ВЛИЯНИЕ КОНИДИЙ И МЕТАБОЛИТОВ ЭНТОМОПАТОГЕННОГО ГРИБА LECANICILLIUM MUSCARIUM НА ХИЩНОГО КЛЕЩА AMBLYSEIUS SWIRSKII И КОРМОВОГО КЛЕЩА CARPOGLYPHUS LACTIS

and forms of disease manifestation in northwest Russia]. Mikologiya ifitopatologiya 28

Plant Protection News, 2019, 1(99), p. 10-18 OECD+WoS: 1.06+RQ

Malinovskaya LS, Piryazeva EA, Kislyakova OS

http://doi.org/10.31993/2308-6459-2019-1(99)-10-18

Full-text article

FIRST DETECTION OF FUSARIUM GLOBOSUM IN SMALL GRAIN CEREALS ON URAL AND SIBERIAN TERRITORY T.Yu. Gagkaeva*, O.P. Gavrilova, A.S. Orina

All-Russian Institute of Plant Protection, St. Petersburg, Russia

* corresponding author, e-mail: t.gagkaeva@mail.ru

Fusarium globosum was revealed as a result of the study of the fungi composition in the grain samples of bread and durum wheat, and barley obtained from the Novosibirsk and Chelyabinsk Regions, as well as the Altai Territory in 2017-2018. This is the first record of F. globosum for Russia and the fourth record for the world. This species is a member of Fusarium fujikuroi species complex, which are characterized by their ability to produce fumonisins, representing a group of dangerous mycotoxins with carcinogenic properties. In this paper we provided the descriptions of micro- and macromorphological characteristics of Russian strains of F. globosum. Morphological identification was confirmed by sequencing of the taxonomically significant region of the elongation factor 1a gene. The growth over a wide temperature range and the pathogenicity ofF. globosum strains were analyzed in comparison with strains of phylogenetically close species F. proliferatum and F. verticillioides. There were no significant differences between species in the temperature optimum of growth (between 20 and 25 °C), while the range of favorable temperatures for F. proliferatum and F. verticillioides was much broader than for F. globosum strains. The difference in pathogenicity of all the studied strains, characterized by the leaf damage of two wheat varieties, was insignificant. Apparently, the distribution of F. globosum covers the territory at least from Ural to Western Siberia. Due to the change in the environmental conditions and globalization of plant industry, F. globosum can potentially spread to the larger area.

Key words: wheat, barley, Fusarium globosum, first detection, Ural, Siberia, Russia Received: 07.02.2019 Accepted: 06.03.2019

OECD+WoS: 1.06+RQ http://doi.org/10.31993/2308-6459-2019-1(99)-18-24

Полнотекстовая статья

ВЛИЯНИЕ КОНИДИЙ И МЕТАБОЛИТОВ ЭНТОМОПАТОГЕННОГО ГРИБА LECANICILLIUM MUSCARIUM НА ХИЩНОГО КЛЕЩА AMBLYSEIUS SWIRSKII И КОРМОВОГО КЛЕЩА CARPOGLYPHUS LACTIS

Г.В. Митина*, Л.П. Красавина, О.В. Трапезникова

Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Санкт-Петербург

*ответственный за переписку, e-mail: galmit@rambler.ru

Для разработки условий совместного применения оценено действие споровой суспензии гриба Lecanicillium muscarium в концентрации 5*107 спор/мл и лабораторного образца вертициллина М в 0.5 %-ной концентрации на хищного клеща Amblyseius swirskii и сухофруктовых клещей Carpoglyphus lactis, поддерживаемых на корме с отрубями. При непосредственной обработке корма с клещами оба вида проявили высокую чувствительность. Смертность на 3-и сутки C. lactis и A. swirskii составила в среднем 62 % и 84 %, соответственно, с учетом нарастания численности клещей в контроле. При выпуске хищного клеща на обработанные листья, заселенные белокрылкой, прямого токсического действия грибных спор и вертициллина М не выявлено, в течение 6 суток численность хищника не изменялась, но снижалась на 10-е сутки в результате недостатка корма. Дополнительное

внесение кормовых клещей с кормом приводило к увеличению численности хищных клещей во всех вариантах опыта, однако отмечалось снижение прироста численности хищника на 16-е сутки в результате обработки листьев спорами и вертициллином М по сравнению с контролем на 18 % и на 25 %, соответственно.

