Современный взгляд на скрининг и диагностику эндогенного гиперкортицизма

Современный взгляд на скрининг и диагностику эндогенного гиперкортицизма

К.м.н. Ж.Е. БЕЛАЯ*, д.м.н. Л.Я. РОЖИНСКАЯ, акад. Г.А. МЕЛЬНИЧЕНКО, акад. И.И. ДЕДОВ Current views of the screening and diagnostics of endogenous hypercorticism

ZH.E. BELAYA, L.YA. ROZHINSKAYA, G.A. MELNICHENKO, I.I. DEDOV ФГБУ «Эндокринологический научный центр» МЗ РФ, Москва

Обзор посвящен современным методам диагностики эндогенного гиперкортицизма. Наряду с эпидемиологическими данными и клинической картиной обсуждается выделение групп риска и выбор пациентов для скрининга. Основное внимание уделяется наиболее информативным диагностическим тестам, простым для выполнения и интерпретации (определение кортизола в суточной моче, малая проба с дексаметазоном, кортизол в вечерней слюне), оценке их чувствительности, специфичности и точек разделения. Детально описаны правила проведения и ограничения, свойственные каждому диагностическому тесту. Кроме того, предложен алгоритм проведения двух тестов и более с целью снижения максимальной чувствительности и специфичности результата. Методы скрининга ориентированы на врачей общей практики и смежных специальностей и должны использоваться для установления диагноза (но не определения генеза) эндогенного гиперкортицизма врачом-эндокринологом.

Ключевые слова: эндогенный гиперкортицизм, диагностика, свободный кортизол в слюне, свободный кортизол в моче, малая проба с дексаметазоном.

The present review is concerned with the up-to-date methods currently available for diagnostics of endogenous hypercorticism. The clinical picture of this condition is considered in conjunction with the epidemiological data, identification of risk groups and the choice of the patients for the screening studies. The main attention is given to the diagnostic modalities of the highest informative value, technically simple and providing readily interpretable results, viz. measurement of cortisol in daily urine, minor dexamethasone test, determination of cortisol in evening saliva). The estimation of sensitivity of these techniques, their specificity, and cut-off values is discussed. The procedures and limitations of each test are described in much detail. In addition, an algorithm for the performance of two or more tests is proposed allowing to lower the maximum sensitivity and specificity levels of the determination. The methods of screening are presented in such a way as to facilitate their practical application by the general practitioners and specialists in related disciplines for the establishment of diagnosis of endogenous hypercorticism (but not elucidation of its origin).

Key words: endogenous hypercorticism, diagnostics, salivary free cortisol, free cortisol in daily urine, minor dexamethasone test.

Эндогенный гиперкортицизм — заболевание, обусловленное гиперпродукцией кортизола, впервые описано ровно 100 лет назад [1]. Наиболее частой его причиной является повышенная секреция АКТГ опухолью гипофиза (80—85%); реже АКТГ продуцирует карциноидная опухоль любой локализации (5—10%) или имеет место первичная патология надпочечников (10—20%) [2—4]. Ежегодно выявляется 2—3 новых случая эндогенного гиперкортицизма на миллион человек [5]. Симптомы эндогенного гиперкортицизма чрезвычайно разнообразны и неспецифичны [6]. На рис. 1 перечислены наиболее яркие изменения внешности при гиперкортицизме. Однако все чаще в клинической симптоматике начинает доминировать одно из осложнений или проявлений гиперкортицизма, и усилия врачей, часто безуспешные, направлены на их коррекцию. Действительно, на фоне пандемии ожирения самый частый симптом гиперкортицизма — прибавка массы тела [7] — может классифицироваться как алиментарно-конституциональное ожирение, а гипертония, дис-липидемия, нарушение толерантности к углеводам, отсутствие менструаций и снижение либидо — как

проявления метаболического синдрома [2, 6]. Другие осложнения эндогенного гиперкортицизма (остео-пороз, психические нарушения, в частности депрессия) также широко распространены [8].

Неудивительно, что при активном скрининге среди пациентов с симптомами эндогенного гипер-кортицизма выявляемость заболевания значительно возрастает. Среди больных с плохо контролируемым сахарным диабетом эндогенный гиперкортицизм обнаруживается в 2—5% случаев [9, 10]. Среди 219 пациентов, обследованных по поводу идиопатиче-ского остеопороза, гиперкортицизм был выявлен в 4,8% случаев [11]. Скрининг пациентов с артериальной гипертензией подтвердил эндогенный гипер-кортицизм у 4% [12]. У 1 из 250 женщин с гирсутиз-мом причиной изменения внешности была болезнь Иценко—Кушинга [13]. Вместе с тем в отсутствие своевременной диагностики и соответствующего лечения 5-летняя выживаемость больных с эндогенным гиперкортицизмом составляет лишь 50% [14], но даже при паллиативном лечении — двусторонней адреналэктомии — достигает 86% [15]. При своевременной диагностике и лечении ремиссии удается

© Коллектив авторов, 2012 ПРОБЛЕМЫ ЭНДОКРИНОЛОГИИ, 4, 2012

*e-mail: jannabelaya@gmail.com

добиться в 80% случаев, и смертность пациентов в ремиссии не отличается от популяционной [16].

