Феномен потери гетерозиготности у детей, страдающих острым лимфобластным лейкозом

КЛИНИЧЕСКАЯ ГЕНЕТИКА В ПЕДИАТРИИ

© Казначеев К.С., Сметанникова Н.В., 2009

К.С. Казначеев1, Н.В. Сметанникова2

ФЕНОМЕН ПОТЕРИ ГЕТЕРОЗИГОТНОСТИ У ДЕТЕЙ, СТРАДАЮЩИХ ОСТРЫМ ЛИМФОБЛАСТНЫМ ЛЕЙКОЗОМ

1 Новосибирский государственный медицинский университет, 2 Государственный научный центр вирологии и биотехнологии «Вектор», г. Новосибирск, РФ

Феномен потери гетерозиготности по некоторым локусам генов CCR5, XRCC1 и XPD наблюдается при ряде опухолевых процессов. Данные о встречаемости этого явления при остром лимфоб-ластном лейкозе (ОЛЛ) у детей противоречивы и недостаточно полно изучены. В статье представлен материал по распространенности потери гетерозиготности антионкогенов в ходе терапии ОЛЛ у детей.

Phenomenon of heterozygosity loss in some locuses of CCR5, XRCC1 and XPD genes occurs in a number of tumoral processes. Data about occurrence of this phenomenon in cases of pediatric acute lymphoblastic leukemia are contradictory and incomplete. Authors present data about rate of heterozygosity loss of anti-oncogenes during treatment of acute pediatric lymphoblastic leukemia.

Потеря гетерозиготного статуса (ПГ) антионкогенов относится к важнейшим событиям, сопровождающим возникновение и прогрессию опухолей [1, 2].

Молекулярной основой ПГ может быть деле-ция одной из хромосом-гомологов (тотальная или сегментарная), связанная с нерасхождением пары в митозе либо неадекватной репарацией двуните-вых разрывов ДНК. Утрата гомологичной нуклео-тидной последовательности обусловливает переход всех вовлеченных локусов в гемизиготное состояние. Не менее значимой представляется нереци-прокная рекомбинация хромосом в 8^2-периоде клеточного цикла, когда происходит замещение поврежденного участка ДНК соответствующей неидентичной последовательностью гомолога (гомозиготная конверсия) [3, 4]. В обоих случаях предполагается, что утрата одного из аллелей гена-онкосупрессора создает возможность проявления фатальных рецессивных мутаций другой копии (теория Кнадсена) [4].

Кроме того, перестройки хромосомной ДНК могут сопровождаться активацией протоонкоге-нов или в результате потери участков, регулирующих экспрессию, или при попадании в зону влияния других элементов. Упомянутые генетические факторы в конечном счете провоцируют неконтролируемую клеточную пролиферацию с нарушением апоптотических механизмов [1, 5]. Вместе с тем необходимо учитывать, что неопластическую трансформацию клетки могут обусловливать изменения генома, не приводящие к ПГ в собственном смысле слова: доминантно-негативные точечные

мутации, микроделеции фланкирующих участков хромосом при лигировании двунитевых разрывов, эпигенетические вариации [6].

В клетках различных солидных и гемопоэти-ческих новообразований ПГ обнаруживается практически в любом районе аутосом, но в отдельных регионах встречается с частотой менее 10% случаев — 2р, 3q, 5р, 6р, 7р, 7q, 8q, 12р и 20q. При этом зоны делеций или нереципрокных рекомбинаций могут охватывать до 25-50% аллелей гомологичных хромосомных пар [3, 5, 7].

В табл. 1 и 2 приведены данные литературы, касающиеся распространенности ПГ при остром лимфобластном лейкозе (ОЛЛ) детского возраста (практически все авторы отмечают отсутствие ассоциаций частоты ПГ с морфологией и иммунофено-типической принадлежностью бластных клеток).

