сутки

-Контроль —А—1/20 Ш50

49

56

Рис. 1. Содержание абсолютного количества ЭО (х103/бедро) костного мозга крыс в токсигенном периоде после подострого воздействия ПХБ в дозе 1/20 LD50

Анализ распределения абсолютного количества ЭО костного мозга крыс по классам зрелости в токсигенном периоде после прекращения введения ПХБ с дозой 1/20 LD50 (табл. 1) показал также волнообразный характер изменений содержания ЭО1. Начало повышения количества ЭО1 наблюдалось еще с 28-х суток подострого периода (42,4±5,16 х103/ бедро, р<0,05). На 7-е сутки содержание ЭО1 понизилось до 11,6±2,3 х103/бедро (р1<0,05) по сравнению с 28-ми сутками подострого периода, в дальнейшем вновь отмечалось повышение ЭО1 с максимальным значением до 93,13±27,46 х103/бедро (р<0,05) на 21-е сутки. На 28-е сутки токсигенного периода количество ЭО1 незначительно снизилось по сравнению с предыдущим показателем, составив 81,6±6,28 х103/ бедро (р<0,05, р1<0,05), а на 35-е сутки содержание ЭО1 составило 83,23±6,7 х103/бедро (р<0,05, р1<0,05). С 35-х суток и до конца эксперимента (56-е сутки) данный показатель постепенно снижался до минимальных цифр к 56-м суткам (6,87±1,55 х103/ бедро, р1<0,05), в то время как в остальные сроки количество ЭО1 было выше контрольных результатов (кроме 7-х суток).

Абсолютное количество ЭО2 к 28-м суткам под-острого периода было повышенным до 71,1±3,96 х103/бедро (р<0,05) при контроле 14,7±0,32 х103/бе-дро (табл. 1). На 7-е и 56-е сутки содержание ЭО2 уменьшилось в сравнении с данными к концу под-острого периода (28-е сутки), составив 31,93±14,38 х103/бедро (р1=0,05) и 32,57±3,45 х103/бедро (р<0,05, р1<0,05) соответственно. К 14-м суткам количество ЭО2 снизилось до минимальных значений (9,8±6,85 х103/бедро, р1<0,05), что было ниже 28-х суток под-острого периода. На 28-е сутки эксперимента количество ЭО2 понизилось до 21,73±2,55 х103/бедро (р=0,05, р1<0,05). С 35-х суток наблюдалось повышение количества ЭО2 до максимальных значений на

42-е сутки (172,8±18,0 х103/бедро, р<0,05, р:<0,05). В последующие сроки (49-е и 56-е сутки) данный показатель постепенно понизился до 32,57±3,45 х103/ бедро (р<0,05, р1<0,05) к концу эксперимента (56-е сутки).

Содержание ЭО3 повысилось к 28-м суткам введения ПХБ до 44,17±4,45 х103/бедро (р<0,05) в сравнении с контролем (22,07±0,47 х103/бедро). В течение всего эксперимента количество ЭО3, за исключением 35-х суток (50,2±2,19 х103/бедро, р<0,05), не превышало данные 28-х суток подострого периода. К 49-м и 56-м суткам эксперимента содержание ЭО3 снизилось до минимальных значений, составив 4,44±0,94 х103/бедро (р<0,05, р1<0,05) и 6,85±1,54 х103/бедро (р<0,05, р1<0,05) соответственно.

Содержание ЭО рек. (контроль 51,47±1,05 х103/ бедро) к 28-м суткам подострого периода составило 53,47±6,16 х103/бедро (р>0,05). Понижение количества ЭО рек. наблюдалось на 14-е и 35-е сутки опыта до 7,87±1,97 х103/бедро (р <0,05, р<0,05) и 16,17±0,46 х103/бедро (р<0,05, р1<0,05) соот1зетствен-но по отношению к контролю и 28-м суткам под-острого периода.

