Цитоскелет и межклеточная адгезия

Н. А. Глушанкова

ЦИТОСКЕЛЕТ И МЕЖКЛЕТОЧНАЯ АДГЕЗИЯ

НИИ канцерогенеза ГУ РОНЦ им. Н. Н. Блохина РАМН' Москва

Важнейшую роль в обеспечении межклеточной адгезии и регуляции тканевой организации играют кадхеринсодержащие межклеточные контакты, обеспечивающие сцепление клеток друг с другом. В работе рассматриваются особенности взаимодействия и образования межклеточных контактов клетками двух главных тканевых: типов — эпителиоцитами и фибробластами. Описаны перестройки актинового цитоскелета при формировании межклеточных адгезионных контактов. Установлена тесная связь между морфологией клетки, организацией актинового цитоскелета и типом контактного торможения движения. Рассматриваются два типа пространственной организации межклеточных адгезионных контактов, определяемых общей организацией актинового цитоскелета.

Ключевые слова: межклеточные адгезионные контакты, контактное торможение движения, актиновый цитоскелет.

Cadherin-containing cell-cell adhesion contacts play an important role in cell-cell adherence and regulation of tissue architecture. The paper considers specific features of interaction of and cell-cell contact formation by cells of two main tissue types, i.e. epitheliocytes and fibroblasts. It describes actin cytoskele-ton reorganization during the cell-cell adhesion contact formation. There is a close relationship between cell morphology, actin skeleton organization and contact motility inhibition type. The paper considers two types of spatial organization of cell-cell adhesion contacts as depending upon general actin skeleton organization.

Key words: cell-cell adhesion contacts, contact motility inhibition, actin skeleton.

ОРГАНИЗАЦИЯ МЕЖКЛЕТОЧНЫХ АДГЕЗИОННЫХ КОНТАКТОВ

Тканевый и органный морфогенез определяется взаимодействием различных клеточных популяций, при этом движения клеток, их сегрегация, дифференцировка, межклеточная адгезия существенным образом зависят от формирования межклеточных контактов. Специализированные контактные структуры можно условно разделить на три класса: 1) адгезионные контакты и десмосомы, механически скрепляющие клетки, 2) плотные контакты, выполняющие барьерные функции, 3) щелевые контакты, обеспечивающие сопряжение клеток.

Адгезионные контакты (adherens junctions) образуются на ранних стадиях межклеточного взаимодействия и играют важнейшую роль в объединении клеток в тканевые структуры [65]. Главными компонентами адгезионных контактов являются кадхерины — трансмембранные молекулы, обеспечивающие Са+2-зависимое гомофильное взаимодействие между двумя соседними клетками, и цитоплазматическая

© Глушанкова Н. А., 2003 УДК576.3/.7

бляшка, связывающая кадхерины с актиновым цитоскелетом [49; 63] (рис. 1).

Кадхерины, участвующие в построении адгезионных контактов (Е, N, Р и др.), имеют внеклеточный домен (эктодомен), который включает в себя пять повторяющихся Са+2-связывающих субдоменов ЕС1—ЕС5 и играет определяющую роль в связывании кадхеринов соседних клеток [51]. Молекулы кадхеринов образуют высокодинамичные адгезивные транс-димеры и латеральные цис-димеры, при этом для образования адгезивных димеров необходимо присутствие Са+2 в среде и идентичность ECl-доменов кадхеринов взаимодействующих клеток [51]. В отсутствие Са+2 адгезивные димеры не образуются, напротив, молекулы кадхерина связываются в латеральные димеры [12]. Показано, что одни и те же мутации в ЕС 1-домене затрагивают формирование как адгезивных, так и латеральных доменов [42].

Несмотря на то что само по себе взаимодействие э кто доменов молекул кадхерина может обеспечить контакт соседних клеток, важная роль в установлении сильной межклеточной адгезии отводится цитоплазматическому домену [49]. Цитоплазматический домен кадхеринов высоко консервативен и имеет две функционально значимые области.

Рисунок 1. Межмолекулярные взаимодействия в межклеточном адгезионном контакте.

Кадхерин взаимодействует с (5-катенином (РсаЦ или плакогло-бином (Рд). (Зса1/Рд взаимодействует с а-катенином (аса1:), который через а-актинин (аА) связывается с Р-актином и винкули-ном (V). Звездочками показаны сайты фосфорилирования [16].

Проксимальная по отношению к мембране область регулирует латеральный кластеринг (образование цис-димеров) молекул кадхерина и может непосредственно взаимодействовать с белком р120 [71]. С-концевой субдомен цитоплазматической области молекулы кадхерина, содержащий 25 аминокислот, связывается с а- и Р-катенинами и необходим для взаимодействия с акгиновым цитоскелетом [49]. Деления |3-катенин-связыва-ющего участка полностью угнетает образование адгезивных димеров, не влияя на образование латеральных димеров [ 12].

Сборка компонентов адгезионных контактов начинается в цитоплазме с присоединения к С-концу кадхерина [З-кате-нина или плакоглобина с последующей транспортировкой на цитоплазматическую мембрану. На мембране кадхерин через |3-катенин или плакоглобин связывается с а-катени-ном [29; 53], который в свою очередь через а-актинин, вин-кулин или ZO-l взаимодействует с актиновым цитоскелетом [37; 58], что стабилизирует надмолекулярные кадхериновые адгезионные комплексы. В области межклеточных адгезионных контактов также обнаружен "УЛБР, который может участвовать в направленной полимеризации актиновых филамен-тов в зоне межклеточной адгезии [67]. Разрушение актинового цитоскелета или нарушение связывания кадхерина с актиновыми филаментами при мутациях кадхерина, (3-катенина или а-катенина препятствует формированию межклеточных контактов [32; 54].

Межклеточная адгезия может регулироваться на уровне экспрессии кадхеринов. Показано, что ростовые факторы индуцируют экспрессию транскрипционных факторов, взаимодействующих с промотором гена Е-кадхерина. В частности, ТСБр (трансформирующий фактор роста Р) индуцирует образование белка 81Р1, резко снижающего уровень Е-кадхерина в клетке [15]. Транскрипционные факторы семейства БпаП, индуцируемые при действии БОР (фактор роста фиб-робластов), также влияют на экспрессию Е-кадхерина и вызывают эпителиально-мезенхимальный переход [14]. При действии ростовых факторов происходит также фосфорили-рование белков адгезионной бляшки [63]. Фосфорилирова-ние по тирозину р-катенина или плакоглобина приводит к их

диссоциации от адгезионной бляшки и разрушению межклеточного контакта. Кроме того, показано, что при трансформации клеток онкогеном Ras также наблюдается фосфори-лирование р-катенина и уменьшение количества комплексов Е-кадхерина — ß-катенина [35].

