natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Figure 6
A növényi szegmenseket steril körülmények között több 500 ml-es Erlenmeyer-lombikban és/vagy 2000 ml-es Fernbach-lombikban kell elosztani, amelyet megközelítőleg 450 ml, illetve 1000 ml módosított Andrews-féle közeggel kell feltölteni.
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors
Ezt követően a lombikokat cellulóz dugóval steril körülmények között le kell dugaszolni.
Figure 7 (female)
Emellett teljes mértékben szükség van az eszközök steril munkaasztalon történő lángkezelésére közvetlenül a használat előtt.
The procedure is identical for the female
A számtól és a mérettől függően a növényeket friss tápoldatba kell áthelyezni megközelítőleg háromhetente.
Figure 8
E megújított tenyésztéshez a csúcs, illetve a szár középső részének szegmensei is használhatók.
The completed procedure
Az áthelyezett növények (vagy növényi szegmensek) száma és mérete attól függ, hogy mennyi növényre van szükség.
Procedure 2 B:
Például áthelyezhető öt, 5 cm-es hajtásszegmens egy Fernbach-lombikba és három, szintén 5 cm-es hajtásszegmens egy Erlenmeyer-lombikba.
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
A gyökeres, virágos, elhalt vagy egyébként a többitől eltérő részeket el kell dobni.
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4°C).
A növények feldarabolása a törzstenyészethez és az előkultúrához három hétig tartó tenyésztés után.
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
hulladék
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight).
előkultúra
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
törzstenyészet
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
A növények tenyésztését 500 ml-es Erlenmeyer- és 2000 ml-es Fernbach-lombikban kell elvégezni hűtött inkubátorban, 20 ± 2 °C-on megközelítőleg 100–150 μE m–2 s–1 vagy 6000–9000 lux megvilágítás mellett („melegfehér” színhőmérsékletű kamrai megvilágítással).
Preparation of the liver for pre-treatment
Növények tenyésztése hűtő inkubátorban kamrai megvilágítással.
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
Kémiailag tiszta (savval lemosott) és steril üveg tenyésztőedényeket kell alkalmazni, a kezelés során csíramentes körülményeket biztosítva.
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
A törzstenyészet pl. algával, gombával és/vagy baktériummal történő szennyeződése esetén új tenyészetet kell készíteni, vagy más laboratóriumból származó törzstenyészetet kell használni az adott tenyészet cseréjére.
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Carl von Linné (*1707. május 23., Råshult /Älmhult; † 1778. január 10., Uppsala).
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
AZ ELŐKULTÚRA TARTÁSA ÉS A VIZSGÁLATI SZERVEZET ELŐKÉSZÍTÉSE VIZSGÁLATRA
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Az egyes lombikok legfeljebb 50 hajtásszegmenst tartalmazhatnak.
Operation of the pre-treatment
Gondoskodni kell ugyanakkor arról, hogy a szegmensek élő részek legyenek, ne legyen sem gyökerük, sem oldaláguk, sem bimbójuk (lásd a 3. függelék 1. ábráját).
Addition of the homogenate buffer
Az előkultúra szervezeteit 14–21 napon át kell tenyészteni steril körülmények között, olyan környezeti kamrában, ahol a világos/sötét fázisok 16/8 órás periódusokban váltakoznak.
Attach a clean tip to the micropipette.
Mivel a módosított Andrews-féle közeg szacharózt tartalmaz (amely kedvez az algák, a gombák és a baktériumok növekedésének), a vizsgálati vegyi anyagok oldatait steril körülmények között kell elkészíteni, és a tenyésztést is így kell elvégezni.
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
A sterilizációt 4 órás hőkezeléssel (210 °C) kell elvégezni, vagy autoklávval 121 °C-on 20 percig.
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
Emellett minden lombikot, edényt, tálat stb. és egyéb eszközt lángkezelésnek kell alávetni közvetlenül a használat előtt steril munkaasztalon.
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
A hajtásokat steril körülmények között el kell távolítani az előkultúrára szolgáló lombikból, a lehető leghomogénebb anyagot választva.
