Влияние химической модификации на стабильность глюкозооксидазы и формиатдегидрогеназы

УДК 577.152.3.04

ВЛИЯНИЕ ХИМИЧЕСКОЙ МОДИФИКАЦИИ НА СТАБИЛЬНОСТЬ ГЛЮКОЗООКСИДАЗЫ И ФОРМИАТДЕГИДРОГЕНАЗЫ

Д.Н. Трофимова, А.Л. Камышный*, Ш. Магдасси*, А.В. Левашов

Проведено сравнительное изучение стабильности нативных и модифицированных препаратов глюкозооксидазы из Aspergillus Niger (ГО) и формиатдегидрогеназы из метило-трофных бактерий Pseudomonas sp.101 (ФДГ) в водной среде. Обнаружено, что термоинактивация нативных и модифицированных препаратов проходит по первому порядку. Показано, что гидрофобная модификация не изменяет структуру и стабильность ГО, в то время как ФДГ очень чувствительна к изменению гидрофильно-липофильного баланса фермента. В случае гидрофильной модификации целлобиозой ФДГ термостабильность падает по сравнению с нативным ферментом в 5 раз, гидрофобная модификация (ацилирование) приводит к увеличению термостабильности фермента в 2 раза.

Одной из наиболее актуальных задач современной белковой инженерии является повышение термостабильности ферментов. На каталитические характеристики и стабильность ферментов существенное влияние может оказывать гидрофильно-липофильный баланс поверхности белка. Для изменения этого свойства применяют методы химической модификации, а также генной инженерии, например, направленный мутагенез.

Существует ряд работ [1—14], в которых продемонстрировано, что изменение гидрофильно-липофильного баланса ферментов путем химической модификации приводит к изменению активности и стабильности этих ферментов в водной и органической средах. Однако пока не удается однозначно сказать, как именно изменится стабильность фермента при той или иной модификации.

Так, модификация белков гидрофобными реагентами может приводить как к повышению, так и понижению термостабильности белков. Например, при модификации ангидридами уксусной, пропионовой, валериановой кислоты и малеиновым ангидридом аминогрупп перок-сидазы из корней хрена во всех случаях наблюдалось увеличение термостабильности модифицированных препаратов по сравнению с нативным ферментом [6, 8].

Модификация субтилизина стеароилхлоридом, описанная в работе [1], также приводит к увеличению термостабильности по сравнению с нативным белком.

Однако существует работа [15], в которой было показано, что термостабильность гидрофобизованных сте-ароилхлоридом а-химотрипсина и трипсина меньше, чем соответствующих нативных ферментов.

В случае гидрофильной модификации в работах[11, 12] описано увеличение стабильности ферментов. Модификация а-химотрипсина гидрофильными альдегида-

ми [12] приводит к 100-1000-кратным эффектам стабилизации по отношению к необратимой термоинактивации при высоких (выше 70°) температурах. Стабильность фермента тем выше, чем более гидрофильный фрагмент вводится в его молекулу при модификации.

В настоящей работе для изменения природы поверхности ферментов был использован метод химической модификации. Гидрофильную модификацию проводили путем взаимодействия аминогрупп ферментов с целлобиозой, а гидрофобную действием пальмитоилхлорида и N-гидроксисукцинимида стеариновой кислоты на аминогруппы ферментов.

В работе были использованы два хорошо изученных фермента: это глюкозооксидаза из Aspergillus niger, кото -рая находит широкое применение в биосенсорах для определения глюкозы, и формиатдегидрогеназа метилотрофных бактерий Pseudomonas sp. 101, использующаяся в качестве фермента для регенерации кофактора в ферментативных системах синтеза с использованием дегидрогеназ.

Материалы

Раствор препарата рекомбинантной NAD-зависимой формиатдегидрогеназы метилотрофных бактерий Pseudomonas sp. 101 (К.Ф. 1.2.1.2, ФДГ) в калий-фосфатном буфере (0,1 М; 0,02 М ЭДТА; pH 7,0) концентрации 5 мг/мл (удельная активность 15,8 ед/мг) был предоставлен профессором В.И. Тишковым, глюкоза-окисдаза (К.Ф. 1.1.3.4.) из Aspergillus niger 218200 ед/г ("Sigma", США, без дополнительной очистки), перокси-даза из корней хрена (К.Ф. 1.11.1.7) ("Yarinvest Medical International", Россия, препарат характеризовался величиной RZ 2,94, использовали без дополнительной очистки) , н-октан ("ч.д.а." абсолютировали обработкой

Институт прикладной химии им. Казаля, Иерусалимский еврейский университет, Иерусалим, 91904, Израиль.