Межклеточная адгезия регулируется малыми ГТФазами семейства Rho, которые, как известно, отвечают за перестройки актиновых структур в клетке [27]. Малые ГТФазы Rae и Rho необходимы для построения межклеточных адгезионных структур в эпителиальных клетках. Микроинъекция до-минантно-негативного Rae или СЗ-трансферазы, ингибирующей эндогенный Rho, препятствует установлению адгезионных контактов при переносе культуры кератиноци-тов из низкого Са+2 в среду с высоким Са+2 [11]. Rae рекрутируется вместе с Е-кадхерином в адгезионных контактах [50] и необходим, по-видимому, для аккумуляции актина [17; 30]. Также было показано, что эффектор Rho Dial необходим для стабилизации контактов эпителиальных клеток [60]. Между тем в фибробластах, экспрессирующих экзогенный Е-кадхе-рин, СЗ-трансфераза нарушала образование межклеточных Е-кадхеринсодержащих контактов, в то время как ингибирование Rae не препятствовало межклеточной адгезии [10]. Можно предположить, что участие малых ГТФаз в образовании адгезионных контактов зависит от организации актинового цитоскелета в клетке.

Активность Rho-белков регулируется факторами обмена нуклеотидов (GEFs), в настоящее время доказано их участие в установлении межклеточной адгезии. Так, в эпителиальных клетках Tiaml специфически активирующий Rae аккумулируется в межклеточных адгезионных контактах. Экспрессия экзогенного Tiaml в Ras-трансформированных эпителиоци-тах вызывает нормализацию трансформированного фенотипа и восстановление межклеточной адгезии [30]. Действие экзогенного Haml в эпителиальных клетках зависит от типа подложки, на которой культивируются клетки. Tiaml активирует подвижность эпителиоцитов, растущих на коллагене, и, напротив, стабилизирует межклеточные контакты эпителиоцитов, растущих на фибронектине или ламинине [61].

Аккумуляция Rae в зоне межклеточных контактов также регулируется фосфатидил-инозитол-3-киназой, которая в свою очередь через WASP влияет на полимеризацию сети актина из предсуществующих актиновых филаментов, активируя Агр2/3 комплекс [33].

МОЛЕКУЛЫ МЕЖКЛЕТОЧНОЙ АДГЕЗИИ И СИГНАЛЬНЫЕ ПУТИ В КЛЕТКЕ

Функции кадхеринов не ограничены их участием в физическом взаимодействии между клетками: кадхерины также задействованы в сигнальных путях, определяющих диффе-ренцировку клеток, их пролиферацию и миграцию [36]. Во многих случаях была показана связь между экспрессией определенного типа кадхерина и дифференцировкой клеток. В частности, Е-кадхерин промотирует эпителиоидный фенотип [41; 43; 44]. Напротив, N-кадхерин индуцирует экспрессию маркеров дифференцировки хрящевой ткани, скелетных мышц и кардиомиоцитов [20; 25; 57].

К настоящему времени появилось большое количество данных о существовании тесной взаимосвязи между межклеточной

адгезией и сигнальными путями в клетке. Важнейшую роль в этой связи отводят р-катенину как регулятору межклеточной адгезии, а также ключевому медиатору сигнальных путей в клетке и, в частности, Wnt-пути [23; 55]. При активации сигнального каскада члены семейства гликопротеинов Wnt связываются с трансмембранными рецепторами Frizzled (Frz), что в свою очередь приводит к фосфорилированию и активации белка Dishevelled (Dsh). Активация Dsh ингибирует активность GSIGp-киназы, участвующей в деградации р-катенина, при этом происходит увеличение его цитоплазматического пула. Бета-катенин, образуя комплексы с TCF/LEF-1, перемещается в ядро, где регулирует экспрессию многих генов, в том числе циклина01 итус [31;47; 62; 66] (рис.2).

Как было показано в некоторых работах, сигнальная активность р-катенина и его связывание с кадхерином в адгезионных контактах конкурируют друг с другом [18]. Бета-ка-тенин участвует в формировании дорсальной мезодермы: ингибирование экспрессии р-катенина нарушает формирование мезодермы в эмбрионах Xenopus и мышей, в то время как гиперэкспрессия р-катенина индуцирует образование дорсальной мезодермы [19; 26; 28]. Бета-катенин может регулировать эпителиально-мезенхимальный переход, индуцируя экспрессию мезенхимальных маркеров или ингибируя экспрессию эпителиальных маркеров [31]. Так, известно, что промоторная область гена мышиного Е-кадхерина содержит TCF/LEF-1-связывающий домен, с другой стороны, активация Wnt-сигнального пути повышает транскрипционную активность гена Е-кадхерина в клетках Drosophila [70].

Существуют различные способы регуляции цитоплазматического уровня р-катенина. Прежде всего клеточный уровень Р-катенина негативно регулируется участником Wnt-сигналь-ного пути ОЗКЗр-киназой посредством фосфорилирования по серину и треонину с последующей деградацией в убикви-тин-протеосомной системе [72]. В клетке цитоплазматический р-катенин образует надмолекулярный комплекс с АРС (опухолевым супрессором) и аксином, что облегчает фосфо-рилирование с участием ОБЮр-киназы [9]. АРС конкурирует с кадхеринами за связывание с р-катенином и тем самым может регулировать межклеточную адгезию и подвижность клеток. Так, экзогенная экспрессия АРС в эпителиальных клетках кишечника снижает их адгезию друг к другу и усиливает миграцию клеток [69]. С другой стороны, мутации в р-катенин -связывающем сайте АРС блокируют деградацию р-катенина и приводят к его аккумуляции в цитоплазме [45]. Повышение уровня Р-катенина в свою очередь приводит к его транслокации в комплексе с LEF-1/TCF в ядро и активации Wnt-pec-понсивных генов.

