Цитоплазматическая несовместимость у Drosophila melanogaster, обусловленная различными генотипами Wolbachia

© ю. ю. Илинский *’ 2,

И. к. Захаров *• 3

1 Институт цитологии и генетики СО РАН, г. Новосибирск;

2 Специализированный научно-учебный центр НГУ, г. Новосибирск;

3 Новосибирский государственный университет, г. Новосибирск.

' Эндосимбионт Wolbachia обнаружен у разнообразных представителей членистоногих и некоторых нематод. Свое распространение в популяциях видов-хозяев бактерия осуществляет через индукцию репродуктивных аномалий: цитоплазматическую несовместимость, партеногенез, феминизацию и андроцид. Проведена оценка уровня цитоплазматической несовместимости у Drosophila melanogaster, вызываемой тремя наиболее распространенными генотипами Wolbachia — wMel, wMelCS и wMelCS2. Показано, что генотипы wMel, wMelCS способны вызывать слабовыраженную цитоплазматическую несовместимость (< 10 %), тогда как Wolbachia wMelCS2 такой способностью не обладала. обсуждаются возможные механизмы поддержания Wolbachia в популяциях Drosophila melanogaster.

' ключевые слова: Wolbachia; эндосимбионт; популяция; Drosophila melanogaster; цитоплазматическая несовместимость.

Поступила в редакцию 24.02.2009 Принята к публикации 25.05.2009

УДК 579.253

цитоплазматическая несовместимость

у DROSOPHILA MELANOGASTER, обусловленная различными генотипами WOLBACHIA

Альфа-протеобактерия Wolbachia — это первичный эндосимбионт разнообразных представителей членистоногих и некоторых нематод (Werren 1995; Горячева, 2004). Так, например, по последним оценкам распространенность бактерии среди насекомых превышает половину всего его видового разнообразия (Hilgenboecker et al., 2008). Такой эволюционный успех Wolbachia связывается с тем, что: во-первых, бактерия передается от особи к особи через материнскую цитоплазму, следовательно, у инфицированной самки все потомство инфицировано; во-вторых, со способностью этой бактерии индуцировать репродуктивные аномалии, такие как партеногенез, цитоплазматическая несовместимость, андроцид (гибель самцов в потомстве инфицированной самки) и феминизация генетических самцов. Все эти аномалии репродуктивной функции направлены на увеличение доли инфицированной цитоплазмы в популяции вида-хозяина и способствуют распространению бактерии. Характер этих феноменов у вида-хозяина зависит от множества факторов — его биологии, штамма Wolbachia и плотности бактерии в клетках хозяина (Hurst, Jiggins, 2000; Hurst et al., 2000, 2001).

Кратко охарактеризуем репродуктивные аномалии, приводящие к сдвигу соотношения полов в сторону преобладания самок в популяциях видов-хозяев эндосимбионта. Партеногенез, вызванный Wolbachia, возникает в форме телитокии (в потомстве появляются только самки) и наблюдается среди клещей, трипсов, перепончатокрылых и коллембол (Vavre et al., 2000; Arakaki et al., 2001). При феминизации генетические самцы превращаются в биологических самок и такое «превращение» известно для некоторых родов равноногих Armadillidium, Porcellionides и чешуекрылых Ostrinia и Eurema (Rigaud et al., 1997; Fujii et al., 2001; Kageyama et al., 2002, 2003-a, -b). Среди насекомых в потомстве инфицированных самок наблюдается гибель сыновей, или андроцид (Jiggins et al., 1998, 2000-a, 2000-b, 2001-a, 2001-b,

2001-c, 2002-a, 2002-b, 2002-c; Hurst, Jiggins, 2000; Hurst et al., 2000-b, 2001; Randerson et al., 2000; Van Borm et al., 2001; Charlat et al., 2003; Jiggins, Hurst, 2003). Партеногенез, феминизация и андроцид, обусловленные Wolbachia, создают селективные преимущества для поддержания и распространения инфицированной цитоплазмы в популяции вида-хозяина. В случае феминизации и партеногенеза увеличивается эффективная численность популяции инфицированных особей по сравнению с неинфицированны-ми, а при андроциде — селективное преимущество заключается в снижении внутривидовой конкуренции вида-хозяина путем сокращения численности популяции и снижении доли близко родственных скрещиваний из-за гибели братьев (Wade, Stevens, 1985; Charlat et al., 2003).

