Методические указания к лабораторным занятиям по биологической химии для студентов II курса медицинского факультета

Петрозаводский государственный университет



     БИОХИМИЯ БЕЛКОВ

  Методические указания  к лабораторным занятиям

 по биологической химии  для студентов II курса

 медицинского факультета

      Петрозаводск 1999 



Рассмотрены и рекомендованы к печати на заседании редакционной комиссии по отрасли науки и техники “биология”

  25 мая 1999 г.



 Напечатаны по решению редакционно-издательского совета университета



Составители:

М. Н. Яковлева, кандидат биологических наук,

В. В. Осташкова, кандидат биологических наук.



 Предисловие

    

Настоящие методические указания содержат лабораторные работы по разделу “Биохимия белков”, выполняемые студентами 

  II курса медицинского факультета в процессе изучения биологической химии. На лабораторных занятиях студенты овладевают современными методами экспериментальных исследований, закрепляют теоретические знания, полученные на лекциях, анализируют результаты. В каждой лабораторной работе излагаются принцип метода, ход эксперимента, советы по оформлению результатов и правила по технике безопасности.





РАБОТА 1. Цветные реакции на белки 



Цветные реакции на белки являются качественными реакциями, обусловленными специфическими группами  радикалами. Некоторые из таких реакций широко используются в биохимической практике для изучения структуры и  аминокислотного состава белков, их количественного определения.

Биуретовая реакция 

(на обнаружение пептидных связей в белках)

Белки (пептиды) в щелочном растворе в присутствии солей меди (II) образуют комплексные ее соединения, окрашенные в сине-фиолетовый или красно-фиолетовый цвет.

Для пептидной (амидной) группы характерна лактам-лактимная таутомерия:



В щелочной среде преобладающая лактимная (енольная) форма полипептида взаимодействует с медью с образованием стабильного окрашенного комплекса: 



Ход работы. К 1 мл 1% раствора белка (желатина, яичного белка или  сывороточного альбумина) добавляют 1 мл 10% раствора щелочи (NaOH или KOH) и 1 каплю 1% раствора сульфата меди. Появляется сине-фиолетовое или красно-фиолетовое окрашивание.



2. НИНГИДРИНОВАЯ РЕАКЦИЯ

(на аминогруппу, находящуюся в -положении)

Белки, полипептиды и свободные -аминокислоты при нагревании реагируют с нингидрином (трикетогидринденгид-ратом) с образованием продукта конденсации, окрашенного в фиолетовый цвет:



Ход работы. К 1 мл 1% раствора белка прибавляют 0,5 мл 0,5% раствора нингидрина и нагревают до кипения. Появляется фиолетово-синее окрашивание.

Проделывают эту реакцию с раствором аминокислоты, взяв вместо раствора белка 1% раствор глицина. Сравнить полученные результаты и сделать вывод.



3. Реакция Сакагучи (на аргинин)

Белки, содержащие аргинин, в присутствии щелочи дают красное окрашивание с гипобромитом и -нафтолом. Гуанидиновая группа аргинина окисляется гипобромитом, и окисленный аргинин при взаимодействии с -нафтолом образует продукт конденсации красного цвета:



Ход работы. К 0,5 мл 1% раствора белка (яичного белка, желатина) добавляют 0,5 мл 10% раствора щелочи, 3 капли 0,1% спиртового раствора -нафтола и после перемешивания 2-3 капли 2% раствора гипобромита натрия. Появляется красное окрашивание.

4. Реакция Фоля (на цистеин и цистин)

При кипячении белка со щелочью от цистеина (цистина) легко отщепляется сера в виде сероводорода, который в щелочной среде образует сульфид натрия:

 СH2SH                         CH2OH

                                    

 CHNH2 + 2 NaOH  CHNH2 + Na2S + H2O

                                                               

 COOH                          COOH

 цистеин                       серин

Для выявления сульфида натрия используют ацетат свинца, который при взаимодействии с гидроксидом натрия превращается в его  плюмбит:

Pb(CH3COO)2 + 2NaOH  Pb(ONa)2 + 2CH3COOH



В результате взаимодействия ионов серы и свинца образуется сульфид свинца черного или бурого цвета:

Na2S + Pb(ONa)2 + 2H2O  PbS + 4NaOH

                                            (черный

                                             осадок)

Ход работы. К 1 мл 1% раствора яичного белка или кусочку шерстяной нити добавляют 1 мл 30% щелочи и 3-4 капли 5% раствора ацетата свинца. При интенсивном кипячении жидкость окрашивается в бурый или черный цвет.

Реакцию Фоля проделывают с 1% раствором желатина, в составе которого нет серосодержащих аминокислот. Черный осадок сульфида свинца не образуется.

5. Ксантопротеиновая реакция

 (на ароматические аминокислоты)

При нагревании с концентрированной азотной кислотой белки дают желтое окрашивание. Реакция обусловлена наличием в белках циклических аминокислот (фенилаланина, тирозина и триптофана) и основана на образовании нитропроизводных этих аминокислот, имеющих желтую окраску:



Нитропроизводные аминокислот в щелочной среде образуют соли хиноидной структуры, окрашенные в оранжевый цвет:





Ход работы. К 1 мл 1% раствора альбумина или яичного белка прибавляют 5 капель концентрированной азотной кислоты. Появляется осадок. При осторожном нагревании смесь окрашивается в желтый цвет. После охлаждения осторожно добавляют 10 капель концентрированного раствора аммиака (или 30% раствора  едкого натра), при этом желтая окраска переходит в оранжевую.

Проделать ксантопротеиновую реакцию с ароматической аминокислотой, взяв вместо раствора белка 0,1% раствор тирозина.

Ксантопротеиновая реакция не идет с белками, не содержащими циклических аминокислот (клупеином, сальмином, желатином). Проделать реакцию с 1% раствором желатина.



6. Реакция Милона  (на тирозин)

Реакция Милона открывает в белке тирозин, в составе которого имеется фенольный радикал. При нагревании белка с реактивом Милона (смесь нитратов и нитритов ртути  (I) и (П), растворенных в концентрированной азотной кислоте) образуется осадок, окрашенный сначала в розовый, а затем в красный цвет. Реактив Милона дает окрашивание почти со всеми фенолами:





Ход работы. К 1 мл 1% раствора яичного белка добавляют 3-5 капель реактива Милона и осторожно нагревают до образования окрашенного в красный цвет осадка.

Проделать реакцию Милона с 1% раствором желатина, 0,1% раствором тирозина и фенола. 



7. Реакция Адамкевича (на триптофан)

Белки, содержащие триптофан, в присутствии глиоксиловой и серной кислот дают красно-фиолетовое окрашивание. Реакция основана на способности триптофана взаимодействовать в кислой среде с альдегидами (глиоксиловой кислотой) с образованием окрашенных продуктов конденсации:



Глиоксиловая кислота всегда присутствует в небольшом количестве в ледяной уксусной кислоте, которую используют в реакции Адамкевича.

