Свободнорадикальные процессы в системе паразит хозяин при гельминтозах

© БЕКИШ О.-Я.Л., БЕКИШ Вл.Я., 2003

СВОБОДНОРАДИКАЛЬНЫЕ ПРОЦЕССЫ В СИСТЕМЕ ПАРАЗИТ-ХОЗЯИН ПРИ ГЕЛЬМИНТОЗАХ

БЕКИШ О.-Я.Л., БЕКИШ Вл.Я.

Витебский государственный медицинский университет, кафедра медицинской биологии и общей генетики

Резюме. В работе дан обзор литературы по характеристике свободнорадикальных процессов у трематод, цестод, нематод и у их хозяев. Показано, что гельминты способны продуцировать ферменты антиоксидантной защиты и оксид азота синтетазу. При инвазиях в организме хозяина наблюдается повышение выработки свободных радикалов, активация или снижение активности компонентов антиоксидантной зашиты, которые повреждают не только паразита, но и собственные клетки хозяина. Наибольшую опасность представляют механизмы мутагенного повреждения генома хозяина под влиянием свободнорадикальных процессов.

Ключевые слова: гельминтозы, активные формы кислорода, антиоксидантная защита.

Abstract. The review of literature concerning free radical processes in trematodes, cestodes, nematodes and in their hosts is given in this paper. It is shown that helminthes are able to produce ferments of antioxidant protection and nitric oxide synthetase. On invasions the increase of free radical development, activation or decrease of activity of antioxidant protection components are observed in the host organism, which damage not only the parasite, but also the cells of the host. The greatest danger is represented by the mechanisms of mutagenic damage of the host genome under the influence of free radical processes.

В последние годы особый акцент делается на изучении биологической роли свободнорадикальных процессов и их значении в возникновении и развитии различных патологических процессов, а также на участии свободнорадикальных механизмов в развитии повреждающего действия как у гельминтов, так и у их хозяев.

Свободнорадикальные процессы протекают с участием более 20 активных форм кислорода (АФК) и их производных, а также корот-коживущего свободного радикала оксида азота

- N0 [46]. Среди АФК наибольшее значение имеют продукты его восстановления - супероксид-анион (О2), перекись водорода (Н2О2), гидроксильный радикал (НО). При развитии па-

Адрес для корреспонденции: 210023, г.Витебск, пр.Фрунзе, 27, Витебский государственный медицинский университет, кафедра медицинской биологии и общей генетики - Бекиш О.-Я.Л.

тологического процесса большое значение имеет мембранотоксическое и цитотоксическое действие АФК [18]. Повреждающее действие Н2О2 связывают с нарушением гомеостаза кальция в клетке. Гидроксильный радикал считается наиболее активной формой кислорода, т. к. он с высокой скоростью реагирует со всеми макромолекулами клетки, включая ДНК, белки, липиды и углеводы. [74]. В качестве субстрата АФК чаще рассматривают ненасыщенные липиды мембран, подвергающихся процессу пе-рекисного окисления липидов (ПОЛ), триггерным механизмом которого считают радикалы кислорода, и в частности гидроксил. Сами ли-поперекиси и липопероксильные радикалы проявляют токсичность на уровне мембранносвязанных молекул, в связи с чем развиваются представления о цитотоксичности ПОЛ нерадикальной природы [35].

NO образуется в результате превращения L-аргинина в L-цитруллин под действием NO-синтетазы в присутствии NADPH и кислорода в качестве субстратов. Имеется две формы NO

- синтетазы: структурная Са2+ - кальмудулинза-висимая, локализующаяся в клетках эндотелия сосудов и клетках мозга (осуществляет антимикробную, бронходилататорную, сосудорегулирующую и нейротрансмиттерную функции), и индуцибельная Са2+ - кальмудулинзависимая форма, образующаяся в стимулированных ци-токинами или эндотоксинами макрофагах, ге-патоцитах и фибробластах. Активность этих ферментов связана с продукцией NO, повреждающего клеточные и тканевые структуры в очагах инфекции и воспаления [5].

Изучение роли свободнорадикальных процессов в становлении системы паразит-хозяин имеет важное значение как для познания особенностей биохимии самих гельминтов, так и для выяснения их роли в развитии оксидатив-ного стресса в организме хозяина на инвазию.

Свободнорадикальные процессы в жизнедеятельности гельминтов

Глютатионтрансфераза - один из главных компонентов детоксикационных систем гельминтов. Глютатионтрансфераза гельминтов участвует в формировании системы защиты против иммунообусловленного повреждения паразита, которую можно рассматривать как защитный антиген [22].

L. Cervi et al. [28] при изучении экскреторно - секреторных продуктов Fasciola hepatica обнаружили в них глютатион-Б-трансферазу, которая была похожа на фермент, полученный из гомогената взрослых фасциол, а также других гельминтов и различных млекопитающих. Авторами был сделан вывод, что глютатион-S-трансфераза, секретируемая фасциолой, может быть вовлечена в механизмы уклонения паразита от иммунного ответа хозяина. В гомогенатах из тканей F. hepatica были обнаружены также цитохром С пероксидаза и тиоредоксин-пероксидаза [25, 64]. В гомогенатах из тканей половозрелых Paragonimus westermani и Clonorchis sinensis хроматографически была обнаружена цитозольная глютатион-Б-трансфера-за с молекулярной массой 28 кДа [67, 69].

У шистосом активность глютатион-S-трансферазы повышается в процессе онтогенеза паразита [56], а ее экспрессия различается у половозрелых самок и самцов с трехкратным преобладанием у последних [77]. Иммуноцитохимически было показано, что глютатион-Б-трансфе-разы с молекулярной массой 26 и 28 кДа у половозрелых S. mansoni локализуются в тегументе и/ или в субтегументальных тканях [78, 79], а у S.j aponicum - в паренхиматозной области у самцов и в паренхиматозных клетках у самок, локализующихся между желточными железами [39].

