Особенности мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток, полученных из различных интраоральных источников

34

Обзоры

ОСОБЕННОСТИ МУЛЬТИПОТЕНТНЫХ МЕЗЕНХИМАЛЬНЫХ СТРОМАЛЬНЫХ КЛЕТОК, ПОЛУЧЕННЫХ ИЗ РАЗЛИЧНЫХ ИНТРАОРАЛЬНЫХ ИСТОЧНИКОВ

И.Я. Бозо 123, ВЛ. Зорин12, И.И. Еремин 2, Р.В. Деев 14, А.Ю. Дробышев 3,

И.Н. Корсаков 2, А.А. Пулин 2

1 Институт стволовых клеток человека, Москва, Россия

2 Федеральный медицинский биофизический центр им. А.И. Бурназяна, Москва, Россия

3 Московский медико-стоматологический университет им. А.И. Евдокимова, Москва, Россия

4 Казанский (Приволжский) федеральный университет, Казань, Россия

Features of multipotent mesenchymal stromal cells derived from various intraoral sources

I.Y. Bozo 1 s'3, V.L. Zorin 12, I.I. Eremin 2, R.V. Deev14, A.Y. Drobyshev3, I.N. Korsakov2, AA. Pulin 2

1 Human Stem Cells Institute, Moscow, Russia

2 A.I. Burnasyan Federal Medical Biophysical Center, Moscow, Russia

3 A.I. Evdokimov Moscow State University of Medicine and Dentistry, Moscow, Russia

4 Kazan (Volga region) State University, Kazan, Russia

Мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки (ММСК) из различных интраоральных источников привлекают внимание все большего числа исследователей в виду доступности получения и некоторых особенностей, отличающих их от ММСК костного мозга и жировой ткани.

В обзоре представлены основные интраоральные источники, охарактеризованы их анатомо-топографические и гистологические особенности, способные оказать влияние на морфофункциональный профиль ММСК. В сравнительном аспекте систематизированы основные сведения о свойствах ММСК слизистой десны, щеки; периодонтальной связки, пульпы зуба, апикального сосочка, надкостницы челюстей.

По ряду параметров ММСК из различных интраораль-ных источников пока сравнить невозможно в виду отсутствия экспериментальных данных. Некоторые дополнительные сложности для систематизации вносят противоречия в опубликованных материалах исследований, которые обсуждены в обзоре.

Ключевые слова: ММСК, слизистая оболочка полости рта, десна, периодонтальная связка, пульпа зуба, апикальный сосочек, надкостница.

Multipotent mesenchymal stromal cells (MMSC) derived from various intraoral sources attracts attention of an increasing number of researchers due to availability and some features making them different from MMSC of bone marrow or adipose tissue. The review describes the main intraoral sources, characterizes their anatomical, topographical and histological peculiarities which may influence on MMSC morphofunctional profile. In comparative aspect we systematized the principal data concerning properties of MMSC derived from gingiva, buccal mucosa; periodontal ligament, dental pulp, apical papilla, jaw periosteum.

It is not possible to compare MMSC of various intraoral sources under some parameters because of absence appropriate experimental findings. Some additional difficulties are caused by contradictions in published materials that are discussed in the review as well.

Keywords: MMSC, oral mucosa, gingiva, periodontal ligament, dental pulp, apical papilla, periosteum.

Введение

Интенсивность фундаментальных и прикладных исследований, связанных с мультипотентными мезенхимальными стромальными клетками (ММСК), растет с каждым годом. Только в базе данных www. pubmed.com по поисковым запросам «multipotent mesenchymal stromal cells» и «mesenchymal stem cells» выводится более 35 тыс. научных статей. Столь высокий интерес к данному виду клеток обусловлен совокупностью биологических, технологических и экономических причин. Во-первых, ММСК способны к самовоспроизведению, дивергентной дифференцировке, продукции целого спектра биологически активных веществ, вовлеченных в регуляцию различных этапов гистогенеза [1—3]; а также обладают иммуномодулирующими свойствами [4, 5]. Эти факторы позволяют найти применение ММСК в самых различных областях «регенеративной медицины». Во-вторых, их биологические особенности уже охарактеризованы в значительной степени, что послужило основой для принятия минимальных морфофункциональных критериев ММСК [6]. Стандартизация является необходимым условием для успешной трансляции результатов биомедицинских разработок (клеточные препараты и тканеинженер-

e-mail: bozo.ilya@gmail.com

ные медицинские изделия с ММСК) в клиническую практику. В-третьих, технологии получения первичных популяций ММСК из различных тканевых источников, а также протоколы дальнейшего культивирования, индукции направленной дифференцировки и контроля «качества» отработаны и регламентированы многочисленными методическими рекомендациями [7]. Из биоптатов тканей минимального объема можно получить достаточное для терапевтического применения количество ММСК. Данный аспект предопределяет доступность клеток, что также значимо для фундаментальных исследований и прикладных разработок.

Впервые охарактеризованные в культуре А.Я. Фриденштейном с соавт. (1974) ММСК были выделены из красного костного мозга, который до настоящего времени считается их основным источником [8]. В дальнейшем, клетки, соответствующие критериям ММСК, были обнаружены в других тканях и органах: жировой ткани, пуповинной крови, амниотической жидкости, плаценте [9], коже [10], селезенке, тимусе, стенках крупных сосудов [11], печени [12], легких [13] и др. Столь широкое распространение ММСК в организме в совокупности с внедрением современных методов морфологических

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

Обзоры

35

исследований привело к пониманию их повсеместной периваскулярной локализации. То есть гипотеза, сформулированная А.А. Максимовым в виде теории «мезенхимального резерва» [14], получила экспериментальные подтверждения и стала общепринятой [15].

Особый интерес представляет возможность выделения ММСК из тканей и органов ротовой полости: слизистая оболочка, надкостница, периодонтальная связка, пульпа удаленного зуба и др. (рис.). Биопсия указанных источников более доступна, безопасна, менее инвазивна, по сравнению с пункцией костного мозга или липоаспирацией. В этой связи, все большее количество исследований, особенно прикладных, ориентированных на проблемы хирургической стоматологии и челюстно-лицевой хирургии, связаны с применением ММСК из интраоральных источников [16].

