Влияние депривационного апоптоза на GM-CSF-индуцированную дифференцировку макрофагов

original article

КЛЕТОЧНАЯ ИММУНОЛОГИЯ

© КОЛЛЕКТИВ АВТОРОВ, 2017 УДК 612.112.95.083

Сахно Л.В., Шевела Е.Я., Тихонова М.А., Останин А.А., Черных Е.Р.

ВЛИЯНИЕ ДЕПРИВАЦИОННОГО АПОПТОЗА НА GM-CSF-ИНДУЦИРОВАННУЮ ДИФФЕРЕНЦИРОВКУ МАКРОФАГОВ

ФГБНУ «НИИ фундаментальной и клинической иммунологии», 630099, г Новосибирск, Россия

Разнообразные биологические эффекты макрофагов обусловлены высокой функциональной гетерогенностью этих клеток. Выделяют как минимум 2 типа макрофагов с про- и противовоспалительной активностью, которые были обозначены как М1- и М2-клетки соответственно. Ранее нами был разработан протокол GM-CSF-индуцированной генерации М2-подобных макрофагов, основанный на культивировании прилипающей фракции мононуклеарных клеток в условиях дефицита ростовых факторов. Генерируемые в таких условиях макрофаги отличались от М1-клеток более высокой экспрессией М2-ассоциированной молекулы CD206, низкой аллостимуляторной активностью и более низкой продукцией провоспалительных цитокинов и хемокинов (TNF-a, IL-17, IL-6, IFN-y, MCP-1). В настоящей работе мы предположили, что индукция М2-фенотипа в разработанном протоколе может быть связана с апоптозом клеток неприлипающей фракции и поглощением апоптотического материала моноцитами. Действительно, инкубация мононуклеарных клеток (МНК) в условиях дефицита ростовых факторов в течение 18 ч приводила к возрастанию уровня апоптоза во фракции неприлипающих клеток по сравнению с часовыми культурами. Исключение контакта моноцитов с апоптотическими клетками неприлипающей фракции МНК в Transwell системе предотвращало возможность фагоцитоза апоптотических клеток, блокировало генерацию М2-макрофагов. В настоящем исследовании нами впервые показано, что генерируемые в присутствии GM-CSF макрофаги могут дифференцироваться не только в М1-, но и в М2-макрофаги, что становится возможным в условиях депривации ростовых факторов и более длительной экспозиции моноцитов с апоптотическими неприлипающими клетками.

Ключевые слова: макрофаги; дефицит ростовых факторов; поглощение апоптотических клеток. Для цитирования: Сахно Л.В., Шевела Е.Я., Тихонова М.А., Останин А.А., Черных Е.Р. Влияние депривационно-го апоптоза на GM-CSF-индуцированную дифференцировку макрофагов. Иммунология. 2017; 38(2): 87-90. DOI: 10.18821/0206-4952-2017-38-2-87-90

Sakhno L.V., Shevela E.Ya., Tikhonova M.A., Ostanin A.A., Chernykh E.R.

INFLUENCE OF DEPRIVATION APOPTOSIS ON GM-CSF-INDUCED MACROPHAGE DIFFERENTIATION

Institute of Fundamental and Clinical Immunology, 630099, Novosibirsk, Russia

A broad variety of macrophage biological effects is largely due to their high functional heterogeneity. At least two main polarized macrophage subsets were described based on their pro- or anti-inflammatory activity referred to as M1 and M2 cells, respectively. Previously we have developed the original protocol of GM-CSF-induced generation of M2-like macrophages from peripheral blood monocytes under low serum conditions. In contrast to M1 cells, M2-like macrophages were characterized by an enhanced expression of M2-associated molecule CD206, a lower stimulatory activity in allo-MLC and a lower production of pro-inflammatory cytokines and chemokines (TNF-a, IL-17, IL-6, IFN-y, MCP-1). In the present study we hypothesized that the induction of M2 phenotype may be associated with apoptosis of non-adherent cells followed by their uptake by monocytes. Indeed, the incubation of MNCs under growth factor deficiency for 18 hours resulted in an increase in early apoptotic cells in non-adherent fraction. When monocytes were cultured using Transwell system thus preventing the direct interaction with non-adherent apoptotic cells, the generation of M2 macrophages was abolished. Finally, we showed that GM-CSF could polarize monocytes not only into M1 cells but also to M2 phenotype that becomes possible under low serum conditions and longer contact of monocytes with apoptotic non-adherent cells.