Абсолютное количество ЭО инв. в дозе 1/20 LD50 в течение всего эксперимента не превышало контрольных значений (139,5±1,47 х103/бедро) (табл. 1). К 28-м суткам подострого периода содержание ЭО инв. уменьшилось до 5,53±0,56 х103/бедро (р<0,05). К 7-м и 21-м суткам наблюдалось понижение ЭО инв. до 28,1±8,9 х103/бедро (р<0,05) и 25,83±9,3 х103/ бедро (р<0,05), к 14-м и 56-м суткам - до 40,5±17,3 х103/бедро (р<0,05) и 42,7±8,25 х103/бедро (р<0,05, р1<0,05) соответственно. С 28-х до 49-х суток эксперимента содержание ЭО инв. было пониженным, причем минимальное значение отмечалось на 28-е сутки токсигенного периода, составив 2,8±0,2 х103/ бедро (р<0,05, р<0,05).

400

350

200

50

0

7

Расчеты показателей эритропоэза в ЭО костного мозга крыс в токсигенном периоде после подострого воздействия ПХБ в дозе 1/20 LD50 представлены в таблице 2. К концу подострого периода показатель общего количества КОЕэ, вступивших в эритроидную дифференцировку (А1), оставался на уровне контроля, составив 286,5±26,26 х103/бедро при контроле 286,5±1,87 х103/бедро. К 14-м суткам наблюдалось снижение данного показателя до 130,1±9,34 х103/ бедро (р<0,05, р1<0,05) по отношению к контролю и 28-м суткам. На 35-е сутки наблюдалось снижение исследуемого расчетного показателя до 210,6±13,2 х103/бедро (р<0,05) в сравнении с контролем. На 42-е и 49-е сутки данный показатель не превышал контрольные значения, что наблюдалось и к концу эксперимента (56-е сутки).

Показатель интенсивности вовлечения КОЕэ в дифференциацию (А2) (табл. 2) к 28-м суткам введения ПХБ увеличился до 95,87±11,32 х103/бедро (р<0,05) при контроле 58,77±1,22 х103/бедро. На 7-е сутки наблюдалась тенденция к снижению показателя, к 14-м суткам данный расчетный показатель был минимальным в течение всего эксперимента и составил 49,23±1,57 х103/бедро (р<0,05, р<0,05). Интенсивность вовлечения КОЕэ в дифференциацию (А2) на 21-е сутки была максимальной (175,8±9,54 х103/бедро,

р<0,05), далее и до конца опыта исследуемый показатель оставался выше контроля (кроме 56-х суток).

Анализ длительности созревания ЭО (А3) (табл. 2) показал, что к 28-м суткам подострого периода длительность созревания ЭО составила 0,3±0,008 отн. ед. (р<0,05) при контроле 2,2±0,06 отн. ед. К 14-м суткам отмечалось наибольшее повышение данного показателя до 1,14±0,36 отн. ед. (р<0,05), в период проведения эксперимента, но не выше контрольных значений. На 21-е и 35-е сутки длительность созревания ЭО незначительно отличалась от данных 7-х суток, на 21-е сутки составила 0,17±0,02 отн.ед. (р<0,05, р1<0,05), оставаясь на этом уровне и на 28-е, и на 42-е сутки, несколько повышаясь на 35-е сутки до 0,39±0,04 отн. ед. (р<0,05, р1<0,05). К концу эксперимента (49-е сутки) данный показатель минимально снизился до 0,05±0,003 отн. ед. (р<0,05, р1<0,05), а на 56-е сутки вновь повысился до 0,49±0,07 отн. ед. (р<0,05, р1<0,05) по сравнению с 28-ми сутками введения ПХБ.

Показатель повторного вовлечения макрофагов ЭО в эритропоэз (А4) (табл. 2) к 28-м суткам под-острого периода был резко повышен, что составило 9,63±0,35 отн. ед. (р<0,05) при контроле 0,37±0,01 отн. ед. Нужно отметить, что наблюдались разнонаправленные изменения показателя повторного вовлечения макрофагов ЭО в эритропоэз. На 7-е сутки данный

Таблица 1

Распределение эритробластических островков костного мозга крыс по классам зрелости

Показатель Сроки (сутки) ЭО1 ЭО2 ЭО3 ЭО рек. ЭО инв.