Однако до сих пор предметом неутихающих дискуссий остаются вопросы, касающиеся морфофункциональных особенностей ММСК, полученных из различных источников [9, 17]. Идентичны ли эти клетки? Относятся ли к одной, единой популяции ММСК, или являются отдельными субпопуляциями ММСК, или вообще — различными видами клеток. При этом, большинство публикаций касаются сравнения ММСК костного мозга и жировой ткани [17]. По данному вопросу уже опубликовано совместное заявление International Federation for Adipose Therapeutics and Science и International Society for Cellular Therapy, в соответствии с которым основными отличиями ММСК жировой ткани является экспрессия CD36 и отсутствие продукции CD106 [18]. В то же время, сходства и различия популяций клеток, полученных из разных интраоральных источников, недостаточно детализированы. Между тем, поиск ответа на поставленные вопросы имеет не только теоретическое, но и практическое значение. Выявление свойств ММСК из различных тканевых источников, идентификация специфических параметров при наличии таковых позволит в каждой конкретной клинической ситуации выбрать определенную, наиболее подходящую субпопуляцию клеток.

Учитывая преимущества интраоральных источников ММСК по сравнению с другими, более традиционными (костный мозг, жировая ткань), целью данного обзора стало сравнение морфофункциональных характеристик ММСК, локализованных в различных структурах ротовой полости.

Анатомо-топографические и гистологические

особенности основных внутриротовых

источников ммск

Основными интраоральными источниками ММСК являются слизистая оболочка полости рта (прикрепленная и неприкрепленная десна, слизистая оболочка губ, твердого и мягкого неба, щек, дна полости рта, языка), надкостница, периодонтальная связка, пульпа и апекальные сосочки корней зубов (в том числе молочных), фрагменты сохранившихся фолликулов третьих моляров. Особенности строения слизистой оболочки, подлежащих структур, кровоснабжения, иннервации, связь с надкостницей и прочие аспекты могут оказать влияние на количество ММСК, их пролиферативный и дифференцировоч-ный потенциал, спектр продукции биологически активных веществ.

Слизистая оболочка полости рта

Слизистая оболочка различных отделов полости рта подвергается специфической нагрузке и обладает отличительными функциями, поэтому характеризуется особенностями строения и разделена на три типа: жевательный, выстилающий и специализированный. Жевательный тип слизистой оболочки (25% от общей площади), характерный для десны и твердого неба, образован многослойным плоским ороговевающим эпителием (на 90%, 10% — неоро-говевающим) толщиной до 300 мкм и собственной пластинкой из рыхлой и плотной волокнистых соединительных тканей. Ключевой особенностью данного типа слизистой является прочное соединение с надкостницей: прикрепленная десна связана с ней непосредственно, а слизистая твердого неба — опосредованно — соединительнотканными септами, проходящими через подслизистую основу. Сосочковый слой собственной пластинки выражен, сосочки имеют значительную высоту, их количество достигает 120 на 1 мм2 [19-21].

Выстилающий тип слизистой оболочки (60% от общей площади) распространяется на губы, щеки, нижнюю поверхность языка, дно полости рта, переходные складки (слизистая альвеолярного отростка верхней челюсти и альвеолярной части нижней челюсти) и представлен многослойным плоским неоро-говевающим эпителием и собственной пластинкой, характеризующейся меньшей толщиной сосочкового слоя. Величина сосочков ниже, чем в случае жевательной слизистой, а их количество не превышает 80 на 1 мм2. Особенностью выстилающей слизистой является наличие подслизистой основы и прикрепление к мышцам [19, 20].

Оставшиеся 15% площади приходятся на специализированную слизистую оболочку языка [21].

Различия в гистологическом строении жевательной и выстилающей слизистой оболочки полости рта, а также отдельных областей в пределах каждого из указанных типов продиктованы функциональным профилем и формируют предпосылки для приобретения камбиальными клетками, в том числе ММСК, специфических характеристик. Основные различия можно свести к следующим положениям.

1. Эпителий жевательной и выстилающей слизистой различен по строению. Наибольшую биомеханическую нагрузку несет жевательная слизистая оболочка, которая чаще подвергается различным повреждениям. В этой связи, она выстлана орогове-вающим эпителием, а активность физиологической регенерации и частота перехода в репаративную в области десны и твердого неба наибольшая. Вероятно, это может оказать влияние на пролиферативный потенциал и профиль секреции биологически активных веществ ММСК.

2. Плотность сосудов микроциркуляторного русла различна. Толщина сосочкового слоя, величина сосочков и их плотность наибольшая в области жевательной слизистой. Учитывая, что именно сосочковый слой имеет наиболее богатое кровоснабжение за счет выраженного капиллярного сплетения, исходящего из сетчатого слоя, то именно жевательный тип слизистой характеризуется наибольшим количеством капилляров на единицу объема. Этот факт, в свою очередь, предопределяет большее количество периваскулярных ниш для ММСК в слизистой десны и твердого неба.

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

36

Обзоры

3. Слизистая в разных отделах связана с надкостницей, скелетными мышцами или жировой тканью. Сетчатый слой собственной пластинки слизистой оболочки прикрепленной десны непосредственно связан с надкостницей, так как подслизистая основа отсутствует. Такая особенность может обеспечить более высокие уровни остеоиндуцирующих факторов в экстрацеллюлярном матриксе собственной пластинки слизистой десны как результат тесного взаимодействия с клеточными элементами надкостницы. Это, в свою очередь, может оказать влияние на дифференцировочный потенциал ММСК. Жевательная слизистая, выстилающая твердое небо, в отличие от десны имеет контакт с надкостницей только за счет септ, образованных коллагеновыми волокнами, проходящими через выраженную подслизистую основу. Более тесная связь с надкостницей имеется лишь в краевых зонах, переходящих в десну, где подслизистая основа отсутствует. На отдельных участках твердого неба подслизистая основа имеет значительную толщину. В частности, в передней трети твердого неба, где содержит жировую ткань. Если учитывать потенциально возможные особенности микроокружения, то ММСК данной зоны могут обладать более «индифферентным» потенциалом. Большая часть выстилающей слизистой оболочки через подслизистую основу прикрепляется к мышцам (губ, щек, дна полости рта, мягкого неба, языка). В этой связи, ММСК в ее составе могут подвергаться воздействию миогенных факторов, влияющих на пролиферативный и дифференцировочный потенциал.

4. Подслизистая основа отсутствует в области свободной и прикрепленной десны (жевательная), а также альвеолярной части нижней челюсти и альвеолярного отростка верхней челюсти (выстилающая). Во всех других отделах подслизистая основа выражена в различной степени.

5. Малые слюнные железы расположены во всех отделах слизистой полости рта, кроме десны и передней части твердого неба. Концевые отделы этих желез располагаются, главным образом, в подслизистой основе. В слизистой оболочке губ имеются сальные железы (железы Фордайса).

Все вышеперечисленные особенности в той или иной степени обусловливают специфику состава клеточного микроокружения и факторов локальной регуляции ММСК в каждом отделе слизистой оболочки полости рта.