Keywords: macrophages; low serum conditions; uptake of apoptotic cells.

For citation: Sakhno L.V., Shevela E.Ya., Tikhonova M.A., Ostanin A.A., Chernykh E.R. Influence of deprivation apoptosis on gm-csf-induced macrophage differentiation Immunologiya. 2017; 38(2): 87-90. DOI: 10.18821/0206-4952-2017-38-2-87-90

conflict of interest. The authors declare no conflict of interest.

Acknowledgments. The study had no sponsorship.

Received 24.06.6 Accepted 03.11.16

введение

Макрофаги (Мф) обладают высокой функциональной пластичностью и могут проявлять как провоспалительные

Для корреспонденции: Сахно Людмила Васильевна, канд. биол. наук, ст. науч. сотр. НИИ фундаментальной и клинической иммунологии. E-mail: lsahno53@mail.ru

(М1-фенотип), так и противовоспалительные (М2-фенотип) свойства [1, 2]. Функциональный тип Мф во многом определяется условиями активации. Так, при классической активации липополисахаридом (LPS) в сочетании с IFN-y Мф приобретают провоспалительный М1-фенотип. В свою очередь при активации IL-4/IL-13, а также в присутствии IL-10, иммунных комплексов, дексаметазона и витамина D3 индуцируется М2-фенотип [2—4]. Кроме того, поляризация в

оригинальные статьи

сторону М2-фенотипа может индуцироваться фагоцитозом апоптотических клеток [5].

Ранее нами разработан протокол генерации М2-подобных макрофагов, основанный на культивировании прилипающей фракции мононуклеарных (МНК) клеток в условиях дефицита ростовых факторов [6]. Особенностью данного протокола было также удлинение времени экспозиции до удаления фракции неприлипающих к пластику МНК - с одного часа до 18 ч. Генерируемые в таких условиях макрофаги отличались от М1 более высокой экспрессией М2-ассоциированной молекулы CD206, низкой аллостимуляторной активностью, т.е. способностью стимулировать пролиферацию аллогенных Т-клеток в смешанной культуре лимфоцитов, и более низкой продукцией провоспалительных цитокинов и хемокинов (TNF-a, IL-17, IL-6, IFN-y, MCP-1). Кроме того, эти клетки характеризовались более высокой экспрессией проапопто-генных молекул (B7-H1, FasL и TRAIL) и повышенной способностью индуцировать апоптоз Т-клеток [7].

Согласно данным литературы, культивирование лейкоцитов (лимфоцитов, нейтрофилов) 18 ч сопровождается развитием спонтанного апоптоза, уровень которого возрастает при инкубации клеток в условиях депривации ростовых факторов [8, 9]. Учитывая эти факты, мы предположили, что индукция М2-фенотипа в разработанном нами протоколе может быть связана с апоптозом клеток неприлипающей фракции (вследствие удлинения срока культивирования МНК и депривации ростовых факторов) и их поглощением моноцитами. Настоящая работа посвящена проверке данной гипотезы и предусматривала исследование уровня апоптоза и аллостимуляторной активности генерируемых макрофагов в зависимости от сроков культивирования МНК до удаления неприлипающей фракции и содержания ростовых факторов. Кроме того, планировалось изучить, как исключение фагоцитоза влияет на свойства генерируемых макрофагов.

