natgillin/translations-raw huggingface dataset:
With a clean disinfected knife or pruning shears, remove a 1 to 2 cm segment from the base of each stem, just above the soil level.
Med en ren, desinficerad kniv eller sekatör avlägsnas ett 1–2 cm långt segment av basen på varje stjälk strax ovanför markytan.
Disinfect stem segments briefly with ethanol 70 % and immediately blot dry on tissue paper.
Desinficera stjälksegmentet hastigt i 70-procentig etanol och torka omedelbart med mjukpapper.
Collect stem segments in a closed sterile container according to the following sampling procedures:
Samla stjälksegmenten i en tillsluten steril behållare enligt följande provtagningsförfaranden:
Process the stem segments by one of the following procedures: either,
Behandla stjälksegmenten enligt något av följande förfaranden: antingen
cover the segments with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 3) and agitate on a rotary shaker (50 to 100 rpm) for four hours below 24 °C or for 16 to 24 hours refrigerated,
täck segmenten genom att tillsätta en tillräcklig mängd (ungefär 40 ml) extraktionsbuffert (appendix 3) och skaka på en rotationsskak (50–100 r/min) under 4 timmar vid en temperatur under 24 °C eller under 16-24 timmar nedkylt,
process immediately. By crushing the segments in a strong maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba) with an appropriate volume of extraction buffer (Appendix 3) using a rubber mallet or appropriate grinding apparatus (e.g. Homex).
behandla omedelbart segmenten genom att krossa dem i en kraftig förseglad engångspåse för finfördelning (t.ex. Stomacherpåse eller Bioreba) i en tillräcklig mängd extraktionsbuffert (tillägg 3) med en gummihammare eller lämplig malapparat (t.ex. Homex).
If this is not possible, store the stem segments refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Om detta inte är möjligt, förvara stjälksegmenten under högst 72 timmar nedkylda eller under högst 24 timmar i rumstemperatur.
Decant the supernatant after settling for 15 minutes.
Dekantera supernatanten efter det att blandningen fått stå och sjunka under 15 minuter.
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in section 3.1.4 to 3.1.6.
Ytterligare klarnande av extraheringen eller koncentrationen av bakteriedelen krävs vanligtvis inte men kan åstadkommas genom filtrering och/eller centrifugering enligt avsnitten 3.1.4–3.1.6.
Divide the neat or concentrated sample extract into 2 equal parts.
Dela det outspädda eller koncentrerade provextraktet i två lika stora delar.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months) in case further testing is required.
Bibehåll ena hälften vid en temperatur av 4–10 °C under testet och lagra den andra hälften med 10–25-procentig (v/v) steril glycerol vid en temperatur av –16 till –24 °C (veckor) eller –68 till –86 °C (månader) för det fall att ytterligare tester krävs.
The use of the IF test as the principal screening test is recommended because of its proven robustness to achieve the required thresholds.
Det rekommenderas att IF-test används som huvudsakligt screeningtest på grund av dess dokumenterade effektivitet när det gäller att uppnå de föreskrivna bestämningsgränserna.
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Om IF-testet används som huvudsakligt screeningtest och resultatet är positivt, skall ett andra screeningtest med PCR- eller FISH-tester göras.
When the IF test is used as the second screening test and the IF reading is positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the analysis.
Om IF-testet används som ett andra screeningtest och resultatet är positivt, krävs ytterligare testning enligt flödesschemat för att analysen skall bli fullständig.
Always use a polyclonal antibody, when the IF test is used as the principal screening test.
Använd alltid en polyklonal antikropp om IF-test används som huvudsakligt screeningtest.
In case of a positive IF reading with a polyclonal antibody further screening of the sample with a monoclonal antibody may provide more specificity but can be less sensitive.
Om ett IF-test med en polyklonal antikropp är positivt, kan ytterligare screening av provet med en monoklonal antikropp ge högre specificitet men vara mindre känsligt.
Use antibodies to a reference strain of C. m. subsp. sepedonicus.
Använd antikroppar till en referensstam av C. m. subsp. sepedonicus.
It is recommended that the titre is determined for each new batch of antibodies.
Det rekommenderas att titer bestäms för varje nytt parti antikroppar.
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of C. m. subsp. sepedonicus and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer's recommendations.