Периодонтальная связка

Узкое пространство в 0,15—0,4 мм между корнем зуба и альвеолой выполнено периодонтальной связкой — структурой, образованной толстыми пучками коллагеновых волокон, соединяющими цемент и костную ткань альвеолы, и рыхлой волокнистой соединительной тканью (РВСТ). Соотношение указанных элементов в структуре периодонтальной связки составляет около 3:2 [20]. Основные пучки коллагеновых волокон имеют строгую организацию и разделены на несколько групп: апикальные, косые, горизонтальные, волокна альвеолярного гребня, десневые [22]. РВСТ характеризуется интенсивным кровоснабжением и иннервацией, и, соответственно, содержит периваскулярные ниши ММСК.

Характерными особенностями РВСТ периодонтальной связки являются необычная для РВСТ других локализаций «клеточность»: относительный объем фибробластоподобных клеток достигает здесь

50%, — а также высокое содержание аморфного компонента межклеточного вещества (до 65%). Кроме того, определенное влияние на клетки периодонтальной связки, в том числе ММСК, вероятно, оказывают эпителиоциты островков Малассе, представленные только в этой анатомической структуре в виде скопления 8—15 эпителиальных клеток, окруженных базальной мембраной [23].

Важной особенностью периодонтальной связки является ее репаративная функция, так как клеточные элементы в ее составе обеспечивают как восстановление цемента, так и костной ткани альвеолы [20].

Пульпа зуба

Пульпа зуба образована специализированной РВСТ, которая отличается интенсивным кровоснабжением и иннервацией и заполняет пульпарную камеру коронковой части зуба и корневые каналы. Специфической для РВСТ пульпы зуба особенностью является наличие в ней не только фибробластов и клеток крови, но и одонтобластов, занимающих в 1—8 рядов периферическую зону пульпы и формирующих дентин. При этом, в непосредственной близости от одонтобластов располагаются малодифференцированные клетки-предшественницы, в том числе ММСК [19, 20].

Пульпа коронковой части зуба является более васкуляризированной и иннервированной, с большим количеством клеточных элементов, нежели РВСТ корней. С возрастом количество клеток пульпы снижается на 50% и более, а объем волокнистого межклеточного матрикса возрастает. Характерной особенностью кровоснабжения пульпы зуба является быстрый кровоток в сосудах и более высокое давление, чем в других органах и тканях организма [21].

Надкостница

Строение и функции надкостницы челюстей не имеют существенных особенностей, отличающих ее от периоста других костей. Надкостница образована двумя слоями: наружным (фиброзным) и внутренним (камбиальным). Фиброзный слой характеризуется интенсивным кровоснабжением и иннервацией, через него проходят сосуды и нервы к подлежащей костной ткани. Камбиальный слой образован несколькими слоями (около 5) малодифференцированных клеток и остеобластов. Непосредственно контактирующими с кортикальной (компактной) пластинкой кости являются детерминированные в остеобластическом направлении клетки (остеогенные клетки, преостеобласты) [24]. Однако имеются сведения о наличии в надкостнице индуцибельных прогениторных клеток, в состав которых, по всей видимости, входят ММСК. Между камбиальным слоем периоста и внутренней поверхностью фиброзного слоя надкостницы располагаются многочисленные кровеносные сосуды, ориентированные параллельно поверхности кости [25]. Вероятно, эти сосуды обеспечивают и пополнение пула резидентных камбиальных клеток (мигрирующих как по ходу роста сосудов, так и через кровоток), и формируют периваскулярные ниши для ММСК.

Другими минорными интраоральными источниками являются сохранившиеся в постнатальном периоде онтогенеза ткани зачатков зубов, пульпа молочных зубов, периапикальные ткани зубов, жировой комок Биша. Некоторые исследователи выделили клетки, сходные с ММСК, из малых слюнных желез, однако

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

Обзоры

37

популяция, что закономерно, оказалась смешанной с эпителиальными прогениторными клетками [26].

Таким образом, интраоральные источники ММСК (рис.) имеют ряд анатомо-топографических и гистологических особенностей, которые могут повлиять на характеристики ММСК. Количество ММСК в каждом из интраоральных источников, пролиферативный и дифференцировочный потенциал клеток, профиль продукции биологически активных веществ, особенности иммунофенотипа могут быть различны. Получение новых данных об особенностях ММСК и их систематизация в сравнительном аспекте имеют принципиальное значение для дальнейших прикладных исследований.

Рис. Основные интраоральные источники ММСК:

1 — слизистая оболочка щеки;

2 — пульпа зуба;

3 — слизистая оболочка десны;

4 — надкостница;

5 — периодонтальная связка зуба;

6 — апикальный сосочек корня зуба

Характеристика ММСК различных

интраоральных источников

ММСК слизистой оболочки полости рта

ММСК десны. Впервые ММСК десны были выделены и охарактеризованы in vitro Q. Zang с соавт.

(2009) [27], хотя теоретические основы их вероятного наличии в слизистой полости рта, по аналогии с дермой, были постулированы ранее [28]. При сравнении с ММСК костного мозга авторы выявили большие пролиферативную активность и скорость удвоения клеточной популяции ММСК десны. Аналогичные результаты были получены и в нашем недавнем исследовании: ММСК слизистой пролиферировали в 1,5 раза быстрее [29]. Уже через 10—14 сут. из биоптата десны размерами 2x2 мм исследователям удавалось получить 1—2x106 клеток. Уровень колониеобразования составлял 4—6%, аналогичный показатель был определен B.P. Fournier с соавт.

(2010) [30]. Иммунофенотип клеток практически соответствовал профилю ММСК, однако экспрессия CD105 находилась на уровне 29,9%. Сходные

результаты были получены F. Wang с соавт. (2011) [31]. Однако в большинстве последующих работ других авторов иммунофенотип ММСК десны был типичным для данного вида клеток с экспрессией CD105 выше 99% [30, 32—34], а эффективность колониеобразования достигала 42% [33].

ММСК десны способны к дифференцировке in vitro в трех ортодоксальных направлениях, что подтверждает их принадлежность к данному виду клеток [27, 29]. При индукции эндотелиальной дифферен-цировки в исследовании Q. Zang с соавт. (2009) около 40% ММСК начинали экспрессировать маркер эндотелиоцитов CD31. Меньшее количество клеток приобретали иммунофенотипические признаки нейрогенной дифференцировки при культивировании в соответствующих условиях [27]. Способность ММСК десны к дифференцировке в нейрональном и нейроглиальном направлениях показана многими авторами и объясняется происхождением собственной пластинки слизистой оболочки из мезенхимы нервного гребня [35, 36] (табл.).

