natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Ez egy fontos vizsgálat, mivel a kétéltűek átalakulása olyan – alaposan tanulmányozott, pajzsmirigyfüggő – folyamat, amely reagál a HHP-tengely mentén ható vegyi anyagokra, és ez az egyetlen létező vizsgálati eljárás, amely kimutatja a pajzsmirigyhormon-aktivitást a morfológiai fejlődésen áteső állatokban.
After the test fish is anaesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
Minden vizsgálati kezelés négy ismétlésből áll.
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
A lárvasűrűség a vizsgálat kezdetén minden kezelési csoportban 20 ebihal vizsgálati tartályonként.
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
A megfigyelt végpontok a hátsó végtagok hossza, a farok nélküli testhossz, a fejlődési stádium, a nedves tömeg, a pajzsmirigy szövettana és a naponta megfigyelt mortalitási arány.
Then make a small transverse incision partway between the ventral neck region and the mid-abdominal region using dissection scissors.
A vizsgálathoz használt faj
Insert the dissection scissors into the small incision, and incise the abdomen from a point caudal to the branchial mantle to the cranial side of the anus along the midline of the abdomen.
A Xenopus laevis fajt világszerte rutinszerűen tenyésztik a laboratóriumokban, és könnyen beszerezhető kereskedelmi forgalomban is.
Be careful not to insert the dissection scissors too deeply so as to avoid damaging the liver and gonad.
A szaporodás e faj esetében egész évben könnyen kiváltható humán koriogonadotropin (HCG) injekcióval, és az így kapott nagyszámú lárvát rutinszerűen fel lehet nevelni a kiválasztott fejlődési stádiumig, ami lehetővé teszi a stádiumspecifikus vizsgálati protokollok használatát.
Conduct the following operations under the stereoscopic microscope.
Előnyös, ha a vizsgálathoz használt lárvák házon belül nevelt felnőtt egyedektől származnak.
Place the test fish abdomen side up on the paper towel (glass Petri dish or slide glass are also available).
Alternatív megoldásként – bár nem ez az előnyben részesítendő eljárás – a peték vagy az embriók máshonnan is a vizsgálatot végrehajtó laboratóriumba szállíthatók, majd ott akklimatizálhatók;
Extend the walls of the abdominal cavity with precision tweezers and exteriorise the internal organs.
a lárvastádiumban lévő vizsgálati egyedek szállítása azonban nem elfogadható.
It is also acceptable to exteriorise the internal organs by removing one side of the wall of the abdominal cavity if necessary.
Berendezések és kellékek
Expose the connected portion of the liver and gallbladder using another pair of precision tweezers.
A következő berendezések és kellékek szükségesek a vizsgálat elvégzéséhez:
Then grasp the bile duct and cut off the gallbladder.
Expozíciós rendszer (lásd az alábbi leírást);
Be careful not to break the gallbladder.
Üveg- vagy rozsdamentes acél akváriumok (lásd az alábbi leírást);
Grasp the oesophagus and excise the gastrointestinal tract from the liver in the same way.
Tenyésztőtartályok;
Be careful not to leak the contents of the gastrointestinal tract.
Hőmérséklet-szabályozó készülék (pl. fűtőtestek vagy hűtőberendezések (22 ± 1 °C-ra beállítható));
Excise the caudal gastrointestinal tract from the anus and remove the tract from the abdominal cavity.
Hőmérő;
Trim the mass of fat and other tissues from the periphery of the liver.
Binokuláris preparálómikroszkóp;
Be careful not to scratch the liver.
Legalább 4 megapixel felbontású és mikrofunkcióval rendelkező digitális fényképezőgép;
Grasp the hepatic portal area using the precision tweezers and remove the liver from the abdominal cavity.
Képdigitalizáló szoftver;
Place the liver on the slide glass.
Petri-csésze (pl. 100 × 15 mm) vagy hasonló méretű átlátszó műanyag kamra;
Using the precision tweezers, remove any additional fat and extraneous tissue (e.g., abdominal lining), if needed, from the surface of the liver.