Материал и методы

В исследование были включены здоровые доноры в возрасте от 24 до 38 лет (n = 40). Мононуклеарные клетки (МНК) выделяли из гепаринизированной венозной крови центрифугированием в градиенте плотности фиколла-верографина и помещали в 6-луночные планшеты (TPP, Швейцария) в концентрации 3—5Ч06/мл на лунку. Фракцию прилипающих к пластику клеток получали путем удаления неприлипших МНК через 1 или 18 ч инкубации (в зависимости от целей эксперимента). Макрофаги получали путем культивирования прилипающей фракции МНК в среде RPMI-1640 (Sigma-Aldrich, США), дополненной 0,3 мг/мл L-глутамина, 5 мМ HEPES-буфера, 100 мкг/мл гентамици-на, 5^10 5 М 2-меркаптоэтанола (Serva), 2^10 3 М пирувата натрия (Sigma-Aldrich), 1% раствором незаменимых аминокислот, в присутствии гранулоцитарно-макрофагального колониестимулирующего фактора (GM-CSF; 50 нг/мл, Sigma-Aldrich) в течение 6 сут. По данным проточной цито-метрии, во фракции адгезивных клеток содержание CD14+ моноцитов составляло 93—95%. Для генерации М1-клеток в культуральную среду добавляли 5% аутоплазмы и 2% сыворотки крови плодов коровы («Биолот», Санкт-Петербург, Россия), для генерации М2-макрофагов — только 2% ауто-плазмы. От каждого донора крови получали как М1-, так и М2-клетки (парные наблюдения). Для изучения роли фагоцитоза апоптотических клеток в индукции М2-фенотипа в отдельной серии экспериментов генерацию М2-клеток проводили в Transwell системе, позволяющей разделить прилипающие и неприлипающие клетки полупроницаемой мембраной-вставкой и исключить контакт моноцитов с апоптотическими клетками. С этой целью фракцию неадгезивных МНК, полученную через 1 ч, собирали и переносили на поверхность полупроницаемой мембраны-вставки (6-Well Millicell Cell Culture Insert, диаметр пор 0,4 мкм,

Millipore), продолжая культивирование до 18 ч, после чего вставочную лунку с неадгезивными клетками удаляли и продолжали культивирование до конца 6 сут. Аллостиму-ляторную активность Мф оценивали в смешанной культуре лимфоцитов (СКЛ) при культивировании МНК доноров (0,Ы06/лунка) в 96-луночных круглодонных планшетах в присутствии аллогенных Мф в соотношении 10: 1. Интенсивность пролиферации оценивали на 5-е сутки — радиометрически по включению 3Н-тимидина. Индекс влияния Мф (ИВМф) в СКЛ рассчитывали как отношение пролифера-тивного ответа МНК в присутствии Мф к уровню спонтанной пролиферации МНК.

Для оценки ранних стадий апоптоза клетки инкубировали с аннексином (An) и йодистым пропидием (PI) (FitC Annexin V Apoptosis Detection Kit, BD) с последующим определением относительного количества Ап+Р1—клеток (ранний апоптоз).

Статистическую обработку результатов проводили с помощью пакета программ Statistica 6.0. Данные представлены в виде средних значений (M) и стандартной ошибки (S.E.), а также в виде медианных значений (Me) и интерквартиль-ного диапазона (LQ—UQ, 25—75% квартили). При сравнении вариационных рядов использовали непараметрический критерий Вилкоксона для связанных (парных) выборок.

Результаты

Поскольку индукция М2-фенотипа в разработанном нами протоколе была предположительно связана с более высоким апоптозом во фракции неприлипающих МНК вследствие дефицита ростовых факторов и более длительного времени экспозиции до удаления неприлипающих к пластику клеток, было проведено сравнительное исследование апоптоза этих МНК в культурах с различным содержанием сывороточных факторов и различной длительностью культивирования МНК. Удлинение сроков культивирования МНК с 1 до 18 ч сопровождалось возрастанием доли апоптотических клеток (An+PI—) во фракции неприлипающих МНК (табл. 1, рисунок). В культурах с высоким содержанием ростовых факторов (2% FCS + 5% аутоплазмы) это возрастание проявлялось в виде выраженного тренда (p = 0,057), тогда как в культурах с низким содержанием ростовых факторов (2% аутоплазмы) было высоко значимым (p = 0,009). Достоверных различий в уровне апоптоза в одночасовых культурах МНК с высоким и низким содержанием сывороточных факторов не наблюдалось. В то же время при сравнении уровня апоптоза в 18-часовых культурах содержание апоптотических клеток во фракции неприлипающих МНК при низком содержании ростовых факторов было достоверно выше, чем в культурах с высоким содержанием ростовых факторов.