Ключевые слова: биологический контроль, энтомопатогенные грибы, хищные клещи, оранжерейная белокрылка, побочное воздействие на полезную фауну

Поступила в редакцию: 08.01.2019

Принята к печати: 05.03.2019

Введение

Хищный клещ Amblyseius swirskii Athias-Henriot первоначально был использован в качестве акарифага оранжерейной Trialeurodes vaporariorum W. и табачной белокрылок Bemisia tabaci Gen. Кроме того, он оказался эффективным хищником нескольких видов трипсов, в частности западного цветочного трипса Frankliniella occidentals Perg. (Van Lenteren 2012; Calvo et al., 2012). В настоящее время A. swirskii широко используется в программах биологической защиты растений в теплицах. Его применение особенно актуально в условиях повышения температуры воздуха до 25-32 °C, при которых другие виды клещей, например, Amblyseius cucumeris Ond. не выживают - они выдерживают не выше 23 °C. При заражении растений одновременно трипсом и белокрылкой A. swirskii питается обоими вредителями, при этом его эффективность зависит от начальной плотности фитофагов и стадии вредителя. A. swirskii предпочитает личинок трипса первого возраста, а также яйца и личинок младших возрастов белокрылок. В связи с этим, для обеспечения быстрого, надежного и эффективного контроля всех стадий вредителей могут понадобиться дополнительные естественные враги (хищные клопы, почвенные хищные клещи или энтомопатогенные грибы). При разработке комплексной защиты растений необходимо обеспечить совместимость агентов биологического контроля, которые используются для подавления вредных организмов.

Среди энтомопатогенных грибов (ЭГ) в борьбе с сосущими вредителями наибольшее применение нашли грибы рода Lecanicillium, являющиеся природными патогенами тлей и белокрылок (Hall, 1981; Ravensberg et al., 1990). Их эффективность была неоднократно доказана в лабораторных и полевых опытах (Goettel et al., 2008; Ansari et al., 2011), отдельные виды используются для получения биопрепаратов против сосущих вредителей (De Faria, Wraight, 2007; Koppert, 2015). Вид Lecanicillium muscarium (Petch) R. Zare et W. Gams является также перспективным продуцентом микробиологических пестицидов для борьбы с табачной белокрылкой (Cuthbertson et al., 2008; Ali et al., 2017).

Благодаря относительной безопасности и специфичности ЭГ достигнуты успехи в совместном применении грибов рода Lecanicillium с энтомофагами Encarsia formosa Gah., Amblyseius spp., Serangium japonicum Chapin(Kanagaratnam et al., 1979; Bennison et al., 1990; Buxton, Wardlow, 1992; Ren et al., 2010). Однако, результаты изучения влияния энтомопатогенных грибов на

хищных клещей неодназначны. Установлена безопасность L. muscarium для Eretmocerus sp., паразитоида Bemisia tabaci (Lazreg et al., 2009). Известна также способность хищных клещей видов Neoseiulus barkeri Hughes, Typhlodromus pyri Scheuten и A. swirskii использовать грибы Ascomyœtes как альтернативный источник пищи (Momen, Abdelkhader, 2010; Zemek, Prenerov, 1997), включая фитопатогенные виды (Ryo et al., 2012) и энтомопато-генный гриб Beauveria bassiana Vuill. (Wu et al., 2016), что также указывает на его безопасность для хищных клещей. По данным других авторов, L. muscarium может проявлять патогенность в отношении хищного клещa Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot при высоких концентрациях спор (Donka et al., 2008). В некоторых случаях получены аддитивный или синергетический эффекты при совместном применении ЭГ с хищными клещами, например, B. bassiana с P persimilis (Ullah, Lim, 2017). В то же время, в коммерческих теплицах результаты успешного применения A. swirskii совместно с ЭГ единичны (Messelink et al., 2013).

Наряду со спорами ЭГ, несомненный интерес представляют инсектицидные метаболиты ЭГ, на основе которых разрабатываются новые препаративные формы (Митина и др., 2012; Liande et al., 2007). В ВИЗР разработан биопрепарат контактного действия вертициллин М на основе органического экстракта из мицелия гриба L. muscarium против сосущих вредителей. Установлена его безопасность для ряда энтомофагов: энкарзии E. formosa в стадии мумии, галлицы Aphidoletes aphidimyza Rond. и ориуса Orius laevigatus Fiebere стадии личинок, а также подвижных стадий фитосейулюса P. persimilis (Митина и др., 2018). Его действие на хищных клещей A. swirskii не изучалось. При разведении этого вида хищных клещей в качестве корма используются сухофруктовые клещи семейства Glycyphagidae (Красавина и др., 2009). При выпуске хищника эти клещи служат дополнительным кормом и также могут попасть под обработку при сочетании приемов биологической борьбы в теплицах; влияние эн-томопатогенных грибов и грибных метаболитов на них не изучалось.