Для защиты от оксидативных нарушений у S. mansoni, кроме глютатион-S-трансферазы, имеются и другие антиоксидантные ферменты, включающие Cu/Zn супероксиддисмутазу (СОД) [47], глютатионпероксидазу, цитохром С перок-сидазу и глютатионредуктазу [54, 24]. При применении обратной транскриптазной полимеразной цепной реакции было показано, что у половозрелых S. mansoni отмечаются более высокие уровни мРНК, ответственной за синтез ферментов антиоксидантов, чем у личинок, а экспрессия генов глютатион-S-трансферазы превышает ее у генов СОД и глютатионперок-сидазы в 10 и 100 раз соответственно [52]. У S.mansoni имеются также особые белковые ферменты - тиоредоксинпероксидазы, которые играют большую роль в антиоксидантной защите и инактивируют Н2О2 и другие водородные перекиси [17].

Ферменты антиоксидантной защиты обнаруживаются и у представителей класса Cestoidea. A. Morello et al. [55] обнаружили в цитозоле протосколексов Echinococcus granulosus индуцибельную глютатион-S-трансферазу, секреция которой усиливалась при обработке личинок паразита стимулятором активности фермента - фенобарбиталом. Этот фермент из протосколексов эхинококка был молекулярно клонирован и изучен филогенетически [38]. Супероксиддисмутазная активность была установлена у E. granulosus при анализе изолятов паразитов, полученных от различных хозяев из разных географических регионов [51]. Экстракты из половозрелых паразитов и личинок

E.granulosus проявляют Cu/Zn СОД активность, которая достигает максимальных показателей в протосколексах. Низкие уровни Cu/Zn СОД активности обнаруживаются в гидатидозной жид-

кости и в стенке гидатитных цист [65]. Cu/Zn СОД была охарактеризована R.W. Leid и C. M. Suquest в 19В6 г. [50] и у Taenia taeniaeformis. В цистицерках Taenia solium хроматографически обнаруживается Cu/Zn СОД, которая представляет собой димерный фермент с молекулярной массой 30 кДа, состоящий из мономеров с молекулярной массой 15 кДа [40]. Сравнительный анализ участка молекулы ДНК T. solium, кодирующий Cu/Zn СОД, с аналогичным участком у других представителей животного мира, показал, что Cu/Zn СОД T. solium по своему аминокислотному составу на 71 % идентична таковой у S. mansoni, на 57,2 - 59,8 % - у млекопитающих и на 54 % - у других гельминтов (F.hepatica, Brugia malayi, Onchocerca volvulus) [26]. Личинки T. solium способны продуцировать глютатион^-трансферазу высоко идентичную по аминокислотному составу этому же ферменту у половозрелой формы эхинококка, которая состоит из двух белков с молекулярной массой 25,5 кДа и 26,5 кДа [ВО].

При изучении активности СОД в изоля-тах Trichinella spiralis и Trichinella pseudospiralis в опытах in vitro и in vivo было установлено, что она в 2 раза выше у T. pseudospiralis по сравнению с T. spiralis. В мышцах крыс, инвазирован-ных T. spiralis, гистохимически фермент определялся в капсуле паразита и в мышечном слое вблизи личинки. В мышцах крыс, зараженных T. pseudospiralis, активность СОД больше всего определялась около личинок и снижалась с увеличением расстояния от паразита. Допускается, что фермент экскретируется личинками [43]. При электрофоретическом определении активностей каталазы и пероксидазы у личинок трихинелл были очень низкими. Допускается, что СОД является наиболее важным антиоксидан-тным ферментом у T. spiralis, T. pseudospiralis и T. nelsoni, в то время как пероксидаза и каталаза менее важны в защите личинок от генерируемых хозяином свободных радикалов в процессе ответа на внедрение паразита [44].

У онхоцерк обнаружены цитозольная и внеклеточная Cu/Zn СОД, а у представителей рода Dirofilaria - и поверхностная Se - независимая глютатионпероксидаза. Кроме того, у обоих паразитов определяется глютатион-S-трансфераза. Филярии секретируют внеклеточную СОД для защиты от Н2О2 и других окси-

дантов, выделяемых клетками хозяина. Для подавления токсического действия липидной перекиси водорода и других оксидантов, продуцируемых в результате взаимодействия Н2О2 и мембран, они могут использовать Se - независимую глютатионпероксидазу и/или глютати-он^-трансферазу. Однако не ясно, какие из этих антиоксидантных ферментов обусловливают развитие у филярий толерантности к оксидантам и в частности к Н2О2 [48].

Половозрелые B. malayi, Dirofilaria immitis и O. volvulus секретируют Cu/Zn СОД. Первых два вида гельминтов также секретируют Se-цисте-ин-независимую глютатионпероксидазу. Этот фермент находится в кутикулярной матрице B. malayi под слоем жирных кислот и фосфолипид-гидропероксидов и может защищать мембраны кутикулы от оксидативного повреждения быстрее, чем водородный пероксид. Взрослые О. volvulus могут компенсировать очевидный дефицит этого фермента вследствие наличия глюта-тион-S-трансферазы. У филярий выделено семейство ферментов - пероксиредоксинов, которое играет существенную роль в сокращении уровня гидропероксидов. Исследованиями in vitro показано, что B. malayi устойчивы к оксидатив-ному стрессу, так как паразиты не полагаются исключительно только на собственные ферментативные механизмы защиты. В тканях B. malayi имеется высокий уровень a-токоферола, который возможно ассимилируется паразитом из межклеточной жидкости хозяина. Кутикулярные липиды относительно устойчивы к перекисному окислению липидов из-за низких индексов не-насыщенности жирных ацил-остатков. B.malayi также относительно устойчива к токсичности NO, что может частично быть связано с неполной зависимостью паразита от аэробного метаболизма. Однако мало изучена роль потенциальных механизмов нейтрализации производных азотных окисей и адаптивных ответов на окси-дативный стресс у филярий [68].

F.A. Taiwo et al. [71] установили наличие Cu/Zn СОД в экскреторно-секреторных продуктах Necator americanus. Активность фермента была пропорциональна концентрации белка, содержащегося в экскреторно-секреторных продуктах паразита.

Трематоды, цестоды и нематоды могут не только продуцировать ферменты антиоксидан-

тной защиты, но и вырабатывать ферменты, ответственные за синтез свободного радикала

- N0, а именно N0 - синтетазу. Этот фермент обнаружен в экскреторно-секреторных продуктах Ба8сю1орв18 ЬшЫ, а также в гомогенатах из целого паразита и его передней части. Присутствие N0-синтетазы у Б. ЬшЫ показывает наличие азотзависимой иннервации у изученной группы трематод, также как и у других групп гельминтов [70].