Характеристика генетических локусов, по которым исследовалась ПГ

Ген CCR5. Белок клеточной мембраны ССИ5 изначально исследовался как основной корецептор макрофаготропного варианта ВИЧ-1. В дальнейшем были идентифицированы его хемокиновые лиганды (М1Р-1а/С^3, М1Р-1р/С^4, КА^ЕЯ/ С^5), принимающие участие в регуляции иммунного ответа, а также антиген-независимой стадии созревания В-лимфоцитов [8].

Костномозговая дифференцировка, включающая перестройку генов иммуноглобулинов, непосредственно связана с хемотаксической активностью про-В-клеток. Наиболее ранние пред-

Таблица 1

Частота выявления ПГ при ОЛЛ детского возраста

шественники локализуются в пределах эндоста и на последующих этапах развития перемещаются по направлению к синусоидам. С появлением на мембране полных молекул ^М В-лимфоциты высвобождаются в кровоток [9].

Миграцию В-лимфоидных элементов в костном мозге координируют сигнальные системы СХСИ4/ СХ^12 и ССИ5/С^3,4,5. Связывание СХ^12 с СХСИ4 на поверхности развивающихся клеток индуцирует синтез молекул адгезии к внеклеточному матриксу. Кратковременное (от нескольких секунд до 30 мин) взаимодействие СС-хемокинов с ССИ5 вызывает обратимую десенситизацию СХСИ4, что восстанавливает чувствительность клеток к хемо-таксическим стимулам. В основе данного явления лежит функциональное разобщение в цепочке «рецепторы-белок» вследствие ССИ5-зависимой

мобилизации Са2+ и протеинкиназ (МАРК), осуществляющих перекрестное фосфорилирование CXCR4. Более продолжительная СС-хемокиновая экспозиция (от 30 мин до нескольких часов) сопровождается интернализацией CXCR4 и может обусловливать преждевременный выход В-клеток в системную циркуляцию [10, 11].

Показано, что различные элементы нормальных и злокачественных В-лимфоидных клонов существенно различаются по мембранной имму-нореактивности в отношении CCR5-специфичных моноклональных антител в зависимости от этапа дифференцировки. Иммуноцитохимическое выявление CCR5 является отличительной чертой костномозговой стадии развития, в то время как на мембранах циркулирующих В-лимфобластов и их морфологически зрелых потомков (в отличие от Т-клеток периферической крови) данный рецептор не определяется [10, 12].

Известно, что 10-20% представителей различных этнических групп являются носителями варианта гена CCR5 (хромосомный локус 3p21), характеризующегося делецией 32 пар оснований (del 32 bp) в экзоне 4 (позиции 794-825). Экспрессия минорного аллеля приводит к синтезу функционально неактивного белка, не транслоцируемого на поверхность клеток [13, 14].

S. Manes и коллегами впервые установлена связь CCR5 с позитивной регуляцией экспрессии гена р53 дикого типа посредством белков JAK2

Хромосомная область Протоонкогены Функции онкобелков Хромосомная область Гены-онкосупрессоры Функции белков

6q21 FYN, ROS1 Тирозинкиназы 9p21 p15, INK4, CDKN 2a, 2b Ингибиторы CDK

IFNa, в Ингибиторы ОуБ-перехо-да и продукции ростовых факторов

6q23 MYB, DEK Факторы транскрипции 6q21 GRIK2, CCNC Ингибиторы клеточной пролиферации

6q24-27 MAS Некиназный рецептор

12p12.1 KRAS2 Мембранный О-белок C6orf111 Кандидатный онкосупрессор

12p13 HST2 Ростовой фактор 12p13 TEL (ETV6) Потенциальный транскрипционный ингибитор

11q13 BCL1 Цитоплазматичес-кий регулятор P27KIP1 Ингибитор CDK

INT2, MEN1 Ростовые факторы

SEA Тирозинкиназа

11q13.3 HSTF1 Факторы транскрипции 11q23 MLL Регуляторы дифференцировки клеток лимфоидного ряда

