Способность к формированию биопленок у клинических штаммов S. aureus и S. epidermidis - ведущих возбудителей ортопедической имплант-ассоциированной инфекции

Способность к формированию биопленок у клинических штаммов Э.аигеиБ и Э.ер'^егт'^э — ведущих возбудителей ортопедической имплант-ассоциированной инфекции

С. А. Божкова, М. В. Краснова, Е. М. Полякова, А. Н. Рукина, В. В. Шабанова

ФГБУ «Российский НИИ травматологии и ортопедии им. Р. Р. Вредена» Минздрава России, Санкт-Петербург, Россия

Цель. Изучение in vitro способности к формированию микробных биопленок у штаммов Staphylococcus aureus и Staphylococcus epidermidis, возбудителей ортопедической имплант-ассоциированной инфекции (ИАИ), в зависимости от источника выделения штамма, вида возбудителя и его чувствительности к метициллину.

Материал и методы. Изучены 241 штамм S. aureus и 153 штамма S. epidermidis, выделенные из тканевых биоптатов, аспиратов и с удаленных ортопедических конструкций от 321 пациента с ИАИ. Чувствительность к антибиотикам оценивали по критериям EUCAST, версия 1.3. Биопленкообразующую способность исследовали по методу G. D. Christensen (1985). При оптической плотности более 0,2 способность к формированию микробных биопленок оценивали как выраженную (БПО-1). Статистический анализ проводили с использованием Z-критерия.

Результаты. БПО-1 установлена у 40,9% исследованных штаммов. Доля сильных био-пленкообразователей среди изолятов, выделенных с ортопедических конструкций, составила 60,9% для S. epidermidis и 43,3% для S. aureus. Штаммы обоих видов стафилококка, выделен-

ные из тканевых биоптатов и с поверхности конструкций, чаще чем у изолятов из аспиратов (p<0,05) характеризовались выраженной способностью к формированию биопленки. Доля MRSA составила 30,7%, MRSE — 77,8%. Сильных биопленкообразователей среди штаммов MRSE было больше по сравнению с MRSA (47,9% vs 31,1%; p<0,05). Доля метициллинорезистен-тных изолятов из биологического материала превысила таковую у штаммов с удаленных конструкций (p<0,01).

Выводы. Среди S. epidermidis чаще встречаются сильные биопленкообразователи и мети-циллинорезистентные штаммы, однако прямой зависимости между этими свойствами не установлено. Выраженная способность к формированию микробных биопленок более характерна для S. epidermidis, чем S. aureus, а также для штаммов, выделенных с ортопедических конструкций и тканевых биоптатов, по сравнению с изолятами из аспиратов, вне зависимости от вида стафилококка.

Ключевые слова: имплант-ассоциирован-ная инфекция, S. aureus, S. epidermidis, микробные биопленки, метициллинорезистентность.

Контактный адрес:

Светлана Анатольевна Божкова

Эл. почта: clinpharm-rniito@yandex.ru

Biofilm Formation by Clinical Isolates of S. aureus and S. epidermidis in Prosthetic Joint Infection

S. A. Bozhkova, M. V. Krasnova, E. M. Polyakova, A. N. Rukina, V. V. Shabanova

Russian Research Institute of Traumatology and Orthopaedics named after R.R. Vreden, Saint-Petersburg, Russia

Objectives. In vitro study of biofilm forming capacity of S. aureus and S. epidermidis strains, most common etiological agents of PJI following orthopedic surgeries, depending on source of strain, species of etiological agent and methicillin susceptibility.

Materials and methods. 241 S. aureus and 153 S. epidermidis strains, isolated from the tissue biopsies, the join aspirates and removed orthopedic prosthesis in 2012 year from 321 patients with PJI were investigated. Antibiotic susceptibility was estimated according to EUCAST criteria, version 1.3. The biofilm forming capacity was tested according to Christensen's method (1985). When OD>0,2 strains were considered as strong biofilm forming strains. Statistical analysis was performed with Z-criterion tested.

Results. 40,9% of strains were found to be strong biofilm forming strains. The most strong biofilm forming capacity was shown for 60,9% of S. epidermidis strains and 43,3% of S. aureus strains isolated from removed prosthesis. The strains of both species, isolated from tissue biopsies and removed orthopedic implants (OI),

possessed strong biofilm forming capacity more often than isolates from aspirates (p<0,05). MRSA amounted to 30,7% and MRSE — 77,8%. The percentage of strong biofilm forming strains was more among MRSE strains compared to MRSA strains (47,9 vs 31,1%; p<0,05). The percentage of MR strains, isolated from biological samples, was higher than one for strains from removed OI (p<0.01).