N0 - синтетаза была обнаружена гистохимически в различных компонентах нервной системы взрослого паразита Нушепо1ер1Б Шштиа с применением реакции НАДФ - диафоразы [41]. Допускается, что N0-синтетаза может контролировать образование оксида азота у паразита. Радиометрическим методом была изучена структура N0 - синтетазы Н. Шшт^а и установлены основные ее ингибиторы (Ь-ЫАМЕ, БСТЛ, 7-нитроимидазол) [72]. Показано, что личинки Б1рЫ11оЬоШгшш 1а1иш, ТпаепорЬот поёи1овш и других ленточных червей имеют N0-зависимую нервную систему [73].

N0-синтетаза содержится в большинстве тканей В. ша1ау1. При использовании специфических антител N0-синтетаза была обнаружена в экстрактах из АсапШосЬеПопеша у^еае и БлшшШв. Локализация N0-синтетазы у А. укеае была подобна установленной у В. ша1ау1. Фермент был определен в мышцах стенки тела, развивающихся сперматозоидах, внутриматочной сперме и в ранних эмбрионах. При помощи ВАБ-2 - флуоресцентного индикатора для определения N0 было показано, что эмбрионы В.ша1ау1 и А. у^еае производят N0 вне матки. Локализация N0-синтетазы в сперме филяре-видных нематод указывает на роль N0 при оплодотворении, а ее наличие у эмбрионов свидетельствует о значении N0 как молекулы передачи сигналов в эмбриогенезе филярий [62].

У половозрелых АвсаЙБ Бииш в гиподерме, мышцах радиометрическим методом также определяется N0 - синтетаза. Однако фермент не определялся в репродуктивных тканях [21]. Показано, что у АБсапБ 1ишЬпсо1ёе8 гемоглобин потребляет кислород в реакции, которой управляет N0, в результате чего полостная жидкость остается гипоксичной. Допускается, что гемоглобин аскариды функционирует как “деоксиге-неза”, использующая N0 для обезвреживания

кислорода. Функциями N0 объясняется молекулярная эволюция гемоглобина у аскариды [53].

Таким образом, в последние годы сделан значительный прогресс в изучении биохимии, молекулярной биологии и иммунологии гельминтов. Описаны многие аспекты специфической характеристики паразитов, которые отсутствуют у других организмов. У гельминтов установлен дефицит в механизмах защиты против токсических форм кислорода, что обусловлено отсутствием у многих паразитов каталазы и отличием СОД гельминтов от таковой у млекопитающих [34]. Эти особенности могут служить основой для разработки новых эффективных антигельминтиков.

Оксидативный стресс в организме хозяина при гельминтозах

Изучение системы паразит-хозяин предусматривает исследования не только роли анти-оксидантных систем в жизнедеятельности паразита, но и выяснение сдвигов в этих системах в организме хозяина. Первые работы в этом направлении были выполнены В.С. Гевондя-ном в 1970 - 1974 гг. [2, 3, 4]. Автор показал, что при миграционном аскаридозе у морских свинок спустя 2-4 часа после заражения отмечается снижение концентрации эндогенных тиолов, белковых сульфгидрильных (БН-) групп и наблюдается увеличение продуктов ПОЛ -малонового диальдегида (МДА). Введение экзогенных тиолов (а-пенициламин, цистеин) снижало эндогенную токсемию продуктами перекисного окисления липидов, особенно в мозге и надпочечниках [4].

При изучении хронического описторхоза у детей было показано, что одним из существенных звеньев патогенеза при описторхоз-ной инвазии является патологическая активность фосфолипаз, свободнорадикального окисления мембранных липидов и развитие структурно-функциональных нарушений клеточных мембран. Дефицит антиоксидантов (СОД, витамин Е) в организме способствует развитию указанных явлений [9]. Аналогичные изменения были отмечены в отношении диеновых конъюгатов (ДК) и каталазы [6]. Динамика этих показателей отражает клиническое состояние

детей до и после лечения [13]. Терапия хлокси-лом усиливает окислительные процессы в печени, а при применении антиоксидантов происходит их снижение. Назначение витамина Е, селенита № и их комбинации в терапевтических дозах обеспечивает улучшение функционального состояния печени, на основании чего было предложено использовать при лечении больных описторхозом антиоксиданты (витамин Е, селенит №) в комбинации с хлоксилом [11]. Хлоксил и празиквантел при лечении больных описторхозом приводят к повышению активности процессов свободнорадикального окисления липидов клеточных мембран и продуктов ПОЛ (МДА, ДК, шиффовые основания). Прооксидантное влияние хлоксила и празик-вантеля способствует снижению уровня эндогенного антиоксиданта - а-токоферола [12].

У мышей, зараженных Б. шашош, отмечено повышение уровней ПОЛ, N0, а также снижение количества витамина Е, глютатиона и активности СОД в печени, почках, селезенке. Иммунногистохимически было установлено повышение активности индуцибельной N0-синтетазы в селезенке инвазированных мышей. Введение мелатонина как антиоксиданта животным, зараженным Б. шапБош, снижало описанные выше изменения [36]. Угнетение активности индуцибельной N0-синтетазы у мышей снижает, вызванное шистосомозной инвазией поражение печени (накопление продуктов ПОЛ, а также нитритов и нитратов) [16]. Экскреторно - секреторные продукты Б. Ьерайса угнетают продукцию супероксида в стимулированных нейтрофилах овец и человека и повышают выработку N0 [49]. При заражении хомячков Б1сгосе1шш ёепёгШсиш Б. 8апсЬе2-Сашро8 е! а1. [66] было установлено, что маркеры оксидатив-ного стресса (концентрация тиабарбитуратовых кислото-реактивных субстанций и уровень восстановленного глютатиона в печени животных) достоверно повышались к 80 и 120 дням от начало заражения. При дикроцеолезе у хомячков в печени увеличивалась активность Бе-зависи-мой глютатионпероксидазы, снижалась активность СОД при не изменяющейся активности Бе-независимой глютатионпероксидазы и каталазы [66].

У больных гименолепидозом установлено повышение интенсивности ПОЛ в мембра-

нах эритроцитов. Рост уровня МДА у людей, больных гименолепидозом, зависел от давности и тяжести заболевания [8]. Показано, что сыворотка крови больных неосложненным эхи-нококкозом обладает стимулирующим действием на продукцию супероксида нейтрофилами. Этот эффект постепенно снижается после удаления эхинококкового пузыря [7].

