Миграция мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток при системном и локальном введении на экспериментальной модели паркинсонизма

ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ

Экспериментальная неврология

Миграция мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток при системном и локальном введении на экспериментальной модели паркинсонизма

М.М. Зафранская1'2, Д.Б. Нижегородова12, Н.Е. Алейникова1, Т.Е. Кузнецова2,3, М.И. Ванслав1, Т.В. Игнатович1, А.В. Бойко1, В.В. Пономарев1

'Белорусская медицинская академия последипломного образования, Минск, Республика Беларусь; 2Международный государственный экологический институт им. АД. Сахарова Белорусского государственного университета, Минск, Республика Беларусь; 3Институт физиологии Национальной академии наук Беларуси, Минск, Республика Беларусь

Болезнь Паркинсона представляет собой важную медико-социальную проблему во всем мире, в связи с чем большое внимание уделяется доклиническим исследованиям, позволяющим оценить эффективность новых методов лечения, в том числе клеточной терапии.

Цель работы — оценить миграционную способность мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток (ММСК) при различных способах введения на экспериментальной модели паркинсонизма у лабораторных крыс.

Материалы и методы. ММСК, окрашенные флюоресцентным красителем PKH26, вводили экспериментальным животным с ротенон-индуцирован-ным паркинсонизмом системно (внутривенно) или локально (интраназально и интратекально). Миграционную способность ММСК оценивали на 1-е и 2'-е сутки после введения методом иммунофлюоресцентной микроскопии.

Результаты. Миграционная способность ММСК как при системном, так и при локальном введении наиболее выражена в группе животных с экспериментальной моделью паркинсонизма относительно контрольной группы. Она характеризовалась максимальным накоплением клеток в головном мозге в 1-е сутки после введения с сохранением жизнеспособности в области нейровоспаления на протяжении 2' сут.

Заключение. Локальное введение (интраназально и интратекально) приводит к более быстрому накоплению ММСК в головном мозге как животных с экспериментальной моделью паркинсонизма, так и здоровых крыс. Внутривенное введение клеточных культур также способствует проявлению миграционных свойств ММСК и может быть взято за основу при планировании дальнейших исследований клеточной терапии при болезни Паркинсона.

Ключевые слова: мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки, болезнь Паркинсона, экспериментальная модель паркинсонизма, миграция, клеточная терапия.

Адрес для корреспонденции: 223040, Беларусь, Минск, а-г. Лесной, д. 31. БелМАПО. E-mail: zafranskaya@gmail.com. Зафранская

Для цитирования: Зафранская М.М., Нижегородова Д.Б., Алейникова Н.Е., Кузнецова Т.Е., Ванслав М.И., Игнатович Т.В., Бойко А.В., Пономарев В.В. Миграция мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток при системном и локальном введении на экспериментальной модели паркинсонизма. Анналы клинической и экспериментальной неврологии 2019; 13(2): 32-40.

DOI: 10.25692/ACEN.2019.2.4

The migration of multipotent mesenchymal stromal cells after systemic and local administration in an experimental model of Parkinson's disease

Marina M. Zafranskaya12, Darya B. Nizhegorodova12, Natalia E. Aleynikova1, Tatyana E. Kuznetsova2,3, Margarita I. Vanslav1, Tatyana V. Ignatovich1, Alexander V. Boiko1, Vladimir V. Ponomarev1

'Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education, Minsk, Belarus; 2International Sakharov Environmental Institute of the Belarusian State University, Minsk, Belarus; 3Institute of Physiology of the National Academy of Sciences of Belarus, Minsk, Belarus

Parkinson's disease is an important medico-social problem worldwide, with a lot of attention paid to preclinical studies to assess the efficacy of new treatments, including cell therapy.

Мезенхимальные стволовые клетки при экспериментальном паркинсонизме

Study objective. To assess the migratory ability of multipotent mesenchymal stromal cells (MMSC) using different methods of administration in an experimental model of Parkinson's disease in laboratory rats.

Materials and methods. MMSC, stained with the PKH26fluorescent dye, were systemically (intravenously) or locally (intranasally and intrathecally) administered to experimental animals with rotenone-induced Parkinson's disease. The migratory ability of MMSC was assessed on days 1 and 21 after administration, using immunofluorescence microscopy.

Results. The migratory ability of MMSC after both systemic and local administration was more pronounced in the animal group with the experimental model of Parkinson's disease compared with the control group. It was characterized by maximum accumulation of cells in the brain on the first day after administration, with viability preserved in the area of neuronal inflammation throughout 21 days.

Conclusion. Local administration (intranasal and intrathecal) leads to faster accumulation of MMSC in the brain of both the animals with the experimental model of Parkinson's disease and healthy rats. Intravenous administration of cell cultures also helps to reveal the migratory properties of MMSC and can form the basis for planning further studies of cell therapy in Parkinson's disease.

Keywords: multipotent mesenchymal stromal cells, Parkinson's disease, experimental model of Parkinson's disease, migration, cell therapy.

For correspondence: 223040, Belarus, Minsk, Lesnoy, 31. Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education. E-mail: zafranskaya@ gmail.com. Zafranskaya M.M.

For citation: Zafranskaya M.M., Nizhegorodova D.B., Aleynikova N.E., Kuznetsova T.E., Vanslav M.I., Ignatovich T. V, Boiko A.V., Ponomarev V.V. [The migration of multipotent mesenchymal stromal cells after systemic and local administration in an experimental model of Parkinson's disease]. Annals of clinical and experimental neurology 2019; 13

DOI: 10.25692/ACEN.2019.2.4

Введение

Болезнь Паркинсона (БП) представляет собой нейродеге-неративное заболевание с двигательными расстройствами, которые проявляются в результате гибели дофаминергиче-ских нейронов черного вещества среднего мозга [1, 2]. На данный момент патогенетическая терапия БП отсутствует, что обосновывает поиск и разработку новых подходов в лечении данного заболевания [3, 4].