ЦИТОПЛАЗМАТИЧЕСКАЯ НЕСОВМЕСТИМОСТЬ

При скрещивании инфицированного самца с неинфицированной самкой может наблюдаться цитоплазматическая несовместимость, которая проявляется в эмбриональной гибели потомков (табл. 1). Такая форма репродуктивной аномалии встречается более часто по сравнению с партеногенезом, феминизацией и андроцидом (Brower, 1975; Noda, 1984, 1987; Hsiao, Hsiao, 1985; Leu et al., 1989; O'Neill, 1989; O'Neill, Karr, 1990). Если же самка ин-

таблица 1

Характеристика развития потомства от статуса инфицированности родителей

Статус инфицированности родителя Неинфицированная самка

Неинфицированный самец (w-) Развитие нормальное Развитие нормальное

Инфицированный самец (w+ ) Эмбриональная гибель(ЦН) Развитие нормальное

фицирована Wolbachia, то ее потомство «защищено» от цитоплазматической несовместимости независимо от того инфицирован самец или нет. Наблюдается своеобразное распределение ролей, которые налагает бактерия на хозяина: самка отвечает за передачу бактерии следующему поколению (цитоплазматическое наследование), тогда как инфицированный самец при скрещивании с неинфицированной самкой налагает запрет на развитие (неинфицированных!) потомков, а при скрещивании с инфицированной самкой развитие (инфицированных!) потомков происходит нормально.

У гаплодиплоидных видов (например, у ос и клещей) цитоплазматическая несовместимость может проявляться несколько иначе. Гибели потомства на ранних этапах развития нет, однако наблюдается сдвиг в соотношении полов в сторону преобладания самцов. Это происходит потому, что у гаплодиплоидных организмов самки развиваются из оплодотворенных яиц, а самцы — из неоплодотворенных, с удвоением гаплоидного набора яйцеклетки. Таким образом, цитоплазматическая несовместимость не приводит к гибели потомков, и развитие оплодотворенных яиц нельзя отличить от развития не-оплодотворенных. Такой феномен наблюдается у перепончатокрылых родов Nasonia и Leptopilina и клещей рода Tetranychus (Breeuwer, 1997; Vavre et al., 2000).

Сила проявления цитоплазматической несовместимости у разных видов-хозяев и в разных популяциях варьирует в широком диапазоне — от отсутствия / слабого проявления до гибели всего потомства в несовместимом скрещивании (Laven, 1951, 1959b; Kittayapong et al., 2000; Noda et al., 2001; Rasgon, Scott, 2003; Rasgon et al., 2003). Так, ярко выраженная цитоплазматическая несовместимость наблюдается у комаров Culex pipiens — все эмбрионы гибнут, а выживание единичных особей объясняется за счет партеногенетического развития. Поэтому неудивительно, что цитоплазматическая несовместимость была впервые описана именно для комаров (Laven, 1951, 1959-a, 1959-b; Ghelelovitch, 1952; Mercot, Charlat, 2004). Более того, например, различные штаммы Wolbachia в популяциях комаров определяют их цитоплазматические расы, которые не скрещиваются между собой (перекрестная, двунаправленная несовместимость) (Laven, 1959-b).

Выраженность цитоплазматической несовместимости у Drosophila simulans зависит не столько от вида-хозяина, сколько от конкретного штамма Wolbachia. Кроме штамма, определяющего «сильную» цитоплазматическую несовместимость — wRi у Drosophila

simulans, есть штаммы, практически, ее не вызывающие, такие как wAu и wMa (Hoffmann et al., 1990; Turelli, Hoffmann, 1991; Turelli et al., 1992).

эндосимбионт wolbachia у drosophila melanogaster

Изучение полиморфизма ДНК Wolbachia позволило установить монофилетичность происхождения бактерии у Drosophila melanogaster (Bourtzis et al., 1994; Zhou et al., 1998; McGraw et al., 2001; Sun et al., 2001; Kang et al., 2002; Iturbe-Ormaetxe et al., 2005). Анализ нуклеотидной последовательности высоко вариабельного гена wsp, используемого в филогенетическом анализе Wolbachia, обнаружил только единичные дивергиро-вавшие клоны с одной-двумя заменами у Drosophila melanogaster, и это не может отражать реальное время дивергенции бактерии (Braig et al., 1998; Pidiyar et al., 2003). Таким образом, молекулярные данные позволяли постулировать наличие у Drosophila melanogaster только одного штамма Wolbachia — wMel.

На основе результатов секвенирования генома штамма wMel (Sun et al., 2001, 2003; Wu et al., 2004) в 2005 году была предложена классификация генотипов Wolbachia, подразделяющая этот штамм (Riegler et al., 2005). Было предложено использовать в качестве маркеров генотипирования два минисателлитных тандемных повтора, два локуса встройки мобильного элемента IS5 и одну протяженную инверсию. Широкомасштабный скрининг природных и лабораторных линий Drosophila melanogaster позволил выявить 5 генотипов Wolbachia. Наиболее распространенный генотип получил одноименное название со штаммом — wMel. Еще два генотипа, близкие по характеристикам маркеров к генотипу wMel — wMel2 и wMel3, обнаружились в единичных случаях. Генотип wMelCS2, который принадлежит к другой ветви — wMelCS/wMelCS2, распространен на территории Восточной Европы, Средней Азии и Сибири (Riegler et al., 2005; Ilinsky, Zakharov, 2006-a, 2006-b; Илинский, Захаров, 2007-а, 2007-б; Илинский, 2008). Отметим, что распространение в популяциях генотипа wMelCS, так же как и wMel, территориально не ограничено, но обнаруживается крайне редко.

