Проблемы совершенствования диагностики Helicobacter pylori инфекции

НОВЫЕ МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ И ЛЕЧЕНИЯ

УДК 616.33-002.2-078: 579.835.12

ПРОБЛЕМЫ СОВЕРШЕНСТВОВАНИЯ ДИАГНОСТИКИ HELICOBACTER

PYLORI ИНФЕКЦИИ

Гузель Шавхатовна Исаева Казанский государственный медицинский университет

Реферат

Проведены обзор методов лабораторной диагностики Helicobacter pylori, оценка их специфичности и чувствительности, которые позволят практикующему врачу выбрать тот или иной метод обследования пациентов и провести интерпретацию полученных результатов.

Ключевые слова: Helicobacter pylori, диагностика.

PROBLEMS AND PERSPECTIVES OF DIAGNOSING HELICOBACTER PYLORI

INFECTION

G.Sh. Isaeva Kazan State Medical University

Summary

Conducted was a review of methods for laboratory diagnosis of Helicobacter pylori, an evaluation of their specificity and sensitivity that will allow the physician to choose one diagnostic method or another and to interpret the results.

Key words: Helicobacter pylori, diagnosis.

Этиологическую роль бактерий в патогенезе хронического гастрита и язвенной болезни желудка и двенадцатиперстной кишки доказали австралийские исследователи B.J .Marchall и R.Warren в 1984 г., опубликовав сообщение об открытии и успешном культивировании новой бактерии, выделенной из биоптатов слизистой оболочки желудка — Helicobacter pylori (HP). Для правильной и своевременной постановки диагноза разработано множество методов — гистологический, бактериологический, серологический, молекулярный и биохимический. В зависимости от цели, материала, техники исполнения их подразделяют на скрининговые и подтверждающие, инвазивные и неинвазивные, прямые и косвенные

Гистологический метод. HP имеет характерную морфологию и локализацию, что позволяет использовать для его обнаружения гистологическое исследование биоптатов. Наименее подходящей является окраска гематоксилин-эозином из-за слабого контраста между слизью и бактерией, но из-за простоты и экономичности этот метод нашел широкое применение в гистологической практике [8]. Наилучшая визуализация бактерий может быть достигнута при окраске по Варти-ну-Старри, но эта техника трудна в исполнении, требует приготовления реактивов ex tempore, что ограничивает ее широкое использование. Окраска по Гимзе также дает хороший контраст и лишена минусов окраски по Вартину-Старри, что делает ее более популярной в лабораторной практике [17]. R. M. Genta et al. (1994) разработали специальную окраску для детекции HP [10]. В качестве альтернативного метода окраски предложены импрегнация серебром — HPSS (H. pylori silver stain) [7], окраска метиленовым синим [34], смесью карболового фуксина с альциановым го-

* Автор для переписки: guisaeva@rambler.ru

© 17. «Казанский мед. ж.», № 2.

лубым [39]. Степень обсемененности слизистой оболочки желудка определяют количественными методами по шкале от 0 до 3 по Сиднейской системе [37]. При отсутствии типичных спиралевидных бактерий за счет инволюции в кокковидные формы при неудачном лечении и низкой обсемененности слизистой оболочки желудка НР можно использовать иммуногистохимический метод с использованием специфических моноклональ-ных антител [33].

Цитологический метод. Для цитологического исследования можно использовать окраску фиксированных мазов фуксином, по Граму, по Романовскому-Гимзе [33], акридиновым оранжевым [32], катионовым синим основным. Кроме того, этот метод позволяет обнаружить Н. ИеПтаппи по типичной морфологии бактерии с 6-8 спиралями, хотя этот вид встречается крайне редко (приблизительно один раз на 1000 биоптатов) [6].

