natgillin/translations-raw huggingface dataset:
A Tubercles located around eye.
Un plan de anestezie corespunzător este acela care permite utilizatorului să distingă bătăile inimii peștelui-zebră.
Mapped dorsal to ventral around anterior rim of eye.
În timpul efectuării puncției cardiace, aplicați o tensiune ușoară continuă pe pistonul seringii.
Commonly multiple in mature control males, not present in control females, generally paired (one near each eye) or single in females exposed to androgens.
Volumele sanguine care pot fi colectate se încadrează în intervalul 20-40 de microlitri.
B Tubercles located between nares, (sensory canal pores).
După efectuarea puncției cardiace, amestecul de sânge și soluție tamponată trebuie introdus într-un tub de testare.
Normally in pairs for control males at more elevated levels (2- enlarged or 3- pronounced) of development.
Plasma este separată de sânge prin centrifugare (20 de minute; 5000 g) și trebuie depozitată la o temperatură de – 80 °C până în momentul efectuării analizei.
Not present in control females with some occurrence and development in females exposed to androgens.
Procedura 3C:
C Tubercles located immediately anterior to nares, parallel to mouth.
POS:
Generally enlarged or pronounced in mature control males.
Peștele-zebră, omogenizarea capului și a cozii
Present or enlarged in less developed males or androgen-treated females.
Peștii sunt anesteziați și eutanasiați conform descrierii testului.
D Tubercles located parallel along mouth line.
Capul și coada peștelui sunt tăiate conform Figurii 1.
Generally rated developed in control males.
Toate instrumentele de disecție și planșa pentru efectuarea inciziilor trebuie clătite și curățate în mod corespunzător (de exemplu, cu etanol 96 %) între fiecare operațiune de manipulare a peștilor pentru a preveni «poluarea cu vitelogenină» de la femele sau de la masculii induși la masculii neinduși.
Absent in control females but present in androgen-exposed females.
Incizie în spatele înotătoarei pectorale
E Tubercles located on lower jaw, close to mouth, usually small and commonly in pairs.
Pentru histologia gonadelor
Varying in control or treated males, and treated females.
Pentru analiza VTG
F Tubercles located ventral to E. Commonly small and paired.
Pentru analiza VTG
Present in control males and androgen-exposed females.
Greutatea ansamblului cap-coadă al fiecărui pește este măsurată la cel mai apropiat mg.
Tubercle Template
După cântărire, părțile sunt introduse în eprubete corespunzătoare (de exemplu, Eppendorf de 1,5 ml) și congelate la o temperatură de – 80 °C până la omogenizare sau sunt direct omogenizate pe gheață cu ajutorul a două pistiluri din plastic.
Numerical Rating
(Pot fi utilizate alte metode dacă sunt realizate pe gheață și rezultatul este o masă omogenă).
resent
Eprubetele trebuie numerotate în mod corect astfel încât capul și coada peștelui să poată fi corelate cu secțiunea de corp corespunzătoare utilizată pentru histologia gonadelor.
Date
Atunci când se obține o masă omogenă, se adaugă tampon de omogenizare la temperatura gheții în greutate 4 × greutatea țesutului.
nlarged
Se continuă operațiunea cu pistilurile până ce amestecurile devin omogene.
Total Score
Notă importantă:
ronounced
Se utilizează pistiluri noi pentru fiecare pește.
Appendix 5B
Probele se plasează pe gheață până la centrifugare, care se realizează la 4 °C la 50000 × g timp de 30 min.
Assessment of secondary sex characteristics in medaka for the detection of certain endocrine active chemicals
Se utilizează o pipetă pentru a repartiza câte 20 μl de supernatant în cel puțin două tuburi introducând vârful pipetei sub stratul de grăsime de la suprafață și aspirând cu grijă supernatantul fără nicio fracțiune de grăsime sau de granule.
Below is a description of the measurement of papillary processes, which are the secondary sex characteristics in medaka (Oryzias latipes).
Eprubetele sunt depozitate la o temperatură de – 80 °C până în momentul utilizării.
After the excision of the liver (Appendix 6), the carcass is placed into a conical tube containing about 10 ml of 10 % neutral buffered formalin (upside: head, downside: tail).
Tampon de omogenizare:[50 mM Tris-HCl pH 7,4; 1 % amestec de inhibitori de protează (Sigma)]:
If the gonad is fixed in a solution other than 10 % neutral buffered formalin, make a transverse cut across the carcass between anterior region of anal fin and anus using razor, taking care not to harm the gonopore and gonad itself (Fig.
12 ml Tris-HCl pH 7,4 + 120 μl amestec de inhibitori de protează.TRIS:
3).
