СПОСОБ МОДЕЛИРОВАНИЯ АУТОИММУННОГО ООФОРИТА
METHOD OF MODELLING AUTOIMMUNE OOPHORITIS

Изобретение относится к медицине, конкретно к экспериментальной гинекологии, и касается способов моделирования аутоиммунного оофорита.
Известны способы моделирования аутоиммунного оофорита путем удаления тимуса в неонатальном периоде у мышей [7, 8, 13-15], с помощью введения Т-лимфоцитов от здоровых мышей изогенным мышам с проведенной тимэктомией [5, 7, 14], с использованием неочищенного антигена с помощью ксеногенных и аллогенных антител [7, 10-12, 16], очищенного антигена, такого как ZP3 [2, 3, 6, 7, 9].
Сущность моделирования путем удаления тимуса в неонатальном периоде у мышей состоит в следующем. На третьи сутки после рождения у мышей производят тимэктомию. Данная модель позволяет изучить аутоиммунное воспаление в яичниках, а также манифестацию аутоиммунных процессов в других органах, таких как щитовидная железа и желудок. Однако модель имеет недостатки: процедура тимэктомии травматична для экспериментального животного, микрохирургическая техника операции с высоким риском витальных исходов, аутоиммунный процесс носит системный характер, так как нарушается общий процесс регуляции клеточного иммунитета, что затруднит дальнейшее изолированное изучение аутоиммунного оофорита, длительность эксперимента с объективными критериями сформировавшегося аутоиммунного оофорита достигает 14 недель.
При осуществлении моделирования с помощью введения Т-лимфоцитов тимэктомированным мышам пересаживают CD4+CD8+-тимоциты в неонатальном периоде от здоровых изогенных взрослых мышей. Однако данный метод ограничен возможностями воспроизводства тимэктомии и пересадки CD4+CD8+-тимоцитов, не является специфичным в отношении аутоиммунного оофорита, развитие аутоиммунного оофорит и гастрита возможно только в 50-75% реципиентов.
Способ моделирования аутоиммунного оофорита с использованием очищенного антигена ZP3 заключается в иммунизации экспериментальных животных (кроликов, мышей, крыс) специально приготовленным экстрактом белка zona pellucida (ZP3) путем внутривенного или подкожного введения. Данная модель аутоиммунного оофорита носит специфичный характер, высокую стабильность воспроизведения. Однако приготовление экстракта дорогостоящее.
Наиболее близким к предлагаемому является способ моделирования аутоиммунного оофорита с использованием неочищенного антигена, предложенный Алексеевой И.Н., Брызгиной Т.М., Сухиной B.C., Макогон Н.В., Вознесенской Т.Ю., Грушкой Н.Г. [2], за основу которого взят способ Спасокукоцого Ю.А. при исследовании им цитотоксических сывороток [3]. В качестве экспериментальных животных авторами были выбраны мыши линии СВА массой 18-20 г. При воспроизведении иммунного поражения яичников с помощью ксеногенных антиовариальных антител использовали антитела, полученные путем иммунизации кроликов водно-солевым экстрактом яичника мышей. Из сыворотки иммунизированных кроликов выделяли гамма-глобулиновую фракцию методом высаливания сернокислым аммонием. Гамма-глобулин в дозе 0,2 мг белка вводили мышам внутривенно 3 дня подряд. Через 24 ч мышей умерщвляли под нембуталовым наркозом и выделяли яичники. При воспроизведении иммунного поражения яичников с помощью иммунизации тканью аллогенного яичника мышей на первом этапе иммунизировали подкожным введением водно-солевого экстракта яичников беспородных мышей в дозе 2 мг белка в полном адъюванте Фрейнда. В дальнейшем проводили иммунизацию возрастающими дозами антигенного материала внутривенно (0,5; 0,75; 1,0 и 1,4 мг белка на мышь) через двое суток на третьи. Через 6 сут после последнего введения проводили исследования яичников.
К недостаткам прототипа следует отнести достаточно длительные сроки формирования при исполнении модели с использованием ксеногенных антител, сложность осуществления внутривенного введения аллогенных антигенов и ксеногенных антител. К тому же при введении ксеногенных антиовариальных антител нарушается патогенез развития аутоиммунного оофорит, имеющий значение в клинике.