Conclusion. Staphylococcus spp., etiological agents of PJI, in 40,9% causes possessed strong biofilm forming capacity. The strong forming biofilm strains and methicillin resistant strains were seen more often among S. epidermidis strains, but any correlation between these properties was not revealed. The strong biofilm forming capacity was more typical for S. epidermidis strains and also for strains from OI and tissue biopsies compared to isolates from aspirates irrespective of staphylococcus species.

Key words: prosthetic joint infection, S. aureus, S. epidermidis, microbial biofilms, MRSA, MRSE.

Введение_

В настоящее время наиболее эффективным методом лечения заболеваний и травматических повреждений крупных суставов является их эндо-протезирование. Число операций по замене крупных суставов постоянно растет: в 2003 г. в США было выполнено 220 000 артропластик тазобедренного сустава, а к 2030 г. ожидается увеличение числа аналогичных операций до 572 000 [1]. Вместе с тем, ни постоянное совершенствование техники оперативного вмешательства, ни применение современных антисептиков и дезинфектантов не уменьшают риск развития инфекционных осложнений в области установки эндопротеза. Частота инфекционных осложнений при первичном эндо-протезировании составляет 0,2-2,5%, при ревизионной операции — 1,1-4,8%, а в случае ревизионного эндопротезирования у пациента с пара-протезной инфекцией частота рецидива достигает 23,2-31,5% [2,3]. Искусственные суставы — одна из наиболее уязвимых групп имплантатов, для которых риск инфицирования сохраняется пожизненно, и, не в последнюю очередь, это обусловлено тем, что в присутствии инородного тела в 10 000 раз и более снижается минимальная абсцесс-продуцирующая

доза возбудителей инфекции, а сам макроорганизм становится более восприимчивым к бактериальным и грибковым инфекциям [4].

В последние десятилетия, благодаря исследованиям ученых в разных областях науки, удалось в значительной мере выяснить причины столь частой неэффективности антимикробной терапии инфекционных осложнений, возникающих в ортопедической имплантологии крупных суставов. Во многом это связывают со способностью микробных возбудителей параэндопротезной инфекции, в частности представителей рода Staphylococcus, формировать на имплантатах биопленки.

Существование в форме биопленок можно рассматривать как эффективную защитную стратегию бактерий. Микроорганизмы в составе биопленок (сессильные формы) характеризуются множественной антибиотикорезистентностью и устойчивостью к воздействию иммунной системы макроорганизма [5]. Причины сниженной чувствительности сессильных форм бактерий остаются предметом дискуссий. В условиях макроорганизма экзополи-сахаридный матрикс биопленки защищает бактерии от фагоцитоза нейтрофилами, стимулирует моно-

циты для продукции простагландина Е, который подавляет пролиферацию Т-лимфоцитов, бласт-трансформацию В-лимфоцитов, продукцию иммуноглобулинов и хемотаксис [6]. В клинических условиях это приводит к хронизации инфекционного процесса.

Планктонные клетки микробов характеризуются быстрой пролиферацией и распространением в новые локусы организма, в то время как для сессильных форм характерна «оседлость», специализация функций внутри биопленки и высокая фенотипическая резистентность, обусловленная медленным ростом с измененной физиологией и сниженным метаболизмом [7]. При стандартных режимах антибактериальной терапии биопленочная резистентность является одной из причин безуспешных попыток эрадикации бактерий, адге-зированных на поверхности имплантатов [5, 8]. Кроме того, биопленки могут представлять собой постоянный источник персистирующих микробных клеток, время от времени высвобождающихся из матрикса биопленки и диссеминирующих в окружающие сустав и отдаленные ткани макроорганизма.

Существование возбудителей в составе биопленок затрудняет диагностику имплант-ассоци-ированной инфекции и снижает эффективность антибактериальной терапии. При обследовании пациентов с наличием эндопротеза или других металлоконструкций низкая информативность дооперационной бактериологической диагностики параэндопротезной инфекции обусловлена тем, что в исследуемом аспирате могут отсутствовать планктонные формы возбудителя, тогда как на поверхности имплантата сформирована биопленка с прочно внедренными в нее инфекционными агентами [9].