Известно, что вышеуказанными направлениями не ограничивается дифференцировочный потенциал ММСК. В частности, ММСК из «традиционных» источников способны специализироваться в клетки различных мышечных тканей [37—39], инсулин-про-дуцирующие клетки [40] и др. Логично было предположить, что и ММСК из других источников, в частности, интраоральных, способны к дифференцировке в миогенном направлении. Однако для ММСК именно слизистой десны впервые это было экспериментально показано лишь в 2014 г. [41].

Интересно, что в большинстве работ, включая исследование Q. Zang с соавт. (2009), при подкожной трансплантации иммунодефицитным мышам тканеинженерной конструкции, состоящей из кальцийфосфатного носителя и ММСК десны, не было выявлено формирование костного регенерата [27, 42]. В работе V. Zorin с соавт. (2014), несмотря на отсутствие новообразованной костной ткани, было идентифицировано повышение продукции специфичных для костного матрикса белков, что является одним из предикторов остеогистогенеза [42]. Одним из немногих исследований, описывающих образование костной ткани после подкожной имплантации ММСК десны (и костного мозга как положительного контроля) на кальцийфосфатном носителе, является статья B.P. Fournier с соавт. (2010). Однако приведенные в качестве подтверждения микрофотографии гистологических препаратов, окрашенных гематоксилином и эозином, отличаются низким качеством, а выбранное увеличение при заданном размере кадра слишком мало, чтобы достоверно идентифицировать новообразованную костную ткань и различия между группами [30]. Вероятно, отсутствие убедительных данных об индукции остеогистогенеза под действием ММСК десны в гетеротопической модели обусловлено двумя причинами. Первая — на несколько порядков меньшее количество исследований, посвященных ММСК десны, по сравнению с ММСК костного мозга. Вторая — выбор авторами недостаточно эффективных носителей — матриксов, на которых клетки трансплантировались подкожно. Известно, что параметры носителей в гетеротопической модели особенно значимы [43], но этот факт, зачастую, недооценивается, так как многие авторы не приводят никаких описаний матриксов, за исключением их состава.

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

38

Обзоры

Таблица. Сравнительная характеристика ММСК из различных интраоральных источников

Дифференцировочный потенциал

Источник ММСК Иммунофенотип ММСК* Скорость пролиферации Одонтогенный Цементогенный Нейрогенный >s 3 X X ф L. 0 S 2

Слизистая оболочка десны CD166+/CD146low/CD44+/CD29+/CD13+; CD117-/CD31-/CD14- + + + + - + +

Слизистая оболочка щеки CD166+/CD146low/CD106low/CD44+/CD29+; CD178-/CD154-/CD117-/CD86-/CD80-/CD40- + + н/д - + +

Периодонтальная связка CD166+/CD146low/CD44+/CD29low/CD13+/ CD10+/CD9+; CD106-/CD86-/CD80-/CD40- CD14- + +  + + +

Пульпа зуба CD166+/CD146+/CD44+/CD29+/CD13+; CD117-/CD106-/CD14- + + + - + +

Апикальный сосочек корня зуба CD166+/CD146+/CD106+/CD44+/CD29+/CD24low; CD150-/CD18-/CD14- + + + + + - + +

Надкостница CD166+/CD106+/CD44+/CD14+/CD9+; MSCA-1+/-/CD271+/-CD106- + н/д н/д н/д н/д

* Соответствие иммунофенотипическим (CD105+/CD90+/CD73+/CD45-/CD34-) и дифференцировочным критериям ММСК показано для клеток всех приведенных в таблице источников.

Несмотря на соответствие ММСК десны общепринятым минимальным критериям ММСК, оценка узкого спектра иммунофенотипических и дифферен-цировочных признаков не позволяет охарактеризовать данную популяцию клеток в полной мере. Однако, основываясь на различиях в некоторых свойствах ММСК десны, полученных в различных исследованиях, большинство авторов сходятся во мнении о гетерогенности популяции ММСК десны. Это мнение находит экспериментальные подтверждения. В частности, в исследовании на Wnt1-Cre/R26R двойных трансгенных мышах было выявлено, что около 90% ММСК десны происходят из мезенхимы нервного гребня, тогда как остальные 10% имеют мезодер-мальное происхождение [44]. Также необходимо отметить, что в исследовании Q. Zang с соавт. (2009), как и в ряде последующих исследований, авторы получали клетки из различных участков десны — тканей, удаляемых в ходе стандартных оперативных вмешательств в рамках хирургической стоматологии. В работах не приводится точная локализация биоптатов, что не позволяет достоверно установить тканевый источник: свободная десна, прикрепленная десна, слизистая альвеолярного отростка верхней челюсти или альвеолярной части нижней челюсти. Учитывая особенности гистологического строения слизистой каждой из указанных областей, ММСК, выделенные из них, могли иметь некоторые отличия. Непринятие их в расчет могло оказать влияние на результат.

Как и для ММСК из экстраоральных источников, у ММСК десны выявлены иммунносупрессивные свойства в виде снижения пролиферации и актива-

ции иммунокомпетентных клеток (главным образом, Т-лимфоцитов) [27, 34], подавления продукции про-стагландина Е2 дендритными клетками и дегрануляции тканевых базофилов, стимуляции приобретения макрофагами противовоспалительного фенотипа М2. ММСК десны реализуют свое иммуномодулирующее действие через синтез биологически активных веществ, а не за счет непосредственных контактов с таргетными клетками [45, 46].

ММСК слизистой оболочки щеки. Помимо ММСК десны, выделены и подробно охарактеризованы in vitro и in vivo ММСК слизистой оболочки щеки. Этот отдел слизистой был успешно использован для получения ММСК позже, чем были исследованы все иные интраоральные источники, представленные в обзоре. Фактически, первая статья, посвященная ММСК слизистой оболочки щеки, датируется 2010 г. [47]. Авторы обозначили данный вид клеток термином: «прогениторные клетки собственной пластинки слизистой оболочки ротовой полости» (oral mucosal lamina propria progenitor cells, OMLP-PC).

ММСК слизистой щеки имеют аналогичный ММСК десны иммунофенотип с характерным низким уровнем продукции CD146. Однако средняя скорость удвоения популяции OMLP-PC составляет 49,2±7.2 ч. [48], что соответствует ММСК костного мозга и ниже показателя, характерного для ММСК десны.

Помимо дифференцировки в трех ортодоксальных направлениях, ММСК слизистой щеки способны специализироваться в нейрональном, нейроглиальном и миогенном направлениях. Интересно, что при

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

Обзоры

39

первой опубликованной подкожной трансплантации данных клеток иммунодефицитным мышам были выявлены не предполагаемые авторами очаги гетеротопического остеогенеза, а мезодермально-экто-дермальные тератомо-подобные опухоли [48]. Такой эффект, безусловно, отражает широту дифференци-ровочного потенциала клеток, но также, отчасти, обусловлен выбором фибринового матрикса в качестве носителя для ММСК. Такой тип матрикса не способствует проявлению остеогенных потенций клеток в гетеротопической модели. Другие исследователи после подкожного введения иммунодефицитным мышам OMLP-PC в фибриновом матриксе выявили минерализацию и другие иммуногистохимические предикторы остеогистогенеза, хотя формирование костной ткани не было выявлено [49]. Однако трансплантация осуществлялась под кожу крыши черепа, а не в традиционную зону (спина) при данной модели. Вероятно, близость введенного материала к надкостнице обеспечила условия для реализации клетками остеогенного потенциала.