Таким образом, скрининг пациентов на гипер-кортицизм и своевременная диагностика позволяют сократить летальность и часто полностью излечить пациента. Терапевты, врачи общей практики, врачи смежных специальностей могут заподозрить эндогенный гиперкортицизм и провести тесты скрининга. Однако ввиду специфических сложностей поиска источника гиперсекреции кортизола компенсации осложнений и лечения этих больных, в дальнейшем пациенты должны быть направлены в крупные высокоспециализированные эндокринологические клиники.

Настоящий обзор литературы посвящен наиболее информативным и доступным методам скрининга и диагностики (но не дифференциального диагноза) гиперкортицизма.

Выбор пациентов для проведения скрининга

Скрининг для выявления гиперпродукции кор-тизола наиболее оправдан среди следующих категорий пациентов [17]:

1) молодые люди с необычными проявлениями для их возраста (например, остеопороз с низкотравматичными переломомами, плохо контролируемый сахарный диабет и ожирение, артериальная гипер-тензия, аменорея у женщин и снижение полового влечения у мужчин);

2) пациенты с изменениями внешности и множеством разнообразных клинических проявлений (см. рис. 1);

3) дети с задержкой роста в сочетании с увеличением массы тела;

4) пациенты со случайно выявленным новообразованием надпочечника.

Основные подходы к диагностике

Для первоначального скрининга рекомендуются следующие тесты [2, 6, 17]:

A) определение уровня свободного кортизола в суточной моче;

Б) определение уровня свободного кортизола в слюне, собранной пациентом в вечернее время (в 23:00);

B) малая проба с дексаметазоном (определение уровня кортизола в крови утром после приема 1 мг дексаметазона накануне в 23:00).

Другие исследования для диагностики эндогенного гиперкортицизма [длинный тест с дексаме-тазоном (2 мг в день в течение 48 ч); исследование уровня кортизола в сыворотке крови в 23:00 у бодрствующего или спящего пациента] более трудоемки или требуют госпитализации пациента и поэтому не предлагаются в качестве первых методов скрининга [17].

Существуют общие ограничения для всех методов диагностики эндогенного гиперкортициз-ма [17]: беременность, прием глюкокортикоидных гормонов (перед проведением скрининга важно собрать информацию обо всех медикаментах, получаемых пациентом перед появлением клинических симптомов или в настоящее время, чтобы исклю-

Рис. 1. Клинические проявления и осложнения эндогенного гиперкортицизма.

чить ятрогенный гиперкортицизм); острые инфекционные заболевания; обострение хронических заболеваний; тяжелые соматические заболевания (почечная и печеночная недостаточность), терминальные состояния, острые периоды инсульта и инфаркта; диагностированные злокачественные новообразования; тяжелые психические расстройства; злоупотребление алкоголем (диагноз хронического алкоголизма или употребление крепких алкогольных напитков ежедневно).

При указанных состояниях интерпретация результатов исследования затруднительна или невозможна.

Ввиду низкой диагностической информативности не рекомендуется использовать случайное определение уровня кортизола в слюне или сыворотке крови, а также АКТГ, в том числе в утренние часы, исследовать мочу на 17-кетостероиды, проводить тест толерантности к инсулину с определением кортизола, тест с лоперамидом. Нецелесообразно проводить тесты, которые используются для дифференциальной диагностики уже установленного гиперкортицизма (например, ритм АКТГ, большая проба с дексаметазоном (8 мг)).

Методы визуализации (МРТ, КТ и т.д.) оправданы уже после лабораторного подтверждения ги-перкортицизма из-за высокой распространенности инсиденталом в популяции, а также высокой стоимости [17].

Свободный кортизол в суточной моче

Исследование свободного кортизола в моче для диагностики гиперкортицизма используется с 70-х годов XX века [18]. Почки выделяют свободный кортизол, не связанный с глобулином. Однако измерение кортизола в моче требует предварительной экстракции [19]. В качестве точки разделения предлагается верхняя граница нормального значения, разработанная для соответствующего метода, что позволяет добиться приблизительно 80—89% чувствительности и специфичности [20]. Некоторые исследователи [21] указывают на зависимость уровня кортизола в моче от пола. Кроме того, имеются данные [22] о более низкой информативности определения кортизола в суточной моче по сравнению с другими методами (малой пробой с дексаметазоном и кортизолом в вечерней слюне).