3 tizedesjegyig mérni képes analitikai mérleg (mg);
Measure the liver weight with 1.5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
Készülék az oldott oxigén mérésére;
Record the value on the worksheet (read: 0,1 mg).
pH-mérő;
Confirm the identification information on the microtube label.
Lux egységek mérésére képes fényerősségmérő;
Close the cap of the microtube containing the liver.
Különböző laboratóriumi üvegedények és eszközök;
Store it in a cooling rack (or ice rack).
Állítható pipetták (10–5000 μl) vagy ezzel megegyező méretű, válogatott pipetták;
Following the excision of one liver, clean the dissection instruments or replace them with clean ones.
A vizsgált vegyi anyag a vizsgálat elvégzéséhez elegendő mennyiségben, lehetőleg egy tétel;
Remove livers from all of the fish in the transport container as described above.
A vizsgált vegyi anyagnak megfelelő analitikai műszerek vagy szerződött analitikai szolgáltatók.
After the livers have been excised from all of the fish in the transport container (i.e., all males or females in a test chamber), place all liver specimens in a tube rack with a label for identification and store it in a freezer.
Kémiai vizsgálhatóság
When the livers are donated for pre-treatment shortly after the excision, the specimens are carried to the next workstation in a cooling rack (or ice rack).
Az AMA vizes expozíciós protokollon alapul, melynek során a vizsgált vegyi anyag átfolyásos rendszeren át kerül be a vizsgálati kamrákba.
Following liver excision, the fish carcass is available for measurement of secondary sex characteristics.
Az átfolyásos módszerek azonban – a vegyi anyag fizikai-kémiai tulajdonságai alapján – korlátozzák a vizsgálható vegyi anyagok körét.
Specimen
Ezért e protokoll használata előtt be kell gyűjteni a vegyi anyagra vonatkozó, a vizsgálhatóság meghatározása szempontjából releváns alapinformációkat, illetve tanulmányozni kell »A nehezen vizsgálható anyagok és keverékek vízi toxikológiai vizsgálata« című OECD-iránymutatást (4).
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Egyéb tényezők is fontosak lehetnek a vizsgálhatóság meghatározása szempontjából, amelyeket eseti alapon kell meghatározni.
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors.
Ha a vegyi anyag átfolyásos vizsgálati rendszerben sikeresen nem vizsgálható, statikus megújítási rendszer is alkalmazható.
Figure 2
Ha a vizsgált vegyi anyaggal egyik rendszer sem egyeztethető össze, akkor alapértelmezés szerint a vegyi anyag nem vizsgálható ezzel a protokollal.
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus.
Expozíciós rendszer
Figure 3
Lehetőség szerint az átfolyásos hígítórendszert kell előnyben részesíteni a statikus megújítási rendszerrel szemben.
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs.
Ha a vizsgált vegyi anyagok bármelyikének fizikai és/vagy kémiai tulajdonságai nem megfelelőek az átfolyásos hígítórendszerhez, akkor eltérő expozíciós rendszer (pl. statikus megújítási rendszer) alkalmazható.
(Alternatively, the abdominal walls may be pinned laterally).
A rendszer vízzel érintkező elemeinek üvegből, rozsdamentes acélból és/vagy politetrafluor-etilénből kell készülnie.
Figure 4
Ugyanakkor a célnak megfelelő műanyagokat is lehet használni, ha azok nem veszélyeztetik a vizsgálatot.
The liver is bluntly dissected and excised using forceps.
Expozíciós tartályként üvegből vagy rozsdamentes acélból készült, feltöltőcsővel felszerelt akváriumot kell használni, megközelítőleg 4,0 és 10,0 liter közötti tartálytérfogattal és 10–15 cm minimális vízmélységgel.
Figure 5
A rendszernek képesnek kell lennie valamennyi expozíciós koncentráció és a kontroll számára megfelelő feltételeket biztosítani, kezelésenként négy ismétlésben.
The intestines are gently retracted using forceps.
