Цитогенетический контроль конъюгации хромосом у Triticum aestivum L

Thus, a certain musical model and optimized motor activity is expressed in an adequate physiological response and repeatability of students.

Conclusions

The results of our research allow us to draw the following conclusions:

1. The undulation of the physiological response of the cardiovascular system fully duplicates the musical model embedded in the structure of morning exercise

2. Reproduction and visualization of the music model, as well as optimization of physical exercises from modern fitness areas developed in the course of the study contributes to improving the quality of the health process in the children's camp

REFERENCES:

1. Fenev V. E., Egorycheva E. V., Cher-nysheva I. V., Shlemova M. V. Utrennyaya ozdo-rovitel'naya gimnastika i ee znachenie // Mezhdunarod-nyi studencheskii vestnik. 2016. №5. S. 313-314.URL: http://eduherald.ru/ru/article/view?id=15714

2. Golubev D. V., Shchedrina Yu. A., Dem-chenko D. I. Planirovanie obrazovatel'no-ozdo-

rovitel'nykh meropriyatii na osnove srochnogo monitoringa funktsional'nogo sostoyaniya shkol'nikov v detskikh lageryakh (na primere: MDTs ARTEK) // Problemy sovremennogo obrazovaniya. 2018. № 4. S. 165-171.

3. Bolezni serdtsa i sosudov. Rukovodstvo Evropeiskogo obshchestva kardiologov. Pod red. A. Dzhona Kema, Tomasa F. Lyushera, Patrika V. Se-ruisa,

4. Ali Barbar Effect of morning exercise on the psychological well-being of high school female students // Annals of Biological Research. 2012. № 3. S.

5. J. Gholamhasan, et. all. The Effect of exercise in the Morning and the Evening Times on Aerobic and Anaerobic Power of Inactive Subjects // World Applied Sciences Journal. 2013. 22 (8):" 1146-1150 (DOI: 10.5829/idosi.wasj.2013.22.08.2558).

УДК 576.3: 575:633.111

CYTOGENETIC CONTROL OF CONJUGATION CHROMOSOMES AT TRITICUM AESTIVUM L.

Zharkov N.

senior researcher of the Omsk agrarian scientific center, Omsk

ЦИТОГЕНЕТИЧЕСКИЙ КОНТРОЛЬ КОНЪЮГАЦИИ ХРОМОСОМ У TRITICUM AESTIVUM L.

Жарков Н.А.

ст. научный сотрудник Омского аграрного научного центра, г. Омск

Abstract

Results of the cytological analysis of a meiosis metaphase I at a full series of monosomal lines of soft spring wheat variety Milturum 553 are presented in this article. On the basis of the conducted researches it was established that conjugation of chromosomes has the polygenic control system where entering genes stimulators and inhibitors, genes with autonomous functional activity and genes with the interfaced action type. Existence of the genes having identical efficiency in double and one doses is revealed. Besides, reasons for variation from control were determined for the analyzed traits of sisterly disomik.

Аннотация

В данной статье представлены результаты цитологического анализа метафазы I мейоза у полной серии моносомных линий сорта яровой мягкой пшеницы Мильтурум 553. На основании проведенных исследований установлено, что конъюгация хромосом имеет полигенную систему контроля, куда входят гены стимуляторы и ингибиторы, гены с автономной функциональной активностью и гены с сопряженным типом действия. Выявлено наличие генов, обладающих одинаковой эффективностью в двойной и одной дозах. Кроме того, были определены причины отклонения от контроля по анализируемым признакам сестринских дисомиков.

Keywords: soft wheat, monosomal lines, meiosis, chromosomes, genes.

Ключевые слова: мягкая пшеница, моносомные линии, мейоз, хромосомы, гены.

Мягкая пшеница Triticum aestivum Ь. является аллогексаплоидом и включает в себя три генома: А, В, Б, принадлежащим разным видам родов Triticum Aegilops [1-3]. В состав каждого генома входит по 7 хромосом (2п = 14). На основании проведенного нуллисомно-тетрасомного анализа было установлено, что по три пары хромосом, принадлежащим

разным геномам, обладают сходным содержанием генетической информации и являются гомеологами [4]. После этого каждая хромосома получила двойное обозначение, где цифра указывает на принадлежность ее к конкретной гомелогичной группе, а буква - к геному. В результате такой нумерации каждая из 7 гомеологичных групп включает по три

хромосомы: 1A, 1B, 1D (группа 1), 2A, 2B, 2D (группа 2), 3A, 3B, 3D (группа 3) и т.д. до 7.

Хромосомы, принадлежащие к разным геномам, но входящие в одну гомеологичную группу, способны в профазе мейоза конъюгировать между собой, образуя мультиваленты. В настоящее время установлено, что процесс диплоидизации аллопо-липлоидных пшениц обеспечивается сложным генетическим комплексом, в общей совокупности которого определяющая функция отводится хромосоме 5В [5-6]. Локус, ответственный за данный процесс у аллогексаплоидной пшеницы, был обозначен символом Ph (Pairing homeology) и локализован в длинном плече 5В хромосомы [7]. В отношении механизма действия этого гена существуют гипотезы, которые относятся в основном к двум категориям [8-10]. 1) Локус Ph (Phi) действует на предмейотических стадиях, управляя предмейоти-ческим выравниванием гомологов и гомеологов. 2) Локус Ph (Phi) включается в исправление гомеоло-гического синапсиса и подавление кроссинговера между гомеологами.