Цель работы: оценить влияние спор энтомопатогенно-го гриба L. muscarium и вертициллина М на A. swirskii и его кормового клеща Carpoglyphus lactis L. в лабораторных опытах для разработки приемов совместного применения хищных клещей и ЭГ.

Материалы и методы

Культуры клещей. Лабораторная популяция А. swirskii размножают на пшеничных отрубях с добавлением 10 % поддерживается в коллекции энтомофагов ФГБНУ ВИЗР яблочной муки. Условия разведения разработаны ранее и разводится на сухофруктовом клеще С. которого для хищного клеща А. сиситет' (Красавина и др., 2009).

Численность кормовых клещей в корме стандартизирована и составляет 120 клещей / см3 корма.

Штаммы гриба L. muscarium. Штаммы ЭГ отобраны из Государственной коллекции ВИЗР WFCC WDCM № 760 (УНУ). Для получения конидий использован штамм Г-033 ВИЗР L. muscarium, перспективный для борьбы с оранжерейной белокрылкой, тлями и паутинным клещом (Митина и др., 2016). Конидии смывали 0.01 % раствором Твина 80 с колонии 9-суточной культуры гриба, выращенной на среде Сабуро в чашках Петри при 26 °C; для тестирования концентрацию конидий доводили 0.01 % раствором Твина 80 до 5х107 спор/мл.

Для получения лабораторного образца препарата вертициллин М использовали штамм Г-21 ВИЗР L. muscarium, характеризующийся высоким уровнем образования инсектицидных метаболитов. Для получения биомассы штамм выращивали в качалочных колбах на среде с пептоном в течение 3 суток при 28 °C и 200 об/мин, биомассу концентрировали центрифугированием и экстрагировали этанолом с последующим выпариванием растворителя. Полученный лабораторный образец вертициллина М представляет собой масляный концентрат эмульсии, хорошо растворимый в воде. Вертициллин М тестировали на энтомофагах в максимальной рекомендованной концентрации (0.5 %).

Испытания конидий L. muscarium и лабораторного образца вертициллина М на клещах. Взрослых клещей A. swirskii (по 10 особей) подсаживали на 10 см3 корма, содержащего клеща C. lactis (120 особей клещей /см3), непосредственно перед обработкой. Обработку корма с клещами проводили из ручного опрыскивателя по 1.5 мл/ 10 см3 на ватмане, подсушивали на воздухе в течение 5 минут и переносили в энтомологические стаканчики высотой 7 см

Резу

В результате непосредственной обработки корма, содержащего хищных и кормовых клещей, суспензией спор гриба и вертициллином М было обнаружено существенное снижение численности клещей обоих видов на третьи сутки (табл.1, 2). Более высокую чувствительность проявили хищные клещи. При этом в контроле численность кормовых клещей увеличилась в 1.9 раза (табл.1), а хищника - в 2.2 раза (табл. 2). На 6-е сутки наибольшее снижение численности кормовых и хищных клещей произошло под действием спор (различия достоверны), количество хищника в контроле продолжало увеличиваться и составило около 26 особей / 10 см3. На 9-е сутки в опытных и контрольных вариантах численность кормовых клещей продолжала снижаться, а количество амблисейулюса снизилось до единичных экземпляров (между действием спор и вертициллина М не было существенной разницы) (табл. 2). Обработка раствором Твина 80 не оказала существенного влияния на прирост численности кормовых клещей на 3-и сутки по сравнению с обработкой водой. Однако, начиная с 6-х суток, отмечалось значительное снижение численности кормовых клещей во всех вариантах, включая контрольные, а прирост хищных клещей был незначительным.

При опрыскивании растений (листья роз) биопрепаратами и подсадке клещей A. swirskii на зараженные

и диаметром 3 см. Стаканчики накрывали двойным слоем фильтровальной бумаги или нетканым материалом, которую ежедневно увлажняли для поддержания влажности около 86 %, оптимальной для развития клещей. Влажность определяли с помощью переносного датчика влажности ОВЕН Логгер100-ТВ. Эксперименты проводили при температуре 24-25 °C. Живых клещей учитывали под бинокуляром в 16-кратном увеличении в 5-ти полях зрения в 1 см3 корма на 3, 6, 9 сутки.

Во второй серии опытов хищных клещей по 10 особей помещали на обработанные биопрепаратами листья роз площадью 20-25 см2, зараженные личинками белокрыл-ки (30-50 личинок/лист). Обработку листьев проводили из ручного опрыскивателя по 1 мл / лист, подсушивали на воздухе в течение 20 минут. Листья изолировали, размещая их на вате, находящейся в воде в чашках Петри (Xu, Enkegaard, 2010). Через 3 дня переносили в стаканчики с кормом и кормовыми клещами (10 см3). В качестве контрольных использовали два варианта: обработку водой и 0.05 % Твин 80, который использовался для смыва конидий и при приготовлении споровой суспензии. Опыты проводили в 5 повторностях два раза.