Таким образом, наибольшее количество апоптотических клеток во фракции неприлипающих МНК регистрировали в 18-часовых культурах с низким содержанием ростовых факторов, т.е. при условиях, соответствующих протоколу генерации М2-клеток. Оно было обусловлено как удлинением срока культивирования МНК, так и меньшим содержанием ростовых факторов.

Чтобы оценить по отдельности влияние временного фактора и депривации на индукцию М2-фенотипа, было проведено сравнительное исследование аллостимуляторной активности М1-клеток, полученных при высоком содержании ростовых факторов и удалении неприлипающих клеток через 1 ч (М1), а также при удлинении этого срока до 18 ч (М1-18) в сравнении с аллостимуляторной активностью М2-клеток, генерируемых при удалении неприлипающих МНК через 18 ч и низком содержании ростовых факторов (М2). Из приведенных в табл. 2 данных видно, что аллостимуля-торная активность М1-18-макрофагов значимо ниже, чем у М1-клеток. В то же время М2-клетки обладали еще более низкой аллостимуляторной активностью (по сравнению с М1-18-макрофагами). Таким образом, низкая аллостимуля-

торная активность М2-клеток обусловлена как увеличением времени экспозиции до удаления неприлипающей фракции МНК, так и депривацией ростовых факторов.

Депривация ростовых факторов снижала аллостимуля-торную активность макрофагов только в том случае, когда фракцию неприлипающих МНК удаляли через 18 ч. При удалении же неприлипающих клеток через 1 ч низкое содержание ростовых факторов не влияло на аллостимуляторную активность генерируемых макрофагов. В этом случае ответ в СКЛ, индуцированный макрофагами, полученными в культурах с высоким и низким содержанием ростовых факторов, составлял 8322 (3095—13 817) и 6321 (3263—16 959) имп/ мин (п = 14) соответственно и значимо не различался. Таким образом, депривация ростовых факторов способствовала индукции М2-фенотипа только в условиях достаточно продолжительной (18 ч) экспозиции МНК до удаления фракции неприлипающих клеток. Эти данные, по-видимому, объясняются тем, что дефицит ростовых факторов не приводил к возрастанию уровня апоптоза неприлипающих клеток в одночасовых культурах (см. табл. 1).

Для доказательства необходимости непосредственного взаимодействия моноцитов с апоптотическими клетками в индукции М2-фенотипа проведена серия экспериментов, в которых исследовали, как исключение контакта апоптотических клеток неприлипающей фракции МНК с моноцитами сказывается на аллостимуляторной активности макрофагов. Для этого макрофаги генерировали в TransweП-планшетах (М2-Transwell). МНК культивировали в нижней камере лунок, а неприлипаю-щую фракцию МНК через 1 ч переносили в верхнюю камеру вставочных лунок до истечения 18 ч, что исключало прямой контакт апоптотических клеток с моноцитами.

Сравнение аллостимуляторной активности трех генерируемых субпопуляций макрофагов (табл. 3) показало, что М2-клетки отличались от М1 значимо более низкой аллостимуляторной активностью. В то же время М2-TransweЦ-клетки обладали высокой аллостимуляторной активностью, схожей с таковой у М1-клеток. Таким образом, исключение контакта моноцитов с апоптотическими клетками неприлипающей фракции МНК и соответственно возможности фагоцитоза апопто-тических клеток блокировало генерацию М2-макрофагов.