Az egyes tartályok áramlási sebességének állandónak kell lennie a biológiai feltételek, valamint a vegyi anyaggal történő expozíció fenntartása (pl. 25 ml/perc) érdekében.
Testis 6
Az expozíciós rendszeren belül a kezelési tartályokat véletlenszerűen kell egy-egy térbeli pozícióhoz rendelni, hogy csökkenteni lehessen a pozícióból fakadó lehetséges hatásokat, köztük a hőmérséklet, a fényerő stb. enyhe eltéréseit.
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors.
A vizsgálati tartályokban a víz hőmérsékletét 22 ± 1 °C-on, a pH-t 6,5 és 8,5 között, az oldott oxigén koncentrációját pedig > 3,5 mg/l-es (a levegőtelítettség > 40 %) szinten kell tartani.
Testis 7 (female)
A víz hőmérsékletét, pH-ját és az oldott oxigén koncentrációját legalább hetente kell mérni;
The procedure is identical for the female.
a hőmérsékletet ajánlott legalább egy vizsgálati edényben folyamatosan mérni.
Testis 8
Az 1. függelék ismerteti azokat a vizsgálati feltételeket, amelyek mellett a protokollt végre kell hajtani.
The completed procedure.
Az átfolyásos expozíciós rendszerek és/vagy a statikus megújítási rendszerek felállítására vonatkozó további információkért olvassa el az ASTM »Vizsgálati anyagok akut toxicitási vizsgálata halakon, makroszkopikus gerincteleneken és kétéltűeken« című standard útmutatóját (5) és az általános vízi toxikológiai vizsgálatok leírását.
Procedure 2 B:
Vízminőség
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
Bármely olyan helyben elérhető víz (pl. forrásvíz vagy faszénen szűrt csapvíz) használható, amelyben az X. laevis ebihalak normálisan növekednek és fejlődnek.
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4 °C).
Mivel a helyi vízminőség területenként lényegesen eltérhet, a víz minőségét elemezni kell, különösen ha nem állnak rendelkezésre korábbi adatok a víz Xenopus fajok tenyésztésére való alkalmasságáról.
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
Különös figyelmet kell fordítani arra, hogy a víz réztől, klórtól és klóraminoktól mentes legyen, mivel ezek mindegyike mérgező a békák és ebihalak számára.
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight for homogenate).
Ajánlott továbbá megmérni a vízben a fluorid, a perklorát és a klorát háttérkoncentrációját (az ivóvíz-fertőtlenítés melléktermékei), mivel az összes ilyen anion a pajzsmirigy jódtranszporterének szubsztrátuma, és magas szintjük zavarhatja a vizsgálat eredményét.
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Az elemzést a vizsgálat megkezdése előtt kell elvégezni, és a vizsgálati víznek rendes körülmények között mentesek kell lennie ezektől az ionoktól.
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
A vizsgálati víz jodidkoncentrációja
Preparation of the liver for pre-treatment
Annak érdekében, hogy a pajzsmirigy hormonokat tudjon szintetizálni, elegendő jodidnak kell elérhetőnek lennie a lárvák számára a vízben és a táplálékforrásokban.
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
A minimális jodidkoncentráció tekintetében jelenleg nem állnak rendelkezésre empirikus iránymutatások.
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
A jodid elérhetősége hatással lehet a pajzsmirigynek a pajzsmirigyre ható anyagokkal szembeni válaszkészségére, és ismert az is, hogy a jodid módosítja a pajzsmirigy alapaktivitását, ami egy olyan szempont, amelyet figyelembe kell venni a pajzsmirigy kórszövettani eredményeinek értelmezésénél.
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order:
Ezért a vizsgálati vízben mért jodidkoncentrációt a jegyzőkönyvben meg kell adni.
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
A validálási vizsgálatokból nyert adatok alapján a protokoll bizonyítottan jól működik, ha a vizsgálati víz jodid- (I–) koncentrációja 0,5 és 10 μg/l között van.