Новой технической задачей, решаемой данным изобретением, является приближение патоморфологических изменений, патогенетических особенностей (условий формирования) аутоиммунного оофорита в эксперименте к таким, которые имеют значение в клинике, а также сокращение сроков моделирования, повышение стабильности воспроизведения, уменьшение экономических затрат, расширение области использования данной модели.
Для решения поставленной задачи в способе моделирования аутоиммунного оофорита, заключающемся в проведении иммунизации беспородных крыс-самок антигеном, представляющим собой экстракт яичников интактных животных, антиген дополнительно очищают трехкратным замораживанием, вводят крысам-самкам внутрибрюшинно в фазе покоя эстрального цикла в дозе 20 мкг/мл пятикратно через день.
Данные отличительные признаки облегчают приготовление аллоантигена, сокращают сроки моделирования. Внутрибрюшинное введение позволяет облегчить технически осуществление модели, а также позволяет достичь новых положительных эффектов, а именно приблизить патоморфологические изменения, патогенетические особенности к таким, которые имеют значение в клинике, повышают стабильность воспроизведения, расширяют область использования данной модели.
Предлагаемый способ апробирован на 36 беспородных половозрелых белых крысах-самках в отделе экспериментальной физиологии и хирургии Центральной научно-исследовательской лаборатории Сибирского государственного медицинского университета. Эксперимент согласован с этическим комитетом ГОУ ВПО СибГМУ Росздрава (протокол №1231 от 21.12.2009 г.). Таким образом, техническое решение соответствует критериям изобретения «новизна», «изобретательский уровень», «промышленно применим».
Способ осуществляют следующим образом
В качестве экспериментального материала используют половозрелых белых беспородных крыс-самок (массой 180-220 г), находящихся в фазах покоя (метаэструс, диэструс) эстрального цикла.
Под ингаляционным наркозом парами эфира производят декапитацию интактному животному. С помощью нижней срединной лапаротомии извлекают яичники с соблюдением условий стерильности. Яичники тщательно очищают от жировой клетчатки и помещают в физиологический раствор в стерильной пробирке. Предварительно пробирку с физиологическим раствором взвешивают, для того чтобы затем определить массу находящихся в ней яичников. В стерильных условиях яичники измельчают ножницами, с помощью стерильного гомогенизатора растирают яичниковую ткань до однородной массы, суспендированной в физиологическом растворе, и помещают полученную суспензию в стерильную пробирку. При температуре бытовой морозильной камеры (-18-20°С) полученную взвесь замораживают трехкратно с оттаиванием до жидкой консистенции. Затем центрифугируют в течение 15 минут при 2500 об/мин. Надосадочную жидкость фильтруют в стерильных условиях. Полученную суспензию разводят физиологическим раствором из расчета 20 мкг ткани яичника на 1 мл, разливают в стерильные пробирки и используют для иммунизации. Хранят готовый экстракт в промышленной морозильной камере при температуре -70°С. Срок хранения до 3-х месяцев.
Готовый экстракт вводят экспериментальным животным в объеме 1 мл внутрибрюшинно при помощи инсулинового шприца с соблюдением правил асептики и антисептики пятикратно с интервалами между инъекциями один день.
Экспериментальных животных содержат в стандартных условиях вивария на обычном питании с добавлением овощей при дозированном освещении (12:12, свет с 8 часов). Ежедневно всех животных осматривают, отмечают их общее состояние, внешний вид, поведение, пищевую возбудимость и двигательную активность. Измеряют массу тела. Проводят кольпоцитологическое исследование для диагностики фазы эстрального цикла. Животных выводят из эксперимента под ингаляционным наркозом парами эфира в фазу диэструса, которую определяют кольпоцитологически, на 5, 10, 15 и 30-е сутки.
Доказательными критериями экспериментальной модели аутоиммунного оофорита являлись следующие:
- при аутопсии экспериментальных животных начальные проявления аутоиммунного оофорита были выявлены на 5-е сутки в виде единичных лейкоцитов, окружающих вторичные фолликулы (Фиг.2), нарушения микроциркуляции в виде пропотевания эритроцитов и выхода их в лютеиновую ткань, формирующихся типичных кист желтого тела [7], яичники в диаметре составили 0,7-1,0 см (при норме 0,5-0,6 см). На 30-е сутки эксперимента яичники в диаметре составили 0,3-0,4 см (при норме 0,5-0,6 см), характерный рисунок поверхности яичников отсутствовал, яичники имели гладкую поверхность или имели кисты, что по данным некоторых авторов является макроскопическим признаком аутоиммунного оофорита [Bannatyne et al., 1990, Lonsdale et al., 1991, Suh, 1992];
- антиовариальные антитела на 5-е сутки в сыворотке животных экспериментальной группы составили 1,52±1,05 U|ml, однако к 30-м суткам отмечено значимое увеличение антиовариальных антител до 10,7±2,16 U|ml (при 1,65±0,97 U|ml контроля), что является самым доказательным критерием сформировавшегося аутоиммунного процесса в яичниках.