Ход работы. К 1 мл 1% раствора яичного белка добавляют 1 мл ледяной (концентрированной) уксусной кислоты и осторожно нагревают до растворения осадка. После охлаждения к смеси осторожно добавляют 1 мл концентрированной серной кислоты (по каплям по стенке пробирки, чтобы жидкости не смешались). Через 5-10 минут на границе раздела двух слоев наблюдают образование красно-фиолетового кольца.

Проделывают реакцию Адамкевича с 0,1% раствором триптофана.



8. Реакция Ваузене (на триптофан)

 Белки, содержащие триптофан, дают в кислой среде в присутствии нитрита натрия и формальдегида сине-фиолетовое окрашивание. В этой реакции триптофан взаимодействует с формальдегидом с образованием продукта конденсации (бис-2-триптофанилметана), который окисляется нитритом натрия до бис-2-триптофанилкарбинола. Последний в присутствии минеральных кислот образует соли сине-фиолетового цвета.



Ход работы. К 2 мл 1% раствора яичного белка добавляют 1 каплю 2,5% раствора формальдегида. К полученной смеси, тщательно перемешивая, добавляют осторожно по каплям 6 мл концентрированной серной кислоты, охлаждая пробирку в ванночке со льдом. Через 10 минут добавляют, перемешивая, 10 капель 0,5% раствора нитрита натрия. Появляется сине-фиолетовая окраска.



9. Реакция Паули (на гистидин и тирозин)

 Реакция Паули позволяет обнаружить в белке аминокислоты гистидин и тирозин, которые образуют с диазобензол-сульфоновой кислотой комплексные соединения вишнево-красного цвета. Диазобензол-сульфоновая кислота образуется в реакции диазотирования при взаимодействии сульфаниловой кислоты с нитритом натрия (или калия) в кислой среде:



Ход работы. К 1 мл 1% раствора сульфаниловой кислоты (готовится на 5% растворе соляной кислоты) прибавляют 2 мл 0,5% раствора нитрита натрия, тщательно перемешивают, добавляют 2 мл 1% раствора яичного белка и после перемешивания 6 мл  10% раствора карбоната натрия. После перемешивания смесь окрашивается в вишнево-красный цвет.

Проделывают эту реакцию с 0,1% раствором гистидина, сравнивают полученные результаты и делают вывод.



 Оформление работы

Результаты работы оформить в виде таблицы:



Название    реакции

 



Материал

исследования







Употреб-ляемые

реактивы





Окраска

продукта 

Чем

 обус-

ловлена

реакция





















     

          Техника безопасности

1. Категорически запрещается отмеривать концентрированные  кислоты и щелочи обыкновенными пипетками. Для отмеривания реактивов использовать мерные пробирки.

2. Будьте внимательны при наливании концентрированных  кислот и щелочей!

3. В процессе нагревания постоянно перемешивайте жидкость,  не допускайте выброса ее из пробирки.

4. Соблюдайте правила пожарной безопасности. 





РАБОТА 2. Выделение белков из мышечной ткани



 Миофибриллы мышечной клетки содержат сократительные белки (миозин и актин) и регуляторные белки (тропомиозин и тропонин). Белки миофибрилл не растворяются в воде, но их можно экстрагировать из мышечной ткани солевыми растворами с концентрацией соли 0,5 моль/л. Многие белки саркоплазмы (гиалоплазмы мышечных клеток)  растворимы в воде или в солевых растворах низкой концентрации (0,05 моль/л). При экстракции мышечной ткани 5% раствором хлорида калия извлекаются как миофибриллярные, так и саркоплазматические белки.

Ход работы. Взвешивают 2 г мышечной ткани. Измельченную ножницами навеску помещают в фарфоровую ступку, добавляют 

2 мл 5% раствора хлорида калия и растирают со стеклянным песком до гомогенного состояния. К гомогенату добавляют 3 мл раствора хлорида калия и растирают кашицу в течение 5 минут, после чего прибавляют еще 5 мл 5% раствора хлорида калия и продолжают растирание 5 минут.

Полученный гомогенат фильтруют через два слоя марли или центрифугируют в течение 15 минут при 4000 об/мин. 

С фильтратом (или центрифугатом) проделывают цветные реакции на белки (биуретовую, ксантопротеиновую, реакции Милона, Фоля и Сакагучи).





Оформление работы

Кратко запишите результаты проделанных реакций.



Техника безопасности.

Смотрите в работе 1.  “Цветные реакции на белки”.



РАБОТА 3. ВЫДЕЛЕНИЕ  ЯИЧНОГО АЛЬБУМИНА

Яичный белок представляет собой смесь нескольких белков. Примерно 70% яичного белка составляет альбумин, который легко отделяется от глобулинов. При десятикратном разведении яичного белка дистиллированной водой глобулины выпадают в осадок, а альбумин остается в растворе.

Ход работы. 

1. Чтобы отделить белок от желтка, осторожно проделывают отверстие в скорлупе яйца с двух концов и выливают белок в стакан емкостью 500 мл, затем в стакан добавляют 250 мл дистиллированной воды и содержимое перемешивают стеклянной палочкой с резиновым наконечником.

2. Раствор переносят в мерный цилиндр и объем доводят    дистиллированной   водой   до   300   мл.   Раствор   оставляют   на 

30 минут при комнатной температуре для образования хлопьевидного осадка глобулинов.

Примечание: работу, описанную в пунктах 1 и 2, выполняет и демонстрирует дежурный студент, приготовленную суспензию затем использует каждый студент в группе.

3. 20 мл полученной суспензии дважды фильтруют через складчатый фильтр.

4. С фильтратом, содержащим яичный альбумин, проделывают цветные реакции на белки (биуретовую, нингидриновую, ксантопротеиновую, реакции Милона, Фоля).



Оформление работы

 Кратко запишите результаты проделанных реакций.

          Техника безопасности.

Смотрите в работе 1 “Цветные  реакции на белки”.



РАБОТА 4.  КИСЛОТНЫЙ ГИДРОЛИЗ БЕЛКОВ

 В процессе гидролиза белков происходит разрыв пептидных связей и молекула белка распадается сначала на высокомолеку-

лярные полипептиды, затем на более простые пептиды и, наконец, на аминокислоты:



 Кислотный гидролиз белков проводят в присутствии соляной или серной кислот при кипячении.

Гидролиз, проводимый в лабораторных условиях, является важным методом изучения первичной структуры белка. В организме гидролиз постоянно протекает в процессе пищеварения и в тканях под действием протеолитических ферментов.

