Гелий-неоновое лазерное излучение модулирует влияние бупивакаинана калиевые каналы нейронов прудовика

© Колпакова М.Э., Власов Т.Д., Мельников К.Н., Вислобоков А.И., 2004

ГЕЛИЙ-НЕОНОВОЕ ЛАЗЕРНОЕ ИЗЛУЧЕНИЕ

модулирует влияние бупивакаина на калиевые каналы нейронов прудовика

М.Э. КОЛПАКОВА, Т.Д. ВЛАСОВ, К.Н. МЕЛЬНИКОВ, А.И. ВИСЛОБОКОВ

Санкт-Петербургский Государственный Медицинский Университет им. академика И.П. Павлова МЗ РФ

Колпакова М.Э., Власов Т.Д., Мельников К.Н., Вислобоков А.И.

Гелий-неоновое лазерное излучение модулирует влияние бупивакаина на калиевые каналы нейронов прудовика // Психо-фармакол. и биол. наркол. 2004. Т. 4. №1. С. 594-600. Санкт-Петербургский государственный медицинский университет им. академика И.П. Павлова МЗ РФ, Санкт-Петербург, 197022, ул. Л. Толстого, 6/8.

В работе показано, что Не-№ лазерное облучение нейрона прудовика в дозе 0,7*10-4 (плотность мощности 1,5*102 Вт/м2) Дж увеличивает амплитуду потенциал-зависимого калиевого медленного тока, а в дозе 0,7*10-3 Дж — снижает ее. Бупивакаин подавляет калиевые токи. При совместном применении лазерное излу-

чение в дозе 0,7*10-4 Дж ослабляет блокирующее действие бу-пивакаина в концентрации 10 мкМ на калиевый медленный ток мембраны, а в дозе 0,7*10-3 Дж — усиливает. Результаты работы свидетельствуют о возможности лазерного излучения модулировать эффекты фармакологических веществ на ионные каналы электровозбудимых клеток.

V

Ключевые слова: гелий-неоновый лазер, бупивакаин, нейроны, калиевые ионные токи.

Kolpakova M.E., Vlasov T.D., Melnikov K.N., Vislobokov A.I.

He-Ne laser irradiation modulates the bupivacaine's effect on potassium channels in neurons of snail // Psychopharmacol. Biol. Narcol. 2004. Vol.4. №1. P. 594-600.

I.P.Pavlov State Medical University, St. Petersburg, 197022.

It had been shown in our work that He-Ne laser irradiation of snail's neurons in dose 0,7*10-4 (fluence 1,5*102 Wt/m2) J increases the amplitude of voltage-gated slow potassium current, and in dose 0,7*10-3 decreases it. Bupivacaine depresses potassium currents. Laser irradiation in dose 0,7*10-4 J. combined with bupivacaine (10mcM) weakens its inhibitory effect and in dose the 0,7*10-3 J its enhances it. Results of the work evidence about the possibility of modulation of laser irradiation effect on ion channels of electrical excited cells.

V

Key words: He-Ne laser, bupivacaine, neurons, potassium ion currents.

В НАСТОЯЩЕЕ время в лечении ряда заболе ваний широко используется низкоинтенсивное лазерное (Не-№, 1 = 632,8 нм) излучение (НИЛИ). Его эффекты исследовали на многих биологических объектах на молекулярном, клеточном и органном уровнях [2, 12, 22]. Было показано, что на изолированном нейроне виноградной улитки, лазерное излучение влияет на мембранный потенциал действия, причем этот эффект определяется длиной волны и наиболее выраженное влияние оказывает излучение в диапазоне волн от 540 до 632,8 нм [21]. При воздействии на этот же объект Не-№ лазерное излучение вызывало обратимую деполяризацию, которая коррелировала с его интенсивностью, причем эффекты НИЛИ зависели от исходной величины мембранного потен-

циала нейронов [9, 15]. Не-№ лазерное излучение увеличивало пролиферацию шванновских клеток [25], стимулировало деление астроцитов и активировало синтез макроэргов [18].

