natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The system response is the reduction of growth in a series of algal cultures (test units) exposed to various concentrations of a test chemical.
A kísérlet ideje lerövidíthető (de legalább 48 órának kell lennie), hogy a korlátlan exponenciális szaporodás a kísérlet alatt végig fennálljon, feltéve hogy megmarad a legalább 16-szoros szaporodás.
The response is evaluated as a function of the exposure concentration in comparison with the average growth of replicate, unexposed control cultures.
A szakaszonkénti (0–1., 1–2. és 2–3. nap a 72 órás kísérletnél) fajlagos szaporodási sebesség átlagos variációs együtthatója a kontrolltenyészeteknél (lásd a »variációs együttható«-t az 1. függelékben) nem haladhatja meg a 35 %-ot.
For full expression of the system response to toxic effects (optimal sensitivity), the cultures are allowed unrestricted exponential growth under nutrient sufficient conditions and continuous light for a sufficient period of time to measure reduction of the specific growth rate.
A szakaszonkénti fajlagos szaporodási sebesség kiszámítására vonatkozóan lásd a 49. pontot.
Growth and growth inhibition are quantified from measurements of the algal biomass as a function of time.
Ez a kritérium a kontroll ismétlésekre számított variációs együttható átlagértékére vonatkozik.
Algal biomass is defined as the dry weight per volume, e.g. mg algae/litre test solution.
Az átlagos fajlagos szaporodási sebesség variációs együtthatója a kísérleti idő alatt a kontroll ismétlésekben semmikor sem haladhatja meg a 7 %-ot a Pseudokirchneriella subcapitata fajjal és Desmodesmus subspicatus fajjal folytatott vizsgálatokban.
However, dry weight is difficult to measure and therefore surrogate parameters are used.
A többi, kevésbé gyakran vizsgált faj esetében ez az érték nem lehet nagyobb 10 %-nál.
Of these surrogates, cell counts are most often used.
REFERENCIA-VEGYIANYAGOK
Other surrogate parameters include cell volume, fluorescence, optical density, etc.
A vizsgálati eljárás referencia-vegyianyag(ok), mint például a nemzetközi körvizsgálatban (1) alkalmazott 3,5-diklór-fenol segítségével ellenőrizhető.
A conversion factor between the measured surrogate parameter and biomass should be known.
A kálium-dikromát szintén használható referencia-vegyianyagként, zöldalgák esetében.
The test endpoint is inhibition of growth, expressed as the logarithmic increase in biomass (average specific growth rate) during the exposure period.
Tanácsos legalább kétszer egy évben tesztelni a referencia-vegyianyagot.
From the average specific growth rates recorded in a series of test solutions, the concentration bringing about a specified x % inhibition of growth rate (e.g. 50 %) is determined and expressed as the ErCx (e.g. ErC50).
A VIZSGÁLAT ALKALMAZHATÓSÁGA
An additional response variable used in this test method is yield, which may be needed to fulfil specific regulatory requirements in some countries.
Ez a vizsgálati módszer legegyszerűbben olyan vízoldható vegyi anyagokra használható, amelyek a vizsgálati körülmények között valószínűleg a vízben maradnak.
It is defined as the biomass at the end of the exposure period minus the biomass at the start of the exposure period.
Az illékony, erősen adszorbeálódó, színes, vízben rosszul oldódó, esetleg a tápoldatban lévő tápanyagok vagy ásványi anyagok felvételére hatással lévő vegyi anyagok esetében szükség lehet a leírt módszer bizonyos módosítására (pl. zárt rendszer, a vizsgálathoz használt edények kondicionálása).
From the yield recorded in a series of test solutions, the concentration bringing about a specified x % inhibition of yield (e.g., 50 %) is calculated and expressed as the EyCx (e.g. EyC50).
Néhány megfelelő módosításhoz útmutatás található a (2), (3) és (4) szakirodalmi hivatkozásban.
In addition, the lowest observed effect concentration (LOEC) and the no observed effect concentration (NOEC) may be statistically determined.