TRIS-ULTRA PURE (ICN), de exemplu de la Bie & Berntsen, Danemarca.Amestec de inhibitori de protează:
Place the cranial side of the fish body into the fixative solution to preserve the gonad, and the tail side of the fish body into the 10 % neutral buffered formalin as described above.
de la Sigma (pentru țesut de mamifer) Numărul produsului P 8340.Notă:
After placing the fish body into 10 % neutral buffered formalin, grasp the anterior region of the anal fin with tweezers and fold it for about 30 seconds to keep the anal fin open.
Tamponul de omogenizare trebuie utilizat în ziua fabricării sale.
When grasping the anal fin with tweezers, grasp a few fin rays in the anterior region with care not to scratch the papillary processes.
Se așează pe gheață în timpul utilizării.
After keeping the anal fin open for about 30 seconds, store the fish body in 10 % neutral buffered formalin at room temperature until the measurement of the papillary processes (measurement should be conducted after fixing for at least 24 hours).
Probe fortificate de vitelogenină și standard de referință interteste
Measurement
De fiecare dată când sunt efectuate teste de măsurare a vitelogeninei, va fi analizată o probă fortificată obținută cu ajutorul unui standard de referință interteste.
After fixing the fish body in the 10 % neutral buffered formalin for at least 24 hours, pick up the fish carcass from the conical tube and wipe the formalin on the filter paper (or paper towel).
Vitelogenina utilizată pentru prepararea standardului de referință interteste va proveni de la un lot diferit de cel utilizat pentru prepararea standardelor de calibrare pentru testul care urmează să fie realizat.
Place the fish abdomen side up.
Proba fortificată va fi preparată prin adăugarea unei cantități cunoscute de standard interteste la o probă de plasmă de mascul de control.
Then cut the anal fin using small dissection scissors carefully (it is preferable to cut the anal fin with small amount of pterygiophore).
Proba va fi fortificată pentru a obține o concentrație de vitelogenină între de 10 și de 100 de ori mai mare față de concentrația de vitelogenină preconizată pentru peștii masculi de control.
Grasp the anterior region of the severed anal fin with tweezers and put it on a glass slide with a several drops of water.
Proba de plasmă de masculi de control care este fortificată poate proveni de la un singur pește sau poate fi un amestec de la mai mulți pești.
Then cover the anal fin with a cover glass.
Un subeșantion de plasmă nefortificată de mascul de control va fi analizat în cel puțin două godeuri duplicat.
Be careful not to scratch the papillary processes when grasping the anal fin with tweezers.
Proba fortificată va fi, de asemenea, analizată în cel puțin două godeuri duplicat.
Count the number of the joint plate with papillary processes using the counter under a biological microscope (upright microscope or inverted microscope).
Cantitatea medie de vitelogenină din cele două probe de plasmă nefortificate de mascul de control va fi adăugată la cantitatea calculată de vitelogenină adăugată la probele fortificate în vederea determinării concentrației preconizate.
The papillary processes are recognized when a small formation of processes is visible on the posterior margin of joint plate.
Raportul dintre respectiva concentrație preconizată și concentrația măsurată va fi raportat împreună cu rezultatele fiecărui set de teste efectuate în ziua respectivă.
Write the number of joint plate with papillary processes in each fin ray to the worksheet (e.g. first fin ray: 0, second fin ray: 10, third fin ray: 12, etc.) and enter the sum of this number on the Excel spreadsheet by individual fish.
Testul Dunn pe mediile probelor duplicat Varianțe egale
If necessary, take a photograph of the anal fin and count the number of joint plate with papillary processes on the photograph.
Testul Dunn sau Mann-Whitney pe mediile replicilor
After the measurement, put the anal fin into the conical tube described in (1) and store it.
Testul Tamhane-Dunnett pe ANOVA ierarhizată
Fig.1.
Testul Dunnett
Diagram showing sexual difference in shape and size of the anal fin.
>=4 probe du-plicat per concentrație
A, male;
<=3 probe du- plicat per concentrație
B, female.
Test regresiv de stabilire a tendinței pe mediile replicilor
Fig.2.A.
Transformare de stabilizare a varianței
Processes on joint plates of anal fin-ray.
Tamhane-Dunnett test
J.P., joint plate;
Nemonotonă
A.S., axial space;
Transformare de stabilizare a varianței
P., process.
Testul Dunnett Varianțe inegale
B, Distal extremity of fin-ray.
Nemonotonă
Actinotrichia (Act.) are on the tip.
Testul Dunn pe mediile replicilor
Fig.3.