На сегодняшний день общепризнанно, что стафилококки — главные возбудители инфекции области хирургического вмешательства в травматологии и ортопедии, в том числе после эндопротезиро-вания крупных суставов. Двум видам стафилококка — Staphylococcus aureus и Staphylococcus epidermidis — в этиологии параэндопротезной инфекции отводится ведущая роль, во многом обусловленная их способностью быстро формировать многоуровневые микробные биопленки на поверхности искусственных имплантатов [10, 11]. Этот процесс у стафилококков детерминируется продукцией внеклеточной субстанции — полисахаридного межклеточного адгезина и других представленных на поверхности микробных клеток факторов, которые способствуют адгезии бактерий к имплантатам и последующему образованию многослойных кле-

точных кластеров, дающих начало образованию биопленок [8].

В результате того, что число эндопротезиро-ваний крупных суставов постоянно увеличивается, возрастает и связанная с проблемой параэндопротезной инфекции актуальность исследования причин развития данного осложнения, а также необходимость разработки методов ранней диагностики и эффективных способов лечения. Все это требует изучения свойств возбудителей, в частности Staphylococcus spp., изолированных из биоматериалов и с удаленных имплантатов, и выяснения патогенетической роли сформированных ими биопленок.

Цель исследования — изучить in vitro способность к формированию микробных биопленок у штаммов S. aureus и S. epidermidis — возбудителей ортопедической имплант-ассоциированной инфекции, в зависимости от источника выделения штамма, вида возбудителя и его чувствительности к метициллину.

Материал и методы_

Исследование основано на изучении способности к биопленкообразованию (БПО) у 394 штаммов стафилококков (241 — S. aureus и 153 — S. epidermi-dis), выделенных из тканевых биоптатов, аспиратов и удаленных конструкций у 321 пациента, получавших лечение в клинике РНИИТО им. Р. Р. Вредена в 2012 г. по поводу имплант-ассоциированной инфекции (ИАИ) после предшествующих ортопедических операций (табл. 1).

Для бактериологического исследования образцов биологического материала использовали прямой посев на питательные среды. Исследование компонентов удаленных эндопротезов включало обязательную деструкцию микробной биопленки с помощью ультразвуковой обработки в течение 5 мин, при мощности 300 Вт и номинальной частоте 40 кГц, с целью получения взвеси сессильных микробных клеток для дальнейшего культурального исследования [12].

Видовую идентификацию штаммов выполняли с использованием микробиологического анализатора Vitek 2 (BioMerieux); выявление метицилли-норезистентности осуществляли диско-диффузионным методом с использованием агара Мюллера-Хинтон и дисков с цефокситином — FOX 30 (Oxoid, Великобритания). Согласно критериям EUCAST, версия 1.3 (2011), резистентными считали штаммы с диаметром зоны подавления роста для S. aureus <22 мм, для S. epidermidis <25 мм [13].

Пленкообразующие свойства штаммов изучали по методу G. D. Christensen et al. [14] с минималь-

Таблица 1. Распределение пациентов по виду хирургического вмешательства, предшествующего развитию ИАИ

Хирургическое вмешательство Количество пациентов

Эндопротезирование

тазобедренного сустава 184

Эндопротезирование 90

коленного сустава

Остеосинтез костей голени 14

Эндопротезирование 10

плечевого сустава

Спондилосинтез 10

Эндопротезирование 9

локтевого сустава

Эндопротезирование 4

голеностопного сустава

ными изменениями в собственной модификации. Суточную бульонную культуру Staphylococcus spp. (18 ч, 37 °C) стерильным питательным бульоном разводили до стандартной мутности 0,5 McFarland, разбавляли в 100 раз и полученную микробную взвесь (106 КОЕ/мл) по 150 мкл вносили в лунки стерильных 96-луночных микропланшет, соблюдая 4-кратные повторности. В каждую серию опытов для оценки воспроизводимости результатов включали референтные штаммы S. aureus ATCC 6538 и S. aureus АТСС 25923. Отрицательным контролем служили лунки со стерильным питательным бульоном. Закрытые крышками планшеты инкубировали во влажной камере 48 ч при 37 °C, после чего удаляли инкубационную среду с микробным планктоном и вносили в лунки по 170 мкл 0,1% раствора кристаллического фиолетового на 40 мин. Затем планшеты трехкратно отмывали водой и проводили экстракцию красителя этиловым спиртом в течение 45 мин с последующим измерением оптической плотности (ОП) полученных экстрактов кристаллического фиолетового при длине волны 540 нм (iEMS-фотометр, Thermo Labsystems). Средние значения по результатам 4-кратных измерений вносили в базу данных эксперимента.