A VIZSGÁLATI MÓDSZER LEÍRÁSA
INFORMATION ON THE TEST CHEMICAL
A vizsgálathoz használt edények és minden más, a vizsgálati oldatokkal közvetlenül érintkező más felszerelések üvegből vagy más, kémiailag közömbös anyagból készüljenek.
Information on the test chemical which may be useful in establishing the test conditions includes structural formula, purity, stability in light, stability under the conditions of the test, light absorption properties, pKa, and results of studies of transformation including biodegradability in water.
Alaposan át kell mosni őket, biztosítandó, hogy szerves vagy szervetlen szennyezések ne befolyásolhassák az algák szaporodását, vagy a tápoldat összetételét.
The water solubility, octanol water partition coefficient (Pow) and vapour pressure of the test chemical should be known and a validated method for the quantification of the chemical in the test solutions with reported recovery efficiency and limit of detection should be available.
A vizsgálathoz használt edények általában olyan méretű üveglombikok legyenek, amelyek a vizsgálat során végzett mérésekhez képesek megfelelő térfogatú tenyészetet befogadni, és biztosítják a kívánt mértékű CO2-átadást a környezeti levegőből (lásd a 30. pontot).
VALIDITY OF THE TEST
Figyelni kell arra, hogy a folyadéktérfogat elegendő legyen az analitikai meghatározások elvégzéséhez (lásd a 37. pontot).
For the test to be valid, the following performance criteria should be met:
Szükséges lehet továbbá néhány vagy az összes az alábbi eszközök közül:
The biomass in the control cultures should have increased exponentially by a factor of at least 16 within the 72-hour test period.
Tenyésztőberendezés:
This corresponds to a specific growth rate of 0,92 day– 1.
tenyésztőszekrény vagy -fülke ajánlott, amelyekben a választott inkubációs hőmérsékletet ±2 °C pontossággal tartható.
For the most frequently used species the growth rate is usually substantially higher (see Appendix 2).
Fénymérő berendezés:
This criterion may not be met when species that grow slower than those listed in Appendix 2 are used.
fontos megjegyezni, hogy a fényerő mérési módszere, és főleg az érzékelő (kollektor) típusa hatással lehet a mért értékre.
In this case, the test period should be extended to obtain at least a 16-fold growth in control cultures, while the growth has to be exponential throughout the test period.
A mérésekhez gömb alakú (4 π) érzékelő (amely a mérési sík alatti és feletti bármely szögből érkező közvetlen és visszavert fényre reagál), vagy félgömb alakú (2 π) érzékelő (amely a mérési sík feletti bármely szögből érkező fényre reagál) használata preferált.
The test period may be shortened to at least 48 hours to maintain unlimited, exponential growth during the test as long as the minimum multiplication factor of 16 is reached.
Az alga élőanyagtömegének meghatározására alkalmas berendezés.
The mean coefficient of variation for section-by-section specific growth rates (days 0-1, 1-2 and 2-3, for 72-hour tests) in the control cultures (See Appendix 1 under “coefficient of variation”) must not exceed 35 %.
Az sejtszámlálás, amely az alga élőanyagtömeg mérésére leggyakrabban használt helyettesítő módszer, elvégezhető elektronikus részecskeszámláló, számlálókamrával ellátott mikroszkóp, vagy áramlásos citométer segítségével.
See paragraph 49 for the calculation of section-by-section specific growth rate.
Más helyettesítő paraméterek mérhetők áramlásos citométerrel, fluoriméterrel, spektrofotométerrel vagy koloriméterrel.
This criterion applies to the mean value of coefficients of variation calculated for replicate control cultures.
Célszerű kiszámítani a sejtszám és a száraz tömeg közötti átszámítási tényezőt.
The coefficient of variation of average specific growth rates during the whole test period in replicate control cultures must not exceed 7 % in tests with Pseudokirchneriella subcapitata and Desmodesmus subspicatus.
Spektrofotométer használata esetén szükséges lehet legalább 4 cm fényúttal rendelkező küvetták használatára, hogy a módszer kis élőanyag-koncentrációknál is használható méréseket szolgáltasson.
For other less frequently tested species, the value should not exceed 10 %.
A vizsgálathoz használt organizmusok
REFERENCE CHEMICAL
A nem kitapadó mikroalgák és cianobaktériumok több faja használható.
