Применение антимикробной фотодинамической терапии на основе МЦ540 к модели раневой инфекции

ПРИМЕНЕНИЕ АНТИМИКРОБНОЙ ФОТОДИНАМИЧЕСКОЙ ТЕРАПИИ НА ОСНОВЕ МЦ540 К МОДЕЛИ РАНЕВОЙ ИНФЕКЦИИ

Т. А. Шмиголь1^, К. А. Собянин2, М. В. Прусак-Глотов1, С. П. Щелыкалина3, Е. В. Невежин3, С. А. Ермолаева4, В. В. Негребецкий1

1 Отдел медицинской химии и токсикологии, Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н. И. Пирогова, Москва

2 Лаборатория биологических испытаний, Институт трансляционной медицины, Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н. И. Пирогова, Москва

3 Кафедра медицинской кибернетики и информатики, медико-биологический факультет, Российский национальный исследовательский медицинский университет имени Н. И. Пирогова, Москва

4 Лаборатория экологии возбудителей инфекций, Национальный исследовательский центр эпидемиологии и микробиологии имени Н. Ф. Гамалеи, Москва

Фотодинамическая терапия (ФДТ) является альтернативным методом лечения инфекций, позволяющим убивать лекарственно-устойчивые бактерии без повреждения ткани хозяина. В настоящем исследовании использован полирезистентный клинический штамм Pseudomonas aeruginosa PA21 (P. aeruginosa) в модели раневой инфекции на мышах для изучения влияния ФДТ (в водных растворах анионного фотосенсибилизатора Мероцианина 540 (МЦ540): в воде и 0,25 М NaCl) на бактериальную инактивацию и заживление ран. После проведения ФДТ гибель бактерий оценивали путем определения бактериологической нагрузки в ранах, процесс заживления ран контролировали прямым измерением штангенциркулем в двух проекциях, а также проведением патоморфологических исследований послойных срезов инфицированных ран. Полученные результаты показали, что ФДТ в присутствии МЦ540 в растворе хлорида натрия (но не МЦ540 в воде) способна вызывать гибель бактерии, препятствовать их восстановлению и значительно ускорять процесс заживления ран.

Ключевые слова: антимикробная фотодинамическая терапия, полирезистентный клинический штамм Pseudomonas aeruginosa, инфекция кожи и мягких тканей, заживление ран, мероцианин 540, раневая инфекция

Финансирование: исследование выполнено при финансовой поддержке РФФИ в рамках научного проекта № 16-33-00970 мол_а.

Для корреспонденции: Татьяна Анатольевна Шмиголь

ул. Островитянова, д. 1, г. Москва, 117997; tatishtish@gmail.com

Статья получена: 20.01.2018 Статья принята к печати: 23.03.2018 DOI: 10.24075/vrgmu.2018.011

THE USE OF ANTIMICROBIAL PHOTODYNAMIC THERAPY MEDIATED BY MC540 IN THE INFECTED WOUND MODEL

Shmigol TA1^, Sobianin KA2, Prusak-Glotov MV1, Shchelykalina SP3, Nevezhin EV3, Yermolaeva SA4, Negrebetsky VadV1

1 Department of Medicinal Chemistry and Toxicology, Pirogov Russian National Research Medical University, Moscow

2 Laboratory of Biological Research. Institute for Translational Medicine, Pirogov Russian National Research Medical University, Moscow

3 Department of Medical Cybernetics and Informatics, Biomedical Faculty, Pirogov Russian National Research Medical University, Moscow

4 Laboratory for the Ecology of Pathogens, Gamaleya Federal Research Center for Epidemiology and Microbiology, Moscow

Photodynamic therapy (PDT) is an alternative to conventional therapies of infections. It can kill drug-resistant bacteria without damaging host tissues. In the present work we use the multiresistant strain PA21 of Pseudomonas aeruginosa to model a wound infection in mice and study the effect of PTD mediated by aqueous solutions of the anionic photosensitizer merocyanine 540 (solubilized in water and in 0.25 M sodium chloride) on bacterial decontamination and wound healing. To assess a therapeutic effect of PDT, we monitored bacterial contamination of the wound, measured the wound size in two planes using a caliper and carried out a histopathological examination of infected tissue sections. Our study reveals that PDT mediated by MC540 in the sodium chloride solution can induce bacterial death, inhibit bacterial re-growth and accelerate wound healing.