Сбор материала и ограничения метода

Важно удостовериться, что пациент собрал всю мочу за 24 ч. Первую утреннюю порцию мочи выливают. Сбор мочи начинается с пустого мочевого пузыря, затем собираются все порции мочи, в том числе первая утренняя порция на следующий день. Во время сбора моча должна находиться в холодильнике (не в морозильном отделении). Общий объем мочи измеряется с точностью до 50 мл [2, 6, 17]. Па-

циентам рекомендуется не увеличивать потребление жидкости в период сбора мочи. Известно, что употребление более 5 л жидкости достоверно увеличивает содержание свободного кортизола в моче [23]. Ухудшение функции почек, напротив, уменьшает содержание кортизола в моче. Ложноотрица-тельный результат наблюдается уже при умеренном снижении клиренса креатинина до 60 мл/мин; далее содержание кортизола в моче линейно снижается по мере ухудшения функции почек [24]. Кроме того, уровень кортизола в суточной моче выше у пациентов, принимающих карбамазепин, фенофибрат и синтетические глюкокортикоиды, а также препараты, которые изменяют активность фермента 11ß-гидроксистероиддегидрогеназы 1-го типа (содержащие корень солодки, карбеноксолон) [17].

Малая проба с дексаметазоном

У здоровых людей дексаметазон подавляет секрецию АКТГ и, следовательно, кортизола. У пациентов с эндогенным гиперкортицизмом подавления АКТГ в ответ на низкую дозу дексаметазона обычно не происходит [25]. Для повышения чувствительности теста точка разделения была снижена до 50 нмоль/л (уровень кортизола в крови после дек-саметазона) [17], что позволяет добиться высокой чувствительности (более 95%) и приемлемой специфичности (80%) [26].

Проведение малой пробы с дексаметазоном; ограничения метода

Дексаметазон в дозе 1 мг пациент принимает между 23:00 и 24:00; уровень кортизола в сыворотке определяют на следующее утро между 8:00 и 9:00. Использование более высоких доз дексаметазона не улучшает диагностических возможностей теста [17]. Нарушения всасывания и метаболизма дексаметазона могут ухудшать информативность теста. Препараты, повышающие активность цитохрома P4503A4, ускоряют метаболизм дексаметазона (фенобарбитал, фенитонин, карбамазепин, рифапен-тин, рифампецин, этосуксимид, пиоглитазон и др.). Препараты, подавляющие активность этого цито-хрома (апрепитант, итраконазол, ритонавир, флу-оксетин, дилтиазем, циметидин и др.), замедляют метаболизм дексаметазона [27]. Тяжелая патология печени и почек также изменяет метаболизм декса-метазона и делает тест неинформативным. Кроме того, у женщин, использующих гормональные контрацептивы, имеют ложно-положительный результат малой пробы с дексаметазоном в 50% случаев из-за увеличения содержания белка, связывающего кортизол в сыворотке [28].

Исследование кортизола в вечерней слюне

У здоровых людей уровень кортизола в сыворотке крови начинает повышаться к 03—04 ч утра, достигает пика в 07—09 ч утра и минимален в вечернее

время, когда человек готовится ко сну [29]. Нарушение циркадного ритма кортизола — наиболее характерное изменение при эндогенном гиперкортициз-ме органической природы [30, 31]. Таким образом, исследование кортизола в сыворотке или в слюне, собранной в вечернее время (23:00) рекомендуется как один из наиболее точных методов диагностики эндогенного гиперкортицизма. Исследование кор-тизола в слюне имеет ряд преимуществ по сравнению с его определением в крови в вечернее время. Сбор слюны выполняется самостоятельно пациентом в амбулаторных условиях, методика неинвазив-на и безболезнена, что минимизирует вероятность стресса. Слюна содержит свободный, стабильный кортизол, уровень которого не зависит от содержания кортизол-связывающего глобулина (тест можно использовать у женщин, получающих гормональные контрацептивы) и количества слюны [32—34]. Первые публикации по определению уровня кор-тизола в слюне методом радиоиммунного анализа (РИА) появились в 80-х годах прошлого века [34— 36]. Однако внедрение метода в клиническую практику было затруднено из-за очень большого разброса точек разделения (от 2,8 до 15,2 нмоль/л) при использовании как метода РИА, так и иммунофер-ментного анализа (ИФА) [22, 37—39]. Поиск новых способов определения кортизола в слюне показал, что референтный интервал и точки разделения отличаются в зависимости от метода анализа [40—42]. Согласно клиническим рекомендациям, изданным в США, рекомендуется определять кортизол в слюне методом ИФА или жидкостной хроматографии и масс-спектрометрии, что позволяет добиться чувствительности 92—100% и специфичности 93—100% [17]. К преимуществам масс-спектрометрии можно отнести высокую чувствительность метода и возможность отдельно измерять кортизон [43]. Однако метод дорогостоящий. Более детальное исследование масс-спектрометрии на большой выборке пациентов (249 пациентов, из которых у 47 больных был подтвержден эндогенный гиперкортицизм) показало низкую чувствительность (74,5%) при приемлемой специфичности (90,1%) метода для ранее предложенной верхней границы нормы 2,8 нмоль/л. Разработанная в ходе этого исследования точка разделения — 2,1 нмоль/л позволила добиться чувствительности 83% при специфичности в 84,2% [44].