Reference chemical(s), such as 3,5-dichlorophenol used in the international ring test (1), may be tested as a means of checking the test procedure.
A 2. függelékben felsorolt törzsekről már bizonyították, hogy megfelelően használhatók ennek a vizsgálati módszernek az eljárásai során.
Potassium dichromate can also be used as a reference chemical for green algae.
Más faj használata esetén a törzset és/vagy az eredetet dokumentálni kell.
It is desirable to test a reference chemical at least twice a year.
Igazolni kell, hogy a vizsgálathoz kiválasztott alga exponenciális szaporodása a kísérlet ideje alatt mindvégig fennmarad az adott körülmények között.
APPLICABILITY OF THE TEST
Tápoldat
This test method is most easily applied to water-soluble chemicals which, under the conditions of the test, are likely to remain in the water.
Két választható tápoldat, az OECD-tápoldat és az AAP-tápoldat ajánlott.
For testing of chemicals that are volatile, strongly adsorbing, coloured, having a low solubility in water or chemicals that may affect the availability of nutrients or minerals in the test medium, certain modifications of the described procedure may be required (e.g., closed system, conditioning of the test vessels).
Ezeknek a tápoldatoknak az összetétele a 3. függelékben látható.
Guidance on some appropriate modifications is given in (2) (3) and (4).
Figyelembe kell venni, hogy a két tápoldat kiindulási pH-értéke és pufferkapacitása (a pH-növekedés szabályozása) eltérő.
DESCRIPTION OF THE TEST METHOD
Ennek megfelelően az alkalmazott tápoldattól függően a vizsgálati eredmények különbözőek lehetnek, kiváltképp ionizáló vegyi anyagok vizsgálata során.
Test vessels and other apparatus which will come into contact with the test solutions should be made entirely of glass or other chemically inert material.
Kiindulási élőanyag-koncentráció
The items should be thoroughly washed to ensure that no organic or inorganic contaminants may interfere with the algal growth or composition of the test solutions.
A kiindulási élőanyagnak minden vizsgált tenyészetben ugyanannyinak és megfelelően kevésnek kell lennie, hogy exponenciálisan növekedhessen végig az expozíciós idő alatt, a tápanyagok elfogyásának veszélye nélkül.
The test vessels will normally be glass flasks of dimensions that allow a sufficient volume of culture for measurements during the test and a sufficient mass transfer of CO2 from the atmosphere (see paragraph 30).
A kiindulási élőanyag mennyisége nem lépheti túl a 0,5 mg száraz tömeg/l értéket.
Note that the liquid volume must be sufficient for analytical determinations (see paragraph 37).
Az alábbi kiindulási sejtkoncentrációk ajánlottak:
In addition some or all of the following equipment may be required:
5 x 103 – 104 sejt/ml
Culturing apparatus:
2–5 x 103 sejt/ml
a cabinet or chamber is recommended, in which the chosen incubation temperature can be maintained at ± 2 °C.
104 sejt/ml
Light measurement instruments:
5 x 104 – 105 sejt/ml
it is important to note that the method of measurement of light intensity, and in particular the type of receptor (collector), may affect the measured value.
A vizsgált vegyi anyag koncentrációi
Measurements should preferably be made using a spherical (4 π) receptor (which responds to direct and reflected light from all angles above and below the plane of measurement), or a 2 π receptor (which responds to light from all angles above the measurement plane).
Az a koncentrációtartomány, amelyben a hatások valószínűleg fellépnek, koncentrációtartomány-meghatározási vizsgálatok eredményei alapján állapítható meg.
Apparatus to determine algal biomass.
A végleges meghatározó vizsgálathoz legalább öt, egy 3,2-nél nem nagyobb kvóciensű mértani sorozat szerinti koncentrációt kell kiválasztani.
Cell count, which is the most frequently used surrogate parameter for algal biomass, may be made using an electronic particle counter, a microscope with counting chamber, or a flow cytometer.
Olyan vegyi anyagok esetében, ahol a koncentráció-válasz görbe lapos, nagyobb kvóciens használata lehet indokolt.