Homogenisation of the liver
A vizsgálathoz az előkultúrák friss oldalágait kell kiválasztani, azokat a tőtől 2,5 cm-re le kell vágni (ezt vonalzóval kell mérni), majd át kell helyezni steril módosított Andrews-féle közeget tartalmazó főzőpohárba.
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
Ezeket a friss oldalágakat fel lehet használni az üledékmentes Myriophyllum spicatummal végzett toxicitási vizsgálathoz.
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
Az előkultúrából származó növények feldarabolása az üledékmentes Myriophyllum spicatummal végzett toxicitási vizsgálathoz.
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
friss oldalágak a vizsgálathoz
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
hulladék vagy további tenyésztés
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Ez a vizsgálati módszer egyenértékű az OECD 239. vizsgálati iránymutatásával (2014).
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.
Vizsgálati módszerek állnak rendelkezésre a lebegő egyszikű vízinövény, a Lemna fajok (1) és algafajok (2) tekintetében.
Then conduct a visual check of the state of the suspension.
E módszereket szokásosan használják a vizsgálati vegyi anyagok kockázatának kezeléséhez szükséges adatok generálására, különösen olyan vegyi anyagok esetén, amelyek gyomirtó hatást váltanak ki a nem célfajnak számító vízinövény-fajokkal szemben.
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Ugyanakkor, egyes esetekben szükség lehet adatokra további makrofita fajok esetében is.
Cool the suspended liver homogenate on the ice rack until centrifugation.
A Környezettoxikológiai és Kémiai Társaság (SETAC) vízi makrofiták kockázatértékelése a növényvédő szerek tekintetében (AMRAP) elnevezésű munkaértekezlete által a közelmúltban közzétett útmutató arra utalt, hogy szükség lehet a vizsgálati vegyi anyagokra vonatkozó adatokra a gyökeres makrofita fajok esetében, ahol a Lemna és az algák ismerten nem érzékenyek a hatásmechanizmusra, vagy ahol az üledékbe történő kiválás folytán gyökéren keresztül történő felvétel útján jelentkező expozíció várható (3).
Change the pestle to the new one for each homogenate.
A jelenlegi ismeretek és tapasztalatok alapján Myriophyllum fajokat választottak ki, mint előnyben részesítendő fajokat azokra az esetekre, amelyekben adatokra van szükség a víz alatti, gyökeres kétszikű fajok vonatkozásában (4) (5) (6).
Homogenise all livers with homogenate buffer according to the procedure described above.
Myriophyllum spicatummal végzett víz–üledék rendszerű vizsgálati módszer kiegészíti a Myriophyllum spicatummal végzett üledékmentes toxicitási vizsgálatot (7).
Centrifugation of the suspended liver homogenate
Ez a dokumentum olyan vizsgálati módszert mutat be, amely lehetővé teszi annak értékelését, hogy milyen hatást gyakorol a vizsgálati vegyi anyag a Myriophyllum spicatum gyökeres vízínövényfajra, amely víz–üledék rendszerben növekszik.
Confirm the temperature of the refrigerated centrifuge chamber at ≤ 5 °C.
Ez a vizsgálati módszer részben meglévő módszerekre épül (1) (2) (8), és figyelembe veszi a vízinövényekre vonatkozó kockázatértékelésekkel összefüggő közelmúltbeli kutatásokat (3).
Insert the 1,5 ml microtubes containing the suspended liver homogenate in refrigerated centrifuge (adjust the balance if necessary).
A víz–üledék rendszerű módszert olyan Myriophyllum fajokkal végzett nemzetközi, laboratóriumok közötti összehasonlítással validálták, amelyeket statikus körülmények között tenyésztettek, továbbá a vízoszlopon keresztül tettek ki a vizsgálati vegyi anyagnak (9).
Centrifuge the suspended liver homogenate at 13000 g for 10 min at ≤ 5 °C.
A vizsgálati rendszer ugyanakkor gyorsan kiigazítható úgy, hogy lehetővé tegye a vegyi anyaggal kiegészített üledék útján történő expozíciót, illetve félstatikus vagy impulzusos adagolási forgatókönyvek szerint a vizes fázis útján történő expozíciót, jóllehet e forgatókönyveket hivatalosan nem vetették alá laboratóriumok közötti összehasonlításnak.