натрием и очищали перегонкой), натриевая соль муравьиной кислоты (формиат натрия) "ос.ч." (Реахим, Россия), пальмитоил хлорид (получен по методике [16] действием хлористого тионила на пальмитиновую кислоту), натриевая соль ди-(2-этил) гексилового эфира сульфоянтарной кислоты (Аэрозоль ОТ, АОТ), пирогаллол, D-глюкоза, никотинамидадениндинуклеотид (NAD) (применяли без дополнительной очистки), N-гидроксисукцинимид паль-митоила, тринитробензолсульфокислота (ТНБС, очищали перекристаллизацией), D-целлобиоза, цианборгидрид натрия, додецилсульфат натрия (SDS) ("Sigma", США). В работе использовали растворители и низкомолекулярные вещества марок "ч.д.а." и "ос.ч." без дополнительной очистки.

Методики

Определение концентрации глюкозооксидазы

Концентрацию глюкозооксидазы определяли спектро-фотометрически по величине оптической плотности при 278 нм, используя коэффициент экстинции е278 = 179000М-1см-1 [17].

Определение концентрации ФДГ

Концентрацию формиатдегидрогеназы определяли спектрофотометрически по величине оптической плотности при 278 нм, используя коэффициент эк-стинции е278 = 125000М-1см-1 [18].

Гидрофобная модификация глюкозооксидазы N-гидроксисукцинимидом пальмитиновой кислоты

К 6 мл раствора ГО 4 мг/мл в 0,16 М калий фосфатном буфере (рН 8,8) с дезоксихолатом натрия (2 мас.%) добавляли каждые 2 ч по 0,1 мл N-гидроксисукцинимид пальмитиновой кислоты в 1,4-диоксане (4 порции) [19]. Молярное отношение ГО к модификирующему агенту составляло 1:56. Реакцию проводили при перемешивании в течение 8 ч, а затем фильтровали через фильтр с размером пор 0,45 мкм. Модифицированную ГО отделяли от низкомолекулярных реагентов методом диализа. Диализ проводили 4 раза по 12 ч против 0,02 М ацетат-фосфатного буфера (рН 5,5) при 4°. Полученный препарат лиофилизовали.

Гидрофобная модификация ФДГ хлорангидридом пальмитиновой кислоты

Гидрофобную модификацию ФДГ проводили по аминогруппам лизина хлорангидридом пальмитиновой кислоты. Из данных рентгеноструктурного анализа [20] известно, что на одну субъединицу ФДГ приходится 19 аминогрупп лизина и часть из них располагается в области межсубъединичного контакта. Было обнаружено [21], что каталитически важный остаток лизина находится в районе формиатсвязывающего участка активного центра ФДГ, следовательно, присутствие формиат-иона в реакционной среде является эффективной защитой от инактивации фермента при модификации.

К 0,8 мл 6 мг/мл раствора фермента в 0,1 М фосфатном буфере (рН 8,5) добавляли 25 мкл 3 М раствора формиата натрия (для защиты активного центра фермента). Реакцию инициировали добавлением 10-120 мкл раствора пальмитоил хлорида в ацетонитриле (1:1), через 30 мин препарат пропускали через фильтр (размер пор 0,22 мкм). Модифицированную ФДГ отделяли от низкомолекулярных реагентов методом гель-фильтрации. Работы по очистке препаратов белка проводили на хрома-тографической системе низкого давления ("Bio-Rad", США) на колонке с Sephadex G-25 fine, предварительно уравновешенной калий-фосфатным буфером (20 мМ, рН 8,5) с 20 мМ ЭДТА. Содержание белка контролировали по поглощению при 280 нм. Для концентрирования полученного фермента использовали Amicon.