РОЛЬ БЕЛКОВ МЕЖКЛЕТОЧНОЙ АДГЕЗИИ В КАНЦЕРОГЕНЕЗЕ

В настоящее время накопилось множество фактов, указывающих на участие молекул межклеточной адгезии в развитии неоплазий. Во многих эпителиальных опухолях человека выявляются мутации гена Е-кадхерина [8]. В работе А. К. Perl и соавт. [56] было показано, что единственная точечная мутация гена Е-кадхерина обусловливает переход от аденомы к карциноме. Во многих карциномах, включая карциномы легких, желудка, печени, кишечника, описано снижение

Wnt

Ядро

ft TF

Аксин'

9

Деградация

Цитоплазматическая мебрана

JКадхерин

Рисунок 2. Участие Р-катенина в Wnt-сигнальном пути.

Бета-катенин участвует в построении межклеточных адгезионных контактов. Поддержание пула цитоплазматического р-катенина регулируется GSKSp-киназой (GSK) в комплексе с АРС и аксином, инактивирующей р-катенин. Взаимодействие Wnt с клеточными рецепторами Frz фосфорилирует и активирует белок Dsh, который ингибирует активность GSK3p. При снижении уровня деградации р-катенин, связываясь с TCF/LEF-1, перемещается в ядро и активирует респонсивные гены [7].

экспрессии Е-кадхерина [6; 13]. Напротив, восстановление уровня Е-кадхерина в результате трансфекции кДНК приводит к супрессии инвазивности трансформированных клеток [46; 68], восстановлению нормального эпителиального фенотипа [5]. В этом случае экзогенный Е-кадхерин, по-види-мому, не только участвует в построении адгезионных контактов, но также связывает часть молекул цитоплазматического пула р-катенина, что в свою очередь снижает экспрессию TCF/LEF-1-респонсивных генов [24; 52; 64].

Мутации гена опухолевого супрессора АРС играют решающую роль в возникновении рака толстой кишки. Мутации гена АРС описаны также и в других опухолях, в частности в меланоме. Такие мутации приводят к нарушению связывания АРС с р-катенином, аккумуляции последнего в цитоплазме с последующей транслокацией в ядро и активацией респонсивных генов [9; 48; 59]. Трансфекция АРС в клетки линий карцином кишечника с мутантным АРС снижает уровень р-катенина в цитоплазме и его активирующую функцию [38; 45].

В настоящее время общепринятым является представление об онкогенном потенциале р-катенина. В клетках линии карциномы желудка описана мутация гена Р-катенина, которая затрагивает его связывание с а-катенином и нарушает межклеточную адгезию [34]. В некоторых раках прямой кишки, меланомах, карциномах яичника человека выявлены мутации N-концевой области р-катенина [48; 59]. Эти мутации нарушают его деградацию и тем самым усиливают активирующую функцию [2]. Показано, что конститутивно-активные химеры LEF-1 и р-катенина индуцируют трансформацию цыплячьих эмбриональных фибробластов, что еще раз доказывает важнейшую роль активирующей функции комплекса LEF-1 /р-катенина в неопластической трансформации [4].

В ряде опухолей человека описано также угнетение экспрессии а-катенина, что, по-видимому, связано со снижением уровня Е-кадхерина в трансформированных клетках [33].

Таким образом, во многих исследованиях показано важнейшее значение молекул межклеточной адгезии в регуляции проявлений неопластической трансформации.

ДВА ТИПА ОРГАНИЗАЦИИ ЦИТОСКЕЛЕТА

КУЛЬТИВИРУЕМЫХ КЛЕТОК И ДВА ТИПА МЕЖКЛЕТОЧНЫХ КОНТАКТНЫХ ВЗАИМОДЕЙСТВИЙ

Несмотря на имеющиеся в литературе многочисленные данные о важности актиновых филаментов для построения межклеточных адгезионных контактов, не опубликовано наблюдений о каких-либо перестройках актинового цитоскелета при образовании контактов. В течение нескольких лет наша группа в лаборатории Ю. М. Васильева занималась изучением двигательной активности эпителиальных клеток и фибробластов при установлении межклеточных контактов в узкой ране клеточного монослоя [21; 22; 40].

В культуре эпителиальные клетки организованы в плотно сцепленные межклеточными контактами островки и монослои. Фибробласты, в отличие от неполяризованных эпителиальных клеток, способны к индивидуальной направленной миграции по поверхности подложки, они образуют и прикрепляют псевдоподии преимущественно в области ведущего края клетки. Одно из главных морфологических отличий неполяризованных эпителиальных клеток от поляризованных фибробластов заключается в принципиально различной организации актинового цитоскелета. Характерной структурой эпителиоцитов является кольцевой пучок микрофиламентов, расположенный на периферии клетки. В фибробластах кольцевой пучок отсутствует, а актиновые филаменты в теле клетки организованы в длинные прямые пучки (стресс-фибриллы), ориентированные вдоль длинной оси клетки перпендикулярно активному краю.

Контактное торможение движения нормальных эпителиоцитов

Видеомикроскопическое исследование коллизий клеток в узкой длинной ране показало принципиальные различия в гомотипическом взаимодействии эпителиальных и фиброб-ластоподобных клеток. Псевдоподиальная активность клеток, являющаяся основой их перемещения по поверхности подложки, модифицируется при контакте с соседними клетками. При коллизиях клеток их двигательная активность изменяется, возникает контактное торможение движения. Нами описаны два типа контактного торможения движения: 1) характерный для эпителиальных клеток и 2) характерный для фибробластоподобных клеток, включающих в себя нормальные и трансформированные фибробласты, а также трансформированные эпителиоциты.

При коллизиях нормальных эпителиоцитов 1А11-2 в ходе выбрасывания и перекрывания псевдоподий возникал начальный стабильный контакт, который быстро расширялся латерально. Установление стабильного контакта между клетками приводило к значительному угнетению псевдоподиаль-ной активности не только в зоне контакта, но и на свободных краях контактирующих клеток: после образования контакта между клетками скорость протрузий снижалась в 1,9 раза, ретракций — в 2,6 раза. Об изменении динамики актинового цитоскелета при образовании межклеточного контакта между нормальными эпителиоцитами свидетельствовали также

эксперименты по исследованию актин-зависимого перемещения латексных частиц, которые с помощью лазерной ловушки переносили на ламеллу клеток, мигрирующих в рану. До формирования начального стабильного контакта латексные частицы двигались по клеточной поверхности центростремительно до границы ламеллоплазмы—эндоплазмы, что отражает наличие в цитоплазме центростремительного тока кортикального актина. После установления стабильного контакта центростремительное движение частиц прекращалось. Частицы, помещенные на клеточную поверхность вблизи края расширяющегося контакта, двигались вдоль новой межклеточной границы по направлению к месту замыкания контакта.