Контроль 7,3±0,17 14,7±0,32 22,07±0,47 51,47±1,05 139,5±1,47

28-е (подострый период) 42,4±5,16* 71,1±3,96* 44,17±4,45* 53,47±6,16 5,53±0,56*

7-е 11,6±2,3 ** 31,93±14,38 30,5±18,93 77,8±27,7 28,1±8,9*

14-е 41,37±3,26 * 9,8±6,85 ** 22,67±0,73 ** 7,87±1,97*,** 40,5±17,3*

21-е 93,13±27,46* 38,77±13,99 12,93±4,68** 82,7±22,7 25,83±9,3*

28-е 81,6±6,28*,** 21,73±2,55** 27,37±3,03** 49,87±4,79 2,8±0,2*,**

35-е 83,23±6,7*,** 40,33±4,1*,** 50,2±2,19* 16,17±0,4*,** 4,47±0,48*

42-е 30,67±3,24* 172,8±18*,** 30,67±3,24* 63,07±6,19 7,23±1,87*

49-е 26,6±6,3* 72,9±14,5* 4,44±0,94*,** 82,77±15,62 4,43±0,95*

56-е 6,87±1,55** 32,57±3,4*,** 6,85±1,54*,** 78,83±9,98 42,7±8,25*,**

Примечание: «*» -р<0,05рассчитано по отношению к данным контрольной группы, «**» -р<0,05рассчитано по отношению к данным 28-х суток подострого периода.

Таблица 2

Расчетные показатели эритропоэза в эритробластических островках костного мозга крыс в токсигенном периоде после подострого воздействия ПХБ в дозе 1/20 LD50

Показатели Сроки

Контроль 286,5±1,87 58,77±1,22 2,2±0,06 0,37±0,01

28-е (подострый период) 286,5±26,26 95,87±11,3* 0,3±0,008* 9,63±0,35*

7-е 272,1±28,5 89,4±28,12 0,6±0,41* 3,93±1,88**

14-е 130,1±9,3*,** 49,23±1,5*,** 1,14±0,36* 0,73±0,63**

21-е 336,0±100,0 175,8±9,54* 0,17±0,02*,** 3,67±0,67*,**

28-е 233,2±21,55 131,4±11,0* 0,19±0,003*,** 17,7±0,43*,**

35-е 210,6±13,2* 99,4±6,65* 0,39±0,04*,** 3,7±0,35*,**

42-е 367,5±33,92* 93,73±9,08* 0,15±0,009*,** 10,02±2,55*

49-е 273,9±53,82 109,3±21,78* 0,05±0,003*,** 18,84±0,54*,**

56-е 246,6±34,7 85,7±11,54 0,49±0,07*,** 1,9±0,1*,**

Примечание: «*» -р<0,05рассчитано по отношению к данным контрольной группы, «**» -р<0,05рассчитано по отношению к данным 28-х суток подострого периода; «***» - 28-е сутки подострого периода.

функциональный показатель увеличился до 3,93±1,88 отн. ед. (р1<0,05), в то же время на 14-е сутки уменьшился до 0,73±0,63 отн. ед. (р1<0,05), в дальнейшем вновь повысился почти до максимальных значений на 28-е сутки. На 35-е сутки резко снизился до 3,7±0,35 отн. ед. (р<0,05, р1<0,05), далее увеличился до максимума на 49-е сутки и значительно уменьшился вновь до 1,9±0,1 отн. ед. (р<0,05, р1<0,05) на 56-е сутки.

Обсуждение результатов

Введение ПХБ в течение 28 суток в организм крыс привело к выраженной активности пролифера-тивных процессов в ЭО за счет:

• возрастания количества пролиферирующих классов ЭО (ЭО1, ЭО2 и ЭО рек.) и снижения ЭО инв.;

• увеличения дифференциации КОЕэ в про-эритробласты с формированием новых ЭО, о чем свидетельствует повышенное содержание ЭО1 почти во все исследуемые сроки (лишь на 7-е сутки количество ЭО1 незначительно превышало, а на 56-е сутки было на уровне контроля), особенно на 21-е, 28-е, 35-е сутки в 12,7; 11,2 и 11,4 раза соответственно выше контрольных значений ЭО1; в остальные сроки (7-е, 42-е, 49-е, 56-е сутки) отмечалось увеличение содержания и ЭО рек. (кроме 14-х суток);

• возрастания вовлечения КОЕэ в дифференциацию дополнительно из-за повторного вовлечения макрофагов в эритропоэз (показатель повторного вовлечения макрофагов ЭО в эритропоэз во все сроки, кроме 7-х суток, значительно превышал контрольные данные, особенно на 28-е, 42-е и 49-е сутки, в 47,8; 27,1 и 50,9 раза соответственно);

• ускорения процессов созревания в ЭО (показатель длительности созревания ЭО был значительно ниже контроля в течение всего эксперимента), что, возможно, связано либо с торможением высвобождения зрелых эритроидных клеток из «короны» островков из-за нарушения комплементарности между ретикулоцитами и плазматической мембраной макрофагов, либо с повреждением и гибелью ретикуло-цитов ЭО до выхода в периферическую кровь [3, 7].