Ход работы. В небольшую колбочку, снабженную обратным холодильником,   наливают   2-3  мл  2%   раствора   альбумина    и    

15-20 мл 25% раствора серной кислоты. Содержимое колбы кипятят под тягой в течение 60-90 минут. Через каждые полчаса (с момента закипания) с гидролизатом проделывают биуретовую реакцию: для этого к 0,5 мл гидролизата добавляют 30%  раствор щелочи до нейтральной реакции по универсальной индикаторной бумаге и 1-2 капли 1% раствора сульфата меди. Отрицательная биуретовая реакция указывает на полное расщепление белка до аминокислот.

Для сравнения биуретовую реакцию делают с 2% раствором альбумина.

 Оформление работы

Записать результаты биуретовой реакции,  проделанной с белком   и разными по времени гидролиза порциями гидролизата.

Техника безопасности

1. Осторожно обращайтесь с 25% раствором серной кислоты.

2. Будьте внимательны при отмеривании из колбы горячего гидролизата.

3. Соблюдайте правила пожарной безопасности при кипячении раствора белка.       

Работа 5.  Разделение аминокислот методом 

распределительной хроматографии на бумаге

Метод основан на различной растворимости аминокислот в двух частично смешивающихся жидкостях: воде и органическом растворителе. Водяная фаза неподвижна, так как вода сорбирована на инертном носителе - целлюлозе, которая в насыщенной влагой атмосфере (хроматографической камере) удерживает до 20-22% воды. Подвижной фазой является насыщенный водой органический растворитель. Чем больше растворимость аминокислот в воде и меньше в органическом растворителе, тем медленнее движется аминокислота на бумаге.

Положение аминокислот на бумаге можно определить с помощью нингидриновой реакции: в присутствии нингидрина отдельные аминокислоты выявляются в виде окрашенных пятен.

Показателем скорости движения аминокислоты является коэффициент распределения (Rf). Коэффициентом распределения называется отношение расстояния (в миллиметрах) от места нанесения аминокислоты (точка старта) до середины  ее пятна (а) к расстоянию от точки старта до фронта растворителя (в): Rf = а/в. Коэффициент распределения является характерной величиной для каждой аминокислоты и постоянен при данных условиях опыта (растворитель, температура, сорт бумаги и др.).

Существуют различные способы хроматографического разделения смеси аминокислот на бумаге.



1. Радиальная (круговая ) хроматография

Для разделения смеси аминокислот используется растворитель, состоящий из смеси н-бутанола, ледяной уксусной кислоты и воды в соотношении  4:1:5. Приготовленная смесь встряхивается в делительной  воронке  в  течение  5  минут,  а   затем   отстаивается 

7-10 часов, после чего нижний слой используется для насыщения хроматографической камеры парами, а верхний - для разделения аминокислот. Хроматографической камерой служит эксикатор.

Ход работы.

1. Хроматографическую бумагу вырезают в форме диска, диаметр которого соответствует внутренним размерам диаметра эксикатора. В центр диска (на точку старта) наносят микропипеткой в несколько приемов 0,005-0,01 мл исследуемой смеси аминокислот. Нанесение смеси следует проводить очень аккуратно, слегка касаясь микропипеткой стартовой точки, чтобы диаметр мокрого пятна был не более 5 мм. После каждого нанесения пятно подсушивают над электроплиткой или в термостате.

2. В центре хроматограмм делают иглой отверстие, в которое пропускают фитилек из сложенной вчетверо нити. Хроматограмму помещают в эксикатор, на дно которого предварительно наливают верхний слой растворителя. Проверяют положение фитилька и хроматограммы: конец фитилька должен быть погружен в растворитель, а края хроматограммы должны находиться на выступах эксикатора. Закрывают эксикатор крышкой.

3. Растворитель поднимается вверх по фитильку, а затем радиально распространяется по бумаге от центра. Когда растворитель достигнет края бумаги, ее вынимают из эксикатора, высушивают под тягой, обрабатывают 0,5% раствором нингидрина (готовится на ацетоне или спирте) и помещают в сушильный шкаф при 60-70оС на 10-15 минут. На хроматограмме появляются  сине-фиолетовые пятна, каждое из которых соответствует отдельной аминокислоте.



 2. Нисходящая хроматография

В качестве хроматографической камеры используют высокие стеклянные банки с выступом в верхней части. На выступ в строго горизонтальном положении ставят лодочку - специальный стеклянный сосуд для растворителя.

Ход работы.

 1. Из хроматографической бумаги вырезают полоску шириной 5 см и длиной, примерно соответствующей высоте камеры. На расстоянии 10 см от конца полоски проводят простым карандашом стартовую линию, в середине которой отмечают точку старта. На стартовую точку микропипеткой наносят 0,005-0,01 мл смеси аминокислот (в несколько приемов, диаметр мокрого пятна не более 5 мм), периодически просушивая бумагу над электрической плиткой (или над настольной лампой).

 2. На дно хроматографической камеры наливают небольшое количество нижнего слоя растворителя, а в установленную лодочку - верхний слой растворителя. Хроматограмму с нанесенной смесью аминокислот помещают в камеру так, чтобы ближний к старту конец был опущен в лодочку и зафиксирован в ней предметным стеклом, а другой висел вертикально, не касаясь стенок камеры. Камеру закрывают крышкой и оставляют при комнатной температуре на 18-20 часов.

 3. Растворитель продвигается по хроматограмме сверху вниз, и когда фронт его приблизится к нижнему краю бумаги, хроматограмму вынимают из камеры и высушивают под тягой. Затем ее обрабатывают 0,5% раствором нингидрина и помещают в сушильный шкаф при 60-70оС на 10-15 минут для развития окраски, после чего на ней появляются пятна  сине-фиолетового или лилового цвета, соответствующие аминокислотам.



Оформление работы 

1. Зарисовать хроматограммы и хроматографические камеры.

2. Рассчитать коэффициенты распределения аминокислот, разделенных методами радиальной и нисходящей хроматографии на бумаге.

Техника безопасности

1. Осторожно обращайтесь с растворителем, содержащим бутиловый спирт и ледяную уксусную кислоту. Растворитель обладает резким неприятным запахом, пары его могут вызвать ожоги слизистых.

2. Соблюдайте правила пожарной безопасности при пользовании электрической плиткой и сушильным шкафом.





РАБОТА 6. РАСТВОРИМОСТЬ БЕЛКОВ

Многие белки растворяются в воде, что обусловлено наличием на поверхности белковой молекулы свободных гидрофильных групп. Растворимость белка в воде зависит от структуры белка, реакции среды, присутствия электролитов. В кислой среде лучше растворяются белки, обладающие кислыми свойствами, а в  щелочной  - белки,   обладающие   основными   свойствами. 

 Альбумины хорошо растворяются в дистиллированной воде, а глобулины растворимы в воде только в присутствии электролитов.

Не растворяются в воде белки опорных тканей (коллаген, кератин, эластин и др.).

Ход работы. 

