СПОСОБ ДЕЗИНВАЗИИ ПРОТИВ ООЦИСТОВ КОКЦИДИЙ ПТИЦ
METHOD FOR DISINVASION FROM AVIAN COCCIDIAN OOCYSTS

Предлагаемое изобретение относится к области ветеринарной протозоологии, в частности к разработке надежных средств профилактики кокцидиозов птиц.
Кокцидиозы - остро или хронически протекающие протозойные заболевания цыплят в возрасте от 10 до 80 дней, иногда может болеть и молодняк 4-6-месячного возраста и старше. Болезнь проявляется общим угнетением, потерей аппетита, жаждой, исхуданием, анемией. Иногда встречают парезы ног, крыльев и гибель от истощения. Возбудители локализуются в эпителиальных клетках слизистой оболочки тонкого и толстого отделов кишечника [1].
Из анализа современного состояния птицеводства видно, что у нас в стране еще велика доля птицеводческих хозяйств, использующих напольное содержание птиц, где кокцидиозы регистрируются довольно часто и при большой экстенсивности инвазии. При этом следует помнить, что даже на современных птицефабриках, где основная масса птиц выращивается в клетках, технология предусматривает содержание родительского стада на полу, что также приводит к заражению кокцидиями [2].
Установлено, что предотвратить экономические потери от кокцидиозов молодняка кур можно лишь в том случае, если проводить комплекс лечебно-профилактических мероприятий против эндо- и экзогенных стадий возбудителя и при умелом использовании профилактических обработок с применением современных высокоэффективных кокцидиостатиков [3-4]. При составлении мероприятий необходимо четко представлять биологический цикл развития кокцидий, который характеризуется тремя стадиями: спорогония, шизогония и гаметогония. Если спорогония происходит во внешней среде и относится к экзогенной стадии развития кокцидий, то шизогония и гаметогония совершаются в эпителиальных клетках кишечника и относятся к эндогенным стадиям развития. Зараженная кокцидиями птица выделяет во внешнюю среду в большом количестве этих простейших в стадии ооцист, которые покрыты плотной защитной оболочкой и сразу после выделения они не могут заразить других птиц. Вначале ооцисты проходят процесс созревания или спорогонию, который проходит во внешней среде при оптимальной температуре, необходимой влажности и доступе кислорода. В ооцистах рода Eimeria формируется 4 спороцисты и в каждой из них по два спорозоита, а у представителей рода Isospora имеется 2 спороцисты, каждая из которых содержит 4 спорозоита. Спорулированные ооцисты называют зрелыми или инвазионными, и они способны заражать восприимчивых цыплят, в организме которых происходит развитие эндогенной стадии. Наибольшее практическое значение для птиц имеют представители рода Eimeria. По данным литературы, в кишечнике кур обнаруживают более 10 видов эймерий, но наиболее часто встречаются Eimeria tenella, E.necatris, E.acervulina, E.maxima. На практике у птиц часто регистрируется смешанная инвазия несколькими видами эймерий одновременно [2].
Ооцисты эймерий в зависимости от вида имеют яйцевидную или округлую форму. Оболочка ооцисты двуконтурная, обычно серая и гладкая, за исключением ооцист E.maxima, у которых оболочка слегка шероховатая и желтовато-коричневого цвета, они более крупные и яйцевидной формы. Размеры ооцист эймерий кур варьируются в пределах 10,5-29,0×11,1-42,5 мкм.
Основным источником инвазии являются больная эймериозом и переболевшая птица. В неблагополучных хозяйствах передача инвазии происходит путем прямого и непрямого контакта с больной птицей. Заражение происходит через загрязненные ооцистами эймерий кормушку, корма, воду, подстилку, ящики, инвентарь. Механическими разносчиками ооцист эймерий могут быть синантропные птицы, грызуны, насекомые - мухи, тараканы, а также обслуживающий персонал - на обуви, одежде, предметах ухода. К факторам, способствующим широкому распространению эймериоза кур, следует отнести различные нарушения технологии выращивания цыплят: скученность птицы в помещениях, повышенная влажность воздуха и подстилки, неполноценное кормление, контакт между цыплятами и птицей старших возрастных групп, антисанитария и другие.