ММСК слизистой оболочки щеки также обладают иммуносупрессивными свойствами [50].

ММСК других отделов слизистой полости рта. Несмотря на известные гистологические различия вышеуказанных отделов слизистой оболочки полости рта, до настоящего времени нет сведений о характеристиках ММСК каждого из них. Более того, исследователи, зачастую, не считают необходимым использовать точно локализованный участок слизистой оболочки для выделения каких-либо клеточных популяций. В лучшем случае авторы обозначают донорский участок как десну или альвеолярную слизистую, однако даже в этом случае выделенные клетки характеризуют и используют как единую популяцию. В этой связи, нет данных об особенностях ММСК различных отделов слизистой оболочки полости рта, а имеющиеся данные о характеристиках ММСК десны, в определенной степени, не селективны, т.е. описывают смешанную популяцию ММСК.

ММСК периодонтальной связки

Первые работы по изоляции и получению про-гениторных клеток из периодонтальной связки датируются 80-ми годами XX века [51, 52]. Данный вид клеток по совокупности морфофункциональных характеристик полностью соответствует ММСК. Кроме того, выявлена их способность к дифферен-цировке в миогенном [53] и нейрогенном направлениях [54]. Для характеристики их иммунофенотипа авторы, зачастую, используют реакцию с антителами к CD146 (melanoma cell adhesion molecule) — рецептору ламинина-а4, входящего в состав матрикса всех стенок сосудов, включая базальную мембрану внутреннего слоя (табл.). При этом CD146 не является маркером ММСК периодонтальной связки, а экспрессируется на разном уровне ММСК любых других источников [55], что подтверждает их преимущественную периваскулярную локализацию.

В противоположность ММСК слизистой полости рта, почти во всех опубликованных работах с подкожной трансплантацией ММСК периодонтальной связки (на носителе из гидроксиапатита/ фосфата кальция) авторы выявляли формирование костного регенерата и (или) «цементо-подобных» структур [56, 57]. Вероятно, периодонтальная связка ввиду анатомо-топографических особенностей, описанных

выше, подвержена влиянию высоких концентраций остеоиндуцирующих факторов роста. Кроме того, удаление зуба как этап получения периодонтальной связки, зачастую, сопровождается повреждением костных стенок альвеолы, то есть высвобождением индукторов остеогенеза. С этих позиций, ММСК периодонтальной связки являются индуцированными в остеогенном направлении.

Необходимо отметить, что в большинстве исследований ММСК периодонтальной связки получают из той ее части, которая остается фиксированной к корням зубов после их удаления [56, 57]. Однако ряд авторов показали, что ММСК из периодонтальной связки, сохранившейся на обнаженной поверхности альвеолы удаленного зуба, обладают большими пролиферативной активностью и дифференцировочным потенциалом в остео- и адипогенном направлениях, чем клетки, полученные с поверхности корней удаленных зубов [58]. Кроме того, опубликованы противоречивые данные о морфофункциональных особенностях ММСК, полученных из периодонтальных связок молочных и постоянных зубов. Одни авторы постулируют, что первые обладают большей скоростью пролиферации и интенсивностью фенотипических признаков остео- и адипогенной дифференци-ровки [59]. Другие исследователи не находят таких различий, но выявляют более выраженное формирование «цементо-подобных» структур in vivo под действием ММСК периодонтальной связки постоянных зубов [60].

ММСК пульпы зуба

ММСК из пульпы зуба были впервые выделены и охарактеризованы позже, чем из периодонтальной связки [61], однако количество работ, а, следовательно, и интенсивность исследований, касающихся ММСК пульпы, значительно выше.

S. Gronthos с соавт. (2000) показали, что ММСК пульпы зуба обладают более высоким пролиферативным потенциалом и эффективностью колониеобразования, чем ММСК костного мозга. Количество колониеобразующих единиц на каждые 10 тыс. клеток культуры пульпы составляло 22—70, тогда как в случае костномозговых ММСК — 2,4—3,1. Интересно, что в этой первой работе авторам не удалось выявить способность ММСК пульпы зуба к адипоген-ной дифференцировке, а количество преципитатов кальция при культивировании в остеогенной среде было значимо меньшим, чем в случае ММСК костного мозга [61]. Однако позже другими исследователями была показана способность ММСК пульпы зуба к дифференцировке в трех ортодоксальных направлениях [62], а также в нейрогенном [63] и миогенном in vitro [64, 65] и in vivo [66].

Согласно данным ряда авторов, скорость удвоения культуры ММСК пульпы зуба превышает характерную для ММСК костного мозга, находясь на уровне 35—40±2,5 ч. [66], незначительно уступая ММСК десны (см. табл.).

Трансплантированные подкожно в составе тканеинженерной конструкции ММСК пульпы способны к формированию не только костного регенерата, но и дентино-подобных структур [61]. При введении культивированных клеток в пульпарную полость наблюдалось формирование дентина на внутренней поверхности зуба. Ряд авторов считают ММСК пульпы зуба камбиальными клетками для одонтобластов [67].

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

40

Обзоры

ММСК апикального сосочка

Первое исследование, посвященное данному виду ММСК, датируется 2006 г. [68]. Авторы выделили клетки из апикальных сосочков корней удаленных третьих моляров. В ходе оценки их иммунофенотипа было выявлено, в целом, соответствие ММСК. Однако авторы, постулируя в тексте статьи экспрессию клетками CD105, привели гистограммы — результаты проточной цитометрии, согласно которым лишь 9,23% клеток экспрессировали CD105. В любом случае, в других исследованиях также было показано соответствии клеток апикального сосочка критериям ММСК [69].

Особенностью ММСК из данного источника является: экспрессия CD106 и CD24, а также более высокая скорость удвоения клеточной популяции in vitro, по сравнению с ММСК других интраоральных источников [68, 70] (табл.).

Если ММСК периодонтальной связки считаются камбиальными клетками для цементобластов, то ММСК апикального сосочка — для одонтобластов [68]. При этом для данного вида ММСК также показана способность к дифференцировке в нейрогенном [63] и миогенном направлениях [71] (табл.).