Вместе с тем механизмы биологического действия НИЛИ изучены недостаточно. В настоящее время наиболее обоснованной является гипотеза о том, что механизм действия низкоинтенсивного лазерного излучения может быть опосредован структурами цитоплазматической мембраны за счет поглощения фотоакцепторными молекулами, что может привести к активации биохимических реакций в клетке [19].

Многообещающим направлением в исследованиях механизмов функционирования возбудимых клеток является сочетание физиологических и

биофизических методик с использованием физических факторов и фармакологических средств. В ряде работ именно фармакологические вещества, используемые в виде специфических блокаторов, модификаторов или модуляторов активности, являются инструментами для выяснения свойств ионных каналов живых клеток, так как потенци-ал-управляемые ионные каналы и хеморецепторы, встроенные в поверхностные мембраны, являются мишенью для многих лекарственных средств [1].

Так, отмечено потенцирование эффекта антиаритмических средств при совместном действии с Не-Ме лазерным излучением [8], хотя механизмы данного явления изучены недостаточно. Функциональная роль калиевых ионных каналов в генерации биопотенциалов довольно велика, поэтому изучение влияния на них лазерного излучения в сочетании с действием фармакологических препаратов имеет важное теоретическое и прикладное значение.

МЕТОДИКА

Объектом исследования были крупные (80-200 мкм) нейроны прудовика (Ьушпава stagnalis). Использовали неидентифицированные нейроны, выделенные по методике, разработанной М. Костенко [4]. Из тела моллюска вырезали окологлоточное кольцо нервных ганглиев, которое затем, в течение 40-60 минут подвергали ферментативной обработке в 0,25% растворе трипсина в растворе для моллюсков. Ферментативная обработка позволяет освободить поверхность мембраны нейронов от соединительнотканных оболочек и глиальных клеток. После обработки, ганглии на 15-20 минут помещали в раствор, не содержащий трипсина, где происходило отмывание ганглиев от фермента. В дальнейшем для выделения нейронов правый париетальный и висцеральный ганглии подвергали механическому разделению с помощью вольфрамовых игл и полиэтиленовой пипетки под контролем стереоскопического бинокулярного микроскопа.

При регистрации выходящих калиевых быстрых и медленных токов в качестве перфузирующе-го использовался наружный физиологический раствор для моллюсков, а для диализирующего — раствор, содержащий 120 мМ хлористого калия. Для стабилизации рН (7,4-7,5) во все растворы добавляли по 2 мМ Тпв-ОН.

Для измерения трансмембранных ионных токов применялся метод внутриклеточной перфузии и фиксации мембранного потенциала изолированных нейронов [5, 7]. Этот метод позволяет осуществлять полную замену внутриклеточной среды в

изолированных клетках путем диализа через разрушенный участок поверхностной мембраны и использовать фармакологические вещества в различных концентрациях по обе стороны мембраны. С раствором в полиэтиленовой пипетке контактировал неполяризующийся хлорсеребряный электрод, с помощью которого поддерживался фиксированный потенциал. Второй такой электрод, помещенный а камеру, использовался для регистрации ионных токов (с помощью усилителя-преобразователя «ток-напряжение»).

Амплитуда и длительность тестирующего импульса при выделении калиевого медленного тока составляли соответственно 30 мВ и 200-3000 мс с межимпульсной задержкой в 25-30 с при поддерживаемом потенциале -60 мВ. При регистрации калиевых быстрых токов потенциал поддерживали на уровне -100-110 мВ, а амплитуда тестирующего сигнала составляла -30 мВ при длительности последнего в 50 мс. Исходные величины токов (до действия НИЛИ и веществ) принимались за 100%, а установившиеся при исследуемых воздействиях выражали в процентах от исходных.