Обсуждение

Результаты исследования подтверждают гипотезу о том, что индукция М2-фенотипа в разработанном нами протоколе (т.е. в условиях дефицита ростовых факторов и увеличения времени экспозиции до удаления фракции неприлипающих

original article

2%FCS+5% аутоплазмы 2% аутоплазмы

а

CL £L

Л Äi: 1.2% -i i%

' ттлнгЯг ёж--: fe.:':

Fite-AnnexinV РКс- Аппех1п\/

б

CL ÛL

ïiHÉBtjfc» Ш> 18% * "itflftBTV "iit i

'.'ЖИЖ ". T •

Fite- AnnexinV Fite- AnnexinV

Относительное содержание клеток в ранней стадии апоптоза (Ап+Р1—) во фракции неприлипающих МНК.

а — удаление неприлипающих клеток через 1 ч культивирования; б — удаление неприлипающих клеток через 18 ч культивирования.

МНК) действительно обусловлена апоптозом неприлипаю-щих клеток и последующим фагоцитозом апоптотического материала. На это указывают полученные в работе данные о том, что удлинение времени экспозиции до удаления непри-липающих МНК от 1 до 18 ч и дефицит ростовых факторов сопряжены со значимым возрастанием уровня апоптоза во фракции неприлипающих клеток и снижением аллостимуляторной активности генерируемых макрофагов. При этом исключение контакта моноцитов с апоптотическими клетками неприли-пающей фракции (в TransweП-лунках) блокирует индукцию М2-фенотипа, о чем свидетельствует высокая аллостимуля-торная активность генерируемых макрофагов. Характерно, что эффект депривации в отношении индукции М2-фенотипа проявляется только в комбинации с временным фактором (удлинение времени экспозиции до удаления неприлипающих клеток). Это может объясняться тем, что часовая экспозиция недостаточна для развития депривационного апоптоза.

Таблица 1

Относительное содержание клеток в ранней стадии апоптоза (Ап+Р!—) во фракции неприлипающих МнК в зависимости от сроков инкубации и содержания ростовых факторов

Количество клеток в ранней стадии апоптоза (Ап+Р1—), %

Содержание ростовых факторов длительность инкубации МНК, ч

1 18

Высокое

Низкое (2% аутоплазмы) 11 (10—12) 23 (17—28)*#

Примечание. МНК (п = 8) культивировали 1 и 18 ч в среде с высоким и низким содержанием ростовых факторов с последующей оценкой уровня апоптоза во фракции неприлипающих МНК. * — достоверность различий в культурах с различным содержанием сывороточных факторов, рц < 0,05; # — достоверность различий в культурах с различными сроками инкубации, ри < 0,01. Здесь и в табл. 2, 3: в скобках представлены данные в виде медианы и интер-квартильного диапазона.

Таблица 2

Исследование аллостимуляторной активности генерированных макрофагов в зависимости от времени экспозиции до удаления фракции неприлипающих МнК и содержания ростовых факторов

Тип макрофагов Пролиферативный ответ в СКЛ, имп/мин ИВМФ, расч. ед.

М1 2436

М1—18 1535 (1225—2431)* 1,9 (1,2—2,8)*

М2 1020 (380—1480)*,# 1,1 (0,8—1,8)*

П р и м е ч а н и е . М1, М1—18 и М2 получены от 8 доноров (от каждого донора все три типа клеток). М1 — макрофаги, культивированные при высоком содержании ростовых факторов сыворотки и при удалении неприлипающих клеток через 1 ч; М1—18 — макрофаги, культивированные при высоком содержании ростовых факторов сыворотки и удалении неприлипающих клеток через 18 ч; М2 — макрофаги, генерируемые при низком содержании ростовых факторов и удалении неприлипающих МНК через 18 ч. * — достоверность различий по сравнению с М1, рц < 0,05; # — достоверность разли-

чий по сравнению с М1—18, рц < 0,05.

оригинальные статьи

Таблица 3

Исследование аллостимуляторной активности макрофагов, генерированных в Transwell-планшетах, в сравнении с М1- и М2-клетками

Макрофаг Пролиферативный ответ в СКЛ, имп/мин ИВМФ, расч. ед.

