natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Field sites used for collecting starting cultures must be free of obvious sources of contamination.
Det får inte finnas några uppenbara kontaminationskällor på platser som används för insamling i naturen.
Monocultures, that are visibly free from contamination by other organisms such as algae and protozoa, should be used.
Man ska alltid redovisa ursprunget – om det är känt – för växtmaterialet, de arter och den klon som används för testet.
Healthy plants of L. minor will consist of colonies comprising between two and five fronds, whilst healthy colonies of L. gibba may contain up to seven fronds.
Man ska använda monokulturer utan synliga föroreningar i form av andra organismer såsom alger och protozoer.
The quality and uniformity of the plants used for the test will have a significant influence on the outcome of the test and should therefore be selected with care.
Friska plantor av L. minor består av kolonier med 2–5 fronder, medan friska kolonier av L. gibba kan omfatta upp till 7 fronder.
A large number of single fronds is indicative of environmental stress, e.g. nutrient limitation, and plant material from such cultures should not be used for testing.
Unga, snabbväxande plantor utan synliga skador eller missfärgningar (på grund av kloros) ska användas.
Cultivation
Att en kultur är högvärdig syns på att den har en stor andel kolonier med minst 2 fronder.
To reduce the frequency of culture maintenance (e.g. when no Lemna tests are planned for a period), cultures can be held under reduced illumination and temperature (4-10 °C).
Ett stort antal enstaka fronder är ett tecken på miljöstress, t.ex. på grund av näringsbrist. Använd inte växtmaterial från sådana kulturer för test.
Details of culturing are given in Appendix 2.
Odling För att göra odlingen mindre arbetskrävande – t.ex. när inga test av Lemna är inplanerade under en längre tid – kan kulturerna förvaras under reducerad belysning och temperatur (4–10 °C).
Obvious signs of contamination by algae or other organisms will require surface sterilisation of a sub-sample of Lemna fronds, followed by transfer to fresh medium (see Appendix 2).
Närmare uppgifter om detta och andra uppgifter om behandling av stamkulturer finns i tillägg 2. Om det märks tydliga tecken på föroreningar i form av alger eller andra organismer krävs ytsterilisering av ett delprov av fronder från Lemna.
In this eventuality, the remaining contaminated culture should be discarded.
Det förs sedan över till färskt medium (se tillägg 2). I detta fall måste den återstående delen av den kontaminerade kulturen kasseras.
At least seven days before testing, sufficient colonies are transferred aseptically into fresh sterile medium and cultured for 7-10 days under the conditions of the test.
Minst 7 dagar före testet förs en tillräcklig mängd kolonier aseptiskt över till färskt medium och odlas under 7–10 dagar under testbetingelser.
Test medium
Testmedier
Different media are recommended for Lemna minor and Lemna gibba, as described below.
För Lemna minor och Lemna gibba, rekommenderas olika medier (se nedan).
Careful consideration should be given to the inclusion of a pH buffer in the test medium (MOPS (4-morpholinepropane sulphonic acid, CAS No: 1132-61-2; EINECS No: 214-478-5) in L. minor medium and NaHCO3 in L. gibba medium) when it is suspected that it might react with the test substance and influence the expression of its toxicity.
Man bör noggrant överväga om man ska tillsätta en pH-buffert i testmediet: MOPS [(4-morfolino)propansulfonsyra, CAS-nr 1132–61–2; Einecs-nr 214–478–5] i mediet för L. minor och NaHCO3 i mediet för L. gibba när man misstänker att mediet kan reagera med testsubstansen och påverka dess toxicitetseffekt.
Steinberg Medium (12) is also acceptable as long as the validity criteria are met.
Steinbergs medium (12) kan också användas förutsatt att kriterierna för testresultatens giltighet är uppfyllda.
A modification of the Swedish standard (SIS) Lemna growth medium is recommended for culturing and testing with L. minor.
En modifierad form av det odlingsmedium för Lemna som är standardiserat av det svenska standardiseringsorganet SIS rekommenderas för odling och test med L. minor.
The composition of this medium is given in Appendix 3.
Sammansättningen av detta medium återfinns i tillägg 3.
The growth medium, 20X — AAP, as described in Appendix 3, is recommended for culturing and testing with L. gibba.
Odlingsmediet 20X-AAP, som beskrivs i tillägg 3, rekommenderas för odling och test med L. gibba.
Steinberg medium, as described in Appendix 3, is also suitable for L. minor, but may also be used for L. gibba as long as the validity criteria are met.