Бактериологический метод. Он позволяет не только выделить чистую культуру и ее идентифицировать, но и определить чувствительность к антимикробным препаратам. Наилучшим материалом для выделения чистой культуры НР является биоптат слизистой оболочки желудка. Биоптаты должны быть отобраны до начала терапии антибиотиками и антисекреторными препаратами. Стандартное бактериологическое исследование включает бактериоскопию мазков-отпечатков из биоптатов. Можно использовать окраску фуксином, по Граму с использованием фазово-контрастного микроскопа для определения винтообразной подвижности микроорганизма. Биоптат измельчают в небольшом количестве физиологического раствора или бульона. Для культивирования НР предложены различные среды, которые можно разделить условно на селективные и неселективные. Обязательными компонентами всех сред являются базовый агар и ростовые

добавки, в состав селективных сред добавляют ингибиторы роста сопутствующей микрофлоры. Большинство базовых агаров удовлетворяют требованиям, предъявляемым для культивирования НР, например колумбийский агар, эритрит агар, сердечно-мозговой агар. Обязательным компонентом среды должна быть добавка 5-10% крови или сыворотки животных (лошади, барана). Использование крови человека ограничено наличием у большинства взрослого населения защитных антител, способных ингибировать рост H.pylori. Добавление в среду 2,3,5 трифенилтетразолия хлорида способствует быстрой идентификации колоний H.pylori. В результате метаболического использования этого вещества бактерией оно превращается в нерастворимый формазан, и колонии H.pylori окрашиваются в золотистый цвет [29].

H. pylori растет в микроаэрофильной атмосфере, состоящей из 5% О2, 5-10% СО2, 85-90% N2, оптимальная температура для культивирования — 37°С. Первый рост появляется через 3 дня, основной рост — через 4-5 дней, но при отсутствии роста чашки продолжают инкубировать 7 дней, после этого можно давать окончательный ответ [35]. Субкультивирование занимает 2-3 дня. Количество выросших колоний находится в прямой зависимости от массы биоптата и места его отбора, поэтому для определения степени обсеменён-ности необходимо учитывать эти параметры.

Фенотипическая идентификация H. pylori производится при изучении культуральных, морфологических и биохимических свойств. Рост на 3-4-й день в виде мелких, прозрачных, гладких колоний при культивировании на селективных средах при 37°С в микроаэрофильных условиях — важнейший критерий культуральной идентификации. Гемолитическая активность отсутствует, хотя может появиться при 4°С через несколько дней. Микроскопическое исследование препаратов, приготовленных из колоний, может показать различие между морфологией клеток в био-птате и в культуре: в мазках могут быть видны прямые или слегка изогнутые палочки вплоть до кокковидных форм. Спиралевидная форма и подвижность находятся в прямой зависимости от вязкости среды. Биохимическая идентификация предполагает изучение наличия трех основных ферментов: оксидазы, каталазы и уреазы. В некоторых случаях для идентификации можно использовать тесты на наличие щелочной фосфа-тазы, у-глутамилтранспептидазы, лейцинамино-пептидазы. Для дифференцировки от бактерий семейства Campylobacteriaceae можно использовать тесты стрипа ApiCampy (bioMerieux, France), дополнительно включающего отрицательные тесты на нитратредуктазу и гиппуразу.

Молекулярный метод. Полимеразная цепная реакция (ПЦР) позволяет проводить типирова-ние штаммов, изучать факторы вирулентности, определять специфические мутации, обусловливающие устойчивость к антибиотикам. Материалом для исследования могут быть не только биоптаты, но и желудочный сок, зубной налет, фекалии. Для обнаружения НР предложено множество праймеров — к гену уреазы ureA [4] и glmM, названный ureC [5], tsaA [3]. Предложен 258

метод гибридизации со стандартной детекцией ампликонов на основе их размеров с помощью электрофореза [38]. Pазработаны новые методы обнаружения ДИК H. pylori в жидкой фазе: ДЫК-иммуноферментный метод [1S] и обратный дот-блот метод линейных проб (Lipa — line probe assay) [36]. M. Minami et al. (2006) предложили новый и быстрый (в течение 90 минут) метод индикации HP с помощью изотермальной амплификации LAMP-loop-mediated isothermal amplification в сочетании с эндоскопическим соскобом слизистой оболочки желудка [23]. Значительное повышение чувствительности nUJ" произошло после введения в практику диагностики HP nUJ" в реальном времени (real-time PCR). Метод ПЩ" в реальном времени может быть использован не только для качественного определения наличия HP, но и для количественного измерения ДБК в исследуемом материале (контроль эрадикации), а также для обнаружения точечных мутаций, ассоциированных с антимикробной резистентностью [12]. Кроме «классической» ПЩ> для генотипирования HP предложены другие методики: ПЩ> multiplex [2], ПЩ> в реальном времени с использованием интер-калирующих агентов (SYBR green I day) [30]. Для дифференцировки смешанной инфекции различными генотипами HP предложено использование методов энтеробактериальной повторной интергенетической консенсус-ПЦP и случайно ампли-фицированной полиморфной ДБК (RAPD — random amplified polymorphic DNA) [9].