М1 3937

М2 1408 (1078—1962)* 4,9 (4,2—5,9)*

М2-TW 5406 (5008—5843)# 16,8 (10,6—23,9)#

Примечание. Все типы макрофагов получены от 6 доноров (от каждого донора все три типа клеток). М1 — макрофаги, генерируемые в присутствии высокого содержания ростовых факторов и при удалении неприлипающих МНК через 1 ч; М2 — макрофаги, генерируемые при низком содержании ростовых факторов и удалении неприлипающих МНК через 18 ч; M2-TW — макрофаги, генерируемые в Transwell-планшетах, при низком содержании ростовых факторов, удалении неприлипающих МНК через 1 ч и переносе их во вставочные лунки до истечения 18 ч. * — достоверность различий по сравнению с М1, pn < 0,05; # — достоверность различий по сравнению с М2—18, pv <0,05.

Учитывая высокую пластичность макрофагов, изучение факторов, регулирующих функциональные фенотипы этих клеток и их поляризацию, представляет безусловный интерес в фундаментальном аспекте. Кроме того, регуляция баланса М1- и М2-клеток через индукцию M1/M2 переключения или путем адоптивного переноса М2 рассматривается в качестве перспективной стратегии иммуномодуляции и стимуляции репаративных процессов [10, 11]. Следовательно, разработка доступных и воспроизводимых протоколов получения макрофагов со свойствами М2-клеток представляет бесспорный и практический интерес.

Недавние исследования показали, что у человека функциональный фенотип макрофагов, генерируемых из моноцитов, зависит от природы дифференцировочных факторов. Так, F.A.W. Verreck и соавт. продемонстрировали, что в присутствии GM-CSF моноциты дифференцируются в М1-макрофаги, тогда как в присутствии M-CSF приобретают свойства М2-макрофагов [12]. В то же время M. Jaguin и соавт. показали, что дифференцированные в присутствии М-CSF макрофаги могут поляризоваться как в М1-, так и в М2-макрофаги [13]. В настоящем исследовании нами впервые отмечено, что генерируемые в присутствии GM-CSF макрофаги могут дифференцироваться не только в М1-, но и в М2-макрофаги. Это становится возможным в условиях депривации ростовых факторов и более длительной экспозиции до удаления неприлипающих клеток, что способствует индукции апоптоза и поглощению апоптотических клеток.

Заключение

Распознавание и поглощение апоптотических клеток, кардинальное свойство резидентных и воспалительных макрофагов, приводит к ингибиции провоспалительных медиаторов, усилению продукции противовоспалительных цитоки-нов и ангиогенных факторов макрофагами [14, 15]. Данный механизм индукции М2-фенотипа играет важную роль в процессах морфогенеза и гомеостаза, разрешении воспаления, ремоделировании тканей и репаративных процессах [16, 17]. С этой точки зрения разработанный нами подход к генерации М2-макрофагов, в котором индукция М2-фенотипа обусловлена фагоцитозом апоптотических клеток, представляется вполне физиологичным, а генерируемые М2-клетки могут стать перспективными кандидатами для стимуляции репара-тивных процессов.

Финансирование. Исследование не имело спонсорской поддержки.

Конфликт интересов. Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

литература

7. Сахно Л.В., Тихонова М.А., Шевела Е.Я., Тыринова Т.В., Лепли-на О.Ю., Останин А.А. и др. Фенотипические и функциональные особенности М2-подобных макрофагов человека. Бюллетень СО РАМН. 2014; 34(4): 18—24.

8. Жукова О.Б., Рязанцева Н.В., Новицкий В.В., Радзивилл Т.Т., Литвинова Л.С., Часовских Н.Ю. Модуляция программной гибели лимфоцитов периферической крови при хронической вирусной инфекции. Цитология. 2007; 49(1): 26—31.

references

1. Cassetta L., Cassol E., Poli G. Macrophage polarization in health and disease. Sci. World J. 2011; 11: 2391—402.

2. Gordon S. Alternative activation of macrophages. Nature Rev. Immunol. 2003; 3: 23—35.

3. Martinez F.O., Sica A., Mantovani A., Locati M. Macrophage activation and polarization. Front. Biosci. 2008; 13(2): 453—61.