При нематодозах первое исследование пероксидазной активности было проведено

G.A. Castro et al. в 1974 г. [27] при трихинеллезе на изолированных клетках lamina propria тонкого кишечника крыс. Показатели пероксидазной активности у инвазированных крыс были в 10 раз выше в клетках lamina propria, чем в тканях стенки кишечника. Допускается, что тест перок-сидазной активности может использоваться при оценке степени резистентности животных к T. spiralis. Этот вывод был подтвержден E. Hadas и L.Gustowska [42] при выяснении роли перок-сидазной активности в механизмах защиты организма хозяина при гистохимическом исследовании мышц трихинеллезных животных. Состояние ПОЛ и активности ферментов ан-тиоксидантной системы у хозяина при трихинеллезе изучалось также Н.А. Куликовой [10], которая установила накопление ДК и МДА в крови белых крыс, инвазированных T. spiralis и T. pseudospiralis. При инвазии T. spiralis изменения носили более выраженный характер, чем при инвазии T. pseudospiralis. Увеличение содержания ДК и МДА отмечалось с 7 по 35 сутки после заражения, достигая максимума на 21 и 28 дни наблюдения. Динамика содержания восстановленного глютатиона, как компонента ан-тиоксидантной системы, носила обратный характер. Аналогичные изменения были установлены как в эритроцитах, так и в гомогенате печени инвазированных T. spiralis крыс [14, 15]. При изучении активности ферментов антиок-сидантной защиты в крови и печени у экспериментальных животных (крысы, мыши) при трихинеллезе было показано, что на 7 сутки отмечается повышение активности СОД, глю-татионпероксидазы и общей антиоксидантной активности [33], на 14 и 21 дни - снижение активности СОД и каталазы, а затем происходит повышение их активности к 60 дню инвазии [14, 15]. По данным M. Derda et al. [32], активность глютатион-S-трансферазы в мышцах три-

хинеллезных мышей повышается с 4 недели и достигает максимума на 7 неделю от момента заражения.

Нами были изучены изменения уровней МДА, ДК и активностей каталазы, СОД в бедренных мышцах и семенниках у мышей-самцов линии СВА, зараженных личинками T. spiralis [1]. Установлено, что при трихинеллезной инвазии средней тяжести у мышей сопровождается синхронной активацией свободнорадикальных процессов в мышцах и семенниках, которые характеризуются повышением уровней продуктов ПОЛ (ДК, МДА) и снижением активности ферментов-антиоксидантов (СОД, каталаза). На ранних стадиях инвазии (3 - 14 дни) наблюдаются разнонаправленные процессы, связанные со снижением или повышением уровней МДА, ДК и активности СОД и катала-зы. Такие явления, по-видимому, обусловлены ответом организма хозяина на внедрение паразита и запуском свободнорадикальных процессов, направленных на изгнание паразита. В более поздние сроки инвазии (28, 60 и 90 дни) наблюдается истощение и декомпенсация свободнорадикальных механизмов защиты хозяина против паразита, что характеризуется прогрессирующим повышением уровня продуктов ПОЛ и снижением активности ферментов-антиоксидантов (СОД, каталаза). Повышение уровня свободных радикалов и снижение активности ферментов антиоксидантной защиты в семенниках хозяина при трихинеллезе может служить одним из повреждающих факторов наследственного аппарата хозяина [1].

При оценке влияния специфической терапии трихинеллеза мебендазолом у крыс, который вводился на кишечной стадии инвазии (2 - 5 сутки), активность СОД повышалась, а интенсивность ПОЛ снижалась, но в дальнейшем постепенно приближалась к контрольным значениям [14]. При терапии мебендазолом на стадии мигрирующих личинок трихинелл (8 -10 сутки) у животных наблюдалось снижение активности СОД и повышение активности ка-талазы на 14, 30 и 45 сутки эксперимента. При лечении трихинеллеза на стадии инкапсулирующихся личинок активность СОД была повышена до 60-х, а каталазы - до 45-х суток [15]. Сочетанное применение мебендазола и антиоксидантного комплекса (витамины С, А, Е и

Ь-каротин) на стадии мигрирующих личинок приводило к достоверному повышению активности антиоксидантных ферментов (СОД, ка-талаза) на 14-21 сутки эксперимента, а терапия на стадии неинкапсулированных личинок трихинелл сопровождалась более существенным повышением активности обоих ферментов, которая нормализовалась к 35 дню инвазии. Комбинированная терапия трихинеллеза мебенда-золом с витаминным комплексом способствовала снижению ДК и МДА [15].

N0 является составным компонентом самозащиты хозяина против вторжения паразитов при гельминтозах [60]. При инвазии Б. шапБош N0 играет роль регулятора инактивации воспаления при миграции яиц паразита, предотвращает гибель гепатоцитов и повреждение тканей. Несмотря на эти факты, синтез N0 хозяином не является окончательной панацеей, так как вызывает повреждения собственных клеток хозяина [23]. Показано, что N0 и N0-синтетаза участвуют в формировании иммунного ответа хозяина при шистосомозах. Известно, что паразит продуцирует растворимую фракцию Р III, которая оказывает эффект на продукцию N0 клетками печени хозяина и выполняет защитную функцию [58]. Синтез N0 инициируется интерлейкином-10 [59]. N0 является главным компонентом ответа на Б. шапБош у мышей [29]. N0 может быть важным сигналом в стимуляции синтеза простагландина Е2 моно-ядерными клетками периферической крови больных шистосомозом [57]. Эндотелиальные клетки также могут играть важную роль в устойчивости хозяина к Б. шапБош и вызывать N0-зависимое убийство паразита [61].

Устойчивостью к шистосомам обладает не только человек, но и их промежуточные хозяева - моллюски. Плазма улиток содержит молекулы, которые являются ядовитыми для трематод. Ферменты типа НАДФ-оксидазы, СОД, миелопероксидазы и N0-синтетазы считаются главными компонентами, направленными на убийство паразита. Водородный пероксид и N0 считаются более важными компонентами защиты против трематод, чем другие быстроразру-шающиеся активные формы кислорода [19, 45].