Titern definieras som den högsta utspädning vid vilken en optimal reaktion sker när en suspension av 105–106 celler per ml av den homologa stammen av C. m. subsp. sepedonicus testas och när ett lämpligt fluorescein isothiocyanat konjugat (FITC) i överensstämmelse med tillverkarens rekommendationer används.
The crude polyclonal or monoclonal antibodies should have an IF titre of at least 1:2000.
De monoklonala eller polyklonala antikropparna bör ha en IF-titer av minst 1:2000.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) (WD) close to or at the titre.
Vid testningen bör antikropparna användas vid en arbetsutspädning (arbetsutspädningar) nära eller vid titern.
Use validated antibodies (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Använd validerade antikroppar (se kommissionens webbplats på adress http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The test should be performed on freshly-prepared sample extracts.
Testet bör göras på nypreparerade provextrakt.
If necessary, it can be successfully performed on extracts stored at –68 to –86 °C under glycerol.
Vid behov kan det göras på extrakt som lagrats i glycerol vid en temperatur på –68 till –86 °C.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and resuspension in an equal volume of pellet buffer.
Glycerolen kan avlägsnas från provet genom tillsats av 1 ml pelletbuffert (tillägg 4), omcentrifugering under 15 minuter vid 7000 g och återsuspension i en lika stor volym av pelletbuffert.
This is often not necessary, especially if slides samples are fixed to the slides by flaming (see 2.2).
Detta krävs vanligtvis inte, särskilt inte om glasproverna har fixerats på glasen med flambering (se 2.2).
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2, and optionally in buffer.
Bered separata positiva kontrollglas av den homologa stammen eller någon annan referensstam av C. m. subsp. sepedonicus, som suspenderats i potatisextrakt, såsom anges i tillägg 2, alternativt i en buffert.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilization or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Naturligt infekterad vävnad (som har bevarats genom frystorkning eller nedfrysning vid en temperatur av –16 till –24 °C) bör om möjligt användas som en liknande kontroll på samma glas.
As negative controls, use aliquots of sample extract which previously tested negative.
Som negativ kontroll använd delprover av provextrakt som tidigare givit negativt svar när de testats.
Use multiwell microscope slides with preferably 10 windows of at least 6 mm diameter.
Använd multispot-objektglas med helst 10 fönster av minst 6 mm diameter.
Test control material in an identical manner as the sample(s).
Testa kontrollmaterialen exakt som provet (proven).
Prepare the test slides by one of the following procedures:
Preparera testobjektglasen enligt något av följande förfaranden:
For pellets with relatively little starch sediment:
För pelletar med relativt litet stärkelsesediment:
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Pipettera på det första glaset en uppmätt standardvolym (15 µl är lämpligt för 6 mm fönsterdiameter – öka volymen för större fönster) av en 1/100-utspädning av den återsuspenderade potatispelleten.
Subsequently pipette a similar volume of undiluted pellet (1/1) onto the remaining windows on the row.
Pipettera en motsvarande volym av koncentrerad pellet (1/1) på de återstående fönstren på raden.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 1.
Den andra raden kan användas som duplikat eller för ett andra prov enligt figur 1.
For other pellets:
För andra pelletar:
Prepare decimal dilutions (1/10 and 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
Preparera decimala utspädningar (1/10 och 1/100) av den återsuspenderade pelleten i pelletbuffert.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Pipettera en uppmätt standardvolym (15 µl är lämpligt för 6 mm fönsterdiameter – öka volymen för större fönster) av den återsuspenderade pelleten och varje utspädning på en fönsterrad.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 2.
Den andra raden kan användas som duplikat eller för ett andra prov enligt figur 2.
Dry the droplets at ambient temperatures or by warming at temperature of 40 to 45 °C.
Torka dropparna i omgivande temperatur eller genom uppvärmning vid en temperatur av 40–45 °C.
Fix the bacterial cells to the slide either by heating (15 minutes at 60 °C), flaming, with 95 % ethanol or according to specific instructions from the suppliers of the antibodies.
Fixera bakteriecellerna på glaset antingen genom upphettning (15 minuter vid 60 °C), flambering med 95-procentig etanol eller enligt särskilda instruktioner från leverantören av antikropparna.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of 3 months) prior to further testing.