Other biomass surrogates can be measured using a flow cytometer, fluorimeter, spectrophotometer or colorimeter.
A koncentrációsorozatnak lehetőleg az algaszaporodási sebesség 5–75 %-os gátlását okozó tartományt kell lefednie.
A conversion factor relating cell count to dry weight is useful to calculate.
Ismétlések és kontrolltenyészetek
In order to provide useful measurements at low biomass concentrations when using a spectrophotometer, it may be necessary to use cuvettes with a light path of at least 4 cm.
A vizsgálatot úgy kell megtervezni, hogy minden vizsgált koncentrációra három ismétlést tartalmazzon.
Test organisms
Ha az NOEC meghatározása nem követelmény, a vizsgálat ettől eltérő lehet úgy, hogy a koncentrációk száma nagyobb lesz, az egy koncentrációhoz tartozó ismétlések száma pedig kisebb.
Several species of non-attached microalgae and cyanobacteria may be used.
A kontroll ismétlések számának legalább háromnak kell lennie, és ideálisan kétszer annyinak, mint az egyes vizsgált koncentrációkhoz tartozó ismétlések száma.
The strains listed in Appendix 2 have been shown to be suitable using the test procedure specified in this test method.
Külön oldatsorozatot lehet készíteni a vizsgált vegyi anyag koncentrációinak analitikai meghatározásához (lásd a 36. és 38. pontot).
If other species are used, the strain and/or origin should be reported.
Ha a vizsgált vegyi anyag oldhatóvá tételéhez oldószert kell használni, akkor a vizsgálatnak további kontrolltenyészeteket is tartalmaznia kell, amelyekben az oldószernek ugyanabban a koncentrációban kell jelen lennie, mint a vizsgált tenyészetekben.
Confirm that exponential growth of the selected test alga can be maintained throughout the test period under the prevailing conditions.
Az oltótenyészet elkészítése
Growth medium
A tápoldattal 2–4 nappal a kísérlet kezdete előtt oltótenyészetet kell készíteni, hogy a vizsgált algák hozzászokjanak a kísérleti körülményekhez, és hogy exponenciális szaporodási fázisban legyenek a kísérleti oldatok beoltásakor.
The compositions of these media are shown in Appendix 3.
Az oltótenyészetet a kísérleti tenyészetekkel megegyező körülmények között kell inkubálni.
Note that the initial pH value and the buffering capacity (regulating pH increase) of the two media are different.
Mérni kell az élőanyag mennyiségének növekedését az oltótenyészetben, ellenőrizendő, hogy a vizsgált törzsnek az adott tenyésztési körülmények közötti szaporodása a megfelelő tartományon belül marad-e.
Therefore the results of the tests may be different depending on the medium used, particularly when testing ionising chemicals.
Az algatenyésztési eljárás egy példája a 4. függelékben található.
Modification of the growth media may be necessary for certain purposes, e.g. when testing metals and chelating agents or testing at different pH values.
Elkerülendő a kísérlet alatt az egyidejű sejtosztódást, szükség lehet esetleg az oltótenyészet egy második szaporítási lépésére is.
Use of a modified medium should be described in detail and justified (3) (4).
A kísérleti oldatok elkészítése
Initial biomass concentration
Minden kísérleti oldatnak azonos koncentrációban kell tartalmaznia a tápoldatot és a vizsgált algák kiindulási élőanyagtömegét.
The initial biomass in the test cultures must be the same in all test cultures and sufficiently low to allow exponential growth throughout the incubation period without risk of nutrient depletion.
A kiválasztott koncentrációjú kísérleti oldatokat rendszerint a vizsgált vegyi anyag törzsoldatának, a tápoldatnak és az oltótenyészetnek az összekeverésével kell előállítani.
The initial biomass should not exceed 0,5 mg/l as dry weight.
A törzsoldatokat általában a vizsgált vegyi anyagnak a kísérleti oldattal való feloldásával kell elkészíteni.
The following initial cell concentrations are recommended:
Oldószerek (pl. aceton, tercier butilalkohol és dimetil-formamid) használhatók hordozóanyagként a vízben rosszul oldódó vegyi anyagoknak a kísérleti oldatba juttatásához (2)(3).