материалы и методы

Имеющиеся в литературе данные о способности Wolbachia вызывать цитоплазматическую несо-

таблица 2

Список линий Drosophila melanogaster, использованных в тесте на цитоплазматическую несовместимость

Линия (генотип Wolbachia) Происхождение

335 (wMel) Чемал, 2003

Bi90 (wMel) Бишкек, 2004

w153 (wMelCS) Ташкент, 1989

w181 (wMelCS2) Тбилиси, 1989

вместимость у Drosophila melanogaster достаточно противоречивы, более того, они получены в экспериментах, в которых не проводятся различия по генотипам и описываются в общем, как для штамма Wolbachia — wMel.

Мы поставили задачу оценить способность индукции эмбриональной смертности для каждого из трех, широко распространенных генотипов Wolbachia — wMel, wMelCS и wMelCS2 (табл. 2). В опыт были взяты 4, природноинфицированные вольбахией, линии Drosophila melanogaster, которые отличаются по месту их происхождения и по времени их выделения из популяции, т.е. по длительности содержания в лабораторных условиях. Каждая линия была получена от одной оплодотворенной в природе самки, инфицированной определенным генотипом бактерии. От каждой из четырех линий была получена неинфицированная отводка (T), посредством культивирования мух в течение двух поколений на корме, содержащем 0,03 % тетрациклина. Для устранения возможного негативного влияния тетрациклина на компоненты общей приспособленности в течение последующих нескольких поколений мухи содержались на стандартном корме при + 25 °С. Каждое поколение «излечения» от Wolbachia проверялось на инфицированность амплификацией генов wsp и 16SrRNA. Аналогичная проверка проводилась и для инфицированной сублинии.

Анализ цитоплазматической несовместимости проводился внутрилинейно, где, фактически, учитывалась доля эмбриональных леталей в потомстве 4-х возможных типов индивидуальных скрещиваний (табл. 3). Самку и самца одного возраста помещали в пробирку, содержащую стандартный корм. Постановка эксперимента производилась на третий день. Особей пересаживали в пустую пробирку длиной 10 см и диаметром 1,5 см, которую накрывали планшеткой (предметным стеклом), содержащей слой корма и суспензию живых дрожжей. Самец и самка содержались вместе, в случае гибели одного из родителей — опыт прекращали. Весь эксперимент проводили при температуре + 25 °С. Через каждые 24 часа планшетки с кормом заменялись на новые. На планшетках подсчитывалось количество яиц, затем, через 48 часов, учитывалось количество невылупившихся эмбрионов. Таким образом в эксперименте определялась доля эмбриональных леталей.

таблица 3

Принципиальная схема скрещиваний в тесте

на цитоплазматическую несовместимость

Серия Скрещивание

А(контроль) самка инфицированная х самец инфицированный

В(контроль) самка инфицированная х самец НЕинфицированный

С (ЦН) самка НЕинфицированная х самец инфицированный

D(контроль) самка НЕинфицированная х самец НЕинфицированный

При сравнении работ, посвященных оценке цитоплазматической несовместимости разных авторов, обнаруживаются различия в методике проведения эксперимента. Так, некоторые исследователи делают акцент на возраст особей и используют в тестах молодых, однодневных самцов (Reynolds, Hoffmann, 2002; Reynolds et al., 2003; Yamada et al., 2007), поскольку для некоторых видов ранее уже отмечалась зависимость степени проявления цитоплазматической несовместимости от возраста отца (Breeuwer, Werren, 1990, 1993; Noda et al., 2001; Ikeda et al., 2003-a, 2003-b). В этом случае, как утверждают авторы, некоторые линии Drosophila обнаруживают высокий уровень гибели за счет цитоплазматической несовместимости, который с возрастом самца снижается. В других работах цитоплазматическая несовместимость ни для молодых самцов Drosophila melanogaster, ни для самцов более позднего возраста не выявлялась (Fry et al., 2004).

В наших экспериментах мы отказались использовать однодневных самцов и самок, поскольку в своем большинстве они становятся половозрелыми только на вторые сутки после вылупления. Хотя спариваться мухи могут уже и через 6 часов после вылупления, при этом 67 % самцов оказываются стерильными, тогда как частота стерильности у трехсуточных самцов составляет всего 3 % (Stromnaess, Kvelland, 1962; Литвинова, 1977). Известно, что откладывать яйца самки начинают только на 2 — 3-й день после вылупления, а восстановление рецептивности наблюдается лишь к 9—13 дню после скрещивания (Minamori, Morihira, 1969). Поэтому мы содержали вместе однодневных самца и самку, но учет эмбрионов начинали только с третьих суток.

Оценку влияния эндосимбионта Wolbachia на уровень эмбриональной смертности производили посредством однофакторного дисперсионного анализа, достоверность различий между группами устанавливали согласно критерию множественных сравнений Шеффе.