В качестве источника НИЛИ использовали He-Ne лазер с длиной волны 632,8 нм отечественного производства ШАТЛ-1 (Медлаз, Санкт-Петербург). Нейрон облучали с помощью световода (диаметр выходной линзы 1,2 мм), находящегося в растворе на расстоянии 1 мм от нейрона c плотностью потока мощности 1,5*102 Вт/м2 (рис. 1). Изучали влияние местного анестетика — бупива-каина гидрохлорида (0,5 % раствор во флаконах по 20 мл, «ASTRA», Швеция) в концентрациях 10 и 100 мкМ, который добавляли в наружный перфузирующий раствор.

Ранее [3] нами довольно подробно изучалось влияние лазерного облучения на калиевые ионные каналы и было показано, что под влиянием облу-

4

Рис. 1.

Схема облучения нейрона в растворе Не-Ме лазером

1 — нейрон, 2 — полиэтиленовая пипетка, 3 — камера с наружным раствором, 4 — замена внутриклеточного раствора.

чения нейрона в течение 1 мин калиевые токи возрастали, а под влиянием облучения нейрона в течение 10 мин — снижались. В связи с этим мы в дальнейшем использовали экспозиции лазерного облучения нейронов в течение 1 и 10 мин. Так, в одних сериях опытов мы сначала облучали нейрон лазером, а потом действовали бупивакаином, а в других — напротив: сначала действовали бупива-каином, а затем облучали нейрон лазером.

В каждой серии экспериментов использовали по 6-10 нейронов. Статистические различия между средними значениями экспериментальных результатов оценивали с использованием i-критерия Стьюдента. За предел значимости принимали величину *p < 0,05.

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Раздельное и совместное влияние бупивакаи-на в концентрациях 10 и 100 мкМ и лазерного излучения на калиевые токи. В первых сериях опытов изучали влияние бупивакаина при внеклеточном приложении в двух концентрациях — 10 и 100 мкМ, который дозозависимо и обратимо снижал амплитуду токов нейронов прудовика (рис. 2).

Достоверный эффект бупивакаина начинал проявляться при действии в концентрации 10 мкМ, при этом амплитуда калиевого тока уменьшалась на 38 ± 3,5% от исходного уровня. Под влиянием бупивакаина наиболее сильное подавление происходило в концентрации 100 мкМ и составляло 52 ± 5,0%. Кинетика активации и инактивации калиевого тока под влиянием исследуемых концентраций бупивакаина не изменялась. При отмывании

Iks, % 120

10080 -60" 40 20 Н

Контроль БупивакаинЮ Бупивакаин Отмывание мкМ 100 мкМ

Рис. 2.

Изменения амплитуды калиевого медленного тока

нейронов прудовика под влиянием бупивакаина в концентрации 10 и 100 мкМ

По оси ординат — отношение амплитуды калиевого медленного тока (Iks) при аппликации бупивакаина (I) к исходной его величине (I0), в %.

нейрона от бупивакаина в течение 5-7 минут происходило полное восстановление амплитуды калиевого тока до исходной величины.

В дальнейших опытах перед аппликацией бу-пивакаина производили лазерное облучение. Данные о действии вначале излучения He-Ne лазера (X = 632,8 нм) в дозе 0,7*10-4 Дж (в течение 1 минуты) и затем — бупивакаина в концентрации 10 мкМ и изменении амплитуды токов представлены на рис. 3. Под влиянием лазерного излучения наблюдалось достоверное увеличение амплитуды калиевого медленного тока. Под влиянием 10 мкМ бупивакаина, приложенного сразу после действия лазера, наблюдалось снижение амплитуды потенциал-зависимого калиевого медленного тока на 42 ± 2% по сравнению с установившейся величиной тока после действия лазерного излучения. Однако, если сравнивать его с величиной тока в контроле (до воздействия лазера), то видно, что амплитуда тока при действии бупивакаина даже выросла на 5%, т. е. блокирующее действие бупи-вакаина на калиевые медленные ионные токи было предотвращено лазерным излучением.

Данные опытов о сочетанном применением вначале бупивакаина в концентрации 10 мкМ и затем — лазерного излучения представлены на рис. 4. Бупивакаин вызывал достоверное снижение амплитуды калиевого тока, а лазерное излучение в дозе 0,7*10-4 Дж (экспозиция 1 минута) — увеличение (восстановление токов) и в дозе 0,7*10-3 Дж (экспозиция 10 минут) — увеличение и последующее снижение токов.