Таким образом, при образовании межклеточного контакта эпителиоцитов не происходит значительного перекрывания ламелл контактирующих клеток, возникает паралич псевдо-подиальной активности, границы формирующегося контакта расширяются латерально, прекращается ток актина.

Контактное торможение движения нормальных фибробластов

Видеомикроскопическое исследование гомотипических коллизий нормальных фибробластов А001523 и 11а1>1 показало, что в отличие от эпителиальных клеток в области контакта двух фибробластов псевдоподиальная активность не угнеталась, при этом перекрывание ламелл соседних клеток было значительным. Движение латексных частиц, помещенных на поверхность ламеллы в области контакта двух фибробластов, оставалось центростремительным. Через 20—40 мин после установления контакта верхняя ламелла начинала рет-рактировать с поверхности нижней ламеллы, при этом образование новых псевдоподий в области контакта и ретракция других зон клеточного края в этой области протекали одновременно. В это же время происходило образование новой боковой ведущей ламеллы клетки путем расширения сегмента ведущей ламеллы в сторону от контакта. По мере ретракции ламеллы в зоне перекрывания и расширения боковой ламеллы изменялось направление движения клеток, что приводило к миграции фибробластов от места контакта.

Таким образом, при столкновении двух фибробластов не возникает контактный паралич, взаимодействие ведущих ламелл не приводит к угнетению центростремительного тока актина в контактирующих клетках.

Для объяснения изменения направления движения фибробластов после контакта с другой клеткой и формирования новой ведущей ламеллы можно предположить, что прикрепление фибробласта к субстрату более эффективно, нежели прикрепление к поверхности другой клетки, поэтому за счет центростремительного натяжения вследствие контрактиль-ности актин-миозиновых структур происходит ретракция перекрывающихся ламелл фибробластов и постепенная миграция клеток от места контакта.

Существование контактного торможения у трансформированных эпителиоцитов и фибробластов

На протяжении многих лет общепринятой была точка зрения о том, что в основе инвазивных характеристик трансформированных клеток лежит утрата этими клетками контактного торможения движения [1]. Из эпителиальных клеток линии 1АЯ-2 нами с помощью ретровирусного переноса гена

14-гая Авр 12 были получены линии трансформированных эпите-лиоцитов. В своей работе мы также использовали полученные в лаборатории Б. П. Копнина трансформированные фиброблас-ты ЛаМ/гав. Как показало видеомикроскопическое исследование, при гомотипических столкновениях трансформированных фибробластов и эпителиоцитов также возникает контактное торможение движения, при этом трансформированные эпите-лиоциты ведут себя как фибробластоподобные клетки. Такие клетки в отличие от своих нормальных предшественников не образовывали стабильный межклеточный контакт. Мы не наблюдали угнетения псевдоподиальной активности, что приводило к значительному перекрыванию ламелл контактирующих клеток. Взаимодействие двух клеток не вызывало угнетения тока актина: в зоне контакта двух клеток латексные частицы продолжали двигаться центростремительно. Перекрывание ламелл трансформированных эпителиоцитов продолжалось 10—15 мин, после чего верхняя ламелла начинала ретрактиро-вать с поверхности нижней клетки. Одновременно с ретракцией происходило формирование новой латеральной ламеллы, что приводило к изменению направления движения клеток и их уходу от места контакта. Полученные нами данные свидетельствуют о том, что неопластическая трансформация не сопровождается утратой контактного торможения движения, как предполагалось ранее. При трансформации эпителиоцитов изменяется тип контактного торможения движения.

Таким образом, феномен контактного торможения движения может проявляться двумя разными способами в зависимости от морфологического типа клеток: 1) нормальные эпителиальные клетки при коллизиях с соседними клетками устанавливают стабильный межклеточный контакт; 2) фибробластоподобные клетки (нормальные и трансформированные фибробласты, трансформированные эпителиоциты) при межклеточных контактных взаимодействиях ведущих ламелл изменяют направление перемещения по подложке. Мы предположили, что наблюдаемая нами разница в характере межклеточных коллизий между эпителиоцитами и фиброб-ластами связана с различиями в организацйи цитоскелета двух типов клеток.

РОЛЬ АКТИНОВОГО ЦИТОСКЕЛЕТА В МЕЖКЛЕТОЧНОЙ АДГЕЗИИ.

ДВА ТИПА ПРОСТРАНСТВЕННОЙ ОРГАНИЗАЦИИ МЕЖКЛЕТОЧНЫХ АДГЕЗИОННЫХ КОНТАКТОВ

В нашей работе впервые была предпринята попытка исследовать перестройки актинового цитоскелета при образовании межклеточных контактов в культурах клеток. Мы использовали возможности лазерной сканирующей (конфокальной) микроскопии, которая позволила на оптических срезах толщиной 0,5 мкм исследовать взаимодействие цитоскелетных структур и адгезионных контактов. Для визуализации актина применялся меченный родамином фаллоидин, д ля выявления межклеточных адгезионных контактов — антитела к Е-кадхе-ринуи р-катенину.

Межклеточные адгезионные контакты нормальных эпителиоцитов

Как показало флюоресцентно-микроскопическое исследование, при установлении межклеточных контактов

Рисунок 3. Межклеточные адгезионные контакты эпителиоцитов 1АВ-2 в узкой ране (А) и в монослое (Б).

Окрашивание на Е-кадхерин. Лазерная сканирующая микроскопия. Масштаб 10 мкм.

нормальных эпителиоцитов молекулы адгезии Е-кадхерин и р-катенин аккумулируются в зоне контакта в виде линии вдоль границы двух клеток (рис. 3).

Лазерная сканирующая микроскопия культур, окрашенных родамином и фаллоидином, выявила закономерные перестройки актинового цитоскелета при формировании межклеточного контакта эпителиоцитов 1АЛ-2. После образования начального стабильного контакта происходила диссоциация краевого актинового пучка в зоне контакта. В ходе латеральной экспансии контакта на боковых краях (в «вилке») формировались мощные аркоподобные акгиновые пучки, при этом краевые актиновые пучки в зоне контакта не обнаруживались. Использование родамина и фаллоидина для прижизненной окраски актиновых структур клеток в ране с последующей конфокальной микроскопией подтвердило наши данные о перестройках цитоскелета при формировании межклеточных контактов эпителиоцитов, прекращении тока актина в клетках при образовании межклеточного контакта и сокращении актиновых арок при латеральной экспансии контакта эпителиоцитов [39].