Keywords: antimicrobial photodynamic therapy, multiresistant clinical strain, Pseudomonas aeruginosa, skin infection, soft tissue infection, wound healing, merocyanine 540, wound infection

Funding: this study was supported by the Russian Foundation for Basic Research (Project ID 16-33-00970 mol_a).

gg Correspondence should be addressed: Tatiana Shmigol Ostrovityanova 1, Moscow, 117997; tatishtish@gmail.com

Received: 20.01.2018 Accepted: 23.03.2018

DOI: 10.24075/brsmu.2018.011

Кожа служит физическим барьером и первой линией защиты организма от окружающих патогенов. При повреждении кожного покрова в ране может развиться инфекция и остановить процесс заживления раны, приведя к увеличению риска заболеваемости и даже смертности. Открытие антибиотиков произвело революцию в лечении инфекций, но наблюдающееся в последнее время увеличение резистент-

ности к антибиотикам среди патогенных бактерий диктует необходимость поиска новых альтернативных методов лечения локализованных инфекций. Одним из таких методов стала ФДТ, которая ранее успешно применялась в лечении онкологии [1-3], а недавно была предложена для лечения бактериальных инфекций [4-7]. Суть антимикробной ФДТ заключается в местном применении в

инфицированной ткани нетоксичного красителя — фотосенсибилизатора (ФС) с последующим воздействием монохроматическим светом с длинной волны, к которой чувствителен ФС [8-9]. Под действием света ФС активируется, генерируя свободные радикалы и/или синглетный кислород, губительные для инфекционных агентов.

Цель настоящего исследования заключалась в изучении влияния ФДТ с использованием анионного ФС МЦ540 в модели раневой инфекции на животных на бактериальную инактивацию и на процесс заживления ран. Мыши линии BALB/c были инфицированы полирезистентным клиническим штаммом Pseudomonas aeruginosa PA21. Инактивацию бактерий оценивали путем определения бактериологической нагрузки в ранах, процесс заживление ран контролировали прямым измерением штангенциркулем в двух проекциях, а также проведением патоморфологических исследований послойных срезов инфицированных ран.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ

Фотосенсибилизатор

Маточный раствор МЦ540 (Sigma-Aldrich, Швейцария) в концентрации 1*10-3 M готовили в 96% этаноле в день проведения опыта. Концентрацию МЦ540 определяли спектрофотометрически с использованием коэффициента экстинкции е500 = 63 000 М-1см-1 в воде. В рабочих растворах концентрация МЦ540 составляла 25 мкМ, которую получали путем разведения маточного раствора МЦ540 (1 х10-3 M) водой или 0,25 М раствором NaCl (ACROS, США).

Культуры клеток микроорганизмов

В работе использовали полирезистентный клинический штамм Pseudomonas aeruginosa PA21 из коллекции микроорганизмов ФГБУ ФНИЦ эпидемиологии и микробиологии имени Н. Ф. Гамалеи.

P. aeruginosa инкубировали в течение ночи при 37 °C в питательном бульоне Brain Heart Infusion (BHI «Difco», США), разводили в свежей питательной среде 1:100, растили до оптической плотности (OD600), равной 1, что соответствует концентрации 109 КОЕ/мл. Далее культуру дважды отмывали фосфатно-солевым буфером (pH = 7,4) (Экосервис, Россия) и аликвотами по 50 мкл наносили на рану.

Бактериальная нагрузка ран

Отбор материала производили по следующей методике: при помощи ватных тампонов получали мазок непосредственно с поверхности раны. Далее тампон помещали в пробирку с 0,9 мл физиологического раствора, из которого в последующем готовили серийные разведения 1:10, 1:100, 1:1000. Каждое разведение высевали на две чашки с агаризованной средой (BHI «Difco», США), подсчет колоний проводили через 24 ч, результаты выражали в колоние-

образующих единицах (КОЕ), а именно в десятичном логарифме, взятом от количества КОЕ.