Гидрофильная модификация ФДГ Б(+)-целлобиозой

К 1 мл 2,5 мкМ раствора ФДГ в калий-фосфатном буфере (рН 8,5) добавляли 30 мкл 0,25 М раствора Б(+)-целлобиозы. Реакцию проводили при постоянном перемешивании при 25°. Через 24 ч для восстановления основания Шиффа добавляли небольшими порциями 10 мкл раствора боргидрида натрия (5 мг/мл). При использовании в качестве восстанавливающего агента ци-анборгидрида натрия происходила полная потеря ферментативной активности. Это, по-видимому, связано с тем, что ион CN является ингибитором ФДГ. После завершения реакции модифицированную ФДГ отделяли от низкомолекулярных реагентов методом гель-фильтрации. Работы по очистке препаратов белка проводили на хроматографической системе низкого давления (Bio-Rad, США) на колонке (8х400мм) с Sephadex G-25 (fine), уравновешенной калий-фосфатным буфером (20 мМ; рН 8,5) с ЭДТА (20 мМ). Содержание белка контролировали по поглощению при 280 нм.

Контроль за чистотой фермента осуществляли по стандартной методике электрофореза в ПААГ в денатурирующих условиях, рекомендованной фирмой "BioRad" (США). Для проведения экспериментов использовали систему "Midget 2050" ("LKB", Швеция). Наличие одной узкой полосы на электрофореграмме, соответствующей молекулярной массе 45 кДа (молекулярная масса одной субъединицы нативной ФДГ составляет 44 кДа), свидетельствует о гомогенности полученного препарата и отсутствии межмолекулярных сшивок.

Измерение скорости реакции, катализируемой глюкозооксидазой

К 2 мл 20 мМ ацетат-фосфатного буфера (рН 5,5) или к 2 мл раствора Аэрозоля ОТ (0,1 М) добавляли 10 мкл раствора ГО в том же буфере (исходные концентрации препаратов фермента варьировали в пределах от 0,8 до 3,2 мкМ), 10 мкл 0,4 М раствора пирогаллола в ацетоне и 10 мкл раствора пероксидазы (ПХ) 1 мг/мл в ацетат-фосфатном буфере (рН 7,0) и встряхивали. Реакцию инициировали введением 5-60 мкл 0,5 М раствора

В(+)-глюкозы. За реакцией следили спектрофотометри-чески по накоплению продукта окисления пирогаллола на длине волны 420 нм при 25°.

Определение каталитической активности препаратов ФДГ

Активность препаратов ФДГ определяли спектрофото-метрически по накоплению образующегося КАБЫ (е = 6220 М-1см-1) [22] при 340 нм и температуре 37° [18]. К 1,84 мл 0,02 М калий фосфатного буфера (рН 8,5) добавляли 10 мкл раствора КАБ+ 0,3 М и 0,3 мл 3 М раствора формиата натрия. Реакцию инициировали введением 50 мкл раствора ФДГ. Эксперименты проводили на спектрофотометре Shimadzu иУ 265Е№Г (Япония).

Определение концентрации активного фермента в препаратах ФДГ

Концентрацию активного фермента в препаратах ФДГ определяли по стандартной методике [18]. К 1,84 мл 0,02 М калий фосфатного буфера (рН 8,5) добавляли 10 мкл раствора КАБ+ 0,3 М и 300 мкл 3 М раствора формиата натрия. Реакцию инициировали введением 50 мкл раствора ФДГ. Фиксировали спектрофо-тометрически накопление образующегося КАБЫ при 340 нм и температуре 37°. Эксперименты проводили на спектрофотометре Shimadzu иУ 265 FW (Япония).

По соотношению полученной величины скорости реакции с удельной активностью ФДГ (15,8 ед/мг) определяли концентрацию активного фермента в мг/мл.

Измерение скорости реакции, катализируемой формиатдегидрогеназой

К 2 мл 0,1 М раствора АОТ в октане добавляли калий-фосфатный буфер 20 мМ (рН 8,5), 10 мкл 0,3 М водного раствора КАБ+, 10 мкл раствора фермента (исходные концентрации препаратов фермента варьировали в пределах от 21,5 до 56,8 мкМ) и встряхивали до получения гомогенного оптически прозрачного раствора. Реакцию инициировали введением 5-100 мкл 0,3 М раствора формиата натрия. За реакцией следили спектрофотометрически на длине волны 340 нм при 25°.

Определение степени модификации ферментов

Степень модификации полученных препаратов ФДГ определяли по стандартной методике [23] титрованием аминогрупп белка тринитробензолсульфокислотой (ТНБС). Перед титрованием анализируемый препарат ФДГ диализовали против 500-кратного объема дистиллированной воды в течение одних суток при 4°.