Кроме Ph-локуса хромосомы 5В у мягкой пшеницы обнаружено наличие еще двух супрессоров гомеологичной конъюгации, расположенных в коротком плече хромосом ЗА и 3D [11-14]. После получения рецессивных форм и доказательства моногенности ингибирующих свойств хромосомы 3D, локус ее был обозначен символом Ph2 [15-16]. Соответственно, идентичный ген 5В хромосомы стал именоваться как Phi [16].

Из популяции растений мягкой пшеницы выделен третий ген, уменьшающий конъюгацию го-меологов, Ph3 [17]. Его происхождение связывают со спонтанной мутацией гена, расположенного в длинном плече хромосомы 5D. По своим характеристикам он менее активен, чем предполагаемая го-меаллель Ph1. Наличие генов-супрессоров гомеоло-гичного спаривания хромосом обнаружено также в коротком плече хромосомы ЗВ [18], в длинном плече хромосомы 2D [19] и в хромосоме 2А [20]. Кроме того, в литературных источниках есть сведения о наличии минорных супрессоров в длинном плече хромосом 3A, 3D и в хромосоме 4D [21-22].

Однако регуляция мейотических процессов не ограничивается только супрессирующими факторами. По результатам цитогенетических исследований мягкая пшеница обладает системой генов, имеющей противоположное действие на попарное спаривание гомологов и гомеологов. Часто гены с альтернативным проявлением оказываются в одной группе сцепления. Так, короткое плечо хромосомы 5В влияет на конъюгацию гомеологов в направлении, противоположном 5ВЬ [23]. Из вышеназванных хромосом наличие генов-стимуляторов обнаружено в ЗА, ЗВ, 3D, 2А, 2В, 2D [11, 12, 18, 19, 2425]. В пределах генотипа мягкой пшеницы наиболее сильным стимулирующим эффектом обладает хромосома ЗВ. Отсутствие ее у растений вызывает появление большого количества унивалентов. По выражению Э. Сирса [22] ЗВ несет ген нормального синапсиса. Хромосомы 5D и 5А обладают способ-

ностью снижать асинаптический эффект, вызванный изменением температуры [26-27]. Локус, обуславливающий данное свойство был обозначен символом ltp - low temperature pairing [26, 28].

Таким образом, проведенный краткий обзор имеющихся литературных данных не дает полного представления о системе цитогенетического контроля конъюгации хромосом у мягкой пшеницы. Следует отметить, что конъюгация хромосом представляет собой достаточно сложный мейотический процесс и состоит из нескольких этапов. К Ним относятся: 1) правильное распределение функций между гомологами при полюсной коориентации центромер; 2) процессы сближение и распознавания гомологов; 3) формирование синаптонемаль-ного комплекса; 4) кроссинговер и образование хиазм [29-32].

Основной целью проводимых исследований являлось определение системы цитогенетического контроля конъюгации хромосом у Triticum aestivum L.

Задачи иследования - провести цитологический анализ метафазы I мейоза у исходного сорта пшеницы и созданной по нему полной серии моно-сомных линий.

Материал и методика исследования

В качестве объектов исследования были взяты сорт яровой мягкой пшеницы Мильтурум 553 и созданная по нему полная, цитологически идентифицированная серия моносомных линий. Закладка и проведение опыта осуществлялась в строго контролируемых условиях (теплица) в 11 летне-весенний период. Посев семенного материала проводился в сосуды. Повторность четырехкратная. По каждому варианту в повторности высевали 20 зерен (по 5 зерен в сосуд). Сосуды в пределах линии располагались в один ряд (по 4 сосуда). Ряды по стеллажу размещались рендомизированно.

Растения выращивали при 17 часовом освещении. Дополнительное досвечивание осуществляли лампами ДРЛФ-400. В процессе вегетации освещенность увеличивали с 8 - 10 тысяч люкс (посев -всходы) до 12-18 тысяч люкс (цветение - восковая спелость). Температурный цикл поддерживался в начальный период 18/160С, на более поздних этапах развития - 22/180С. Полив осуществлялся через день, до полного насыщения почвы. Влажность воздуха поддерживалась в пределах 50 - 70%.

В межфазный период выход в трубку - колошение проводили фиксацию микроспороцитов. Для этого с каждого растения брали по одному колосу. В качестве фиксаторов использовали смеси Ньюко-мера [33]. Цитологические исследования мейоза осуществлялись на временных давленых ацетокар-миновых препаратах с помощью микроскопа МБИ-3. Микрофотосъемку проводили под микроскопом МБИ-11, снабженным микрофотонасадкой МФН-12У4.2. Для анализа брали только первые и вторые цветки нижней части колоса. При этом в самоопыленном потомстве моносомных растений анализировали как моносомики (2n=41), так и сестринские дисомики (2n=42).

В метафазе I у исходного сорта и дисомной части популяции при увеличении 20х10 определяли количество клеток без унивалентов, клеток с 2 и более унивалентами и количество клеток с мультива-лентами. У моносомных растений также определяли количество клеток с наличием двух и более дополнительных к моносоме унивалентов и клеток с различного рода мультивалентами. При увеличении 90х10 в клетках всего анализируемого материала определяли количество палочковидных и кольцевых бивалентов, число хиазм на клетку и на бивалент. При этом для анализа отбирались только клетки с хорошо просматриваемым расположением хромосом. Полученные экспериментальные данные подвергались статистическим методам анализа, разработанных для качественных признаков [34].

Результаты исследования и их обсуждение.

Взятый в качестве объекта исследования сорт

яровой мягкой пшеницы Мильтурум 553 характеризуется стабильным прохождением мейоза. На стадии метафазы I микроспороциты имели в основном 21 бивалент с преобладанием конфигураций закрытого типа. Наличие унивалентов в метафаз-ных клетках отмечалось с частотой 1,08%. Количество палочковидных бивалентов на клетку составило 0,78, а число хиазм на бивалент - 1,998. Кроме бивалентных ассоциаций хромосом наблюдались и тетраваленты. Доля клеток с подобного рода образованиями в общем объеме изученного материала не превышало 1% (0,93 %).