На фоне блокады калиевых каналов бупивака-ином, He-Ne лазерное излучение после действия в

Iks, % 140-

120 -100 80 -| 60 40 20-I

Контроль

Лазер

Рис. 3.

Лазер + Бупивакаин

Изменения амплитуды калиевого медленного тока нейронов прудовика при аппликации 10 мкМ бупивакаина с предварительным облучением He-Ne лазером в дозе 0,7*10 4 Дж

По оси ординат — отношение амплитуды тока при действии НИЛИ (Iks) к исходной его величине (Iks0), в %. *— p< 0,01.

ГПфИВН-J

596

Iks, % 120

100

80 -

60 -

40 -

20 -

1

-I-

3

2

3

Бупивакаин + лазер 0,7*10"4 Дж

Бупивакаин + лазер 0,7*10"3 Дж

Рис. 4.

Изменения амплитуды калиевого медленного тока нейронов прудовика при облучении лазером 632,8 нм после предварительной аппликации 10 мкМ бупивакаи-

на

Iks — амплитуда калиевого медленного тока при действии бупивакаина к исходной его величине (Iks0), в %. 1-10 мкМ бупивакаина, 2 — сразу после лазерного облучения в дозе 0,7*10 4 Дж, 3 — через 10 мин облучения.

течение 1 минуты увеличивало амплитуду калиевого медленного тока, т. е. также снижало действие бупивакаина. При этом в ранний пострадиационный период (10 минут после облучения) в опытах с облучением в дозе 0,7*10-4 Дж отмечалось полное восстановление амплитуды калиевого тока до исходного значения. Лазерное излучение в дозе 0,7*10-3 Дж имело двухфазное действие: увеличение амплитуды калиевого тока во время облучения (после действия в течение 1 минуты) и ее последующее резкое уменьшение через 10 минут облучения. Таким образом, если величина калиевого медленного тока под влиянием лазерного облучения в дозе 0,7*10-4 Дж увеличивалась, то блокирующее действие бупивакаина было ослаблено. При увеличении дозы лазерного излучения до 0,7*10-3Дж калиевый медленный ток уменьшался, этот эффект суммировался с блокирующим действием бупивакаина.

Таким образом, эксперименты по последовательному и сочетанному действию бупивакаина и He-Ne лазерного излучения на калиевые токи показали, что характер присущего им раздельного действия на нейроны не изменяется и наблюдается лишь алгебраическая суммация эффектов. В случае разнонаправленного действия бупивака-ина (снижение) и лазерного излучения (повышение токов) наблюдалось снижение блокирующего эффекта бупивакаина, а в случае однонаправленного действия (снижение токов под влиянием

обоих факторов) — усиление блокирования калиевых каналов.

ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ

Уменьшение ионных токов при действии местных анестетиков — факт известный, эффективные концентрации в наших экспериментах совпадают с таковыми, указанными в других работах. Показано, что ионные каналы кожи лягушки, проводящие натрий и калий, блокируются тетракаином в концентрации 100 мкМ [17]. Лидокаин в концентрации 500 мкМ снижал калиевые токи до 74% на культивируемых нейронах неокортекса эмбрионов крысы [13]. Таким образом, данные литературы подтверждают полученные результаты о характере подавления местными анестетиками ионных токов нейронов моллюсков.

К настоящему времени описано несколько типов потенциалозависимых калиевых каналов, различающихся в зависимости от потенциала, способности к инактивации, кинетики активации и инактивации и фармакочувствительности [6, 16, 20, 24].

К+-каналы задержанного (выходящего) выпрямления. Их проводимость увеличивается с некоторой задержкой при ступенчатой деполяризации мембраны. Инактивируются они очень медленно. Все известные каналы такого типа блокируются при внутриклеточном приложении ТЭА (тетраэтиламмония). Каналы этого типа определяют фазу реполяризации потенциала действия и рефрактерный период.