Методику флюоресцентной гибридизации in situ (FISH) с использованием 16S рPHК гена применяют для выявления ДЫК H. pylori, а также оценки чувствительности к антимикробным препаратам, в частности к кларитромицину [31].

Биохимический метод. H. pylori — продуцент уреазы, разлагающей мочевину до углекислого газа и ионов аммония. Для выявления уреазы предложен биохимический метод, лежащий в основе уреазного теста и дыхательного теста с мочевиной. Другие уреазоположительные микроорганизмы, присутствующие в ротовой полости и верхних дыхательных путях, такие как стафилококки, стрептококки, грибы рода Candida, продуцируют небольшое количество уреазы, не определяющейся при кратковременной детекции менее 2 часов, делая этот метод специфичным при экспресс-диагностике. В диагностическую среду, состоящую из мочевины и индикатора, помещают биоптат и отмечают время изменения окраски (от 1 часа до 24 часов), которое косвенно указывает на количество возбудителя. Для быстрой диагностики предложено количественное измерение свободного аммония, освобождающегося из образцов, помещенных в среду с мочевиной [1]. В Японии предложен метод иммунологического определения уреазы, показавший 96% чувствительности и 90% специфичности [13].

В рутинной практике большинство эндоскопистов читают результаты теста раньше рекомендованного времени, что приводит к снижению чувствительности на 20% [28]. Этот недостаток могут восполнить новые коммерческие тесты: сухой RUT (rapid urease test) [37] и MIU (motility indole urease, индол-уреазная подвижность) [16] тесты,

учет результатов которых может быть произведен через 15 минут после помещения образца.

Дыхательный тест с мочевиной. На уреазной активности H. pylori основан и другой биохимический метод — уреазный дыхательный тест с мочевиной, меченной изотопами углерода 13С и 14С. Пациенту дают раствор мочевины, меченной изотопом 13С. Мочевина разлагается в желудке уреа-зой H. pylori до образования аммония и меченного углекислого газа (13СО2). На уровне кишечника 13СО2 попадает в кровь и выводится легкими. Выдыхаемый воздух собирают в специальные контейнеры до приема мочевины (контроль) и через 30 минут после (опыт). Соотношение 13С/12С анализируют с помощью масс-спектрометра на основе лазерного и инфракрасного излучения. Если пациент не инфицирован H. pylori, то основная часть изотопа удаляется с мочой. Измерение свободного бикарбоната в крови вместо измерения 13СО2 в выдыхаемом воздухе впервые было предложено в 1993 г. R. Moulton-Barrett et al. [25]. В этом методе соотношение 13С/ 12С в сыворотке определяют до введения мочевины и через один час. По данным C.D. Jolley et al. (2007), 13C уреазный тест в крови информативен при обследовании детей [14].

B. J. Marshall и I. Surveyor в 1988 г. разработали дыхательный тест с мочевиной, меченной радиоактивным изотопом углерода 14С [22]. При использовании 14С сбор материала начинают только через 20 минут после введения раствора мочевины. Хотя этот метод более прост и экономичен по сравнению с использованием изотопа 13С, 14С имеет период полураспада от 5 до 7 лет, что ограничивает его применение у детей и беременных женщин. Для повышения экономичности и безопасности 14С уреазного дыхательного теста предложена его модификация с применением микродоз радиоактивного изотопа 14С [15]. Слишком быстрая эвакуация меченной изотопами 13С и 14С мочевины из антрального отдела желудка препятствует ее достаточному ферментативному разложению, приводя к ложноотрицательным результатам [19].