Steinbergs medium, som beskrivs i tillägg 3, passar också för L. minor men kan också användas för L. gibba så länge kriterierna för testresultatens giltighet är uppfyllda.
Test solutions are usually prepared by dilution of a stock solution.
Testlösningarna bereds vanligtvis genom utspädning av en stamlösning.
Stock solutions of the test substance are normally prepared by dissolving the substance in growth medium.
Stamlösningar av testsubstansen bereds normalt genom att substansen löses i ett odlingsmedium.
The highest tested concentration of the test substance should not normally exceed the water solubility of the substance under the test conditions.
Den högsta koncentrationen av testsubstansen bör normalt inte överskrida dess vattenlöslighet under testbetingelserna.
It should be noted however that Lemna spp. float on the surface and may be exposed to substances that collect at the water-air interface (e.g. poorly water-soluble or hydrophobic substances or surface-active substances).
Observera dock att Lemna spp. flyter på vätskeytan och kan exponeras för substanser som samlas i gränsytan mellan vatten och luft, t.ex. hydrofoba substanser och substanser med låg vattenlöslighet.
Under such circumstances, exposure will result from material other than in solution and test concentrations may, depending on the characteristics of the test substance, exceed water solubility.
Under sådana omständigheter kommer plantan att exponeras för andra koncentrationer av substansen än de som förekommer i lösningen. Koncentrationerna kan därför – beroende på testsubstansens egenskaper – överskrida vattenlösligheten.
For test substances of low water solubility it may be necessary to prepare a concentrated stock solution or dispersion of the substance using an organic solvent or dispersant in order to facilitate the addition of accurate quantities of the test substance to the test medium and aid in its dispersion and dissolution.
För testsubstanser med låg vattenlöslighet kan det bli nödvändigt att bereda en koncentrerad stamlösning eller en dispersion med hjälp av ett organiskt lösningsmedel eller dispergeringsmedel för att underlätta tillsatsen av exakta mängder testsubstans i testmediet och bidra till dispergeringen och upplösningen av substansen.
Every effort should be made to avoid the use of such materials.
Man ska därför så långt som möjligt undvika att använda sådana substanser.
There should be no phytotoxicity resulting from the use of auxiliary solvents or dispersants.
Det får inte uppstå fytotoxicitet genom att man tvingas använda lösnings- eller dispergeringsmedel för att bereda testlösningen.
For example, commonly used solvents which do not cause phytotoxicity at concentrations up to 100 μl·l–1 include acetone and dimethylformamide.
Exempel på vanliga lösningsmedel, som inte förorsakar fytotoxicitet vid koncentrationer upp till 100 μl/l, är aceton och dimetylformamid.
If a solvent or dispersant is used, its final concentration should be reported and kept to a minimum (≤ 100 μl·l–1), and all treatments and controls should contain the same concentration of solvent or dispersant.
Om ett lösnings- eller dispergeringsmedel används, bör dess slutkoncentration redovisas och hållas så låg som möjligt (≤ 100 μl/l). Alla test- och kontrollösningar bör ha samma koncentration av lösnings- eller dispergeringsmedel.
Further guidance on the use of dispersants is given in (11).
Mer information om användningen av dispergeringsmedel finns i (11).
Prior knowledge of the toxicity of the test substance to Lemna, e.g. from a range-finding test, will help in selecting suitable test concentrations.
Förkunskap om testsubstansens toxicitet för Lemna, t.ex. erhållen genom ett förberedande test av koncentrationsintervallet för toxiciteten, underlättar valet av lämpliga testkoncentrationer.
In the definitive toxicity test, there should normally be at least five test concentrations arranged in a geometric series.
I det slutliga toxicitetstestet ska det normalt finnas minst 5 koncentrationer ordnade i geometrisk serie.
Preferably the separation factor between test concentrations should not exceed 3,2, but a larger value may be used where the concentration-response curve is flat.
Separationsfaktorn mellan testkoncentrationerna bör inte överskrida 3,2, men om dos-respons-kurvan är flack, kan en större separationsfaktor användas.
Justification should be provided if fewer than five concentrations are used.
Om färre än 5 koncentrationer används ska en motivering lämnas.
At least three replicates should be used at each test concentration.
Minst 3 replikat ska användas för respektive testkoncentration.
In setting the range of test concentrations (for range-finding and/or for the definitive toxicity test), the following should be considered:
När man fastställer intervallet av testkoncentrationer (för det förberedande testet eller för det slutliga toxicitetstestet), ska man beakta följande:
To determine an ECx, test concentrations should bracket the ECx value to ensure an appropriate level of confidence.