Testul Dunnett pe ANOVA ierarhizată
Photograph of fish body showing the cut site when the gonad is fixed in the fixing solution other than 10 % neutral buffered formalin.
Testul regresiv Jonckheere sau Williams
In that case, the remaining body will be cut off between anterior region of anal fin and anal using razor (red bar), and the head side of fish body will be put into the fixing solution for gonad and the tail side of the fish body will be put into the 10 % neutral buffered formalin.
Testul Dunn sau Mann-Whitney
Papillary processes normally appear only in adult males and are found on fin rays from the second to the seventh or eighth counting from the posterior end of the anal fin (Fig.1 and 2).
Se exclude controlul cu apă Testul Dunn
However, processes rarely appear on the first fin ray from the posterior end of the anal fin.
Transformare de stabilizare a varianței?
This SOP covers the measurement of processes on the first fin ray (the fin ray number refers to the order from the posterior end of the anal fin in this SOP).
Mediile probelor duplicat nu sunt normale sau omogene
Recommended procedures for sample collection for vitellogenin analysis
ANOVA ierarhizată nu este normală Monotonă
Care should be taken to avoid cross-contamination between VTG samples of males and females.
Mediile replicilor nu sunt distribuite normal
Procedure 1A:
TEST DE METAMORFOZĂ LA AMFIBIENI
Fathead Minnow, Blood Collection from the Caudal Vein/Artery
Prezenta metodă de testare este echivalentă cu Orientarea OCDE privind testarea (test guideline – TG) nr. 231 (2009).
After anaesthetisation, the caudal peduncle is partially severed with a scalpel blade and blood is collected from the caudal vein/artery with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Necesitatea creării și validării unui test care să aibă capacitatea de a detecta substanțele chimice active asupra sistemul tiroidian al speciilor vertebrate reprezintă o consecință a temerilor conform cărora concentrațiile din mediu ale substanțelor chimice pot cauza efecte adverse atât oamenilor, cât și faunei.
After the blood has been collected, the plasma is quickly isolated by centrifugation for 3 min at 15000 g (or alternatively for 10 min. at 15000 g at 4 °C).
În 1998, OCDE a inițiat o activitate, cu prioritate mare, de revizuire a orientărilor existente și de elaborare a unor noi orientări vizând screeningul și testarea unor factori perturbatori potențiali ai sistemului endocrin.
If desired, percent hematocrit can be determined following centrifugation.
Un element al activității a constat în dezvoltarea unei orientări vizând screeningul substanțelor active asupra sistemului tiroidian al speciilor vertebrate.
The plasma portion is then removed from the microhematocrit tube and stored in a centrifuge tube with 0,13 units of aprotinin (a protease inhibitor) at – 80 °C until determination of vitellogenin can be made.
Au fost propuse atât o variantă perfecționată a studiului toxicității orale, cu doze repetate, cu durată de 28 de zile, la rozătoare (capitolul B.7 din prezenta anexă) și testul de metamorfoză la amfibieni (Amphibian Metamorphosis Assay – AMA).
Depending on the size of the fathead minnow (which is sex-dependent), collectable plasma volumes generally range from 5 to 60 microlitres per fish (Jensen et al.
Metoda de testare B.7 în varianta ei perfecționată a fost supusă validării și a fost emisă o metodă de testare revizuită.
2001).
Testul de metamorfoză la amfibieni (AMA) a făcut obiectul unui amplu program de validare care a inclus studii intra- și interlaboratoare demonstrând relevanța și fiabilitatea testului (1, 2).
Procedure 1B:
Ulterior, validarea testului a făcut obiectul unei evaluări inter pares efectuate de un grup de experți independenți (3).
Fathead Minnow, Blood Collection from Heart
Această metodă de testare reprezintă rezultatul experienței dobândite pe parcursul studiilor de validare pentru detectarea substanțelor chimice active asupra sistemului tiroidian și al activității desfășurate în alte părți, în țările membre ale OCDE.
Alternatively, blood may also be collected by cardiac puncture using a heparinized syringe (1000 units of heparin per ml).
Testul de metamorfoză la amfibieni (AMA) este un test de screening care are ca obiectiv identificarea pe bază empirică a substanțelor chimice care pot interfera cu funcționarea normală a axului hipotalamo-hipofizo-tiroidian (HHT).
The blood is transferred into Eppendorf tubes (held on ice) and then centrifuged (5 min, 7000 g, room temperature).
AMA reprezintă un model generalizat pentru vertebrate în măsura în care se bazează pe structurile și funcțiile conservate ale axului HHT.
The plasma should be transferred into clean Eppendorf tubes (in aliquots if the volume of plasma makes this feasible) and promptly frozen at – 80 °C, until analyzed (Panter et al., 1998).