таблица 4

Уровень эмбриональной смертности во внутрилинейных скрещиваниях линий 335 [wMel],

Bi90 [wMel], w181 [wMelCS2], w153 [MelCS]. Доля эмбриональной смертности представлена как среднее значение ± ошибка среднего значения

Серия эксперимента* Число эмбрионов Доля эмбриональной смертности

335 [wMel] F (3, 110) = 6,65, p < 0,0004

А(контроль) 4468 0,032 ± 0,006

В(контроль) 5170 0,041 ± 0,006

С (ЦН) 3520 0,081 ± 0,015 **

D(контроль) 3861 0,032 ± 0,005

Bi90 [wMel] F (3, 43) = 20,45, p < 0,0001

А(контроль) 2651 0,034 ± 0,012

В(контроль) 2477 0,012 ± 0,003

С (ЦН) 2699 0,109 ± 0,019 *

D(контроль) 5716 0,021 ± 0,004

w181 [wMelCS2] F (3, 155) = 0,35, p > 0,78

А(контроль) 5453 0,053 ± 0,024

В(контроль) 5247 0,043 ± 0,011

С (ЦН) 5143 0,063 ± 0,018

D(контроль) 4469 0,039 ± 0,014

w153 [MelCS] F (1, 76) = 9,15, p < 0,004

В(контроль) 4311 0,046 ± 0,011

С (ЦН) 5865 0,132 ± 0,026 **

Жирным шрифтом в таблице выделены значения, достоверно отличающиеся: * — р < 0,05 по сравнению с другими экспериментальными группами. ** — р < 0,01 по сравнению с другими экспериментальными группами

результаты

Нам удалось выявить, что уровень эмбриональной смертности в варианте «цитоплазматическая несовместимость» (С) для линий: Bi90, инфицированной генотипом wMel (F (3, 43) = 20,45, p < 0,0001), 335 — инфицированной wMel (F (3, 110) = 6,65, p < 0,0004) и w153 — инфицированной wMelCS (F (1, 76) = 9,15, p < 0,004), был достоверно выше по сравнению с контрольными группами (табл. 4). Для линии wl81, инфицированной генотипом wMelCS2, вариант «С» не отличался по уровню эмбриональной смертности от контрольных скрещиваний. Мы также не выявили изменения выраженности цитоплазматической несовместимости в зависимости от возраста отца. В целом, доля эмбриональной гибели, вызванной цитоплазматической несовместимостью, для всех исследованных линий не превышала 10%-уровень от общего количества яиц. Эти результаты согласуются с ранее известными данными о слабом проявлении цитоплазматической несовместимости у Drosophila melanogaster (Hoffmann et al., 1994, 1998; Min, Benzer, 1997; Fry et al., 2004; Harcombe, Hoffmann, 2004; Yamada et al., 2007).

На основе анализа инфицированных самок Drosophila melanogaster из природы констатировалось, что цитоплазматическая несовместимость у них не проявляется, а для лабораторных линий она слабо-выраженная (Hoffmann et al., 1990, 1998). Из этого следует, что эндосимбионт Wolbachia для своего распространения должен обеспечивать некое приспособительное преимущество хозяину (Hoffmann et al., 1998). Однако явного преимущества, предоставляемого бактерией своему виду-хозяину, — некоего выраженного мутуалистического взаимодействия, объясняющего широкую представленность инфекции — обнаружено не было (Fry et al., 2004; Harcombe, Hoffmann, 2004; Илинский, 2008). По всей видимости, влияние на репродуктивную функцию, оказываемое вольбахией, все же имеет большее значение, чем отводилось авторами ранее (Hoffmann et al., 1994, 1998; Poinsot et al., 1998; Mercot, Charlat, 2004). Несмотря на то, что генотипы Wolbachia wMel и wMelCS разошлись за время существования вида Drosophila melanogaster относительно давно (отличаются по всем 5 диагностическим маркерам), тем не менее, по уровню и характеру опосредуемой ими цитоплазматической несовместимости

они сходны — как для генотипа Wolbachia wMel, так и для Wolbachia wMelCS цитоплазматическая несовместимость регистрируется (табл. 4). Вероятно, экспрессия цитоплазматической несовместимости подвергается модифицирующему влиянию окружающей среды, что и приводит в отдельных случаях к сильному проявлению репродуктивной аномалии и, как следствие, распространению в популяции инфицированной цитоплазмы. Это, в частности, имеет большое значение в случае возникновения эффекта «бутылочного горлышка», например, когда в умеренных широтах, после холодного периода года численность популяции сильно сокращается.

Несмотря на наличие и обсуждение в литературе нескольких гипотез, тем не менее, единого мнения о механизмах поддержания и распространения эндосимбионта Wolbachia в популяции Drosophila melanogaster нет.