Антимикробная фотодинамическая терапия

Манипуляции во время проведения экспериментов выполняли с соблюдением правил асептики и антисептики с использованием щадящей методики обезболивания. Все исследования проводили с соблюдением правил биоэтики и международных принципов и требований «Европейской конвенции по защите позвоночных животных» (Страсбург, март 1986 г.) и Хельсинской декларации о гуманном отношении к животным.

В исследовании использовали мышей BALB/c 6-8 недель и весом 17-21 г. За сутки до проведения ФДТ на спине животных выбривали участок кожи площадью 2 см2 и затем перманентным маркером намечали контур будущей раны. Перед формированием раны животным давали ингаляционный наркоз (изофлуран). Поверхность кожи дважды обрабатывали антисептиком, наносили рану округлой формы 1,5 см в диаметре, иссекали кожу, подкожную клетчатку и фасцию до мышц. Далее на рану наносили аликвоту объемом 50 мкл, содержащую суспензию бактерий (P. aeruginosa) в концентрации 107 КОЕ/мл. Через 6 ч после инокуляции бактерий проводили ФДТ.

Животных разделили на 4 группы (табл. 1). Мыши из группы А (n = 18) служили в качестве абсолютного контроля, не получая никакого лечения; мыши из группы Б (n = 18) служили в качестве светового контроля и для лечения инфицированной раны облучались монохроматическим светом с длиной волны 530 нм и временем экспозиции 5 мин; мыши группы В (n = 18) получали ФДТ в присутствии 25 мкМ водного раствора МЦ540 с облучением монохроматическим светом с длиной волны 530 нм и временем экспозиции 5 мин; мыши группы Г (n = 18) получали ФДТ в 25 мкМ водном растворе МЦ540 в присутствии 0,25 М NaCl с облучением монохроматическим светом с длиной волны 530 нм и временем экспозиции 5 мин. Из каждой группы было оставлено по 3 животных для наблюдения за долгосрочными эффектами (36 сут.).

Мышей обрабатывали локально 50 мкл раствора 25 мкМ в 0,25 M NaCl, с экспозицией без облучения в течение 5 мин. Обработанные очаги были освещены светом с длиной волны 530 нм, обеспечивающим 2 мВт/см2 в течение 5 мин, что соответствует общей дозе 6 Дж/см2.

Гистология

Биологический материал фиксировали в буферном растворе 10%-го формалина. Фиксированные образцы заключали в парафин. Срезы толщиной 3-7 мкм окрашивали гематоксилин-эозином и использовали для микроструктурного анализа и морфометрических наблюдаемых процессов. Морфометрические данные были получены с помощью микроскопа-анализатора AxioimagerA-2 (Carl Zeiss, Германия).

Таблица 1. План исследования на животных

Группа Количество животных Бактерии Лечение

Группа А: абсолютный контроль 18 P. aeruginosa Без лечения

Группа Б: световой контроль 18 P. aeruginosa Свет

Группа В: ФДТ + МЦ540 18 P. aeruginosa МЦ540 + Свет

Группа Г: ФДТ + МЦ540 + 0,25 M Naa 18 P. aeruginosa МЦ540 + 0,25 M NaCl + Свет

Заживление раневого дефекта

Статистика

При наблюдении за состоянием раневых дефектов оценивали наличие признаков воспаления, характер и количество раневого отделяемого и т. д. Измерение ран с помощью линейки и штангенциркуля в двух проекциях осуществляли за 1 ч до проведения ФДТ на 2-е, 4-е, 7-е и 14-е сут. Для выявления характера течения репаративных процессов в исследуемых группах животных вычисляли следующие показатели динамики заживления экспериментальных ран:

1. Показатель изменения площади раневой поверхности в динамике (ДБ, %):

(Б0 - Бп)х100

где Б0 — исходная площадь раны, Бп — площадь раны на п-е сутки.