Серологический метод. Колонизация НР вызывает в организме системный иммунный ответ; через 3-4 недели после инфицирования в слизистой оболочке желудка и в крови появляются антитела к НР. Сразу же после открытия H. pylori для диагностики этой инфекции был разработан серологический метод. Первыми были предложены реакция связывания комплемента, реакция пассивной гемагглютинации, латекс-агглютинация, но наилучшие результаты были получены при использовании иммуноферментного анализа (ELISA) и его производных — иммуноблота и иммунодота. Специфичность и чувствительность ИФА зависят от происхождения антигенов. Они должны быть высокоиммуногенными, общими для всех штаммов H. pylori и отсутствовать у других бактерий, простыми в приготовлении и стабильными при хранении. В настоящее время предложена смесь из трёх рекомбинантных антигенов H. pylori: UreB, VacA, CagA, адсорбированных на нитроцеллюлозной мембране. Специфичность и чувствительность теста ELISA с использованием этих антигенов составляют более

90% [11]. Так как инфекция, вызванная H. pylori, имеет хроническое течение, преобладает содержание иммуноглобулинов класса G. Первичный иммунный ответ с повышением уровня IgM наблюдают при экспериментальном воспроизведении инфекции. Уровень IgA повышается в большинстве случаев инфицирования, но не во всех. С учетом этих фактов для обнаружения IgG разработано множество коммерческих тестов. Известно, что титр антител начинает снижаться после эра-дикации, но возврат к исходному уровню может занимать несколько месяцев или лет (снижение титра на 25% происходит через 6 месяцев и более). Только в случае использования количественного метода ИФА и наличии возможности сравнения уровня антител после и до лечения можно сделать определенные выводы. Длительное ожидание для определения результатов лечения, трудность забора и хранения двух проб крови, меньшая доступность количественных методов ИФА в сравнении с качественными методами не позволяют рекомендовать серодиагностику для контроля эффективности эрадикационной терапии.

Определение H. pylori-антител в моче. Специфические H. pylori иммуноглобулины выводятся из организма с мочой, но их содержание в ней очень низкое. Метод определения анти-H. pylori IgG в моче прост, быстр в исполнении, относится к неинвазивным методам и может быть использован для скрининговых обследований первичных больных, особенно детей.

Определение антител в слюне. На основе принципов, предложенных P. Patel et al. (1994), были разработаны коммерческие тесты Helisal и Oralfluid для определения IgG в слюне с помощью ИФА [26]. Сбор материала может осуществляться путем сплёвывания слюны в пробирку. Но предложен другой метод с помощью прибора OraSure, когда после жевания специальной жевательной резинки отбирают образующийся гингивальный транссудат, обогащенный IgG [21]. Серологические реакции также могут быть использованы для определения антигенов микроорганизмов в исследуемом материале. Для диагностики H. рук>и- инфекции K. Kozak et al. была предложена методика обнаружения антигенов в фекалиях в 1997 г. с помощью непрямого иммуно-ферментного анализа. Этот тест, использующий поликлональные антитела к H. pylori и поликло-нальные антиглобулины, конъюгированные с пероксидазой, был назван HpSA (H. pylori stool antigen). В дальнейшем был разработан тест с использованием моноклональных антител, названный Amplified-IDEA-HpStar [20]. Но метод определения антигенов H. pylori в фекалиях имеет ограничения. Быстрое опорожнение кишечника способствует быстрому удалению микроорганизма, напротив, длительный запор может вызвать деградацию антигенов H. pylori [24] и привести к ложноотрицательному результату.

Важнейшей задачей практикующего врача являются обследование пациентов с использованием современных высокочувствительных методов, предпочтительно неинвазионных, индивидуальный подход к каждому пациенту при выборе того или метода диагностики, правильная интерпрета-

ция полученных результатов и проведение адекватного клинического мониторинга эрадикационной терапии.

ЛИТЕРАТУРА

1. Butcher G.P., Ryder S.D., Hughes S.J. et al. Use of an ammonia electrode for rapid quantification of Helicobacter pylori urease: its use in the endoscopy room and in the assessment of urease inhibition by bismuth subsalicylate // Digestion. - 1992. - Vol. 53. - P. 142-148.

2. Chattopadhyay S., Patra R., Ramamurthy T. et al. Multiplex PCR assay for rapid detection and genotyping of Helicobacter pylori directly from biopsy specimens // J. Clin. Microbiol. - 2004. - Vol. 42. - P. 2821-2824.

3. Chong S.K.F., Lou Q.Y., Fitzgerald J.F. et al. Evaluation of 16S rRNA gene PCR with primers Hp1 and Hp2 for detection of Helicobacter pylori // J. Clin. Microbiol. - 1996. -Vol. 34. - P.2728-2730.