4. Vega M.A., Corbi A.L. Human macrophage activation: too many functions and phenotypes for a single cell type. Immunologia. 2006; 25(4): 248—72.

5. Fadok V.A., Bratton D.L., Konowal A., Freed P.W., Westcott J.Y., Henson P.M. Macrophages that have ingested apoptotic cells in vitro inhibit proinflammatory cytokine production through autocrine/ paracrine mechanisms involving TGF-beta, PGE2, and PAF. J. Clin. Invest. 1998; 101: 890—98.

6. Chernykh E.R., Shevela E.Ya., Sakhno L.V., Tikhonova M.A., Petrovsky Ya.L., Ostanin A.A. The generation and properties of human M2-like macrophages: potential candidates for CNS repair? Cell. Ther. Transpl. 2010; 2(6): 1—7.

7. Sakhno L.V., Tikhonova M.A., Shevela E.Ya., Tyrinova T.V., Leplina O.Yu., Ostanin A.A. et al. Phenotypic and functional features of human M2-like macrophages. Byulleten' SO RAMN. 2014; 34

8. Zhukova O.B., Ryazantseva N.V., Novitskiy V.V., Radzivill T.T., Litvinova L.S., Chasovskikh N.Yu. Modulation of programmed death of the peripheral blood lymphocytes under chronic virus infection. Tsitologiya. 2007; 49

9. McColl A., Bournazos S., Franz S., Perretti M., Morgan B.P., Haslett C. et al. Glucorticoids induce protein S-dependent phagocytosis of apoptotic neutrophils by human macrophages. J. Immunol. 2009; 183: 2167—75.

10. Chazaud B. Macrophages: supportive cells for tissue repair and regeneration. Immunobiology. 2014; 219(3): 172—8.

11. Rybalko V., Hsieh P.L., Merscham-Banda M., Suggs L.J., Farrar R.P. The development of macrophage-mediated cell therapy to improve skeletal muscle function after injury. PLoS One. 2015; 10(12): e0145550.

12. Verreck F.A.W., de Boer T., Langenberg D.M.L., van der Zanden L., Ottenhoff T.H.M. Phenotypic and functional profiling of human proinflammatory type-1 and anti-inflammatory type-2 macrophages in response to microbial antigens and IFN-y- and CD40L-mediated costimulation. J. Leukoc. Biol. 2006; 79: 285—93.

13. Jaguin M., Houlbert N., Fardel O., Lecureur V. Polarization profiles of human M-CSF-generated macrophages and comparison of M1-markers in classically activated macrophages from GM-CSF and M-CSF origin. Cell. Immunol. 2013; 281: 51—61.

14. Patel V.A., Longacre A., Hsiao K., Fan H., Meng F., Mitchell J.E. et al. Apoptotic cells, at all stages of the death process, trigger characteristic signaling events that are divergent from and dominant over those triggered by necrotic cells: implications for the delayed clearance model of autoimmunity. J. Biol. Chem. 2006; 281: 4663—76.

15. Golpon H.A., Fadok V.A., Taraseviciene-Stewart L., Scerbavicius R., Sauer C., Welte T. et al. Life after corpse engulfment: phagocytosis of apoptotic cells leads to VEGF secretion and cell growth. FASEB J. 2004; 18: 1716-8.

16. Byrne A., Reen D.J. Lipopolysaccharide induces rapid production of IL-10 by monocytes in the presence of apoptotic neutrophils. J.Immunol. 2002; 168: 1968—77.

17. Ariel A., Serhan C. New lives given by cell death: macrophage differentiation following their encounter with apoptotic leukocytes during the resolution of inflammation. Front. Immunol. 2012; 3: Article 4.

Поступила 24.06.16 Принята в печать 03.11.16