5 × 103 – 104 cells/ml
Az oldószer-koncentráció nem haladhatja meg a 100 μl/l-t, és az oldószert a kísérletsorozatban használt minden tenyészethez (beleértve a kontrolltenyészeteket is) azonos koncentrációban hozzá kell adni.
2-5 × 103 cells/ml
Inkubáció
104 cells/ml
A kísérleti lombikokat légáteresztő dugóval kell lezárni.
5 × 104 – 105 cells/ml
A lombikokat rázás után a tenyésztőberendezésbe kell helyezni.
Concentrations of test chemical
A kísérlet folyamán az algáknak lebegniük kell, és elő kell segíteni a CO2-átadást.
The concentration range in which effects are likely to occur may be determined on the basis of results from range-finding tests.
Ebből a célból folyamatos rázást vagy keverést kell alkalmazni.
For the final definitive test at least five concentrations, arranged in a geometric series with a factor not exceeding 3.2, should be selected.
A tenyészeteket 21 és 24 °C közötti hőmérséklet-tartományban kell tartani ± 2 °C eltérésen belül szabályozva.
For test chemicals showing a flat concentration response curve a higher factor may be justified.
Az 2. függelékben nem szereplő fajok, pl. a trópusi fajok esetében magasabb hőmérséklet lehet megfelelő, feltéve hogy az érvényességi kritériumok teljesülnek.
The concentration series should preferably cover the range causing 5-75 % inhibition of algal growth rate.
Ajánlott a lombikok véletlenszerű elrendezése majd naponkénti áthelyezése az inkubátorban.
Replicates and controls
A vizsgálat során a kontrolltenyészet tápoldatának pH-értéke nem növekedhet 1,5-nél nagyobb mértékben.
The test design should include three replicates at each test concentration.
Fémek, és a kísérlet pH-ja körüli értéken részlegesen disszociáló vegyi anyagok esetében szükséges lehet a pH-eltolódás korlátozása a reprodukálható és jól definiált eredmények érdekében.
If determination of the NOEC is not required, the test design may be altered to increase the number of concentrations and reduce the number of replicates per concentration.
A 0,5 pH-egységnél kisebb eltolódás biztosítása technikailag kivitelezhető és a környezeti levegőből az oldatba történő CO2-bevitel megfelelő sebességének biztosításával, például a rázás intenzitásának növelésével lehet megvalósítani.
The number of control replicates must be at least three, and ideally should be twice the number of replicates used for each test concentration.
Másik lehetőség a CO2-igény csökkentése a kiindulási élőanyag mennyiségének vagy a kísérlet időtartamának csökkentésével.
A separate set of test solutions may be prepared for analytical determinations of test chemical concentrations (see paragraphs 36 and 38).
A felületnek, ahol a tenyészetek inkubálása történik, folytonos egyenletes fluoreszcens megvilágítást (pl. »hideg-fehér« vagy »nappali« fény) kell kapnia.
When a solvent is used to solubilise the test chemical, additional controls containing the solvent at the same concentration as used in the test cultures must be included in the test design.
Az alga- és cianobaktériumtörzsek fényigénye eltérő.
Preparation of inoculum culture
A fényerőt úgy kell megválasztani, hogy az megfeleljen a vizsgált organizmusnak.
In order to adapt the test alga to the test conditions and ensure that the algae are in the exponential growth phase when used to inoculate the test solutions, an inoculum culture in the test medium is prepared 2-4 days before start of the test.
A javasolt zöldalga-fajokra a kísérleti oldatok szintjén a fényerőt a 60–120 μE·m– 2 · s– 1 tartományból kell kiválasztani, a megfelelő érzékelővel a fotoszintetikusan hatékony, 400–700 nm-es hullámhossz-tartományban mérve.
The algal biomass should be adjusted in order to allow exponential growth to prevail in the inoculum culture until the test starts.
Néhány faj, főként az Anabaena flos-aquae jól növekszik kisebb fényerő mellett, és a nagyobb fényerő károsíthatja.
Incubate the inoculum culture under the same conditions as the test cultures.
Ezekre a fajokra a 40–60 μE·m– 2 · s– 1 tartományba eső átlagos fényerőt kell választani.