4. Clayton C, Kleanthous K., Tabaqchali S. Detection and identification of Helicobacter pylori by the polymerase chain reaction // J. Clin. Pathol. - 1991. - Vol. 44. - P. 515-516.

5. De Reuse H., Labigne A., Mengin-Lecreulx D. The Helicobacter pylori ureC gene codes for a phosphoglucosamine mutase // J. Bacteriol. - 1997. - Vol. 179. - P. 3488-3493.

6. Debongnie J.C., DonnayM., Mairesse J. Gastrospirillum hominis Helicobacter heilmannii: a cause of gastritis, sometimes transient, better diagnosed by touch cytology? // Am. J. Gastroenterol. - 1995. - Vol. 90. - P. 411-416.

7. Doglioni C, Turrin M., Macri E. et al. HpSS: a new silver staining method for Helicobacter pylori // J. Clin. Pathol. -1997. - Vol. 50. - P. 461-464.

8. Fallone CA., Loo V.G., Lough J. et al. Hematoxylin and eosin staining of gastric tissue for the detection of Helicobacter pylori // Helicobacter. - 1997. - Vol. 2. - P. 32-35.

9. Finger S.A., Velapatino B., Kosek M. et al. Effectiveness of enterobacterial repetitive intergenic consensus PCR and random amplified polymorphic DNA fingerprinting for Helicobacter pylori strain differentiation // Appl. Envirob. Microbiol. - 2006. - Vol. 72. - P. 4713-4716.

10. Genta R.M., Robason G.O., Graham D.Y. Simultaneous visualization of Helicobacter pylori and gastric morphology: a new stain // Hum. Pathol. - 1994. - Vol.25. - P. 221-226.

11. Han F.C., LiX.J., JiangH. et al. Detection of H.pylori antibody profile in serum by protein array // World J. Gastroenterol. - 2006. - Vol.12. - P. 4044-4048.

12. He Q, Wang J.P., Osato M. et al. Real-time quantitative PCR for detection of Helicobacter pylori // J. Clin. Microbiol. -2002. - Vol. 40. - P. 3720-3728.

13. Isomoto H., Kawazoe K., Inoue K. et al. Usefulness of the immunological rapid urease test for detection of Helicobacter pylori in the patients who are reluctant undergo endoscopic biopsies // Dig. Dis. Sci. - 2006. - Vol. 51. -P. 2302-2305.

14. Jolley C.D., Wagner D.A. Comparison of the 13C-urea blood test to histology and rapid urease testing in the diagnosis of Helicobacter pylori infection in children // J. Pediatr. Gastroenterol. - 2006. - Vol. 101. - P. 1921-1930.

15. Jonaitis L.V., Kiudelis G., Kupcinskas L. Evaluation of a novel 14C-urea breath test «Heliprobe» in diagnosis of Helicobacter pylori infection // Medicina (Kaunas). - 2007. -Vol. 13. - P.32-35.

16. Kimala W. Evaluation of the motility indole urease (MIU) test to detect Helicobacter pylori infection// Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. - 2006. - Vol. 37. - E 966-969.

17. Kolts B.E, Joseph B., Achem S.R. et al. Helicobacter pylori detection: a quality and cost analysis // Am. J. Gastroenterol. - 1993. - Vol. 88. - P. 650-655.

18. Lage A.P., Fauconnier A., Burette A. et al. Rapid colorimetric hybridization assay for detecting amplified

Helicobacter pylori DNA in gastric biopsy specimens // J. Clin. Microbiol. - 1996. - Vol. 34. - P. 530-533.

19. Logan R, Dill S, Bauer F., Walker M. et al. The European 13C-urea breath test for the detection of Helicobacter pylori // Eur. J. Gastroenterol. Hepatol. — 1991. — Vol3. — P915-921.

20. Makristathis A., Barousch W, Pasching E. et al. Two enzyme immunoassays and PCR for detection of Helicobacter pylori in stool specimens from pediatric patients before and after eradication therapy // J. Clin. Microbiol. — 2000. — Vol38. — P. 710-3714.

21. Malaty H.M, Logan N.D., Graham D.Y. et al. Helicobacter pylori infection in asymptomatic children: comparison of diagnostic tests // Helicobacter. — 2000. — Vol. 5. — P. 155-159.