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Ideális esetben a vizsgálati víz jodidkoncentrációja legalább 0,5 μg/l.
Operation of the pre-treatment
Ha a vizsgálati víz ioncserélt vízből mesterségesen készített víz, legalább 0,5 μg/l koncentrációban jódot kell hozzáadni.
Addition of the homogenization buffer
A vizsgálati víz jóddal vagy más sóval történő bármilyen további kiegészítését fel kell tüntetni a jegyzőkönyvben.
Check the list for the volume of the homogenate buffer to be used for a particular sample of liver and adjust the micropipette (volume range: 100-1000 μl) to the appropriate volume.
Az állatok tartása
Attach a clean tip to the micropipette.
A felnőtt állatok gondozása és tenyésztése
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
A felnőtt állatokat szabványos iránymutatások szerint kell gondozni és tenyészteni; részletesebb információkért lásd a békaembrió teratogenezis vizsgálat (FETAX) szabványos útmutatóját (6).
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
E szabványos iránymutatások példaként szolgálnak a megfelelő gondozási és tenyésztési módszerek tekintetében, de szigorú betartásuk nem kötelező.
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
A párosodás kiváltása érdekében a felnőtt nőstény és hím párokat (3–5) humán koriogonadotropinnal (HCG-vel) oltjuk be.
However, if the tip is contaminated or suspected to be contaminated, the tip should be changed.
A nőstény példányokba körülbelül 800–1000 NE, a hím példányokba körülbelül 600–800 NE 0,6–0,9 %-os sóoldatban feloldott HCG-t injektálunk.
Homogenisation of the liver
A tenyészpárokat az amplexus elősegítése érdekében nagy tartályokban, zavartalan, statikus körülmények között tartjuk.
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
A tenyésztőtartályok alján rozsdamentes acél vagy műanyag hálóból készült álfenéknek kell lennie, amely lehetővé teszi, hogy a petecsomók a tartály aljára essenek.
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
A késő délután beinjekciózott békák a petéik többségét általában a következő nap délelőttjére rakják le.
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
Miután elegendő mennyiségű petét raktak le és termékenyítettek meg, a felnőtt példányokat el kell távolítani a tenyésztőtartályokból.
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
A lárvák gondozása és kiválasztása
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Miután a felnőtt példányokat eltávolítottuk a tenyésztőtartályokból, összegyűjtjük a petéket és – a tenyésztőtartályokból vett embriók egy kisebb, reprezentatív csoportjának segítségével – értékeljük az életképességüket.
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.
Az embriók életképessége és a megfelelő számú (minimum 1500) embrió megléte alapján a legjobbnak minősített petecsomót (csomókat) (a csomók minőségének értékeléséhez 2–3 csomó ajánlott) kell megőrizni.
Then conduct a visual check of the state of the suspension.
A vizsgálatban használt organizmusoknak ugyanabból a peterakási eseményből kell származniuk (azaz a petecsomókat nem lehet összekeverni).
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Az embriókat egy nagy lapos serpenyőbe vagy edénybe helyezzük át, és a nyilvánvalóan elpusztult vagy kóros elváltozást mutató petéket (a fogalom meghatározását lásd az (5) pontban) pipettával vagy szemcseppentővel eltávolítjuk.
Cool the suspended liver homogenate on the ice rack until centrifugation.
A három petecsomóból származó egészséges embriókat három különálló keltetőtartályba helyezzük át.
Change the pestle to the new one for each homogenate.
A keltetőtartályokba történő áthelyezés után négy nappal az életképesség és a kikelés sikeressége alapján kiválasztjuk a legjobb petecsomót, és a lárvákat megfelelő számú, 22 ± 1 °C hőmérsékletű nevelőtartályba helyezzük át.
Homogenise all livers with homogenate buffer according to the procedure described above.
Ezenkívül további lárvákat helyezünk át külön tartályokba, amelyekkel pótoljuk az első héten esetlegesen elhullott egyedeket a nevelőtartályokban.