В случае препаратов ГО степень модификации определяли по методике [24], отличной от стандартной методики определения КЫ2 групп в белках, так как ГО имеет максимум поглощения на длине волны 420 нм, который мешает определению концентрации продукта реакции ТНБС с КЫ2-группами.

t, c

0 2000 4000 6000 8000

Рис. 1. Зависимость логарифма остаточной ферментативной активности ФДГ от времени: 1 - ФДГ, модифицированная хлорангидридом пальмитиновой кислоты, 2 - нативная ФДГ, 3 - ФДГ, модифицированная целлобиозой

Измерение тушения собственной флуоресценции, нативной и модифицированной ФДГ

Измерение интенсивности собственной флуоресценции нативной и модифицированных форм формиатде-гидрогеназы проводили на люминесцентном спектрометре фирмы Perkin Elmer LS50B (Швеция). Длина волны возбуждения составляла 295 нм. Интенсивность флуоресценции измеряли при длине волны 345 нм. Во флуориметрическую кювету с длиной оптического пути 1 см и общим объемом 2,0 мл, содержащую калий-фосфатный буфер (рН 8,5) и мочевину с концентрацией 08 М, добавляли аликвоты 10 мкл раствора фермента с концентрацией 0,2-0,5 мг/мл.

Определение термостабильности препаратов ферментов

Термостабильность нативной и модифицированных препаратов ФДГ измеряли при 63°. Эпендорфы с препаратами ФДГ помещали в прогретый до нужной температуры водяной термостат. Через фиксированные интервалы времени отбирали аликвоты препарата фермента и охлаждали во льду. Затем измеряли остаточную активность ФДГ при фиксированной концентрации NAD+ и формиата при 25°. Константу скорости термоинактивации определяли как тангенс угла наклона прямой графика зависимости натурального логарифма величины остаточной активности от времени методом линейной регрессии.

Термостабильность ГО измеряли при 60°. В термостат помещали раствор фермента в ацетат-фосфатном буфере (0,02 М; рН 7,0), в буфере в присутствии SDS (0,01 М) или раствор фермента, солюбилизированного в системе обращенных мицелл АОТ-вода-октан (0,1 М АОТ, W0 = 22). Через фиксированные интервалы времени отбирали аликвоты препарата фермента (2 мл) и охлаждали во льду. Затем добавляли 10 мкл 0,4 М раство-

0 2 4 6 8

[мочевина], М

Рис. 2. Зависимость интенсивности собственной флуоресценции ФДГ от концентрации мочевины в растворе: 1 - на-тивная ФДГ, 2 - модифицированная целлобиозой ФДГ, 3 - модифицированная хлорангидридом пальмитиновой кислоты ФДГ

ра пирогаллола в ацетоне и 10 мкл раствора пероксидазы (ПХ) 1мг/мл в ацетат-фосфатном буфере (рН 7,0) и встряхивали. Реакцию инициировали введением 5-60 мкл 0,5 М раствора Б(+)-глюкозы. За реакцией следили спектро-фотометрически по накоплению продукта окисления пирогаллола на длине волны 420 нм при 25°.

Результаты и их обсуждение

Было проведено сравнительное изучение термостабильности нативной ФДГ и модифицированной гидрофильно (ФДГ-14СВ) и гидрофобно (ФДГ-8С16).

Процесс термоинактивации всех исследованных нами препаратов ФДГ следует кинетике первого порядка (рис. 1). Константа термоинактивации при 62° для нативного фермента составляет 13 х10 5 с \ для гидро-филизированного 63х 10-5 с-1, а для гидрофобизованно-го 7х 10 5 с \ Отметим, что в координатах реакции первого порядка эта зависимость не имеет точек перегиба, что свидетельствует о том, что реакция термоинактивации ФДГ псевдопервого порядка. Мы видим, что гидрофобная модификация приводит к повышению термостабильности фермента примерно в 2 раза. В случае же гидрофильной модификации термостабильность фермента уменьшается примерно в 5 раз.

Потеря термостабильности может быть связана как с ослаблением межсубъединичных контактов при гидрофильной модификации и приводящим к диссоциации димерной молекулы белка на мономеры, так и с облегчением разворачивания полипептидной цепи.