Ооцисты кокцидий кур во внешней среде в зависимости от условий могут сохраняться жизнеспособными и вызывать заражение в течение многих месяцев. В зонах с прохладным дождливым летом и холодными зимами ооцисты могут сохранять жизнеспособность больше года.
Снижение продуктивных качеств цыплят вследствие кокцидиозов продолжает ставить перед исследователями задачи совершенствования мер борьбы с инвазией, поэтому разработка способов дезинвазии предметов внешней среды против ооцистов кокцидий птиц является актуальной задачей.
Вместе с тем, следует сказать, что до последнего времени мероприятия при кокцидиозах кур состояли из назначения препаратов, действующих на эндогенные стадии кокцидий, а из средств дезинвазии использовали 7%-ный раствор аммиака, 2%-ную эмульсию ортохлорфенола, 10%-ный раствор однохлористого йода, 4%-ный раствор едкого натра, которые должны иметь температуру не ниже 80°С [5]. Однако эффективность отмеченных средств дезинвазии желает лучшего.
Из всего отмеченного очевидно, что надежное средство дезинвазии против ооцист кокцидий, учитывая их особую устойчивость во внешней среде, возможно создать используя несколько активных компонентов и вспомогательных веществ синергистов. Определенный интерес в этом отношении представляют алкилтриамин и бензалкония хлорид. Первый из отмеченных является надежным антисептиком, противогрибковым и антипротозойным средством, инактивирует вирус герпеса. Второй из упомянутых - бензалкония хлорид известен как высокоэффективное дезинфицирующее средство для наружного применения. В случае их совместного применения против ооцист кокцидий они оказывают синергетическое действие на объект, а используемые вспомогательные вещества обеспечивают очистку пола, стен и технологического оборудования от биозагрязнений и равномерно распределяют ДВ по поверхности.
В задачу наших исследований входило разработать эффективный способ дезинвазии против ооцист кокцидий птиц доступными средствами, пригодными для применения как ручным, так и механизированным способом, не повреждая обрабатываемое технологическое оборудование.
Решение поставленной задачи достигается тем, что в качестве средства дезинвазии против ооцист кокцидий птиц был использован составленный нами комплексный препарат «Кокциацид», имеющий следующий состав: действующие вещества (ДВ) - алкилтриамин 60%, бензалкония хлорид 5%; вспомогательные компоненты - тетранатриевая соль глутаминовой кислоты (синергист) 4%, снижающий концентрацию солей и жесткость воды, неионовые поверхностно-активные вещества, бутилдигликоль, вода.
Из доступных заявителю источников информации неизвестна указанная совокупность существующих признаков, позволяющих получать указанный технический результат, поэтому заявляемое изобретение соответствует условию патентоспособности «новизна».
Заявителю неизвестны средства аналогичного назначения, в которых были бы раскрыты отличительные признаки заявляемого изобретения с получением от использования его в какой-либо совокупности признаков указанного технического результата. Следовательно, заявляемое изобретение соответствует условию патентоспособности «изобретательский уровень».
Пример 1. Получение препарата для дезинвазии против ооцистов кокцидий птиц.
Работу проводили в условиях экспериментального хозяйства ГНУ ВНИИ гельминтологии им. К.И.Скрябина «Курилово» Московской области. В чистый пластиковый контейнер емкостью 100 (или 200) литров наливали 30 л водопроводной воды и добавляли размешивая 2 кг тетранатривую соль глутаминовой кислоты. Затем постепенно в течение 15 минут добавляли 60 кг алкилтриамина и после размешивания добавляли 5 кг бензалкония хлорида. В дальнейшем в качестве вспомогательных компонентов при постоянном размешивании добавляли 3 кг бутилдигликоля и 1 кг поверхностно-активного вещества - алкилполигликозида.