 1. К 2 каплям неразведенного яичного белка прибавляют 1 мл дистиллированной воды и перемешивают. При этом яичный альбумин растворяется, а яичный глобулин выпадает в виде небольшого осадка.

 2. К 2 каплям яичного белка прибавляют 1 мл 5% раствора хлорида калия. В слабом солевом растворе растворяются как альбумины, так и глобулины.

Проверяют растворимость в воде и 5% растворе хлористого калия белка кератина, содержащегося в шерсти и волосах.





Оформление работы

   Результаты работы оформить в виде таблицы:





Растворимость



Название белка

   в Н2О           

  в 5% КС1





Работа 7.  Осаждение белков

Реакции осаждения белков в зависимости о применяемого осадителя бывают необратимыми и обратимыми.



Необратимое осаждение белков (денатурация)

 Необратимые реакции осаждения приводят к денатурации белков, при этом разрушается пространственная структура молекулы и белки утрачивают свои естественные биологические и физико-химические свойства. Денатурацию белков можно вызвать физическими воздействиями (кипячение, замораживание, высокое давление, вибрация, радиоактивное излучение и др.) и химическими осадителями.

Ход работы. 

1. Осаждение  белков неорганическими осадителями.

а) Осаждение белков минеральными кислотами.

В пробирку осторожно наливают около 1 мл концентрированной азотной кислоты. Затем, наклонив пробирку, медленно по стенке добавляют 1 мл 1% раствора белка. На границе двух жидкостей появляется осадок в виде белого кольца.

Такую же реакцию проделывают с концентрированной соляной  и серной кислотами.



б) Осаждение белков солями тяжелых металлов.

В три пробирки наливают по 1 мл 1% раствора белка и добавляют по 3-4 капли: в первую пробирку - 7% раствора сульфата меди, во вторую - 5% раствора ацетата свинца, в третью - 5% раствора серебра. Во всех пробирках образуется осадок.

Осаждение белков органическими осадителями.

а) осаждение белков органическими кислотами.

В 2 пробирки наливают по 2 мл 1% раствора белка и добавляют в одну пробирку 4-5 капель 10% раствора сульфосалициловой кислоты, в другую - 5-10 капель 10% трихлоруксусной кислоты. Выпадает осадок белка.

б) Осаждение белков органическими растворителями.

К 1 мл 1% раствора белка добавляют 2 мл органического растворителя (96% этанола, хлороформа, ацетона или эфира) и перемешивают. Образование осадка можно усилить добавлением нескольких капель насыщенного раствора хлорида натрия.

в) Осаждение белков реактивами на алкалоиды.

В три пробирки наливают по 1 мл 1% раствора белка, по 4-5 капель 1% раствора уксусной кислоты и по 2-3 капли: в первую пробирку - 10% раствора пикриновой кислоты, во вторую - насыщенного раствора танина, в третью - 5% раствора железисто-синеродистого калия. Наблюдают выпадение осадка.



3. Осаждение белков при нагревании.

В пять пробирок наливают по 0,5 мл 1% раствора яичного белка.

Содержимое первой пробирки нагревают до появления опалесценции (помутнения раствора).

К раствору белка во второй пробирке осторожно добавляют 1 каплю 1% раствора уксусной кислоты, нагревают и наблюдают вначале появление опалесценции, а затем выпадение белого хлопьевидного осадка белка. Это объясняется тем, что белок теряет заряд и находится в изоэлектрическом состоянии. 

К раствору белка в третьей пробирке добавляют 1-2 капли 10% раствора уксусной кислоты и нагревают. Осадок не образуется, так как в кислой среде частицы белка перезаряжаются и приобретают положительный заряд.

К раствору белка в четвертой пробирке добавляют 1-2 капли  10% раствора уксусной кислоты, 1 каплю насыщенного раствора хлорида натрия и нагревают. Выпадает осадок вследствие адсорбции ионов электролита (образование двойного электрического слоя) и нейтрализации заряда на частицах белка.

К раствору белка в пятой пробирке добавляют 1 каплю 10% раствора гидроксида натрия и нагревают. Осадок не образуется, так как в щелочной среде отрицательный заряд на частицах белка усиливается.



Обратимое осаждение белков (высаливание)

При добавлении к водным растворам белков сульфатов или хлоридов щелочных и щелочно-земельных металлов (Na2SO4, NaCl, MgSO4  и др.) происходит дегидратация и нейтрализация белковых частиц, при этом белки выпадают в осадок без изменения нативной структуры. Такой тип осаждения белков называется высаливанием. Высаливание - обратимый процесс, и после удаления соли (разбавлением водой, диализом) белок вновь приобретает природные свойства. Поскольку разные белки высаливаются при различных концентрациях солей, этот метод используется для фракционирования белков. Для разделения белков методом высаливания широко применяется сульфат аммония.



Фракционное осаждение белков плазмы крови

сульфатом аммония.

 Фибриноген выпадает в осадок при 33% насыщении плазмы сернокислым аммонием, глобулины - при полунасыщении а  альбумины - при полном насыщении.

Ход работы.

1.  К 2 мл плазмы крови добавляют 5 мл дистиллированной воды, 3,5 мл насыщенного раствора сульфата аммония и перемешивают. В осадок выпадает фибриноген (можно наблюдать лишь незначительное помутнение), который отделяют фильтрованием.  Наличие белка на фильтре проверяют биуретовой реакцией: для этого воронку с фильтром переносят в чистую пробирку и на фильтр наливают 1 мл 10% раствора гидроксида натрия и 1 каплю 1% раствора сульфата меди. Фильтрат (№1) используют для дальнейшей работы.

 2. К 4 мл фильтрата №1 добавляют 4 мл насыщенного раствора сульфата аммония и перемешивают. В осадок выпадают глобулины, которые отделяют фильтрованием. Получают осадок, с которым проделывают биуретовую реакцию, и фильтрат №2.

 3. К фильтрату №2 добавляют при постоянном пере-мешивании стеклянной палочкой кристаллический сульфат аммония до насыщения  (пока соль не перестанет растворяться). Выпадают в осадок альбумины, наличие которых проверяют биуретовой реакцией: 1 мл смеси переносят в чистую пробирку, добавляют 1 мл 10% раствора гидроксида натрия и 1 каплю 1% раствора сульфата меди.



Оформление работы

 1. Записать результаты реакций необратимого осаждения белка при действии неорганических и органических осадителей в виде таблицы:



Название групп осадителей      

Употребляемые

реактивы    

Характер и цвет осадка  

Чем обусловлена реакция





2. Результаты опытов по осаждению белков при нагревании оформить в виде таблицы:



Номер пробирки      

Среда

Наблюдаемые изменения

  Выводы



1

Нейтральная 





2

Слабокислая 

(1% СН3СООН)





3

Кислая (10% СН3СООН)





4

Кислая (10% СН3СООН + электролит NaCl)





5

Щелочная (10% NaOH)

















Выписать результаты фракционного разделения белков     плазмы в таблицу:



Название белка         

Степень насыщения (NH4)2SO4

Характер осадка         

Результаты биуретовой реакции







Техника безопасности

1. Соблюдайте особую осторожность при работе с концентрированными серной, соляной и азотной кислотами, с растворами трихлоруксусной и сульфосалициловой кислот, с 10% раствором щелочи.