Для статистической обработки данных использовали двухфакторный дисперсионный анализ ANOVA. Для оценки достоверности различий использовали t-крите-рий Стьюдента, критерий Тьюки (Turkey's SHD test) или Хи-квадрат Пирсона (Pearson Chi-quare). Расчёт биологической эффективности тестируемых образцов биопрепаратов (снижение численности подопытных особей относительно исходной с учетом нарастания численности в контроле) проводили по формуле Хендерсона и Тилтона (Puntener, 1981).

аты

белокрылкой и обработанные листья (метод плотиков), численность хищника в опытных вариантах и в контроле не изменялась в течение 6 суток (рис. 1а), токсического действия на хищника и его смертности не было выявлено. При этом наблюдалось снижение численности личинок белокрылки уже на 3-и сутки до 3-5 личинок/лист и в опыте, и в контроле за счет активного питания хищных клещей, а на 6-е сутки белокрылки не было обнаружено во всех вариантах опыта. При более длительном содержании клещей на обработанных листьях его численность снизилась и в опытных, и в контрольном вариантах. Очевидно, что количества личинок белокрылки было недостаточно для питания хищника. Дополнительное внесение корма обеспечивали путем размещения обработанных листьев в стаканчиках с кормом 10 см3 и с кормовыми клещами сразу после обработки. Это приводило к увеличению численности хищных клещей на 6 сутки в два раза во всех вариантах, включая контроль (рис. 1б). В то же время, при обработке вертициллином М прирост численности A. swirskii был меньше, чем в контроле (различия достоверны) на 6 и 10 сутки. Негативное влияние обоих препаратов отмечено на 16-е сутки - прирост численности по сравнению с контролем составил на 18.7 % меньше под действием спор и на 25.3 % под действием вертициллина М.

Таблица 1. Влияние спор LecamaПшm тшеапит Г-033 ВИЗР и вертициллина М на выживаемость кормовых клещей Carpoglyphus 1асШ'

Вариант обработки, концентрация Количество C. 3 lactis на сутки у см3 6 чета, особей/ 9 Биологическ 3 ая эффективно учета, % 6 сть на сутки 9

Конидии Ь. ттеапит, 5х107, спор/мл Вертициллин М, 0.5 % Твин 80 Контроль (вода) 80.1±4.8 90.5±5.1 203.6±10.0 226.3±11.1 58.7±0.7 78.4±3.3 98.7±4.0 109.7±4.4 54.7±0.3 67.9±2.1 86.2±3.8 95.8±4.3 64.6±2.1a 60.0±2.2a 10.0±4.4c 46.5±0.6 a 28.6±3.0 b 10.1±3.6 c 42.9±0.3 a 29.1± 2.2 b 10.0±4.0 c

Примечания: численность кормовых клещей до обработки во всех вариантах - 120 клещей /см3корма; одинаковыми буквами отмечены варианты, где различие опыта с контролем не достоверно, разными буквами обозначены варианты, где различия достоверны при Р < 0.05.

Таблица 2. Влияние спор Lecanicillium muscarium Г-33 ВИЗР и вертициллина М на_выживаемость хищных клещей Amblyseius swirskii

Вариант обработки, концентрация К A. sw 3 личество особей irskii на сутки уч 6 ета 9 Биологическа 3 я эффективнос учета, % 6 ть на сутки 9

Конидии Ь. ттеапит, 5х107, спор/мл Вертициллин М, 0.5 % Твин 80 Контроль (вода) 4.4±0.5 3.0±0.7 11.4±0.5 22.4±1.8 1.8±0.4 3.2±0.4 5.8±1.0 26.0±1.9 1.8±0.4 1.0±0.4 5.8±0.7 29.6±1.6 80.4±2.3 a 86.6±3.2 a 49.1±2.3 b 93.1±1.4 a 87.7±1.4 b 77.7±3.7 cb 93.9±1.3 a 96.6±1.5 a 80.4±2.5 c

Примечания: численность хищных клещей до обработки во всех вариантах - 10 клещей /10 см3корма; одинаковыми буквами отмечены варианты, где различие опыта с контролем не достоверно, разными буквами обозначены варианты, где различия достоверны при Р < 0.05.