However, if the supernatants are adequately separated, centrifugal force and time may be adjusted as needed.
Ezenfelül az általános módszer használható más gyökeres, víz alatti és vízből kiemelkedő fajokra, köztük más Myriophyllum fajokra (pl. Myriophyllum aquaticum) vagy a Glyceria maxima fajra (10).
Following centrifugation, check that the supernatants are adequately separated (surface: lipid, intermediate: supernatant, bottom layer: liver tissue).
Más fajok esetében szükség lehet a vizsgálati körülmények, a vizsgálati terv és időtartam módosítására.
If the separation is not adequate, centrifuge the suspension again under the same conditions.
Különösen több munkára van szükség a Myriophyllum aquaticumra vonatkozó megfelelő eljárások meghatározásához.
Remove all specimens from the refrigerated centrifuge and arrange them in the order of specimen number on the ice rack.
Ezeket a lehetőségeket ez a vizsgálati módszer nem ismerteti részletesen, hanem a Myriophyllum spicatum statikus rendszerben, a vizes fázison keresztül történő expozíciójának standard megközelítését mutatja be.
Be careful not to resuspend each separated layer after the centrifugation.
Ez a vizsgálati módszer azon anyagokra vonatkozik, amelyek tekintetében a vizsgálati módszert validálták (a részleteket lásd a laboratóriumok közötti összehasonlításról szóló jelentésben (9)), illetve készítményekre vagy ismert keverékekre vonatkozik.
Collection of the supernatant
A Myriophyllum-vizsgálatot le lehet folytatni a vizsgálati vegyi anyag üledékbe való esetleges kiválása, hatásmechanizmusa/megválasztási kérdések nyomán felmerülő első szintű adatokkal kapcsolatos igények teljesítésére.
Place four 0,5 ml microtubes for storage of the supernatant into the tube rack.
Ugyanígy, laboratóriumi Myriophyllum-vizsgálatra lehet szükség magasabb szintű stratégia részeként a vízinövényeket érő kockázatokkal kapcsolatos aggályok kezelésére.
Collect 30 μl of each supernatant (separated as the intermediate layer) with the micropipette and dispense it to one 0,5 ml microtube.
A vizsgálat lefolytatásának konkrét indoka határozza meg az expozíciós utat (azaz, hogy az expozíció a vízen vagy az üledéken keresztül történik-e).
Be careful not to collect the lipid on the surface or the liver tissue in the bottom layer.
E vizsgálati módszernek adott keverék szabályozási célú vizsgálatára történő használata előtt mérlegelni kell, hogy e módszer megfelelő eredményeket adhat-e e cél szempontjából, és ha igen, miért.
Collect the supernatant and dispense it to other two 0,5 ml microtubes in the same manner as described above.
A vizsgálatot annak érdekében alakították ki, hogy értékelni lehessen a standardizált közegben (víz, üledék és tápanyagok) élő Myriophyllum növények vegetatív növekedésére gyakorolt, vegyi anyagokkal összefüggő hatásokat.
Collect the rest of the supernatant with the micropipette (if feasible: ≥ 100 μl).
Ebből a célból az egészséges, nem virágzó növények hajtáscsúcsait standardizált, mesterséges üledékbe ültetik, amelyet további tápanyagokkal egészítenek ki a növény megfelelő növekedésének garantálása érdekében, majd Smart- és Barko-féle közegben tartják (1. függelék).
Then dispense the supernatant to the remaining 0,5 ml microtube.
A gyökérképződést lehetővé tevő telepítési időszakot követően a növényeket többféle vizsgálati koncentrációnak teszik ki, amelyeket a vízoszlophoz adagolnak.
Then immediately cool the microtubes on the ice rack.
A növényeket ezt követően mindkét esetben szabályozott környezeti körülmények között tartják 14 napig.
Change the tip of the micropipette to the new one for each supernatant.
A növekedésre gyakorolt hatásokat a hajtáshossz, a nedves és a száraz tömeg mennyiségi értékeléséből, valamint az olyan tünetek, mint a klorózis, a nekrózis vagy a növekedési deformitások mennyiségi szempontú megfigyeléséből határozzák meg.