Для референтных штаммов S. aureus ATCC 6538 и S. aureus АТСС 25923 средние значения ОП и среднеквадратичное отклонение между сериями измерений способности к биопленкообразова-нию (БПО) составили 0,596±0,127 и 0,052±0,018 соответственно. По результатам измерения ОП штаммы были распределены на две группы в зависимости от их способности к биопленкообразо-ванию: БП0-0 — слабые биопленкообразователи (0П<0,2) и БПО-1 — сильные биопленкообразователи (ОП>0,2) [15].

Для достижения поставленной цели анализировали зависимость степени БПО от источника выделения штамма, вида стафилококка и чувствительности к метициллину. Статистическую обработку выполняли с помощью MS Office Excel, 2007 (Microsoft, США), для статистического анализа полученных данных использовали Z-критерий стандартного нормального распределения для оценки разности между долями [16]. Различия принимали за достоверные при p<0,05.

Результаты исследования_

Эпидемиологическая характеристика исследуемых штаммов. Исследуемые штаммы стафилококков были выделены из различных источников: 77,2% изолятов — из биологического материала, включая биоптаты (n=144) и аспираты (n=160); 22,8% штаммов (n=90) — с удаленных ортопедических конструкций (эндопротезов, металлоконструкций, спейсеров). У половины всех исследуемых штаммов стафилококков выявлена устойчивость к мети-циллину. При этом из биологического материала метициллинорезистентные штаммы выделяли значительно чаще (p<0,01), чем с ортопедических конструкций (53% vs 35,6%). Среди S. aureus мети-циллинорезистентные (MRSA) штаммы составили 30,7%, среди S. epidermidis метициллинорези-стентные (MRSE) — 77,8%. Установлено (рис. 1), что с ортопедических конструкций, в сравнении с биологическим материалом, значительно чаще (p<0,01) выделяли метициллиночувствительные S. aures (MSSA) и реже — MRSE (p<0,01).

Оценка способности биопленкообразования выделенных штаммов. В результате проведенного исследования выявлено, что выраженной способностью к формированию биопленок

37,8

57,8* • и

I | Биологический материал СИ Ортопедические конструкции

33,6

19,4

2

16,7

J^ 6,7

zBH

18,9*

MSSA

Рис. 1. Сравнительное распределение S. aureus и S. epidermidis в зависимости от источника выделения и чувствительности к метициллину, %

Примечание. * - p<0,01 в сравнении с биологическим материалом

Таблица 2. Распределение штаммов Staphylococcus spp. (n=394) из различных источников по степени БПО

Степень БПО Ортопедические конструкции Тканевые биоптаты Аспираты Всего

количество штаммов, %

БПО-0 БПО-1 52,2

Итого 100

Примечание. * - (p<0,01) по сравнению с долей сильных биопленкообразователей (БПО-1), выделенных из аспиратов

27,2*

43,3*

46,5*

60,9*

47,9

38,6

72,8

56,7

53,5

39,1

52,1

61,4

ОК

БТ

Асп ОК

БПО-0  БПО-1

БТ

Асп

б

a

Рис. 2. Распределение по способности к БПО штаммов S. aureus (n=241) (а) и S. epidermidis (n=153) (б) из различных источников выделения, %: ОК - удаленные ортопедические конструкции; БТ - биоптаты тканевые; Асп - аспираты

* — p<0,05, по сравнению с долей изолятов с БПО-1, выделенных из аспиратов ** — p<0,01, по сравнению с долей изолятов с БПО-1, выделенных из аспиратов

*** — p<0,01, по сравнению с долей изолятов S. epidermidis с БПО-1, выделенных из того же источника

проявляли БПО-1, по сравнению с изолятами из аспиратов (табл. 2).

Анализ межвидовых различий по способности к биопленкообразованию, в зависимости от источника выделения возбудителей, показал (рис. 2, а и б), что среди изолятов с ортопедических конструкций штаммы S. epidermidis чаще, чем S. aureus (60,9% vs. 43,3%; p>0,05) демонстрировали БПО-1. Установлено также, что штаммы обоих видов стафилококков, выделенные из аспиратов, в подавляющем большинстве случаев характеризовались слабой способностью к формированию биопленки, в отличие от изолятов из тканевых биоптатов (p<0,05) и с ортопедических конструкций (p<0,05) (см. рис. 2, а и б).