До обработки Зсут бсут Юсут Q До обработки Зсут бсут Юсут 16сут

Рисунок 1. Динамика численности хищного клеща АтЬУ'еи swirskii при выпуске на зараженные белокрылкой и обработанные листья без добавки корма и кормовых клещей

Для совместного использования энтомофагов и биопрепаратов на основе энтомопатогенных грибов крайне важно оценить возможное негативное воздействие этих биопрепаратов на полезных членистоногих. По литературным данным, изоляты Lecanicillium, патогенные для тли и белокрылки, не заражали хищного клеща P. persimilis и E. formosa (Hall, 1981). Нами также отмечено отсутствие токсичности биопрепарата вертициллин М для хищного клеща P. persimilis и для паразита белокрылки энкарзии в концентрации (0.5 %) при опрыскивании клеща на листьях и пупариев энкарзии (Митина и др., 2018). В настоящей работе изучение действия споровых суспензий L. muscariium и вертициллина М показало, что сухофруктовый клещ C. lactis и хищный клещ A. swirskii проявили высокую

чувствительность при непосредственной обработке корма с клещами путем опрыскивания споровыми суспензиями L. тшсагтт. Причина проявления высокой токсичности образцов, возможно, связана с чувствительностью изученных клещей, особенно А. swirskii, к изменению влажности корма (отрубей) при его обработке. Клещи А. swirskii характеризуются мягкой кутикулой и имеют оптимум развития при влажности 80-85 %. Особенно уязвимы в сухих условиях личинки и нимфы (Buitenhuis et а1., 2015). Непосредственное опрыскивание корма приводило к слипанию поверхности корма, ухудшению доступа воздуха и созданию в субстрате неблагоприятных для развития клещей условий, при которых повышалась токсичность изучаемых образцов грибных препаратов. При биологической

защите растении в теплицах возможно внесение хищного клеща A. swirskii вместе с кормом и кормовыми клещами. Очевидно, что необходимо избегать прямого контакта этих клещей и корма с грибными биопрепаратами, которые могут быть использованы совместно с энтомофагами при последующих обработках в теплицах.

Как показали наши исследования, предварительная обработка листьев с белокрылкой спорами и метаболитами ЭГ с последующим выпуском клещей A. swirskii не приводила к снижению численности хищника. Клещи не покидали обработанные листья, не было обнаружено погибших и зараженных особей. Это свидетельствует об отсутствии патогенности спор L. muscarium и токсичности вертициллина М в отношении клещей A. swirskii при таком способе внесения грибных биопрепаратов. Однако, негативное влияние обработок листьев проявилось в снижении прироста численности хищных клещей по сравнению с контролем на 18.7 % и на 25.3 %, под действием спор и верти-циллина М, соответственно. Это может быть результатом репеллентного, антифидантного или овицидного действия биопрепаратов. Подобные непрямые эффекты отмечались при воздействии ЭГ на хищника S. japonicum и пара-зитоида Eretmocerus sp. в ходе совместного применения

грибов и энтомофагов против белокрылки B. tabaci (Ren et al., 2010), на жука-короеда Ips sexdentatus De Geem его хищника Thanasimus formicarius L. (Steinwender et al., 2010), на клопа O. laevigatus (Otieno et al., 2017). Конидии гриба B. bassiana проявляли репеллентность в отношении хищного клопа Anthocoris nemorum L. (Meyling, Pell, 2006) и семиточечной коровки Coccinella septempunctata L. (Ormond et al., 2011).

Результаты исследований, представленные в статье, указывают на возможность совместного применения спор энтомопатогенного гриба L. muscarium или вертициллина М с хищным клещом A. swirskii при условии выпусков хищника на защищаемые растения, предварительно обработанные грибными биопрепаратами. Необходимо избегать прямых обработок хищных клещей, питающихся на растениях. Отмеченное в процессе проведения опытов снижение прироста численности клещей свидетельствует о целесообразности дальнейшего детального изучения репеллентного, антифидантного и овицидного действия спор и вертициллина М на хищных клещей A. swirskii для оценки их влияния на плодовитость и дальнейшее развитие клещей.

Работа выполнена при поддержке РНФ (проект № 16-16-04079).

Библиографический

Красавина ЛП, Белякова НА, Зуева ЛИ, Осемеж НС и др (2009) Способ разведения хищного клеща амблисейуса Amblyseius cucumeris Ond. Патент на изобретение RU 2351126.

Митина ГВ, Борисов БА, Первушин АЛ, Чоглокова АА и др (2016) Штамм гриба Lecanicillium. muscarium, обладающий инсектоакарицидной и антибиотической активностью для борьбы против сосущих вредителей, грибных и бактериальных болезней. Патент на изобретение RU 2598251.