Основные преимущества метода ИФА: простота, низкая стоимость и небольшой объем образца слюны, который требуется для анализа. Определение кортизола в слюне методом иммунолюминес-центного анализа (разновидность ИФА) было внедрено в РФ, в частности в эндокринологическом научном центре Н.П. Гончаровым [45].

В настоящее время все большую популярность приобретает электрохемилюминесцентный метод (ЭХЛА). Автоматизированные анализаторы одно-

временно выполняют большой спектр исследований, и результат анализа слюны на свободный кортизол может быть доступен в день сдачи образца, так как не нужно накапливать и предварительно замораживать слюну. Для ЭХЛА рекомендуется использовать коммерчески доступные пробирки для сбора слюны Salivette («Sarstedt», Германия) (рис. 2). При получении образцов слюны в одинаковых условиях уровень кортизола в пробирках для пассивного сбора слюны выше, чем при использовании Salivette, но результат, полученный с помощью Salivette, лучше коррелирует с уровнем общего и свободного кортизола в сыворотке [46].

Референтный интервал для метода ЭХЛА, по данным разных исследователей, демонстрирует хорошую воспроизводимость. M. Vogeser и соавт. [47] при исследовании кортизола в 23:00 у 100 здоровых добровольцев на анализаторе Elecsys 170 предложили верхнюю границу нормы (95-й процентиль) 8,9 нмоль/л. Отработка референтного интервала в российской популяции с участием 98 здоровых добровольцев, сдавших образцы слюны в 23:00, продемонстрировала близкий результат: верхняя граница нормы (97,5 процентиль) — 9,4 нмоль/л [48].

Рис. 2. Специализированная пробирка для сбора слюны — БаКуеНе.

Шваб помещается в ротовую полость на 2—3 мин, после достаточного пропитывания слюной, без усилий зубами возвращается в пробирку.

Однако точки разделения уровня кортизола в слюне для метода ЭХЛА варьировали от 4,5 до 14,2 нмоль/л при неизменно высокой чувствительности и специфичности [42, 49—52]. Анализ исследований, продемонстрировавших самое низкое и самое высокое значение точки разделения, позволяет предположить, что на выбор точки разделения влияет дизайн этих работ. В ретроспективном анализе случай—контроль пациенты с эндогенным гиперкортицизмом сравнивались со здоровыми людьми (точка разделения — 4,5 нмоль/л) [49] или пациентами с ожирением (точка разделения — 14,2 нмоль/л) [52]. Функциональный гиперкортицизм, наблюдавшийся у больных с ожирением, при прямом сравнении существенно изменяет результат.

В двух проспективных работах из Венгрии: пилотном (было подтверждено 9 пациентов с эндогенным гиперкортицизмом из 126 больных) [43] и последующем (23 пациента с манифестным гиперкортицизмом из 151 обследованных с любыми симптомами гиперкортицизма, в том числе, инсидента-ломами надпочечников) [51], предложенные точки разделения кортизола составили — 9,6 [43] и 9,9 нмоль/л [51] соответственно.

В российское исследование [48] включались пациенты с наиболее частым симптомом гиперкорти-цизма — прибавкой массы тела [7]. Точка разделения составила 9,4 нмоль/л (чувствительность — 84,4%, специфичность — 92,3%) среди больных с ожирением (45 пациентов с подтвержденным эндогенным гиперкортицизмом из 123) и 6,85 нмоль/л (чувствительность — 91,1%, специфичность — 96,9%) среди здоровых добровольцев [48].