Работа выполнена при частичном финансировании по Программе фундаментальных исследований Президиума РАН «Биологическое разнообразие» № 23.30 и по гранту РФФИ № 09-04-00872-а. Авторы выражают благодарность за техническую помощь Я. Я. Синянскому и П. Н. меньшанову.

Литература

1. Горячева И. И., 2004. Бактерии рода Wolbachia — репродуктивные паразиты членистоногих // Успехи современной биологии. Т. 124. № 3. С. 246-259.

2. Илинский Ю. Ю., 2008. Эндосимбионт Wolbachia в природных популяциях Drosophila melanogaster: Автореф. канд. дис. Новосибирск 16 с.

3. Илинский Ю. Ю., Захаров И. K., 2007-a. Характеристика инфицированности цитоплазматическим эндосимбионтом Wolbachia популяции Drosophila melanogaster Умани // Доклады Академии наук. Т. 413. № 4. С. 561-563.

4. Илинский Ю. Ю., Захаров И. К., 2007-б. Эндосимбионт Wolbachia в евразийских популяцих Drosophila melanogaster // Генетика. Т. 43. № 7. С. 905-915.

5. Литвинова E. М., 1977. Биология размножения дрозофилы // Проблемы генетики в исследованиях на дрозофиле / под. ред. Хвостова В. В. и др. Новосибирск: Наука. С. 19-61.

6. Arakaki N., Miyoshi T., Noda H., 2001. Wolbachia-mediated parthenogenesis in the predatory thrips Franklinothrips vespiformis (Thysanoptera: Insecta) // Proc. Biol. Sci. Vol. 268. P. 1011 — 1016.

7. Bourtzis K., Nirgianaki A., Onyango P., Savakis C., 1994. A prokaryotic dnaA sequence in Drosophila melanogaster: Wolbachia infection and cytoplasmic

incompatibility among laboratory strains // Insect Mol. Biol. Vol. 3. P. 131-142.

8. Braig H. R., Zhou W., Dobson S. L., O'Neill S. L., 1998. Cloning and characterization of a gene encoding the major surface protein of the bacterial endosymbiont Wolbachia pipientis // J. Bacteriol. Vol. 180. P. 2373-2378.

9. Breeuwer J. A., 1997 Wolbachia and cytoplasmic incompatibility in the spider mites Tetranychus urticae and T. turkestani // Nature. . Vol. 79. P. 41-47.

10. Breeuwer J. A., Werren J. H., 1990. Microorganisms associated with chromosome destruction and reproductive isolation between two insect species // Nature. Vol. 346. P. 558-560.

11. Breeuwer J. A., Werren J. H., 1993. Cytoplasmic incompatibility and bacterial density in Nasonia vitrip-ennis // Genetics. Vol. 135. P. 565-574.

12. Brower J., 1975. Cytoplasmic incompatibility: Occurrence in a stored-product PST Ephestia cautella // Ann. Entomol. Soc. Am. Vol. 69. P. 1011-1015.

13. Charlat S., Hurst G. D., Mercot H., 2003a. Evolutionary consequences of Wolbachia infections // Trends Genet. Vol. 19. P. 217-223.

14. Fry A. J., Palmer M. R., Rand D. M., 2004. Variable fitness effects of Wolbachia infection in Drosophila melanogaster // Heredity. Vol. 93. P. 379-389.

15. Fujii Y., Kageyama D., Hoshizaki S., et. al., 2001. Transfection of Wolbachia in Lepidoptera: The femi-nizer of the adzuki bean borer Ostrinia scapulalis causes male killing in the mediterranean flour moth Ephestia kuehniella // Proc. Biol. Sci. Vol. 268. P. 855-859.

16. Ghelelovitch S., 1952. Sur le determinisme genet-ique de la sterilite dans le croisement entre differenres souches de culex autogenicus roubaud. // C. R. Acad. Sci. Paris. Vol. 24. P. 2386-2388.

17. Harcombe W., Hoffmann A. A., 2004. Wolbachia effects in Drosophila melanogaster: In search of fitness benefits // J. Invertebr. Pathol. Vol. 87. P. 45-50.

18. Hilgenboecker K., Hammerstein P., Schlattmann P., et. al., 2008. How many species are infected with Wolbachia? A statistical analysis of current data. FEMS Microbiol. Lett. Vol. 281. P. 215-220.

19. Hoffmann A. A., Clancy D. J., Merton E., 1994. Cytoplasmic incompatibility in Australian populations of Drosophila melanogaster // Genetics. Vol. 136. P. 993-999.

20. Hsiao P., Hsiao C., 1985. Rickettsia as the cause of cytoplasmic incompatibility in the alfalfa weevil, Hypera postica // J. Invertebr. Pathol. Vol. 45. P. 244-246.

21. Hurst G. D., Jiggins F. M., 2000. Male-killing bacteria in insects: Mechanisms, incidence, and implications // Emerg. Infect. Dis. Vol. 6. P. 329-336.