В целом, штаммы S. aureus реже, чем S. epidermidis (p<0,01), демонстрировали БПО-1 (37,3%), при этом сильные биопленкообразователи среди MSSA встречались несколько чаще (рис. 3), чем среди MRSA (40,1% vs 31,1%, p>0,05). В то же время, выраженная способность к формированию биопленки, вне зависимости от чувствительности к метициллину, установлена у 46,4% изолятов S. epidermidis. Межвидовой сравнительный анализ показал, что сильных биопленкообразователей среди штаммов MRSE было достоверно больше по сравнению с MRSA (47,9% vs 31,1%; p<0,05).

Обсуждение результатов

S. aureus и S. epidermidis являются наиболее распространенными возбудителями инфекций в ортопедической имплантологии [17,18]. Представители S. aureus обладают множеством факторов вирулентности, ответственных за быстрое развитие инфекционного процесса, и часто являются резистентными или полирезистентными к антибиотикам [19]. В силу этих обстоятельств, многие десятилетия S. aureus находится в фокусе пристального внимания ученых и практических врачей всего мира. И только в последнее десятилетие появилось понимание истинной роли коагулазонегативных стафилококков (КНС) и их значения в развитии послеоперационных инфекционных осложнений, в частности ИАИ в травматологии и ортопедии.

Представители КНС, главным образом S. epi-dermidis, в отличие от S. aureus, обладают минимальным набором факторов вирулентности. Кроме того, являясь комменсалами, они в значительном количестве населяют кожные покровы и слизистые оболочки организма [20], в связи с чем до недавнего времени штаммы S. epidermidis, выделенные при бактериологической диагностике инфекционных осложнений, расценивали как контаминанты,

68,9*

59,9*

40,1

БПО-О

58,8

БПО-1

31,1**

52,1

41,2

рП 47,9

MSSA

Рис. 3. Распределение штаммов Staphylococcus spp. (n=394) по способности к БПО в зависимости от вида и чувствительности к метициллину, %. Примечание. * - (p<0,01) в сравнении с долей БПО-О в той же группе;

** - (Р<0,05) в сравнении с долей БПО-1 в группе MRSE.

а не как возбудители. Однако все более широкое использование различных медицинских изделий и биоматериалов, внедряемых в организм человека, привело к накоплению значительного количества фактов, свидетельствующих о причастности S. epidermidis к биоматериал-ассоциированным инфекциям. В результате ряда исследований было показано, что способность S. epidermidis образовывать биопленки является мощным фактором вирулентности, определяющим на сегодняшний день этиологическое лидерство S. epidermidis в имплант-ассоциированных инфекциях [21, 22].

По данным зарубежной научной литературы, еще в прошлом десятилетии резистентность S. epidermidis, возбудителей нозокомиальных инфекций, к бета-лактамам составляла 37-60% [23, 24]. Таким образом, S. epidermidis освоили нозокомиальную среду в качестве новой экологической ниши и превратились в возбудителя, заслуживающего особого внимания, что подтверждается результатами нашего исследования, в котором установлено двукратное преобладание количества резистентных к метицил-лину клинических штаммов S. epidermidis, в сравнении с количеством аналогичных изолятов S. aureus (77,8 и 30,7% соответственно).

В настоящее время среди нозокомиальных штаммов S. epidermidis выявлено лишь ограниченное число эпидемических клонов, основная часть которых принадлежит большому клональному комплексу СС2 [20]. Эти штаммы являются носителями различных кассет SCCmec, детерминирующих метициллинорезистентность и характеризующихся выраженной способностью формировать биопленки, в том числе на изделиях медицинского назначения, что также можно отнести к одному из

механизмов неспецифической резистентности [21]. Кроме того, по мнению некоторых исследователей, S. epidermidis может представлять собой резервуар генов, которые в случае горизонтального переноса могут усиливать патогенный потенциал S. aureus [25, 26].