К+-каналы аномального выпрямления. Их проводимость увеличивается при гиперполяризации и уменьшается при деполяризации мембраны. Эти каналы потенциалозависимо блокируются при внеклеточном приложении ТЭА, ионов цезия, рубидия, натрия, бария, стронция. Полагают, что феномен аномального выпрямления связан с быстрым потенциалозависимым блокированием соответствующих каналов ионами внутриклеточного М^++. При потенциалах на мембране, превышающих величину равновесного калиевого потенциала, входит в канал, взаимодействует с отрицательно зараженными группами в его стенках и блокирует транспорт К+. Эти каналы отвечают за проводимость мембраны в покое, а также наличие плато на потенциале действия и пейсмекерную активность миокарда.

Са++-регулируемые К+-каналы. Проводимость этих каналов изменяется при изменении внутриклеточной концентрации Са++. Эти каналы играют важную роль в поддержании потенциала покоя клетки по механизму отрицательной обратной свя-

зи: при деполяризации мембраны увеличивается вход Са++ внутрь клетки по потенциалозависимым кальциевым каналам и происходит его мобилизация из внутриклеточных депо. Ионы кальция взаимодействуют со специфическим, расположенным на внутренней стороне К+-канала рецептором, сродство к которому также увеличивается при деполяризации мембраны, что приводит к активации К+-канала и увеличению выхода калия наружу. Это в свою очередь вызывает гиперполяризацию мембраны, Са++-каналы закрываются, уменьшается внутриклеточная концентрация ионов кальция и потенциал покоя мембраны стабилизируется. Выделяются несколько типов Са++-регулируемых К+-каналов:

Са++-регулируемые К+-каналы большой проводимости характеризуются наиболее высокой проводимостью для ионов калия (200-300 пСм), локализацией Са++-рецептора на внутренней стороне мембран, высокой чувствительностью к блокирующему действию ТЭА и харибдотоксина (пептид из яда скорпиона Ьвштив).

Са++-регулируемые К+-каналы средней проводимости (Ж) для ионов калия (60-160 пСм), нечувствительны к действию ТЭА. Установлено, что их активность может модулироваться цАМФ-за-висимой протеинкиназой. По-видимому, для функционирования К+-каналов такого типа имеют значение процессы фосфорилирования [6].

Са++-регулируемые К+-каналы малой проводимости ^^ регулируются только внутриклеточной концентрацией ионов кальция. Имеют самую низкую проводимость для ионов калия (6-14 пСм), не чувствительны к ТЭА.

Са++-регулируемые К+-каналы, управляемые наружным Са++. Их активность зависит от концентрации наружных ионов кальция, блокируются 4-аминопиридином. В большом количестве присутствуют в гладкомышечных клетках и регулируют тонус сосудов.

В нейронах моллюсков встречаются К+-каналы задержанного (выходящего) выпрямления (медленные каналы) и Са++-регулируемые (Са++-зависи-мые) К+-каналы. Молекулярный механизм подавления токов связан с тем, что при действии бупива-каина снижается количество функционирующих каналов вследствие связывания его молекул со структурами ионных каналов. В работе [21] показано, что местные анестетики уменьшают связывание меченого батрахотоксина с мембранами синап-тосом коры больших полушарий морской свинки. Предполагается, что это происходит вследствие конкуренции за место связывания между батрахо-токсином и анестетиками, хотя эти места различны. Снижение ионных токов возможно также по

причине уменьшения времени открытого состояния отдельных каналов или уменьшения частоты их открывания, но этого в нашем случае не происходило, поскольку кинетика развития ионных токов оставалась практически неизменной. Последнее предположение отвергает также возможности взаимодействия исследованных веществ с воротными механизмами каналов.

В работе [23] на мембранах липосом при действии тетракаина в концентрации 10 мМ показана резкая дестабилизация мембран вследствие связывания анестетика с полярными головками фос-фолипидов, что вызывает увеличенный вход воды в липосомы.