If a large amount of lipid becomes attached to the tip, change it to the new one immediately to avoid contamination of the liver extract with fat.
A kezelt és nem kezelt növények átlagos fajlagos növekedési sebességét (a hajtás hosszára, nedves tömegére és száraz tömegére vonatkozó értékelésekből származó becslés alapján) és a hozamot (amelyet a hajtás hosszának, nedves tömegének és száraz tömegének a növekedéséből kell becsülni) egyaránt meg kell határozni.
Dispense all of the centrifuged supernatant to four 0,5 ml microtubes according to the procedure described above.
Szükség esetén az átlagos fajlagos növekedési sebesség és a hozam becsléséből statisztikai eljárással meghatározható továbbá a megfigyelhető hatást okozó legalacsonyabb koncentráció (LOEC) és a megfigyelhető hatást nem okozó koncentráció (NOEC) értéke is.
After dispensing the supernatant to the 0,5 ml microtubes, place all of them in the tube rack with the identification label, and then freeze them in the freezer immediately.
Rendelkezésre kell állnia olyan analitikai eljárásnak, amellyel a vizsgálati közegben lévő vegyi anyag mennyisége kellő pontossággal meghatározható.
If the VTG concentrations are measured immediately after the pre-treatment, keep one 0,5 ml microtube (containing 30 μl of supernatant) cool in the tube rack and transfer it to the workstation where the ELISA assay is conducted.
A vizsgálati körülmények meghatározása érdekében célszerű lehet tájékozódni többek között a vizsgálati vegyi anyag szerkezeti képletéről, több összetevőből álló anyagok, UVCB-k, keverékek vagy készítmények esetén az összetételről, a vegyi anyag tisztaságáról, vízoldékonyságáról, vízben és fény hatására tanúsított stabilitásáról, sav disszociációs állandójáról (pKa) és oktanol-víz megoszlási együtthatójáról (KOW), ha rendelkezésre áll, az üledék tekintetében vett Kd értékéről, gőznyomásáról és biológiai lebonthatóságáról.
In such case, place the remaining microtubes in the tube racks and freeze them in the freezer.
A vízoldékonyságból és a gőznyomásból meghatározható a Henry-állandó, amely megmutatja, mennyire valószínű, hogy a vizsgálat során a vizsgálati vegyi anyag jelentős mennyiségben eltávozik.
After the collection of the supernatant, discard the residue adequately.
Ha a vizsgálati vegyi anyagból valószínűsíthetően eltávozik adott mennyiség, ezt számszerűsíteni kell, és az ilyen eltávozás kontrollálására szolgáló további lépéseket dokumentálni kell.
Storage of the specimen
Ha a vizsgálati vegyi anyag(ok) oldhatóságára és stabilitására vonatkozó információk bizonytalanok, célszerű ezeket a vizsgálat körülményei, azaz a vizsgálatban alkalmazandó tápoldat, hőmérséklet és fényviszonyok mellett meghatározni.
Store the 0,5 ml microtubes containing the supernatant of the liver homogenate at ≤ – 70 °C until they are used for the ELISA.
A pH-t mérni kell és adott esetben ki kell igazítani a vizsgálati közegben.
Procedure 3A:
Különösen fontos a vizsgálati közeg pH-értékének szabályozása, például fémek vagy könnyen hidrolizálódó vegyi anyagok vizsgálata esetén.
Zebrafish, Blood Collection from the Caudal Vein / Artery
Ahhoz, hogy a vizsgálati eredmények érvényesek legyenek, a hajtások teljes hossza átlagának és a hajtások teljes nedves tömege átlagának a kontrollnövényekben legalább meg kell kétszereződnie a vizsgálat expozíciós fázisában.
Immediately following anaesthesia, the caudal peduncle is severed transversely, and the blood is removed from the caudal artery/vein with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Ezenfelül a kontrollnövények nem mutathatják klorózis látható jeleit, és azoknak láthatóan mentesnek kell lenniük a más szervezetek általi szennyezésektől, pl. algáktól és/vagy baktériumrétegektől a növényen, az üledék felszínén és a vizsgálati közegben.