Перспективным терапевтическим направлением при БП может быть использование мультипотентных мезенхи-мальных стромальных клеток (ММСК) [5]. При этом целесообразность применения такой клеточной терапии БП обусловлена доказанной безопасностью ММСК и их следующими функциональными особенностями:

• миграцией в поврежденные структуры головного мозга [6, 7];

• дифференцировкой в клетки нейроэктодермального происхождения in vitro под влиянием ростовых факторов [8, 9] и in situ в условиях неврального микроокружения [10, 11];

• ингибированием апоптотической гибели нейронов [12];

• повышением выживаемости нейронов и олигодендроци-тов в условиях развития нейродегенеративного процесса [13, 14];

• стимуляцией нейрогенеза [15, 16];

• подавлением активации клеток микроглии [17, 18];

• ингибированием передачи структурообразующего белка телец Леви — а-синуклеина путем модуляции активности ^метил^-аспартатных рецепторов [19];

• снижением степени выраженности оксидантного стресса [20];

• подавлением функциональной активности иммуноком-петентных клеток, обусловливающих развитие аутоиммунного повреждения нейронов [21-23];

• продукцией нейротрофических факторов (GDNF, BDNF, NGF, IGF-1, VEGF и др.), поддерживающих структурную организацию отдельных клеток головного мозга и нейрональной сети в целом [24, 25].

Ключевыми вопросами остаются изучение биораспределения ММСК, способ доставки биомедицинского клеточного продукта в область повреждения (хоуминг), установление кратности введения и клеточности культур, определение

критериев клинико-лабораторной оценки эффективности клеточной терапии.

Цель настоящего исследования — оценка миграционной способности ММСК при различных способах введения на экспериментальной модели паркинсонизма у лабораторных животных.

Материалы и методы_

Материалом для исследования явились культуры ММСК 1-3-х пассажей (n=15) лабораторных крыс.

Экспериментальный паркинсонизм моделировали у 6-месячных крыс-самок Вистар (n=12) массой 300 г путем ежедневной подкожной инъекции в ростральные участки межлопаточной области 2 мг/кг ротенона («Sigma»), растворенного в липовенозе («Fresenius Kabi»), в конечном объеме 0,3 мл [26]. Крысам-самкам контрольной группы (n=12) аналогичного возраста вводили 0,3 мл липовеноза. Крысы содержались в стандартных условиях вивария (12-часовой световой день, температура 18-25°С, свободный доступ к воде и пище). Все исследования выполнены в соответствии с соблюдением положений Европейской конвенции о защите позвоночных животных (Страсбург, 02.01.1991) и при одобрении протокола доклинических исследований локальным этическим комитетом.

Валидность экспериментальной модели подтверждали клинико-неврологическими и патоморфологическими исследованиями. Эффективность моделирования признаков паркинсонизма оценивали на 2-е, 4-е, 7-е и 14-е сутки эксперимента. Дизайн эксперимента представлен на рис. 1.

У крыс с экспериментальным паркинсонизмом, начиная со 2-х суток после введения ротенона, по сравнению с контрольной группой выявлены нарушения спонтанной двигательной активности, эмоциональная лабильность в совокупности с увеличением неактивного времени, изменение частоты груминга, нарушения ориентировочно-исследовательских реакций, мышечная ригидность и вегетативные симптомы (рис. 2). Все это относится к характерным проявлениям паркинсонизма, вызванным действием ротенона, и согласуется с данными многих исследователей [27-29].

Ротенон / Rotenone

ММСК / MMSC

Поведенческий и неврологический статус / Behavioural and neurological status

i

Поведенческий и неврологический статус / Behavioural and neurological status

Выведение / Excretion

Поведенческий и неврологический статус / Behavioural and neurological status

1—t

1—I—h

- <7 сут / days 0

Рис. 1. Дизайн исследования Fig. 1. Study design

14 сут / days

14 15

Время, сут / Time, days

20 сут / days

35

330 320 310 300 290 280 270 260

А

2 4 7 Время, сут / Time, days

14

200 180 160 140 120 100 80 60 40 20 0

2 4 7 Время, сут / Time, days

14

2 4 7 Время, сут / Time, days

14

20 18 16 14 12 10 8 6

2

4

7

14

Время, сут / Time, days

2 4 7

Время, сут / Time, days

14

2 4 7 Время, сут / Time, days

14

247 Время, сут / Time, days

14

2 4 7

Время, сут / Time, days

14

Контрольная группа / Control group

Опытная группа / Experimental group

Рис. 2. Динамика локомоторной активности, поведенческого и вегетативного статуса у животных с экспериментальным паркинсонизмом

A — масса тела (г); B — неактивное время (с); C — мышечная ригидность (длина от холки до хвоста, см); D — вертикальная активность (число стоек); E — поисковая активность (количество норковых рефлексов); F — груминг; G — акты дефекации; H — акты уринации; I — крыса опытной группы с неврологическим симптомом «горбатости» спины

Fig. 2. Changes in the locomotor activity, behavioural and autonomic status in animals with experimental Parkinson's disease.

A: body weight (g); B: inactive time (sec)'C: muscle rigidity (length from withers to tail, cm); D: vertical activity (number of stands); E: search activity (number of hole exploratory behaviour); F: grooming; G: defecation episodes; H: urination episodes; I: a rat in the experimental group with a neurological symptom of a 'hump' back

0

0

0

B

C

3

2

4

4

0

0

0

0

0

D

E

F

2

0

0

0

0

G

H

_ОРИГИНАЛЬНЫЕ СТАТЬИ. Экспериментальная неврология

Мезенхимальные стволовые клетки при экспериментальном паркинсонизме

Рис. 3. Микрофотография фронтальных срезов черной субстанции мозга крысы на 14-е сутки после введения ротенона в дозе 2 мг/кг.

А — окраска по Нисслю; B — окраска гематоксилином и эозином (звездочкой указаны нейроны с тигролизом, белой стрелкой — вакуоль, 1 — тельца Леви), ув. 400

Fig. 3. Microphotography of the frontal sections of the rat substantia nigra on the 14th day after administration of rotenone at a dose of 2 mg/kg.