För att bestämma en ECx-koncentration ska värdet på ECx ligga innanför intervallet av testkoncentrationer för att man ska uppnå en lämplig konfidensgrad.
For example, if estimating the EC50, the highest test concentration should be greater than the EC50 value.
Om man t.ex. ska bestämma EC50, ska den högsta testkoncentrationen vara högre än värdet på EC50.
If the EC50 value lies outside the range of test concentrations, associated confidence intervals will be large and a proper assessment of the statistical fit of the model may not be possible.
Om värdet på EC50 ligger utanför intervallet av testkoncentrationerna, blir motsvarande konfidensintervall stora, och då är det svårt att bedöma om modellen är statistiskt lämplig.
If the aim is to estimate the LOEC/NOEC, the lowest test concentration should be low enough so that growth is not significantly less than that of the control.
Om syftet är att bestämma LOEC eller NOEC, ska den lägsta testkoncentrationen vara så låg att tillväxten inte är märkbart mindre än tillväxten i kontrollen.
In addition, the highest test concentration should be high enough so that growth is significantly lower than that in the control.
Den högsta testkoncentrationen ska vara så hög att tillväxten är märkbart lägre än i kontrollen.
If this is not the case, the test will have to be repeated using a different concentration range (unless the highest concentration is at the limit of solubility or the maximum required limit concentration, e.g. 100 mg·l–1).
Om dessa villkor inte är uppfyllda måste testet göras om med ett annat koncentrationsintervall (såvida inte den högsta koncentrationen ligger på löslighetsgränsen eller är lika med den högsta erforderliga gränskoncentrationen, t.ex. 100 mg/l).
Every test should include controls consisting of the same nutrient medium, number of fronds and colonies, environmental conditions and procedures as the test vessels but without the test substance.
I varje test ska ingå kontroller med samma näringsmedium, frondantal, antal kolonier, miljöbetingelser och förfaranden som för provkärlen, men utan testsubstans.
If an auxiliary solvent or dispersant is used, an additional control treatment with the solvent/dispersant present at the same concentration as that in the vessels with the test substance should be included.
Om ett lösnings- eller dispergeringsmedel används som hjälpmedel i testet, krävs ytterligare ett kontrollprov, nu med samma koncentration av lösnings- eller dispergeringsmedlet som i provkärlen med testsubstansen.
The number of replicate control vessels (and solvent vessels, if applicable) should be at least equal to, ideally twice, the number of vessels used for each test concentration.
Antalet replikatkärl med kontroller – och i tillämpliga fall kärl med lösnings- eller dispergeringsmedel – ska vara minst lika med – eller helst dubbelt så många som – antalet kärl som används för respektive testkoncentration.
If determination of NOEC is not required, the test design may be altered to increase the number of concentrations and reduce the number of replicates per concentration.
Om NOEC inte behöver bestämmas, får testförfarandet modifieras genom att öka antalet koncentrationer och minska antalet replikat per koncentration.
However, the number of control replicates must be at least three.
Antalet kontrollreplikat måste dock vara minst tre.
Colonies consisting of 2 to 4 visible fronds are transferred from the inoculum culture and randomly assigned to the test vessels under aseptic conditions.
Kolonier med 2–4 synliga fronder förs över från ympkulturen och fördelas slumpmässigt i provkärlen under aseptiska förhållanden. Alla provkärl ska vardera innehålla sammanlagt 9–12 fronder. Antalet fronder och kolonier ska vara detsamma i alla provkärl.
Each test vessel should contain a total of 9 to 12 fronds.
Erfarenheter från användning av denna metod och resultat från ringtest har visat att 3 replikat per testlösning (testkoncentration), där alla replikat från början innehåller 9–12 fronder, är tillräckligt för att man ska upptäcka skillnader i tillväxt mellan testlösningarna på cirka 4–7 procents tillväxthämning (beräknad enligt tillväxthastighet) och 10–15 procents tillväxthämning (beräknad enligt producerad mängd biomassa) (10). Provkärlen måste placeras slumpmässigt i inkubatorn för att minimera inflytandet av rumsbetingade skillnader i ljusintensitet och temperatur.
The number of fronds and colonies should be the same in each test vessel.
Det krävs också blockvis fördelning eller slumpmässig omplacering av kärlen vid varje mättillfälle, eller oftare.
In this case, the colonies should be exposed to freshly prepared test and control solutions on at least two occasions during the test (e.g. days 3 and 5).
I det fallet exponeras kolonierna för nyberedda test- och kontrollösningar vid minst 2 tillfällen under testet, t.ex. på dag 3 och 5.