11q23 ERGB 11q23.1 PLZF

1p32 TAL1, MYCL1, JUN, BLYM Факторы транскрипции

13q12 FLT1, FLT3/ FLK2 Тирозинкиназы 13q14.2 RB1 Регулятор О1/Б-перехода и дифференцировки клеток

Хромосома Частота ПГ, %

9p 15-60

6q 5-30

12p 5-30

11q до 30

1p 12-25

13q до 10

Таблица 2

ПГ характерных участков хромосом и генетических локусов при ОЛЛ детского возраста

(Янус-киназа 2), p38 и MAPK (в клетках рака молочной железы). Авторы указывают также на то, что при наличии соматических мутаций в гене р53 ССИб-зависимая активация способствует прогрессии опухоли благодаря аутокринной стимуляции пролиферации раковых клеток. Пониженная мембранная плотность CCR5, обусловленная носи-тельством делецированного аллеля, может таким образом в определенной степени сдерживать рост опухоли, несущей мутантный ген р53 [15].

Ген XPD. Продукт гена XPD (xeroderma pigmentosum group D, хромосомный локус 19q13.3) функционирует на начальном этапе синтеза всех белков клетки в качестве субъединицы комплексного белка TFIIH — вспомогательного фактора РНК-полимеразы II. Помимо этого, белок XPD является необходимым участником эксцизионной репарации нуклеотидов (ЭРН). Данный процесс обеспечивает своевременное удаление из цепей ДНК пиримидиновых димеров, возникновение которых индуцируется УФ-излучением, и аддуктов с объемными заместителями — производных гено-токсичных веществ прямого действия (N-нитро-зоалкилмочевина, этил- и метилметансульфонат, N-метил-^нитронитрозогуанидин, азотистый иприт, диэпоксибутан, Р-пропиолактон, этиле-намин). Подобные структуры блокируют последующую транскрипцию и репликацию ДНК, а в случае «проскальзывания» их репликационной вилкой инициируют появление нуклеотидных замен [16, 17].

Многоплановой ролью белка XPD в процессах транскрипции и репарации ДНК подчеркивается значение полиморфного статуса его гена, определяющего межиндивидуальные фенотипические различия [18].

Полиморфизм A35931C в экзоне 23 кодирует аминокислотную замену Lys751Gln в домене связывания активатора хеликазной активности XPD (белка р44). Конформационное состояние этого района также влияет на стабильность четвертичной структуры TFIIH [19, 20].

Экспериментальные исследования функциональной значимости данного ОНП обнаруживают ассоциацию Gln751-кодирующего аллельного варианта с пониженной эффективностью ЭРН in vitro и in vivo [21].

Тем не менее результаты эпидемиологических работ, посвященных поиску ассоциации полиморфных вариантов гена XPD с развитием злокачественных новообразований далеко не однозначны [21]. Последнее, по мнению некоторых исследователей, является отражением сложных функциональных взаимодействий белка XPD в клетках различных типов [16, 20].

Ген XRCC1. Белок, кодируемый геном XRCC1 (X-ray cross-complementing group I, локус 19q13.2), является интегральным регулятором эксцизионной репарации оснований (ЭРО) [22].

Данная система обеспечивает защиту клетки от негативного воздействия агентов, модифицирующих азотистые основания ДНК и разрушающих ее сахарофосфатный остов. К таковым относятся разнообразные экзогенные (ионизирующая радиация, рентгеновские лучи, окисляющие, алкилиру-ющие и дезаминирующие вещества) и эндогенные генотоксические факторы (побочные продукты внутриклеточного метаболизма, содержащие активные формы кислорода — ОН-, О2-, Н2О2 и азота — NO-, NO2-, ONOO-; продукты окисления липидов, алкилирующие реагенты). Различные модификации оснований представляют собой наиболее распространенный тип повреждений ДНК и в зависимости от тканевой принадлежности клеток происходят с частотой 2000-8000 событий в сутки [23].