Наблюдения за реорганизацией актинового цитоскелета, динамикой псевдоподиальной активности и движением латексных частиц по поверхности клеток позволили нам предположить механизм формирования межклеточного контакта эпителиоцитов (рис. 4). При установлении стабильного контакта между эпителиоцитами происходит разрушение краевого актинового пучка в зоне контакта и формирование аркоподобных актиновых структур из остатков этого пучка на латеральных границах контакта. Сумма натяжений, возникающих в каждой из контактирующих клеток вдоль арки, приводит к появлению нового вектора, направленного вдоль границы формирующегося контакта от центра к периферии. Этот суммарный (тангенциальный) вектор продуцирует натяжение, обеспечивающее латеральное расширение межклеточного контакта эпителиоцитов в обе стороны.

Важным следствием тангенциального натяжения в зоне контакта является резкое угнетение псевдоподиальной активности, что в свою очередь стабилизирует контакт эпителиальных клеток. Мы предполагаем, что тангенциальное натяжение является главенствующим в организации структуры межклеточного адгезионного контакта эпителиоцитов, определяя тангенциальную организацию молекул межклеточной адгезии в линии вдоль границы двух клеток, а также латеральное перемещение Е-кадхерина, р-катенина и плакоглобина к месту замыкания контакта. Подобное перемещение кластеров Е-кадхерина вдоль межклеточной границы от центра

Рисунок 4. Модель формирования межклеточного контакта нормальных эпителиоцитов.

А. — Эпителиальные клетки до установления контакта. Краевые актиновые пучки создают центростремительный вектор натяжения. Б. — Латеральное расширение межклеточного контакта. В области контакта образуются кадхеринсодержащие тангенциальные структуры (показаны крестиками) и разрушаются краевые пучки. Аркоподобные пучки создают натяжение, суммарный вектор которого направлен тангенциально вдоль границы контакта. Маленькими стрелками показано направление натяжения вдоль актиновых пучков, большими стрелками — суммарный вектор натяжения.

к периферии контакта наблюдали в лаборатории Нельсона [3]. Адгезионные контакты эпителиальных клеток были определены нами как тангенциальные контакты. Такие контакты определяют целостность и стабильность эпителия в организме.

Межклеточные адгезионные контакты нормальных фибробластов

В перекрывающихся ламеллах нормальных фибробластов А001523 и 11аЫ белок межклеточной адгезии (3-катенин прокрашивался в виде ряда полосок, перпендикулярных границе двух клеток. Межклеточные адгезионные контакты фибробластов имеют радиальную ориентацию. Как показало двойное окрашивание на р-катенин и актин, радиальные контакты фибробластов ассоциированы с тонкими пучками актиновых микрофиламентов (рис. 5). Мы предположили, что образование и поддержание радиальных контактов фибробластов определяется центростремительным натяжением, создаваемым миозин-зависимой контрактильностью акти-нового цитоскелета. Это предположение подтвердилось в экспериментах с использованием ингибиторов контрактиль-ности миозина ВДМ и НА-1077, которые вызывали разборку актиновых пучков в клетках и исчезновение радиальных межклеточных контактов. Таким образом, до сих пор были известны различия в молекулярном составе кадхеринов эпителиальных клеток и фибробластов. Важной характеристикой адгезионных контактов эпителиальных клеток и фибробластов, как мы показали, является пространственная организация (геометрия) таких контактов, определяемая общей организацией актинового цитоскелета в клетке.

Еще одно доказательство, подтверждающее нашу гипотезу об определяющей роли актинового цитоскелета в контактных взаимодействиях клеток, получено в экспериментах с ТРА. Клетки 1АИ-2 через 2—3 ч после добавления ТРА утрачивали дискоидную форму и приобретали поляризованный фенотип. В клетках исчезал характерный для эпителиоцитов

Рисунок 5. Межклеточные адгезионные контакты фибробластов Ва1-1(А, Б) и Ай01523 (В, Г).

Двойное окрашивание на (5-катенин (А, В) и актин (Б, Г). В области контакта р-катенин аккумулируется в радиальных линиях, связанных с тонкими актиновыми пучками. Лазерная сканирующая микроскопия. Масштаб 10 мкм.

краевой актиновый пучок, в цитоплазме прокрашивались прямые актиновые пучки.

Резко изменялось поведение клеток при межклеточных коллизиях в узкой ране. Мы наблюдали изменение типа контактного торможения движения с эпителиального на фиброб-ластный (рис. б). В присутствии ТРА эпителиальные клетки не образовывали стабильных контактов друг с другом, не наблюдалось контактного паралича движений. При столкновении таких клеток, как и в случае фибробластов, формировалась боковая ламелла, что приводило к расхождению клеток.

Рисунок 6. Межклеточные взаимодействия эпителиоцитов 1АВ-2 при действии ТРА.

А. — Контрольные клетки. Б, В. — Клетки, обработанные ТРА (интервал между Б и В — 16 мин). Стрелкой показана вновь образующаяся боковая ламелла. Видеомикроскопия. Г. —Межклеточные адгезионные контакты эпителиоцитов 1АВ-2, обработанных ТРА. Окрашивание на Е-кадхерин. Иммунофлюоресцентная микроскопия. Масштаб 10 мкм.

2 стадия трансформации

Рисунок 7. Изменение межклеточной адгезии на этапах морфологической трансформации эпителиоцитов.

У нормальных эпителиоцитов стабильные межклеточные адгезионные контакты (показаны крестиками) ассоциированы с аркоподобными акгиновыми пучками. На первой стадии трансформации клетки способны образовывать радиальные межклеточные адгезионные контакты, взаимодействующие с прямыми актино-выми пучками. На второй стадии трансформации в клетках исчезают актиновые пучки. Клетки не образуют межклеточные адгезионные контакты.

Содержащие Е-кадхерин межклеточные адгезионнные контакты имели радиальную организацию и были ассоциированы с актиновыми пучками. Как показало использование ингибиторов контрактильности, радиальная организация таких контактов определялась их взаимодействием с прямыми актиновыми пучками. Таким образом, изменение общей организации актинового цитоскелета эпителиоцитов изменяет пространственную организацию межклеточных адгезионных контактов.

Полученные нами результаты свидетельствуют о возможности модуляции пространственной организации межклеточных адгезионных контактов эпителиальных клеток. Такие изменения контактов могут играть важную роль в ходе нормального эмбриогенеза, при образовании эпителиальных трубок во время органогенеза, при формировании капилляров из предсуществующих сосудов, а также при образовании эндотелия кровеносных сосудов.