Centrifugation of the suspended liver homogenate
Ezzel az eljárással fenntartható az állandó egyedsűrűség, és ezáltal csökkenthetők a fejlődési eltérések az egy csomóból származó állományon belül.
Confirm the temperature of the refrigerated centrifuge chamber at ≤ 5 °C.
A nevelőtartályokat a víz kiszivattyúzásával naponta tisztítsuk.
Insert the 1,5 ml microtubes containing the suspended liver homogenate in refrigerated centrifuge (adjust the balance if necessary).
Elővigyázatosságból latexkesztyű helyett lehetőleg vinil- vagy nitrilkesztyűt használjunk.
However, if the supernatants are adequately separated, centrifugal force and time may be adjusted as needed.
Az állatokat legalább naponta kétszer kell etetni.
Following centrifugation, check that the supernatants are adequately separated (surface: lipid, intermediate: supernatant, bottom layer: liver tissue).
Az ebihalakat az expozíciót megelőző fázisban hozzá kell szoktatni a tényleges expozíció szakaszában fennálló feltételekhez, beleértve a táplálék típusát, a hőmérsékletet, a világos és sötét időszakok váltakozását és a tenyésztőközeget.
If the separation is not adequate, centrifuge the suspension again under the same conditions.
Ezért az expozíció előtti fázisban és az expozíciós fázisban ugyanazt a tenyésztő-/hígítóvizet ajánlott használni.
Be careful not to resuspend each separated layer after the centrifugation.
Az expozíciót megelőző időszakban el kell kerülni a magas lárvasűrűség okozta zsúfoltságot, mert az ilyen hatások jelentősen befolyásolhatják az ebihalak fejlődését a következő vizsgálati fázisban.
Collect the supernatant and dispense it to other two 0,5 ml microtubes in the same manner as described above.
Kerülni kell a stresszhatást kiváltó körülményeket/tevékenységeket, mint például a hangos és/vagy szakadatlan zajt, az akváriumok kopogtatását, az akváriumokban okozott rezgést, a túlzott laboratóriumi aktivitást, és a környezeti elemek (fényes időszakok, hőmérséklet, pH, oldott oxigénkoncentráció, a víz áramlási sebessége stb.) gyors változását.
Collect the rest of the supernatant with the micropipette (if feasible: ≥ 100 μl).
Ha az ebihalak a megtermékenyítést követő 17 napon belül nem érik el az 51. stádiumot, a túlzott stresszt kell potenciális oknak tekinteni.
Then dispense the supernatant to the remaining 0,5 ml microtube.
A lárvák tenyésztése és táplálása
Close the cap of the 0,5 ml microtube and write the volume of the supernatant on the label.
Az ebihalakat pl. a validálási vizsgálatok során használt kereskedelmi forgalomban kapható ebihaltáppal kell etetni (lásd az 1. függeléket) az expozíciót megelőző teljes időszakban (a Nieuwkoop és Faber (NF) szerinti 45/46. stádiumban (8)), illetve a 21 napos vizsgálati időszak teljes időtartama alatt, vagy olyan egyéb táplálékkal, amelyről kimutatták, hogy alkalmazása mellett a kétéltű-átalakulási vizsgálat azonos eredménnyel végezhető el.
Then immediately cool the microtubes on the ice rack.
Az expozíciót megelőző időszakban az etetés rendjét körültekintően kell kialakítani, hogy az megfeleljen a fejlődő ebihalak igényeinek.
Change the tip of the micropipette to the new one for each supernatant.
Ez azt jelenti, hogy a frissen kikelt ebihalaknak naponta több alkalommal (legalább kétszer) kis adag táplálékot kell biztosítani.
If a large amount of lipid becomes attached to the tip, change it to the new one immediately to avoid contamination of the liver extract with fat.
Kerülni kell a túlzott mennyiségű táplálékot i) a vízminőség fenntartása és ii) a kopoltyúlemezek táplálékrészecskékkel és törmelékkel való eltömődésének megelőzése érdekében.