22. Hurst G. D., Jiggins F. M., Robinson S. J., 2001. What causes inefficient transmission of male-kill-

ing Wolbachia in Drosophila? // Heredity. Vol. 87. P. 220-226.

23. Hurst G. D., Johnson A. P., Schulenburg J. H., Fuy-ama Y., 2000. Male-killing Wolbachia in Drosophila: A temperature-sensitive trait with a threshold bacterial density // Genetics. Vol. 156. P. 699-709.

24. Ikeda T., Ishikawa H., Sasaki T., 2003-a. Infection density of Wolbachia and level of cytoplasmic incompatibility in the Mediterranean flour moth, Ephestia kuehniella // J. Invertebr. Pathol. Vol. 84. P. 1-5.

25. Ilinsky Y. Y., Zakharov I. K., 2006-a. Genetic correlation between types of mtdna of Drosophila melanogaster and genotypes of its primary en-dosymbiont, Wolbachia. // Drosophila Inform. SerV. Vol. P. 89-91.

26. Ilinsky Y. Y., Zakharov I. K., 2006-b. Wolbachia in populations of Drosophila melanogaster // Drosophila Inform. SerV. Vol. P. 91-92.

27. Iturbe-Ormaetxe I., Burke G. R., Riegler M., O'Neill S. L., 2005. Distribution, expression, and motif variability of ankyrin domain genes in Wolbachia pipientis // J. Bacteriol. Vol. 187. P. 5136-5145.

28. Jiggins F. M., Hurst G. D. D., Majerus M. E. N., 1998. Sex ratio distortion in Acraea encedon (Lepidoptera: Nymphalidae) is caused by a male killing bacterium // Heredity. Vol. 81. P. 87-91.

29. Jiggins F. M., Hurst G. D., Majerus M. E., 2000-a. Sex-ratio-distorting Wolbachia causes sex-role reversal in its butterfly host // Proc. Biol. Sci. Vol. 267. P. 69-73.

30. Jiggins F. M., Hurst G. D. D., Dolman C. E., Majerus M. E. N., 2000-b. High-prevalence male-killing Wolbachia in the buttery, Acraea encedana // J. Evol. Biol. Vol. 13. P. 495-501.

31. Jiggins F. M., Bentley J. K., Majerus M. E., Hurst G. D.,

2001-a. How many species are infected with Wolbachia? Cryptic sex ratio distorters revealed to be common by intensive sampling // Proc. Biol. Sci. Vol. 268. P. 1123-1 126.

32. Jiggins F. M., Hurst G. D., Schulenburg J. H., Majerus M. E., 2001-b. Two male-killing Wolbachia strains coexist within a population of the butterfly Acraea encedon // Heredity. Vol. 86. P. 161-166.

33. Jiggins F. M., von Der Schulenburg J. H., Hurst G. D., Majerus M. E., 2001-c. Recombination confounds interpretations of Wolbachia evolution // Proc. Biol. Sci. Vol. 268. P. 1423-1427.

34. Jiggins F. M., Bentley J. K., Majerus M. E., Hurst G. D.,

2002-a. Recent changes in phenotype and patterns of host specialization in Wolbachia bacteria // Mol. Ecol. Vol. 11. P. 1275-1283.

35. Jiggins F. M., Hurst G. D., Yang Z., 2002-b. Host-symbiont conflicts: Positive selection on an outer membrane protein of parasitic but not mutualistic rick-ettsiaceae // Mol. Biol. Evol. Vol. 19. P. 1341-1349.

36. Jiggins F. M., Randerson J. P., Hurst G. D., Majerus M. E., 2002-c. How can sex ratio distorters reach extreme prevalences? Male-killing Wolbachia are not suppressed and have near-perfect vertical transmission efficiency in Acraea encedon // Evolution Internat. J. Org. Evolution. Vol. 56. P. 2290-2295.

37. Jiggins F. M., Hurst G. D., 2003. The evolution of parasite recognition genes in the innate immune system: Purifying selection on Drosophila melanogaster pep-tidoglycan recognition proteins // J. Mol. Evol. Vol. 57. P. 598-605.

38. Kageyama D., Nishimura G., Hoshizaki S., Ishikawa Y., 2002. Feminizing Wolbachia in an insect, Os-trinia furnacalis (Lepidoptera: Crambidae) // Heredity. Vol. 88. P. 444-449.

39. Kageyama D., Nishimura G., Hoshizaki S., Ishikawa Y., 2003-a. Two kinds of sex ratio distorters in a moth, Ostrinia scapulalis // Genome. Vol. 46. P. 974-982.

40. Kageyama D., Ohno S., Hoshizaki S., Ishikawa Y., 2003-b. Sexual mosaics induced by tetracycline treatment in the Wolbachia-infected adzuki bean borer, Ostrinia scapulalis // Genome. Vol. 46. P. 983-989.