2. Будьте внимательны при нагревании растворов.





	РАБОТА 8. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ИЗОЭЛЕКТРИЧЕСКОЙ 

	                     ТОЧКИ БЕЛКА

Изоэлектрической точкой белка называется величина pH среды, при которой суммарный электрический заряд белка равен нулю. Растворы белков в изоэлектрической точке наименее устойчивы, нейтральные молекулы белка легко выпадают в осадок. Вследствие этого определение изоэлектрической точки может быть сведено к определению pH раствора, при котором наблюдается наиболее полное и быстрое выпадение белка в осадок. Для получения растворов с различной величиной водородного показателя пользуются буферными растворами.    

 Ход работы.

1. Для определения изоэлектрической точки казеина в 7  сухих пробирок наливают последовательно реактивы в количествах 

	(в мл), указанных в таблице: 

	

	

  №

пробирки

СН3СООН

0,2 М

Н2О

0,4% р-р казеина в в 0,2 М р-ре СН3СООNa

рН

смеси

1

1,6

0,4

0,2

3,8

2

0,8

1,2

0,2

4,1

3

0,4

1,6

0,2

4,4

4

0,2

1,8

0,2

4,7

5

0,1

1,9

0,2

5,0

6

0,06

1,94

0,2

5,3

7

0,03

1,97

0,2

5,6



Растворы тщательно перемешивают. Через 5-10 минут наблюдается помутнение растворов. Наибольшее количество осадка наблюдается в той пробирке, где рН соответствует изоэлектрической точке казеина. 

Для определения изоэлектрической точки желатина в 6 сухих пробирок  последовательно  наливают   реактивы   в   количествах 

       (в мл),  указанных в таблице:



№

про-бир-ки



Н2О

0,1 М

раствор СН3СООН

1М

раствор

СН3СООН

0,1М

раствор

СН3СООNa

1%

раствор

желати-на

рН

среды

1

3,8

0,8

-

2,0

2,0

5,6

2

3,5

0,5

-

2,0

2,0

5,3

3

3,0

1,0

-

2,0

2,0

5,0

4

2,0

2,0

-

2,0

2,0

4,7

5

-

4,0

-

2,0

2,0

4,4

6

3,2

-

0,8

2,0

2,0

4,1



Содержимое каждой пробирки перемешивают и затем во все пробирки медленно по стенке добавляют по 2 мл 96% этанола (или ацетона). Через 30 минут определяют изоэлектрическую точку желатина. Она будет соответствовать рН пробирки с максимальной степенью помутнения.



Оформление работы

Отметить степень помутнения в пробирках и записать изоэлектрические точки казеина и желатина.



	РАБОТА 9. ДИАЛИЗ БЕЛКОВ

      

Диализом называется процесс разделения высоко- и низко- молекулярных веществ с помощью полупроницаемых мембран (целлофан, коллодий, пергамент и др.). Молекулы белка, обладающие большими размерами и молекулярной массой, не способны проникать через такие мембраны, в то время как низкомолекулярные вещества легко проходят через них. Диализ является очень удобным методом очистки белковых растворов от низкомолекулярных примесей, например, от избытка солей. Простейшим диализатором может служить целлофановый или коллоидный мешочек, опущенный в стакан с водой.

Ход работы.

1. В пробирку наливают 2 мл 3% раствора яичного альбумина и добавляют 1 каплю насыщенного раствора сульфата аммония. Из листа целлофана, предварительно намоченного дистиллированной водой, делают мешочек и выливают в него содержимое пробирки. Края мешочка прикрепляют к середине стеклянной палочки (или зажимают между двумя стеклянными палочками, соединенными друг с другом резиновыми колечками). Мешочек помещают в стакан с дистиллированной водой  так, чтобы стеклянная палочка легла на края стакана. Уровень жидкости в мешочке должен быть ниже уровня жидкости в стакане.

2. Через 1 час после начала диализа жидкость, находящуюся в стакане, проверяют на присутствие белка и сульфат-анионов:

а) Проба на белок.

С 1 мл жидкости из стакана проделывают биуретовую реакцию.

 б) Проба на сульфат-анионы.

 К 1 мл жидкости из стакана добавляют 3-4 капли 5% раствора хлорида бария и наблюдают образование осадка сульфата бария в виде белой мути.

3. Целлофановый мешочек вынимают из стакана. Жидкость из мешочка переливают в пробирку и проделывают биуретовую реакцию.

Оформление работы

1. Записать результаты реакции и сделать выводы.

2. Зарисовать диализатор.



РАБОТА 10.  УСТРОЙСТВО КОЛОРИМЕТРА ФОТОЭЛЕКТРИЧЕСКОГО КОНЦЕНТРАЦИОННОГО. ОПРЕДЕЛЕНИЕ ОПТИЧЕСКОЙ ПЛОТНОСТИ РАСТВОРОВ     

Колориметрический метод исследования широко применяется в лабораторной практике для количественного определения веществ в биологических объектах. В основе колориметрического метода лежит закон Ламберта – Меера - Бера (1852), согласно которому существует прямая пропорциональная зависимость между концентрацией вещества в окрашенном растворе и степенью поглощения лучей света данным раствором. Интенсивность поглощения  света зависит не только от количества и природы растворенного вещества, но и от толщины слоя раствора, длины волны падающего света, температуры раствора.

Степень поглощения света окрашенным раствором выражается оптической плотностью (экстинцией), под которой понимают отношение интенсивности света, падающего на раствор, к интенсивности света, прошедшего через раствор. Величина оптической плотности обозначается буквой Е или D. Чем больше оптическая плотность, тем меньше света пропускает раствор, то есть между оптической плотностью и светопропусканием существует обратная пропорциональная зависимость (Е=lg 1/r, где r - коэффициент светопропускания). Для определения плотности или светопропускания используют фотоэлектрические концентрационные колориметры.

Устройство колориметра фотоэлектрического 

концентрационного ( КФК-2 )

Фотоэлектроколориметр предназначен для определения концентрации вещества в окрашенных растворах по их оптической плотности или коэффициенту светопропускания.

Схема прибора





В качестве источника света в КФК-2 используется лампа накаливания (1). Световой поток от лампы накаливания проходит через  диафрагму (2), объектив (3), усиливающий свет в 10 раз, и светофильтр (4).