Изменения первичной структуры регуляторно-го белка XRCC1 неравнозначны по своим функциональным проявлениям. Аминокислотные замены в консервативных коровых доменах обычно имеют катастрофические последствия вплоть до внутриутробной гибели. Периферические вариации, относимые к категории полиморфизмов, могут оказывать менее выраженное влияние на активность координатора ЭРО, обусловливая межиндивидуальные различия эффективности репарации ДНК на последующих этапах онтогенеза [24].

Транзиция G28152A в экзоне 10 гена XRCC1 кодирует замещение аминокислотного остатка Arg399 на Gln в домене BRCT-I (break repair carboxyl terminal domain I), взаимодействующем с сенсорным белком PARP-1. Соответственное изменение конфигурации данной области предположительно понижает сродство XRCC1 к PARP-1, что, в свою очередь может замедлить сборку репарационного комплекса [25-27].

Материалы и методы исследования

Источником ДНК для молекулярно-генетического анализа послужили избыточные остатки клинических образцов периферической крови 22 пациентов (12 мальчиков и 10 девочек) в возрасте от 10 мес до 14 лет с диагнозом ОЛЛ, подтвержденным клинико-лабораторными методами. Средний возраст больных составил 7,18±0,81 лет (s=3,8).

Весь клинический материал был получен из областного детского онкогематологического центра г. Новосибирска (детское онкогематологическое отделение Новосибирской центральной районной больницы). Забор образцов осуществляли в ходе установления диагноза ОЛЛ (до начала противоопухолевой терапии), а также в фиксированные временные точки протокола лечения при наличии добровольного информированного согласия на включение пациентов в проводимое исследование. Диагностику и лечение ОЛЛ у всех детей проводили в соответствии с российскими критериями по протоколу ALL MB-2002. Достижение костномозговой ремиссии у

всех детей констатировано на 36-й день от начала терапии. В ходе терапии во время периодов системного поражения слизистых оболочек пищеварительного тракта в качестве энтерального питания использовали смесь на основе козьего молока «Нэнни золотая козочка» (Новая Зеландия).

Для выявления феномена ПГ в настоящей работе проведено сравнительное генотипирование больных ОЛЛ в дебюте заболевания до начала полихимиотерапии (ПХТ) и по достижении полной клинико-гематологичес-кой ремиссии, подразумевающей отсутствие лейкозных клеток в периферической крови при содержании их в миелограмме не более 5%. Выводы об утрате аллельных копий были сделаны на основании редукции числа продуктов ПЦР (ген CCR5) либо ферментативного гидролиза амплифицированных фрагментов ДНК (гены XRCC1 и XPD). Для исключения возможных артефактов гено-типирование каждой пары образцов проводили по меньшей мере 3-кратно с соблюдением принципа «слепого» контроля.

Стандартным способом определения ПГ злокачественными клонами является сравнительное изучение генетического материала клеток, составляющих субстрат новообразования, и клеток, полученных из здоровых тканей индивидуума (путем кариотипирования, сравнительной гибридизации, микросателлитного или ПЦР-ПДРФ-анализа) [7].

В случае солидных опухолей в качестве контроля практически всегда используется ДНК ядерных элементов периферической крови. ОЛЛ, как и все лейкозы, представляет в этом отношении известную проблему, связанную с гетерогенностью циркулирующего лейкоцитарного пула, поскольку наряду с нормальными клетками в крови больных присутствуют компоненты опухолевого клона (клонов).

Исходя из вышеизложенного, в качестве основного источника ДНК были выбраны лейкоциты периферической крови, поскольку в дебюте ОЛЛ доля заведомо опухолевых клеток в крови значительно увеличивается, а при достижении гематологической ремиссии принято считать периферическую кровь свободной от опухолевых клеток.

Полиморфизм G28152A гена XRCC1 (экзон 10, Arg399Gln). На первом этапе генотипирования ампли-фицировали фрагмент гена размером 615 п.н., который затем подвергали гидролизу рестриктазой Mspl (Casse C., 2003). Результаты гидролиза визуализировали в 2% агарозном геле (рис. 1).

