natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Fig.2.
Kontrollera att etiketterna på testbehållaren och transportbehållaren stämmer och bekräfta att det antal fiskar som har avlägsnats från testbehållaren och den antal fiskar som återstår i behållaren stämmer överens med vad som förväntas.
A, Processes on joint plates of anal fin-ray.
Om könet inte kan fastställas genom fiskens externa utseende avlägsnas alla fiskarna från testbehållaren.
J.P., joint plate; A.S., axial space; P., process.
I detta fall bör könet identifieras genom granskning av könskörteln eller de sekundära könskaraktärerna under ett stereomikroskop.
B, Distal extremity of fin-ray.
Utskärning av levern
Actinotrichia (Act.) are on the tip.
Överför testfisken från transportbehållaren till bedövningslösningen med den lilla runda håven.
Fig.3.
Efter bedövning av testfisken överförs den till ett filterpapper (eller en pappersservett) med hjälp av en anatomisk pincett.
Photograph of fish body showing the cut site when the gonad is fixed in the fixing solution other than 10 % neutral buffered formalin.
När man lyfter upp testfisken bör man fatta tag med pincetten på sidorna av huvudet för att undvika att stjärten bryts av.
In that case, the remaining body will be cut off between anterior region of anal fin and anal using razor (red bar), and the head side of fish body will be put into the fixing solution for gonad and the tail side of the fish body will be put into the 10 % neutral buffered formalin.
Torka av vattnet på ytan av testfisken på filterpappret (eller pappersservetten).
Papillary processes normally appear only in adult males and are found on fin rays from the second to the seventh or eighth counting from the posterior end of the anal fin (Fig.1 and 2).
Lägg därefter ett mindre tvärgående snitt halvvägs mellan den ventrala halsregionen och den mellersta abdominala regionen med hjälp av en dissektionssax.
However, processes rarely appear on the first fin ray from the posterior end of the anal fin.
För in dissektionssaxen i det lilla snittet och öppna buken från en punkt som är belägen kaudalt från gälmanteln till den kraniala sidan av anus längs bukens mittlinje.
This SOP covers the measurement of processes on the first fin ray (the fin ray number refers to the order from the posterior end of the anal fin in this SOP).
Var noga med att inte föra in dissektionssaxen för djupt så att levern och könskörteln skadas.
RECOMMENDED PROCEDURES FOR SAMPLE COLLECTION FOR VITELLOGENIN ANALYSIS
Utför följande steg under ett stereomikroskop.
Care should be taken to avoid cross-contamination between VTG samples of males and females.
Placera testfisken med buksidan upp på pappersservetten (en petriskål av glas eller ett objektglas går också bra).
Procedure 1A:
Vik ut bukhålans väggar med en precisionspincett och blottlägg de inre organen.
Fathead Minnow, Blood Collection from the Caudal Vein/Artery
Det är även godtagbart att blottlägga de inre organen genom att vid behov avlägsna den ena sidan av bukhålans vägg.
After anaesthetisation, the caudal peduncle is partially severed with a scalpel blade and blood is collected from the caudal vein/artery with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Blotta den del som förbinder levern med gallblåsan med hjälp av en annan precisionspincett.
After the blood has been collected, the plasma is quickly isolated by centrifugation for 3 min at 15000 g (or alternatively for 10 min. at 15000 g at 4 °C).
Tag därefter fatt i gallgången och skär av gallblåsan.
If desired, percent haematocrit can be determined following centrifugation.
Var noga med att inte skada gallblåsan.
The plasma portion is then removed from the microhematocrit tube and stored in a centrifuge tube with 0,13 units of aprotinin (a protease inhibitor) at – 80 °C until determination of VTG can be made.
Tag fatt i matstrupen och skär loss mag-tarmkanalen från levern på samma sätt.
Depending on the size of the fathead minnow (which is sex-dependent), collectable plasma volumes generally range from 5 to 60 microliters per fish (Jensen et al.
Var försiktig så att inte tarminnehållet läcker ut.
2001).
Skär loss den kaudala mag-tarmkanalen från anus och avlägsna den från bukhålan.
Procedure 1B:
Skär bort fettmassan och andra vävnader från leverns utsida.
Fathead Minnow, Blood Collection from Heart
Var noga med att inte skada levern.
Alternatively, blood may also be collected by cardiac puncture using a heparinised syringe (1000 units of heparin per ml).