В КФК-2 имеется набор светофильтров. Использование конкретного цветового светофильтра позволяет пропускать через раствор лучи определенной длины волны, поглощение которых характерно для исследуемого вещества. Обычно эффективная длина волны и цвет светофильтра указывают в используемом методе.  Приведенная ниже таблица позволяет ориентировочно выбрать светофильтр для измерения оптической плотности некоторых окрашенных растворов:



Окраска исследуемого раствора

Цвет необходимого светофильтра

Длина волны пропускаемого света в нм

Желтая

Синий

420-450

Оранжевая

Синий

430-460

Красная

Зеленый

460-500

Пурпурная

Зеленый

490-530

Синяя

Оранжевый

  590

Сине-зеленая

Красный

600-650



Световой поток, пройдя через светофильтр и кювету с раствором (5), падает на приемник света (6, 7)  фотоэлемент Ф-26 (в области спектра 315-540 нм) или фотодиод (в области спектра 590-980 нм). В фотоприемниках световая энергия преобразуется в электрическую, изменение количества которой отражает микроамперметр (9). Показания микроамперметра пропорцио- нальны силе светового потока, прошедшего через исследуемый раствор.

К фотоэлектроколориметру КФК-2 прилагается набор кювет, отличающихся расстоянием между рабочими гранями, через которые проходит световой поток. Это расстояние (в мм) указывается на одной из рабочих граней. В наборе по три кюветы с 

 рабочей  длиной 5, 10, 20, 30 и 50 мм. На  боковой  стенке   кюветы 

имеется риска, до которой наливают раствор. При работе с летучими растворителями кюветы закрывают специальными крышками.

Общий вид прибора







1. Микроамперметр (измерительный прибор имеет две шкалы: нижняя (D) - шкала оптической плотности (от 0 до 1,5), верхняя - регистрирует коэффициент светопропускания (от 0 до 100%).

2. Крышка кюветного отделения, которую при открывании и закрывании держат за специальные ручки (2а).

3. Рукоятка установки нужного светофильтра.

4. Рукоятка перемещения кювет, установленных в кювето- держатель в кюветном отделении. 

5. Рукоятка включения фотоприемников (чувствительность). Возможны три положения этой рукоятки: 1, 2, 3 (чувствительность от меньшей к большей). Рукоятка устанавливается на цифры черного цвета в интервалах длин волн 315-540 нм или красного цвета при длине волн 590-980 нм.

6. Рукоятка “Установка грубо”.

7. Рукоятка “Установка точно”.

8. Включатель и выключатель сетевого напряжения находится на задней стенке прибора (внизу, слева).

9. Индикаторная лампочка.



 Измерение оптической плотности на КФК-2

1. С помощью рукоятки 3 установить нужный светофильтр (по длине волны).

2. Рукояткой 5 установить чувствительность в положение 1 черного или красного цвета в зависимости от длины волны.

3. Рукоятки 6 и 7 (“установки грубо, точно”) повернуть до упора влево. При таком положении рукояток чувствительность минимальна, что предохраняет микроамперметр от перегрузки.

4. Включить прибор в сеть: вилку шнура вставить в розетку электросети, рукоятку 8 - в положение “включено”. Загорается сигнальная лампочка (9). Прибор прогревать 15-20 минут с открытой крышкой кюветного отделения.

5. Поставить кювету с растворителем (или контролем) во второе (дальнее от передней стенки) гнездо кюветодержателя, а кювету с исследуемым раствором - в первое (ближнее) гнездо. Закрыть крышку кюветного отделения.

6. Кювету с растворителем (контролем) поместить в световой поток, повернув рукоятку 4 до упора влево.

7. Установить стрелку микроамперметра на нуль по шкале оптической плотности рукояткой 6 (“установка грубо”). В случае необходимости подвести стрелку к нулю рукояткой 7 (“установка точно”).

8. Переместить в световой поток кювету с исследуемым раствором, повернув рукоятку 4 до упора вправо и записать значение оптической плотности по нижней шкале микроамперметра.

9. Сразу повернуть рукоятки 6 и 7 до упора влево.

10. По окончании работы убрать кюветы и навести порядок в кюветном отделении и у фотоэлектроколориметра, отключить прибор от электросети и вымыть кюветы.

       

  Определение концентрации вещества в растворе              

        по оптической плотности

Для определения концентрации вещества в окрашенном растворе необходимо построить калибровочную (градуировочную) кривую. С этой целью готовят ряд растворов исследуемого вещества с известными концентрациями (стандартные растворы) и измеряют на КФК-2 их оптическую плотность. Полученные результаты отражают графически: откладывают по оси абсцисс концентрации, а по оси ординат соответствующую им оптическую плотность. Например:





Измерив оптическую плотность исследуемого раствора, нетрудно найти концентрацию вещества по калибровочной кривой.

Оформление работы

После ознакомления с устройством и принципом действия фотоэлектроколориметра определяют оптическую плотность 2-3 окрашенных растворов и записывают результаты. 

Техника безопасности

 1. До включения прибора  в сеть проверить наличие заземления.       

 2. Не оставлять  КФК-2 и гальванометр включенными без надобности.

 3. Следить за чистотой прибора.

 4. Осторожно обращаться с кюветами.





РАБОТА 11. КОЛИЧЕСТВЕННОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ БЕЛКА

В СЫВОРОТКЕ КРОВИ БИУРЕТОВЫМ МЕТОДОМ

Белки в щелочной среде реагируют с сульфатом меди с образованием комплексных соединений, окрашенных в сине-фиолетовый или красно-фиолетовый цвет. Интенсивность окраски пропорциональна содержанию белка в растворе.

Ход работы.  

1.Построение калибровочной кривой

Готовят семь рабочих стандартных растворов белка разведением основного стандартного раствора (содержит 4 мг белка в 1 мл) дистиллированной водой, как указано в таблице:



№ 

проб

	Стандартный раствор, мл

Н2О, 

мл

Содержание белка в пробе, мл

Е

1

0,25

1,75

1,0



2

0,50

1,50

2,0



3

0,75

1,25

3,0



4

1,00

1,00

4,0



5

1,25

0,75

5,0



6

1,50

0,50

6,0



7

1,75

0,25

7,0



Контроль

-

2,00

-

-



Для приготовления контрольной пробы в пробирку наливают 

2 мл дистиллированной воды. Во все рабочие стандартные растворы и контроль добавляют по 2,5 мл биуретового реактива, перемешивают  и  оставляют   при   комнатной   температуре  на  30 минут для развития окраски. Окрашенные стандартные растворы колориметрируют на КФК-2 против контроля в кюветах на 5  мл с зеленым светофильтром (длина волны 540 нм). Полученные значения оптической плотности используют для построения калибровочной кривой.