2. Относительная скорость уменьшения площади раневого дефекта ^заж, %/сутки):

(Бо - Бп)х100%

Бохп

где Б0 — исходная площадь раны, Бп — площадь раны на п-е сутки, п — порядковый номер суток эксперимента.

3. Показатель скорости эпителизации раны ^эпит., мм2 / сутки):

Б- Б

0 п

T

где S0 — исходная площадь раны, Sn — площадь раны на n-е сутки, Т — число суток между измерениями.

Все цифровые данные обрабатывали с использованием компьютерной программы Universlab DeskTer River V3.3.3269

Рассчитывали средние значения определяемых величин и стандартную ошибку среднего: SEM = -jn , где s — выборочное среднее квадратичное отклонение.

РЕЗУЛЬТАТЫ

На следующие сутки после моделирования ран и проведения ФДТ общее состояние животных можно было оценить как удовлетворительное. Животные были активны, слизистые оболочки без видимых изменений, шерстный покров гладкий. Раны у всех животных имели признаки развивающегося нагноения. Наиболее выраженное нагноение наблюдалось в контрольных группах.

Бактериальная нагрузка

Одним из значимых критериев оценки эффективности проведенного лечения гнойных ран мягких тканей является микробиологическое исследование. Определение бактериальной нагрузки производилось до начала проведения лечения, через 48, 96 и 168 ч после ФДТ. Количественные показатели бактериальной нагрузки ран представлены в табл. 2.

Через 6 ч после инфицирования перед ФДТ исходная контаминация ран во всех группах животных была одинаковой и составила 5,03 ± 0,04х106 КОЕ/мл.

В опытных группах В (ФДТ индуцированная МЦ540 в воде) и Г (ФДТ индуцированная МЦ540 в растворе натрия хлорида) через 48 ч после проведения ФДТ количество P. aeruginosa уменьшилось на 102 и 103 КОЕ/мл соответственно.

Таблица 2. Изменение бактериальной нагрузки ран, КОЕ/мл

Время после проведения ФДТ

Группа 0 ч 48 ч 96 ч 168 ч

Группа А 5,00 х 106 1,5 х 105 1,7 х 105 1,4 х 104

Группа Б 4,95 х 106 1,2 х 105 1,6 х 105 1,0 х 104

Группа В 5,01 х 106 2,0 х 104 0,7 х 102 Не высевалось

Группа Г 5,15 х 106 1,5 х 103 Не высевалось Не высевалось

Таблица 3. Морфометрический анализ состояния ремоделирования внутрираневого матрикса у мышей линии BALB/c

Показатель изменения площади раневой поверхности в динамике, ÄS

Время после проведения ФДТ, сут.

Группа 2-е сут. 4-е сут. 7-е сут. 14-е сут.

Группа А 11,11 ± 0,37 25,00 ± 0,82 41,11 ± 1,36 84,43 ± 3,78

Группа Б 13,55 ± 0,45 32,22 ± 1,39 50,01 ± 1,65 85,30 ± 3,75

Группа В 16,66 ± 0,53 40,02 ± 2,17 48,33 ± 1,76 93,31 ± 1,89

Группа Г 30,01 ± 2,33 55,55 ± 3,61 67,77 ± 4,75 94,77 ± 4,17

Относительная скорость уменьшения дефекта, узаж

Время после проведения ФДТ, сут.

Группа 2-е сут. 4-е сут. 7-е сут. 14-е сут.

Группа А 5,55 ± 0,18 6,25 ± 0,21 5,87 ± 0,19 6,03 ± 0,12

Группа Б 7,50 ± 0,25 10,51 ± 0,35 7,14 ± 0,24 5,95 ± 0,13

Группа В 8,33 ± 0,29 10,00 ± 0,87 6,90 ± 0,77 5,92 ± 0,28

Группа Г 15,01 ± 0,16 13,88 ± 1,91 9,68 ± 1,01 7,33 ± 0,45

Сравнительная характеристика течения инфицированных раневых дефектов

Сравнительный анализ результатов наблюдения характеристик течения раневых дефектов в экспериментальных группах позволил установить межгрупповые различия динамики заживления раневых дефектов по показателю ДБ (табл. 3).