Полиморфизм A35931C гена XPD (экзон 23, Lys751Gln). Амплифицировали фрагмент гена размером 733 п.н., который затем подвергали гидролизу рестриктазой PstI (Rybicki B.A., 2004). Результаты Pstl-гид-ролиза визуализировали в 6% полиакриламидном геле (ПААГ) (рис. 2).

Полиморфизм del 32 bp гена CCR5 (экзон 4). Ге-нотипирование пациентов по данному локусу осуществляли путем амплификации соответствующей области гена CCR5 [13] с визуализацией продуктов ПЦР в 6% ПААГ (рис. 3).

Рис. 1. Электрофоретический анализ Мвр1-гидролизатов ампликона гена ХКСС1 в 2% агарозном геле. Дорожки №№2 и 5-7: распространенный гомозиготный вариант WW (0028152, кодирует А^399А^) — сайт узнавания МБр1 несут обе хромосомы 19-й пары; в результате полного гидролиза образуются фрагменты, соответствующие 375 и 240 п.н; дорожка №8: редкий гомозиготный вариант ММ (АА28152, соответствует 01п39901п) — ни одна из гомологичных хромосом не содержит сайта узнавания МБр1 (сохраняется исходный ампликон в 615 п.н.); дорожки №№3-4: гетерозиготный вариант WM (0А28152, кодирует А^39901п) — сайт узнавания МБр1 несет одна из хромосом. Размеры фрагментов гидролиза — 615, 375 и 240 п.н; дорожка №3: маркер молекулярных весов 100 Ьр.

1 2 3 4 5 6

Рис. 2. Электрофоретический анализ РвЯ-гидролизатов ампликона гена XPD в 6% ПААГ.

Дорожка №3: распространенный гомозиготный вариант WW — АА35931 (соответствующий Lys751Lys); обе генные копии содержат только облигатный сайт узнавания PstI (образуются фрагменты 708 и 29 п.н., последний не визуализируется); по полиморфной последовательности гидролиза нет; дорожки №№1, 2 и 5: редкий гомозиготный вариант ММ — СС35931 (кодирующий 01п75Ю1п); в обеих хромосомах 19-й пары имеются облигатный и полиморфный сайты узнавания PstI. Образуются фрагменты 645, 63 и 29 п.н. (визуализируется только первый); дорожка №№6: гетерозиготный вариант WM — АС35931 (соответствует Lys751G1n); одна из хромосом содержит только облигатный, вторая — оба сайта узнавания PstI. Образуются фрагменты 708, 645, 63 и 29 п.н. (визуализируются первые два); дорожка №4: маркер молекулярных весов 100Ьр.

Рис. 3. Результат электрофореза ампликонов гена ССИ5 в 6% ПААГ.

Дорожки №№1, 5 и 6: распространенный гомозиготный вариант WW — ни одна из хромосом 3-й пары не содержит de1 32 Ьр, амплифицируется фрагмент размером 277 п.н; дорожка №2: редкий гомозиготный вариант ММ — de1 32 Ьр несут обе хромосомы, размер ампликона 245 п.н; дорожки №№3 и 4: гетерозиготный вариант WM — de1 32 Ьр несет одна из хромосом, амплифицируется дуплекс 277/245 п.н; дорожка №7: маркер молекулярных весов 100 Ьр.

Результаты и их обсуждение

При анализе распределения носителей гетерозиготных генотипов определяемых локусов ССИ5, ХИСС1 и XPD не было выявлено достоверных связей ни с морфологией, ни с иммунологическим фенотипом лейкозных клеток у обследуемых больных. Поскольку все дети, включенные в исследование, достигли ремиссии, сделать выводы о связи наличия гетерозиготности с исходом терапии не представилось возможным.