Для того чтобы прояснить механизм влияния модификации на стабильность фермента, мы изучили зависимость интенсивности собственной флуоресценции на-тивной и модифицированных препаратов ФДГ от концентрации мочевины в растворе, т.е. в условиях обратимой денатурации (рис. 2) . Снижение интенсивности собственной флуоресценции белка связана с процессами разворачивания и диссоциации, а положение точки

перегиба может служить мерой прочности межсубъе-диничных взаимодействий. Видно, что для модифицированных как гидрофильно, так и гидрофобно препаратов ФДГ точка полуинактивации смещается в сторону меньших концентраций мочевины. То есть гидрофильная и гидрофобная модификации ФДГ приводят к понижению стабильности в условиях обратимой денатурации в мочевине.

Существует работа [25], в которой показано, что гидрофильная модификация ФДГ глюкозой стабилизирует мономерную форму фермента и препятствует агрегации субъединиц в мягких условиях в системе обращенных мицелл. В то же время было показано [26], что и гидрофобная модификация пальмитоилхлоридом ФДГ также приводит к стабилизации мономерной формы. Причем с увеличением степени модификации фермента ослабляются межсубъеди-ничные взаимодействия и при больших степенях модификации образование димера модифицированной ФДГ в системе обращенных мицелл не происходит.

Иными словами, независимо от природы модифицирующего агента (гидрофильный, гидрофобный) модификация приводит к падению стабильности в условиях обратимой денатурации в мочевине за счет ослабления межсубъединичных взаимодействий. Однако в случае необратимой термоинактивации гидрофильная модификация приводит к понижению стабильности, а гидрофобная, наоборот, к повышению. Дело здесь заключается, по-видимому, в том, что несмотря на то, что гидрофобная модификация приводит к ослаблению межсубъ-единичного контакта, наличие остатков жирной кислоты на поверхности белковой молекулы затрудняет выход полипептидных цепей в водный раствор, т. е. затрудняет разворачивание белковой глобулы. В свете таких представлений гидрофилизация белка может способ-

г, с

0 5000 10000 15000 200

ная М-гидроксисукцинимидом пальмитиновой кислоты ГО в воде, 3 - нативная и 4 - модифицированная ГО в присутствии 0,01 М ЗБЗ, 5 - нативная и 6 - модифицированная ГО

ствовать его "растворению" в воде, т.е. облегчает переход глобулы в развернутое состояние.

Сравнительное исследование термостабильности на-тивной и модифицированной ГО из Aspergillus Niger дало принципиально иные результаты.

На рис. 3 приведены зависимости логарифма остаточной ферментативной активности от времени инактивации для нативной и модифицированной ГО при 60° (прямые 1 и 2 соответственно). Константа термоинактивации при 60° для нативного фермента в водной среде составляет 4,43 х10 4 с 1, а для гидрофобизованного 5,63 х10 4 с 1. Видно, что гидрофобная модификация практически не влияет на термостабильность фермента в водной среде.

В настоящее время существует проблема сохранения каталитической активности ферментов при высоких температурах, в присутствии ПАВ. Известно, что неионные ПАВ незначительно уменьшают активность ГО, однако в присутствии ионных ПАВ, таких как SDS или СТАВ, активность существенно ухудшается.

Нами была изучена термостабильность нативной и модифицированной ГО в присутствие SDS при 60° (прямые 3 и 4 на рис. 3 соответственно). Константа термоинактивации при 60° для нативного фермента в водной среде в присутствие SDS составляет 11,5х 10-4 с1, а для гидрофобизованного 10х 10-4 с-1. Гидрофобная модификация практически не влияет на термостабильность

Работа была частично финансирс

данного фермента в водной среде в присутствии БОБ. Добавка БОБ приводит к потере термостабильности ГО примерно в 2 раза.

Помимо влияния ПАВ в прямых мицеллах, нами было изучено влияние обращенных мицелл анионного ПАВ, Аэрозоля ОТ (АОТ). Термостабильность натив-ной и модифицированной ГО в системе АОТ-вода-ок-тан представлена на рис. 3 (прямые 5 и 6). Отметим, что уровень каталитической активности в системе обращенных мицелл нативной и гидрофобизованной ГО практически не отличается от водной среды, тогда как термостабильность исследуемых препаратов фермента существенно изменяется при переходе от моды к ми-целлярной системе. Константа термоинактивации при 60° для нативного фермента в системе обращенных мицелл составляет 1,2х10-5 с-1, а для гидрофобизованного 1,0 х10 5 с1. В то время как в водной среде уменьшение ферментативной активности в 2 раза происходит за 25 мин, в системе обращенных мицелл ГО теряет половину активности за 18 ч (т.е. стабильность повышается в 40 раз).