Анализ полученных данных показал, что значения ДБ контрольных групп А и Б достоверно меньше (р < 0,05) соответствующих показателей опытных групп В и Г на всех этапах проведения эксперимента (исключение составило отсутствие значимых различий с результатом группы Б и В на 7-е сут.).

Сравнительный анализ скоростей заживления раневых дефектов в динамике выявил значимые внутригрупповые различия показателей vзаж (см. табл. 3). Из полученных данных видно, что наибольшая скорость заживления наблюдается в группе Г, а в остальных группах на протяжении 14 сут., показатели vзаж находились на достаточно стабильном уровне (р > 0,05). Отметим, что скорость заживления к 14 сут. снижается и становится практически одинаковой для всех групп.

Нами выявлены существенные изменения, а также межгрупповые различия показателей скорости эпителиза-ции раневых дефектов ^эпит) в процессе проведения эксперимента (табл. 4).

Максимальные значения скорости эпителизации ^эпит) в интервале 4-7 сутки были отмечены в группе Г (р < 0,05 во всех случаях), к 14 сут. скорость эпителизации во всех группах снижалась.

В первые 48 ч в ране происходят изменения, характеризующиеся формированием кровяного сгустка. В основе сгустка лежит фибрин, который формирует струп с выпотом экссудата и клеточных элементов с преобладанием нейтрофилов. Наступает лизис форменных элементов крови с формированием всех признаков гнойного воспаления (рис. 1 А).

Под лизирующимся струпом бурно разрастается молодая соединительная ткань в основе которой выявляются многочисленные тонкостенные капилляры, синусы, лакуны, заполненные большим количеством крови (рис. 1 Б). Со временем (4-7 сут.) вновь образованная соединительная ткань превращается в рубцовую, порой гиализированную и даже петрифицированную (рис. 1 Е). Даже неглубоко расположенные такие инфильтраты вызывают контрактуры, и, следовательно, приводят к неподвижности кожи.

В это же время в гистологических препаратах выявлялось медленное (24-48 ч), а затем бурное размножение базальных клеток эпидермиса с нарастающей его керати-низацией. Разрастаясь и дифференцируясь, эпидермис постепенно закрывает дефект кожи (табл. 4, рис. 1 Д). Синтетические процессы в ране проходят равнонаправ-ленно, но с определенным сдвигом во времени. На эти

Таблица 4. Морфофункциональная динамика репаративного эпителиального покрова инфицированных ран мышей линии ВА1_В/с

Скорость эпителизации раны, уэпит

Время после проведения ФДТ, дни

Группа 2-е сут. 4-е сут. 7-е сут. 14-е сут.

Группа А 1,07 ± 0,04 5,17 ± 0,23 15,69 ± 1,18 6,33 ± 1,05

Группа Б 2,24 ± 0,07 6,19 ± 0,27 16,07 ± 0,82 6,41 ± 1,16

Группа В 2,63 ± 0,09 5,41 ± 0,24 14,31 ± 0,45 6,09 ± 1,24

Группа Г 3,52 ± 0,11 8,01 ± 0,35 16,94 ± 0,86 8,11 ± 1,53

Рис 1. Микроструктура инфицированных ран кожи мышей после ФДТ. Окраска: гематоксилин-эозин. (А) Молодая грануляционная ткань раны на 4-е сут., х150. (Б) Гиперемия сосудов и отек тканей микрососудистого русла на 4-е сут., *350. (В) «Заболоченность» кровью мышечной ткани раны на 4-е сут., *250. (Г) Фрагменты мышечной ткани в состоянии внутриклеточной регенерации на 7-е сут., *450. (Д) Эпителизация и рубцевание ран на 14-е сут., *150. (Е) Гиа-линоз и петрификация внутренней рубцовой ткани на 36-е сут., *150

процессы влияет много факторов, в том числе заданные экспериментом (табл. 3 и 4, рис. 1).