Tag fatt i portasystemet med hjälp av en precisionspincett och avlägsna levern från bukhålan.
The blood is transferred into Eppendorf tubes (held on ice) and then centrifuged (5 min, 7000 g, room temperature).
Placera levern på objektglaset.
The plasma should be transferred into clean Eppendorf tubes (in aliquots if the volume of plasma makes this feasible) and promptly frozen at – 80 °C, until analysed (Panter et al., 1998).
Avlägsna om så behövs allt övrigt fett och all främmande vävnad (t.ex. bukhinna) från leverns yta med hjälp av precisionspincetten.
Procedure 2A:
Väg levern med ett 1,5 ml mikrorör som emballagevikt med en elektronisk analysvåg.
Japanese Medaka, Excision of the Liver in Medaka
Registrera värdet i en tabell (avläs: 0,1 mg).
Removal of the test fish from the test chamber
Bekräfta identifieringsinformationen på mikroröret som innehåller levern.
Test fish should be removed from the test chamber using the small spoon-net.
Stäng mikrorörets lock.
Be careful not to drop the test fish into other test chambers.
Förvara det i ett kylställ (eller ett isställ).
In principle, the test fish should be removed in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
När levern har avlägsnats diskas dissektionsinstrumenten eller ersätts med rena.
In addition, all males should be removed from one test chamber before the remaining females are removed.
Avlägsna levrarna från alla fiskar i transportbehållaren enligt beskrivning ovan.
The sex of each test fish is identified on the basis of external secondary sex characteristics (e.g. the shape of the anal fin).
När levrarna har skurits ut från alla fiskarna i transportbehållaren (dvs. alla hanar och honor i en testbehållare) placeras alla leverprover i ett provrörsställ med en etikett för identifiering och förvaras i en frys.
Place the test fish in a container for transport and carry it to the workstation for excision of the liver.
När levrarna förs vidare till förbehandlingen strax efter utskärningen bärs proverna till nästa arbetsstation i ett kylställ (eller isställ).
If the sex cannot be identified by the fish's external appearance, remove all fish from the test chamber.
Prov
In this case, the sex should be identified by observing the gonad or secondary sex characteristics under a stereoscopic microscope.
Lagra leverproverna från testfiskarna vid ≤ – 70 °C om de inte ska användas i förbehandlingen kort efter utskärningen.
Excision of the liver
Ett snitt läggs precis framför bröstfenorna med en sax.
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Buken öppnas längs mittlinjen med en sax till en punkt ungefär 2 mm kranialt från anus.
After the test fish is anesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
Bukväggarna öppnas med en pincett för blottläggning av levern och andra interna organ.
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
(Alternativt kan bukväggarna fästas lateralt).
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
Pilen visar levern.
Then make a small transverse incision partway between the ventral neck region and the mid-abdominal region using dissection scissors.
Levern friläggs och avlägsnas utan att skära med hjälp av en peang.
Insert the dissection scissors into the small incision, and incise the abdomen from a point caudal to the branchial mantle to the cranial side of the anus along the midline of the abdomen.
Fig-5
Be careful not to insert the dissection scissors too deeply so as to avoid damaging the liver and gonad.
Tarmarna dras försiktigt ut med hjälp av peangen.
Conduct the following operations under the stereoscopic microscope.
Fig-6
Place the test fish abdomen side up on the paper towel (glass Petri dish or slide glass are also available).
Båda ändarna av tarmarna och eventuellt vidhängande tarmkäx klipps av med en sax.
Extend the walls of the abdominal cavity with precision tweezers and exteriorise the internal organs.
Fig-7 (hona)
It is also acceptable to exteriorise the internal organs by removing one side of the wall of the abdominal cavity if necessary.
Förfarandet är exakt detsamma för honor.
Expose the connected portion of the liver and gallbladder using another pair of precision tweezers.
Fig-8
Then grasp the bile duct and cut off the gallbladder.
Det avslutade förfarandet.
Excise the caudal gastrointestinal tract from the anus and remove the tract from the abdominal cavity.
Om man använder homogenatbuffert från EnBio:s ELISA-system ska lösningen tinas vid rumstemperatur.
Trim the mass of fat and other tissues from the periphery of the liver.
Kyl sedan ner flaskan med krossad is.