Исследователи полагают, что ММСК апикального сосочка участвуют в формировании пульпы канала корня зуба, тогда как ММСК пульпы относятся к его коронковой части. Этим объясняются многочисленные сходства данных видов ММСК, в том числе дифференцировка в одонтобласты. Однако различием, помимо скорости пролиферации, является также экспрессия CD24. Ряд авторов отмечают, что CD24 может быть использован как маркер ММСК апикального сосочка при их разделении с ММСК пульпы [68, 71].

Подкожная трансплантация ММСК апикального сосочка на носителе из гидроксиапатита/ фосфата кальция приводила к формированию дентино-подобных структур у иммунодефицитных мышей [72].

ММСК надкостницы

А.Я. Фриденштейном с соавт. (1974) в ходе культивирования фибробластоподобных клеток стромы костного мозга было показано, что они могут давать начало двум субпопуляциям остеогенных клеток — детерминированным и индуцибельным [73]. В дальнейшем справедливость такого разделения была показана для ММСК надкостницы. Так, D. Alexander с соавт. (2010) выявили, что ММСК надкостницы, экспрессирующие антиген мезенхимальных стволовых клеток-1 (MSCA-1), обладают значительно большим остеогенным потенциалом, чем MSCA-1-негативные клетки. При этом исходное количество первых — 5% от общей численности первичной популяции. MSCA-1-позитивные клетки надкостницы экспрессируют также СD271 [74] (табл.).

Иммунофенотип клеток периоста соответствует характерному для ММСК. Однако некоторые автоЛИТЕРАТУРА:

1. Bianco P. «Mesenchymal» stem cells. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 2014; 30: 677-704.

2. Sharma R.R., Pollock K., Hubel A. et al. Mesenchymal stem or stromal cells: a review of clinical applications and manufacturing practices. Transfusion 2014; 54(5): 1418-37.

3. Galderisi U., Giordano A. The gap between the physiological and therapeutic roles of mesenchymal stem cells. Med. Res. Rev. 2014; 34(5): 1100-26.

ры выявили более низкий уровень экспрессии CD90 (около 55—60%) [75], тогда как другие определяют его на уровне 99% [74]. Уровень экспрессии тех или иных маркеров ММСК в различные сроки культивирования, как и скорость пролиферации, существенно разнится в зависимости от применяющихся сред. Однако, в целом, скорость удвоения клеточной популяции ниже, чем у ММСК из других интраоральных источников [74] (табл.).

На данный момент не удалось найти опубликованных научных статей, показывающих способность ММСК надкостницы к дифференцировке в нейрогенном или миогенном направлениях. В целом, как и в отношении гистологического строения надкостницы полости рта, нет данных о каких-либо отличиях ММСК периоста челюстей и костей других локализаций.

Заключение

Таким образом, ротовая полость включает различные источники ММСК. В виду анатомо-топографических и гистологических особенностей каждого из источников различаются и ММСК, входящие в их состав. Наибольшей скоростью пролиферации обладают ММСК апикального сосочка, что, вероятно, связано с их меньшим исходным количеством и необходимостью обеспечить рост относительно большого объема тканей (корень зуба).

ММСК надкостницы и альвеолярной части периодонтальной связки обладают наибольшим потенциалом к дифференцировке в остеобластическом направлении. ММСК пульпы зуба и апикального сосочка способны к дифференцировке в одонтобла-сты, а ММСК периодонтальной связки — в цементо-бласты. ММСК слизистой менее детерминированы в остеобластическом направлении. При этом ММСК из всех внутриротовых источников, за исключением клеток надкостницы, способны к дифференцировке в нейро- и миогенном направлениях.

Несмотря на значительное количество «белых пятен» в особенностях морфофункционального профиля ММСК из различных внутриротовых источников, особенно в сравнительном аспекте, клинические исследования по их применению для восстановления тканей челюстно-лицевой области уже ведутся и демонстрируют как безопасность, так и эффективность [76, 77]. В целом, все больше исследователей соглашаются с тем, что ММСК из интраоральных источников более перспективны для «регенеративной медицины», чем ММСК костного мозга или жировой ткани [78].

Благодарности

Исследование выполнено при финансовой поддержке гранта Российского научного фонда на проведение фундаментальных научных исследований и поисковых научных исследований в 2014—2016 гг. Соглашение № 14-25-00166.

4. Djouad F., Bouffi C., Ghannam S. et al. Mesenchymal stem cells: innovative therapeutic tools for rheumatic diseases. Nat. Rev. Rheumatol. 2009; 5(7): 392-9.

5. Wang Y., Chen X., Cao W. et al. Plasticity of mesenchymal stem cells in immunomodulation: pathological and therapeutic implications. Nat. Immunol. 2014; 15(11): 1009-16.

6. Dominici M, Le Blanc K, Mueller I. et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy 2006; 8(4): 315-7.

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

Обзоры

41

7. FACT-JACIE International Standards for Cellular Therapy Product Collection, Processing, and Administration [Foundation for the Accreditation of Cellular Therapy (FACT-Joint Accreditation Committee of International Society of Cellular Therapy (ISCT) and European Group of Blood and Marrow transplantation (EBMT) (JACIE) 5th ed. 2012. www.factwebsite.org.

8. Friedenstein A.J., Deriglasova U.F., Kulagina N.N. et al. Precursors for fibroblasts in different populations of hematopoietic cells as detected by the in vitro colony assay method. Exp. Hematol. 1974: 2: 83-92.

9. Sousa B.R., Parreira R.C., Fonseca E.A. et al. Human adult stem cells from diverse origins: an overview from multiparametric immunophenotyping to clinical applications. Cytometry A. 2014; 85(1): 43-77.

10. Riekstina U., Muceniece R., Cakstina I. et al. Characterization of human skin-derived mesenchymal stem cell proliferation rate in different growth conditions. Cytotechnology 2008; 58(3): 153-62.

11. Hegyi B., Sagi B., Kovacs J. et al. Identical, similar or different? Learning about immunomodulatory function of mesenchymal stem cells isolated from various mouse tissues: bone marrow, spleen, thymus and aorta wall. Int. Immunol. 2010; 22(7): 551-9.

12. Pan Q., Fouraschen S.M., Kaya F.S. et al. Mobilization of hepatic mesenchymal stem cells from human liver grafts. Liver Transpl. 2011; 17(5):596-609.

13. da Silva Meirelles L., Chagastelles P.C., Nardi N.B. Mesenchymal stem cells reside in virtually all post-natal organs and tissues. J. Cell Sci. 2006; 119: 2204-13.

14. Maximow A.A. 1927. Bindegewebe und blutbildende Gewebe. Handb. d. mikr. Anat. herausg. von W. v. Mollendorff. Berlin: Springer. 2: 232-84.