Vid behov får fixerade glas lagras frysta i en torkad låda under så kort tid som möjligt (maximalt 3 månader) innan vidare testning sker.
IF procedure:
IF-förfarande
According to test slide preparation in 4.1(i):
Enligt testglaspreparering i 4.1 i:
Prepare a set of twofold dilutions of the antibody in IF buffer.
Bered en serie dubbla utspädningar av antikroppen i IF-buffert.
The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Den första brunnen bör ha 1/2 av titern (T/2), de övriga 1/4 av titern (T/4), 1/2 av titern (T/2), titern (T) och två gånger titern (2T).
According to test slide preparation in 4.1(ii):
Enligt testglaspreparering i 4.1 ii:
Prepare the working dilution (WD) of the antibody in IF buffer.
Preparera arbetsutspädningen av antikropp i IF-buffert.
The working dilution affects the specificity.
Arbetsutspädningen påverkar specificiteten.
Preparation of the test slide according to 4.1(i) and 4.3(i)
Preparering av testglaset enligt 4.1 i och 4.3 i.
Dilutions of resuspended pellet
Utspädningar av återsuspenderade pelletar
Dilution of resuspended pellet
Utspädning av återsuspenderad pellet
Twofold dilutions of antiserum/antibody
Dubbla utspädningar av antiserum/antikropp
Sample 1
Prov 1
Duplicate of sample 1 or sample 2
Duplikat av prov 1 eller prov 2
Preparation of the test slide according to 4.1(ii) and 4.3(ii)
Preparering av testglaset enligt 4.1 ii och 4.3 ii.
Working dilution of antiserum/antibody
Arbetsutspädning av antiserum/antikropp
Decimal dilution of resuspended pellet
Decimal utspädning av återsuspenderad pellet
Arrange the slides on moist paper.
Ordna glasen på fuktigt mjukpapper.
Cover each test window completely with the antibody dilution(s).
Täck varje testfönster fullständigt med antikropputspädning(ar).
The volume of antibody applied on each window must be at least the volume of extract applied.
Den volym antikroppar som tillsätts varje fönster skall vara minst lika stor som volymen tillsatt extrakt.
The following procedure should be carried out in the absence of specific instructions from the suppliers of the antibodies:
Följande förfarande bör följas om det saknas särskilda instruktioner från leverantören av antikropparna:
Incubate the slides on moist paper under a cover for 30 minutes at ambient temperature (18 to 25 °C).
Inkubera glasen på fuktigt papper övertäckta under 30 minuter vid omgivande temperatur (18–25 °C).
Shake the droplets off each slide and rinse carefully with IF buffer.
Skaka av dropparna från glaset och skölj glasen noga med IF-buffert.
Wash by submerging for 5 minutes in IF buffer-Tween (Appendix 3) and subsequently for 5 minutes in IF buffer.
Tvätta genom att under 5 minuter sänka ned i IF-buffert – Tween (tillägg 3) och därefter under 5 minuter i IF-buffert.
Avoid causing aerosols or droplet transfer that could result in cross-contamination.
Undvik uppkomst av aerosoler eller överföring av droppar som kan orsaka korskontaminering.
Carefully remove excess moisture by blotting gently.
Avlägsna noga överskottsfukt genom att försiktigt torka med läskpapper.
Cover the test windows with the dilution of FITC conjugate used to determine the titre.
Täck testfönstren med den utspädning av FITC-konjugat som används för att bestämma titern.
The volume of conjugate applied on the windows must be identical to the volume of antibody applied.
Den volym konjugat som tillsätts fönstren skall vara lika med volymen tillsatt antikropp.
Shake the droplets of conjugate off the slide.
Skaka av konjugatdropparna från glaset.
Rinse and wash as before (4.3.3).
Skölj och tvätta som ovan (4.3.3).
Carefully remove excess moisture.
Avlägsna noga överskottsfukt.
Pipette 5 to 10 µl of 0,1M phosphate-buffered glycerol (Appendix 3) or a commercially antifading mountant on each window and apply a coverslip.
Pipettera 5–10 µl 0,1 M fosfatbuffrad glycerol (tillägg 3) eller en inbäddningslösning som motverkar blekning som finns tillgänglig i handeln på varje fönster och lägg på ett täckglas.