Анализ микроспороцитов у моносомных растений показал, что в метафазе I мейоза преобладали клетки с нормальным синапсисом хромосом, имеющие характерные для них конфигурации, состоящие из 20 бивалентов и 1 унивалента (рис. 1, а). Однако в ряде случаев наблюдались клетки с тремя и более унивалентами (рис. 1, б), а также - с мульти-валентами (рис. 1, в, г).

Рисунок 1 Конфигурация хромосом в метафазе I мейоза у моносомных растений Мильтурум 553: а - 20» + 1'; б - 19» + 3'; в - 18» + 1»» + 1'; г - 19» + 1»'; стрелками указаны униваленты (а, б, в), тет-

равалент (в), тривалент (г). Ув. 90х10.

б

а

г

в

Проведенный цитологический анализ мета-фазы I у серии моносомных линий показал, что отклонения от исходного сорта (контроль) по анализируемым признакам наблюдалось не только у мо-носомной части популяции, но и у сестринских

дисомиков. Если данное явление у моносомных растений объясняется исключением из генотипа части генетической информации, то сохранение эффекта моносомии при восстановлении двойной дозы хромосом требовало своего объяснения.

Для выяснения причин, обуславливающих отклонение дисомных растений от рекуррентного родителя и их различия между собой по генотипиче-скому проявлению мейотических признаков, был проведен специальный опыт. По ряду моносомных

линий были отобраны сестринские дисомики и при строгой изоляции получено потомство трех поколений. Результаты цитологического анализа мета-фазы I мейоза двух таких наборов (4А и 3В) представлены в таблице 1.

Табл. 1

Процесс стабилизации метафазы I мейоза в потомстве самоопыленных сестринских дисомиков

Анализируемый признак Хромосома Моносомик Сестринский Самоопыленное потомство Сорт

дисомик сестринских дисомиков М

1 2 3 553

I. Частота образования клеток с асинаптическими хромосомами

1. Количество изученных кле- 4А 1119 489 512

ток 3В 1154 370 1376 1196 1613 1392

Количество клеток с унива- 4А 3,13*** 2,86** 0,78

лентами, % 3B 4,68*** 5 95*** 4 08*** 2,29* 1,74 1,08

II. Частота образования палочковидных бивалентов и хиазм

Количество изученных клеток 4А 272 102 112

3В 265 102 202 187 150 161

Количество палочковидных 4А 6,35*** 6,43*** 3,33

бивалентов на клетку, % 3В 7 40*** 7 76*** 4,76* 4,48 3,33 3,71

3. Число хиазм на бивалент 4А 1 97** 1,97* 2,10***

3В 1,99 1 97** 2,01 2,01 2,03** 2,00

Отклонения от сорта Мильтурум 553 достоверны при: *Р = 0,05 - 0,01; **Р = 0,01 - 0,001; 0,001.

Как видно из таблицы 1, при поочередном исключении из генотипа хромосом 4А и 3В, наблюдалось достоверное увеличение количества клеток с двумя и более дополнительных к моносоме унива-лентов (клеток с асинаптическими хромосомами), количества палочковидных бивалентов на клетку и снижение числа хиазм на бивалент. При этом эффект моносомии полностью сохранялся при восстановлении двойной дозы хромосом у сестринских дисомиков. Возврат генотипа к исходному состоянию наблюдался по хромосома 4А уже в первом самоопыленном потомстве сестринских дисомиков, а по хромосоме 3В - во втором и третьем поколениях (табл. 1).

Как уже отмечалось ранее, конъюгация хромосом является достаточно сложным мейотическим процессом и включает в себя ряд этапов. Поэтому есть основания считать, что данный процесс имеет полигенную систему контроля. В случае исключения из генотипа части генетической информации происходит переопределение генетических связей,

для восстановления которых, в ряде случаев, требуется несколько мейотических циклов. Таким образом, изучение мейотических признаков у моносом-ной части популяции и сестринских дисомиков позволяет не только дополнительно выявлять наличие генов, но и устанавливать характер их действия и взаимодействия.

По результатам проведенных исследований большинство моносомных линий имели тот же уровень образования мультивалентов (тетравалентов), что и исходный сорт. Исключение составили линии, моносомные по хромосомам 2А, 1В, 3В, 2Б и 7Б (табл. 2). При этом отсутствие одной дозы хромосомы 1В и 3В вызвало достоверное увеличение частоты образования тетравалентов, что свидетельствует о наличии в них генов, способствующих подавлению синапсиса гомеологов. В случае гемизи-готного состояния хромосомы 7Б наблюдалось достоверное снижение доли клеток с тетравалентами, а 2А и 2Б - хромосомные ассоциации подобного рода в метафазе I не наблюдались.

Таблица 2

Образование мультивалентов в метафазе I мейоза у моносомиков и сестринских дисомиков

Хромосома Моносомик Сестринский дисомик

Количество изученных клеток Процент клеток с Количество изученных клеток Клеток с тетравалентами, %

тетравалентами тривалентами

2А 1312 0,00±0,00*** 0,08±0,08 861 1,16±0,36

6А 1464 0,75±0,22 0,07±0,07 681 0,00±0,00*

1В 1427 2,45±0,41** 646 1,39±0,46

3В 1154 1,99±0,41* 370 0,54±0,38

2D 1344 0,00±0,00*** 0,82±0,25 816 0,61±0,27

7D 1175 0,26±0,15* 0,08±0,08 486 1,03±0,46

М553 1392 0,93±0,26 1392 0,93±0,26

Примечание. Достоверно отличаются от исходного сорта при: : 0.001.