Модуляции цитоскелета и межклеточных контактных структур могут иметь значение на ранних этапах неопластической трансформации эпителия в ходе эпителиально-мезенхимального перехода и приводить к появлению у малиг-низированных клеток способности диссоциировать от окружающих клеток, а также мигрировать в подлежащие ткани и органы (рис. 7). Так, изменение общей организации актинового цитоскелета на первом этапе опухолевой трансформации обусловливает поляризацию формы клетки, при этом клетки перестают образовывать стабильные контакты с соседними клетками, но могут образовывать транзиторные радиальные контакты. Образование таких временных межклеточных контактов не вызывает угнетения двигательной активности клеток, тем самым, приводя к образованию подвижного фенотипа, характерного для клеток, способных к инвазии. Следующим этапом опухолевой прогрессии является резкое снижение контрактильности актинового цитоскелета. Результатом этого является исчезновение актиновых пучков в клетке, участвующих в построении межклеточных контактов, нарушение аккумуляции Е-кадхерина и [3-кате-нина в зоне взаимодействия клеток, нарушение образования

полноценных фокальных контактов клетки с окружающим матриксом. Все эти перестройки еще в большей степени приводят к ускоренной миграции трансформированных клеток в подлежащие ткани.

ЛИТЕРА ТУРА

I. Abercrombie М. Contact inhibition in tissue culture // In Vitro. —

1970. - Vol. 6. - P. 128-142.

2 .Aberle H., Bauer A., StappertJ., KispertA., KemlerR. |3-catenin is a target for the ubiquitin-proteasome pathway // EMBO J. — 1997. —

Vol. 16. - P. 3797-3804.

3. Adams C. L., Chen Y. -T., Smith S. J., Nelson W. J. Mechanisms of epithelial cell-cell adhesion and cell compaction revealed by high-resolu-tion tracking of E-cadherin-green fluorescent protein //J. Cell Biol. — 1998.-Vol. 142.-P. 1105-1119.

4 .AokiM., HechtA., Kruse U, KemlerR., Vogt P. K. Nuclear endpoint of Wnt signaling: neoplastic transformation induced by transactivating lymphoid-enhancing factor 11 j Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1999. —

Vol. 96. - P. 139-144.

5. AuerspergN., Pan J., Grove B. D., Peterson T., Maines-Bandiera S., Roskelley C. D. E-cadherin induces mesenchymal-to-epithelial transition in human ovarian surface epithelium // Proc. Natl. Acad. Sci.

USA. - 1999. - Vol. 96. - P. 6249-6254.

6. Behrens J. Cadherins and catenins: role in signal transduction and tumor progression // Cancer Metastasis Rev. — 1999. — Vol. 18. —

P. 15—30.

7. Ben-Ze’ev A., GeigerB. Differential molecular interactions of p-catenin and placoglobin in adhesion, signaling and cancer// Curr. Opin. Cell Biol. - 1998. - Vol. 10. - P. 629-639.

8. BerxG., Cleton-Jansen A. М., NolletK, De Leeuw W. J., van de VijverM., Cornelisse C., Van Roy P. E-cadherin is a tumor/invasion supressor gene mutated in human lobular breast cancers // EMBO J. — 1995. —

Vol. 14.-P. 6107-6115.

9. Bienz M. The subcellular destinations of APC proteins // Nature Rev. Mol. Cell Biol. — 2002. - Vol. 3. - P. 328-338.

10. Braga V. М., Del Maschisio A., Machesky L., Dejana E. Regulation of cadherin function by Rho and Rac: modulation by junction maturation and cellular context I I Mol. Biol. Cell. — 1999. — Vol. 10. — P. 9—22.

II. Braga V. М., Machesky L. М., Hall A., Hotchin N. A. The small GTPases Rho and Rac are required for the establishment of cadherin-dependent cell-cell contacts //J. Cell Biol. — 1997. — Vol. 137. —

.P. 1421-1431.

12. Chitaev N. A., Troyanovsky S. M. Adhesive but not lateral E-cadherin complexes require calcium and catenins for their formation // J. Cell Biol. - 1998. - Vol. 142. - P. 837-846.

13. Christofori G., Semb H. The role of the cell-adhesion molecule E-cadherin as a tumour-suppressor gene // Trends Biochem. Sci. — 1999. — Vol. 24. - P. 73-76.

14. Ciruna B., Rossant J. FGF signaling regulates mesoderm cell fate specification and morphogenetic movement at the primitive streak // Dev. Cell. - 2001. - Vol. 1. - P. 37-49.

15. Comijn J., Berx G., Vermassen P., Verschueren K., van Grunsven L., Bruyneel E., Mareel М., Huylebroeck D., van Roy F. The two-handed E box binding zinc finger protein SIP1 downregulates E-cadherin and induces invasion // Mol. Cell. — 2001. —Vol. 7. — P. 1267—

1278.

16. Cowin P., Burke B. Cytoskeleton-membrane interactions // Curr.

Opin. Cell Biol. - 1996. - Vol. 8. - P. 56-65.

17. Eaton S., Auvinen P., Luo L.,. Jan Y. N., Simons K. Cdc42 and Racl control different actin-dependent processes in the Drosophila wing disc epithelium//J. Cell Biol. - 1995. - Vol. 131.-P. 151-164.

18. Fagotto P., Punayama N., Gluck U., GumbinerB. M. Binding to cad-herins antagonizes the signaling activity of £-catenin during axis formation in Xenopus 11 J. Cell Biol. — 1996. — Vol. 132. —

P. 1105-1114.

19. Funayama N., Fagotto F., McCrea P., Gumbiner B. M. Embryonic axis induction by the armadillo repeat domain of p-catenin: evidence for intracellular signaling // J. Cell Biol. — 1995. — Vol. 128. — P. 959—969.

20. George-Weinstein M., Gerhart J., Blitz J., SimakE., Knudsen K. A. N-cadherin promotes the commitment and differentiation of skeletal muscle precursor cells // Dev. Biol. — 1997. — Vol. 185. — P. 14—24.

21. Gloushankova N. A., Alieva N. O., Krendel M. F., Bonder E. M., FederH. H., Vasiliev J. M., Gelfand I. M. Cell-cell contact changes the dynamics of lamellar activity in nontransformed epitheliocytes but not in their ras-transformed descendants // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. —

1997. - Vol. 94. - P. 879-883.