Митина ГВ, Козлова ЕГ, Пазюк ИМ (2018) Влияние биопрепарата вертициллин М на основе экстракта энтомо-патогенного гриба Lecanicillium muscarium и его инсектицидных метаболитов на энтомофагов защищенного грунта. Вестник защиты растений 96(2):28-35. http:// www.doi.org/10.31993/2308-6459-2018-2(96)-28-35

Митина ГВ, Сокорнова СВ, Павлюшин ВА (2002) Выделение и изучение спектра действия фосфолипидов с инсектицидной активностью из энтомопатогенного гриба Lecanicillium lecanii. Микология и фитопатология 36(6):53-59

Митина ГВ, Юзихин ОС, Исангалин ФШ, Якимов АП (2012) Выделение и изучение химической структуры токсина с инсектицидной активностью из гриба

Lecanicillium muscarium. Научное приборостроение 22(2):3-10

Ali S, Zhang C, Wang Z, Wang XM et al (2017) Toxicological and biochemical basis of synergism between the entomopathogenic fungus Lecanicillium muscarium and the insecticide matrine against Bemisia tabaci (Gennadius). Sci Rep 7:46558. https://www.doi.org/10.1038/srep46558

Ansari MA, Pope EC, Carpenter S, Scholte EJ et al (2011) Entomopathogenic fungus as a biological control for an

список

important vector of livestock disease: the Culicoides biting midge. PLoS One 6:e16108. https://www.doi.org/10.1371/ journal.pone.0016108 Bennison JA, Hockland S, Jacobson R (1990) Recent developments with integrated control of thrips on cucumber in the United Kingdom. Bull. SROP / WPRS 13(5):19-26 Buitenhuis R, Murphy G, Shipp L, Scott-Dupree C (2015) Amblyseius swirskii in greenhouse production systems: a floricultural perspective. Exp Appl Acarol 65(4):451-464. http://www.doi.org/10.1007/s10493-014-9869-9 Buxton J, Wardlow L (1992) Two years of trials with biological control programmes in all-year-round chrysanthemums. Bulletin OEPP/EPPO 22:503-511 Calvo FJ, Bolckmans K, Belda JE (2012) Biological control-based IPM in sweet pepper greenhouses using Amblyseius swirskii (Acari: Phytoseiidae). Biocontrol Sci Technol 22 (12):1398-1416. http://www.doi.org/10.1080/09583157.20 12.731494

Cuthbertson AS, Blackburn L, Northing P, Luo W et al (2008) Further compatibility tests of the entomopathogenic fungus Lecanicillium muscarium with conventional insecticide products for control of sweetpotato whitefly, Bemisia tabaci on poinsettia plants. Insect Sci 15 (4):355-360. https://www. doi.org/10.1111/j.1744-7917.2008.00221.x Donka A, Sermann H, Buttner C (2008) Effect of the entomopathogenic fungus Lecanicillinm muscarium on the predatory mite Phytoseiulus persimilis as a non-target organism. Commun Agri Appl Biol Sci 73:395-404 De Faria MR, Wraight SP (2007) Mycoinsecticides and mycoacaricides: a comprehensive list with worldwide coverage and international classification of formulation types. Biol Control 43(3):237-256. http://www.doi. org/10.1016/j.biocontrol.2007.08.001

Goettel MS, Koike M, Kim JJ, Aiuchi D et al (2008) Potential of Lecanicillium spp. for management of insects, nematodes and plant diseases. J Invertebr Pathol 98(3):256-261. https://www.doi.org/10.1016/jjip.2008.0L009 Hall RA (1981) The fungus Verticillium lecanii as a microbial insecticide against aphids and scales. In: Burges HD (ed) Microbial Control of Pests and Plant Diseases 1970-1980. London: Academic Press. 483-498 Kanagaratnam P, Burges HD, Hall RA (1979) Integration of Verticillium lecanii and Encarsia formosa for whitefly control. The Glasshouse Crops Research Institute, Annual Report. 133-134 Koppert BV. Mycotal: Verticillium lecanii-m. URL: http://