В то же время с 21-х до 35-х суток эксперимента наблюдалось торможение созревания ЭО3 в ЭО инв., что доказывается отсутствием одновременного увеличения ЭО инв. при последовательном увеличении ЭО3 и тенденцией к повышению показателя длительности созревания ЭО в указанные сроки. Также с 42-х до 56-х суток эксперимента отмечалось постепенное снижение количества ЭО1, ЭО2, ЭО3. Синхронность понижения пулов ЭО 1-3 классов указывает на понижение амплификации эритробластов в их «короне» к концу опыта, что может свидетельствовать либо о возможном угнетении эритропоэза к концу эксперимента (56-е сутки) в результате срыва адаптационно-компенсаторных реакций с истощением костномозговых резервов, либо о механизме ограничения эритропоэза в ЭО с включением замедленного высвобождения из «короны» ретикулоцитов [3-5, 7].

Прослеживаемая неравномерная регенерация эритроцитов в ЭО, даже после прекращения введения ПХБ, отражала глубокий повреждающий эффект ин-токсиканта на процессы эритропоэза в ЭО, сохраняя дисэритропоэз в ЭО и в отдаленные сроки после прекращения поступления интоксиканта в организм крыс.

По результатам наших исследований, восстановления нарушений в токсигенный период, про-

изошедших в эритроне после прекращения введения ПХБ, не наблюдалось, наоборот, было доказано еще более выраженное угнетение эритропоэза в костном мозге экспериментальных животных.

Список литературы

1. Габдулхакова И.Р., Каримов Р.Р., Каюмова А.Ф., Самоходова О.В. Состояние перекисного окисления липидов и антиоксидантной защиты эритроцитов, костного мозга, сыворотки крови и печени при интоксикации полихлорированными бифенилами // Медицинский вестник Башкортостана. 2015. № 6 (60). С. 44-48.

2. Габдулхакова И.Р., Каюмова А.Ф., Самоходова О.В. Влияние различных доз полихлорированных бифенилов на состояние спонтанной и индуцированной иммуноглобулином люминолзависимой хемилю-минесценции цельной крови // Медицинский вестник Башкортостана. 2016. № 1 (61). С. 129-132.

3. Захаров Ю.М., Рассохин А.Г. Эритробласти-ческий островок. М.: 2002. 280 с.

4. Захаров Ю.М., Тишевская Н.В. Гуморальные и межклеточные взаимодействия, регулирующие эритропоэз // Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. 2004. № 8. С. 136-137.

5. Захаров Ю.М.Дизрегуляционная патология системы крови / под ред. Е.Д. Гольдберга, Г.Н. Крыжановского. М.: Медицинское информационное агентство, 2009. 431 с.

6. Каримов Р.Р., Габдулхакова И.Р., Шамратова А.Р., Фазлыахметова М.Я., Зиякаева К.Р., Самоходова О.В., КаюмоваА.Ф. Исследование механизмов развития анемии при воздействии полихлорированных бифенилов. Современные проблемы системной регуляции физиологических функций - 4th Internanional Interdisciplinary Conference. 2015. С. 298-300.

7. Тишевская Н.В., Захаров Ю.М., Головнева Е.С. Эритропоэз и его регуляция, методы исследования эритропоэза в эксперименте: учебн. пособие. Челябинск, 2016. 46 с.

8. Aminov Z., HaasR.F., PavukM., Carpenter D.O. Analysis of the effects of exposure to polychlorinated biphenyls and chlorinated pesticides on serum lipid levels in residents of Anniston, Alabama // Environ Health. 2013. № 12, p. 108.