*P < 0.05 - 0.01; **P < 0.01 - 0.001; ***p

<

У растений, моносомных по хромосоме 2Б, примерно с той же частотой вместо тетравалентов формировались триваленты (рис. 1, г). Их наличие в единичных клетках также отмечалось у моносомиков 2А, 6А и 7Б. Практически во всех случаях в образовании тривалентов принимала участие анализируемая хромосома. Среди сестринских дисо-миков достоверное отклонение получено только по 6А хромосоме, где клетки с мультивалентами не обнаружены.

При цитологической идентификации хромосом, участвующих в образовании мультивалентов используются два основных показателя. Это снижение доли клеток с тетравалентами, вплоть до полного их отсутствия при исключении из генотипа одной дозы "критической" хромосомы и участие моносомы в формировании тривалентов. Исходя из данного положения, а также результатов проведенных исследований (табл. 2), есть основания считать, что образование тетравалентов у Мильтурум 553 обусловлено в основном синапсисом двух пар гомеологичных хромосом: 2А и 2Б. Наблюдаемые между ними различия по частоте встречаемости у моносомиков метафазных клеток с тривалентами, очевидно, связаны с проявлением их неадекватной роли в данном процессе. Взяв за основу эти показатели, можно предположить, что вероятность синап-сиса вышеуказанных гомеологов в большей степени определяется хромосомой 2Б, чем 2А.

Несколько необычно проявился эффект моно-сомии по хромосоме 6А. Ее гемизиготное состояние не оказало существенного влияния на частоту формирования тетравалентов. Однако у сестринских дисомиков наличие подобного рода хромосомных формирований в метафазе I не наблюдалось (табл. 2). По данным литературных источников [10, 35], в 6А хромосоме у сорта пшеницы Ка1х1ап-ЬиоЬапта был выявлен ген рИ (рИКЬ), который, по мнению авторов, усиливает синапсис чужеродных хромосом. Однако результаты проведенных нами исследований свидетельствуют о том, что действие хромосомы 6А сорта Мильтурум 553 может быть связано только с наличием в ней гена ингибитора синапсиса гомеологов. В данном случае у сестринских дисомиков сработал своего рода эффект сверхдозы, когда генотип своей компенсаторной способностью не смог сразу отреагировать на

появление второй дозы хромосомы 6А. В сложившейся ситуации были полностью исключены все возможности формирования тетравалентов у анализируемого генотипа.

По данным цитологических наблюдений, характер синапсиса хромосом у моносомных растений определялся не только наличием или отсутствием мультивалентов, но и частотой образования дополнительных к моносоме унивалентов (рисунок 1, б). Их наличие могло быть обусловлено как отсутствием синапсиса хромосом (асинапсис), так и преждевременным распадом бивалентов в профазе мейоза (десинапсис). В связи с тем, что методика проводимых исследований не позволяет идентифицировать природу их происхождения, целесообразно, исходя из данного определения двум вышеуказанным явлениям [36-37] и пользуясь рекомендациями Я.К. §ооб1 [38] ограничится в дальнейшем понятием асинапсиса, без его детализации.

Достоверное отклонение от исходного сорта (контроль) по данному показателю было получено в одиннадцати случаях из 21 возможного (таблица 3).

Согласно результатам проведенных исследований отсутствие одной дозы хромосом 1В, 2В, 2Б, 3А, 3В, 4А, 4В, 4Б и 7А у серии моносомных линий вызвало увеличение количества клеток с асинапти-ческими хромосомами. Математически доказуемый отрицательный эффект по данному признаку проявился только при гемизиготном состоянии хромосомы 5Б. Наибольшее количество клеток с нарушениями синапсиса наблюдалось у растений, моносомных по хромосомам ЗА (5,12%) и 3В (4,68%), а наименьшее - 1А (0,40%) и 5Б (0,41%). По усредненным данным уровень асинапсиса у моносомиков превышал исходный сорт на 1,07%.

Изучение метафазы I мейоза микроспороцитов сестринских дисомиков (2п=42) также выявило их неоднородность по проявлению рассматриваемого признака (табл. 3). Достоверное отклонение от рекуррентного родителя доказано по семи линиям. Причем в пяти случаях (ЗА, 4А, ЗВ, 2Б и 4Б) у сестринских дисомиков наблюдалось сохранение эффекта моносомии, а в остальных двух случаях (5В и 6В) существенность различий между дисомными растениями и контролем было получено при отсутствии такового для моносомной части популяции.

Таблица 3

Конъюгация хромосом в метафазе I мейоза микроспороцитов моносомных и дисомных растений сорта _пшеницы Мильтурум 553_

Линия, мо- Моносомик Сестринский дисомик ±эффект восста-

носомная по количество клеток с дополни- количество клеток с уни- новления двой-

хромосоме изченных тельными к моно- изченных валентами, % ной дозы хромо-

15лееток, соме унивалентами, 15лееток, сомы *)

шт. % шт.