У 12 из 14 (85,7%) носителей гетерозиготного генотипа CCR5/CCR5de132 наблюдалась потеря делецированной копии с ретенцией аллеля дикого типа. Известно, что короткое плечо хромосомы 3 несет гены-онкосупрессоры, регулирующие транскрипцию (VHL, 3р25-26) и репликацию ДНК ^ШТ, 3р14.2), а также репарацию неспаренных оснований ^И1, 3р21.3-23) и ЭРН ^С, 3р25). В этом же районе картированы гены рецептора ти-реоидных гормонов TИRp (3р24.3) и цитоплазма-тической сериновой киназы RAF1 (3р25), отнесенные к протоонкогенам [1].

В литературе имеются сообщения о чрезвычайной редкости (0,6-4,5%) данного явления независимо от морфологии и иммунофенотипической принадлежности бластов, включая ОЛЛ детского возраста [3, 5]. Но, с другой стороны, показано, что утрата или дупликация различных сегментов 3р является характерной особенностью ряда лимфобластоидных линий (культур клеток), полученных от детей больных ОЛЛ (8ОТ-В7, CCRF-CEM2, ИиМ-28, Jurkat) [7].

На длинном плече хромосомы 19 локализуется кластер генов эксцизионной репарации ДНК и апоптоза ДОСС1, ERCC1, XPD, ВАХ, ген ZIP-ки-

назы; 19q13.3), а также транскрипционного фактора BCL3 (19q13.1) и тирозиновой киназы UFO (19q13.1-2) [1]. Аналогичных сообщений, касающихся гемобластозов (в частности, ОЛЛ), в литературе не встречается.

ПГ локуса гена XRCC1, содержащего позицию 28152, вследствие утраты минорного аллеля обнаружена у 3 из 15 (20%) носителей варианта GA28152. Приведенные результаты могут отражать определенную связь редкого аллельного варианта А28152 гена XRCC1 с развитием ОЛЛ в детском возрасте.

Известно, что белковый фактор XRCC1 является координатором ЭРО — механизма элиминации модифицированных азотистых оснований и однонитевых разрывов ДНК, возникающих с чрезвычайно высокой частотой не только при воздействии генотоксических факторов, но и спонтанно [22, 23, 26, 27].

Своевременное устранение структурных аномалий генома приобретает особое значение для популяций быстро делящихся клеток (включая лимфо-идные клоны), поскольку интенсивная репликация ДНК в условиях несостоятельности ЭРО значительно повышает вероятность злокачественной трансформации [28, 29]. Так, исследования, выполненные в Китае, Индии и Таиланде, выявили значимое 2-кратное повышение вероятности развития ОЛЛ в детском возрасте, ассоциированное с носительством минорного аллеля А28152 гена XRCC1 [30, 31].

Кроме того, E.J. Duell и S.Z. Abdel-Rahman с соавторами отмечают учащение рекомбинационных событий между сестринскими хроматидами клеток периферической крови, несущих Gln399-содержа-щую форму белка XRCC1 [32, 33]. Значение этих наблюдений подчеркивается тем, что гомологичная рекомбинация представляет собой способ восстановления двунитевых разрывов ДНК, возникновение которых может быть непрямым следствием неэффективной репарации однонитевых поломок (прежде всего в районе репликационной вилки) [25]. В свою очередь нарушение целостности обеих цепей ДНК является важной предпосылкой лейко-зогенных хромосомных аберраций, а также утраты поврежденных копий соответствующих локусов [34]. Действительно, 11 из 12 больных ОЛЛ, у кото-

рых в настоящей работе зафиксирована ПГ по тому или иному маркеру (маркерам), являются носителями гетерозиготного (ОА28152) генотипа ХИСС1.