Можно предположить, что подавление ионных токов при действии анестетиков связано с каким-то единым мембранным механизмом действия и, скорее всего, с взаимодействием анестетиков с липидами мембраны и единообразным нарушением функционирования всех ионных каналов. В литературе [26] есть упоминания о возможном взаимодействии одной молекулы тетракаина с одним натриевым ионным каналом и о потенциалозависимости блокирования ионных каналов, что мы также не исключаем.

Таким образом, полученные результаты о действии бупивакаина на трансмембранные ионные токи нейронов убедительно свидетельствуют о сильном мембранотропном эффекте, выражающемся в дозозависимом подавлении (иногда увеличении) токов и в изменениях неспецифических токов утечки.

Исследование влияния излучения Ие-Ме лазера на электровозбудимые клетки является одним из аспектов в изучении более общего вопроса о механизмах действия низкоинтенсивного лазерного излучения на клеточном уровне. Немногочисленные исследования по влиянию лазерного излучения на клетку показали, что НИЛИ вызывает сдвиг окислительно-восстановительного состояния клетки [2]. Структурами, поглощающими фотон и отвечающими за начало целого каскада биохимических реакций, являются мембраны клетки [10]. Наши результаты подтверждают, что излучение Ие-Ме лазера вызывает изменения функциональной активности электровозбудимых клеток, в том числе и нервных, воздействуя на ионные каналы клеточной мембраны. При этом наблюдаются разнонаправленные изменения величины трансмембранных ионных токов, что определяется в одних случаях — интенсивностью и временем экспозиции излучения, а в других — общей дозой излучения [2]. В большинстве работ по изучению ионных трансмембранных токов регистрировалось изменение амплитуды ионных токов [9].

ГПфИБНЛ"

Как можно представить те изменения на уровне клетки, которые происходят под влиянием излучения Не-№ лазера? На основании проведенных исследований наиболее вероятным является тот факт, что излучение Не-№ лазера оказывает неспецифическое действие на электровозбудимые клетки, и, в частности, на ионные каналы, в частности, на потенциал-зависимые калиевые ионные каналы, которые широко представлены в мембране электровозбудимых клеток. Одним из нерешенных является вопрос о структурах канала, которые способны поглощать излучение (Не-№) данной длины волны и, тем самым, регулировать работу канала. Величина трансмембранного ионного тока определяется количеством каналов, находящихся в активном состоянии [5]. В наших опытах мы получили доказательства того, что лазерное излучение изменяет величину трансмембранного калиевого ионного тока, тем самым, вероятно, изменяя общее количество функционирующих каналов, причем характер изменений определяется дозой излучения и исходным функциональным состоянием клетки. Не-№ лазерное излучение, в зависимости от дозы облучения, по-разному изменяет кинетические характеристики работы ионных каналов, что выражается в характере изменений амплитуды токов и постоянной времени инактивации. Минимальная, «активирующая» доза лазерного излучения (0,7*10-4 Дж) вызывала увеличение амплитуды ионного тока и ускорение процесса инактивации каналов [3]. Учитывая, что этот процесс является потенциа-лозависимым, предполагается возможность излучения регулировать работу ионных каналов через потенциалочувствительный сенсор в канале, что может сопровождаться (согласно кластерной теории организации каналов) распадом более крупных ионных кластеров каналов и формированием новых, более мелких ионпроводящих структур. Этот процесс может приводить к увеличению количества функционирующих ионных каналов и амплитуды ионного тока.

Максимальная, «подавляющая» доза лазерного излучения (0,7*10-3 Дж) вызывала уменьшение амплитуды ионного тока и постоянную времени инактивации калиевых каналов [3] что, вероятно, было связано с уменьшением количества функционирующих ионных каналов.