Using the precision tweezers, remove any additional fat and extraneous tissue (e.g. abdominal lining), if needed, from the surface of the liver.
Förberedelse av levern för förbehandling
Measure the liver weight with 1,5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
Ta ut det 1,5 ml mikrorör som innehåller levern ur frysen strax före förbehandlingen.
Record the value on the worksheet (read: 0,1 mg).
Förbehandlingen av levrar från hanar bör genomföras före förbehandlingen av honornas levrar för att undvika kontaminering av vitellogenin.
Close the cap of the microtube containing the liver.
Antalet 1,5 ml mikrorör som innehåller leverprover som tagits ut ur frysen vid en viss tidpunkt bör inte överstiga det antal som kan centrifugeras vid den tidpunkten.
Store it in a cooling rack (or ice rack).
Ordna 1,5 ml mikrorören som innehåller leverprover efter de nummer proven har i isstället (levern behöver inte tinas).
Following the excision of one liver, clean the dissection instruments or replace them with clean ones.
Utförandet av förbehandlingen
After the livers have been excised from all of the fish in the transport container (i.e., all males or females in a test chamber), place all liver specimens in a tube rack with a label for identification and store it in a freezer.
Kontrollera på förteckningen vilken volym av homogenatbuffert som ska användas för ett visst leverprov och ställ in mikropipetten (volymintervall: 100–1000 μl) på den lämpliga volymen.
When the livers are donated for pre-treatment shortly after the excision, the specimens are carried to the next workstation in a cooling rack (or ice rack).
Fäst en ren spets på mikropipetten.
Following liver excision, the fish carcass is available for gonad histology and measurement of secondary sex characteristics.
Pipettera upp homogenatbuffert från reagensflaskan och tillsätt 1,5 ml buffert i det 1,5 ml mikrorör som innehåller levern.
Specimen
Tillsätt homogenatbuffert i alla 1,5 ml mikrorör som innehåller levrar enligt det förfarande som beskrivs ovan.
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Det finns ingen anledning att byta ut mikropipettspetsen med en ny.
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors
Om spetsen har blivit kontaminerad eller misstänks vara kontaminerad bör den dock bytas ut.
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus
Homogenisering av levern
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs
Fäst en ny mortelstöt för homogenisering på mikrorörshomogenisatorn.
(Alternatively, the abdominal walls may be pinned laterally).
För in mortelstöten i 1,5 ml mikroröret.
Arrow shows liver
Håll mikrorörshomogenisatorn och pressa levern mellan mortelstötens yta och innerväggen på 1,5 ml mikroröret.
The liver is bluntly dissected and excised using forceps
Kör mikrorörshomogenisatorn i 10–20 sekunder.
Figure 5
Kyl ner 1,5 ml mikroröret med krossad is när detta görs.
The intestines are gently retracted using forceps
Ta ut mortelstöten från 1,5 ml mikroröret och låt det stå i ca 10 sekunder.
Figure 6
Kontrollera därefter suspensionen visuellt.
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors
Om man kan se delar av lever i suspensionen ska steg (3) och (4) upprepas tills ett godtagbart leverhomogenat har beretts.
Figure 7 (female)
Kyl ner det suspenderade leverhomogenatet i isstället till dess att centrifugeringen utförs.
The procedure is identical for the female
Byt ut mortelstöten mot en ny för varje homogenat.
Figure 8
Homogenisera alla levrar med homogenatbuffert enligt det förfarande som beskrivs ovan.
The completed procedure
Centrifugering av det suspenderade leverhomogenatet
Procedure 2 B:
Bekräfta att temperaturen i kylcentrifugkammaren är ≤ 5 °C.
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
Ställ in 1,5 ml mikrorören som innehåller de suspenderade leverhomogenaten i kylcentrifugen (justera jämvikten vid behov).
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4°C).
Centrifugera de suspenderade leverhomogenaten vid 13000 g i 10 minuter vid ≤ 5 °C.
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
Om supernatanterna är tillräckligt separerade kan dock centrifugalkraften och varaktigheten justeras efter behov.
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight).
Efter centrifugeringen kontrolleras att supernatanterna är tillräckligt separerade (yta: fett, mellanparti: supernatant, bottenskikt: levervävnad).
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Om skikten inte är tillräckligt separerade centrifugeras suspensionen igen under samma betingelser.