Blood volumes range from 5 to 15 microliters depending on fish size.
A hozam variációs koefficiensének átlaga a hajtások nedves tömegének a mérése alapján (azaz a vizsgálat kezdete és vége között) a kontrolltenyészetekben nem haladhatja meg a 35 %-ot a párhuzamosok között.
An equal volume of aprotinin buffer (6 micrograms/ml in PBS) is added to the microcapillary tube, and plasma is separated from the blood via centrifugation (5 minutes at 600 g).
A vizsgálati eljárás időbeli teljesítményének ellenőrzéseként a vizsgálatot időszakonként el kell végezni referencia-vegyianyaggal (referencia-vegyianyagokkal), például a laboratóriumok közötti összehasonlításban (9) használt 3,5-diklór-fenollal.
Plasma is collected in the test tubes and stored at – 20 °C until analysed for VTG or other proteins of interest.
A laboratóriumok közötti összehasonlításból származó adatok arra utalnak, hogy a 3,5-DCP EC50 átlagai a különböző hatásváltozók tekintetében 4,7 és 6,1 mg/l között voltak (az ezen értékek körüli, előrejelzett konfidencia-intervallum részletei tekintetében lásd a laboratóriumok közötti összehasonlításról szóló jelentést).
Procedure 3B:
Referencia-vegyianyaggal legalább évente kétszer (ha rendszertelenül végeznek vizsgálatot, akkor a végleges toxicitási vizsgálatokkal párhuzamosan) ajánlott vizsgálatot végezni.
Zebrafish, Blood Collection by Cardiac Puncture
A 3,5-DCP várható EC50 értékeihez kapcsolódó útmutató megtalálható a nemzetközi laboratóriumok közötti összehasonlítás statisztikai jelentésében (9).
To avoid coagulation of blood and degradation of protein the samples are collected within Phosphate-buffered saline (PBS) buffer containing heparin (1000 units/ml) and the protease inhibitor aprotinin (2 TIU/ml).
Vizsgálati felszerelés
As ingredients for the buffer, heparin, ammonium-salt and lyophilised aprotinin are recommended.
A vizsgálatot szabályozott környezeti körülmények között, azaz növesztőkamrában, növesztőhelyiségben vagy laboratóriumban kell lefolytatni, ahol szabályozni lehet a nappali világosságot, a megvilágítást és a hőmérsékletet (lásd a vizsgálati körülményekre vonatkozó 56–58. pontot).
For blood sampling, a syringe (1ml) with a fixed thin needle (e.g. Braun Omnikan-F) is recommended.
A törzstenyészeteket a vizsgálati edényektől elkülönítetten kell tárolni.
The syringe should be prefilled with buffer (approximately 100 microliter) to completely elute the small blood volumes from each fish.
Ugyanakkor más (azaz nagyobb) edények alkalmasak lehetnek, feltéve, hogy a víz elég mély a korlátlan növekedéshez és ahhoz, hogy a növények a vizsgálat teljes időtartama alatt víz alatt legyenek.
The blood samples are taken by cardiac puncture.
(Megközelítőleg 9 cm átmérőjű, 8 cm magas és 500 ml térfogatú) műanyag vagy üveg növénytálak használhatók a növények üledékbe történő ültetésére.
At first the fish should be anesthetized with MS-222 (100 mg/l).
Vagylagosan üveg főzőpoharak használhatók, és egyes esetekben ezek előnyben részesítendők (pl. víztaszító vagy magas Kow értékkel rendelkező vegyi anyagok vizsgálata esetén).
The proper plane of anaesthesia allows the user to distinguish the heartbeat of the zebrafish.
A növénytál/főzőpohár méretének megválasztását mérlegelni kell a vizsgálati edény és az előnyben részesített vizsgálati tervvel együtt (lásd alább).
While puncturing the heart, keep the syringe piston under weak tension.
Az A. vizsgálati terv esetén (növénytálanként egy hajtás, edényenként három tállal) kisebb tálakra vagy nagyobb edényekre lehet szükség.