Конкретный пример
В качестве экспериментального материала использовали половозрелую белую беспородную крысу-самку массой 180 г, находящуюся в фазах мета- и диэструса эстрального цикла, полученную в Центральном виварии Сибирского государственного медицинского университета. Эксперимент выполнялся на базе отдела экспериментальной физиологии и хирургии центральной научно-исследовательской лаборатории Сибирского государственного медицинского университета. Выводили животное из эксперимента на 30 сутки (в стадию диэструса, которую определяли кольпоцитологически) путем декапитации под ингаляционным наркозом парами эфира.
Под ингаляционным наркозом парами эфира производили декапитацию интактному животному. С помощью нижней срединной лапаротомии извлекали яичники с соблюдением условий стерильности. Яичники тщательно очищали от жировой клетчатки и помещали в физиологический раствор в стерильной пробирке. Предварительно пробирку с физиологическим раствором взвешивали для того, чтобы затем определить массу находящихся в ней яичников. В стерильных условиях яичники измельчали ножницами, с помощью стерильного гомогенизатора растирали яичниковую ткань до однородной массы, суспендированной в физиологическом растворе, и помещали полученную суспензию в стерильную пробирку. При температуре бытовой морозильной камеры (-18-20°С) полученную взвесь замораживали трехкратно с оттаиванием до жидкой консистенции. Затем центрифугировали в течение 15 минут при 2500 об/мин. Надосадочную жидкость фильтровали в стерильных условиях. Полученную суспензию разводили физиологическим раствором из расчета 20 мкг ткани яичника на 1 мл, разливали в стерильные пробирки и использовали для иммунизации. Хранили готовый экстракт в промышленной морозильной камере при температуре -70°С. Срок хранения до 3-х месяцев.
Готовый экстракт вводили экспериментальному животному в объеме 1 мл внутрибрюшинно при помощи инсулинового шприца с соблюдением правил асептики и антисептики пятикратно с интервалами между инъекциями один день.
Животное выводили из эксперимента путем декапитации под ингаляционным наркозом парами эфира в фазу диэструса, которую определяли кольпоцитологически, на 30 сутки.
Тотчас после взятия яичники фиксировали в 10% растворе формалина, заливали в парафин и после приготовления срезов толщиной 4-5 мкм окрашивали гематоксилином и эозином, по Ван-Гизону. Гистологическое исследование проводили на кафедре гистологии, цитологии и эмбриологии Сибирского государственного медицинского университета.
При вскрытии брюшной полости животного, выведенного на 30 сутки из эксперимента, отмечено небольшое количество экссудата, маточные рога и яичники с обеих сторон гиперемированы, спаечный процесс не выражен. При гистологическом исследовании в яичниках обнаружена картина воспалительного процесса. В области сосудов венозного типа видны клеточные инфильтраты, содержащие мононуклеарные клетки. Сосуды венозного типа в мозговом веществе яичников умеренно полнокровны, отмечаются явления стаза форменных элементов крови. В области формирования воспалительных инфильтратов обнаруживаются клетки с явлениями кариопикноза. Вторичные и третичные фолликулы подвержены дегенеративным изменениям, которые проявляются деструкцией и цитолизом овоцитов, ядра овоцитов не обнаруживаются. В некоторых овоцитах выявляется утолщение блестящей зоны.
По предложенной методике нами создана модель аутоиммунного оофорита у 36 экспериментальных животных (беспородные белые половозрелые крысы-самки массой 180-220 г). Необходимо отметить относительную простоту воспроизведения модели аутоиммунного оофорита, отсутствие летальных исходов у экспериментальных животных, стабильное воспроизведение полученных результатов.