22. Marshall B.J, Surveyor I. Carbon-14 urea breath test for the diagnosis of Campylobacter pylori associated gastritis // J. Nucl. Med. — 1988. — Vol. 29. — P.11-16.

23. Minami M, Ohta M, Ohkura T. et al. Use of a combination of brushing technique and loop-mediated isothermal amplification method as a novel, rapid, and safe system for detection of Helicobacter pylori. // J. Clin. Microbiol. — 2006. — Vol. 4. — P. 4032-4037.

24. Monteiro L, Gras N, Vidal R. et al. Detection of Helicobacter pylori DNA in human feces by PCR: DNA stability and removal of inhibitors.// J. Microbiol. Methods. — 2001. — Vol. 45. — P. 89-94.

25. Moulton-Barrett R, Triadafilopoulos G, Michener R. et al. Serum 13C-bicarbonate in the assessment of gastric Helicobacter pylori urease activity// Am. J. Gastroenterol. — 1993. — Vol. 88. —P. 369-374.

26. Patel P., Mendall MA., Khulusi S. et al. Salivary antibodies to Helicobacter pylori: screening dyspeptic patients before endoscopy// Lancet. — 1994. — Vol. 344. — P. 511-512.

27. Price A.B. The Sydney System: histological division // J. Gastroenterol. Hepatol. — 1991. — Vol. 6. —P. 209-222.

28. Puetz T., Vakil N., Phadnis S. et al. The Pyloritek test and the CLO test: accuracy and incremental cost analysis // Am. J. Gastroenterol. — 1997. — Vol. 92. — P. 254-257.

29. Queiroz D.M., Mendes E.N., Rocha G.A. Indicator medium for isolation of Campylobacter pylori // J. Clin. Microbiol. — 1987. — Vol. 5. — P. 2378-2379.

30. Ruzsovics A, Molnar B, Unger Z. et al. Determination of Helicobacter pylori cagA, vacA genotypes with real-time PCR melting curve analysis // J. Physiol. (Paris) — 2001. — Vol. 95. — P. 369-377.

31. Samarbaf-Zadeh A.R., Tajbakhsh S, Moosavian S.M. et al. Application of fluorescent in situ hybridization (FISH) for the detection of Helicobacter pylori // Med. Sci. Monit . — 2006. — Vol12. — P. 426-430.

32. Sodervik H.J., Raisanen S, Apaja-Sarkkinen M. et al. Microabscesses in gastric biopsies shown by acridine orange staining // Scand. J. Infect. Dis. — 1988. — Vol. 20. — P. 553-557.

33. Toulaymat M, Marconi S, Garb J. et al. Endoscopic biopsy pathology of Helicobacter pylori gastritis-Comparison of bacterial detection by immunohistochemistry and Genta stain. // Arch. Pathol. Lab. Med. — 1999. — Vol.123. — P.778-781.

34. Trakarnvanich V. Methylene blue staining of gastric tissue for the identification of Helicobacter pylori // Southeast Asian J. Trop. Med. Public Health. — 2007. — Vol. 38. — E 78-81.

35. Van der Hulst R.W.M., Verheul S.B, Weel J.F.L. et al. Effect of specimen collection techniques, transport media, and incubation of cultures on the detection rate of Helicobacter pylori // Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. — 1996. — Vol. 15. — P. 211-215.

36. Van Doorn L.J., Figueiredo C, Rossau R. et al. Typing of Helicobacter pylori vacA gene and detection of cagA gene by PCR and reverse hybridization // J. Clin. Microbiol. — 2000. — Vol. 8. — P. 2464.

37. Van Keeken N, Van Hattum E, de Boer W.A. Validation of a new commercially available dry rapid urease test for the diagnosis of Helicobacter pylori infection in gastric biopsies. // Neth. J. Med. - 2006. - Vol. 64. - P. 329-333.

38. Weiss J., Mecca J, Da Silva E. et al. Comparison of PCR and other diagnostic techniques for detection of Helicobacter pylori infection in dyspeptic patients. // J. Clin. Microbiol. - 1994. - Vol. 32. - P. 1663-1668.

УДК 616.24-002

39. Yodavudh S., Tangjitgamol S., Puengsa — art S. Mixture of carbol fuchsin and alcian blue staining of gastric tissue for the identification of Helicobacter pylori and goblet cell intestinal metaplasia.// Southeast Asian J Trop Med Public Health. — 2008. — Vol.3 9. — P. 253-259.