41. Kang L., Zhu H., Cheng Q., et. al., 2002. Cloning and characterization of a gene encoding glutathione-regulated potassium-efflux system protein kefkl from the endosymbiont Wolbachia // DNA Seq. Vol. 13. P. 375-381.

42. Kittayapong P., Baisley K. J., Baimai V., O'Neill S. L., 2000. Distribution and diversity of Wolbachia infections in southeast asian mosquitoes (Diptera: Culicidae) // J. Med. Entomol. Vol. 37. P. 340-345.

43. Laven H., 1951. Crossing experiments with Culex strains // Evolution. Vol. 5. P. 370-375.

44. Laven H., 1959-b. Speciation by citoplasmic isolation in the Culex pipiens complex // Cold Spring Harbor SymP. Quant. Biol. Vol. 24. P. 166-173.

45. Laven H., 1959-a. Speciation and evolution in Culex pipiens. / In Genetics of Insect Vectors of Disease. North Holland Elsevier.

46. Leu S., Li J., Hciao T., 1989. Characterisation of Wolbachia postica the cause of reproductive incompatibility among alfalfa weevil strains // J. Invertebr. Pathol. Vol. 54. P. 248-259.

47. McGraw E. A., Merritt D. J., Droller J. N., O 'Neill S. L., 2001. Wolbachia-mediated sperm modification is dependent on the host genotype in Drosophila // Proc. Biol. Sci. Vol. 268. P. 2565-2570.

48. Mercot H., Charlat S., 2004. Wolbachia infections in Drosophila melanogaster and D. simulans: Polymorphism and levels of cytoplasmic incompatibility // Genetica. Vol. 120. P. 51-59.

49. Min K. T, Benzer S., 1997. Wolbachia, normally a symbiont of Drosophila, can be virulent, causing degeneration and early death // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. Vol. 94. P. 10792-10796.

50. Minamori S., Morihira K., 1969. Multiple mating in females of Drosophila melanogaster // J. Sci. Hiroshima UniVol. Ser. B. Vol. 1. P. 22.

51. Noda H., 1984. Cytoplasmic incompatibility in allo-patric field populations of the small brown planthop-per of Laodelphax striatellus, in Japan // Entamol. ExP. Appl. Vol. 35. P. 263-267.

52. Noda H., 1987. Further studies on cytoplasmic incompatibility in local populations of Laodelphax striatellus in Japan (Homoptera: Delphacidae) // Appl. Entomol. Zool. Vol. 22. P. 443-448.

53. Noda H., Koizumi Y., Zhang Q, Deng K., 2001. Infection density of Wolbachia and incompatibility level in two planthopper species, Laodelphax striatellus and Sogatella furcifera // Insect. Biochem. Mol. Biol. Vol. 31. P. 727-737.

54. Noda H., Koizumi Y., Zhang Q., Deng K., 2001. Infection density of Wolbachia and incompatibility level in two planthopper species, Laodelphax striatellus and Sogatella furcifera // Insect. Biochem. Mol. Biol. Vol. 31. P. 727-737.

55. O'Neill S., 1989. Cytoplasmic symbionts in Tri-bolim confusum // J. Invertebr. Pathol. Vol. 53. P. 132-113.

56. O’Neill S. L., Karr T. L., 1990. Bidirectional incompatibility between conspecific populations of Drosophila simulans // Nature. Vol. 348. P. 178-180.

57. Pidiyar V. J., Jangid K., Dayananda K. M., et. al., 2003. Phylogenetic affiliation of Aeromonas culicicola MTCC 3249 (t) based on gyrB gene sequence and pcr-amplicon sequence analysis of cytolytic enterotoxin gene // Syst. Appl. Microbiol. Vol. 26. P. 197-202.

58. Poinsot D., Bourtzis K., Markakis G., et. al., 1998. Wolbachia transfer from Drosophila melanogaster into D. simulans: Host effect and cytoplasmic incompatibility relationships // Genetics. Vol. 150. P. 227-237.

59. Randerson J. P., Jiggins F. M., Hurst L. D., 2000. Male killing can select for male mate choice: A novel solution to the paradox of the lek // Proc. Biol. Sci. Vol. 267. P. 867-874.

60. Rasgon J. L., Scott T. W., 2003. Wolbachia and cytoplasmic incompatibility in the California Culex pipiens mosquito species complex: Parameter estimates and infection dynamics in natural populations // Genetics. Vol. 165. P. 2029-2038.

61. Reynolds K. T., Hoffmann A. A., 2002. Male age, host effects and the weak expression or non-expression of cytoplasmic incompatibility in Drosophila strains infected by maternally transmitted Wolbachia // Genet. Res. Vol. 80. P. 79-87.

62. Reynolds K. T., Thomson L. J., Hoffmann A. A., 2003. The effects of host age, host nuclear background and temperature on phenotypic effects of the virulent Wolbachia strain popcorn in Drosophila melanogaster // Genetics. Vol. 164. P. 1027-1034.