На заключительном этапе добавляли еще 2 кг тетранатриевую соль глутаминовой кислоты, объем раствора в емкости доводили до 100 л, добавляя воду. Все компоненты препарата для дезинвазии за сутки перед приготовлением необходимо хранить при температуре выше 15°С, как и готовый раствор перед использованием для дезинвазии объектов внешней среды. Обработку помещений следует проводить в отсутствие птиц и людей. Работающие с препаратом должны соблюдать все необходимые меры предосторожности и пользоваться индивидуальными средствами защиты.
Доказательства промышленной применимости заявляемого приводятся в следующих примерах.
Пример 2. Приготовление разведений культуры ооцист кокцидий птиц и осуществление лизис-теста с разной концентрацией кокциацида.
Работу проводили в лаборатории ГНУ ВНИИ гельминтологии им. К.И. Скрябина (г.Москва). Готовую культуру спорулированных ооцист Eimeria tenella очищали от бихромата калия, использованного в качестве консерванта, путем промывания буфером до тех пор, пока надосадочная жидкость не станет прозрачной, соблюдая следующие параметры: 250 мл, в течение 5 минут, при 20±2°C. Затем определяли процент споруляции ооцист с помощью микроскопа и камеры Мак Мастера. Раствор, содержащий ооцисты, разбавляли буфером до получения концентрации 2000 спорулированных ооцист/мл. После чего раствор помещали в колбу Эрленмейера соответствующего объема с подходящим магнитом и смешивали на магнитной мешалке непрерывно во время использования.
Буфер готовили следующим образом. Сперва приготовили 10%-ный раствор хлорида кальция и 10%-ный раствор сульфата магния, затем 17,5 мл первого и 5 мл второго добавили к 3300 мл дистиллированной воды и автоклавировали в течение 15 минут при 120°C. Измеряли рН приготовленного буфера с помощью прибора Аквилон-410 и его показания составили 7,1±0,2.
Для осуществления лизис-теста были приготовлены по 50 мл раствора с 2; 4 и 6%-ной концентрацией «Кокциацида», 4%-ным содержанием фенола (базовый препарат), а в качестве контроля использовали раствор буфера.
Приготовленные растворы дезинфектантов и контроль по отдельности поместили в 250 мл колбу Эрленмейера и добавили 50 мл раствора с ооцистами кокцидий в концентрации 2000 ооцист/мл. После этого колбу Эрленмейера помещали на вибростолик со скоростью 100 об/мин на 2 часа. По истечении времени раствор выливали из колбы в пластиковую бутылку с завинчивающейся крышкой объемом 1500 мл. Колбу ополаскивали несколько раз и сливали в пластиковую бутылку и объем доводили до 1500 мл. После этого смешивали путем переворачивания (3 раза) и отстаивали в течение 24 часов при комнатной температуре (20±2°C) и сливали до отметки 30 мл. Затем осадок переливали в новую емкость объемом 100 мл, пластиковую бутылку ополаскивали несколько раз и объем доводили до 50 мл с использованием буфера.
Пример 3. Биопроба по экспериментальному заражению цыплят для определения эффективности дезинвазии.
Данную работу проводили в условиях вивария ГНУ ВНИИ технологии и птицеводства (г.Сергиев-Посад) на 60 цыплятах 14-дневного возраста, свободных от кокцидий, корма которых не содержали противококцидийные препараты. Для контроля концентрации спорулированных ооцист кокцидий (2000 ооцист/мл) в своей работе использовали камеру Мак Мастера и микроскоп МБС, а для разбавления буфер с таким расчетом, чтобы возможно было ввести 1 мл суспензии каждому цыпленку. Для достижения хорошего смешивания материала использовали магнитный смеситель. Цыплят подвергали клиническому обследованию, индивидуальной нумерации, взвешиванию и по принципу аналогов разделили на шесть групп по 10 цыплят в каждой.
Цыплятам первой, второй и третьей групп задавали по 1 мл суспензии ооцист эймерий, обработанной 2; 4 и 6%-ми растворами препарата Кокциацид внутрь орально при помощи микропипетки постепенно. Цыплятам четвертой группы задавали по 1 мл суспензии ооцист эймерий, обработанной 4%-ным раствором фенола (базовый препарат). Цыплята пятой группы получали по 1 мл буферного раствора и служили «чистым» контролем. Цыплята шестой группы получили по 1 мл суспензии, содержащей 2000 ооцист/мл и служили зараженным контролем.