15. Бозо И.Я., Деев Р.В., Пинаев Г.П. «Фибробласт» — специализированная клетка или функциональное состояние клеток мезенхимного происхождения? Цитология 2010. 52 (2): 99-109.

16. Fournier B.P., Larjava H., Hakkinen L. Gingiva as a source of stem cells with therapeutic potential. Stem Cells Dev. 2013; 22(24): 3157-77.

17. Al-Nbaheen M., Vishnubalaji R., Ali D. et al. Human stromal (mesenchymal) stem cells from bone marrow, adipose tissue and skin exhibit differences in molecular phenotype and differentiation potential. Stem Cell Rev. 2013; 9(1): 32-43.

18. Bourin P., Bunnell B.A., Casteilla L. et al. Stromal cells from the adipose tissue-derived stromal vascular fraction and culture expanded adipose tissue-derived stromal/stem cells: a joint statement of the International Federation for Adipose Therapeutics and Science (IFATS) and the International Society for Cellular Therapy (ISCT). Cytotherapy 2013; 15(6): 641-8.

19. Руководство по гистологии. Р.К. Данилов, редактор. Т2. Санкт-Петербург: «Специальная литература»; 2011.

20. Быков В.Л. Гистология и эмбриология органов полости рта человека. Санкт-Петербург: «Специальная литература»; 1998.

21. Chatterjee K. Essentials of oral histology. Jaypee Brothers Publishers; 2006.

22. Avery J.K. Oral Development and Histology.Thieme; 2011.

23. Nam H., Kim J., Kim J.-W. et al. Establishment of Hertwig's epithelial root sheath/epithelial rests of Malassez cell line from human periodontium. Mol. Cells. 2014; 37(7): 562-7.

24. Singh I. Textbook of human histology: with colour atlas & practical guide. Jaypee Brothers Publishers; 2010.

25. Ирьянов Ю.М., Горбач Е.Н. Строение надкостницы большеберцовой кости взрослой собаки. Гений ортопедии 2008; 1: 81-4.

26. Andreadis D., Bakopoulou A., Leyhausen G. et al. Minor salivary glands of the lips: a novel, easily accessible source of potential stem/ progenitor cells. Clin. Oral Investig. 2014; 18(3): 847-56.

27. Zhang Q., Shi S., Liu Y. et al. Mesenchymal stem cells derived from human gingiva are capable of immunomodulatory functions and ameliorate inflammation-related tissue destruction in experimental colitis. J. Immunol. 2009; 183(12): 7787-98.

28. Stephens P., Genever P. Non-epithelial oral mucosal progenitor cell populations. Oral Dis. 2007; 13(1): 1-10.

29. Зорин В.Л., Зорина А.И., Еремин И.И. и др. Сравнительный анализ остеогенного потенциала мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток слизистой оболочки полости рта и костного мозга. Гены и клетки 2014; IX(1): 50-7.

30. Fournier B.P., Ferre F.C., Couty L. et al. Multipotent progenitor cells in gingival connective tissue. Tissue Eng. Part A. 2010; 16(9): 2891-9.

31. Wang F., Yu M., Yan X. et al. Gingiva-derived mesenchymal stem cell-mediated therapeutic approach for bone tissue regeneration. Stem Cells Dev. 2011; 20(12): 2093-102.

32. Ge S., Mrozik K., Menicanin D. et al. Isolation and characterization of mesenchymal stem cell-like cells from healthy and inflamed gingival tissue: potential use for clinical therapy. Regen. Med. 2012; 7(6): 819-32.

33. Gao Y., Zhao G., Li D. et al. Isolation and multiple differentiation potential assessment of human gingival mesenchymal stem cells. Int. J. Mol. Sci. 2014; 15(11): 20982-96.

34. Mitrano T.I., Grob M.S., Carrion F. et al. Culture and characterization of mesenchymal stem cells from human gingival tissue. J. Periodontol. 2010; 81(6): 917-25.

35. Marynka-Kalmani K., Treves S., Yafee M. et al. The lamina propria of adult human oral mucosa harbors a novel stem cell population. Stem Cell. 2010; 28(5): 984-95.

36. Ganz J., Arie I., Ben-Zur T. et al. Astrocyte-like cells derived from human oral mucosa stem cells provide neuroprotection in vitro and in vivo. Stem Cells Transl. Med. 2014; 3(3): 375-86.

37. Bedada F.B., Technau A., Ebelt H. et al. Activation of myogenic differentiation pathways in adult bone marrow-derived stem cells. Mol. Cell. Biol. 2005; 25(21):9509-19.

38. Gang E.J., Bosnakovski D., Simsek T. et al. Pax3 activation promotes the differentiation of mesenchymal stem cells toward the myogenic lineage. Exp.Cell Res.2008; 314(8):1721-33.

39. Beier J.P., Bitto F.F., Lange C. et al. Myogenic differentiation of mesenchymal stem cells co-cultured with primary myoblasts. Cell Biol. Int. 2011; 35(4): 397-406.

40. Dave S. Mesenchymal stem cells derived in vitro transdifferentiated insulin-producing cells: A new approach to treat type 1 diabetes. Adv. Biomed. Res. 2014; 3: 266.

41. Зорин В.Л., Еремин И.И., Рыбко В.А. и др. Слизистая оболочка полости рта — новый источник получения миобластов. Гены и клетки 2014; IX(3A): 76-84.

42. Zorin V.L., Komlev V.S., Zorina A.I. et al. Octacalcium phosphate ceramics combined with gingiva-derived stromal cells for engineered functional bone grafts. Biomed. Mater. 2014; 9(5): 055005.

43. Mankani M.H., Kuznetsov S.A., Fowler B. et al. In vivo bone formation by human bone marrow stromal cells: effect of carrier particle size and shape. Biotechnol. Bioeng. 2001; 72(1):96-107.

44. Xu X., Chen C., Akiyama K. et al. Gingivae Contain Neural-crest- and Mesoderm-derived Mesenchymal Stem Cells. J. Dent. Res. 2013; 92(9): 825-32.

45. Zhang Q.Z., Su W.R., Shi S.H. et al. Human gingiva-derived mesenchymal stem cells elicit polarization of m2 macrophages and enhance cutaneous wound healing. Stem Cells 2010; 28(10): 1856-68.

46. Zhang Q.Z., Nguyen A.L., Yu W.H. et al. Human oral mucosa and gingiva: a unique reservoir for mesenchymal stem cells. J. Dent. Res. 2012; 91(11): 1011-8.

47. Davies L.C., Locke M., Webb R.D. et al. A multipotent neural crest-derived progenitor cell population is resident within the oral mucosa lamina propria. Stem Cells Dev. 2010; 19:819-30.