Широкий разброс точек разделения в разных исследованиях, вероятно, объясняется разнородностью включенных лиц. Мы предлагаем использовать точку разделения (9,4 нмоль/л) — для диагностики эндогенного гиперкортицизма среди пациентов с избыточной массой тела и ожирением [48]. Эта точка разделения совпадает с 97,5 процентилем, выбранным для определения верхней границы нормы у здоровых добровольцев. Кроме того, в российском исследовании сравнивались диагностические возможности исследования кортизола в слюне методом ЭХЛА, ИФА и в ходе классической малой пробы с дексаметазоном [48]. Диагностические возможности тестов не различались. При однократном и двукратном исследовании кортизола в слюне методом ЭХЛА была выявлена хорошая воспроизводимость метода, однако диагностического преимущества у второго исследования выявлено не было [48].

Практические рекомендации по сбору слюны

и ограничения метода

Сбор слюны производится в 23:00 перед сном в спокойной домашней обстановке. Шваб (ватный тампон), находящийся в пробирке (см. рис. 2), па-

циент помещает в ротовую полость, опрокинув пробирку; держит в ротовой полости 2—3 мин, пока тампон не пропитается слюной, и затем зубами возвращает тампон в пробирку, не прилагая усилий. Пробирка со швабом помещается в холодильник (не в морозильное отделение). Содержание кортизола в слюне стабильно при комнатной температуре до 7 дней, а при хранении образца в холодильнике — даже несколько недель [53]. Все же нецентрифуги-рованный образец лучше отнести в лабораторию в более ранние сроки.

В слюнных железах присутствует 11р-гидрокси-стероиддегидрогеназа 2-го типа, которая превращает кортизол в кортизон [54], поэтому вещества, изменяющие ее активность (например, жевательный табак) необходимо исключить. Показано, что у курящих пациентов уровень кортизола в слюне выше, чем у некурящих [55]. Перед сбором слюны рекомендуется не есть, не чистить зубы и не употреблять напитки (кроме простой воды) в течение 30 мин, а от спиртных напитков и курения лучше воздерживаться целый день [17]. Пробирки центрифугируются в течение 2—3 мин при 1000 об/мин. Полученный образец слюны направляется на анализ методом ЭХЛА на автоматическом анализаторе Elecsys или Cobas

23:00 кортизол в слюне

ЭХЛА (9,4 нмоль/л) Чувствительность 84,4% Специфичность 92,3%

МПД (подавление ниже

50 нмоль/л) Чувствительность 100% Специфичность 89,7%

Оба теста положительные

Тесты Оба теста отрицательные

дискордантные

Подтверждение ЭГ (только 2 ложноположитепьных результата — специфичность 97,4%) [48]

Исключение ЭГ (ни одного ложноотрицательного результата) [48]

Дополнительные исследования

Суточный анализ мочи на кортизол

Исследование вечернего кортизола в сыворотке крови

Рис. 3. Алгоритм диагностики эндогенного гиперкортицизма.

Определение кортизола в слюне и малая проба с дексаметазоном обладают высокими диагностическими возможностями и легко выполнимы в амбулаторных условиях, поэтому именно эти два исследования рекомендуются в качестве первых тестов на эндогенный гиперкортицизм (ЭГ). При совпадении результатов этих тестов их диагностические возможности значительно повышаются. Если оба теста свидетельствуют о наличии ЭГ, вероятность ошибки составляет не более 2,5% (специфичность 97,5%). Напротив, если оба теста отрицательны, можно со 100% уверенностью исключить заболевание [48]. В случае дискордантного результата или в других сомнительных случаях возможно проведение двух дополнительных тестов: исследование кортизола в крови (в 23:00) и суточной моче.

фирмы «Хоффманн-Ла Рош», не требует предварительного замораживания или экстракции.

Определение кортизола в слюне неинформативно для пациентов со значительным кровотечением из десен, так как кортизол крови, попадая в слюну, может исказить результат. Вместе с тем К. Юу^Иап и соавт. [56] показали, что небольшое выделение крови вследствие интенсивной чистки зубов не влияет на уровень кортизола в слюне. Оценка биологического ритма кортизола неинформативна у людей, работающих в ночную смену и часто пересекающих часовые пояса [17].

На основании анализа диагностических возможностей различных методов, оптимизации чувствительности и специфичности, а также удобства и трудоемкости исследований для пациента и медицинского персонала, мы предлагаем алгоритм диагностики эндогенного гиперкортицизма (рис. 3).