За время опыта цыплята всех 6 групп находились в аналогичных условиях содержания и имели одинаковый рацион. За цыплятами в течение всего периода опыта вели ежедневные клинические наблюдения за общим состоянием и их поведением, приемом корма и воды, видимыми физиологическими изменениями и другими.
Для определения ооцист в фекалиях от цыплят каждой опытной группы отдельно с 6 по 12-е сутки ежедневно собирали весь помет, взвешивали, добавляли воду до объема 2000 г, смешивали смесителем в течение 5 минут. Пробы для дальнейших исследований отбирали из каждой группы в количестве 25 г, которые консервировали 4%-ным раствором бихромата калия и доводили до однородной массы путем размешивания миксером в емкости с завинчивающейся крышкой и хранили в холодильнике при +4°C.
3
Наличие ооцист в фекалиях определяли флотационным методом с использованием насыщенного раствора натрия хлористого плотностью 1,18 г/см, а их количество подсчитывали с использованием камеры Мак Мастера. При этом навеску фекалий 1 г помещали в стеклянный стаканчик, заливали 3-5 мл флотационного раствора и перемешивали палочкой до получения однородной массы и исчезновения комков, по мере размешивания добавляли раствор до объема 30 мл. Взвесь фильтровали через ситечко в другой стаканчик, осадок на ситечке отжимали палочкой. Затем пастеровской или любой другой микропипеткой быстро переносят 0,15 мл взвеси в каждую из шести ячеек камеры, накрывают крышкой и оставляют на 3-5 минут, и за отмеченное время имеющиеся ооцисты поднимаются и прилипают к поверхности сетки камеры. При подсчете ооцист пользовались микроскопом МБС и увеличением ×100 раз. Из каждой пробы подсчитывали количество ооцист в шести ячейках камеры и выводили среднюю за каждый исследуемый день. Поскольку для исследования была отобрана проба 0,15 мл исходной взвеси материала 1:29, то есть 1/200 от 30 мл, чтобы определить количество ооцист эймерий в 1 г помета, выявленное их количество в одной ячейке (в нашем случае среднее количество из шести) умножали на 200.
Зная общее количество помета по каждой группе цыплят за исследуемые дни (с 6 по 12-й) и количество ооцист эймерий в 1 г экскрементов проводили подсчет общего количества выделенных ооцист за отмеченный период.
Эффективность дезинвазии при назначении разных концентраций препарата Кокциацид, а также 4%-ной концентрации базового препарата фенола определяли исходя из процента снижения выделения ооцист эймерий после воздействия на них отмеченными препаратами по сравнению с цыплятами зараженного контроля, которым назначали по 2000 ооцист/мл.
За время опыта кормление и условия содержания опытных цыплят всех групп были одинаковые. Так, в блоке №11, где содержали цыплят температура воздуха равнялась 22±2°C, влажность воздуха 60±5%.
Цыплята первой, второй и третьей групп, которым задавали суспензию ооцист эймерий, обработанной разными концентрациями кокциацида имели среднюю массу (на 14-й день - 02.12.2009) 260,5; 255,3; 267,3 г соответственно. Цыплята четвертой группы, получавшие суспензию ооцист, обработанной базовым препаратом фенолом имели среднюю массу 256,7 г, а контрольные цыплята пятой группы в среднем весили 236,9 г. Живая масса цыплят шестой группы, которых использовали в качестве зараженного контроля, составила 241,7 г.
Оценку общего состояния опытных цыплят после назначения суспензии ооцист эймерий, обработанной разными концентрациями кокциацида, рекомендованной дозой фенола, а также чистой культурой спорулированных ооцист проводили по данным клинических наблюдений, которые показали наличие определенного угнетенного состояния, они были малоактивны и забивались в кучу. По-видимому, это реакция на стресс, вызванный отловом, перемещением из одного блока в другой, взвешиванием, нумерацией и дачи суспензии с ооцистами. Каких-либо осложнений при назначении суспензии с ооцистами и после нее не отмечено. Со второго дня после начала опыта, по данным общеклинических наблюдений, цыплята, получавшие суспензию ооцист, обработанную разными препаратами и их концентрациями, чистой культурой спорулированных ооцист и контрольные не отличались друг от друга.