Экскреторно-секреторные продукты пле-роцеркоидов цестоды Бр^оше^а егтасе1 еигорае1 стимулируют в гепатоцитах мышей экспрессию

гена, ответственного за синтез индуцибельной NO - синтетазы [75]. При экспериментальном альвеолярном эхинококкозе у мышей показано, что иммуносупрессивное действие инвазии не зависит от продукции хозяином интерлейкина

- 10, а продукция NO обеспечивается макрофагами хозяина [30].

При нематодозах, как и при трематодозах, наблюдаются сходные процессы, обусловленные участием NO в качестве посредника защиты хозяина против паразитов и их устранении из организма хозяина. В частности, было показано, что у больных филяриозами (Loa Loa, O. volvulus) отмечаются высокие уровни сывороточных нитритов и нитратов [63]. Cчитается, что NO принадлежит ведущая роль в устранении микрофилярий при филяриозах человека [76]. При экспериментальном трихинеллезе показано, что в гомогенатах мышц происходит повышение активности индуцибельной NO-синтетазы, которая может принимать участие в биохимических механизмах защиты хозяина [20]. Синтез NO может вести к разнообразным повреждающим эффектам при кишечной форме трихинеллеза [23]. При изучении воздействия соматического и экскреторно-секреторного антигенов Toxocara canis, полученных из половозрелых паразитов и L II личинок, на синтез NO и простогландинов Е2 альвеолярными макрофагами крыс было показано, что оба антигена дозозависимо усиливают высвобождение нитритов и простогландинов Е2 альвеолярными макрофагами. Анализ с применением ве-стерблотинга и обратной полимеразной цепной реакции показал, что продукция NO альвеолярными макрофагами усиливается на транскрипционном уровне [37].

Выводы

В процессе эволюции у гельминтов сформировались сложные системы, ответственные за синтез свободных радикалов и ферментов защиты от оксидативного стресса. В большинстве случаев структура ферментов-антиоксидантов и выполняемые ими функции у паразитов сходны с таковыми у млекопитающих, что помогает паразитам проникать в организм хозяина и выживать в нем.

K.I.A. Davies [31] выделил первичную и

вторичную системы антиоксидантной защиты человека. Первая включает антиоксидантные витамины А, С и Е, глютатион, мочевую кислоту, ферменты антиоксидантной защиты (СОД, каталаза, глютатионпероксидаза, глюта-тионредуктаза). Вторичная антиоксидантная система представлена липолитическими ферментами, протеазами, пептидазами, ДНК - репарирующими ферментами, эндо- и экзонук-леазами, лигазами. Она включается для ликвидации последствий свободнорадикальной атаки при недостаточной эффективности первичной защиты.

Все проведенные ранее исследования свободнорадикальных процессов при гельминто-зах не дают их полной оценки. Они касаются или характеристики активности ферментов-антиоксидантов хозяина, или раскрывают значение свободных радикалов в резистентности к паразиту, или констатируют активацию свободнорадикальных процессов в организме хозяина при гельминтозах. В результате полученные данные носят обрывочный характер и не дают полной оценки окислительно-восстановительного статуса организма хозяина при инвазии. С этих позиций требуется изучение как первичной, так и вторичной систем антиоксидантной защиты хозяина с обязательной оценкой уровней витаминов-антиоксидантов, цитогенетического состояния соматических и генеративных клеток хозяина при конкретных инвазиях.

При гельминтозах происходят сложные процессы в системе паразит-хозяин, связанные с обоюдным повышением выработки свободных радикалов и активацией или снижением активности компонентов антиоксидантной защиты. В какой-то момент течения инвазии выработка свободных радикалов в организме хозяина становится нерегулируемой. Эти процессы начинают повреждать не только паразита, но и собственные клетки хозяина. Последний подвергается оксидативному стрессу. При этих явлениях наибольшую опасность представляют процессы мутагенного повреждения генетического материала как соматических, так и генеративных клеток хозяина.

Комплексные исследования систем окси-дантной защиты позволят обосновать подходы к поиску новых антигельминтиков, разработать принципы комбинированной терапии инвазий

и защиты генома клеток хозяина от повреждающего воздействия свободных радикалов.

Литература

1. Бекиш Вл.Я. Нарушения в геноме хозяина при экспериментальном трихинеллезе // Эпидемиол., диагностика, лечение и профилактика паразит. заболеваний человека (Тр. III Международ. науч. -практич. конф.). - Витебск, 2002. - С. 68-75.

2. Гевондян В.С. Особенности патогенеза миграционного аскаридоза//Матер. науч. сессии ин-та эпидемиологии и гигиены им. И.Б. Акопяна. - Ереван, 1970. - C. 49.

3. Гевондян В.С., Бояхчян ГА. Некоторые материалы о патогенезе миграционного аскаридоза // Проблемы паразитологии (Тр. 7 науч. конф. паразитологов Укр. ССР). - Киев, 1972. - Ч. 1. - C. 184-186.

4. Гевондян В.С. Влияние тиоловых антиоксидантов (SH-донаторов) на интенсивность свободнорадикальных процессов, миграцию личинок нематод и содержание сульфгидрильных групп // Мед. паразитол., 1974. - № 3. - C. 319-323.

5. Дурнев А.Д., Середин С.Б. Мутагены: скрининг и фармакологическая профилактика воздействий. М.: Медицина, 1998. - 328 с.

6. Ильинских Е.Н., Лепехин А.В., Рыжов С.В., Ильинских И.Н., Ильинских Н.Н. Цитогенетические нарушения в лимфоцитах крови больных хроническим описторхозом, сопровождающимся персистенцией вируса Эпштейна-Барр // Мед. паразитол. и паразит.болезни, 2001. - №2. - С. 3-7.

7. Карелин А.А., Нишанов Х.Т., Глоба А.Г., Марчук А.И.

Стимуляция образования супероксида нейтрофилами человека под воздействием сыворотки крови больных эхинококкозом // Мед. паразитол. и паразитар. болезни, 1992. - № 2. - С. 14-16.

8. Карташёва Л.Д., Прокофьева М.С., Лысакова Л.А., Петрова Т.А. Функциональная активность желудочно-кишечного тракта и интенсивность перекисного окисления липидов эритроцитов при гименолепидозе // Мед. паразитол. и паразитар. болезни, 1980. - №3.- С. 32-37.

9. Крылов В.И., Кащуба Э.А., Орлов М.Д., Мананников В.П. Влияние описторхозной инвазии на процессы свободнорадикального окисления, фосфолипазную и антиоксидантную активность крови у детей // Мед. паразитол. и паразитар. болезни, 1983.- № 2. - С. 29-32.