1А 1002 0,40±0,20 704 1,42±0,45 1,02*

2А 1312 1,75±0,36 862 1,05±0,35 -0,70

ЗА 1542 5,12±0,56*** 538 3,35±0,78*** -1,77

4А 1119 3,13±0,52*** 489 2,86±0,75** -0,27

5А 1669 1,02±0,25 718 0,97±0,37 -0,05

6А 1464 0,61±0,20 681 0,59±0,29 -0,02

7А 1295 2,93±0,47*** 387 1,29±0,57 -1,64

1В 1427 2,38±0,40** 646 1,39±0,46 -0,09

2В 626 2,88±0,67** 779 0,64±0,29 -2,24**

ЗВ 1154 4,68±0,62*** 370 5,95±1,23*** 1,27

4В 1692 2,30±0,36** 705 1,56±0,47 -0,74

5В 1349 0,74±0,23 539 2,60±0,69* 1,86**

6В 1023 1,08±0,32 586 2,39±0,63* 1,31*

7В 1069 1,78±0,40 473 1,69±0,59 -0,09

1Б 1264 1,34±0,32 443 0,45±0,32 -0,89

2Б 1344 4,61±0,57*** 816 2,33±0,53* -2,28*

ЗБ 1148 1,74±0,39 442 2,04±0,67 0,30

4Б 847 2,60±0,55** 506 2,96±0,75** 0,36

5Б 1228 0,41±0,18* 514 2,14±0,64 1,73**

6Б 1210 1,82±0,38 439 1,37±0,55 -0,45

7Б 1175 1,62±0,37 486 2,26±0,67 0,64

Х ср. 25959 2,15±0,09** 12112 1,84±0,12* -0,31

М 553 1392 1,08±0,28 1392 1,08±0,28

Различия достоверны при: *Р = 0,05-0,01; **Р = 0,01-0,001; ***Р < 0,001.

*) Здесь и далее эффект восстановления двойной дозы хромосомы определялся по разности выражен-

ности признака у моносомиков и сестринских дисомиков.

По хромосомам 7А, 1В, 2В, 4В и 5Б, где утрата одной дозы каждой из них приводила к заметному отклонению проявления анализируемого признака, сестринские дисомики практически не отличались от своего рекуррентного родителя.

Своеобразное влияние на конъюгацию гомологичных пар оказала хромосома 1А, поскольку оно выявлялось по разности частоты образования клеток с дополнительными унивалентами у моносом-ных и дисомных растений данной линии. В целом же показатель асинапсиса для сестринских дисоми-ков оказался ниже, чем у моносомиков, но достоверно выше, чем у исходного сорта Мильтурум 553 и составил 1,84%.

Моносомные растения в метафазе I мейоза формировали в основном кольцевые биваленты. Однако в общей совокупности хромосомных ассоциаций наблюдались и биваленты палочковидной формы (табл. 4). Их количество на клетку с нормальной конъюгацией хромосом (20" + 1') в среднем по серии составило 1,08, что оказалось на 0,30

больше, чем у рекуррентного родителя Мильтурум 553.

По данным представленным в таблице 4, количество палочковидных бивалентов варьировало по линиям от 0,78 (1А) до 1 ,57 (2Б). Близкие по значению с первым показателем имели растения, моносомные по хромосомам Ш, 5Б и 7Б, со вторым -3В и 4Б.

По результатам проведенного математического анализа существенность различий между мо-носомными растениями и исходным сортом была доказана по пяти хромосомам генома А (все, кроме 1А и 6А), шести хромосомам генома В (все, кроме 5В) и трем хромосомам генома Б (2Б, 4Б, 6Б). Причем во всех этих случаях доля палочковидных бивалентов в метафазных клетках превышала аналогичный показатель у контроля (табл. 4).

По частоте образования палочковидных бивалентов не соответствовали исходному сорту 12 линий сестринских дисомиков, три из которых принадлежат геному А (3А, 5А и 6А), шесть геному В (все, кроме 7В) и три - геному Б (2Б, 4Б и 5Б).

Таблица 4

Частота формирования палочковидных бивалентов в метафазе I мейоза у моносомных растений и сест-_ринских дисомиков Мильтурум 553_

Линия, мо- Моносомик Сестринский дисомик ± эффект восста-

носомная по количество количество па- количество количество па- новления двой-

хромосоме изученных лочковидных би- изученных лочковидных би- ной дозы

клеток, шт. валентов на клетку, % клеток, шт. валентов на клетку, %

1А 258 3,90±0,27 144 3,62±0,34 -0,28

2А 279 5,95±0,31*** 145 3,48±0,33 -2 47***

ЗА 338 5,70±0,29*** 136 5,33±0,42** -0,37

4А 272 6,35±0,33*** 102 6,43±0,53*** 0,08

5А 300 4,75±0,27* 129 4,95±0,42* 0,20

6А 184 4,25±0,33 104 2,14±0,31*** -2 11***

7А 215 5,70±0,36*** 28 4,76±0,88 -0,94

Геном А 1846 5,25±0,12*** 788 4,39±0,16 -0,86***

1В 269 5,80±0,32*** 94 4,86±0,48* -0,94

2В 173 6,10±0,41*** 139 4,76±0,39* -1,34*

ЗВ 265 7,40±0,36*** 102 7,76±0,58*** 0,36

4В 302 5,80±0,30*** 141 4,71±0,39 -1,09*

5В 272 4,05±0,27 115 6,19±0,49*** 2 14***

6В 253 5,30±0,30*** 121 5,33±0,45** 0,03

7В 236 5,30±0,33*** 109 4,05±0,41 -1,25*

Геном В 1770 5,70±0,12*** 821 5,38±0,17*** -0,32

1Б 290 3,95±0,26 108 4,00±0,41 0,05

2Б 268 7,85±0,37*** 110 4,81±0,45*** -3,04***

ЗБ 265 3,65±0,26 82 4,24±0,49 0,59

4Б 275 6,95±0,34*** 110 5,95±0,49*** -1,00

5Б 276 3,95±0,26 126 6,38±0,48*** 2 43***

6Б 264 6,35±0,34*** 85 3,86±0,46 -2 49***

7Б 264 3,95±0,27 125 3,71±0,37 -0,24

Геном Б 1902 5,25±0,11*** 746 4,76±0,17** -0,49*

Х ср. 5518 5,40±0,07*** 2355 4,81±0,10** -0,59***

М 553 162 3,71±0,32 162 3,71±0,32

*P = 0,05 - 0,01; **P = 0,01 - 0,001; ***P < 0,001.