Reading the IF test:
Avläsning av IF-testet:
Examine test slides on an epifluorescence microscope with filters suitable for excitation of FITC, under oil or water immersion at a magnification of 500 to 1000.
Undersök testglasen i ett epifluorescensmikroskop med filter lämpliga för FITC under olje- eller vattenimmersion vid 500–1000 gångers förstoring.
Scan windows across two diameters at right angles and around the perimeter.
Scanna fönstren utefter två diametrar i rät vinkel och runt perimetern.
For samples showing no or low number of cells observe at least 40 microscope fields.
På de prover som inte uppvisar några celler eller endast ett litet antal celler, observera minst 40 mikroskopfält.
Check the positive control slide first.
Kontrollera glaset med positiv kontroll först.
Cells must be bright fluorescent and completely stained at the determined antibody titre or working dilution.
Cellerna skall vara klart fluorescerande och helt färgade vid den fastställda antikroppstitern eller arbetsutspädningen.
The IF test (section 4) must be repeated if the staining is aberrant.
IF-testet (avsnitt 4) skall återupprepas om färgningen är avvikande.
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of C. m. subsp. sepedonicus in the test windows of the test slides (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Sök efter klart fluorescerande celler med karakteristisk morfologi av C. m. subsp. sepedonicus i fönstren på glasen med prover (se kommissionens webbplats med adress http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The fluorescence intensity must be equivalent or better to the positive control strain at the same antibody dilution.
Fluorescensintensiteten skall minst motsvara den positiva kontrollstammens vid samma antikroppsutspädning.
Cells with incomplete staining or with weak fluorescence must be disregarded.
Celler med ojämn eller ofullständig färgning eller med svag fluorescens beaktas inte.
If any contamination is suspected the test must be repeated.
Om smitta misstänks skall testet upprepas.
This may be the case when all slides in a batch show positive cells due to the contamination of buffer or if positive cells are found (outside of the slide windows) on the slide coating.
Detta kan vara fallet om alla glas i ett parti uppvisar positiva celler på grund av smitta av en buffert eller om positiva celler påträffas (utanför glasets fönster) på objektglasöverdraget.
There are several problems inherent to the specificity of the immunofluorescence test.
Immunofluorescenstestets specificitet ger upphov till ett flertal problem.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. sepedonicus are likely to occur in potato heel end core and stem segment pellets.
Bestånd av fluorescerande celler med atypisk morfologi och korsreagerande saprofytiska bakterier som har en liknande storlek och morfologi som C. m. sepedonicus kan förekomma hos potatisar i naveländarna och i pelletar av stjälksegmentet.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology at the titre or working dilution of the antibodies as in 4.3.
Endast fluorescerande celler med typisk storlek och morfologi vid titern eller vid arbetsutspädningen av antikropparna skall beaktas, såsom i 4.3.
Interpretation of the IF reading:
Tolkning av IF-testet:
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 4).
För varje prov med ljusa fluorescerande celler med karakteristisk morfologi, bestäm medeltalet typiska celler per mikroskopfält och beräkna antal typiska celler per ml återsuspenderad pellet (tillägg 4).
The IF reading is positive for samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet.
IF-testet är positivt om proven innehåller minst 5 × 103 typiska celler per ml återsuspenderad pellet.
The sample is considered potentially contaminated. and further testing is required.
Provet betraktas som potentiellt smittat och ytterligare tester krävs.
The IF reading is negative for samples with less than 5 × 103 cells per ml resuspended pellet and the sample is considered negative.
IF-testet är negativt om proven innehåller färre än 5 × 103 celler per ml återsuspenderad pellet och provet betraktas som negativt.
Further testing is not required.
Inga ytterligare tester krävs.
FISH TEST
FISH-TEST
When the FISH test is used as the first screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Om FISH-testet används som första screeningtest och resultatet är positivt, skall ett andra screeningtest i form av ett IF-test göras.
When the FISH test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Om FISH-testet används som andra screeningtest och resultatet är positivt, krävs ytterligare testning enligt flödesschemat för att diagnosen skall bli fullständig.
Use validated C. m. subsp. sepedonicus-specific oligo-probes (Appendix 7).
Använd validerade C. m. subsp. sepedonicus-specifika oligo-prober (tillägg 7).