Acesta este un test important deoarece metamorfoza la amfibieni oferă un proces bine studiat, dependent de tiroidă, care răspunde la substanțele chimice active din axul HHT, fiind singurul test în măsură să detecteze activitatea tiroidiană la animalele care sunt în cursul unei dezvoltări morfologice.
Procedure 2A:
Protocolul experimental general implică expunerea mormolocilor de Xenopus laevis aflați în stadiul 51 la minimum trei concentrații diferite ale unei substanței chimice testate și la un control reprezentat de apa diluată, timp de 21 de zile.
Japanese Medaka, Excision of the Liver in Medaka
Există patru replici ale fiecărui tratament de testare.
Removal of the test fish from the test chamber
Densitatea larvară la inițierea testului este de 20 de mormoloci per bazin de testare pentru toate grupele tratate.
Test fish should be removed from the test chamber using the small spoon-net.
Parametrii studiați observați sunt lungimea membrelor posterioare, lungimea bot-cloacă (snout to vent length – SVL), stadiul de dezvoltare, greutatea umedă, histologia tiroidiană și observațiile zilnice ale mortalității.
Be careful not to drop the test fish into other test chambers.
Speciile folosite pentru testare
In principle, the test fish should be removed in the following order:
Xenopus laevis este crescut în mod uzual în condiții de laborator în întreaga lume, fiind ușor de obținut prin intermediul furnizorilor comerciali.
control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Reproducerea poate fi indusă cu ușurință în cazul acestei specii pe parcursul întregului an utilizând injecții cu gonadotropină corionică umană (human chorionic gonadotropin – HCG), larvele rezultate putând fi crescute ușor până la stadii de dezvoltare selectate, în număr mare, pentru a permite utilizarea de protocoale de testare specifice stadiilor.
In addition, all males should be removed from one test chamber before the remaining females are removed.
Este de preferat ca larvele utilizate în test să derive din adulți crescuți în propriul laborator.
The sex of each test fish is identified on the basis of external secondary sex characteristics (e.g. the shape of the anal fin).
Ca alternativă, deși nu este procedura preferată, ouăle sau embrionii pot fi expediați la laboratorul care efectuează testul, unde li se permite aclimatizarea;
Place the test fish in a container for transport and carry it to the workstation for excision of the liver.
expedierea organismelor în stadiu de larvă în scopuri de testare nu este acceptabilă.
Check the labels of the test chamber and the transport container for accuracy and to confirm that the number of fish that have been removed from the test chamber and that the number of fish remaining in the test chamber are consistent with expectation.
Echipament și materiale
If the sex cannot be identified by the fish's external appearance, remove all fish from the test chamber.
Următoarele echipamente și materiale sunt necesare pentru realizarea acestui test:
In this case, the sex should be identified by observing the gonad or secondary sex characteristics under a stereoscopic microscope.
Sistem de expunere (a se vedea descrierea de mai jos);
Excision of the liver
Acvarii din sticlă sau din oțel inoxidabil (a se vedea descrierea de mai jos);
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Bazine de reproducere;
After the test fish is anaesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
Aparat de controlare a temperaturii [de exemplu aparate de încălzire sau aparate de răcire (ajustabile la 22° ± 1 °C)];
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
Termometru;
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
Microscop de disecție binocular;
Then make a small transverse incision partway between the ventral neck region and the mid-abdominal region using dissection scissors.
Cameră digitală cu o rezoluție de cel puțin 4 megapixeli și cu funcție micro;
Insert the dissection scissors into the small incision, and incise the abdomen from a point caudal to the branchial mantle to the cranial side of the anus along the midline of the abdomen.
Software pentru digitalizarea de imagini;
Be careful not to insert the dissection scissors too deeply so as to avoid damaging the liver and gonad.
Placă Petri (ex.
Conduct the following operations under the stereoscopic microscope.
100 × 15 mm) sau o cameră transparentă din plastic de dimensiuni comparabile;
Place the test fish abdomen side up on the paper towel (glass Petri dish or slide glass are also available).
Balanță analitică capabilă să măsoare greutatea cu 3 zecimale (mg);
Extend the walls of the abdominal cavity with precision tweezers and exteriorise the internal organs.
Aparat pentru măsurarea oxigenului dizolvat;
It is also acceptable to exteriorise the internal organs by removing one side of the wall of the abdominal cavity if necessary.
pH-metru;
Expose the connected portion of the liver and gallbladder using another pair of precision tweezers.
Aparat pentru măsurat intensitatea luminii în unități lux;
Then grasp the bile duct and cut off the gallbladder.