9. Burns J.S., Williams P.L., Sergeyev O., Korrick S., Lee M.M., Revich B., Altshul L., Del Prato J.T., Humblet O., Patterson D.G., Turner W.E., Needham L.L., Starovoytov M., Hauser R. Serum dioxins and Polychlorinated Biphenyls Are Associated With Growth Among Russian Boys // Pediatrics. 2011. № 127 (1). P. 59-68.

10. Dallaire R., Dewailly E., Ayotte P., Forget-Dubois N., Jacobson S.W., Jacobson J.L., Muckle G. Growth in Inuit children exposed to polychlorinated biphenyls and lead during fetal development and childhood // Environ Res. 2014. № 134. P. 17-23.

11. Dhakal K., He X., Lehmler H.J., Teesch L.M., Duffel M.W., Robertson L.W. Identification of sulfated metabolites of 4-chloribiphenyl (PCB3) in the serum and urine of male rats // Chem Res Toxicol. 2012. № 25 (12). P. 2796-2804.

12. Feinberg M., Soler L., Contenot S., Verger P. Assesment of seasonality in exposure to dioxins, furans and dioxin-like PCBs by using long-term food-consumption data // Food Addit Contam Part A Chem

Anal Control Expo Risk Assess. 2011. № 28. P. 502512.

13. Freeman M.D., Kohles S.S. Plasma Levels of Polychlorinated Biphenyls, Non-Hodgkin Lymphoma, and Causation // J. Environ Public Health. 2012. № 2012. P. 258981.

14. Giera S., BansalR., Ortiz-Toro T.M., Taub D.G., Zoeller R.T. Individual polychlorinated biphenyl (PCB) congeners produce tissue- and gene-specific effects on thyroid hormone signaling during development // Endocrinology. 2011. № 152. P. 2909-2919.

15. Goncharov A., Pavuk M., Foushee H.R., Carpenter D.O. Blood pressure in relation to concentrations of PCB congeners and chlorinated pesticides // Environ Health Perspect. 2011. № 119. P. 319-325.

16. Grimm F.A., Hu D., Kania-Korwel I., Lehmler H.J., Ludewig G., Hornbuckle K.C., Duffel M.W., Bergman A., Robertson L.W. Metabolism and metabolites of polychlorinated biphenyls (PCBs) // Crit Rev Toxicol.

2015. № 45 (3). P. 245-272.

17. Jackson L.W., Courtney D.L., Kostyniak P.J., McGuinness B.M., Buck Louis G.M. Prenatal and postnatal exposure to polychlorinated biphenyls and child size at 24 months of age // Reprod Toxicol. 2010. № 29 (1), p. 25.

18. Ma W.M., Gao C., Bell E.M., Druschel C.M., Caggana M., Aldous K.M., Buck Louis G.M., Kannan K. Analysis of polychlorinated biphenyls and organochlorine pesticides in archived dried blood spots and its application to track temporal trends of environmental chemicals in newborns // Environ Res. 2014. № 133. P. 204-210.

19. Meng G., Feng Y, Nie Z., Wu X., Wei H., Wu S., Yin Y., Wang Y. Internal exposure levels of typical POPs and their associations with childhood asthma in Shanghai, China // Environ Res. 2015. № 146. P. 125-135.

References

1. Gabdulkhakova I.R., Karimov R.R., Kayumova A.F., Samokhodova O.V. Meditsinskiy vestnik Bashkortostana, 2015, № 6 (60), pp. 44-48.

2. Gabdulkhakova I.R., Kayumova A.F., Samokhodova O.V. Meditsinskiy vestnik Bashkortostana,

2016, № 1 (61), pp. 129-132.

3. Zakharov Yu.M., Rassokhin A.G. Eritroblasticheskiy ostrovok. [Erythroblastosis island]. Moscow: 2002, 280 p.

4. Zakharov Yu.M., Tishevskaya N.V Rossiyskiy fiziologicheskiy zhurnal im. I.M. Sechenova, 2004, № 8, pp. 136-137.

5. Zakharov Yu.M. Dizregulyatsionnaya patologiya sistemy krovi [Disregulation disorders of blood system]. Gol'dberg E.D., Kryzhanovskiy G.N. (eds), Moscow: Meditsinskoe informatsionnoe agentstvo, 2009, 431 p.