The frequency of exposure to fresh medium will depend on the stability of the test substance; a higher frequency may be needed to maintain near-constant concentrations of highly unstable or volatile substances.
Intervallen för byte till färskt medium beror på stabiliteten hos testsubstansen – det kan krävas kortare intervall för att upprätthålla nära nog konstanta koncentrationer av mycket instabila eller flyktiga substanser.
In some circumstances, a flow-through procedure may be required (11)(13).
I visa fall måste man använda genomflödestest (se 11 och 13). Exponering genom besprutning av fronderna ingår inte i denna testmetod.
The exposure scenario through a foliar application (spray) is not covered in this Testing Method, instead see (14).
Besprutningsmetoden beskrivs i 14.
Incubation conditions
Inkubationsbetingelser
Continuous warm or cool white fluorescent lighting should be used to provide a light intensity selected from the range of 85-135 μE·m–2·s–1 when measured in a photosynthetically active radiation (400-700 nm) at points the same distance from the light source as the Lemna fronds (equivalent to 6500-10000 lux).
Kontinuerlig belysning med varmt eller kallt vitt ljus från lysrör används för att åstadkomma en ljusintensitet i intervallet 85–135 μE·m–2·s–1, varvid intensiteten ska mätas inom ett fotosyntetiskt aktivt våglängdsområde (400–700 nm) i punkter på samma avstånd från ljuskällan som Lemna-fronderna (denna intensitet motsvarar en belysningsstyrka på 6500–10000 lux).
Any differences from the selected light intensity over the test area should not exceed ± 15 %.
Ljusintensiteten får inte variera mer än ± 15 % över testytan.
The method of light detection and measurement, in particular the type of sensor, will affect the measured value.
Metoden för detektering och mätning av ljuset – framför allt typen av ljussensor – påverkar mätvärdet.
Spherical sensors (which respond to light from all angles above and below the plane of measurement) and ‘cosine’ sensors (which respond to light from all angles above the plane of measurement) are preferred to unidirectional sensors, and will give higher readings for a multi-point light source of the type described here.
Sfäriska sensorer – som mäter ljuset från alla vinklar ovanför och under mätplanet – och sensorer av solsensortyp (med cosinuskoefficient för infallsvinkeln) – som mäter ljuset från alla vinklar ovanför mätplanet – är att föredra framför riktade sensorer. De förstnämnda sensorerna ger större mätutslag för en diffus ljuskälla av den typ som beskrivits här.
However, deviation of more than 1,5 units would not invalidate the test when it can be shown that validity criteria are met.
En avvikelse på mer än 1,5 gör dock inte testresultaten ogiltiga om det kan visas att kriterierna för testresultatens giltighet är uppfyllda.
Additional care is needed on pH drift in special cases such as when testing unstable substances or metals.
I speciella fall – t.ex. vid test av instabila substanser eller metaller – måste förskjutningen av pH kontrolleras extra noggrant.
See (11) for further guidance.
Se vidare (11).
Duration
Tid för testets genomförande
The test is terminated 7 days after the plants are transferred into the test vessels.
Testet ska avslutas 7 dagar efter det att plantorna har placerats i provkärlen.
At the start of the test, the frond number in the test vessels is counted and recorded, taking care to ensure that protruding, distinctly visible fronds are accounted for.
Räkna och registrera frondantalet i provkärlen vid testets början. Se noga till att ta med alla uppstickande, väl synliga fronder.
Frond numbers appearing normal or abnormal, need to be determined at the beginning of the test, at least once every 3 days during the exposure period (i.e. on at least 2 occasions during the 7 day period), and at test termination.
Bestäm antalet fronder – både sådana som framstår som normala och sådana som framstår som onormala – vid början av testet och därefter minst var tredje dag under exponeringstiden (dvs. vid minst 2 tillfällen under 7-dagarsperioden), samt vid slutet av testet.
Changes in plant development, e.g. in frond size, appearance, indication of necrosis, chlorosis or gibbosity, colony break-up or loss of buoyancy, and in root length and appearance, should be noted.
Registrera förändringar i plantutvecklingen. Det kan t.ex. gälla frondstorlek; utseende; tecken på nekros, kloros eller svullna fronder; kollaps av kolonier eller försämrad flytförmåga; rötternas längd och utseende.
Significant features of the test medium (e.g. presence of undissolved material, growth of algae in the test vessel) should also be noted.
Registrera också betydelsefulla inslag i testmediet, t.ex. förekomst av oupplöst material och algtillväxt i provkärlet.