www.koppert.com (29.04.2015) Lazreg F, Huang Z, Ali S, Ren S (2009) Effect of Lecanicillium muscarium on Eretmocerus sp. nr. furuhashii (Hymenoptera: Aphelinidae), a parasitoid of Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae). J Pest Sci 82(1):27-32. http://www.doi. org/10.1007/s10340-008-0215-z Liande W, Jian H, Minsheng Y, Xiong G et al (2007) Toxicity and feeding deterrence of crude toxin extracts of Lecanicillium (Verticillium) lecanii (Hyphomycetes) against sweet potato whitefly, Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae). Pest Management Science 4(63):381-387. http://www.doi.org/Z10.10042/ps.1359 Meyling NV, Pell JK (2006) Detection and avoidance of an entomopathogenic fungus by a generalist insect predator. Ecol Entomol 31(2):162-171 Messelink GJ, Bloemhard CMJ, Sabelis MW, Janssen A (2013) Biological control of aphids in the presence of thrips and their enemies. Biocontrol 58(1):45-55. http://www.doi. org/10.1007/s10526-012-9462-2 Momen F, Abdelkhader M (2010) Fungi as food source for the generalist predator Neoseiulus barkeri (Hughes) (Acari: Phytoseiidae). Acta Phytopathol Entomol Hung 45(2):401-409. http://www.doi.org/10.1556/APhyt.45.2010.2.18 Otieno JA, Pallmann P, Poehling HM (2017) Additive and synergistic interactions amongst Orius laevigatus, entomopathogens and azadirachtin for controlling western flower thrips. BioControl 62(1):85-95. http://www.doi. org/10.1007/s10526-016-9767-7 Ormond EL, Thomas APM, Pell JK, Freeman SN et al (2011) Avoidance of a generalist entomopathogenic fungus by the ladybird, Coccinella septempunctata. FEMSMicrobiol Ecol 77(2):229-237

Puntener W (1981) Manual for field trials in plant protection.

Basile: Documenta Ciba-Geigy. 2-nd. ed. 205p. Ravensberg WJ, Malais M, Van der Schaaf DA (1990) Applications of Verticillium lecanii in tomatoes and cucumbers to control whitefly and thrips. SROP / WPRS Bulletin 13(5):173-178 Ren SX, Ali S, Huang Z, Wu JH (2010) Lecanicillium muscarium as microbial insecticide against whitefly and its interaction with other natural enemies. Microbiol Microbial Biotechnol 2(1):339-348 Ryo T, Yositaka S, Katsuo T (2012) Development and oviposition of Amblyseius swirskii Athias-Henriot fed on cucurbit powdery mildew Sphaerotheca cucurbitae (Jaczewski) Zhao or sooty mold Capnodium sp. Kyushu Plant Protection Res 58:53-58. http://www.doi.org/10.4241/ kyubyochu.58.53 Steinwender BM, Krenn HW, Wegensteiner R (2010) Different effects of the insectpathogenic fungus Beauveria bassiana (Deuteromycota) on the bark beetle Ips sexdentatus (Coleoptera: Curculionidae) and on its predator Thanasimus formicarius (Coleoptera: Cleridae). J Plant Dis Prot 1(117):33-38. http://www.doi.org/10.1007/BF03356331 Ullah MS, Lim UT (2017) Synergism of Beauveria bassiana and Phytoseiuluspersimilis in control of Tetranychus urticae on bean plants. Syst Appl Acarol 22 (11):1924-1935. http:// www.doi.org/10.11158/saa.22.11.11 Van Lenteren JC (2012) The state of commercial augmentative biological control: plenty of natural enemies, but a frustrating lack of uptake. Biocontrol 57(1):1-20. http://www.doi. org/10.1007/s10526-011-9395-1 Wu S, Zhang Y, Xu X, Lei Z (2016) Insight into the feeding behavior of predatory mites on Beauveria bassiana, an arthropod pathogen. Sci Rep 24062(6). http://www.doi. org/10.1038/srep24062 Xu X, Enkegaard A (2010) Prey preference of the predatory mite, Amblyseius swirskii between first instar western flower thrips Frankliniella occidentalis and nymphs of the twospotted spider mite Tetranychus urticae. J Insect Sci 149(10):1-11. http://www.doi.org/10.1673/031.010.14109 Zemek R, Prenerov E (1997) Powdery mildew (Ascomycotina: Erysiphales) - an alternative food for the predatory mite Typhlodromus pyri Scheuten (Acari: Phytoseiidae). Exp Appl Acarol 21(6-7):405-414. http://www.doi. org/10.1023/A:1018427812075

Translation of Russian References

Krasavina LP, Belyakova NA, Zueva LI, Osemezh NS et al (2009) Method of breeding predatory mite Amblyseius cucumeris Ond. Invention patent RU 2351126. (In Russian) Mitina GV, Borisov AA, Choglokova AA, Pervushin AL et al (2016) Lecanicillium muscarium fungus strain having insecto-acaricidal and antibiotic activity for fighting against sucking pests, fungal and bacterial diseases. Invention patent RU 2598251. (In Russian) Mitina GV, Kozlova EG, Pazyuk IM (2018) [Effect of biopreparation verticillin M based on the extract from entomopathogenic fungus Lecanicillium muscarium and its insecticidal metabolites onthe entomophages in greenhouses].