A: Nissl staining; B: haematoxylin and eosin staining (asterisk indicates neurons with chromatolysis, white arrow indicates a vacuole, 1 indicates Lewy bodies), magnification *400

Неврологический статус экспериментальных животных характеризовался значимым нарастанием олигокинезии (8 баллов на 4-е сутки), постуральной нестабильности (7 баллов на 4-е сутки), неустойчивости походки (3 балла к 9-м суткам), тремора (2 балла к 14-м суткам) при отсутствии неврологической симптоматики у животных контрольной группы.

Для патоморфологического исследования нефиксированный мозг лабораторных животных после глубокого замораживания помещали на криостатный блок и готовили фронтальные срезы толщиной 7 мкм на микротоме-кри-остате HM 525 («Microm»), которые окрашивали тиони-ном и метиленовым синим по Нисслю, гематоксилином и эозином. Уровень срезов определяли по стереотаксическо-му атласу мозга крысы [30]. Фронтальные срезы, содержащие стриатум, делали на уровне от -1,20 до -1,40 от брег-мы, а содержащие черную субстанцию — от -5,40 до -5,80 от брегмы.

Введение крысам ротенона в дозе 2 мг/кг в течение 14 сут приводило к развитию деструктивных изменений в нигро-стриатной системе с образованием телец Леви в единичных нейронах (рис. 3). В большинстве нейронов не визуализировались ядра с ядрышками, клетки были гиперхромными или с частичным тигролизом. Вблизи некоторых деструктивно измененных нейронов отмечалось скопление гли-альных клеток (нейронофагия). Деструктивные изменения нейронов сохранялись в течение 7 сут после окончания введения ротенона.

ММСК выделяли из мононуклеарной фракции клеток красного костного мозга бедренных костей крыс (n=5), полученной центрифугированием на градиенте плотности Hispaque-1077 («Sigma»). Суспензию мононуклеарных клеток после двукратного отмывания в фосфатном буферном растворе («Gibco») с добавлением 5% эмбриональной телячьей сыворотки (ЭТС; «Thermo Fisher Scientific») культивировали в чашках Петри в среде на основе DMEM («Thermo Fisher Scientific»), содержащей 10% ЭТС, 1% L-глутамина («Lonza») и 1% антибиотика-антимикотика («Sigma»), при 37°С в атмосфере с 5% СО2 в СО2-инкубаторе. Для пассирования клеточных культур использовали 0,25% раствор трипсина с ЭДТА («Lonza»).

ММСК 1-3 пассажей в концентрации 1*107 кл/мл инкубировали с 2^10-6 М PKH26 («Sigma») в течение 5 мин с

53

B

1 99,7% 1 1 PKH+MCK

--1 г1

PKH26

Рис. 4. Культура PKШ6-позитивных ММСК 1-го пассажа костного мозга.

А — микрофотография флюоресценции РКН26-позитивных ММСК в культуре при микроскопии, ув. 100' B — оригинальная гистограмма детекции флюоресценции РКН26-позитивных ММСК проточной цитометрией

Fig. 4. PKH26-positive MMSC culture on first passage from the bone marrow.

A: microphotograph of PKH26-positive MMSC culture using fluorescence microscopy, magnification х100; B: original histogram of PKH26-positive MMSC fluorescence detection using flow cytometry

последующей остановкой реакции добавлением эквивалентного объема ЭТС. После двукратного отмывания осуществляли контроль жизнеспособности и окрашивания клеток методами проточной цитофлуориметрии и флюоресцентной микроскопии (рис. 4).

РКН26-позитивные ММСК вводили на пике клинической картины (14-е сутки после введения ротенона). Использовали следующие способы введения: внутривенно — 1х106 кл/кг в 0,3 мл физиологического раствора; интраназально — 1х105 кл/животное в 0,1 мл физиологического раствора; интратекально — 1х105 кл/животное в 0,1 мл физиологического раствора.

Животных выводили из эксперимента на 1-е и 21-е сутки после введения ММСК. Головной мозг после глубокого замораживания помещали на криостатный блок и готовили фронтальные срезы черной субстанции толщиной 7 мкм на микротоме-криостате HM 525 («Microm»). Детекцию РКН26-позитивных ММСК проводили в криостатных срезах черной субстанции с использованием микроскопа «Altami LUM-1» («Альтами»). Количество флюоресцентных частиц на единицу площади среза головного мозга оценивали с использованием программного обеспечения «Aperio ImageScope v.9.0.1.1506» не менее чем в 10 полях зрения при увеличении объектива 40 и выражали в условных единицах.

Статистическую обработку данных проводили с использованием пакета «Statistica 8.0». Полученные данные представлены как медиана с интерквартильным интервалом (25-75-й процентили). Сравнение результатов двух групп и определение статистической значимости различий осуществляли при помощи непараметрических критериев Вилкоксона и U теста Манна-Уитни. Различия признавали статистически значимыми при р<0,05.

Результаты и обсуждение_

ММСК выявлялись в срезах головного мозга крыс как при системном (внутривенном), так и при локальном (ин-траназальном и интратекальном) введениях (рис. 5). Для количественной оценки миграционного потенциала клеточных культур использовали анализ с учетом флюоресцентных частиц (РКН26-позитивных ММСК) на единицу

о

Опытная группа / Experimental group

Контрольная группа/ Control group

C

Рис. 5. Локализация ММСК в компактной части черной субстанции после системного (А), интраназального (В) и интратекального (С) введения крысам опытной и контрольной групп, ув. 400

Fig. 5. MMSC localization in the compact part of the substantia nigra after systemic (A), intranasal (B) and intrathecal (C) administration in rats in the experimental and control groups, magnification *400

площади среза головного мозга (табл. 1). У животных контрольной группы при интратекальном и интраназальном введении установлено статистически значимое увеличение интенсивности мигрировавших в головной мозг клеток по сравнению с внутривенным введением. У животных с экспериментальной моделью паркинсонизма статистически значимых изменений интенсивности свечения ММСК, введенных различными способами, не выявлено.