Collectable blood volumes range between 20 - 40 microliters.
A B. vizsgálati terv esetén (növénytálanként három hajtás, edényenként egy tállal) az említett tálaknak és edényeknek megfelelőnek kell lenniük.
After cardiac puncture, the blood/buffer-mixture should be filled into the test tube.
Mindenesetre a vízmélységnek 12 cm-rel az üledék teteje felett kell lennie, és az üledék felszínének/térfogatának vízfelszínhez/térfogathoz viszonyított arányát rögzíteni kell.
Plasma is separated from the blood via centrifugation (20 min; 5000 g) and should be stored at – 80°C until required for analysis.
Az ebben a vizsgálati módszerben leírt általános megközelítések egy sor vízinövényfaj vizsgálatára alkalmazhatók.
Procedure 3C:
Ugyanakkor az e vizsgálati módszerben ismertetett körülményeket a süllőhínárfaj, a Myriophyllum spicatum vizsgálatához igazították.
SOP: Zebrafish, homogenisation of head & tail
Ez a faj a Haloragaceae kétszikűek családjába tartozik.
The fish are anaesthetised and euthanised in accordance with the test description.
A Myriophyllum spicatum (eurázsiai süllőhínár) víz alatti, gyökérrel rendelkező faj, amely körülmények széles skáláját elviseli, és megtalálható mind az álló-, mind a folyóvizekben.
The head and tail are cut of the fish in accordance with Figure 1.
A M. spicatum évelő növény, amely a gyökeréig elhal a tél folyamán.
Important: All dissection instruments, and the cutting board should be rinsed and cleaned properly (e.g. with 96 % ethanol) between handling of each single fish to prevent “vitellogenin pollution” from females or induced males to uninduced males.
A növények általában szabadon virágoznak és hoznak magot, jóllehet a megtelepedés elsődleges módszere a hónaljrügyek vegetatív szaporodása vagy a természetesen vagy behatásra leváló szárrészek.
For gonad histology
A vizsgálati szervezet tenyésztése
Cut behind
A növények beszerezhetők természetes populációkból vagy vízinövény-beszállítóktól.
Cut behind dorsal fin
A növények eredetét mindkét esetben dokumentálni kell, és a fajok azonosságáról meg kell győződni.
For Vtg analysis
Kétség esetén ajánlott az ismert forrásból származó, ellenőrzött laboratóriumi tenyészeteket alkalmazni.
The weight of the pooled head and tail from each fish is measured to the nearest mg.
E vizsgálatban nem használhatók vegyi szennyező anyagnak kitett vagy olyan terepről begyűjtött növények, amelyek szennyezettsége tudott.
After being weighed, the parts are placed in appropriate tubes (e.g. 1,5 ml eppendorf) and frozen at – 80 °C until homogenisation or directly homogenised on ice with two plastic pistils.
Azokban a régiókban, ahol a M. spicatum nem áll azonnal rendelkezésre a téli hónapokban, a törzstenyészet hosszú távú fenntartására lehet szükség üvegházban vagy laboratóriumi körülmények között.
(Other methods can be used if they are performed on ice and the result is a homogenous mass).
A törzstenyészetet a vizsgálati körülményekhez hasonló feltételek mellett kell tartani, noha az irradiancia és a hőmérséklet csökkenthető annak érdekében, hogy mérsékelni lehessen a tenyészet kezelésének gyakoriságát (pl. ha egy időre nem terveznek Myriophyllum vizsgálatot).
Important: The tubes should be numbered properly so that the head and tail from the fish can be related to their respective body-section used for gonad histology.
Ajánlott a vizsgálatban alkalmazandóknál nagyobb akváriumokat és növénytálakat használni, hogy teret biztosítsanak a burjánzáshoz.
When a homogenous mass is achieved, 4 x the tissue weight of ice-cold homogenisation buffer [1] is added.
Az üledék és a vizes közeg összetételének meg kell egyeznie a vizsgálat során alkalmazandóval, jóllehet az üledék trágyázásának alternatív módszereit is el lehet fogadni (pl. kereskedelmi forgalomban kapható, lassú kibocsátású műtrágya-készítmények használata).