Результаты исследований
Эксперимент был проведен на 36 половозрелых беспородных крысах-самках, у которых был создан аутоиммунный оофорит. Контролем служили интактные животные (10 особей) одного возраста с подопытными и содержащиеся вместе с ними в стандартных условиях вивария. Взятие контрольного материала производили на 15-е и 30-е сутки одновременно с экспериментальными для учета возрастных изменений. В качестве экспериментального материала выбраны крысы, так как у крыс механизмы регуляции овариально-менструального цикла близки к таковым у женщин и в отличие от других лабораторных животных происходит спонтанная овуляция.
При вскрытии брюшной полости визуально изучали состояние органов брюшной полости: наличие и характер выпота, состояние брюшины, измеряли и взвешивали яичники, отмечали их цвет, характер структуры коркового слоя, наличие фолликулов, кист, кровоизлияний. Всем животным проводили кольпоцитологическое исследование для определения стадии эстрального цикла. Сразу после взятия яичники фиксировали в жидкости Карнуа и нейтральном формалине, заливали в парафин и после приготовления срезов толщиной 5 мкм окрашивали гематоксилином и эозином, по Ван-Гизону, проводили ШИК-реакцию. Гистологические исследования выполнены на кафедре гистологии, эмбриологии и цитологии Сибирского государственного медицинского университета.
При вскрытии брюшной полости животных экспериментальной группы во всех точках исследования отмечалось наличие серозно-геморрагического экссудата в умеренном количестве. Спаечный процесс практически отсутствовал, яичники лежали свободно в брюшной полости. Маточные рога, яйцеводы и яичники умеренно гиперемированы, отмечался выраженный сосудистый рисунок. В отличие от животных контрольной группы, в экспериментальной группе яичники были с менее выраженным фолликулярным аппаратом. Размеры яичников в экспериментальной группе на 5-е, 10-е, 15-е сутки эксперимента увеличивались на 0,2-0,3 мм, однако к 30 суткам становились меньше на 0,1-0,2 мм по сравнению с яичниками контрольной группы (Фиг.1).
Кольпоцитологически у животных экспериментальной группы во всех точках исследования отмечалась стадия диэструса, которая отражает стадию функционального покоя. У животных контрольной группы мазки соответствовали фазам эстрального цикла.
При детальном изучении гистологических препаратов яичников на 5-е сутки экспериментального воспаления обнаруживали единичные лейкоциты, окружающие вторичные фолликулы (Фиг.2). В большом количестве встречались желтые тела с нарушениями микроциркуляции в виде пропотевания эритроцитов и выхода их в лютеиновую ткань. Также отмечено наличие формирующихся типичных кист желтого тела.
К 10-м суткам отмечалось более выраженное нарушение гемодинамики, проявляющееся престазом и стазом форменных элементов (Фиг.3), многочисленными кровоизлияниями в желтые тела (Фиг.4). Также обнаружено прикраевое расположение лейкоцитов, миграция их через сосудистую стенку (Фиг.3). Генеративный аппарат яичников на 10 сутки эксперимента характеризовался невыраженной десквамацией фолликулярного эпителия, отеком стромы, отеком цитоплазмы овоцитов, повышенной конденсацией хроматина в их ядрах (Фиг.5).
На 15-е сутки помимо вышеописанных изменений наблюдались выраженные расстройства микроциркуляции с явлениями тромбоза (Фиг.6). Отмечалась массивная инфильтрация лейкоцитами стенки желтых тел и фолликулов (Фиг.7, 8). В фолликулярном аппарате обнаружены отек межклеточного вещества, деструкция овоцитов, дискомплексация и десквамация фолликулярного эпителия (Фиг.7).
На 30-е сутки экспериментального воспаления большинство растущих фолликулов деструктивно изменены, в их полостях обнаружены лейкоциты (Фиг.9). Вблизи разрушенных фолликулов обнаруживаются тканевые базофилы (Фиг.10).
В контрольной группе при гистологическом исследовании яичники имели обычное строение.
Вышеописанные изменения соответствуют представленным в литературе описаниям измененных яичников при аутоиммунном оофорите [6, 7, 9, 11].
Таким образом, для приближения патоморфологических изменений, патогенетических особенностей аутоиммунного оофорита в эксперименте к таким, которые имеют значение в клинике, а также сокращения сроков моделирования, повышения стабильности воспроизведения и расширения использования данной модели предложено внутрибрюшинное введение очищенного трехкратным замораживанием аллоантигена в дозе 20 мкг/мл.