0,120 0,100 -

§ 0,080 -

-Q

й 0,060 -

И

ai

5 0,050 -

1-е сутки / Day 1

Внутривенно / Intravenously Интратекально / Intrathecally

21-е сутки / Day 21

Интраназально / I ntranasally

Рис. 6. Динамика количества флюоресцентных частиц на единицу площади среза головного мозга после системного и локального введения ММСК крысам контрольной группы

Fig. 6. Changes in the number of fluorescent particles per unit area of the brain slice alter systemic and local administration of MMSC to rats in the control group

При сравнительном анализе способности ММСК мигрировать в головной мозг установлены высокозначимые различия: интенсивность свечения ММСК, локализованных в компактной части черной субстанции в гистологических образцах крыс с экспериментальной моделью паркинсонизма значительно превышала таковую у крыс контрольной группы (табл. 1). Полученные данные отражают способность ММСК посредством хемокиновых рецепторов мигрировать в очаг воспаления [31], что подтверждают направленность и интенсивность миграции клеточных культур при нейровоспалении.

Известно, что ММСК, подобно лейкоцитам, могут экс-прессировать разнообразные рецепторы и молекулы клеточной адгезии, участвующие в хоуминге и миграции в очаг повреждения [32]. Однако существуют принципиальные отличия в хоуминге ММСК после системного или локального введения. Хоуминг ММСК после локальной инфузии в ткани основан на хемотаксическом принципе. При этом клетки активируются, поляризуются, и формируется фронтальное поле, которое способствует интерстициальному

Таблица 1. Сравнительный анализ количества флюоресцентных частиц на единицу площади среза головного мозга

Table 1. Comparative analysis of the number of fluorescent particles per unit area of the brain slice

***

A

B

Способ введения / Route of infusion

Группа / Group внутривенно / intravenously (1) интраназально / intranasally (2) интратекально / intrathecally (3) P

n 13 21 25

Контрольная / Control 0,0010 (0,0004-0,00016) 0,0072 (0,0034-0,0141) 0,0060 (0,0028-0,0139) p1-2=0,00007 p13=0,00005 p2-3=0,67

Опытная / Experimental

р по сравнению с контролем / p compared with control

0,0131

0,0002

0,0269 (0,0161-0

0,0004

0,0311

0,00003

A-2=0,1

0-3=0,07 02-3=0,62

Мезенхимальные стволовые клетки при экспериментальном паркинсонизме

Таблица 2. Динамика количества флюоресцентных частиц на единицу площади среза головного мозга

Table 2. Changes in the number of fluorescent particles per unit area of the brain slice

Способ введения / Route of administration

Сутки после введения ММСК / Day after MMSC infusion внутривенно/ intravenously интраназально / intranasally интратекально / intrathecally P

1 2 3

n 25 33 38

1-е сутки / Day 1 0,0131 (0,0098-0,0327) 0,0269 (0,0161-0,0880) 0,0311 (0,0233-0,0696) P1-2=0,1 P1-3=0,07 P2-3=0,62

21-е сутки / Day 21 0,0360 (0,0206-0,0450) 0,0575 (0,0305-0,0996) 0,0419 (0,0248-0,0636) p12=0,02 P1-2=0,15 P2-3=0,03

р 1 i/s 21 сут / days 0,08 0,12 0,83

движению в ткани клеток, воспринимающих хемокины, синтезируемые очагом воспаления. При достижении области повреждения миграция клеток прекращается.

При системном введении ММСК проходят несколько этапов:

1) передвижение и роулинг по сосудистому руслу, опосредуемые хемокинами;

2) трансэндотелиальная миграция, в которой принципиальными моментами являются остановка, роулинг и адгезия ММСК в месте экстравазации;

3) собственно интерстициальная миграция к очагу в ткани [33].

Через 21 сут после инфузии ММСК вне зависимости от способа введения число мигрировавших в головной мозг клеток увеличивалось, что подтверждалось усилением интенсивности свечения РКН26-позитивных клеток в гистологических образцах животных исследуемых групп.

У животных контрольной группы к 21-м суткам не выявлено статистически значимых различий между количеством мигрировавших клеток при системном и локальном введении: 0,0711 (0,0425-0,1160) усл. ед. и 0,0506 (0,0287-0,0743) усл. ед. соответственно (рис. 6). При этом отмечено накопление РКН-позитивных ММСК в головном мозге крыс к 21-м суткам по сравнению с 1-ми сутками после инфузии: при системном введении — 0,0711 (0,0425-0,1160) и 0,0010 (0,0004-0,0016) усл. ед. (р=0,003); при интрате-кальном — 0,0506 (0,0287-0,0743) и 0,0060 (0,0028-0,0139) усл. ед. (^=0,00001), что подтверждает высокую жизнеспособность и тканевое биораспределение клеточных культур в условиях здорового организма [34].

У животных опытной группы также наблюдалось увеличение количества и, соответственно, интенсивности свечения РКН-позитивных ММСК к 21-м суткам после введения. При этом регистрировались статистически значимые различия между системным и локальными способами доставки клеточных культур в очаг поражения (табл. 2). Следует

отметить, что при интратекальном введении к 21-м суткам эксперимента количество ММСК в образцах головного мозга крыс контрольной группы соответствовало количеству клеток в гистологических образцах животных с экспериментальным паркинсонизмом: 0,0506 (0,0287-0,0743) и 0,0419 (0,0248-0,0636) усл. ед. соответственно (р=0,41).

При внутривенном введении интенсивность свечения в образцах мозга крыс опытной группы была статистически значимо снижена по сравнению с крысами контрольной группы (р=0,0001), что может быть связано с миграцией ММСК во вторичные лимфоидные органы (селезенка, лимфоузлы) для реализации иммуномодулирующего эффекта и во внутренние органы (легкие, сердце, печень и др.) при создании экспериментальной модели, вызванной ротеноном [21, 35-37].

Таким образом, миграционная способность ММСК как при системном, так и при локальном введении наиболее выражены в группе животных с экспериментальной моделью паркинсонизма с максимальным накоплением клеток в головном мозге в 1-е сутки после введения и сохранением жизнеспособности в участке нейровоспаления на протяжении 21 сут. Локальное введение (интраназальное и интрате-кальное) приводит к более быстрому накоплению ММСК. Внутривенное введение клеточных культур также способствует проявлению миграционных свойств ММСК и может быть взято за основу при планировании дальнейших исследований клеточной терапии при болезни Паркинсона.