Таким образом, современные методы скрининга пациентов с подозрением на эндогенный гиперкор-тицизм обладают хорошей диагностической информативностью и легко реализуемы пациентом и персоналом лаборатории. Скрининг на повышенную продукцию кортизола оптимально проводить среди пациентов с множеством клинических симптомов заболевания, среди молодых людей с патологией, не характерной для их возраста, а также с новообразованиями надпочечников. Для установления или исключения заболевания наиболее оправдано совпадение результатов двух тестов (оценка кортизола в слюне, собранной в 23:00 и малой пробы с дексаме-тазоном). Дополнительно, если результаты первых тестов не совпадают, рекомендуется исследование кортизола в суточной моче и кортизола в сыворотке крови, полученной в 23:00.

ЛИТЕРАТУРА

1. CushingH.W. The pituitary body and its disorders. Philadelphia: JB Lippincott Co 1912.

2. Дедов И.И., Мельниченко Г.А. Болезнь Иценко—Кушинга. М: УП Принт 2011; 342.

3. Newell-Price J., Bertagna X., Grossman A.B., Nieman L.K. Cush-ing's Syndrome. Lancet 2006; 367: 1605—1617.

4. Pivonello R., De Martino M.C., De Leo M., Tauchmanova L., Fag-giano A., Lombardi G., Colao A. Cushing's syndrome: Aftermath of the cure. Arq Bras Endocrinol Metab 2007; 51: 1381—1391.

5. Steffensen C., BakA.M., RubeckK.Z., Jorgensen J.O.L. Epidemiology of Cushing's syndrome. Neuroendocrinology 2010; 92: Suppl 1: 1—5.

6. Дедов И.И. Клиническая нейроэндокринология. М: УП Принт 2011; 343.

7. Boscaro M., Arnaldi G. Approach to the patient with possible Cushing's syndrome. J Clin Endocrinol Metabol 2009; 94: 3121— 3131.

8. Finding J.W., Raff H. Clinical review: Cushing's syndrome: important issues in diagnosis and management. J Clin Endocrinol Metabol 2006; 91: 3746—3753.

9. Catagri B., Rigaleau V., Poussin A., Ronci-Chaix N., Bex V., Veg-not V., Gin H., Roger P., Tabarin A. Occult Cushing's syndrome in type-2 diabetes. J Clin Endocrinol Metabol 2003; 88: 5808—5813.

10. Leibowitz G., Tsur A., Chayen S.D., Salameh M., Raz I., Gerasi E., Gross D.J. Pre-clinical Cushing's syndrome an uexpected frequent cause of poor glycaemic control in obese diabetic patients. Clin Endocrinol (Oxford) 1996; 44: 717—722.

11. Chiodini I., Mascia M.L., Muscarella S., Battista C., Minisola S., Arosio M., Santini S.A., Guglielmi G., Carnevale V., Scillitani A. Subclinical hypercortisolism among outpatients referred for osteoporosis. Ann Intern Med 2007; 147: 541—548.

12. Omura M., Saito J., Yamaguchi K., Kakuta Y., Nishikawa T. Prospective study on the prevalence of secondary hypertension among hypertensive patients visiting a general outpatient clinic in Japan. Hypertens Res 2004; 27: 3: 193—202.

13. Moran C., Tapia M.C., Hemandez E., Vazquez G., Garcia-Hernandez E., Bermudez J.A. Etiological review of hirsutism in 250 patients. Arch Med Res 1994; 25: 311—314.

14. Plotz D., Knowlton A.I., Ragan C. The natural history of Cushing's disease. Am J Med 1952; 13: 597—614.

15. O'Riordain D.S., Farley D.R., Young W.F.Jr. et.al. Long-term outcome of bilateral adrenalectomy in patients with Cushing's syndrome. Surgery 1994; 116: 1088—1093.

16. Clyton R.N. Mortality in Cushing's disease. Neuroendocrinology 2010; 92: Suppl 1: 71—76.

17. Nieman L.K., Biller B.M.K., Finding J.W., Newell-Price J., Savage M.O., Stewart P.M., Montori V.M. The diagnosis of Cushing's syndrome: an endocrine society clinical practice guideline. J Clin Endocrinol Metabol 2008; 93: 1526—1540.

18. Crapo L. Cushing's syndrome: a review of diagnostic tests. Metabolism 1979; 28: 955—977.

19. Melby J.C. Assessment of adrenocortical function. New Engl J Medi 1971; 285: 735—739.

20. Alexandraki K.I., Grossman A.B. Is urinary free cortisol of value in the diagnosis of Cushing's syndrome. Curr Opin Endocrinol Diabet Obes 2011; 18: 259—263.

21. Deutschbein T., Broecker-Preuss M., Hartmann M.F., Althoff R., Wudy S.A., Mann K., Petersenn S. Measuremant of urinary free cortisol by current immunoassays:need for sex-dependent reference ranges to define hypercortisolism. Horm Metab Res 2011; 43: 714—719.