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
Avlägsna alla prov från kylcentrifugen och ordna dem efter de nummer proven har i isstället.
Preparation of the liver for pre-treatment
Var noga med att inte återsuspendera de åtskilda skikten efter centrifugeringen.
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
Insamling av supernatanten
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
Placera fyra 0,5 ml mikrorör i provrörsstället för lagring av supernatanten.
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Samla in 30 μl supernatant (separerad som det mellanliggande skiktet) med mikropipetten och tillsätt supernatanten till ett 0,5 ml mikrorör.
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
Var noga med att inte få med fettet på ytan eller levervävnaden i det undre lagret.
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Samla in supernatanten och tillsätt den till två andra 0,5 ml mikrorör på samma sätt som beskrivs ovan.
Operation of the pre-treatment
Samla in resten av supernatanten med mikropipetten (om möjligt: ≥ 100 μl).
Addition of the homogenate buffer
Tillsätt därefter supernatanten till de återstående 0,5 ml mikrorören.
Check the list for the volume of the homogenate buffer to be used for a particular sample of liver and adjust the micropipette (volume range: 100-1000 μl) to the appropriate volume.
Stäng locket på 0,5 ml mikroröret och anteckna supernatantens volym på etiketten.
Attach a clean tip to the micropipette.
Kyl därefter omedelbart ner mikrorören i isstället.
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
Byt ut spetsen på mikropipetten till en ny för varje supernatant.
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
Om en stor mängd fett fäster sig vid spetsen bör den omedelbart bytas ut med en ny för att undvika kontaminering av leverextraktet med fett.
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
Fördela hela den centrifugerade supernatanten i 0,5 ml mikrorör enligt det förfarande som beskrivs ovan.
However, if the tip is contaminated or suspected to be contaminated, the tip should be changed.
Efter att supernatanten har tillsatts till 0,5 ml mikrorör placeras de alla i provrörsstället med identifieringsetiketten och fryses sedan omedelbart ner i frysen.
Homogenisation of the liver
Om VTG-halterna ska mätas omedelbart efter förbehandlingen hålls ett 0,5 ml mikrorör (med 30 μl supernatant) kallt i provrörsstället och överförs sedan till arbetsstationen där ELISA-testet utförs.
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
I ett sådant fall ska alla övriga mikrorör placeras i provrörsställen och frysas ner i frysen.
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
Efter insamling av supernatanten kasseras restprodukterna på lämpligt sätt.
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
Lagring av provet
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
Lagra 0,5 ml mikrorören som innehåller supernatanten av leverhomogenatet vid ≤ – 70 °C tills de används för ELISA-testet.
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Förfarande 3A:
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.
Sebrafisk, insamling av blod från den kaudala venen/artären
Then conduct a visual check of the state of the suspension.
Omedelbart efter bedövning skärs stjärtspolen av transversalt, och blodet insamlas från den kaudala artären/venen med ett hepariniserat mikrohematokrit-centrifugerat kapillärrör.
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Volymerna blod varierar mellan 5 och 15 mikroliter beroende på fiskens storlek.
Cool the suspended liver homogenate on the ice rack until centrifugation.
En lika stor mängd buffertlösning med aprotinin (6 mikrogram i fosfatbuffrad saltlösning (PBS)) tillsätts i mikrokapillärröret och plasman separeras från blodet genom centrifugering (5 minuter vid 600 g).
Change the pestle to the new one for each homogenate.
Plasman samlas i provrören och lagras vid – 20 °C tills de analyseras med avseende på VTG eller andra proteiner av intresse.
Homogenise all livers with homogenate buffer according to the procedure described above.
Förfarande 3B:
Centrifugation of the suspended liver homogenate
Sebrafisk, insamling av blod genom hjärtpunktering
Following centrifugation, check that the supernatants are adequately separated (surface: lipid, intermediate: supernatant, bottom layer: liver tissue).
Sprutan ska fyllas på förhand med en buffert (ca 100 mikroliter) för att helt eluera de små blodvolymerna från varje fisk.
If the separation is not adequate, centrifuge the suspension again under the same conditions.
Blodproven tas genom hjärtpunktering.
Remove all specimens from the refrigerated centrifuge and arrange them in the order of specimen number on the ice rack.
Till att börja med bör fisken bedövas med MS-222 (100 mg/l).
Be careful not to resuspend each separated layer after the centrifugation.