2. Количественное определение белка в сыворотке крови 

Исследуемую сыворотку крови разбавляют дистиллированной водой  в 40 раз (1мл сыворотки смешивают с 39 мл Н2О). К 2 мл разбавленной сыворотки добавляют 2,5 мл биуретового реактива и после перемешивания оставляют при комнатной температуре на 30 минут, а затем колориметрируют.

Контрольная проба вместо сыворотки содержит 2 мл дистиллированной воды. Измерение оптической плотности производится так же, как при построении калибровочной кривой. 



Оформление работы

Записать величины оптической плотности стандартных растворов в виде таблицы:



 № пробы

Содержание белка в пробе (мг)

  Е1         

  Е2

   Е3

		Еср.



Е1, Е2, Е3 - значения оптической плотности одного стандартного раствора, полученные разными студентами.

 2. Построить калибровочную кривую.

 3. Рассчитать содержание белка в исследуемой сыворотке крови и сделать выводы.

Техника безопасности

 1. Осторожно наливайте биуретовый реактив, содержащий 10% щелочь натрия. 

  2. Соблюдайте правила работы на КФК-2.



РАБОТА 12. ВЫДЕЛЕНИЕ КАЗЕИНА ИЗ МОЛОКА

80% белков молока приходится на долю специфического фосфопротеида казеина. Этот белок обладает кислыми свойствами и находится в молоке в виде растворимой кальциевой соли. При подкислении казеин выпадает в осадок в виде белых рыхлых хлопьев, которые легко отделяются фильтрованием.

Ход работы         

1. В химический стакан емкостью 50 мл отмеряют мерной пробиркой 3 мл молока и 7 мл дистиллированной воды. К смеси постепенно, слегка перемешивая, добавляют 10-15 капель 1% раствора соляной кислоты до начала образования рыхлого осадка. (Кислоту добавлять аккуратно по каплям, так как в избытке ее осадок казеина растворяется!)

 2. Для удаления кислоты в стакан наливают 10 мл дистиллированной воды, перемешивают и через 5 минут жидкость осторожно сливают с осадка. К осадку еще раз приливают 10 мл дистиллированной воды, содержимое стакана осторожно перемешивают и через 5 минут фильтруют через бумажный фильтр.

 3. Осадок с фильтра переносят стеклянной палочкой в колбочку (небольшую часть осадка оставляют на фильтре и проверяют на биуретовую реакцию). В колбочку приливают 6 мл 10% раствора гидроксида натрия, присоединяют обратный холодильник и нагревают на песочной бане в течение 1 часа.

 4. К охлажденному гидролизату добавляют 20-30 капель концентрированной азотной кислоты слабокислой реакции на лакмус. При нейтрализации выпадает осадок высокомолекулярных продуктов неполного гидролиза казеина. После отстаивания жидкость фильтруют.

 5. Проделывают с фильтратом биуретовую реакцию и молибденовую пробу на фосфорную кислоту:

а) к 0,5 мл фильтрата добавляют 1 мл 10% щелочи и 1 каплю 1% раствора сульфата меди;

 б) к 0,5 мл фильтрата добавляют 1 мл молибденового реактива (смесь молибдата аммония и концентрированной азотной кислоты), доводят до кипения и кипятят несколько минут. В присутствии фосфорной кислоты жидкость окрашивается в лимонно-желтый цвет. 

 При охлаждении выпадает желтый кристаллический осадок (NH4)3РО4 . 12МоО3.



 Оформление работы

Записывают результаты  опытов по выделению казеина из молока  и изучению продуктов гидролиза.



Техника безопасности

1. Будьте внимательны при использовании  растворов щелочи натрия, соляной кислоты, концентрированной азотной кислоты и молибденового реактива.

2. Соблюдайте правила пожарной безопасности, работая с песочной баней.





 РАБОТА 13. КАЧЕСТВЕННЫЕ РЕАКЦИИ НА ПРОДУКТЫ   ГИДРОЛИЗА НУКЛЕОПРОТЕИДОВ ДРОЖЖЕЙ

Нуклеопротеиды – сложные  белки,  простетической   группой

  которых являются нуклеиновые кислоты. Для качественного анализа химического состава нуклеопротеидов могут быть использованы дрожжи, богатые этими сложными белками. Продукты кислотного гидролиза нуклеопротеидов дрожжей обнаруживают специфическими качественными реакциями.

Ход работы. 

1. Взвешивают 2,5 г пекарских дрожжей. Навеску помещают в колбочку и добавляют 20 мл 10% раствора серной кислоты. Колбочку закрывают пробкой, в которую вставлен обратный холодильник, и ставят на песочную баню. Через 1 час после начала кипения жидкости гидролиз прекращают. После охлаждения гидролизат фильтруют через бумажный фильтр. 

2. С фильтратом проделывают качественные реакции на составные части нуклеопротеидов:

а) Биуретовая реакция на полипептиды.

К 5 каплям гидролизата добавляют 10 капель 10% раствора гидроксида натрия и 1 каплю 1% раствора сульфата меди. Жидкость окрашивается в розово-фиолетовый цвет.

б) Серебряная проба на пуриновые основания.

К 10 каплям гидролизата добавляют по каплям концентрированный раствор аммиака до щелочной реакции (проверить по индикаторной бумажке, опущенной в пробирку), затем 10 капель 2% аммиачного раствора нитрата серебра. При стоянии через 3-5 минут выпадает рыхлый осадок серебряных соединений пуриновых оснований (аденина и гуанина), окрашенный в светло-коричневый (бурый) цвет.

в) Проба Молиша на пентозу.

К 10 каплям гидролизата добавляют 3 капли 1% спиртового раствора тимола, перемешивают и по стенке пробирки осторожно приливают 20-30 капель концентрированной серной кислоты. После перемешивания развивается красное окрашивание, обусловленное продуктом конденсации тимола с фурфуролом, образовавшимся из пентозы.

г) Проба Троммера на рибозу и дезоксирибозу.

К 5 каплям гидролизата добавляют 10 капель 30% раствора гидроксида натрия и 1-3 капли 7% раствора сульфата меди до появления неисчезающей мути гидроксида меди (II); перемешивают. При нагревании до кипения выпадает желтый осадок гидроксида меди (I) или красный осадок оксида меди (I).

д) Качественная реакция на рибозу и дезоксирибозу с дифениламином.

Дифениламин дает синее окрашивание с дезоксирибозой и зеленое - с рибозой. К 5 каплям гидролизата добавляют 20 капель 1% раствора дифениламина и пробирку ставят в кипящую водяную баню на 15 минут. Развивается сине-зеленое окрашивание.

е) Качественная реакция на углеводы с -нафтолом.

К 5 каплям гидролизата добавляют 3 капли 0,2% спиртового раствора -нафтола и 20 капель концентрированной серной кислоты. Появляется розово-фиолетовое окрашивание.

ж) Молибденовая проба на фосфорную кислоту.