Сохранение эффекта моносомии (достоверного отклонения признака от контроля, вызванного моносомным состоянием хромосомы) наблюдалось при восстановлении двойной дозы хромосом: 3А, 4А, 5А, 1В, 2В, 3В, 6В,2Б, и 4Б. В четырех случаях (4А, 5А, 3В и 6В) данный процесс сопровождался тенденцией к усилению выраженности характера отклонения анализируемого признака от его проявления у исходного сорта, а в двух случаях (2В и 2Б) - достоверное снижение (табл. 4).

Существенность различий между сестринскими дисомиками анеуплоидных линий 6А, 5В, 5Б и рекуррентным родителем была получена при отсутствии такового у их моносомиков. Примечательно, что дисомные растения по 6А хромосоме имели более низкий уровень частоты образования палочковидных бивалентов, а по хромосомам 5В и 5Б - более высокий. Восстановление двойной дозы хромосом 2А, 7А, 4В, 7В и 6Б сопровождалось стабилизацией генотипа в отношении детерминируемого ими анализируемого признака.

По усредненным данным, характеризующим число хиазм на бивалент, моносомики и сестринские дисомики практически не отличались от исходного сорта Мильтурум 553. Однако конкретное проявление хиазмообразовательного процесса в

значительной степени определялось особенностями каждой моносомной линии (таблица 5). Наибольшее количество хиазм на бивалент (2,054) зарегистрировано при гемизиготном состоянии хромосомы 7В, а наименьшее (1,961) - хромосомы 7А. Достоверное отклонение моносомных растений от рекуррентного родителя было получено по пяти хромосомам генома А (все, кроме ЗА и 6А), четырем хромосомам генома В (1В, 4В, 5В, 7В) и трем хромосомам генома Б (2Б, 4Б, 6Б). Причем, только в трех случаях (1А, 5В и 7В) эффект моносомии проявился с положительным знаком.

Среди сестринских дисомиков самая высокая частота образования хиазм в бивалентах зафиксирована по 6А хромосоме (2,036), а самая низкая -по ЗВ хромосоме (1,968). Существенность их отклонения от исходного сорта по данному признаку была доказана в пяти случаях (1А, 4А, 6А, ЗВ, 6В). Сестринские дисомики по 6А хромосоме имели более высокие показатели хиазмообразовательного процесса, а по хромосомам ЗВ и 6В более низкие, при отсутствии проявления по ним эффекта моно-сомии. Его сохранение наблюдалось у дисомных растений, выделенных из популяции моносомных линий 1А и 4А (табл.5). Возврат к исходному ди-сомному состоянию хромосом 2А, 5А, 7А, 1В, 4В,

5В, 7В, 2Б и 4Б сопровождался восстановлением хромосомы 5Б на проявление данного признака генотипа по частоте образования хиазм в бивален- улавливалось лишь по разности между моносомитах до уровня недостоверной значимости. Влияние ками и сестринскими дисомиками

Таблица 5

Количество хиазм на бивалент в метафазе I мейоза у моносомных растений и сестринских дисоми-_ков сорта пшеницы Мильтурум 553_

Линия, моно- Моносомик Сестринский дисомик ± эффект восста-

сомная по изучено среднее количе- изучено Среднее количество новления двойной

хромосоме клеток, ство хиазм на би- клеток, хиазм на бивалент, дозы хромосомы

шт. валент, шт. шт. шт.

1А 258 2,013±0,009* 144 2,015±0,005* 0,002

2А 279 1,986±0,002* 145 2,011±0,005 0,025***

ЗА 338 1,987±0,004 136 1,990±0,005 -0,003

4А 272 1,972±0,005** 102 1,975±0,008* 0,003

5А 300 1,984±0,004* 129 1,996±0,006 0,012

6А 184 1,998±0,005 104 2,036±0,008**** 0,038***

7А 215 1,961±0,005**** 28 1,981±0,010 0,020

Геном А 1846 1,986±0,001*** 788 2,003±0,001 0,017***

1В 269 1,978±0,004** 94 1,985 ±0,007 0,007

2В 173 1,989±0,006 139 1,990±0,006 0,001

ЗВ 265 1,987±0,005 102 1,968±0,009** -0,019

4В 302 1,982±0,002** 141 1,992±0,003 0,010

5В 272 2,015±0,004* 115 1,981±0,007 -0,034***

6В 253 2,007±0,005 121 1,980±0,006* -0 27***

7В 236 2,054±0,005*** 109 1,990±0,006 -0,064***

Геном В 1770 2,001±0,001 821 1,984±0,0003**** -0,017

1Б 290 2,007±0,004 108 1,996±0,006 -0,011

2Б 268 1,973±0,005** 110 1,995±0,007 0,022*

3Б 265 2,012±0,004 82 2,004±0,007 -0,008

4Б 275 1,973±0,005** 110 1,998±0,007 0,025**

5Б 276 2,004±0,004 126 1,986±0,007 -0,018*

6Б 264 1,969±0,005*** 85 2,015±0,007 0,046***

7Б 264 2,011±0,004 125 2,011±0,005 0,000

Геном Б 1902 1,994±0,002 746 2,000±0,003 0,006

Хср. 5518 1,990±0,002 2355 1,995±0,002 0,005

М 553 162 1,998±0,006 162 1,998±0,006

Различия достоверны при: *Р = 0,05 - 0,01; **Р = 0,01 - 0,001; ***Р < 0,001.