При моделировании аутоиммунного оофорита изменения возникли в 100% случаев. Изучение морфологии яичников в динамике показало наличие лейкоцитарной инфильтрации в фолликулярном окружении от умеренно выраженной на 5-е сутки до массивных инфильтратов с присутствием тканевых базофилов на 30-е сутки. Обнаружены нарастающие деструктивные изменения в фолликулярном аппарате до полной деструкции большинства овоцитов и их окружения на 30-е сутки. Были выявлены гемодинамические нарушения вплоть до массивных кровоизлияний с тромбозами в фолликулярном аппарате и его окружении на 30 сутки, сформированные лютеиновые кисты к 30-м суткам эксперимента.
Разведение и доза аллоантигена подобрана нами экспериментально в предварительной серии опыта и основывалась на результатах исследования Алексеевой И.Н., Брызгиной Т.М., Сухиной B.C., Макогона Н.В., Вознесенской Т.Ю., Грушки Н.Г. (2006) с учетом видовых особенностей экспериментальных животных. В процессе эксперимента доза аллоантигена была неизменной, так как модель приближена к клиническому течению аутоиммунного оофорита, триггером которого не является возрастающая антигенная нагрузка во времени. Внутрибрюшинный способ введения выбран, так как яичники не имеют брюшинного покрова, а сама брюшина обладает высокой способностью всасывать продукты жизнедеятельности благодаря многочисленным сосудам, снабжающим органы, лежащие внутрибрюшинно. Эксперимент осуществляли в фазы покоя эстрального цикла (метаэструса, диэструса) для снижения толерантности животных к инфекции [Пастухов М.И. 1970; Петрова М.С. 1999; Тихоновская О.А. 2000].
Предлагаемый способ позволяет создать модель аутоиммунного оофорита у экспериментальных животных (беспородных половозрелых крыс-самок массой 180-220 г).
Необходимо отметить относительную простоту воспроизведения данной модели, отсутствие летальных исходов у экспериментальных животных, стабильное воспроизведение полученных результатов, относительно небольшие сроки моделирования.
Предлагаемая модель аутоиммунного оофорита позволяет более детально изучить звенья патогенеза и провести апробацию новых схем терапии данной патологии.
Источники информации
1. Айламазян Э.К., Габелова К.А., Гзгзян A.M., Потин В.В. Аутоиммунный оофорит (патогенез, диагностика, перспективы лечения). // Акушерство и гинекология. - 2002. - №2. - С.7-9.
2. Алексеева И.Н., Брызгина Т.М., Сухина B.C., Макогон Н.В., Вознесенская Т.Ю., Грушка Н.Г. Изменения в тимусе и лимфоузлах при иммунном повреждении яичников у мышей. // Проблемы репродукции. - 2006. - №4. www.mediasphera.ru
3. Спасокукоцкий Ю.А. Действие цитотоксических специфических сывороток на половые железы. - Киев: «Наумкова Думка», 1977. - 169 с.
4. Царегородцева М.В. Патогенетические аспекты формирования аутоиммунного оофорита при хронических воспалительных заболеваниях органов малого таза и его восстановительная терапия. // Аг-инфо. - 2007. - №2. - С.32-36.
5. Damjanovic M. Experimental autoimmune oophoritis. II. Both Iymphoid cells and antibodies are successful in adoptive transfer / Autoimmunity. - 1991. - Vol.9. - P.217-223.
6. Damjanovic M., Janovic B.D. Experimental autoimmune oophoritis. 1. Inhibition of fertility in rats isoimmunized with homogenates of the ovary / Am J Reprod Immuno. - 1989. - Vol.l20. - P.1-8.
7. Hoek A., Schoemaker J., Drexhage H.A. Premature ovarian failure and ovarian autoimmunity // edrv.endocjournals.org the endocrine society. - 1997. - Vol.18, №1. - P. 107-134.
8. Ivanova M., Bourneva V., Gitsov L., Angelova Z. / Experimental immune oophorit is as a model for studying the thymus ovary interaction. I. Morphological studies / Am J Reprod Immunol. - 1984. - Vol.6. - P.99-106.
9. Jankovic B.D., Markovic B.M., Petrovic S., Isakovic K. Experimental autoimmune oophoritis in the rat / Eur J Immuno. - 1973. - Vol.13. - P.375-377.