В результате скрининга способности стафилококков к формированию биопленок выявлено, что 40,9% (161/394) штаммов, включенных в настоящее исследование, являлись сильными биоплен-кообразователями (см. табл. 2). В свою очередь, стафилококковые изоляты из тканевых биоптатов и с удаленных ортопедических конструкций характеризовались интенсивной продукцией биопленки почти в половине случаев (47,2 и 47,8% соответственно), тогда как штаммы, выделенные из аспира-тов, значимо реже (p<0,01) демонстрировали выраженную способность к БПО (31,3%). По-видимому, это может быть связано с тем, что из аспиратов чаще выделяются планктонные формы штаммов, не обладающие достаточной способностью к формированию микробных пленок.

Межвидовой сравнительный анализ распределения штаммов стафилококков по способности к БПО и в зависимости от источника выделения показал (см. рис. 2), что обнаруженные в аспиратах и на ортопедических конструкциях штаммы S. epidermidis чаще аналогичных изолятов S. aureus (p<0,01) характеризуются выраженной способностью к БПО. Процентное соотношение количества штаммов с разной степенью БПО, из числа выделенных из тканевых биоптатов, практически совпадает у изолятов обоих видов. Тот факт, что штаммы S. epidermidis, в том числе изолированные из биологических образцов, проявляют более интенсивное БПО, вероятно, можно объяснить способностью S. epidermidis к формированию биопленок, даже в случае отсутствия ica оперона в их геноме [27]. Некоторым исследователям удалось установить, что у клинически значимых штаммов S. epidermidis биопленкообразование является многофакторным процессом, и в in vivo условиях агрессивная для стафилококков внешняя среда, не благоприятствующая условиям роста, вынуждает данных возбудителей к формированию биопленки для своей защиты, что, возможно, также играет роль в патогенезе ИАИ [28, 29].

В целом, штаммы S. aureus, включенные в исследование, в большинстве случаев характеризовались слабой способностью к БПО, вне зависимости от того, были они выделены с металлоконструкций или из биологических образцов: 57% и 65% соответственно. Несмотря на это, нельзя преуменьшать их роль в патогенезе ИАИ. Участие S. aureus в инфек-

циях, связанных с формированием микробных биопленок, требует заведомо более интенсивного лечения. Как правило, такие инфекции очень трудно поддаются антибиотикотерапии, и эндопротезы, инфицированные штаммами S. aureus, подлежат удалению чаще, чем инфицированные штаммами S. epidermidis, что может быть обусловлено наличием у S. aureus большего количества факторов пато-генности, приводящих к более ярким клиническим проявлениям инфекционного процесса и распространению инфекционного агента в другие локусы организма человека, вызывая в ряде случаев генерализацию инфекции [24].

В настоящем исследовании к метициллину были резистентны 49% штаммов стафилококков. При этом из биологического материала метициллино-резистентные штаммы выделяли значительно чаще (p<0,01), чем с ортопедических конструкций (53% vs 35,6%). По-видимому, изолятам с удаленных конструкций пленкообразующие свойства присущи в большей степени, нежели метициллинорези-стентность. Это может быть обусловлено, с одной стороны, повышенной тропностью сильных плен-кообразователей к искусственным поверхностям имплантатов, с другой стороны, большей частотой инфицирования мягких тканей госпитальными метициллинорезистентными штаммами стафилококков. В настоящее время показано, что данные, полученные при обычном тестировании планктонных микробных клеток, не отражают истинного уровня резистентности бактерий. Бактерии, растущие в составе биопленок, оказываются в 1001000 раз менее чувствительны к антибиотикам, чем планктонные формы [5]. В клинической практике это приводит к тому, что антимикробные препараты, активные в отношении планктонных бактерий, не обеспечивают эрадикации возбудителя у пациентов с инфицированными эндопротезами. Однако до настоящего времени не существует стандартизированных методов оценки антибиотикочувст-вительности биопленочных форм стафилококков, которые можно использовать в рутинной клинической практике.

В результате исследования нам не удалось выявить значимой связи между метициллинорези-стентностью и способностью к БПО у штаммов Staphylococcus spp., выделенных при ортопедических инфекциях: сильными биопленкообразова-телями являлись 41,5% штаммов чувствительных и 40,9% — резистентных к метициллину. Анализ с учетом вида показал (см. рис. 3), что выраженную способность к БПО штаммы MRSE проявляли почти в половине случаев, в то время как