Таким образом, результаты проведенного цитологического анализа метафазы I у серии моно-сомных линий показал, что использование, кроме моносомиков, сестринских дисомиков значительно расширяет возможности изучения системы цитоге-нетического контроля конъюгации хромосом в мей-озе. Проведение моносомно-дисомного анализ позволяет выявлять дополнительные гены, контролирующие тот или иной мейотический признак, устанавливать характер их действия и взаимодействия (табл. 6). Возврат генотипа к исходному состоянию при восстановлении двойной дозы хромосом указывает на то, что данная хромосома имеет гены с автономной функциональной активностью. Сохранение же эффекта моносомии у сестринских дисомиков свидетельствует о наличии в анализируемой хромосоме генов с сопряженным типом действия, так как для восстановления генотипа в данном случае требуется несколько мейотических циклов (табл. 2).

Как видно из таблицы 6 синапсис гомологичных пар определяли 13 хромосом. Действие 10-ти хромосом было связано с наличием в них генов стимуляторов. При этом 5 хромосом обладали генами с автономной функциональной активностью и 5 - с

сопряженным типом действия (табл. 6). Действие же остальных 3 хромосом определялось присутствием генов-ингибиторов.

В цитогенетическом контроле синапсиса отдельных плеч хромосом (количество палочковидных бивалентов на клетку) принимало участие 17 хромосом. Из них действие 15 хромосом было связано с присутствием генов стимуляторов, а действие 2 хромосом (5В и 5Б) - с присутствием генов-ингибиторов. Пять хромосом обладали генами стимуляторами синапсиса отдельных плеч с автономной функциональной активностью и 9 генов подобного рода действия с сопряженным типом действия.

Хиазмообразовательный процесс у сорта пшеницы Мильтурум 553 определяли 15 хромосом. Среди них действие 10 хромосом определялось генами стимуляторами, действие остальных 5 хромосом - генами ингибиторами. В первом случае 8 хромосом обладали генами с автономной функциональной активностью и 1 хромосома (4А) - генами с сопряженным типом действия. В отношении направленности действия генов ингибиторов, то здесь можно лишь условно разделить хромосомы на три группы, представленные в таблице 3.

Таблица 6

Система цитогенетического контроля конъюгации хромосом у сорта яровой мягкой пшеницы _Мильтурум 553_

Мейотический признак Количество контроли-ру-ющих хромосом Из них хромосомы с генами В том числе с

автономной функцио-наль-ной активностью сопряженным типом действия сохраняющими свою эффективность при гемизи-готном состоянии

Синапсис гомологичных пар 13 промоторами 3A, 4A, 7A, 1B, 2B, 3B, 4B, 2D, 4D, 6D 7A, 1B, 2B, 4B, 6D 3A, 4A, 3B, 2D,4D

ингибиторами 5B, 6B, 5D 5D 5B, 6B

Синапсис отдельных плеч хромосом 17 промоторами 2A, 3A, 4A, 5A, 6A, 7A, 1B, 2B, 3B, 4B, 6B, 7B, 2D, 4D, 6D 2A, 7A, 4B, 7B, 6D 3A, 4A, 5A, 1B, 2B, 3B, 6B, 2D, 4D 6A

ингибиторами 5B, 5D 5B, 5D 5B, 5D

Хиазмообразо-ва-тельный процесс 15 промоторами 2A, 4A, 5A, 6A, 7A, 1B, 4B, 2D, 4D, 6D 2A, 5A, 7A, 1B, 4B, 2D, 4D, 6D 4A 6A

ингибиторами 1A, 3B, 5B, 6B, 7B 5B, 7B 1A 3B, 6B

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ:

1. Sax N. Sterility in wheat hybrids. II. Chromosome behavior in partially sterile hybrids // Genetics - 1922. - 7. - P. 513-552.

2. Khan A.A., Khaliq M., Nawaz-Ur-Rehman M.S., Irshad A. Cytogenetics and Evolution of Triticum aestivum L. // Int. J. Agri. Biol. - 2005 - Vol.7, № 3. Р. 527-534.

3. Авдеев В.И. К проблеме происхождения видов пшеницы (Triticum L.). Агрономия и лесное хозяйство. 2018. 2(70): C. 53-56.

4. Sears E.R. Nullisomic-tetrasomic combinations in hexaploid wheat - In: "Chromosome manipulations and plant genetics". Edinburg, Oliver, Boyd: 1966. P. 29-45.

5. Okamoto M. Asynaptic effect of chromosome V // Wheat Inform. Serv. - 1957. - №5, 6. - P. 20-27.

6. Riley R., Chapman V. Genetic control of the cytologically diploid behavior of hexaploid wheat // Nature. - 1958. - 182. - P. 713-715.

7. Wall A.M., Riley R., Gale M.D. The position of the locus on chromosome 5B of Triticum aes-tivum affecting homoeologous meiotic pairing // Genet. Res. - 1971. - 18. - P. 329-339.

8. Feldman M. Cytogenetic activity and mode of action of the pairing homoeologous (Phi) gene of wheat // Crop. Science. - 1993. - Vol. 33, No.5. - P. 894-897.

9. Zharkov N.A. Pattern of common wheat chromosome univalent meiotic behavior as an exhibition of the special cell division. EWAC newsletter. Proceeding of the 11th EWAC Conference. 2001. C. 180183.

10. LIU Deng-Cai, ZHENG You-Liang, YAN Ze-Hong, ZHOU Yong-Hong, WEY Yu-Ming, LAN Xiu-Jin. Combination of Homoeologous Pairing Gene phKL and Ph2-deficency in Common Wheat and Its Meiotic Behaviors in Hybrids with Alien Species. Acta Botanic Sinica. 2003. 45(9): P. 1121-1128.