С другой стороны, согласно имеющимся литературным сведениям, дисфункция гена XRCC1 сопровождается повышением чувствительности клеток к действию рентгеновских лучей и ряда хи-миопрепаратов (в частности, класса алкиляторов) [25]. Подобная ассоциация объясняется усилением индукции апоптоза на фоне декомпенсации повреждений генома. В этом контексте ограниченная функциональная активность О1п399-несущей формы белка ХИСС1 также должна потенцировать эффект программной терапии ОЛЛ, что находит подтверждение в повышении частоты встречаемости генотипа ОА28152 у пациентов, достигших ремиссии заболевания.

Наконец, ПГ выявлена в 5 из 11 (45,5%) образцов, изначально гетерозиготных по ОНП А35931С гена XPD. При этом в 3 случаях отмечена ретенция аллеля дикого типа, в двух — минорного. Равновероятная потеря аллельных копий гена XPD делает затруднительной оценку патогенетической роли трансверсии А35931С. Вместе с тем известно, что вариация аминокислотной последовательности белка XPD в положении 751 определяет конформа-ционные изменения сложного комплекса TFIIH, регулирующего экспрессию всех клеточных генов, кодирующих белки [18]. Таким образом, нуклео-тидный полиморфизм А35931С принимает участие в формировании весьма разнообразных фенотипов, для которых, по-видимому, может быть характерна и предрасположенность стволовых кроветворных клеток к лейкозогенной трансформации.

Выводы

1. ПГ по ряду локусов генов ССИ5, ХИСС1 и XPD зафиксирована у детей, страдающих ОЛЛ. Исчезновение гетерозиготности по достижении ремиссии может свидетельствовать о сопряженности данных изменений с объемом опухоли.

2. ПГ у обследуемых детей не связана ни с иммунологическими, ни с морфологическими характеристиками лейкозных клеток.

ЛИТЕРАТУРА

1. Копнин Б.П. Основные свойства неопластической клетки и механизмы ее возникновения. В кн.: Канцерогенез. Под ред. Д.Г. Заридзе. М.: Медицина, 2004: 86-102.

2. Daigaku Y et al. Loss of heterozygosity and DNA damage repair in Saccharomyces cerevisiae. Mutation Research. 2004; 556 (1-2): 183-191.

3. Bishop AJ, Schiestl RH. Role of homologous recombination in carcinogenesis. Experience of Molecular Pathology. 2003; 74: 94-105.

4. Takeuchi S et al. Allelotype analysis in relapsed childhood acute lymphoblastic leukemia. Oncogene. 2003; 22: 6970-6976.

5. Irving JAE et al. Loss of heterozygosity in childhood acute lymphoblastic leukemia detected by genome-wide microarray single nucleotide polymorphism analysis. Cancer Research. 2005; 65: 3053-3058.

6. Carr LL, Gottschling DE. Does age influence loss of heterozygosity? Experimental Gerontology. 2008; 43 (3): 123-129.

7. Knuutila S et al. DNA copy number losses in human neoplasms. American Journal of Pathology. 1999; 155: 683-694.

8. Stephens CJ et al. Dating the origin of the CCR5del32 AIDS resistance allele by the coalescence of haplotypes. American Journal of Human Genetics. 1998; 62: 1507-1515.

9. Френкель МА. Костномозговое кроветворение. В кн.: Клиническая онкогематология: руководство для врачей. Под ред. М.А. Волковой. М.: Медицина, 2001: 9-22.

10. Durig J, Schmucker U, Durhsen U. Differential expression of chemokine receptors in B cell malignancies. Leukemia. 2001; 15: 752-756.

11. Honczarenko M et al. CCR5-binding chemokines modulate CXCL12 (SDF-1)-induced responses of progenitor B cells in human bone marrow through heterologous desensitization of the CXCR4 chemokine receptor. Blood. 2002; 100 (7): 2321-2329.

12. Согсюпе А et al. Chemokine receptor expression and function in childhood acute lymphoblastic leukemia of B-lineage. Leukemia Research Volume. 2006; 30 (4): 365-372.

13. Yudin N et al. Distribution of CCR5-delta 32 gene deletion across the Russian part of Eurasia. Human Genetics. 1998; 102(6): 695-698.