Второе взвешивание опытных и контрольных цыплят проводили через 5 суток после назначения суспензии ооцист. Результаты взвешиваний показали, что цыплята 1; 2 и 3-й групп, которым назначили суспензию ооцист, обработанной различными концентрациями кокциацида, имели средний пророст к исходной массе тела 300,4; 348,2 и 366,5 г соответственно.
Цыплята 4-й группы, получавшие суспензию ооцист, обработанную фенолом, имели средний прирост к исходной массе тела 300,4 г, а у цыплят 5-й контрольной группы данный показатель составил 243 г. Тогда как у цыплят 6-й группы прирост к исходной массе тела составил 263,4 г.
Исследования по определению ооцист в фекалиях опытных цыплят, собранных с 6 по 12-е сутки после назначения обработанной дезинфектантами суспензии, показали их наличие в определенном количестве, но не во всех группах. Так, при исследовании опытных цыплят 1-й группы, которым назначали суспензию ооцист, обработанную 2%-ной концентрацией кокциацида, ооцист эймерий в фекалиях находили только через 5 суток в количестве 3 экз. или 0,5 на камеру и средний показатель в 1-й камере за период исследований составил 0,07. Тем не менее, количество ооцист в 1 г помета составило 14, что в проценте от контроля - 0,343. Отсюда интенсэффективность кокциацида в 2%-ной концентрации или процент снижения количества ооцист после воздействия на них препаратом равняется 99,65% (табл. 1).
Таблица 1
Экспериментальные данные по испытанию эффективности препаратов против ооцист кокцидий птиц
Группы
Сроки исследований после назначения и кол-во обнаруженных ооцист
Средние показатели в 1-й камере
Кол-во ооцист в 1 г помета (х200)
В % от контроля
ИЭ или % снижения
1
2
3
4
5
6
7
№1
-
-
-
-
0,5
-
-
0,07
14
0,343
99,65
№2
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
100
№3
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
100
№4
0,16
19,5
8,7
2,5
1,16
1,0
8,7
5,96
1192
29,21
70,79
№5
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
№6
0,16
23,2
38,2
17,5
29,5
13,0
21,5
20,4
4080
-
-
При исследовании проб помета от цыплят 2- и 3-й групп, которым давали суспензию ооцист, обработанную 4- и 6%-ной концентрацией кокциацида, ни в одном случае ооцист не находили, что дает нам основание говорить о 100%-ной эффективности кокциацида в отмеченных концентрациях против ооцист кокцидий птиц.
У цыплят 4-й группы, которым назначили суспензию ооцист, обработанную 4%-ной концентрацией фенола (базовый препарат), ооцист в помете находили во все сроки исследований (с 1- по 7-й день) в количестве от 0,16 до 19,5 в камере, а средний показатель в 1-й камере за период исследований составил 5,96. Количество ооцист в 1 г помета по этой группе равнялось 1192, что составляет 29,21% от контроля. Отсюда интенсэффективность фенола в 4%-ной концентрации против ооцист кокцидий составила 70,79%.
Цыплята 5-й группы, которые получали буфер без ооцист, служили незараженным контролем и во все сроки исследований оставались свободными от инвазии.
Цыплята 6-й группы, получавшие по 2000 спорулированных ооцист/мл, во все сроки исследований с пометом выделяли ооцисты в количестве от 0,16 до 38,2 в камере, и средний показатель в 1-й камере за период исследований составил 20,4. Количество ооцист в 1 г помета по этой группе составило 4080, и данный показатель нами использовался как исходный при расчете процента снижения количества ооцист или интенсэффективность испытанных в опыте препаратов (табл.1).