11. Mello-Sampayo T. Genetic regulation of meiotic chromosome pairing by chromosome 3D of Triticum aestivum // Nature. New Biol. - 1971. - Vol. 230, No.9. - P. 22-23.

12. Mello-Sampayo T., Canas A.P. Suppressors of meiotic chromosome pairing in common wheat // Proc. 4th Int. Wheat Genet. Symp., Columbia, Mo, 1973. - Columbia, Mo. - 1973. - P. 709-713.

13. Driscoll C.J. Genetic suppression of homoe-ologous pairing in hexaploid wheat // Can. J. Genet. and Cytol. - 1972. - Vol.14, No.1. - P. 39-42.

14. Mello-Sampayo T., Lorente R. The role of chromosome 3D in the regulation of meiotic pairing in hexaploid wheat // EWAC Newslett. - 1968. - Vol.2. -P. 19-24.

15. Sears E.R. A wheat mutant conditioning an intermediate level of homoeologous chromosome pairing // Can. J. Genet. Cytol. - 1982. - Vol. 24. - P 715719.

16. Mcintosh R.A. Catalogue of gene symbols for wheat // Seventh Intern. Wheat Symp., Cambridge, England, 13-19 July 1988. - 1988. - Vol. 2 P. 12251322.

17. Viegas W.S., Mello-Sampayo T., Feldman M., Avivi L. Reduction of chromosome pairing by as spontaneous mutation on chromosomal ARM 5DL of Triticum aestivum // Can. J. Genet. Cytol. - 1980. -Vol.22, No.4. - P. 569-575.

18. Miller T.E., Reader S.M., Gale M.D. The effect of homoeologous group 3 chromosomes on chromosome pairing and crossability in Triticum aestivum, // Can. J. Genet. Cytol. - 1983. - Vol.25, No.6. - P. 634-641.

19. Ceoloni C., Strauss I., Feldman M. Effect of different doses of group-2 chromosomes on homoeolo-gous pairing in intergeneric wheat hybrids // Can. J. Genet. Cytol. - 1986. -Vol.28, No.2. - P. 240-246.

20. Apolinarska B., Zukarzewski A.J. Differential suppression of homoeologous pairing in two recombinants of Triticum aestivum // Wheat Inform. Serv. - 1980. - No.51. - P. 7-9.

21. Driscoll C.J. Minor genes affecting homoeologous pairing in hybrids between wheat and related genera // Genetics. - 1973. - VOL.74. - P.556.

22. Sears E.R. Genetic control of chromosome pairing in wheat // Annu. Rev. Genet. - Palo Alto, Calif, 1976. - 1976. - Vol.10. - P. 31-51.

23. Riley R., Chepman V. Effect of 5BS in suppressing the expression of altered dosage of 5BL on meiotic chromosome pairing in Triticum aestivum // Nature (Engl). - 1967b. - Vol. 216, No.5110. - P. 6062.

24. Sears E.R. Cytogenetic studies with polyploidy species of wheat. II. Additional chromosomal aberrations in Triticum vulgare // Genetics. - 1944. -Vol.29. - P. 232-246.

25. Sears E.R. The aneuploids of common wheat // Missouri Agr. Exp. Stat. Res. Bull. - 1954. - No. 572.

- P. 1-58.

26. Hayter A.M., Riley R. Duplicate genetic activities affecting meiotic chromosome pairing at low temperatures in Triticum // Nature (Engl.). - 1967. -Vol.216, No.5119. - P. 1028-1029.

27. Bayliss M.W., Riley R. An analysis of temperature-dependent asynapsis in Triticum aestivum // Genet. Res. - 1972. - Vol. 20. No.2. - P. 193-200.

28. Chepman V., Law C.N. The location of an Ltp gene in hexaploid wheat // EWAC Newslett. -

1974. -No.4. - P. 10-11.

29. Жарков Н.А. Анеуплоидная модель механизмов мейотических преобразований у пшеницы. 1. Механизм перехода хромосом от митоза к мейозу // Цитология и генетика. 2001. - Т.35, №4. - С. 1824.

30. Schwarzacher T. Three stages of meiotic homologous chromosome pairing in wheat: cognition, alignment and synapsis // Sex Plent Reprod. - 1997. -10. - P. 324-331.

31. Богданов Ю.Ф. Белковые механизмы мейоза // Природа. - 2008. - №3. - С. 3-9.

32. Ronceret A., Pawlowski W.P. Chromosome dynamics in meiotic prophase I in plants // Cytogenetic and Genome Research. June 10. - 2010. P. 1-11. DOI: 10.1159/000313656

33. Паушева З.П. Практикум по цитологии растений. - М.: Колос, 1974. - 288 с.

34. Доспехов Б.А. Методика полевого опыта.

- М.: Колос, 4-е изд., 1979. - 416 с.

35. Liu Dengcai, Luo Mingcheng, Yang Juliang, Yen Chi, Lan Xinjin. Chromosome location of a new paring promoter in natural populations of common wheat / / Southwest china J. Agr. Sci. - 1997. - 10. - P. 10-15.

36. Ригер Р., Михаэли, А. Генетический и ци-тогенетический словарь // Пер. с нем. - М.: Колос, 1967. - 608 с.

37. Гуляев Г.В., Мальченко В.В. Словарь терминов по генетике, цитологии, селекции, семеноводству и семеноведению. - М.: Россельхозиздат,

1975. - 214 с.

38. Soost R.K. Comparative cytology and genetics of asynaptic mutants in Lycopersicon esculentum Mill // Genetics. - 1951. - 36. - P.410-434.