14. Agrawal Letal. CCR5del32 protein expression and stability are critical for resistance to human immunodeficiency virus type 1 in vivo. Journal of Virology. 2007; 81 (15): 8041-8049.

15. Manes S et al. CCR5 expression influences the progression of human breast cancer in a p53-dependent manner. The Journal of Experimental Medicine. 2003; 198(9): 1381-1389.

16. Matullo G et al. DNA repair polymorphisms and cancer risk in non-smokers in a cohort study. Carcinogenesis. 2006; 27 (5): 997-1007.

17. Турусов B.C. Химический канцерогенез. В кн.: Канцерогенез. Под ред. Д.Г. Заридзе. М.: Медицина, 2004: 204-250.

18. Wu X et al. Bladder cancer predisposition: a multigenic approach to DNA-repair and cell-cycle-control genes. American Journal of Human Genetics. 2006; 78: 464-479.

19. Lunn RM et al. XPD polymorphisms: effects on DNA repair proficiency. Carcinogenesis. 2000; 21: 551-555.

20. Benhamou S, Sarasin A. ERCC2/XPD gene polymorphisms and lung cancer: a HuGE review. American Journal of Epidemiology. 2005; 161: 1-14.

21. Hou SM et al. The XPD variant alleles are associated with increased aromatic DNA adduct level and lung cancer risk. Carcinogenesis. 2002; 23: 599-603.

22. Wood RD et al. Human DNA repair genes. Science. 2001; 291: 1284-1289.

23. Scharer OD. Chemistry and biology of DNA repair. Angewandte Chemie International Edition. 2003; 42: 2946-2974.

24. Ladiges W, Wiley J, MacAuley A. Polymorphisms in the DNA repair genes XRCC1 and age-related disease. Mechanisms of

Ageing and Development. 2003; 1: 27-32.

25. Caldecott KW et al. XRCC1 polypeptide interacts with DNA polymerase p and possibly poly(ADP-ribose)polymerase, and DNA ligase III is a nivel molecular "nick-sensor" in vitro. Nucleic Acid Research. 2003; 34 (22): 4387-4394.

26. Brem R, Hall J. XRCC1 is required for DNA single-strand break repair in human cells. Nucleic Acids Research. 2005; 33: 2512-2520.

27. Levy N. XRCC1 is phosphorylated by DNA-dependent protein kinase in response to DNA damage, et al. Nucleic Acids Research. 2006; 34 (1): 32-41.

28. Moore DJ et al. Mutation of a BRCT domain selectively disrupts DNA single-strand break repair in noncycling Chinese hamster ovary cells. Proceedings of the National Academy of Science of the United States of America. 2000; 97: 13649-13654.

29. Taylor RM, Thistlethwaite A, Caldecott KW. Central role for the XRCC1 BRCT I domain in mammalian DNA single-strand break repair. Molecular Cell Biology. 2002; 22 (8): 2556-2563.

30. Joseph T et al. DNA repair gene XRCC1 polymorphism in childhood acute lymphoblastic leukemia. Cancer Letters. 2005; 217: 17-24.

31. Pakakasama S et al. Genetic polymorphisms and haplo-types of DNA repair genes in childhood acute lymphoblastic leukemia. Pediatric Blood and Cancer. 2007; 48 (1): 16-20.

32. Duell EJ et al. Polymorphisms in the DNA repair genes XRCC1 and ERCC2 and biomarkers of DNA damage in human blood mononuclear cells. Carcinogenesis. 2000; 21 (5): 965-971.

33. Abdel-Rahman SZ, El Zein RA. The 399Gln polymorphism in the DNA repair gene XRCC1 modulates the genotoxic response induced in human lymphocytes by the tobacco-specific nitrosamine NNK. Cancer Letters. 2000; 159: 63-71.

34. De Laat WL, Jaspers NG, Hoeijmakers JH. Molecular mechanism of nucleotide exision repair. Genes and Development. 1999; 13: 768-785.