Обилие крови, усиленная оксигенация и обилие ферментативных процессов в ране, возникающие со временем, усиливают процесс неполной репаративной регенерации. Протекающий процесс вызывает даже внутриклеточную регенерацию миосателлитов (табл. 3 и 4, рис 1 Г).

Таким образом, микроструктурный анализ хорошо коррелирует с полученными данными (табл. 2-4, рис. 1) и указывает на бурное заживление ран за счет активного роста, дифференцировки и созревания микрососудистого русла с формированием грануляционной ткани, а также усиленной эпителизации раневого дефекта.

ОБСУЖДЕНИЕ

В исследованиях in vitro ранее нами было показано, что в случае ФДТ МЦ540 в присутствии 0,25 М NaCl инактивация P. aeruginosa возрастает в 10 раз по сравнению с ФДТ МЦ540 в воде [10]. Наблюдаемый эффект был объяснен разной степенью агрегации МЦ540 в воде и в присутствии соли. В воде МЦ540 находится как в мономерной, так и димерной формах [11], из которых только мономерная форма способна генерировать активные формы кислорода, в первую очередь — синглетный кислород [12, 13]. В солевых растворах МЦ540 образует крупные кристал-лоподобные агрегаты, способные к генерации свободных радикалов [14-17].

Представленные в настоящем исследовании данные на животных моделях убедительно подтвердили ранее полученные данные in vitro по следующим показателям: гибель бактерий, препятствование их восстановлению и ускорение процесса заживления ран.

Действительно, согласно представленным в табл. 2 данным, после проведенной ФДТ с МЦ540 в растворе хлорида натрия полное очищение раны от полирезистентного штамма P. aeruginosa происходит к 4 сут., тогда как при проведении ФДТ с МЦ540 в воде аналогичные изменения наблюдались лишь на 7-е сут.

Морфометрические данные (табл. 3) подтверждают лучшую эффективность агрегатов МЦ540 по сравнению с его мономерами и димерами в отношении скорости за-

живления раневого дефекта и уменьшения его площади. Так, к 4 сут. площадь раневого дефекта у животных из группы Г уменьшилась на 45%, в то время как для группы В эта величина составляет 60%, что близко к показателям группы Б (68%).

Наблюдаемые изменения относительной скорости уменьшения дефекта (табл. 3) в случае группы А имеют практически линейную зависимость (с учетом среднеквадратичного отклонения), для групп Б-В — параболическую с максимумом на 4-е сут., а для группы Г — экспоненциальную. Для животных всех исследованных групп на 14-е сутки наблюдалось снижение скорости заживления. Полученные данные согласуются с описанным ранее изменением показателя площади раневой поверхности (табл. 3).

Регенерация эпителиального покрова ран происходит значительно быстрее, и становиться ярко выраженной уже на 4-е сут. в группе Г (см. табл. 4), в отличии не только от контроля, но и группы, получившей лечение на основе ФДТ с МЦ540 в воде.

Микроструктурный анализ хорошо коррелирует с полученными данными (табл. 2-4, рис. 1) и указывает на бурное заживление ран за счет активного роста, дифференциров-ки и созревания микрососудистого русла с формированием грануляционной ткани, а также усиленной эпителизации раневого дефекта. Однако, хотя процессы заживления, а также очищения раны от патогенных бактерий происходили намного быстрее в случае применения ФДТ с МЦ540 в растворе хлорида натрия, сам процесс происходит «жестче» с расплавлением фибрина и образованием фибрино-ида. Для ФДТ с МЦ540 в воде процесс заживления проходит медленнее, «мягче» и без активного образования фибриноида.

ВЫВОДЫ

Согласно данным, полученным в модели раневой инфекции на мышах, ФДТ с МЦ540 в растворе хлорида натрия способна намного эффективнее вызывать гибель бактерий, препятствовать их последующему восстановлению и значительно ускорять процесс заживления ран, по сравнению с контрольными группами и ФДТ с МЦ540 в воде.