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов. The authors declare there is no conflict of interest.

Финансирование. Исследования выполнены в рамках темы ГНТП «Новые методы оказания медицинской помощи», № госрегистрации 20163185.

Funding. The study was performed as part of the 'New Methods of Medical Care' State Scientific and Technical Program, State Registration No. 20163185.

Список литературы

1. Obeso J.A., Stamelou M., Goetz C.G. et al. Past, present, and future of Parkinson's disease: a special essay on the 200th anniversary of the Shaking Palsy. Mov Disord 2017; 32: 1264-1310. DOI: 10.1002/mds.27115. PMID: 28887905.

2. Rizek P., Kumar N., Jog M.S. An update on the diagnosis and treatment of Parkinson disease. CMAJ 2016; 188: 1157-1165. DOI: 10.1503/cmaj.151179. PMID: 27221269.

3. AlDakheel A., Kalia L.V., Lang A.E. Pathogenesis-targeted, disease-modifying therapies in Parkinson disease. Neurotherapeutics 2014; 11: 6-23. DOI: 10.1007/s13311-013-0218-1. PMID: 24085420.

4. Stocchi F., Olanow C.W. Obstacles to the development of a neuroprotective therapy for Parkinson's disease. Mov Disord 2013; 28: 3-7. DOI: 10.1002/ mds.25337. PMID: 23390094.

5. Shen Y., Huang J., Liu L. et al. A compendium of preparation and application of stem cells in Parkinson's disease: current status and future prospects. Front Aging Neurosci 2016; 8: 117. DOI: 10.3389/fnagi.2016.00117. PMID: 27303288.

6. Földes A., Kadar K., Keremi B. et al. Mesenchymal stem cells of dental ori-gin-their potential for anti-inflammatory and regenerative actions in brain and gut damage. Curr Neuropharmacol 2016; 14 (8): 914-934. DOI: 10.2174/157015 9X14666160121115210. PMID: 26791480.

7. Hasan A., Deeb G., Rahal R. et al. Mesenchymal stem cells in the treatment of traumatic brain injury. Front Neurol 2017; 8: 28. DOI: 10.3389/fneur.2017.00028. PMID: 28265255.

8. Shall G., Menosky M., Decker S. et al. Effects of passage number and differentiation protocol on the generation of dopaminergic neurons from rat bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Int J Mol Sci 2018; 19: E720. DOI: 10.3390/ijms19030720. PMID: 29498713.

9. Zhang Z., Alexanian A.R. The neural plasticity of early-passage human bone marrow-derived mesenchymal stem cells and their modulation with chroma-tin-modifying agents. J Tissue Eng Regen Med 2012; 8: 407-413. DOI: 10.1002/ term.1535. PMID: 22674835.

10. Bae K.S., Park J.B., Kim H.S. et al. Neuron-like differentiation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Yonsei Med J 2011; 52: 401-412. DOI: 10.3349/ymj.2011.52.3.401. PMID: 21488182.

11. Ullah I., Subbarao R.B., Rho G.J. Human mesenchymal stem cells — current trends and future prospective. Biosci Rep 2015; 35: e00191. DOI: 10.1042/ BSR20150025. PMID: 25797907.

12. Gu Y., Zhang Y., Bi Y. et al. Mesenchymal stem cells suppress neuronal apoptosis and decrease IL-10 release via the TLR2/NFkB pathway in rats with hypoxic-ischemic brain damage. Mol Brain 2015; 8: 65. DOI: 10.1186/s13041-015-0157-3. PMID: 26475712.

13. Mesentier-Louro L.A., Zaverucha-do-Valle C., da Silva-Junior A.J. et al. Distribution of mesenchymal stem cells and effects on neuronal survival and axon regeneration after optic nerve crush and cell therapy. PLoS One 2014; 9: e110722. DOI: 10.1371/joumal.pone.0110722. PMID: 25347773.

14. Perasso L., Cogo C.E., Giunti D. et al. Systemic administration of mesen-chymal stem cells increases neuron survival after global cerebral ischemia in vivo (2VO). Neural Plast 2010; 2010: 534925. DOI: 10.1155/2010/534925. PMID: 21331297.

15. Samsonraj R.M., Raghunath M., Nurcombe V. et al. Concise review: mul-tifaceted characterization of human mesenchymal stem cells for use in regenerative medicine. Stem Cells Transl Med 2017; 6: 2173-2185. DOI: 10.1002/ sctm.17-0129. PMID: 29076267.

16. Rohban R., Pieber T.R. Mesenchymal stem and progenitor cells in regeneration: tissue specificity and regenerative potential. Stem Cells Int 2017; 2017: 5173732. DOI: 10.1155/2017/5173732. PMID: 28286525.

17. Yan K., Zhang R., Sun C. et al. Bone marrow-derived mesenchymal stem cells maintain the resting phenotype of microglia and inhibit microglial activation. PLoS One 2013; 8: e84116. DOI: 10.1371/journal.pone.0084116. PMID: 24391898.

18. Jose S., Tan S.W., Ooi Y.Y. et al. Mesenchymal stem cells exert anti-pro-liferative effect on lipopolysaccharide-stimulated BV2 microglia by reducing tumour necrosis factor-a levels. JNeuroinflammation 2014; 11: 149. DOI: 10.1186/ s12974-014-0149-8. PMID: 25182840.

19. Oh S.H., Kim H.N., Park H.J. et al. Mesenchymal stem cells inhibit transmission of a-synuclein by modulating clathrin-mediated endocytosis in a parkinsonian model. Cell Rep 2016; 14: 835-849. DOI: 10.1016/j.celrep.2015.12.075. PMID: 26776513.

20. Drago D., Cossetti C., Iraci N. et al. The stem cell secretome and its role in brain repair. Biochimie 2013; 95: 2271-2285. DOI: 10.1016/j.biochi.2013.06.020. PMID: 23827856.

21. Zafranskaya M.M., Nizheharodava D.B., Yurkevich M.Y. et al. In vitro assessment of mesenchymal stem cells immunosuppressive potential in multiple sclerosis patients. Immunol Lett 2013; 149: 9-18. DOI: 10.1016/j.imlet.2012.10.010. PMID: 23089549.