10. Куликова Н.А. Состояние перекисного окисления липидов в крови белых крыс, инвазированных T. spiralis и T. pseudospiralis // Матер. 5 Всес. конф. по проблеме трихинеллеза человека и животных. М.:, 1988. - С. 92-93.

11. Мирзоян Ж.А., Виноградова Л.Ф., Бекетова Т.П., Черняева А.И., Кротов А.И. Влияние антиоксидантов

- витамина Е, селенита натрия и их комбинации - на антигельминтную активность хлоксила и структуру печени при экспериментальном описторхозе // Мед. паразитол. и паразитар. болезни, 1987. - № 2. -. - С. 26-

29.

12. Налобин В.А., Жмуров В.А., Налобин С.А. Влияние лечения хлоксилом и празиквантелем на липидную фазу мембраны эритроцита и антиоксидантную систему у больных описторхозом // Мед. паразитол. и паразитар. болезни., 1994. - № 1. - С. 23-26.

13. Орлов М.Д., Кашуба Э.А., Крылов В.И., Жмуров В.А., Журавлева Т.Д., Дроздова Т.Г. Фосфолипазная активность перекиси липидов и антиоксиданты желчи при паразитарных заболеваниях печени // Лаб. дело, 1985. - № 1. - С. 18-20.

14. Петренко Л.Д., Давыдов В.В. Перекисное окисление липидов в крови и тканях белых крыс, инвазированных Trichinella spiralis // Актуал. пробл. мед. и вет. паразитологии (Тез. докл. междунар. науч. конф.). -Витебск, 1993. - С. 16-17.

15. Толстой В.А., Заяц Р.Г., Морозкина Т. С. Перекисное окисление липидов при трихинеллезной инвазии и возможность его коррекции антиоксидантами в эксперименте // Здравоохранение, 2001. - №10. -С. 9-

12.

16. Abdallahi O.M.S., Besalem H., Diagana M., De Reggi M., Gharib B. Inhibition of nitric oxide synthase activity reduces liver injury in murine schistosomiasis // Parasitology, 2001. - Vol. 122. - P. 309-315.

17. Alger H.M., Sayed A.A., Stadecker M.J., Williams D.L. Molecular and enzymatic characterization of Schistosoma mansoni thioredoxin // International Journal for Parasitology, 2002. - Vol. 32. - P. 1285-1292.

18. Babior B.M. Membranotoxic and cytotoxic effect of activated oxygen species // Blood., 1984. - Vol. 64. - №5.

- Р. 959-966.

19. Bayne C.J., Hahn U.K., Bender R.C. Mechanisms of molluscan host resistance and of parasite strategies for survival // Parasitology, 2001. - Vol. 123. - Р. 159-167.

20. Boczon K., Wargin B. Inducible nitric oxide synthase in the muscles of Trichinella sp. - infected mice treated with glucocorticoid methyprednisolone // Compr. Parasitol, 2000. - Vol. 67. - № 2. - Р. 230-235.

21. Bowman J.W., Winterrowd C.A., Friedman A.R., Thompson D.P., Klein R.D., Davis J.P., Maule A.G., Blair K.L., Geary T.G. Nitric oxide mediates the inhibitory effects of SDPNFLRFamide, a nematode FMRFamide-related neuropeptide, in Ascaris suum // J. Neirophysiol, 1995. - Vol. 74. - № 5. - Р. 1880-1888.

22. Brophy P.M., Barrett J. Glutathione transferase in helminthes // Parasitology, 1990. - Vol. 100. - № 2. - Р. 345349.

23. Brunet L.R. Nitric oxide in parasitic infections // Int. Immunopharmacol., 2001. - Vol. 1. - № 8. - Р. 1457-1467.

24. Callahan H.L., Crouch R.K., James E.R. Helminth antioxidant enzymes: a protective mechanism against host oxidants? // Parasitology Today., 1988. - Vol. 4. - P. 218-225.

25. Campos E.G., Hermes-Lima M., Smith J.M., Prichard R.K. Characterisation of Fasciola hepatica cytochrome c peroxidase as an enzyme with potential antioxidant activity in vitro // Intern. Journal for Parasitology., 1999.

- Vol. 29. - P. 655-662.

26. Castellanos-Gonzalez A., Jimenez L., Landa A. Cloning, production and characterization of a recombinant Cu/

Zn superoxide dismutase from Taenia solium // International Journal for Parasitology, 2002. - Vol. 32. - P. 1175-1182.

27. Castro G.A., Roy S.A., Stockstill R.D. Trichinella spiralis: peroxidase activity in isolated cells from the rat intenstine // Exp. Parasitol., 1974. - Vol. 36. - № 2. - P. 307-315.

28. Cervi L., Rossi G., Massih D.T. Potential role for excretory-secretory forms of glutathione-S-transferase (GST) in Fasciola hepatica // Parasitology., 1999. - Vol. 119. - № 6.

- P. 627-633.

29. Coulson P.S., Smythies L.E., Betts C., Mabbott N.A., Sternberg J.M., Wei X.G., Liew F.Y., Wilson R.A. Nitric oxide produced in the lungs of mice immunized with the radiation-attenuated schistosome vaccine is not the major agent causing challenge parasite elimination // Immunology., 1998. - Vol. 93. - № 1. - P. 55-63.

30. Dai W.J., Gottstein B. Nitric oxide-mediated immunosupression following murine Echinococcus multilocularis infection// Immunology., 1999. - Vol. 97/ -№ 1. - P. 107-116.

31. Davies K.J.A. Proteolitic systems as secondary antioxidant defenses // In: Cellular antioxidant defense mechanism. Ed. Crow C.K. Boca Raton, FL.: CRC., 1988. - P 25-67.

32. Derda M., Wandurska-Nowak E., Boczon K., Szule M. Detoxification role of glutatione-S-transferase in mice muscles during experimental trichinellosis // Acta Parasitologica., 2000. - Vol. 45. - № 3. - P. 185.

33. Derda M., Hadaas E. Antioxidants and proteolitic enzymes in experimental trichinellosis // Acta Parasitologica., 2000. - Vol. 45. - № 3. - P. 235.