22. Kidambi S., RaffH., Finding J.W. Limitation of nocturnal salivary cortisol and urine free cortisol in the diagnosis of mild Cushing's syndrome. Eur J Endocrinol 2007; 157: 725—731.

23. Mericq M.V., Culter Jr.G.B. High fluid intake increases urine free free cortisol excretion in normal subjects. J Clin Endocrinol Metab 1998; 83: 682—684.

24. Chan K.C., Lit L.C., LawE.L., TaiM.H., Yung C.U., Chan M.H., Lam C.W. Diminished urinary free cortisol excretion in patients with moderate and severe renal impairement. Clin Chem 2004; 50: 757—759.

25. Newel-Price J., Trainer P., Besser M., Grossman A. The diagnosis and differential diagnosis of Cushing's syndrome and pseudo-Cushing's states. Endocrinol Rev 1998; 19: 647—672.

26. Wood P.J., Barth J.H., Freedman D.B., Perry L., Sheridan B. Evidence for the low dose dexamethasone suppression test to screen for Cushing's syndrome — recommendations for a protocol for

biochemistry laboratotories. Ann Clin Biochem 1997; 34: Pt 3: 222—229.

27. Kyriazopoulou V., Vaginakis A.G. Abnormal overnight dexametha-sone suppression test in subjects receiving rifampicin therapy. J Clin Endocrinol Metab 1992; 75: 315—317.

28. Nickelsen T, Lissner W., Schoffling K. The dexamethasone suppression test and long-term contraceptive treatment: measurement of ACTH or salivary cortisol does not improve the reliability of the test. Exp Clin Endocrinol 1989; 94: 280—375.

29. Krieger D.T., Allen W., Rizzo F., Krieger H.P. Characterization of the normal temporal pattern of plasma corticosteroid levels. J Clin Endocrinol Metab 1971; 32: 266—284.

30. Glass A.R., Zavadil A.P.Jr, Halberg F., Cornelissen G, Schaaf M. Circadian rhythm of serum cortisol in Cushing's disease. J Clin Endocrinol Metab 1984; 59: 161 — 165.

31. RefetoffS., Van Cauter E., Fang V.S., Laderman C., Graybeal M.L., Landau R.L. The effect of dexamethasone on the 24-hour profiles of adrenocorticotropin and cortisol in Cushing's syndrome. J Clin Endocrinol Metab 1985; 60: 527—535.

32. Putignano P., Toja P., Dubini A., GiraldiP.F., Corsello S.M., Cavaq-nini F. Midnight salivary cortisol versus urinary free and midnight serum cortisol as screening tests for Cushing's syndrome. J Clin Endocrinol Metabol 2003; 88: 4153—4157.

33. Kahn J.P., Rubinov D.R., Davis C.L., KlingM., Post R.M. Salivary cortisol: a practical method for evaluation of adrenal function. Biol Psychiat 1988; 23: 335—349.

34. Guechot J., Fiet J., Passa P., Villette J.M., Gourmel B., Tabuteau F., Cathelineau G., Dreux C. Physiological and pathological variations in saliva cortisol. Hormone Res 1982; 16: 357—364.

35. Evans P.J., Peters J.R., Dyas J., Walker R.F., Riad-Fahmy D., Hall R. Salivary cortisol levels in true and apparent hypercortisolism. Clin Endocrinol (Oxford) 1984; 20: 709—715.

36. Raff H., Raff J.L., Finding J.W. Late-night salivary cortisol as a screening test for Cushing's syndrome. J Clin Endocrinol Metabol 1998; 83: 2681—2686.

37. Viardot A., Huber P., Puder J.J., Zulewski H., Keller U., Muller B. Reproducibility of Nighttime Salivary Cortisol and its use in the diagnosis of hypercortisolism compared with urinary free and overnight dexamethasone suppression test. J Clin Endocrinol Metabol 2005; 90: 5730—5736.

38. Deutschbein T., Unger N., Hinrichs J., WalzM.K., Mann K., Peters-en S. Late-night and low-dose dexamethasone-supressed cortisol in saliva and serum for the diagnosis of cortisol-secreting adrenal adenoma. Eur J Endocrinol 2009; 161: 747—753.

39. Sakihara S., Kageyama K., Oki Y., DoiM., Iwasaki Y., Takayasu S., Moriyama T., Terui K., Nigawara T., Hirata Y., Hashimoto K., Suda T. Evaluation of plasma, salivary, and urinary cortisol levels for diagnosis of Cushing's syndrome. Endocrin J 2010; 57: 331—337.