Для определения интенсэффективности использованных в своей работе дезинфектантов или процента снижения количества ооцист мы использовали следующую формулу:
,
где
ИЭ - интенсэффективность препарата, %,
к
КО - количество ооцист у цыплят контрольной группы,
д
КО - количество ооцист у цыплят, получавших обработанные дезинфектантом ооцисты.
Используя полученные нами в опыте данные, определяем интенсэффективность кокциацида в 2%-ной концентрации
В концентрациях 4 и 6% кокциацид против ооцист кокцидий показал 100%-ную эффективность.
Взятый нами в качестве базового препарата фенол 4%-ный показал против ооцист эймерий
Пример 3. Производственное испытание эффективности кокциацида против ооцистов кокцидий птиц.
В производственном испытании эффективность кокциацида 4%-ного против ооцист кокцидий птиц устанавливали опытным путем с искусственной закладкой ооцист на контрольные площадки по сравнению с базовым препаратом фенолом 4%-ным при экспозиции 2 часа. В силу особенностей строения ооцист кокцидий, которые покрыты плотной защитной оболочкой, и, в отличие от микроорганизмов и яиц гельминтов, практически невозможно по внешнему виду и путем окраски определить насколько успешно, в смысле губительно, действовал препарат для дезинвазии. На этот главный вопрос может ответить только биопроба на цыплятах, которую проводили в ЗАО «Константиновская птицефабрика» Московской области в птичнике №34. Общее поголовье цыплят-бройлеров кросс КОББ, которых посадили 02.03.2010 года - 34 тыс. На 10-й день после посадки цыплят проводили выборочный отбор 20 проб помета и их исследовали флотационным методом. По результатам исследований все пробы помета были свободны от ооцист эймерий.
На 14-й день после посадки (15.03.2010) для биопробы по оценке действия кокциацида и базового препарата фенола на ооцисты кокцидий в условиях птичника №34 были отобраны 30 цыплят, которых подвергали индивидуальному взвешиванию, нумерации, разделили на три группы по 10 в каждой и содержали в клетках изолированно по группам.
Поскольку по условиям опыта ограничений в кормлении цыплят не было, их кормили сухим гранулированным комбикормом для бройлеров 1-35-дневного возраста по зоотехническим нормам, который условно назывался: стартовый, ростовый и финишный. Потребление воды было без ограничений. За время производственного испытания кормление и условия содержания цыплят всех групп были одинаковые. Температура воздуха в птичнике №34, где находились группы была 25,2°С, влажность воздуха 60±5%.
Цыплята первой группы, которым задавали суспензию ооцист эймерий, обработанную на опытной площадке 4%-ным раствором кокциацида, имели на 14-й день (15.03.2010) среднюю массу тела 398,2 г.Живая масса цыплят второй группы, получавшей суспензию ооцист, обработанную базовым препаратом фенолом, равнялась 365 г.Живая масса цыплят группы зараженного контроля на день начала опыта в среднем составила 369,2 г.
Оценку общего состояния опытных цыплят после назначения суспензии ооцист эймерий, обработанной 4%-ным раствором кокциацида и фенола, а также чистой культурой спорулированных ооцист, проводили по данным ежедневных клинических наблюдений. На основании этих наблюдений в течение 36 часов после назначения у цыплят было угнетенное состояние, они оставались малоактивными, забивались в кучу, что скорее всего было вызвано стрессом, обусловленным отловом, взвешиванием и заражением путем дачи ооцист эймерий. Следует отметить, что осложнений при назначении суспензии с ооцистами и после него не было отмечено. С конца второго дня после назначения суспензии ооцист, обработанной кокциацидом, фенолом и чистой культурой спорулированных ооцист, цыплята разных групп не отличались друг от друга.