6. Karimov R.R., Gabdulkhakova I.R., Shamratova A.R., Fazlyakhmetova M.Ya., Ziyakaeva K.R., Samokhodova O.V., Kayumova A.F. Issledovanie mekhanizmov razvitiya anemii pri vozdeystvii polikhlorirovannykh bifenilov. Sovremennye problemy sistemnoy regulyatsii fiziologicheskikh funktsiy - 4th Internanional Interdisciplinary Conference. 2015, pp. 298-300.

7. Tishevskaya N.V, Zakharov Yu.M., Golovneva E.S. Eritropoez i ego regulyatsiya, metody issledovaniya

eritropoeza v eksperimente. [Erythropoiesis and its regulation, research methods in erythropoiesis], textbook. Chelyabinsk, 2016, 46 p.

8. Aminov Z., Haas R.F., Pavuk M., Carpenter D.O. Analysis of the effects of exposure to polychlorinated biphenyls and chlorinated pesticides on serum lipid levels in residents of Anniston, Alabama. Environ Health. 2013. № 12. P. 108.

9. Burns J.S., Williams P.L., Sergeyev O., Korrick S., Lee M.M., Revich B., Altshul L., Del Prato J.T., Humblet O., Patterson D.G., Turner W.E., Needham L.L., Starovoytov M., Hauser R. Serum dioxins and Polychlorinated Biphenyls Are Associated With Growth Among Russian Boys. Pediatrics. 2011. № 127 (1). P. 59-68.

10. Dallaire R., Dewailly E., Ayotte P., Forget-Dubois N., Jacobson S.W., Jacobson J.L., Muckle G. Growth in Inuit children exposed to polychlorinated biphenyls and lead during fetal development and childhood. Environ Res. 2014. № 134. P. 17-23.

11. Dhakal K., He X., Lehmler H.J., Teesch L.M., Duffel M.W., Robertson L.W. Identification of sulfated metabolites of 4-chloribiphenyl (PCB3) in the serum and urine of male rats. Chem Res Toxicol. 2012. № 25 (12). P. 2796-2804.

12. Feinberg M., Soler L., Contenot S., Verger P. Assesment of seasonality in exposure to dioxins, furans and dioxin-like PCBs by using long-term food-consumption data. Food Addit Contam Part A Chem Anal Control Expo Risk Assess. 2011. № 28. P. 502-512.

13. Freeman M.D., Kohles S.S. Plasma Levels of Polychlorinated Biphenyls, Non-Hodgkin Lymphoma, and Causation. J. Environ Public Health. 2012. № 2012. P. 258981.

14. Giera S., Bansal R., Ortiz-Toro T.M., Taub D.G., Zoeller R.T. Individual polychlorinated biphenyl (PCB) congeners produce tissue- and gene-specific effects on thyroid hormone signaling during development. Endocrinology. 2011. № 152. P. 2909-2919.

15. Goncharov A., Pavuk M., Foushee H.R., Carpenter D.O. Blood pressure in relation to concentrations of PCB congeners and chlorinated pesticides. Environ Health Perspect. 2011. № 119. P. 319-325.

16. Grimm F.A., Hu D., Kania-Korwel I., Lehmler H.J., Ludewig G., Hornbuckle K.C., Duffel M.W., Bergman A., Robertson L.W. Metabolism and metabolites of polychlorinated biphenyls (PCBs). Crit Rev Toxicol. 2015. № 45 (3). P. 245-272.

17. Jackson L.W., Courtney D.L., Kostyniak P.J., McGuinness B.M., Buck Louis G.M. Prenatal and postnatal exposure to polychlorinated biphenyls and child size at 24 months of age. Reprod Toxicol. 2010. № 29 (1). P. 25.

18. Ma W.M., Gao C., Bell E.M., Druschel C.M., Caggana M., Aldous K.M., Buck Louis G.M., Kannan K. Analysis of polychlorinated biphenyls and organochlorine pesticides in archived dried blood spots and its application to track temporal trends of environmental chemicals in newborns. Environ Res. 2014. № 133, p. 204-210.

19. Meng G., Feng Y., Nie Z., Wu X., Wei H., Wu S., Yin Y., Wang Y. Internal exposure levels of typical POPs and their associations with childhood asthma in Shanghai, China. Environ Res. 2015. № 146. P. 125-135.