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of at least 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Preliminär testning med denna metod bör möjliggöra reproducerbar upptäckt av minst 103–104 celler av C. m. subsp. sepedonicus per ml som tillsätts till provextrakt som tidigare testats och gett negativt svar.
The following procedure should preferably be performed on freshly prepared sample extract but can also be successfully performed on sample extract that has been stored under glycerol at –16 to –24 °C or –68 to –86 °C.
Följande förfarande bör helst tillämpas på nypreparerade provextrakt men kan även tillämpas på provextrakt som lagrats i glycerol vid en temperatur av –16 till –24 °C eller –68 till –86 °C.
As negative controls, use aliquots of sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. sepedonicus.
Som negativa kontroller använd delprover av provextrakt som tidigare givit negativt svar när de testats avseende C. m. subsp. sepedonicus.
As positive controls prepare suspensions containing 105 to 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus (e.g. strain NCPPB 4053, or PD 406) in 0,01M phosphate buffer (PB) from a three to five day culture (preparation see Appendix 2).
Som positiva kontroller preparera suspensioner innehållande 105–106 celler per ml av C. m. subsp. sepedonicus (dvs. stam NCPPB 4053 eller PD 406) i 0,01 M fosfatbuffert från en 3–5 dagar gammal kultur (preparering se tillägg 2).
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2.
Preparera separata positiva kontrollglas av den homologa stammen eller någon annan referensstam av C. m. subsp. sepedonicus, som suspenderats i potatisextrakt, såsom anges i tillägg 2.
The use of the FITC-labelled eubacterial oligo-probe offers a control for the hybridisation process, since it will stain all eubacteria that are present in the sample.
Användningen av FITC-märkt eubakteriell prob fungerar som en kontroll av hybridiseringsprocessen, eftersom den färgar alla eubakterier som finns i provet.
Potato extract fixation
Fixering av potatisextrakt
Prepare fixative solution (see Appendix 7).
Preparera fixeringslösningen (se tillägg 7).
Pipette 100 µl of each sample extract into an Eppendorf tube and centrifuge for eight min at 7000 g.
Pipettera 100 µl av varje provextrakt i ett Eppendorf-rör och centrifugera under 8 minuter på 7000 g.
Remove the supernatant and dissolve the pellet in 500 µl of fixative prepared < 24 hours previously.
Avlägsna supernatanten och lös pelleten i 500 µl fixeringsvätska som preparerats < 24 timmar tidigare.
Vortex and incubate overnight at 4 °C.
Skaka och inkubera över natten i 4 °C.
An alternative fixative is 96 % ethanol.
En alternativ fixeringsvätska är 96-procentig etanol.
To use this dissolve the pellet from step 5.1.2 in 50 µl 0,01M PB and 50 µl 96 % ethanol.
Vid användning av denna, lös pelleten från steg 5.1.2 i 50 µl 0,01 M fosfatbuffert och 50 µl 96-procentig etanol.
Vortex mix and incubate at 4 °C for 30 to 60 minutes.
Skaka och inkubera vid 4 °C under 30–60 minuter.
Centrifuge for 8 min. at 7000 g, remove the supernatant and resuspend the pellet in 75 µl 0,01M PB (see Appendix 3).
Centrifugera under 8 minuter på 7000 g, avlägsna supernatanten och återsuspendera pelleten i 75 µl 0,01 M fosfatbuffert (se tillägg 3).
The remaining sample solution (49 µl) can be stored at –20 °C after addition of 1 volume of 96 % ethanol.
Den återstående provlösningen (49 µl) kan lagras vid –20 °C efter tillsats av 1 volym 96-procentig etanol.
In case the FISH assay requires repeating, remove the ethanol by centrifugation and add an equal volume of 0,01M PB (mix by vortexing).
Om FISH-testet skall upprepas, avlägsna etanolen genom centrifugering, och tillsätt en lika stor volym 0,01 M fosfatbuffert (omskakas).
Layout for FISH slide
FISH-glasets layout
Blank
Blankprov
Sample 2
Prov 2
window 1
Fönster 1
window 2
Fönster 2
window 3
Fönster 3
window 4
Fönster 4
window 5
Fönster 5
window 6
Fönster 6
window 7
Fönster 7
window 8
Fönster 8
window 9
Fönster 9
window 10
Fönster 10
Coverslip 1
Täckglas 1
Coverslip 2
Täckglas 2