22. Gloushankova N. A., Krendel M. F., Alieva N. O., Bonder E. M.,

FederH. H., Vasiliev J. M., Gelfand I. M. Dynamics of contacts between lamellae of fibroblasts: essential role of the actin cytoskeleton //

Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1998. - Vol. 95. - P. 4362—4367.

23. Gottardi C. J., Cumbiner B. M. Adhesion signaling: how beta-catenin interacts with its partners // Curr. Biol. — 2001. — Vol. 11. — P. R792— R794.

24. Gottardi C. J., WongE., Gumbiner B. M. E-cadherin suppresses cellular transformation by inhibiting beta-catenin signaling in an adhesion-independent manner // J. Cell Biol. — 2001. — Vol. 153. —

P. 1049-1060.

25. Haas A. R., Tuan R. S. Chondrogenic differentiation of murine

C3H10T1 /2 multipotential mesenchymal cells: II. Stimulation by bone morphogenetic protein-2 requires modulation of N-cadherin expression and function // Differentiation. — 1999. — Vol. 64. — P. 77—89.

26. Haegel H., Larue L., Ohsugi M., Fedorov L., Herrenknecht K, Kemler R. Lack of p-catenin affects mouse development at gastrulation // Development. — 1995. — Vol. 121. — P. 3529—3537.

27. Hall A. Rho GTPases and the actin cytoskeleton// Science. — 1998. — \bl. 279. — P. 509-514.

28. HeasmanJ., Crawford A., Goldstone K., Garner H. P., Gumbiner B., McCrea P., KintnerC., Noro C. Y., Wylie C. Overexpression of cadherins and underexpression of p-catenin inhibit dorsal mesoderm induction in early Xenopus embryos//Cell. - 1994. - Vol. 79. - P. 791-803.

29. Hinck L., Nathke I. S., PapkoffJ., Nelson W. J. Dynamics of cadherin/catenin complex formation: novel protein interactions and pathways of complex assembly //J. Cell Biol. — 1994,—Vol. 125, —P. 1337-1340.

30. Hordjik P. L., ten KloosterJ. P., van der Kammen R. A., Michiels F., Oomen L. C., Collard J. G., Michiels F., Oomen L. C., Collard J. G. Inhibition of invasion of epithelial cells by Tiaml-Rac signaling // Science, — 1997. — Vol. 278. — P. 1464—1466.

31. Huber 0., Korn R., McLaughlin J., Ohsugi M., Herrmann B. G., Kemler R. Nuclear localization of p-catenin by interaction with transcription factor LEF-1 // Mech. Dev. - 1996. - Vol. 59. - P. 3-10.

32. Imamura Y., Itoh M., Maeno Y, Tsukita S., NagafuchiA. Functional domains of alpha-catenin required for the strong state of cadherin-based cell adhesion//J. Cell Biol. - 1999. - Vol. 144. - P. 1311-1322.

33. Jamora C., Fuchs E. Intercellular adhesion, signalling and the cytoskeleton // Nature Cell Biol. — 2002. — Vol. 4. — P. 101—108.

34. Kawanishi J., Kato J., Sasaki K., Fuji S., Watanabe N., Niitsu Y. Loss of E-cadherin-dependent cell-cell adhesion due to mutation of the p-catenin gene in human cancer cell line // Mol. Cell Biol. — 1995. — Vol. 15, —P. 1175-1181.

35. Kinch M. S., Clark G., Der C. J., Burridge K. Tyrosine phosphorylation regulates the adhesions of ras-transformed breast epithelia // J. Cell Biol. - 1995. - Vol. 130. - P. 461-471.

36. Knudsen K. A., Frankowski C., Johnson K. R., Wheelock M. J. A role for cadherins in cellular signalling and differentiation // J. Cell Biochem. —

1998.-Vol. 31.-P. 168-176.

37. Knudsen K. A., SolerA. P., Johnson K. R., Wheelock M. J. Interaction of alpha-actinin with the cadherin-catenin cell-cell adhesion complex via alpha-catenin // J. Cell Biol. — 1995. — Vol. 130. — P. 67—77.

38. Korinek V, Backer N. P., Morin J., van Wichen D., de Weger R., KinzlerK. W., Vogelstein B., Clevers H. Costitutive transcriptional activation by a p-catenin-Tcf complex in APC-/- colon carcinoma //

Science. -1997. - Vol. 275. - P. 1784-1787.

39. Krendel M., Bonder E. M. Analysis of actin filament dynamics during contact formation in live epithelial cells // Cell Motil. Cytoskel. —

1999. - Vol. 43. - P. 296-309.

40. Krendel M. F., Gloushankova N. A., Alieva N. O., Bonder E. M.,

Feder H. H., Vasiliev J. M., Gelfand I. M. Myosin-dependent contractile activity of the actin cytoskeleton modulates the spatial organization of cell-cell contacts in cultured epitheliocytes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1999. - Vol. 96. - P. 9666-9670.

41. LarueL., AntosC., ButzS., HuberO., Delmas V, DominisM., KemlerR. A role for cadherins in tissue formation // Development. — 1996. —

Vol. 122.-P. 3185-3194.

42. LaurO. Y., Klingelhofer J., Troyanovsky R. B., Troyanovsky S. M. Both the dimerization and immunochemical properties of E-cadherin EC1 domain depend on Trp(156) residue// Arch. Biochem. Biophys. —

2002. - Vol. 400. - P. 141—147.

43. Li Z., Gallin W. J., Lauzon G., PasdarM. L-CAM expression induces fibroblast-epidermoid transition in squamous carcinoma cells and downregulatees the endogeneous N-cadherin //J. Cell Sci. — 1998. — Vol. 11.-P. 1005-1019.

44. MarrsJ. A., Andersson-Fisone C., JeongM. C., Cohen-Gould L., Zurzolo C., Nabi I. R., Rodriguez-Boulan E., Nelson W. J. Plasticity in epithelial cell phenotype: modulation by expression of different cadherin cell adhesion molecules //J. Cell Biol. - 1995. - Vol. 129. - P. 507-519.

45. Minemitsu S., Albert I., Souza B., Rubinfeld B., Polakis P. Regulation of intracellular p-catenin levels by the adenomatous polyposis coli (APC) tumor suppressor protein // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1995. —

Vol. 92. - P. 3046-3050.