Еще один показатель функционального состояния мембраны клетки — неспецифические мембранные токи утечки (неспецифической проводимости), отражающие количество ионных пор, через которые происходит свободная диффузия ионов и, который можно рассматривать, как показатель стабильности мембраны. В норме свободные низ-

комолекулярные вещества и ионы распределены по объему клетки равномерно [13]. Сохранение концентрационных градиентов обеспечивается активной транспортной функцией всех клеточных мембран, поддерживающих тем самым необходимую скорость метаболических процессов в каждом участке клетки, ограниченном замкнутыми мембранами. Под влиянием внешних воздействий, например, лазерного излучения, увеличивается концентрационный градиент в тех участках мембраны, где до воздействия он имел меньшее значение, т. е. нарушается концентрационная гетерогенность [13]. Это может привести к адсорбции веществ с низкой молекулярной массой на поверхности ферментов, в частности фосфолипаз, и снизить конформационную подвижность макромолекул, в результате чего нарушается активный и пассивный транспорт веществ и уменьшается стабильность мембраны. Изменения конформаци-онной активности макромолекул мембраны зависит от силы лазерного воздействия. В случае малых доз Не-№ лазерного излучения конформаци-онная активность молекул может быть повышена, а в случае больших — может наблюдаться повреждающее действие.

Эксперименты с использованием сочетанного влияния Не-№ лазера и антагонистов калиевых каналов помогают выяснять механизмы влияния лазерного излучения на калиевые каналы. Так, известно, что бупивакаин блокирует пору калиевого канала [27]. При «подавляющем» действии лазерного излучения на калиевый медленный ток усиливается и подавляющее действие анестетика. Под «активирующем» влиянии лазерного излучения сниженные бупивакаином калиевые медленные токи, напротив, возрастали. При рассмотрении данного вопроса с точки зрения кластерной гипотезы организации каналов можно предположить, что лазерное излучение не влияет на взаимодействие блокаторов калиевых каналов со структурой калиевого канала, а лишь увеличивает общую проводимость каналов для калия.

Таким образом, излучение Не-№ лазера оказывает существенное влияние на активность электровозбудимых клеток, механизм которого реализуется через прямое действие излучения на структуру потенциал-зависимых медленных каналов, что, вероятно, сопровождается изменением конформационных свойств белковой молекулы каналов. Не исключается, что изменение кон-формационных свойств макромолекул канала может быть также опосредовано изменением ферментативной активности фосфолипаз, происходящей в результате взаимодействия лазерного излучения с билипидным слоем мембраны.

ЛИТЕРАТУРА

1. Вислобоков А.И., Игнатов ЮД. Цитофармакологи-ческое исследование механизмов действия мемб-ранотропных средств // Обз. клин. фармакол. лек. тер. 2003. Т. 2. № 1. С. 14-22.

2. Кару ТЙ. О молекулярном механизме терапевтического действия низкоинтенсивного лазерного света // ДАН СССР. 1986. Т. 291. № 5. С. 1245-1249.

3. Колпакова М.Э., Вислобоков А.И., Власов Т.Д., Петрищев Н.Н., Игнатов Ю.Д. Влияние He-Ne лазерного излучения на калиевые ионные токи мембраны прудовика // Мед. акад. журн. 2003. Т. 3. № 1. С. 31-40.

4. Костенко М.А. Выделение одиночных нервных клеток мозга моллюска Lymnaea stagnalis для дальнейшего культивирования их in vitro // Цитология. 1972. Т. 14. № 28. С. 1274-1278.

5. Костюк П. Г., Крышталь О. А. Механизмы электрической возбудимости нервной клетки. М.: Наука, 1981. 204 с.

6. Крутецкая З. И., Лонский А. В. Биофизика мембран. Санкт-Петербург, 1994. 288 с.

7. Костюк П.Г., Крышталь ОА., Цындренко А.Я. Разделение натриевых и кальциевых каналов в поверхностной мембране нервных клеток моллюсков // Нейрофизиология. 976. Т. 8. С. 183-191.

8. Олесин А.И., Максимов ВА, Мажара Ю.П., Павлова Р.Н., Лобанов Н. А., Дьячук Г.И. Биологическое действие лазерного излучения на функциональное состояние кардиомиоцитов // Патол. физиол. и эксперим. терапия. 1992. № 5-6. С. 17-20.