22. Coulson-Thomas V.J., Coulson-Thomas Y.M., Gesteira T.F., Kao W.W. Extrinsic and intrinsic mechanisms by which mesenchymal stem cells suppress the immune system. Ocul Surf 2016; 14: 121-134. DOI: 10.1016/j.jtos.2015.11.004. PMID: 26804815.

23. Leyendecker A.Jr., Pinheiro C.C.G., Amano M.T., Bueno D.F. The use of human mesenchymal stem cells as therapeutic agents for the in vivo treatment of

References

1. Obeso J.A., Stamelou M., Goetz C.G. et al. Past, present, and future of Parkinson's disease: a special essay on the 200th anniversary of the shaking palsy. Mov Disord 2017; 32: 1264-1310. DOI: 10.1002/mds.27115. PMID: 28887905.

2. Rizek P., Kumar N., Jog M.S. An update on the diagnosis and treatment of Parkinson disease. CMAJ 2016; 188: 1157-1165. DOI: 10.1503/cmaj.151179. PMID: 27221269.

3. AlDakheel A., Kalia L.V., Lang A.E. Pathogenesis-targeted, disease-modifying therapies in Parkinson disease. Neurotherapeutics 2014; 11: 6-23. DOI: 10.1007/s13311-013-0218-1. PMID: 24085420.

4. Stocchi F., Olanow C.W. Obstacles to the development of a neuroprotective therapy for Parkinson's disease. Mov Disord 2013; 28: 3-7. DOI: 10.1002/ mds.25337. PMID: 23390094.

5. Shen Y., Huang J., Liu L. et al. A compendium of preparation and application of stem cells in Parkinson's disease: current status and future prospects. Front Aging Neurosci 2016; 8: 117. DOI: 10.3389/fnagi.2016.00117. PMID: 27303288.

6. Földes A., Kadar K., Keremi B. et al. Mesenchymal stem cells of dental ori-gin-their potential for anti-inflammatory and regenerative actions in brain and gut damage. Curr Neuropharmacol 2016; 14 (8): 914-934. DOI: 10.2174/157015 9X14666160121115210. PMID: 26791480.

7. Hasan A., Deeb G., Rahal R. et al. Mesenchymal stem cells in the treatment of traumatic brain injury. Front Neurol 2017; 8: 28. DOI: 10.3389/fneur.2017.00028. PMID: 28265255.

8. Shall G., Menosky M., Decker S. et al. Effects of passage number and differentiation protocol on the generation of dopaminergic neurons from rat bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Int J Mol Sci 2018; 19: E720. DOI: 10.3390/ijms19030720. PMID: 29498713.

9. Zhang Z., Alexanian A.R. The neural plasticity of early-passage human bone marrow-derived mesenchymal stem cells and their modulation with chroma-tin-modifying agents. J Tissue Eng Regen Med 2012; 8: 407-413. DOI: 10.1002/ term.1535. PMID: 22674835.

10. Bae K.S., Park J.B., Kim H.S. et al. Neuron-like differentiation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Yonsei Med J2011; 52: 401-412. DOI: 10.3349/ymj.2011.52.3.401. PMID: 21488182.

11. Ullah I., Subbarao R.B., Rho G.J. Human mesenchymal stem cells — current trends and future prospective. Biosci Rep 2015; 35: e00191. DOI: 10.1042/ BSR20150025. PMID: 25797907.

12. Gu Y., Zhang Y., Bi Y. et al. Mesenchymal stem cells suppress neuronal apoptosis and decrease IL-10 release via the TLR2/NFkB pathway in rats with hypoxic-ischemic brain damage. Mol Brain 2015; 8: 65. DOI: 10.1186/s13041-015-0157-3. PMID: 26475712.

13. Mesentier-Louro L.A., Zaverucha-do-Valle C., da Silva-Junior A.J. et al. Distribution of mesenchymal stem cells and effects on neuronal survival and axon regeneration after optic nerve crush and cell therapy. PLoS One 2014; 9: e110722. DOI: 10.1371/journal.pone.0110722. PMID: 25347773.

14. Perasso L., Cogo C.E., Giunti D. et al. Systemic administration of mesen-chymal stem cells increases neuron survival after global cerebral ischemia in vivo (2VO). Neural Plast 2010; 2010: 534925. DOI: 10.1155/2010/534925. PMID: 21331297.

15. Samsonraj R.M., Raghunath M., Nurcombe V. et al. Concise review: mul-tifaceted characterization of human mesenchymal stem cells for use in regenerative medicine. Stem Cells Transl Med 2017; 6: 2173-2185. DOI: 10.1002/ sctm.17-0129. PMID: 29076267.

16. Rohban R., Pieber T.R. Mesenchymal stem and progenitor cells in regeneration: tissue specificity and regenerative potential. Stem Cells Int 2017; 2017: 5173732. DOI: 10.1155/2017/5173732. PMID: 28286525.

17. Yan K., Zhang R., Sun C. et al. Bone marrow-derived mesenchymal stem cells maintain the resting phenotype of microglia and inhibit microglial activation. PLoS One 2013; 8: e84116. DOI: 10.1371/joumal.pone.0084116. PMID: 24391898.

18. Jose S., Tan S.W., Ooi Y.Y. et al. Mesenchymal stem cells exert anti-pro-liferative effect on lipopolysaccharide-stimulated BV2 microglia by reducing tumour necrosis factor-a levels. J Neuroinflammation 2014; 11: 149. DOI: 10.1186/ s12974-014-0149-8. PMID: 25182840.

19. Oh S.H., Kim H.N., Park H.J. et al. Mesenchymal stem cells inhibit transmission of a-synuclein by modulating clathrin-mediated endocytosis in a parkinsonian model. Cell Rep 2016; 14: 835-849. DOI: 10.1016/j.celrep.2015.12.075. PMID: 26776513.

20. Drago D., Cossetti C., Iraci N. et al. The stem cell secretome and its role in brain repair. Biochimie 2013; 95: 2271-2285. DOI: 10.1016/j.biochi.2013.06.020. PMID: 23827856.