46. Miyaki M., Tanaka K., Kikuchi-Yanoshita R., Muraoka M., Konishi M., Takeichi M. Increased cell-substratum adhesion and decreased gelati-nase secretion and cell growth, induced by E-cadherin transfection of human colon carcinoma cells // Oncogene. — 1995. — Vol. 11.—

P. 2547-2552.

47. Molenaar M., van de Wetering M., Oosterwegel M., Peterson-Maduro J., Godsave S., Korinek V, RooseJ., Destree O., Clevers H. XTcf-3 transcription factor mediates p-catenin-induced axis formation in Xenopus embryos // Cell. — 1996. — Vol. 86. — P. 391-399.

48. Morin P. J., Sparks A. B., Korinek V, Barker N., Clevers H., Vogelstein B., Kinzler K. W. Activation of p-catenin-Tcf signaling in colon cancer by mutations in p-catenin or APC // Science. — 1997. — Vol. 275. —

P. 1787-1790.

49. Nagafuchi A. Molecular architecture of adherens junctions // Curr. Opin. Cell Biol. - 2001. - Vol. 4. - P. 834-839.

50. Nakagawa M., Fukata M., Yamaga M. Recruitment and activation of Racl by the formation of E-cadherin-mediated cell-cell adhesion sites // J. Cell Sci.-2001.-Vol. 114.-P. 1829-1838.

51. Nose A., Tsuji K, Takeichi M. Localization of specificity determining sites in cadherin cell adhesion molecules // Cell. — 1990. — Vol. 61. — P. 147-155.

52. Orsulic S., HuberO., Aberle H., Arnold S., Kemler R. E-cadherin binding prevents beta-catenin nuclear localization and beta-catenin/LEF-1 -mediated transactivation // J. Cell Sci. — 1999. — Vol. 112. —

P. 1237—1245.

53. Ozawa M., Kemler R. Molecular organization of the uvomorulin-catenin complex // J. Cell Biol. — 1992. — Vol. 116. — P. 989—996.

54. Ozawa M., Ringwald M., Kemler R. Uvomorulin-catenin complex formation is regulated by a specific domain in the cytoplasmic region of the cell adhesion molecule // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1990. — Vol. 87. - P. 4246-4250.

55. Peifer M., Polakis P. Wnt signaling in oncogenesis and embryogenesis — a look outside the nucleus // Science. — 2000. — Vol. 287. —

P. 1606-1609-

56. Perl A. K., Wtlgenbus P., Dahl U., Semb H.,Christofori G. A causal role for E-cadherin in the transition from adenoma to carcinoma // Nature. —

1998. - Vol. 392. - P. 190-193.

57. RedfieldA., Nieman M. T., Knudsen K.A. Cadherins promote skeletal muscle differentiation in three-dimensial cultures // J. Cell Biol. —

1997.-Vol. 138.-P. 1323-1331.

58. Rimm D. L., KoslovE. R., KebriaeiP., Ciartci C. D., Morrow J. S.

Alpha 1 (E)-catenin is an actin-binding and -bundling protein mediating the attachment of F-actin to the membrane adhesion complex // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1995. - Vol. 19. - P. 8813-8817.

59. Rubinfeld B., Robbins P., El-Oamil M., Albert I., Porfiri E., Polakis P. Stabilization of p-catenin by genetic defects in melanoma cell lines // Science. - 1997. - Vol. 275. - P. 1790-1792.

60. Sahai E., Marshall C. J. ROCK and Dia have opposing effects on adherens junctions downstream of Rho // Nat. Cell Biol. — 2002. — Vol. 4. - P. 408-415.

61. Sander E. E., van Delft S., ten KloosterJ. P., van derKammen R. A., MichielsF., CollardJ. G. Matrix-dependent Tiaml/Rac signaling in epithelial cells promotes either cell-cell adhesion, or cell migration and is regulated byphosphatidylinositol 3-kinase//J. Cell Biol. — 1998. — Vol. 143.-P. 1385-1398.

62. Shtutman M., Zhurinsky J., Simcha I., Albanese C., DAmico M., PestellR., Ben-Ze 'ev A The cyclin D1 gene is a target of the beta-catenin/LEF-1 pathway // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. — 1999. — Vol. 96. —

P. 5522-5527.

63. Steinberg M. S., McNutt P. M. Cadherins and their connections: adhesion junctions have broader functions // Curr. Opin. Cell Biol. —

1999. - Vol. 11. — P. 554-560.

64. StockingerA., Eger A., WolfJ., BeugH., FolsnerR. E-cadherin regulates cell growth by modulating proliferation-dependent beta-catenin transcriptional activity //J. Cell Biol. — 2001. — Vol. 154. —

P. 1185-1196.

65. Takeichi M. Morphogenetic roles of classic cadherins // Curr. Opin. Cell Biol. - 1995. - Vol. 7. - P. 619-627.

66. Tetsu O., McCormick F. Beta-catenin regulates expression of cyclin D1 in colon carcinoma cells I I Nature. — 1999. — Vol. 398. — P. 422—426.

67. Vasioukhin V., Bauer C., Yin М., Fuchs E. Directed actin polymerization is the driving force for epithelial cell-cell adhesion I I Cell. —

2000. - Vol. 100. - P. 209-219.

68. VlemnickxK. L., VakaetJ., Mareel М., Fiers W., van RoyF. Genetic manipulation of E-cadherin expression by epithelial tumor cells reveals an invasion supressor role// Cell. — 1991. — Vol. 66. — P. 107—119.

69. WongM. Ft., Hermicton M. L., SyderA. J., Gordon J. I. Forced expression of the tumor suppressor adenomatosis polyposis coli protein induces disordered cell migration in the intestinal epithelium // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. - 1996. - Vol. 93. - P. 9588-9593.

70. Yanagawa S., Lee J.-S., Haruna I., Oda H, Uemura Т., Takeichi М., Ishimoto A. Accumulation of Armadillo induced by Wingless, Dishevelled, and dominant negative Zeste-white 3 leads to elevated E-cadherin in Drosophila clone 8 wing disc cells // J. Biol. Chem. — 1997. - Vol. 272. - P. 25 243-25 251.

71. Yap A. S., Brieher W. М., Pruschy М., GumbinerB. M. Lateral clustering of the adhesive ectodomain: a fundamental determinant of cadherin function // Curr. Biol. - 1997. - Vol. 7. - P. 308-315.

72. YostC., Torres V., Miller J. R., Huang E., Kimelman D., Moon R. T.

The axis inducting activity, stability, and subcellular distribution of P-catenin is regulated in Xenopus embryos by glycogen synthase kinase 3 // Genes Dev. — 1996. — Vol. 10. — P. 1443—1454.