In addition to determinations of frond number during the test, effects of the test substance on one (or more) of the following measurement variables are also assessed:
Utöver bestämningar av frondantalet under testet ska de effekter testsubstansen har på en eller flera av följande mätvariabler bestämmas:
total frond area;
Total frondarea.
dry weight;
Torrvikt.
fresh weight.
Färskvikt.
Total frond area has an advantage that it can be determined for each test and control vessel at the start, during, and at the end of the test.
Fördelen med variabeln ”total frondarea” är att den kan bestämmas för alla prov- och kontrollkärl vid början, under och vid slutet av testet.
Dry or fresh weight should be determined at the start of the test from a sample of the inoculum culture representative of what is used to begin the test, and at the end of the test with the plant material from each test and control vessel.
Torr- eller färskvikt måste bestämmas vid början av testet med hjälp av ett prov från ympkulturen som är representativt för vad som används för att starta testet, och vid slutet av testet med hjälp av växtmaterial från alla prov- och kontrollkärl.
If frond area is not measured, dry weight is preferred over fresh weight.
Om frondarean inte bestäms, är mätning av torrvikten att föredra framför mätning av färskvikten.
Total frond area, dry weight and fresh weight may be determined as follows:
Total frondarea, torrvikt och färskvikt kan bestämmas på följande sätt:
Total frond area: The total frond area of all colonies may be determined by image analysis.
Total frondarea: Den sammanlagda frondarean hos alla kolonier bestäms genom bildanalys.
A silhouette of the test vessel and plants can be captured using a video camera (i.e. by placing the vessel on a light box) and the resulting image digitised.
Med en videokamera registrerar man en silhuett av provkärlet och plantorna (kärlet kan t.ex. vara placerat på en ljuslåda). Därefter digitaliseras bilderna.
By calibration with flat shapes of known area, the total frond area in a test vessel may then be determined.
Genom kalibrering med plana former med känd area kan man sedan bestämma den totala frondarean i kärlet.
Care should be taken to exclude interference caused by the rim of the test vessel.
Fel orsakade av inverkan av provkärlets överkant måste undvikas.
An alternative but more laborious approach is to photocopy test vessels and plants, cut out the resulting silhouette of colonies and determine their area using a leaf area analyser or graph paper.
En annan, mer arbetskrävande metod är att ta en fotokopia av provkärlet och plantorna, klippa ut den silhuett som kolonierna bildar och sedan bestämma deras area med hjälp av en bladytemätare eller millimeterpapper.
Other techniques (e.g. paper weight ratio between silhouette area of colonies and unit area) may also be appropriate.
Andra metoder – t.ex. bestämning av viktsförhållandet mellan koloniernas silhuettyta och en ytenhet – kan också vara ändamålsenliga.
Dry weight: All colonies are collected from each of the test vessels and rinsed with distilled or deionised water.
Torrvikt: Alla kolonier samlas in från respektive provkärl och sköljs med destillerat eller avjoniserat vatten.
They are blotted to remove excess water and then dried at 60 °C to a constant weight.
Överskottsvattnet avlägsnas från kolonierna, t.ex. genom uppsugning med filterpapper, och de torkas sedan vid 60 °C tills vikten inte längre minskar.
Any root fragments should be included.
Även rotfragment måste tas med.
The dry weight should be expressed to an accuracy of at least 0,1 mg.
Torrvikten bestäms med en noggrannhet på minst 0,1 mg.
Fresh weight: All colonies are transferred to pre-weighed polystyrene (or other inert material) tubes with small (1 mm) holes in the rounded bottoms.
Färskvikt: Alla kolonier förs över till förvägda provrör av polystyren (eller annat inert material) med små (1 mm) hål i de rundade bottnarna.
The tubes are then centrifuged at 3000 rpm for 10 minutes at room temperature.
Provrören centrifugeras vid 3000 varv/minut under 10 minuter vid rumstemperatur.
Tubes, containing the now dried colonies, are re-weighed and the fresh weight is calculated by subtracting the weight of the empty tube.
Provrören, som nu innehåller torra kolonier, vägs på nytt. Färskvikten fås fram genom att subtrahera det tomma provrörets vikt.
Frequency of measurements and analytical determinations
Mätfrekvens och analytiska bestämningar
If a static test design is used, the pH of each treatment should be measured at the beginning and end of the test.
Vid statiskt testförfarande mäts pH i alla testlösningar (testkoncentrationer) vid början och slutet av testet.
If a semi-static test design is used, the pH should be measured in each batch of ‘fresh’ test solution prior to each renewal and also in the corresponding ‘spent’ solutions.
Vid semistatiskt testförfarande mäts pH i varje färsk testlösning och motsvarande förbrukade lösning.