21. Zafranskaya M.M., Nizheharodava D.B., Yurkevich M.Y. et al. In vitro assessment of mesenchymal stem cells immunosuppressive potential in multiple sclerosis patients. Immunol Lett 2013; 149: 9-18. DOI: 10.1016/j.imlet.2012.10.010. PMID: 23089549.

22. Coulson-Thomas V.J., Coulson-Thomas Y.M., Gesteira T.F., Kao WW Extrinsic and intrinsic mechanisms by which mesenchymal stem cells suppress the immune system. Ocul Surf 2016; 14: 121-134. DOI: 10.1016/j.jtos.2015.11.004. PMID: 26804815.

23. Leyendecker A.Jr., Pinheiro C.C.G., Amano M.T., Bueno D.F. The use of human mesenchymal stem cells as therapeutic agents for the in vivo treatment of

Мезенхимальные стволовые клетки при экспериментальном паркинсонизме

immune-related diseases: a systematic review. Front Immunol 2018; 9: 2056. DOI: 10.3389/fimmu.2018.02056. PMID: 30254638.

24. Teixeira F.G., Carvalho M.M., Sousa N., Salgado A.J. Mesenchymal stem cells secretome: a new paradigm for central nervous system regeneration? Cell Mol Life Sci 2013; 70: 3871-3882. DOI: 10.1007/s00018-013-1290-8. PMID: 23456256.

25. Koniusz S., Andrzejewska A., Muraca M. et al. Extracellular vesicles in physiology, pathology, and therapy of the immune and central nervous system, with focus on extracellular vesicles derived from mesenchymal stem cells as therapeutic tools. Front Cell Neurosci 2016; 10: 109. DOI: 10.3389/fncel.2016.00109. PMID: 27199663.

26. Малиновская Н.А., Гасымлы Э.Д., Баглаева О.В. и др. Экспериментальные ротеноновые модели болезни Паркинсона на крысах. Сборник научных трудов SWorld. 2012; 43(4): 57-61.

27. Sherer T.B., Betarbet R., Testa C.M. et al. Mechanism of toxicity in rotenone models of Parkinson's disease. J Neurosci 2003; 23: 10756-10764. DOI: 10.1523/ JNEUR0SCI.23-34-10756.2003. PMID: 14645467.

28. Samantaray S., Knaryan V.H., Guyton M.K. et al. The parkinsonian neurotoxin rotenone activates calpain and caspase-3 leading to motoneuron degeneration in spinal cord of Lewis rats. Neuroscience 2007; 146: 741-755. DOI: 10.1016/j.neuroscience.2007.01.056. PMID: 17367952.

29. Alam M., Schmidt WJ. Rotenone destroys dopaminergic neurons and induces parkinsonian symptoms in rats. Behav Brain Res 2002; 136: 317-324. DOI: 10.1016/S0166-4328(02)00180-8. PMID: 12385818.

30. Paxinos G., Watson C. The rat brain in stereotaxic coordinates. Elsevier, 2004: 209 р.

31. Sohni A., Verfaillie C.M. Mesenchymal stem cells migration homing and tracking. Stem Cells Int 2013; 2013: 130763. DOI: 10.1155/2013/130763. PMID: 24194766.

32. Honczarenko M., Le Y., Swierkowski M. et al. Human bone marrow stro-mal cells express a distinct set of biologically functional chemokine receptors. Stem Cells 2006; 24: 1030-1041. DOI: 10.1634/stemcells.2005-0319. PMID: 16253981.

33. Nitzsche F., Müller C., Lukomska B. Concise review: MSC adhesion cascade — insights into homing and transendothelial migration. Stem Cells 2017; 35: 1446-1460. DOI: 10.1002/stem.2614. PMID: 28316123.

34. De Becker A., Riet I.V. Homing and migration of mesenchymal stromal cells: how to improve the efficacy of cell therapy? World J Stem Cells 2016; 8: 73-87. DOI: 10.4252/wjsc.v8.i3.73. PMID: 27022438.

35. Юркевич М.Ю., Пилотович В.С., Зафранская М.М. и др. Влияние мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток на течение острого почечного повреждения (экспериментальное исследование). Инновационные технологии в медицине 2016; 4(3-4): 142-153.

36. Hu J., Zhang L., Wang N., Ding R. et al. Mesenchymal stem cells attenuate ischemic acute kidney injury by inducing regulatory T cells through splenocyte interactions. Kidney Int 2013; 84: 521-531. DOI:10.1038/ki.2013.114. PMID: 23615497.

37. Zafranskaya M., Nizheharodava D., Yurkevich M. et al. PGE2 contributes to in vitro MSC-mediated inhibition of non-specific and antigen-specific T cell proliferation in MS patients. Scand J Immunol 2013; 78: 455-462. DOI: 10.1111/ sji.12102. PMID: 23944654.

Поступила 29.10.2018 Accepted 04.03.2019

immune-related diseases: a systematic review. Front Immunol 2018; 9: 2056. DOI: 10.3389/fimmu.2018.02056. PMID: 30254638.

24. Teixeira F.G., Carvalho M.M., Sousa N., Salgado A.J. Mesenchymal stem cells secretome: a new paradigm for central nervous system regeneration? Cell Mol Life Sci 2013; 70: 3871-3882. DOI: 10.1007/s00018-013-1290-8. PMID: 23456256.

25. Koniusz S., Andrzejewska A., Muraca M. et al. Extracellular vesicles in physiology, pathology, and therapy of the immune and central nervous system, with focus on extracellular vesicles derived from mesenchymal stem cells as therapeutic tools. Front Cell Neurosci 2016; 10: 109. DOI: 10.3389/fncel.2016.00109. PMID: 27199663.

26. Malinovskaya N.A., Gasymly E.D., Baglaeva O.V. et al. [Experimental rotenone models of Parkinson disease in rats]. Sbornik nauchnykh trudov SWorld 2012; 43: 57-61.