Наблюдаемый выше стабилизационный эффект, по-видимому, обусловлен тем, что в системе обращенных мицелл ГО образует прочный комплекс с мицеллярной матрицей, что затрудняет конформационную подвижность белка, в том числе его разворачивание, вследствие чего повышается термостабильность.

ша грантом правительства Израиля.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. Plou F.J., Ballesteros A. // FEBS Lett. 1994. 339. Р. 200.

2. Kabanov A. V., Levashov A. V., Alakhov V.Y. // Protein Engineering.

1989. 3. Р. 39.

3. Кабанов А.В., Левашов А.В., Матинек К. // Вестн. Моск. ун-та.

Сер. 2. Химия. 1986. 27. Р. 591.

4. Torchilin V.P., Maksimenko A.V., Smirnov N.V., Berezin I.V.,

Martinek K. // Biochem. Biophys. Acta. 1979. 568. Р. 1.

5. Leach S.J, BoydH. // Biochem. Biophys.Acta. 1977. 534. Р. 522.

6. Угарова Н.Н., Бровко Л.И., Рожкова Г.Д., Березин И.В. // Био-

химия. 1977. 42. Р. 1212.

7. Угарова Н.Н., Рожкова Г.Д., Березин И.В. // Биохимия. 1978. 43.

Р. 1382.

8. Ugarova N.N., Rozhkova G.D., Berezin I.V. // Biochem Biophys.

Acta. 1979. 570. Р. 31.

9. Levashov A. V., Rariy R. V., Martinek K, Klyachko N.L. // FEBS Lett.

1993. 336. Р. 385.

10. Рарий Р.В., Клячко Н.Л., Левашов А.В. // Биоорг. хим. 1994. 20. Р. 249.

11. Baek W-O, Vijayalakshmi M.A. // Biochem. Biophys.Acta. 1997.

1336. Р. 394.

12. Mozhaev V.V., Siksnis V.A., Melik-Nubarov N.S., Galkantaite N.Z., Denis G.J., Butkus E.P., Zaslavsky B.Y., Mestechkina N.M., Martinek K. // Eur. J. Biochem. 1988. 173. Р. 147.

13. Olden K., Parent J.B., White S.L. Biochimica et Biophysica. 1982. 650. Р. 209.

14. Schwarz R.T, Datema R. // Advances in Carbohydrate Chemistry Biochemistry. 1982. 40. Р. 287.

15. МожаевВ.В. Дис. ... канд. хим. наук. М., 1989.

16. Hodman C.D. // Handbook of chemistry and physics. Claveland,

1951. Р. 1414.

17. Wilson R, Turner A. // Biosens. Bioelectron. 1992. 7. Р. 165.

18. ТишковВ.И. Дис. ... канд. хим. наук. М., 1993.

19. Baszkin A., BoissonnadeM.M., Rosilio V., KamyshnyA., Magdassi S. // J. colloid and interface science. 1997. 190. Р. 313.

20. Lamzin V.S., Dauter Z., Popov V.O., Harutyunyan E.H., Wilson K.S. // J. Mol. Biol. 1994. 236. Р. 759.

21. Попов В.О., Тишков В.И., Дайниченко В.В., Егоров А.М. // Биохимия. 1983. 48. 747.

22. Garza-Ramos G., Tuena de Gomez-Puyou M., Gracy R.W. // Eur. J. Biochem, 1992. 208. Р. 389.

23. Fields R. // J. Biochem. 1971. 124. Р. 581.

24. Alder-Nissen J. // Agric. Food Chem. 1979. 27. Р. 1256.

25. Трофимова Д.Н., Левашов А.В. // Вестн. Моск. ун-та. Сер. Хим. 2000. 41. С. 390.

26. Трофимова Д.Н., Левашов А.В. // Биоорг хим. 2002 (в печати).

Поступила в редакцию 25.10.02