К 10 каплям гидролизата приливают 20 капель молибденового реактива и кипятят. При этом жидкость окрашивается в лимонно-желтый цвет. Пробирку сразу охлаждают в струе холодной воды. На дне пробирки появляется кристаллический лимонно-желтый осадок фосфорно-молибденово-кислого аммония.



Оформление работы

1. Зарисовать прибор для гидролиза.

2. Результаты работы записать в виде таблицы:

Название реакции       

Употребляемые реактивы

		Развивающаяся окраска

Чем обусловлена реакция



Техника безопасности

1. В работе используются реактивы, требующие осторожного обращения: 10% серная кислота, 10% и 30% гидроксид натрия, концентрированная серная кислота и гидроксид аммония, молибденовый реактив (содержит концентрированную азотную кислоту).

2. Соблюдайте правила пожарной безопасности, пользуясь песочной и водяной баней.

     

		

		РАБОТА 14. ВЫДЕЛЕНИЕ ДЕЗОКСИРИБОНУКЛЕОПРОТЕИДА ИЗ СЕЛЕЗЕНКИ

		Дезоксирибонуклеопротеиды (ДНП) выделяют из тканей, богатых клеточными ядрами (селезенки, зобной железы и др.). ДНП нерастворимы в воде, но хорошо растворяются в щелочных и солевых растворах, поэтому при нейтрализации щелочных растворов или при разведении водой солевых растворов они выпадают в осадок.

Ход работы.

1. 0,5 г селезенки (или зобной железы) растирают в фарфоровой ступке со 100 мг стеклянного порошка, постепенно добавляя небольшими порциями 15 мл 5% раствора хлорида натрия. Затем содержимое ступки фильтруют через двойной слой марли.

 В    химический    стакан   вместимостью   150   мл    наливают 

60-90 мл дистиллированной воды и медленно, при непрерывном помешивании стеклянной палочкой вливают в воду полученный фильтрат. Нерастворимые в воде ДНП выпадают в осадок в виде нитей,  наматывающихся на палочку. Выделенные ДНП осторожно вынимают вместе с палочкой, переносят в чистую пробирку и растворяют в 1-2 мл 0,4% раствора гидроксида натрия.  

     ПРИМЕЧАНИЕ. Если нити ДНП не образовались, а выделился хлопьевидный осадок, то ему дают отстояться, после чего большую часть жидкости из стакана осторожно сливают, оставшуюся часть центрифугируют.     

2. С полученным раствором ДНП делают качественные  реакции на белок и ДНП:

а) Биуретовая реакция на белок.

К 10 каплям ДНП добавляют 10 капель 10% раствора гидроксида натрия и 1 каплю 1% раствора сульфата меди. Раствор окрашивается в сине-фиолетовый цвет.

б) Реакция с дифениламином на дезоксирибозу.

К 10 каплям раствора ДНП добавляют 20 капель дифениламинового реактива (дифениламин, растворенный в ледяной уксусной кислоте с добавлением концентрированной серной кислоты), перемешивают и ставят в кипящую водяную баню на 5-10 минут. Жидкость постепенно приобретает синее окрашивание, обусловленное реакцией дифениламина с дезоксирибозой.

Оформление работы 

Записать принцип использованного метода выделения ДНП и результаты качественных реакций.



Техника безопасности

 Будьте внимательны при работе с 10% щелочью натрия и дифениламиновым реактивом.





	РАБОТА 15. КОЛИЧЕСТВЕННОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ РИБОЗЫ

	 ПО МЕТОДУ МЕЙБАУМА

	Рибоза входит в состав РНК, нуклеотидов и некоторых коферментов. Существуют колориметрические методы определения содержания указанных веществ, основанные на количественном определении рибозы.

 Метод Мейбаума основан на способности рибозы к дегидратации с образованием фурфурола, дающего с орцином соединение, окрашенное в сине-зеленый цвет. Интенсивность окраски пропорциональна содержанию рибозы.

 Ход работы

  1. Построение калибровочной кривой           

  В пять сухих пробирок вносят основной стандартный раствор рибозы (содержит 12,5 мкг рибозы в 1 мл) и дистиллированную воду в количествах, указанных в таблице:

 

	№ проб

		Стандартный

		раствор (мл)

	Н2О (мл)

Количество рибозы

в пробе (мкг)

1

	0,2

	0,8

2,5

2

	0,4

	0,6

5,0

3

	0,6

	0,4

7,5

4

	0,8

	0,2

10,0

5  

	1,0

	 -   

12,5

          

В контрольную пробирку наливают 1 мл дистиллированной воды.  Во  все пробирки  добавляют  автоматической  пипеткой  по 

1 мл орцинового реактива, перемешивают и помещают в кипящую 

водяную баню на 20 минут. Затем пробирки охлаждают под струей холодной воды, добавляют по 3 мл дистиллированной воды и содержимое    перемешивают.   Рабочие    стандартные     растворы 

 колориметрируют на КФК-2 против контроля в кюветах на 10 мл с красным светофильтром (длина волны 670 нм). Результаты определения оптической плотности используют для построения калибровочной кривой. 

Определение количества рибозы в исследуемом растворе

К 1 мл исследуемого раствора рибозы добавляют 1 мл орцинового реактива и далее анализ проводят так же, как при построении калибровочной кривой.

 Концентрацию рибозы находят по калибровочной кривой.





Оформление работы

Результаты измерения оптической плотности       стандартных растворов записать в таблицу:



 № проб

			Содержание рибозы в пробе (мкг)

 Е1 

	Е2                              

   Е3

	Е ср.



 Е1,  Е2, Е3 - значения оптической плотности одного стандартного раствора, полученные разными студентами.

  2. Построить калибровочную кривую.

  3. Записать, какое количество рибозы оказалось в исследуемом растворе ( в мкг/мл).

       



Техника безопасности

   1. Категорически запрещается отмеривать орциновый  реактив (готовится на концентрированной соляной кислоте) обычными пипетками.

   2. Соблюдайте правила работы на КФК.              

 



 СПИСОК РЕКОМЕНДУЕМОЙ ЛИТЕРАТУРЫ

1. Руководство к лабораторным занятиям по биологической химии   /Под ред. Т. Т.  Березова. М: Медицина, 1976. 294 с.

 2. Кушманова О. Л., Ивченко Г. М. Руководство к практическим занятиям по биологической химии. М: Медицина, 1983. 272 с.

 3. Методические указания к лабораторным занятиям по биохимии  /Под ред. В. В. Рудакова. Л., 1986. 54 с.

 4. Кучеренко Н. Е., Бабенюк Ю. Д., Васильев А. Н. Биохимия: Практикум. Киев: Выща школа, 1988. 128 с.

Алейникова Т. Л., Рубцова Г. В. Руководство к практическим  занятиям  по  биохимии.  М: Высшая школа,  1988.

	 239 с.           

31



30