27. Sherer T.B., Betarbet R., Testa C.M. et al. Mechanism oftoxicity in rotenone models of Parkinson's disease. J Neurosci 2003; 23: 10756-10764. DOI: 10.1523/ JNEUR0SCI.23-34-10756.2003. PMID: 14645467.

28. Samantaray S., Knaryan V.H., Guyton M.K. et al. The parkinsonian neurotoxin rotenone activates calpain and caspase-3 leading to motoneuron degeneration in spinal cord of Lewis rats. Neuroscience 2007; 146: 741-755. DOI: 10.1016/j.neuroscience.2007.01.056. PMID: 17367952.

29. Alam M., Schmidt WJ. Rotenone destroys dopaminergic neurons and induces parkinsonian symptoms in rats. Behav Brain Res 2002; 136: 317-324. DOI: 10.1016/S0166-4328(02)00180-8. PMID: 12385818.30. Paxinos G., Watson C. The rat brain in stereotaxic coordinates. Elsevier, 2004: 209 p.

31. Sohni A., Verfaillie C.M. Mesenchymal stem cells migration homing and tracking. Stem Cells Int 2013; 2013: 130763. DOI: 10.1155/2013/130763. PMID: 24194766.

32. Honczarenko M., Le Y., Swierkowski M. et al. Human bone marrow stro-mal cells express a distinct set of biologically functional chemokine receptors. Stem Cells 2006; 24: 1030-1041. DOI: 10.1634/stemcells.2005-0319. PMID: 16253981.

33. Nitzsche F., Müller C., Lukomska B. Concise review: MSC adhesion cascade — insights into homing and transendothelial migration. Stem Cells 2017; 35: 1446-1460. DOI: 10.1002/stem.2614. PMID: 28316123.34. De Becker A., Riet I.V. Homing and migration of mesenchymal stromal cells: how to improve the efficacy of cell therapy? World J Stem Cells 2016; 8: 73-87. DOI: 10.4252/wjsc. v8.i3.73. PMID: 27022438.

35. Yurkevich M.Yu., Pilotovich V.S., Zafranskaya M.M. et al. [Influence of multipotent mesenchymal stromal cells on acute renal failure course

36. Hu J., Zhang L., Wang N., Ding R. et al. Mesenchymal stem cells attenuate ischemic acute kidney injury by inducing regulatory T cells through splenocyte interactions. Kidney Int 2013; 84: 521-531. DOI:10.1038/ki.2013.114. PMID: 23615497.

37. Zafranskaya M., Nizheharodava D., Yurkevich M. et al. PGE2 contributes to in vitro MSC-mediated inhibition of non-specific and antigen-specific T cell proliferation in MS patients. Scand J Immunol 2013; 78: 455-462. DOI: 10.1111/ sji.12102. PMID: 23944654.

Received 29.10.2018 Accepted 04.03.2019

Информация об авторах: Зафранская Марина Михайловна — д.м.н., доцент, г.н.с. отдела иммунологии и биомедицинских технологий научно-исследовательской лаборатории БелМАПО; зав. каф. иммунологии и экологической эпидемиологии МГЭИ им. А.Д. Сахарова БГУ, Минск, Республика Беларусь;

Нижегородова Дарья Борисовна — к.б.н., доц., рук. отдела иммунологии и биомедицинских технологий научно-исследовательской лаборатории БелМАПО; доц. каф. иммунологии и экологической эпидемиологии МГЭИ им. А.Д. Сахарова БГУ, Минск, Республика Беларусь;

Алейникова Наталья Евгеньевна — асп. каф. неврологии и нейрохирургии БелМАПО, Минск, Республика Беларусь; Кузнецова Татьяна Евгеньевна — к.б.н., в.н.с. центра электронной и световой микроскопии Института физиологии НАН Беларуси; доц. каф. экологической медицины и радиобиологии МГЭИ им. А.Д. Сахарова БГУ, Минск, Республика Беларусь; Ванслав Маргарита Ивановна — м.н.с. отдела иммунологии и биомедицинских технологий научно-исследовательской лаборатории БелМАПО, Минск, Республика Беларусь;

Игнатович Татьяна Викторовна — м.н.с. отдела иммунологии и биомедицинских технологий научно-исследовательской лаборатории БелМАПО, Минск, Республика Беларусь;

Бойко Александр Васильевич — к.м.н., доц. каф. неврологии и нейрохирургии БелМАПО, Минск, Республика Беларусь; Пономарев Владимир Владимирович — д.м.н., проф., зав. каф. неврологии и нейрохирургии БелМАПО, Минск, Республика Беларусь

Information about the authors: Marina M. Zafranskaya, D. Sci. (Med.), Assoc. Prof., principal researcher, Immunology and biomedical technology department, Scientific and research laboratory, Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education; Head of Immunology and ecological epidemiology department, International Sakharov Environmental Institute of the Belarusian State University, Minsk, Belarus;

Darya B. Nizhegorodova, PhD (Biol.), Assoc. Prof., Head of Immunology and biomedical technology department, Scientific and Research Laboratory, Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education; Assoc. Prof., Immunology and ecological epidemiology department, International Sakharov Environmental Institute of the Belarusian State University, Minsk, Belarus; Natalia E. Aleynikova, PhD student, Neurology and neurosurgery department, Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education, Minsk, Belarus;

Tatyana E. Kuznetsova, PhD (Biol.), Assoc. Prof., senior researcher, Center of electron and light microsopy, Institute of Physiology of the National Academy of Sciences of Belarus; Assoc. Prof., Medical ecology and radiobiology department, International Sakharov Environmental Institute of the Belarusian State University, Minsk, Belarus;

Margarita I. Vanslav, junior researcher, Immunology and biomedical technology department, Scientific and Research Laboratory, Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education, Minsk, Belarus;

Tatyana V. Ignatovich, junior researcher, Immunology and biomedical technology department, Scientific and Research Laboratory, Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education, Minsk, Belarus

Alexander V. Boiko, PhD, Assoc. Prof., Neurology and neurosurgery department, Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education, Minsk, Republic of Belarus.

Vladimir V. Ponomarev, D. Sci. (Med.), Prof., Head of Neurology and neurosurgery department, Belarusian Medical Academy of Postgraduate Education, Minsk, Republic of Belarus.