En lämplig bedövningsnivå gör det möjligt för användaren att urskilja sebrafiskens hjärtslag.
Collection of the supernatant
Medan hjärtpunkteringen utförs ska sprutans kolv hållas under svagt tryck.
Place four 0,5 ml microtubes for storage of the supernatant into the tube rack.
Samla in blodvolymer på mellan 20 och 40 ml.
Collect 30 μl of each supernatant (separated as the intermediate layer) with the micropipette and dispense it to one 0,5 ml microtube.
Efter hjärtpunkteringen ska blod/buffert-blandningen tillsättas i provröret.
Be careful not to collect the lipid on the surface or the liver tissue in the bottom layer.
Plasman separeras från blodet genom centrifugering (20 min., 5000 g) och bör förvaras vid – 80 °C tills den behövs för analys.
Collect the supernatant and dispense it to other two 0,5 ml microtubes in the same manner as described above.
Förfarande 3C:
Collect the rest of the supernatant with the micropipette (if feasible: ≥ 100 μl).
Standardförfarande: Sebrafisk, homogenisering av huvud och stjärt
Then dispense the supernatant to the remaining 0,5 ml microtube.
Fiskarna bedövas eller avlivas i enlighet med testbeskrivningen.
Close the cap of the 0,5 ml microtube and write the volume of the supernatant on the label.
Huvudet och stjärten skärs av i enlighet med figur 1.
Then immediately cool the microtubes on the ice rack.
Obs: Alla dissektionsinstrument och skärbrädan bör sköljas och rengöras ordentligt (t.ex. med 96 % etanol) mellan hanteringen av varje enskild fisk för att förhindra ”vitellogenin-förorening” från honor eller inducerade hanar till oinducerade hanar.
Change the tip of the micropipette to the new one for each supernatant.
För gonadhistologi
If a large amount of lipid becomes attached to the tip, change it to the new one immediately to avoid contamination of the liver extract with fat.
Skär bakom
Dispense all of the centrifuged supernatant to four 0,5 ml microtubes according to the procedure described above.
Skär bakom ryggfenan
After dispensing the supernatant to the 0,5 ml microtubes, place all of them in the tube rack with the identification label, and then freeze them in the freezer immediately.
För Vtg-analys
If the VTG concentrations are measured immediately after the pre-treatment, keep one 0,5 ml microtube (containing 30 μl of supernatant) cool in the tube rack and transfer it to the workstation where the ELISA assay is conducted.
Den sammanlagda vikten av huvud och stjärt från varje fisk mäts till närmaste mg.
In such case, place the remaining microtubes in the tube racks and freeze them in the freezer.
Efter vägning placeras delarna i lämpliga rör (t.ex.
After the collection of the supernatant, discard the residue adequately.
1,5 ml eppendorfrör) och fryses vid – 80 °C tills homogeniseringen, eller homogeniseras direkt på is med två mortelstötar av plast.
Storage of the specimen
(Andra metoder kan användas om de utförs på is och resultatet är en homogen massa).
Store the 0,5 ml microtubes containing the supernatant of the liver homogenate at ≤ – 70 °C until they are used for the ELISA.
Obs: Rören ska numreras noggrant så att fiskarnas huvud och stjärt kan hänföras till deras respektive kroppar, som används för histologisk undersökning av könskörtlarna.
Procedure 3A:
När en homogen massa erhållits tillsätts iskall homogeniseringsbuffertlösning [1] med en mängd på 4 gånger vävnadens vikt.
Zebrafish, Blood Collection from the Caudal Vein / Artery
Fortsätt att arbeta med mortelstötarna tills blandningen är homogen.
Immediately following anaesthesia, the caudal peduncle is severed transversely, and the blood is removed from the caudal artery/vein with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Obs: Nya mortelstötar används för varje fisk.
Blood volumes range from 5 to 15 microliters depending on fish size.
Proven läggs på is tills centrifugeringen vid 4 °C och 50000 g i 30 minuter.
An equal volume of aprotinin buffer (6 micrograms/ml in PBS) is added to the microcapillary tube, and plasma is separated from the blood via centrifugation (5 minutes at 600 g).
Använd en pipett för att dosera ut portioner på 20 μl supernatant i minst två rör genom att doppa pipettens spets under fettlagret på ytan och försiktigt suga upp supernatanten utan att få med fragment av fett eller små bitar.