48. Marynka-Kalmani K., Treves S., Yafee M. et al. The lamina propria of adult human oral mucosa harbors a novel stem cell population. Stem Cells 2010; 28(5): 984-95.

49. Treves-Manusevitz S., Hoz L., Rachima H. et al. Stem cells of the lamina propria of human oral mucosa and gingiva develop into mineralized tissues in vivo. J. Clin. Periodontol. 2013; 40(1): 73-81.

50. Davies L.C., Lonnies H., Locke M. et al. Oral mucosal progenitor cells are potently immunosuppressive in a dose-independent manner. Stem Cells Dev. 2012; 21(9):1478-87.

51. Gould T.R. Ultrastructural characteristics of progenitor cell populations in the periodontal ligament. J. Dent. Res. 1983; 62: 873-6.

52. McCulloch C.A. Progenitor cell populations in the periodontal ligament of mice. Anat. Rec. 1985; 211: 258-62.

53. Song M., Kim H., Choi Y. et al. Skeletal myogenic differentiation of human periodontal ligament stromal cells isolated from orthodontically extracted premolars. Korean J. Orthod. 2012; 42(5): 249-54.

54. Huang C.Y., Pelaez D., Dominguez-Bendala J. et al. Plasticity of stem cells derived from adult periodontal ligament. Regen. Med. 2009; 4(6): 809-21.

55. Covas D.T., Panepucci R.A., Fontes A.M. et al. Multipotent mesenchymal stromal cells obtained from diverse human tissues share functional properties and gene-expression profile with CD146 + perivascular cells and fibroblasts. Exp. Hematol. 2008; 36 (5): 642-54.

56. Menicanin D., Mrozik K.M., Wada N. et al. Periodontal-ligament-derived stem cells exhibit the capacity for long-term survival, self-renewal, and regeneration of multiple tissue types in vivo. Stem Cells Dev. 2014; 23(9): 1001-11.

57. Song D.S., Park J.C., Jung I.H. et al. Enhanced adipogenic differentiation and reduced collagen synthesis induced by human periodontal ligament stem cells might underlie the negative effect of recombinant human bone morphogenetic protein-2 on periodontal regeneration. J. Periodontal. Res. 2011; 46(2): 193-203.

58. Wang L., Shen H., Zheng W. et al. Characterization of stem cells from alveolar periodontal ligament. Tissue Eng. Part A. 2011; 17(7-8): 1015-26.

59. Silverio K.G., Rodrigues T.L., Coletta R.D. et al. Mesenchymal stem cell properties of periodontal ligament cells from deciduous and permanent teeth. J. Periodontol. 2010; 81(8): 1207-15.

60. Song J.S., Kim S.O., Kim S.H. et al. In vitro and in vivo characteristics of stem cells derived from the periodontal ligament of human deciduous and permanent teeth. Tissue Eng. Part A. 2012; 18(19-20): 2040-51.

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014

42

Обзоры

61. Gronthos S., Mankani M., Brahim J. et al. Postnatal human dental pulp stem cells tDPSCs) in vitro and in vivo. PNAS USA 2000; 97: 13625-30.

62. Akpinar G., Kasap M., Aksoy A. et al. Phenotypic and proteomic characteristics of human dental pulp derived mesenchymal stem cells from a natal, an exfoliated deciduous, and an impacted third molar tooth. Stem Cells Int. 2014; 2014: 457059.

63. Lee J.H., Um S., Song I.S. et al. Neurogenic differentiation of human dental stem cells in vitro. J. Korean Assoc. Oral Maxillofac. Surg. 2014; 40(4):173-80.

64. Zhang W., Walboomers X.F., Shi S. et al. Multilineage differentiation potential of stem cells derived from human dental pulp after cryopreservation. Tissue Eng. 2006; 12t10):2813-23.

65. Pisciotta A., Riccio M., Carnevale G. et al. Human serum promotes osteogenic differentiation of human dental pulp stem cells in vitro and in vivo. PLoS One 2012; 7(11): e50542.

66. Zhang W., Walboomers X.F., Van Kuppevelt T.H. et al. In vivo evaluation of human dental pulp stem cells differentiated towards multiple lineages. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2008; 2(2-3): 117-25.

67. Dimitrova-Nakov S., Baudry A., Harichane Y. et al. Pulp stem cells: implication in reparative dentin formation. J. Endod. 2014; 40(4 Suppl): S13-8.

68. Sonoyama W., Liu Y., Fang D. et al. Mesenchymal stem cell-mediated functional tooth regeneration in swine. PLoS One 2006; 1: e79.

69. Ding G., Wang W., Liu Y. et al. Effect of cryopreservation on biological and immunological properties of stem cells from apical papilla. J. Cell Physiol. 2010; 223(2): 415-22.

70. Volponi A.A., Sharpe P.T. The tooth - a treasure chest of stem cells.Br. Dent. J. 2013; 215(7): 353-8.

71. Huang G.T., Gronthos S., Shi S. Mesenchymal stem cells derived from dental tissues vs. those from other sources: their biology and role in regenerative medicine. J. Dent. Res. 2009; 88(9): 792-806.

72. Sonoyama W., Liu Y., Yamaza T. et al. Characterization of the apical papilla and its residing stem cells from human immature permanent teeth: a pilot study. J. Endod. 2008; 34(2): 166-71.

73. Фриденштейн А.Я., Лалыкина К.С. Индукция костной ткани и остеогенные клетки предшественники. М.: Медицина, 1973.

74. Alexander D., Schafer F., Olbrich M. et al. MSCA-1/TNAP Selection of human jaw periosteal cells improves their mineralization capacity. Cell Physiol. Biochem. 2010; 26: 1073-80.

75. Caballero M., Pappa A.K., Roden K.S. et al. Osteoinduction of umbilical cord and palate periosteum-derived mesenchymal stem cells on poly(lactic-co-glycolic) acid nanomicrofibers. Ann. Plast. Surg. 2014; 72(6): S176-83.

76. Грудянов А.И., Зорин В.Л., Переверзев Р.В. и др. Эффективность использования аутофибробластов при хирургическом лечении пародонтита. Клеточная трансплантология и тканевая инженерия 2013; VIII (3): 72-7.

77. Eremin I., Zorin V., Deev R. et al. Autologous gingival multipotent mesenchymal stromal cells and adipose-derived regenerative cells for maxillofacial reconstruction: pilot study. J. Tissue Eng. Regen. Med. 2014; 8 (Suppl. 1): 439.

78. Tomar G.B., Srivastava R.K., Gupta N. et al. Human gingiva-derived mesenchymal stem cells are superior to bone marrow-derived mesenchymal stem cells for cell therapy in regenerative medicine. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2010; 393(3): 377-83.

Поступила: 10.11.2014

Гены & Клетки Том IX, № 4, 2014