Литература

1. Fakayode OJ, Tsolekile N, Songca SP, Oluwafemi OS. Applications of functionalized nanomaterials in photodynamic therapy. Biophys. 2018; 2. doi: 10.1007/s12551-017-0383-2.

2. Rundle P. Photodynamic Therapy for Eye Cancer. Biomedicines. 2017; 5 (4): 69.

3. Meimandi M, Talebi Ardakani MR, Esmaeil Nejad A, Yousefnejad P, Saebi K, Tayeed MH. The Effect of Photodynamic Therapy in the Treatment of Chronic Periodontitis: A Review of Literature. J Lasers Med Sci. 2017; 8 (1): 7-11.

4. Demidova TN, Hamblin MR. Photodynamic therapy targeted to pathogens. Int J Immunopathol Pharmacol. 2004; 17: 245-54.

5. Hamblin MR, Hasan T. Photodynamic therapy: a new antimicrobial approach to infectious disease? Photochem Photobiol Sci. 2004; 3: 436-50.

6. Hamblin MR. Antimicrobial photodynamic inactivation: a bright new technique to kill resistant microbes. Curr Opin Microbiol. 2016; 33: 67-73.

7. Neundorf I. Reinhardt A. Design and Application of Antimicrobial Peptide Conjugates. Int J Mol Sci. 2016; 17 (5): 701.

8. Joseph B, Janam P, Narayanan S, Anil S. Is Antimicrobial

Photodynamic Therapy Effective as an Adjunct to Scaling and Root Planing in Patients with Chronic Periodontitis? A Systematic Review Biomolecules. 2017; 7 (4): 79.

9. Liu CC, Zhao JJ, Zhang R1, Li H, Chen B, Zhang LL et al. Multifunctionalization of graphene and graphene oxide for controlled release and targeted delivery of anticancer drugs. Am J Transl Res. 2017; 9 (12): 5197-219.

10. Шмиголь Т. А., Бехало В. А., Сысолятина Е. В., Нагурская Е. В., Ермолаева С. А., Потапенко А. Я. Влияние хлорида натрия на агрегацию мероцианина 540 и фотосенсибилизированную инактивацию Pseudomonas aeruginosa и Staphylococcus aureus. Acta Naturae. 2011: 112-118.

11. Bilski P, McDevitt T, Chignell CF. Merocyanine 540 solubilized as an ion pair with cationic surfactant in nonpolar solvents: spectral and photochemical properties. Photochem Photobiol. 1999; 69 (6): 671-676.

12. Levard C, Hotze EM, Lowry GV, Brown GE Jr. Environmental transformations of silver nanoparticles: impact on stability and toxicity. Environ Sci Technol. 2012; 3; 46 (13): 6900-14.

13. Kepczynski M, Dzieciuch M, Nowakowska M. Nano-structural

hybrid sensitizers for photodynamic therapy. Curr Pharm Des. 2012; 18 (18): 2607-21.

14. Ragàs X, Xin He, Agut M, Roxo-Rosa M, Rocha Gonsalves A, Arménio C. Serra et al. Singlet Oxygen in Antimicrobial Photodynamic Therapy: Photosensitizer-Dependent Production and Decay in E. coli. Molecules. 2013; 18 (3): 2712-25.

15. Yin R, Dai T, Avci P, Jorge AE, de Melo WC, Vecchio DH. et al. Light based anti-infectives: ultraviolet C irradiation, photodynamic therapy, blue light, and beyond. Curr Opin Pharmacol. 2013; 13: 731-62.

16. Vatansever F, de Melo WC, Avci P, et al. 2013. Antimicrobial strategies centered around reactive oxygen species — Bactericidal antibiotics, photodynamic therapy, and beyond. FEMS Microbiol Rev. 2013; 37 (6): 955-89.

17. Avci P, Erdem SS, Hamblin MR. Photodynamic Therapy: One Step Ahead with Self-Assembled Nanoparticles J Biomed Nanotechnol. 2014; 10 (9): 1937-52.