40. Baid S.K., Sinaii N., Wade M., Rubino D., Nieman L.K. Radioim-munoassay and tandem mass spectrometry measurement of bedtime salivary cortisol levels: a comparison of assays to establish hypercortisolism. J Clin Endocrinol Metabol 2007; 92: 3102—3107.

41. Alexandraki K.I., Grossman A.B. Novel insights in the diagnosis of Cushing's syndrome. Neuroendocrinology 2010; 92: Suppl 1: 35—43.

42. Beko G., Varga I., GlazE., SeregM., Feldman K., Toth M., RaczK., Patocs A. Cutoff values of midnight salivary cortisol for the diagnosis of overt hypercortisolism are highly influenced by methods. Clin Chim Acta 2010; 411: 364—367.

43. RaffH. Cushing's syndrome: diagnosis and surveillance using salivary Cortisol. J Pituitary 2011.

44. Erickson D., Singh R.J., Sathananthan A., Vella A., Bryant S.C. Late-night salivary Cortisol for diagnosis of Cushing's syndrome by liquid chromatography/tandem mass spectrometry assay. Clin Endocrinol (Oxford) 2011. Doi 10.1111/j. 1365-2265.2011.04239.x.

45. Гончаров Н.П., Кация Г.В., Марова Е.И., Колесникова Г.С., Арапова С.Д., Рожинская Л.Я. Использование ультрачувствительного метода определения биологически активного свободного кортизола в слюне для оценки глюкокортикоид-ной функции коры надпочеников. Пробл эндокринол 2008; 58: 3: 27—35.

46. Poll E.M., Kreitsschmann-Andermahr I., Langejuergen Y., Stanzel S, Gilsbach J.M., Gressner A., Yagmur E. Saliva collection method affects predictability of serum cortisol. Clin Chim Acta 2007; 382: 15—19.

47. Vogeser M., Durner J., Seliger E., Auernhammer C. Measurement of late-night salivary cortisol with an automated immunoassay system. Clin Chem Lab Med 2006; 44: 1441 — 1445.

48. Белая Ж.Е., Ильин А.В., Мельниченко Г.А., Рожинская Л.Я., Драгунова Н.В., Дзеранова Л.К., Огнева Н.А., Бутрова С.А., Трошина Е.А, Колесникова Г.С., Дедов И.И. Автоматизированный электрохемилюминисцентный метод определения кортизола в слюне для диагностики эндогенного гиперкор-тицизма среди пациентов с ожирением. Ожирение и метаболизм 2011; 27: 2: 56—63.

49. Jeyaraman K., Amini A.C., Nandita G., Dwivedi S.N. Late-night salivary cortisol in normal subjects and in patients with Cushing's syndrome. Postgraduate Med J 2010; 86: 399—404.

50. Carrozza C., Corsello S.M., Paragliola R.M., Palumbo F.I.S., Lo-cantore P., Sferrazza A., Pontecorvi A., Zuppi C. Clinical accuracy of midnight salivary cortisol measured by automated electroche-miluminescence immunoassay method in Cushing's syndrome. Ann Clin Biochem 2010; 47: 228—232.

51. Sereg M., Toke J., Patocs A., Varga I., Igaz P., Szucs N., Horanyi J., Pusztai P., Czirjak S., Glaz E., Racz K., Toth M. Diagnostic performance of salivary cortisol and serum osteocalcin measurements in patients with overt and subclinical Cushing's syndrome. Steroids 2011; 76: 38—42.

52. Yaneva M., Kirilov G., Zacharieva S. Midnight salivary cortisol, measured by highly sensitive electrochemiluminescene immuno-assay, for the diagnosis of Cushing's syndrome. Central Eur J Med 2009; 4: 59—64.

53. Chen Y.M., Cintron N.M., Whitson P.A. Long-term storage of salivary cortisol samples at room temperature. Clin Chem 1992; 38: 304.

54. Smith R.E., Maquire J.A., Stein-Oakley A.N., Sasano H., Takahashi K., Fukushima K., Krozowski Z.S. Localization of 11|3-hydroxisteroid dehydrogenase type II in human epithelial tissues. J. Clin Endocrinol Metab 1996; 81: 3244—3248.

55. Badrick E., Kirschbaum C., Kumari M. The relationship between smoking status and cortisol secretion. J Clin Endocrinol Metab 2007; 92: 819—824.

56. Kivlighan K.T., Granger D.A., Schwartz E.B., Nelson V., Curran M., Shirtcliff E.A. Quantifying blood leakage into the oral mucosa and its effects on the measurement of cortisol, dehydroepi-androsterone, and testosterone in saliva. Horm Behav 2004; 46: 39—46.