10. Peterson M., Koothan P. Thillai, Morris Keith D., O'Byrne Kevin Т., Braude P., Williams A., Aitken R. John. Analysis of the contraceptive potential of antibodies against native and deglycosylated porcine ZP3 in vivo and in vitro / Biology of reproduction. - 1992. - Vol.46. - P.523-534.
11. Rhim Sung Нее, Millar Sarah E., Robey F., Luo An-Ming, Lou Ya-Huan, Yule Т., Allen P., Dean J., Tung S.K. Kenneth. Autoimmune disease of the ovary induced by a ZP3 peptide from the mouse zona pellucida // Journal clin invest. - January 1992. - Vol.89. - P.28-35.
12. Skinner S.M., Mills Т., Kirchick H.J., Dunbar B.S. Immunization with zona pellucid proteins results in abnormal ovarian follicular differentiation and inhibition of gonadotropin-induced steroid secretion / Endocrinology. - 1984. - Vol.115. - P.2418-2432.
13. Smith H., Chen I.M., Kubo R., Tung K.S. Neonatal thymectomy results in a repertoire enriched in Т cells deleted in adult thymus / Science. - 1989. - Vol.245. - P.749-752.
14. Taguchi O., Nishizuka Y. Autoimmune oophoritis in the thymectomized mice: Т cell requirement in the adoptive cell transfer / Clin Exp Immunol. 1980. - Vol.42. -P. 324-331.
15. Taguchi 0., Nishizuka Y., Sakakura Т., Kojima A. Autoimmune oophoritis in thymectomized mice: detection of circulating antibodies against oocytes / Clin Exp Immunol. - 1980. - Vol.40. - P. 540-553.
16. Wood D.M., Liu C., Dunbar B.S. The effect of all immunization and heteroimmunization with zonae pellucidae on fertility in rabbits / Biol Reprod. - 1981. - Vol.25. - P.439-450.
Приложение
Подписи к иллюстрациям
Фиг.1. Яичники крыс (после фиксации в нейтральном формалине) на 30 сутки эксперимента: а - яичник интактной крысы; б - яичник крысы после 5-тикратного введения аллоантигена.
Фиг.2. Единичные лейкоциты в области вторичного фолликула на 5-е сутки моделирования. Окраска гематоксилином и эозином. Ув. 700.
Фиг.3. Гемодинамические нарушения в мозговом веществе яичника на 10-е сутки моделирования. Престаз и стаз форменных элементов. Прикраевое расположение лейкоцитов. Миграция лейкоцитов и эритроцитов через сосудистую стенку. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.400.
Фиг.4. Фрагмент желтого тела. Многочисленные кровоизлияния в вещество желтого тела. 10-е сутки моделирования. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.400.
Фиг.5. Вторичный фолликул, дистрофия овоцита, десквамация фолликулярного эпителия. 10-е сутки моделирования. Окраска а - гематоксилином и эозином; б - по Ван-Гизону. Ув.150.
Фиг.6. Гемодинамические нарушения в мозговом веществе яичника на 15-е сутки моделирования. Явления тромбоза. Отек межклеточного вещества. Престаз и стаз форменных элементов. Прикраевое расположение лейкоцитов. Миграция лейкоцитов и эритроцитов через сосудистую стенку. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.200.
Фиг.7. а - Вторичный фолликул, деструкция овоцита, дискомлексация и десквамация фолликулярного эпителия; б - вторичные фолликулы, деструкция ооцита. 15-е сутки моделирования. Окраска а. - по Ван-Гизону; б - гематоксилином и эозином. Ув.200.
Фиг.8. Кровоизлияние в желтое тело на 15-е сутки моделирования. Массивная инфильтрация в стенку желтого тела. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.200.
Фиг.9. - Полная деструкция третичного фолликула с явлениями миграции лейкоцитов в его полость. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.200.
Фиг.10. Деструкция фолликулярного аппарата. Инфильтрация. Тканевые базофилы в области деструкции (стрелки). 30-е сутки моделирования. ШИК-реакция. Ув.200.
Фиг.11. Массивная инфильтрация в области вторичного фолликула. Третичный фолликул с деструкцией овоцита. Кровоизлияние в стенку третичного фолликула. Окраска гематоксилином и эозином. Ув.200.