Measure the increase in biomass in the inoculum culture to ensure that growth is within the normal range for the test strain under the culturing conditions.
(A luxban kalibrált fénymérő berendezéseknél a hideg fehér fényre megadott 4440–8880 luxos tartomány felel meg az ajánlott 60–120 μE·m– 2 · s– 1-es fényerőnek).
An example of the procedure for algal culturing is described in Appendix 4.
Az inkubációs területen az átlagos fényerő±15 %-ának megfelelő fényerőt kell fenntartani.
To avoid synchronous cell divisions during the test a second propagation step of the inoculum culture may be required.
A vizsgálat időtartama
Preparation of test solutions
A kísérlet hossza szokásos esetben 72 óra.
All test solutions must contain the same concentrations of growth medium and initial biomass of test alga.
Használható azonban rövidebb vagy hosszabb kísérleti időtartam is, feltéve, hogy a 11. pontban előírt összes érvényességi kritérium teljesül.
Test solutions of the chosen concentrations are usually prepared by mixing a stock solution of the test chemical with growth medium and inoculum culture.
Mérések és analitikai vizsgálatok
Stock solutions are normally prepared by dissolving the chemical in test medium.
Az alga élőanyag-mennyiségét a kísérlet ideje alatt minden lombikban legalább naponta meg kell határozni.
Solvents, e.g. acetone, t-butyl alcohol and dimethyl formamide, may be used as carriers to add chemicals of low water solubility to the test medium (2)(3).
Ha a mérések a kísérleti oldatból pipettával vett kis térfogatú mintákkal történnek, ezeket a mintákat nem kell visszajuttatni a lombikba.
The concentration of solvent should not exceed 100 μl/l, and the same concentration of solvent should be added to all cultures (including controls) in the test series.
Az élőanyag mennyiségének mérése mikroszkópos manuális sejtszámlálással vagy elektronikus részecskeszámlálással (sejtszámlálás és/vagy élőanyag térfogata) történik.
Incubation
Alternatív eljárások, pl. áramlásos citometria, in vitro vagy in vivo klorofillfluoreszcencia (5)(6), vagy az optikai sűrűség mérése is használható, ha igazolni lehet az élőanyagtömeggel fennálló kielégítő korrelációt az élőanyagtömegnek a kísérletben előforduló tartományában.
Cap the test vessels with air-permeable stoppers.
Az oldatok pH-ját a kísérlet kezdetén és végén meg kell mérni.
The vessels are shaken and placed in the culturing apparatus.
Amennyiben az alkalmazott koncentrációtartományban a vizsgált vegyi anyag meghatározásához rendelkezésre áll analitikai módszer, akkor a kísérleti oldatokat elemezni kell a kiindulási koncentrációk ellenőrzése, illetve annak ellenőrzése céljából, hogy a kísérletben használandó koncentrációk mindvégig fennállnak-e a kísérlet során.
During the test it is necessary to keep the algae in suspension and to facilitate transfer of CO2.
Elegendő lehet a vizsgált vegyi anyag egy alsó és felső koncentráció-határértékének, valamint a várható EC50 érték körüli koncentrációjának a mérése a kísérlet kezdetén és végén, ha valószínű, hogy a kísérlet során a koncentráció kevesebb mint 20 %-kal tér el a névleges értéktől.
To this end constant shaking or stirring should be used.
Ha nem valószínű, hogy a koncentrációk a névleges érték 80–120 %-án belül maradnak, ajánlott az összes kísérleti koncentráció mérése a kísérlet kezdetén és végén.
The cultures should be maintained at a temperature in the range of 21 to 24 °C, controlled at ± 2 °C.
Illékony, instabil és erősen adszorbeálódó vegyi anyagoknál további mintavétel ajánlott 24 óránként végzendő elemzéshez a kísérlet folyamán mindvégig, hogy az anyagveszteség még jobban meghatározható legyen.
For species other than those listed in Appendix 2, e.g. tropical species, higher temperatures may be appropriate, providing that the validity criteria can be fulfilled.
Ilyen vegyi anyagoknál további ismétlésekre lehet szükség.