34. Docampo R. Sensitivity of parasites to free radical damage by antiparasitic drugs // Chem. Biol. Interact., 1990. -Vol. 73. - № 1. - P. 1-27.

35. Dormandy T.I., Wiekens D.C. Cytotoxic effect of lipid peroxidation species // Chem. Phys. Lipids., 1987. - Vol.

45. - № 2-4. - P. 353 - 364.

36. El-Sokkaru G.H. Omar H.M., Hassanein A.F., Cuzzocrea S., Reiter R.J. Melatonin reduces oxidative damage and increases survival of mice infected with Schistosoma mansoni // Free Radic. Biol. Med., 2002. - Vol. 32. - № 4. -P. 319-332.

37. Espinoza E., Muro A., Martin M.-M.S., Casanueva P., Perez-Arellano J.L. Toxocara canis antigens stimulate the production of nitric oxide and prostaglandin E2 by rat alveolar macrophages // Parasite Immunology., 2002.

- Vol. 24. - P. 311-319.

38. Fernandez V, Chalar C., Martinez C., Musto H., Zaha A., Fernandez C. Echinococcus granulosus: molecular cloning and phylogenetic analysis of an inducible glutathion S-transferase // Experimental Parasitology.,

2000. - Vol. 96. - P. 190-194.

39.Gobert G.N., Stenzel D.J., McManus D.P. Immunolocalisation of the glutathion S-transferases, GST-26 and GST-28, within adult Schistosoma japonicum // International Journal for Parasitology., 1998. - Vol. 28.

- P. 1437-1443.

40. Gonzalez R., Mendoza-Hernandez G., Plancerte A. Purification of Taenia solium cysticerci superoxide dismutase and myoglobin copurification // Parasitol Res., 2002. - Vol. 88. - P. 881-887.

41. Gustafsson M.K., Lindholm A.M., Terenina N.B., Reuter M. NO nerves in a tapeworm. NADPH-diaphorase histochemistry in adult Hymenolepis diminuta // Parasitology., 1996. - Vol. 113. - №6. - P. 559-565.

42. Hadas E., Gustowska L. Histochemical investigations of the biochemical defence mechanism in experimental trichinellosis: I. peroxidase activity // Trop. Med. Parasitol., 1995. - Vol. 46. - № 4. - P. 27В-2В0.

43. Hadas E., Rodriguez-Caabeiro F., Jimenez Gonzales A.

Superoxide dismutase of Trichinella spiralis and Trichinella pseudospiralis larvae // Trop. Med. Parasitol.,

1993. - Vol. 44. - № 3. - P. 195-196.

44. Hadas E., Rodriguez-Caabeiro F., Jimenez Gonzales A. Superoxide dismutase of Trichinella spiralis and Trichinella pseudospiralis larvae // Acta parasitol., 1994.

- Vol. 39. - № 1. - P. 32-36.

45. Hahn U.K., Bender R.C., Bayne C.J. Involvement of nitric oxide in killing of Schistosoma mansoni sporocysts by hemocytes from resistant Biomphalaria glabrata // J. Parasitol., 2001. - Vol. В7. - № 4. - P. 77В-7В5.

46. Halliwell B., Gutteridge J. Free radicals in biology and medicine.- Oxford: Claredon Press., 19В6. - 346 p.

47. James E.R. Superoxide dismutase // Parasitology Today.,

1994. - Vol. 21. - P. 4В1-4В4.

4В. James E. R., McLean D.C., Callahan H.L., Vekatakrishnaiah L., Lal Pretti G., Guha G. Oxidant scavenging by parasitic filarial worms (nematoda) // J. Cell. Biochem., 1995. -Suppl. 21a. - P. 254.

49. Jefferies J.R. Turner RJ, Barrett J. Effect of Fasciola hepatica excretory-secretory products on the metabolic burst of sheep and human neutrophils // International Journal for Parasitology., 1997. - Vol. 27. - № 9. - P. 10251029.

50. Leid R.W., Suquet C.M. A superoxide dismutase of metacestodes of Taenia taeniaeformis // Molecular and Biochemical Parasitology., 19В6. - Vol. 1В. - P. 301-311.

51. Limbery A. J., Thompson R.C.A. Electrophoretic analysis of genetic variation in Echinococcus granulosus from domestic hosts in Australia // International Journal for Parasitology. 19ВВ. Vol. 1В. P. В03 - В11.

52. Mei H., Lo Verde P.T. Schistosoma mansoni: the developmental regulation and immunolocalisation of antioxidant enzymes // Experimental Parasitology., 1997.

- Vol. В6. - P. 69-7В.

53. Minning D.M., Gow A.J., Bonaventura J., Braun R., Dewhirst M., Goldberg D.E., Stamler J.S. Ascaris haemoglobin is a nitric oxide-activated “deoxygenase”/ / Nature., 1999. - Vol. 401. - № 6752. - P. 497-502.

54. Mkoji G.M., Smith J.M., Prichard R.K. Antioxidant systems in Schistosoma mansoni: Correlation between susceptibility to oxidant killing and the levels of scavengers of hydrogen peroxide and oxygen free radicals // International Journal for Parasitology., 19ВВ. -Vol. 1В. - P. 661-673.

55. Morello A., Repetto Y., Atias A. Characterization of glutatione S-transferase activity in Echinoccocus granulosus // Comparative Biochemistry and Physilogy., 19В2. - Vol. 72B. - P. 449-452.

56. Nare B, Smith JM, Prichard RK. Schistosoma mansoni: levels of antioxidants and resistance to oxidants increase

during development // Exp. Parasitol., 1990. - Vol. 70. -№4. - P. 389-397.

57. Neves S.M., Rezende S.A., Goes A.M. Nitric oxide-mediated immune complex-induced prostaglandin E(2) production by peripheral blood mononuclear cells of humans infected with Schistosoma mansoni // Cell Immunol., 1999. - Vol. 195. - № 1. - P. 37-42.

58. Oliveira D.M., Carmo S.A., Silva-Teixeira D.N., Goes A.M. Immunization with PIII, a fraction of Schistosoma mansoni soluble adult worm antigenic preparation, affects nitric oxide production by murine spleen cells // Mem. Inst. Oswaldo Cruz., 1998. - Vol. 93. - Suppl. 1. - P. 175 -180.