40. Zaitoun A.M. Use of Romanowsky type (Diff-3) stain for detecting Helicobacter pylori in smears and tissue sections // J. Clin. Pathol. — 1992. — Vol. 45. — P. 448-449.

ВЛИЯНИЕ АДАПТОГЕНОВ РАСТИТЕЛЬНОГО ПРОИСХОЖДЕНИЯ НА ИНТЕНСИВНОСТЬ ПРОЦЕССОВ ПЕРЕКИСНОГО ОКИСЛЕНИЯ ЛИПИДОВ ПРИ ОСТРОЙ БРОНХОЛЕГОЧНОЙ ПАТОЛОГИИ У ЛИЦ ПРИЗЫВНОГО ВОЗРАСТА

Сергей Тихонович Кохан1*, Петр Петрович Коновалов2, Линар Анасович Ахметянов3, Лариса Николаевна Шантанова4

1 Читинский государственный университет,2354 Окружной военный клинический госпиталь, г. Екатеринбург, 3361 Военный госпиталь, г. Казань,4 Институт общей и экспериментальной биологии Бурятского научного центра Сибирского отделения РАН, г. Улан-Удэ

Реферат

Исследована возможность коррекции свободнорадикального окисления липидов сыворотки крови в условиях воспаления легочной ткани путем включения в состав базовой терапии фитопрепарата — Аруры-7. Показано, что использование растительного адаптогена в комплексной терапии внебольничных пневмоний в большей степени препятствует накоплению продуктов перекисного окисления липидов сыворотки крови, нормализует показатели антиоксидантной системы организма.

Ключевые слова: адаптогены, перекисное окисление липидов, внебольничная пневмония.

THE EFFECTS OF VEGETABLE ADAPTOGENS ON THE INTENSITY OF LIPID PEROXIDATION DURING ACUTE BRONCHIAL AND PULMONARY PATHOLOGY

IN MILITARY AGE PATIENTS

S.T. Kokhan1*, P.P. Konovalov2, LA. Akhmetyanov3, L.N. Shantanova4

'Chita State University,2354 District Military Clinical Hospital, Yekaterinburg city, 3361 Military Hospital, Kazan city, Russia 4Institute of General and Experimental Biology, Siberian Branch of the Russian Academy of Sciences,

Ulan-Ude

Summary

Studied was the possibility of correction of free radical lipid peroxidation in blood serum during inflammation of lung tissue by the inclusion into the basic therapy of a phytopreparation - Aroura-7. It was shown that the use of a herbal adaptogen in the treatment of community-acquired pneumonia to a greater extent prevents the accumulation of lipid peroxidation products in blood serum, and normalizes the anti-oxidative system features of the body. Key words: adaptogens, lipid peroxidation, community-acquired pneumonia.

В настоящее время не вызывает сомнения, что многие заболевания органов дыхания, в том числе пневмонии, вызывают развитие окислительного стресса, который может, в свою очередь, стать причиной развития иммунной недостаточности и, как следствие, хронизации патологического процесса в легких [4, 11]. Основным фактором регуляции процессов свободнорадикального окисления (СРО) является состояние антиоксидантой системы (АОС) органов и тканей [2, 5, 12, 13]. Однако известно, что лекарственные препараты группы адаптогенов, повышая сопротивляемость организма к широкому кругу неблагоприятных факторов внешней и внутренней среды и обладая антиок-сидантным действием, способствуют стабилиза-

* Автор для переписки: SKokhan@yandex.ru

ции показателей перекисного окисления липидов (ПОЛ) в условиях воспаления. Перспектива использования фитотерапевтических средств в комплексной терапии пневмоний в качестве стресс-корректоров прооксидантного воздействия [7, 9, 10, 13] представляет несомненный интерес.

Цель настоящего исследования — изучение влияния адаптогенов растительного происхождения, содержащихся в фитосборе «Арура-7» в сочетании с базовой терапией на интенсивность показателей перекисного окисления липидов и антиоксидантной системы организма у больных внебольничной пневмонией.

Для достижения указанной цели нами проводилось комплексное лабораторное обследование 50 пациентов (молодых мужчин в возрасте 18-20 лет) с диагнозом внебольничной пневмонии (ВП),