9. Прохоров АА., Бункин Ф.В., Ситников Г. А., Логачев Ф.А. и др. Реакции центральных нейронов виноградной улитки на действие лазерного излучения различной длины волны // ДАН СССР. 1980. Т.251.№ 3. С. 766-768.

10. Узденский А. Б. О селективности и локальности воздействия при лазерном микрооблучении клеток // Цитология. 1982. Т. 24. № 10. С. 111-132.

11. Чудновский В.М., Дроздов А.Л., Бондарев И.Р., Ора-товская С.В. Люминесценция эндогенного порфи-рина крови и фотовозбуждение ферментов дыхательной цепи // Действие электромагнитного излучения на биологические объекты и лазерная медицина. Владивосток: ДВО АН СССР, 1989. С. 65-71.

12. Чудновский В.М., Леонова Г.Н., Скопинов СА., Дроздов А.Л., Юсупов В.И. Биологические модели и физические механизмы лазерной терапии. Владивосток: Дальнаука, 2002. 157 c.

13. Эйдус Л.Х. Роль мембран в реакциях клеток на внешние воздействия // Биофизика живой клетки. Пу-щино, 1974. С. 96-108.

14. Andreasen M., Hablitz J. Local anestetics block transient outward potassium currents in rat neocortical neurons // J. Neurophysiol. 1993. Vol. 19. № 3. P. 1966-1975.

15. Balaban P. M., Esenaliev R., Karu T., Kutomkina E., Letokhov V., Oraevsky A., Ovcharenko N. He-Ne laser irradiation of single identified neurons // Laser Surg. Med. 1992. Vol. 12. P. 329-337.

16. Black JA., Kocsis J.D., Waxman S.G. Ion channel organization of the myelinated fiber // TINS. 1990. Vol. 13. № 2. P. 48-55.

17. Desmedt L., Simaels J., Van Driessche W. Ca(2+)-blockable, poorly selective cation channels in the apical membrane of amphibian epithelia. Tetracaine blocks the UO2(2+)-insensitive pathway // J. Gen. Physiol. 1993. Vol. 101. № 1. P. 103-116.

18. Folk R. L. Laser stimulation of nerve cells in Aplysia // Science. 1971. Vol. 171. P. 907-908.

19. Grosswiener L. I. The science of phototherapy. Boca Raton: CRC Press, 1994.

20. Hille B. Ionic channel of exitable membranes. Masachusetts, 1992. 594 p.

21. Kwon Yong-Wha, Triggle D.J. Interactions of local anestetics with neuronal 1,4-digidropyridine binding sites // Biochem. Pharmacol. 1991. Vol. 42. № 2. P.213-216.

22. Rochkind S., Nissan M., Barr Nea L., Rason N. et al. Electrophysiological effect of He-Ne laser on normal and injured sciatic nerve in the rat // Acta Neurochir. (Wien). 1986. Vol. 83. P. 125-130.

23. Shimooka T., Shibata A., Terada H. The local anesthetic tetracaine destabilizes membrane structure by interaction with polar headgroups of phospholipids // Biochim. Biophys. Acta. 1992. Vol. 1104. № 2. P. 261-268.

24. Triggle D.J. Potassium channels and potassium channel modulators // Neurotransmissions. 1990. Vol. 6. № 3. P. 1-5.

25. Van Breugel H.H. F.I., Sodaar P., Bar P.R. Low energy He-Ne laser irradiation effects on proliferation and laminin production of rat Schwann cells in vitro // Laser Surg. Med., Suppl. 1991. Vol. 3. P. 10.

26. Wang G.K., Mok W.M., Wang S.Y. Charged tetracaine as an inactivation enhancer in batrachotoxin-modified Na+ channels // Biophysical Journal. 1994. Vol. 67. № 5. P.1851-1860.

27. Zhou W., Arrabit C., Choe S., Slesinger PA. Mechanism underlying bupivacaine inhibition of G-protein-gated inwardly rectifying K+channels // PNAS. 2001. Vol. 98. № 11. P. 6482-6487.

ГПфИВН-J

600