63. Riegler M., Sidhu M., Miller W. J., O’Neill S. L., 2005. Evidence for a global Wolbachia replacement in Drosophila melanogaster // Curr. Biol. Vol. 15. P. 1428-1433.

64. Rigaud T., Antoine D., Marcade I., Juchault P., 1997. The effect of temperature on sex ratio in the Isopod Porcellionides pruinosus: Environmental sex determination or by-product of cytoplasmic sex determination // Evol. Ecol. Vol. 11. P. 205-215.

65. Stromnaess O., Kvelland J.,1962. Sexual activity of Drosophila melanogaster males // Hereditas. Vol. 48. P. 342-470.

66. Sun L. V., Foster J. M., Tzertzinis G., et. al., 2001. Determination of Wolbachia genome size by pulsed-field gel electrophoresis // J. Bacteriol. Vol. 183. P. 2219-2225.

67. Sun L. V., Riegler M., O’Neill S. L., 2003. Development of a physical and genetic map of the virulent Wolbachia strain wMelPop // J. Bacteriol. Vol. 185. P. 7077-7084.

68. Turelli M., Hoffmann A. A., 1991. Rapid spread of an inherited incompatibility factor in California Drosophila // Nature. Vol. 353. P. 440-442.

69. Turelli M., Hoffmann A. A., McKechnie S. W., 1992. Dynamics of cytoplasmic incompatibility and mtDNA variation in natural Drosophila simulans populations // Genetics. Vol. 132. P. 713-723.

70. Van Borm S., Wenseleers T., Billen J., Boomsms J., 2001. Wolbachia in leafcutter ants: A widespread symbiont that may induce male killing or incompatible matings // J. Evolutionary Biology. Vol. 14. P. 805-814.

71. Vavre F., Fleury F., Varaldi J., et. al., 2000. Evidence for female mortality in Wolbachia-mediated cytoplasmic incompatibility in haplodiploid insects, epidemiologic and evolutionary consequences // Evolution. Vol. 54. P. 191.

72. Wade M. J., Stevens L., 1985. Microorganism mediated reproductive isolation in flour beetles (genus Tri-bolium) // Science. Vol. 227. P. 527-528.

73. Wu M., Sun L. V., Vamathevan J., et. al., 2004. Phylogenomics of the reproductive parasite Wolba-chia pipientis wMel: A streamlined genome overrun by mobile genetic elements // PLoS Biol. Vol. 2. P. E69.

74. Yamada R., Floate K. D., Riegler M., O'Neill S. L., 2007. Male development time influences the strength of Wolbachia-induced cytoplasmic incompatibility expression in Drosophila melanogaster // Genetics. Vol. 177. P 801-808.

75. Zhou W., Rousset F., O'Neil S., 1998. Phylogeny and pcr-based classification of Wolbachia strains using wsp gene sequences // Proc. Biol. Sci. Vol. 265. P. 509-515.

Cytoplasmic incompatability in Drosophila melanogaster due to different Wolbachia genotypes

Yu. Yu. Ilinsky, I. K. Zakharov

' SUMMARY: Wolbachia is an endosymbiont prevalent among different Arthropoda and in some Nematoda species. The bacteria

spreads across the populations of host species via induction of reproductive abnormalities: cytoplasmic incompatability, parthenogenesis, feminization, and male killing. We estimated the level of cytoplasmic incompatability in Drosophila melanogaster caused by three most prevalent Wolbachia genotypes, namely wMel, wMelCS и wMelCS2. wMel and wMelCS genotypes were shown to cause mild cytoplasmic incompatibility (< 10 %), while wMelCS Wolba-chia were unable to do so. Possible mechanisms of sustainability of Wolbachia in the populations of Drosophila melanogaster are discussed.

' KEY WORDS: Wolbachia; endosymbiont; population; Drosophila mel-anogaster; cytoplasmic incompatibility.

' Информация об авторах

Илинский Юрий Юрьевич — к. б. н., научный сотрудник, отдел аспирантуры. Институт цитологии и генетики СО РАН.

Проспект Академика Лаврентьева, 10, г. Новосибирск, 630090. Специализированный научно-учебный центр НГУ.

E-mail: paulee@bionet.nsc.ru

Захаров Илья Кузьмич — д. б. н., профессор, заведующий лабораторией Генетики популяций. Институт цитологии и генетики СО РАН. Проспект Академика Лаврентьева, 10, г. Новосибирск, 630090. Новосибирский государственный университет.

E-mail: zakharov@bionet.nsc.ru

Ilinsky Yury Yurievich — Candidate of Biological Sciences.

Institute of Cytology and Genetics SB RAS.

Prospekt Lavrentyeva 10, Novosibirsk, 630090.

E-mail: paulee@bionet.nsc.ru

Zakharov Ilya Kuz'mich — Doctor of Biological Sciences, Head of the Laboratory. Institute of Cytology and Genetics SB RAS.

Prospekt Lavrentyeva 10, Novosibirsk, 630090.

E-mail: zakharov@bionet.nsc.ru