Dispense all of the centrifuged supernatant to four 0,5 ml microtubes according to the procedure described above.
A validálási vizsgálatok során használt ebihaltáp esetében a napi fejadagot az ebihalak növekedésével párhuzamosan növelni kell, amíg az röviddel a vizsgálat megkezdése előtt el nem éri a mintegy 30 mg/állat/nap értéket.
After dispensing the supernatant to the 0,5 ml microtubes, place all of them in the tube rack with the identification label, and then freeze them in the freezer immediately.
Erről a kereskedelmi forgalomban kapható tápról a validálási vizsgálatok kimutatták, hogy elősegíti az X. laevis ebihalak megfelelő növekedését és fejlődését, valamint finom por állagú, amelynek következtében hosszú ideig lebeg a vízoszlopban, illetve a vízáramlás kimossa.
If the VTG concentrations are measured immediately after the pre-treatment, keep one 0,5 ml microtube (containing 30 μl of supernatant) cool in the tube rack and transfer it to the workstation where the ELISA assay is conducted.
Ezért a teljes napi táplálékmennyiséget kisebb részekre kell osztani, és az állatokat legalább naponta kétszer kell etetni.
In such case, place the remaining microtubes in the tube racks and freeze them in the freezer.
A tápra vonatkozó etetési rendet az 1. táblázat mutatja be.
After the collection of the supernatant, discard the residue adequately.
Az etetés gyakoriságát fel kell jegyezni.
Storage of the specimen
A tápot szárazon vagy hígítóvízzel készített törzsoldatként lehet adagolni.
Store the 0,5 ml microtubes containing the supernatant of the liver homogenate at ≤ – 70 °C until they are used for the ELISA.
Minden második nap friss törzsoldatot kell elkészíteni, és azt használaton kívül 4 °C-on kell tárolni.
Zebrafish, Blood Collection from the Caudal Vein / Artery
Vizsgálati nap
Immediately following anaesthesia, the caudal peduncle is severed transversely, and the blood is removed from the caudal artery/vein with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Fejadag (mg táp/állat/nap)
Blood volumes range from 5 to 15 μl depending on fish size.
Analitikai kémia
An equal volume of aprotinin buffer (6 μgml in PBS) is added to the microcapillary tube, and plasma is separated from the blood via centrifugation (5 minutes at 600 g).
A vizsgálat elvégzése előtt a vizsgált vegyi anyag oldhatóságára, lebomlására és illékonyságára vonatkozó meglévő információk alapján értékelni kell az anyag stabilitását.
Plasma is collected in the test tubes and stored at – 20 °C until analyzed for vitellogenin or other proteins of interest.
A vizsgálat kezdetén (0. nap), majd a vizsgálat során hetente legalább négy oldatmintát kell venni minden egyes koncentráció esetében minden egyes párhuzamos tartályából analitikai kémiai elemzés céljára.
Procedure 3B:
A rendszer működésének ellenőrzése céljából javasolt minden vizsgálati koncentrációt a vizsgálat megkezdése előtt, a rendszer előkészítése során is analizálni.
Zebrafish, Blood Collection by Cardiac Puncture
Ezenkívül ajánlott a törzsoldatokat cseréjük esetén is elemezni, különösen akkor, ha a törzsoldat térfogata nem biztosít elegendő mennyiségű vegyi anyagot a rutinszerű mintavételi periódusok teljes időtartamának áthidalására.
To avoid coagulation of blood and degradation of protein the samples are collected within Phosphate-buffered saline (PBS) buffer containing heparin (1000 units/ml) and the protease inhibitor aprotinin (2 TIU/ml).
Olyan vegyi anyagok esetében, amelyeket a vizsgálatban használt néhány vagy egyetlen koncentrációban sem lehet kimutatni, a névleges koncentrációk kiszámítása érdekében a törzsoldatokat le kell mérni és fel kell jegyezni a rendszer áramlási sebességét.
As ingredients for the buffer, heparin ammonium salt and lyophilised aprotinin are recommended.
A vegyi anyag bejuttatása