среди MRSA такие штаммы составили менее трети (p<0,05). Метициллиночувствительные S. aureus и S. epidermidis практически не отличались по доле изолятов с выраженной способностью к БПО: 40,1 и 41,2% соответственно. Подобные результаты приведены в исследовании K. Smith с соавт., в котором авторы указывают на отсутствие корреляции (p=0,77) между чувствительностью штаммов S. aureus к метициллину и их пленкообразующей способностью [30]. Авторы предполагают, что способность формировать биопленку скорее зависит от источника выделения штамма. Этот тезис вполне подтвердился в нашем исследовании: изоляты с удаленных протезов и биоптатов тканей обоих видов стафилококка проявляли значимо более выраженную способность к БПО по сравнению с изолятами из аспиратов (см. рис. 2). Единого мнения в этом вопросе на сегодняшний день нет. Некоторые авторы подчеркивают, что у экзополисахарид-продуцирующих штаммов достоверно чаще отмечается резистентность к ами-ногликозидам, сульфаметоксазолу и ципрофлокса-цину и встречается полирезистентность к антибиотикам [23]. Однако очевидно, что каждый случай выявления выраженной биопленкоформирующей способности у метициллинорезистентных стафилококков предполагает более сложную антибиотико-терапию и меньшие шансы на ее успех.

Выводы_

Стафилококки, возбудители ортопедической имплант-ассоциированной инфекции, в 40,9% случаев являлись сильными биопленкообразователями.

Резистентность к метициллину выявлена у 30,7 и 77,8% исследованных штаммов S. aureus и S. epider-midis соответственно. Метициллинорезистентные штаммы выделялись значительно чаще (p<0,01) из биологического материала, чем с удаленных ортопедических конструкций: в 53 и 35,6% случаев соответственно.

Выраженной способностью к формированию микробных биопленок характеризовались 37,3% изолятов S. aureus и 46,4% S. epidermidis.

Способность к формированию биопленок у стафилококков зависит от источника выделения штамма и значительно чаще определяется у изолятов из тканевых биоптатов и с удаленных ортопедических конструкций. Штаммы обоих видов стафилококка, выделенные из аспиратов, в подавляющем большинстве случаев характеризуются слабым БПО.

Наиболее часто сильные биопленкообразовате-ли встречались среди изолятов S. epidermidis с удаленных ортопедических конструкций (60,9%).

Литература

1. Lee K., Goodman S.B. Current state and future of joint replacements in the hip and knee. Expert Rev Med Devices 2008; 5:383-93.

2. Phillips C.B., Barrett J.A., Losina E., et al. Incidence rates of dislocation, pulmonary embolism, and deep infection during the first six months after elective total hip replacement. J Bone Joint Surg Am 2003; 85-A(1):20-6.

3. Lie S.A., Engesaeter L.B., Havelin L.I., Gjessing H.K., Vollset S.E. Dependency issues in survival analyses of 55,782 primary hip replacements from 47,355 patients. Stat Med 2004; 23:3227-40.

4. Zimmerli W., Trampuz A., Biomaterials-associated infection: a perspective from the clinic. In: Biomaterials Associated Infection: Immunological Aspects and Antimicrobial Strategies;Moriarty T.F., Zaat S.A.J., Busscher H. eds.; Springer: NY, Heidelberg Dordrecht: London, ed. 2013; pp. 3-24.

5. Raja A.F., Furqan A., Inshad A. Kh., et al. Antistaphylococcal and biofilm inhibitory activities of acetyl-11-keto-/3-boswellic acid from Boswellia serrata. BMC Microbiology 2011; 11:1-9.

6. de Haas C.J., Veldkamp K.E., Peschel A., et al. Chemotaxis inhibitory protein of Staphylococcus aureus, a bacterial antiinflammatory agent. J Exp Med 2004; 199:687-95.

7. Jiang X., Pace J.L. Microbial Biofilms. In: Biofilms, Infection and Antimicrobial Therapy; Pace J.L., Rupp M., Finch R.G., eds.; Taylor & Francis Group: Boca Raton, FL, USA, 2006; p. 3-19.

8. Lin M., Chang F., Hua M., Wu Y., Liu S. Inhibitory effects of 1,2,3,4,6-penta-O-Galloyl-/3-d-glucopyranose on biofilm formation by Staphylococcus aureus. Antimicrob Agents Chemother 2011; 55:1021-7.

9. Zimmerli W. Infection and musculoskeletal conditions: Prosthetic-joint-associated infections. Best Pract Res Clin Rheumatol 2006; 20:1045-63.