Vestnik zashchity rasteniy 2

Plant Protection News, 2019, 1(99), p. 18-24

OECD+WoS: 1.06+RQ http://doi.org/10.31993/2308-6459-2019-1(99)-18-24

Full-text Article

EFFECT OF CONIDIA AND METABOLITES OF THE ENTOMOPATHOGENIC FUNGUS LECANICILLIUM MUSCARIIUM ON THE PREDATORY MITE AMBLYSEIUS SWIRSKII AND ITS FEED MITE CARPOGLYPHUS LACTIS G.V. Mitina*, L.P. Krasavina, O.V. Trapeznikova

All-Russian Institute of Plant Protection, St. Petersburg, Russia

Corresponding author, e-mail: galmit@rambler.ru

The main aim of this study is to assess the conditions for the joint application of the fungus Lecanicillium muscarium and the derivate of its mycelial extract verticillin M against the predatory mite Amblyseius swirskii and dried fruit mite Carpoglyphus lactis. The Lecanicillium muscarium spore suspension at concentration of 5*107 spores/ml and a laboratory sample of 0.5 % solution of verticillin M were used. Mites were maintained on the artificial feed. Both species of mites showed high sensitivity when mite-containing forage was directly surface-sprayed. Mortality on the 3rd day after application of bioformulations reached 62 %% and 84 %% in average for C. lactis and A. swirski, respectively, whereas the growth of mite number was recorded in the control.

We also released the predatory mites on the leaves which were infested with the greenhouse whitefly and treated by the fungal spores and verticillin M before the experiment. We did not observe the direct toxic effect on the mites. The predator's number did not change during 6 days, but decreased on the 10th day as a result of forage decrease. Increasing the forage supply leaded to the increase of predatory mite numbers in all essays. However, the increment of predator's number on 16th day after treatment with fungal spores and verticillin M was lower than in control, the number of mites increased by 18 % in the treated samples, whereas it increased by 25 % in the control.

Key words: biocontrol, entomopathogenic fungi, predatory mites, greenhouse whitefly, side effects on benificials Received: 08.01.2019 Accepted: 05.03.2019

OECD+WoS: 1.06+RQ http://doi.org/10.31993/2308-6459-2019-1(99)-24-29

Полнотекстовая статья

ХАРАКТЕРИСТИКА ГЕОГРАФИЧЕСКИ ОТДАЛЕННЫХ ПОПУЛЯЦИЙ PYRENOPHORA TRITICI-REPENTIS ПО ВИРУЛЕНТНОСТИ И ГЕНАМ ТОКСИНООБРАЗОВАНИЯ TOXA И TOXB

Н.В. Мироненко*, Н.М. Коваленко, О.А. Баранова

Всероссийский научно-исследовательский институт защиты растений, Санкт-Петербург

* ответственный за переписку, e-mail: nina2601mir@mail.ru

Создана коллекция из 183 моноконидиальных изолятов возбудителя желтой пятнистости пшеницы гриба Pyrenophora tritici-repentis, представляющая 7 популяций разного географического происхождения 2017 и 2018 годов: две «южные» популяции из Краснодарского края и Юго-Восточного Казахстана (Алматы), две «северные» - из Финляндии и Северозападного региона РФ, и три западносибирские - из Челябинской и Омской областей и Северного Казахстана. Определен расовый состав популяций и наличие генов ToxA и ToxB методом ПЦР. В тестируемых изолятах ген ToxB не был выявлен. «Южные» популяции на 100 % состояли из изолятов, имеющих ген ToxA (ToxA+). В то же время фитопатологический тест на вирулентность не совпал с генетическим: 14 % изолятов южно-казахстанской популяции и 61 % краснодарской популяции не индуцировали некроз на листьях Glenlea, т.е. были nec- и не имели некроз индуцирующего токсина Ptr ToxA и других токсинов некроза. Противоположную ситуацию наблюдали в «северных» и западносибирских популяциях патогена: в них доля ToxA+ варьировала от 5.5 % до 66 %, но при этом доля nec+ изолятов была существенно выше доли ToxA+ изолятов. Этот факт свидетельствует о преобладании в этих популяциях изолятов, продуцирующих некроз индуцирующие токсин(ы), отличные от Ptr ToxA. Результаты нашей работы позволяют предположить, что, во-первых, патосистема P. tritici-repentis - пшеница не ограничена взаимодействиями трех некротрофных эффекторов (Ptr ToxA, Ptr ToxB, Ptr ToxC) и трех генов восприимчивости (Tsn1, Tsc1, Tsc2), а, вероятно, включает иные добавочные эффекторы и гены восприимчивости и, во-вторых, в «южных» популяциях патогена получают преимущество изоляты c нарушенной