Diverse vase din sticlă și instrumente de laborator;
Be careful not to break the gallbladder.
Pipete ajustabile (10 – 5000 μl) sau pipete asortate de dimensiuni echivalente;
Grasp the oesophagus and excise the gastrointestinal tract from the liver in the same way.
Substanță chimică utilizată în testare, în cantități suficiente pentru realizarea studiului, de preferat dintr-un singur lot;
Be careful not to leak the contents of the gastrointestinal tract.
Instrumente analitice corespunzătoare pentru substanța chimică utilizată în testare sau servicii analitice contractate.
Excise the caudal gastrointestinal tract from the anus and remove the tract from the abdominal cavity.
Posibilitatea ca substanța chimică să fie utilizată în test
Trim the mass of fat and other tissues from the periphery of the liver.
AMA se bazează pe un protocol de expunere în mediu acvatic, în cadrul căruia substanța chimică este introdusă în incintele de testare prin intermediul unui sistem de testare cu flux continuu.
Be careful not to scratch the liver.
Cu toate acestea, metodele testare cu flux continuu sunt supuse unor constrângeri legate de tipul substanțelor chimice care pot fi testate, în funcție de proprietățile lor fizico-chimice.
Grasp the hepatic portal area using the precision tweezers and remove the liver from the abdominal cavity.
Prin urmare, înainte de utilizarea acestui protocol, este necesară obținerea de informații de referință privind substanța chimică în cauză pentru a determina posibilitatea ca substanța chimică să fie utilizată în test, precum și consultarea publicației «OECD Guidance Document on Aquatic Toxicity Testing of Difficult Substances and Mixtures» (Document de orientare al OCDE privind testarea toxicității acvatice a substanțelor și amestecurilor dificile ) (4).
Place the liver on the slide glass.
Caracteristicile care indică faptul că substanța chimică poate fi dificil de testat în sisteme acvatice includ:
Using the precision tweezers, remove any additional fat and extraneous tissue (e.g., abdominal lining), if needed, from the surface of the liver.
coeficienții de partiționare apă/octanol (log Kow) mari, volatilitate mare, susceptibilitatea la hidroliză și la fotoliză în condiții de iluminat de laborator.
Measure the liver weight with 1.5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
De asemenea, alți factori pot fi relevanți pentru determinarea posibilității ca substanța chimică să fie utilizată în test, iar aceștia trebuie determinați pentru fiecare caz în parte.
Record the value on the worksheet (read: 0,1 mg).
Dacă utilizarea unui sistem de testare cu flux continuu nu permite succesul în testarea substanței chimice, este posibil să se recurgă la un sistem static cu reînnoire.
Confirm the identification information on the microtube label.
În cazul în care niciunul dintre sisteme nu este adaptat pentru substanța chimică testată, atunci aceasta nu se testează prin acest protocol.
Close the cap of the microtube containing the liver.
Sistemul de expunere
Store it in a cooling rack (or ice rack).
Un sistem de diluție cu flux continuu este preferabil, dacă este posibil, unui sistem static cu reînnoire.
Following the excision of one liver, clean the dissection instruments or replace them with clean ones.
Dacă proprietățile fizice și/sau chimice ale oricăreia dintre substanțele chimice nu permit utilizarea unui sistem de diluție cu flux continuu, se poate utiliza un sistem de expunere alternativ (de exemplu, static cu reînnoire).
Remove livers from all of the fish in the transport container as described above.
Componentele sistemului trebuie să fie fabricate dintr-un material adaptat pentru contactul cu apa, precum sticla, oțelul inoxidabil și/sau politetrafluoretilena.
After the livers have been excised from all of the fish in the transport container (i.e., all males or females in a test chamber), place all liver specimens in a tube rack with a label for identification and store it in a freezer.
Cu toate acestea, pot fi utilizate materiale plastice corespunzătoare dacă acestea nu compromit studiul.
When the livers are donated for pre-treatment shortly after the excision, the specimens are carried to the next workstation in a cooling rack (or ice rack).
Bazinele de expunere trebuie să fie acvarii din sticlă sau oțel inoxidabil, prevăzute cu conducte verticale care să mențină volumul aproximativ al bazinului între 4 și 10 l și o adâncime minimă a apei de 10 – 15 cm.
Following liver excision, the fish carcass is available for measurement of secondary sex characteristics.
Sistemul trebuie să aibă capacitatea de a susține toate concentrațiile de expunere și un control, cu patru replici per tratament.
Specimen
Debitul fiecărui bazin trebuie să fie constant, luând în considerare menținerea condițiilor biologice și expunerea la substanța chimică (ex.
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
25 ml/min).