Второе индивидуальное взвешивание опытных и контрольных цыплят проводили через 12 суток после назначения суспензии ооцист. Данные взвешиваний показали, что цыплята 1-й группы, получавшие суспензию ооцист, обработанную кокциацидом, имели средний прирост к исходной массе тела 807,8 г, что составляет 302,9% (Р<0,05). Цыплята второй группы, получавшие суспензию ооцист, обработанную фенолом, имели средний прирост к исходной массе тела 702 г, или 292,3%). Тогда как цыплята 3-й контрольной группы, получавшие чистую культуру спорулированных ооцист, имели средний прирост к исходной массе тела 691,6 г, что составляет 287,3%. Результаты проведенных взвешиваний дают нам основание предположить, что у цыплят 1-й группы, получавших суспензию ооцист, обработанную кокциацидом, было наименьшее отрицательное влияние эймериоза на прирост массы тела по сравнению с контрольной группой. Так, прирост массы тела у цыплят первой группы за 12 суток был на 116,2 г, или 15,6% больше по сравнению с зараженным контролем (P<0,05). Безусловно, у цыплят зараженного контроля эймериозная инвазия протекала интенсивно и оказала свое влияние на основной продуктивный показатель молодняка - прирост массы тела. Хотя основным и прямым показателем наличия инвазионного процесса у цыплят были данные наших исследований по определению количества выделяющихся с пометом ооцист, и они подтвердили наши предположения.
Всего за время производственного испытания пало 2 цыпленка №0500610 и №0641517 из 1-й группы (17.03.2010), которых подвергали вскрытию и копроскопическому исследованию. При вскрытии павших цыплят отмечено следующее: видимые слизистые оболочки и мышцы бледные, слизистая оболочка желудков, тонкого и толстого отделов кишечника без видимых изменений, как и внутренние органы - сердце, печень, легкие. При исследовании соскобов со слизистой оболочки слепых отростков ооцисты не найдены.
При исследовании собранных с 6 по 12-е сутки после дачи ооцист помета из разных групп цыплят были выделены ооцисты, но их количество заметно отличалось. Так, при исследовании цыплят 1-й группы, которым назначали суспензию ооцист, обработанную 4%-ным раствором кокциацида, ооцист эймерий в помете находили во все сроки исследований в количестве от 1 до 5 экз., а среднее количество в одной камере за все исследования составило 3,2 экз. Количество ооцист в 1 г исследуемого помета составило 640 экз., что в проценте от зараженного контроля - 2,37 (табл.2-3). Далее определяем интенсэффективность кокциацида в 4%-ной концентрации или процент снижения ооцист после воздействия на них препаратом:
При исследовании проб помета от цыплят 2-й группы, которым давали суспензию ооцист, обработанную 4%-ным раствором фенола (базовый препарат), ооцист в камере находили во все сроки исследований (с 1 -го по 7-й день) в количестве от 14 до 73 в камере, и средний показатель в одной камере за период исследований составил 48,4. Количество ооцист в 1 г исследуемого помета от цыплят второй группы составило 9680 экз. или в проценте от зараженного контроля 35,96. Отсюда определяем интенсэффективность фенола в 4%-ной концентрации или процент снижения количества ооцист после воздействия на них препаратом:
Цыплята 3-й группы, которым задавали по 2000 спорулированных ооцист/мл, во все сроки исследования с пометом выделяли ооцисты эймерий в количестве от 86 до 342, а средний показатель в 1-й камере за период исследований составил 134,6 экз. Количество ооцист в 1 г помета по данной группе зараженного контроля составило 26920, и этот показатель нами использовался как исходный при расчете снижения количества ооцист или интенсэффективности использованных в производственном испытании препаратов кокциацида и фенола.