References

1. Fakayode OJ, Tsolekile N, Songca SP, Oluwafemi OS. Applications of functionalized nanomaterials in photodynamic therapy. Biophys. 2018; 2. doi: 10.1007/s12551-017-0383-2.

2. Rundle P. Photodynamic Therapy for Eye Cancer. Biomedicines. 2017; 5 (4): 69.

3. Meimandi M, Talebi Ardakani MR, Esmaeil Nejad A, Yousefnejad P, Saebi K, Tayeed MH. The Effect of Photodynamic Therapy in the Treatment of Chronic Periodontitis: A Review of Literature. J Lasers Med Sci. 2017; 8 (1): 7-11.

4. Demidova TN, Hamblin MR. Photodynamic therapy targeted to pathogens. Int J Immunopathol Pharmacol. 2004; 17: 245-54.

5. Hamblin MR, Hasan T. Photodynamic therapy: a new antimicrobial approach to infectious disease? Photochem Photobiol Sci. 2004; 3: 436-50.

6. Hamblin MR. Antimicrobial photodynamic inactivation: a bright new technique to kill resistant microbes. Curr Opin Microbiol. 2016; 33: 67-73.

7. Neundorf I. Reinhardt A. Design and Application of Antimicrobial Peptide Conjugates. Int J Mol Sci. 2016; 17 (5): 701.

8. Joseph B, Janam P, Narayanan S, Anil S. Is Antimicrobial Photodynamic Therapy Effective as an Adjunct to Scaling and Root Planing in Patients with Chronic Periodontitis? A Systematic Review Biomolecules. 2017; 7 (4): 79.

9. Liu CC, Zhao JJ, Zhang R1, Li H, Chen B, Zhang LL et al. Multifunctionalization of graphene and graphene oxide for controlled release and targeted delivery of anticancer drugs. Am J Transl Res. 2017; 9 (12): 5197-219.

10. Shmigol TA, Behalo VA, Syisolyatina EV, Nagurskaya EV, Ermolaeva SA, Potapenko AYa. Vliyanie hlorida natriya na

agregatsiyu merotsianina 540 i fotosensibilizirovannuyu inaktivatsiyu Pseudomonas aeruginosa i Staphylococcus aureus. Acta Naturae. 2011: 112-118.

11. Bilski P, McDevitt T, Chignell CF. Merocyanine 540 solubilized as an ion pair with cationic surfactant in nonpolar solvents: spectral and photochemical properties. Photochem Photobiol. 1999; 69 (6): 671-676.

12. Levard C, Hotze EM, Lowry GV, Brown GE Jr. Environmental transformations of silver nanoparticles: impact on stability and toxicity. Environ Sci Technol. 2012; 3; 46 (13): 6900-14.

13. Kepczynski M, Dzieciuch M, Nowakowska M. Nano-structural hybrid sensitizers for photodynamic therapy. Curr Pharm Des. 2012; 18 (18): 2607-21.

14. Ragàs X, Xin He, Agut M, Roxo-Rosa M, Rocha Gonsalves A, Arménio C. Serra et al. Singlet Oxygen in Antimicrobial Photodynamic Therapy: Photosensitizer-Dependent Production and Decay in E. coli. Molecules. 2013; 18 (3): 2712-25.

15. Yin R, Dai T, Avci P, Jorge AE, de Melo WC, Vecchio DH. et al. Light based anti-infectives: ultraviolet C irradiation, photodynamic therapy, blue light, and beyond. Curr Opin Pharmacol. 2013; 13: 731-62.

16. Vatansever F, de Melo WC, Avci P, et al. 2013. Antimicrobial strategies centered around reactive oxygen species — Bactericidal antibiotics, photodynamic therapy, and beyond. FEMS Microbiol Rev. 2013; 37 (6): 955-89.

17. Avci P, Erdem SS, Hamblin MR. Photodynamic Therapy: One Step Ahead with Self-Assembled Nanoparticles J Biomed Nanotechnol. 2014; 10 (9): 1937-52.