10. Barberan J. Management of infections of osteoarticular prosthesis. Clin Microbiol Infect 2006; 12 (Suppl 3):93-101.

11. Brady R.A., Calhoun J.H., Leid J.G., Shirtliff M.E. Infections of orthopaedic implants and devices. In: Biofilms and Device-Related Infections. Shirtliff ME and Leid JG. eds.; Springer: NY, 2009; pp. 15-56.

12. Trampuz A., Piper K.E., Jacobson M.J., et al. Sonication of removed hip and knee prostheses for diagnosis of infection. N Engl J Med 2007; 357:654-63.

13. European committee on antimicrobial susceptibility testing. Breakpoint tables for interpretation of MICs and zone diameters. Version 1.3, 2011. Available from: URL: http://www.eucast.org/antimicrobial_susceptibility_ testing/previous_versions_of_tables/

14. Christensen G.D., Simpson W.A., Younger J.J., et al. Adherence of coagulase-negative staphylococci to plastic tissue culture plates: a quantitative model for the adherence of staphylococci to medical devices. J Clin Microbiol 1985; 22:996-1006.

15. Esteban J., Molina-Manso D., Spiliopoulou I., et al. Biofilm development by clinical isolates of Staphylococcus spp.

from retrieved orthopedic prostheses Acta Orthopaedica 2010; 81(6):674-9.

16. Сергиенко В.И., Бондарева И.Б. Математическая статистика в клинических исследованиях. М.: ГЭОТАР МЕДИЦИНА, 2000; C. 70-3.

17. Божкова С.А., Тихилов Р.М., Краснова М.В. с соавт. Профиль резистентности возбудителей как основа выбора эффективного антибиотика при стафилококковых инфекциях протезированных суставов. КМАХ 2013; 15(2):115-23.

18. Peel T.N., Cheng A.C., Buising K.L., Choonga P.F. Microbiological aetiology, epidemiology, and clinical profile of prosthetic joint infections: are current antibiotic prophylaxis guidelines effective? Antimicrob Agents Chemother 2012; 56:2386-91.

19. Сидоренко С.В. Микробиологические аспекты хирургических инфекций. Инфекции в хирургии 2003; (1):22-7.

20. Fey P.D., Olson M.E. Current concepts in biofilm formation of Staphylococcus epidermidis. Future Microbiol 2010; 5:917-33.

21. Schoenfelder S.M., Lange C., Eckart M., et al. Success through diversity - how Staphylococcus epidermidis establishes as a nosocomial pathogen. Int J Med Microbiol 2010; 300:380-6.

22. Ziebuhr W., Hennig S., Eckart M., et al. Nosocomial infections by Staphylococcus epidermidis: how a commensal bacterium turns into a pathogen. Int J Antimicrob Agents 2006; 28 (Suppl 1):14-20.

23. Arciola C.R., Campoccia D., Gamberini S., et al. Antibiotic resistance in exopolysaccharide-forming Staphylococcus epidermidis clinical isolates from orthopaedic implant infections. Biomaterials 2005; 26:6530-5.

24. Otto M. Staphylococcal biofilms. Curr Top Microbiol Immunol 2008; 322:207-28.

25. Bloemendaal A.L.A., Brouwer E.C., Fluit A.C. Methi-cillin resistance transfer from Staphylococcus epidermidis to methicillin-susceptible Staphylococcus aureus in a patient during antibiotic therapy. PLoS ONE 2010; 5(7):e11841.

26. Otto M. Coagulase-negative staphylococci as reservoirs of genes facilitating MRSA infection: Staphylococcal commensal species such as Staphylococcus epidermidis are being recognized as important sources of genes promoting MRSA colonization and virulence. BioEssays: news and reviews in molecular, cellular and developmental biology 2013; 35:4-11.

27. O'Gara J.P., Humphreys H. Staphylococcus epidermidis biofilms: importance and implications. J Med Microbiol 2001; 50:582-7.

28. McCann M.T., Gilmore B.F., Gorman S.P. Staphylococcus epidermidis device-related infections: pathogenesis and clinical management. JPP 2008; 60:1551-71.

29. Fitzpatrick F., Humphreys H., Smyth E.G., et al. Environmental regulation of biofilm formation in intensive care unit isolates of Staphylococcus epidermidis. J hospital infection 2002; 52:212-8.

30. Smith K., Perez A., Ramage G., et al. Biofilm formation by Scottish clinical isolates of Staphylococcus aureus. J Med Microbiol 2008; 57:1018-23.