59. Oliveira D.M., Gustavson S., Silva-Teuxeira D.N., Goes A.M. Nitric oxide and IL-10 production induced by PIII-a fraction of Schistosoma mansoni adult worm antigenic preparation - associated with downregulation of in vitro granuloma formation // Hum. Immunol., 1999. - Vol. 60. -№ 4. - P. 305-311.

60. Oswald IP, Wynn TA, Sher A, James SL. NO as an effector molecule of parasite killing: modulation of its synthesis by cytokines // Comp. Biochem. Phisiol. Pharmacol. Toxicol. Endocrinol., 1994. - Vol. 108. - № 1. - P. 1-18.

61. Oswald IP, Eltoum I, Wynn TA, Schwartz B, Caspar P, Paulin D, Sher A, James SL. Endothelial cells are activated by cytokine treatment to kill an intravascular parasite, Schistosoma mansoni, through the production of nitric oxide // Proc. Natl. Acad. Sci. USA., 1994. - Vol. 91. - №3. - P. 999-1003.

62. Pfarr K.M., Qazi S., Fuhrman J.A. Nitric oxide synthase in filariae: demonstration of nitric oxide production by embryos in Brugia malayi and Acanthocheilonema viteae // Exp. Parasitol., 2001. - Vol. 97. - №4. - P. 205-214.

63. Rajan TV, Porte P, Yates JA, Keefer L, Shultz LD. Role of nitric oxide in host defense against an extracellular, metazoan parasite, Brugia malayi // Infect. Immun., 1996.

- Vol. 64. - № 8. - P. 3351-3353.

64. Salazar-Calderon M., Martin-Alonso J.M., Ruiz de Eguino A.D., Casais R., Marin M.S., Parra F. Fasciola hepatica: heterologous expression and functional characterization of a thioredoxin peroxidase // Experimental Parasitology.,

2000. - Vol. 95. - P. 63-70.

65. Salinas G., Cardozo S. Echinococcus granulosus: heterogeneity and differential expression of superoxide dismutases // Experimental Parasitology., 2000. - Vol. 94.

- P. 56-59.

66. Sanchez-Campos S., Tunon M.J., Gonzalez P., Gonzalez-Gallego J. Oxidative stress and changes in liver antioxidant enzymes induced by experimental dicroceliosis in hamsters // Parasitology Research. 1999. Vol. 85. P. 468 - 474.

67. Shin Y K., Ahn Il-Y., Park C.-Y., Chung Y.-B., Hong S.-T., Kong Y., Cho S.-Y., Hong S.-J. Clonorchis sinensis: molecular cloning and characterization of 28-kDa glutatione S-transferase // Experimental Parasitology.,

2001. - Vol. 97. - P. 186 - 195.

68. Selkirk M.E., Smith V.P., Thomas G.R., Gounaris K. Resistance of filarial nematode parasites to oxidative stress // Int. J. Parasitol., 1998. - Vol. 28. - № 9. - P. 13151332.

69. Sung J. H., Kang S.-Y., Ching Y.-B., Chung M.-H., Oh Y.-J., Kang I., Bank Y.Y., Kong Y., Cho S.-Y. Paragonimus westermani: A cytosolic glutathione S-transferase of a у-class in abult stage. // Experimental Parasitology., 2000.

- Vol. 94. - P. 180 - 189.

70. Tandon V, Kar P.K., Saha N. NO nerves in trematodes, too! NADPH-diaphorase activity in adult Fasciolopsis buski // Parasitol. Int., 2001. - Vol. 50. - №4. - Р 157-163.

71. Taiwo F.A., Brophy P.M., Pritchard D.I., Brown A., Wardlaw A., Patterson L.N. Cu/Zn superoxide dismutase in excretory-secretory products of the human hookworm Necator americanus. An electron paramagnetic spectrometry study. // Eur. J. Biochem., 1999. - Vol. 264. -№ 2. - Р 434-438.

72. Terenina N.B., Onufriev M.V., Gulyaeva N.V, Lindholm A.M., Gustafsson M.K. A radiometric analysis of nitric oxide synthase activity in Hymenolepis diminuta // Parasitology., 2000. - Vol. 120. - № 1. - Р 91 - 95.

73. Terenina N.B., Gustafsson K.S. The pattern of NADPH-diaphorase positive and 5-HT immunoreactivy nerves in tapeworm larvae // Acta parasitologica. 2000. Vol. 45, № 3. Р 170.

74. Trible D.L. Effect of activated oxygen species in human ferments // Hepatology., 1987. - Vol. 7. - № 2. - Р 377-387.

75. Wang H., Tanihata T., Fukumoto S., Hirai K. Excretory/ secretory products of plerocercoids of Spirometra erinaceieuropaei induce the expression of inducible nitric oxide synthase mRNA in murine hepatocytes // International Journal for Parasitology., 1997. - Vol. 27. -№ 4. - Р 367 - 375.

76. Winkler S, El Menyawi I., Linnau K.F., Graninger W. Short report: total serum levels of the nitric oxide derivatives nitrite/nitrate during microfilarial clearance in human filarial disease // Am. J. Trop. Med. Hyg. 1998. Vol. 59, № 4. Р 523 - 525.

77. OLeary K.A., Tracy J.W. Schistosoma mansoni: Glutation S-transferase catalyzed detoxification of Dichlorrvos // Exp. Parasitol., 1991. - Vol. 72. - P. 355-361.

78. Trottein F., Kieny M.P., Verwaerde C., Torpier G., Pierce R.J., Bolloul J., Schmitt D., Lecocq J.P., Capron A. Molecular cloning and tissue distribution of 26 kilodalton Schistosoma mansoni glutation S-transferase // Molecul. and Biochem. Parasitology., 1990. - Vol. 41. - P. 35-44.

79. Taylor J.B., Vidal A., Torpier G., Meyer D.J., Roitson C., Bolloul J.M., Sothan C., Sondermeyer P., Pemble S., Lecocq J.P., Carpon A., Kettereb B. The glutation transferase activity and tissue distribution of cloned Mr 28K protective antigen of Schistosoma mansoni // EMBO Journal., 1988. - Vol. 7. - P. 465-472.

80. Vibanco-Perez N., Jimenez L., Mendoza-Hernandez G., Landa A. Characterization of a recombinant mu-class glutathione S-transferase from Taenia solium // Parasitol Res., - 2002. - Vol. 88. - P. 398-404.

Поступила 14.09.2003 г. Принята в печать 26.12.2003 г.