Таблица 2
Динамика выделения ооцист эймерий с пометом цыплят в производственном испытании эффективности разных дезинфектантов
№ группы
Препараты и группы
Сроки исследования после назначения
1 -й срок, через 6 суток после дачи
2-й срок, через 7 суток после дачи
Обнаружено ооцист в камере
В среднем на 1 камеру
Обнаружено ооцист в камере
В среднем на 1 камеру
1
2
3
4
5
6
1
2
3
4
5
6
1
Кокциацид
5
3
4
3
3
4
3,6
3
2
4
3
5
3
3,3
2
Фенол
44
36
37
48
31
53
41,5
50
61
57
68
43
63
57
3
Контрольная
86
109
107
116
121
105
107,3
97
117
119
123
127
134
119,5
3-й срок через 8 суток после дачи
4-й срок, через 9 суток после дачи
1
Кокциацид
2
3
2
4
3
3
2,8
4
5
3
4
2
3
3,5
2
Фенол
32
47
47
50
49
38
44
33
51
44
35
59
63
47,5
3
Контрольная
93
107
96
89
95
87
94,5
99
116
96
115
89
92
101,2
5-й срок, через 10 суток после дачи
6-й срок, через 11 суток после дачи
1
Кокциацид
4
2
1
3
4
3
2,8
3
4
5
3
2
2
3,1
2
Фенол
71
62
72
67
70
63
67,5
53
73
66
49
96
57
65,7
3
Контрольная
138
141
140
139
128
145
138,5
235
189
312
285
197
342
260,0
7-й срок, через 12 суток после дачи
1
Кокциацид
4
5
4
3
3
4
3,8
2
Фенол
15
17
16
14
15
18
15,8
3
Контрольная
113
109
123
134
129
119
121,2
Таблица 3
Эффективность кокциацида и фенола против ооцист кокцидий птиц при производственном испытании
Группы
Сроки исследований после назначения и кол-во обнаруженных ооцист
Средние показатели в 1-й камере
Кол-во ооцист в 1 г помета (х200)
В процентах от контроля
ИЭ или % снижения
1
2
3
4
5
6
7
Кокциацид
3,6
3,3
2,8
3,5
2,8
3,1
3,8
3,2
640
2,37
97,63±1,64
Фенол
41,5
57
44
47,5
67,5
65,7
15,8
48,4
9680
35,96
64,04±5,65
Контрольная
107,5
119,5
94,5
101,2
138,5
260
121,2
134,6
26920
-
-
Необходимо отметить, что в отмеченном птицеводческом хозяйстве Московской области, где проводили производственное испытание кокциацида, цыплята бройлеры в течение всего технологического цикла или периода выращивания от рождения до 36-дневного возраста подвергаются следующим, принятым в хозяйстве ветеринарным обработкам: 1-дневный возраст (в инкубаторе) против болезни Марека и инфекционного бронхита; 7-й день - вакцинация против инфекционного бурсита; 9-й и 13-й день - против болезни Ньюкасла. Кроме того, в первые три дня жизни цыплята получают антибиотики, 6-й день - живые витамины, 11-й и 14-й дни - сухие витамины, 15-й и 17-й дни - АСД вторую фракцию, 21-й день - глюкозу, 4-й,  17-й и 26-й дни - лимонную кислоту.
Полученные результаты показали, что кокциацид 4%-ный в испытанной дозе 0,5 л на 1 кв. м., экспозиция 2 часа в условиях производства оказался высокоэффективным средством для дезинвазии против ооцист кокцидий птиц, интенсэффективность составила 97,62±1,64%. Тогда как эффективность базового препарата фенола 4%-ного равнялась 64,04±5,65%.
Таким образом, комплексный препарат кокциацид 4%-ный для дезинвазии объектов внешней среды в птицеводстве в дозе 0,5 л на 1 кв. м. при экспозиции 2 часа показал против ооцистов кокцидий 97,62-100%-ную интенсэффективность. Предложенный способ, включающий в себя использование комплексного препарата кокциацида против ооцистов кокцидий, обеспечивает высокую интенсэффективность при кокцидиозах птиц.
Источники информации
1. Акбаев М.Ш. и др. Паразитология и инвазионные болезни животных. - М., 1998. - 743 с.
2. Вершинин И.И. Кокцидиозы животных и их дифференциальная диагностика. - Екатеринбург, 1996. - 264 с.
3. Методические рекомендации по борьбе с эймериозами изоспорозами животных. - М., 1994, РАСХН. - 30 с.
4. Сафйуллин Р.Т., Забашта А.П. Эффективность и экономичность монлара, кокцисана и элонкограна при эймериозе цыплят // Труды ВИГИС. - М., 2002. - Т.38. - С.30-35.
5. Черепанов А.А. Методические рекомендации по испытанию средств дезинвазии в ветеринарии. - М., 1999. - 16 с.