natgillin/translations-raw huggingface dataset:
It is based on existing methods (1)(2)(3)(4)(5)(6) but includes modifications of those methods to reflect recent research and consultation on a number of key issues.
A vizsgált vegyi anyag legnagyobb vizsgálati koncentrációja általában ne haladja meg a vegyi anyag vizsgálati körülmények között érvényes vízben való oldhatóságát.
This Test Method has been validated by an international ring-test (7).
Megjegyzendő azonban, hogy a Lemna nemzetség egyedei a víz felszínén úsznak, ezért olyan vegyi anyagok hatásának is ki lehetnek téve, amelyek jellemzően a víz és a levegő határfelületén fordulnak elő (például vízben nehezen oldódó vagy víztaszító vegyi anyagok, felületaktív vegyi anyagok).
This test method describes toxicity testing using Lemna gibba and Lemna minor, both of which have been extensively studied and are the subject of the standards referred to above.
Ilyenkor az expozíció nem a vizsgálati oldatban lévő anyag következtében áll elő, és a vizsgálati koncentráció a vizsgált vegyi anyag jellemzőitől függően meghaladhatja a vízben való oldhatóságot.
The taxonomy of Lemna spp. is difficult, being complicated by the existence of a wide range of phenotypes.
Vízben kismértékben oldódó vizsgált vegyi anyag esetén szükséges lehet szerves oldó- vagy diszpergálószer alkalmazásával nagy koncentrációjú törzsoldatot vagy -diszperziót készíteni annak érdekében, hogy könnyebb legyen a vizsgált vegyi anyagból a pontos mennyiséget a vizsgálati oldathoz adagolni, és könnyebben végbemenjen az oldódás vagy a diszperzióképződés.
Although genetic variability in the response to toxicants can occur with Lemna, there are currently insufficient data on this source of variability to recommend a specific clone for use with this test method.
Ilyen anyag alkalmazását lehetőség szerint kerülni kell.
It should be noted that the test is not conducted axenically but steps are taken at stages during the test procedure to keep contamination by other organisms to a minimum.
A segédoldószer vagy -diszpergálószer alkalmazása nem járhat fitotoxikus hatással.
Details of testing with renewal (semi-static and flow-through) and without renewal (static) of the test solution are described.
A széles körben alkalmazott oldószerek közül például az aceton vagy a dimetil-formamid 100 μl/l koncentrációig nem okoz fitotoxikus hatást.
Depending on the objectives of the test and the regulatory requirements, it is recommended to consider the application of semi-static and flow through methods, e.g. for chemicals that are rapidly lost from solution as a result of volatilisation, photodegradation, precipitation or biodegradation.
Az esetleg alkalmazott oldó- vagy diszpergálószer végső koncentrációja – amelyet a mérési jegyzőkönyvben rögzíteni kell – a lehető legkisebb legyen (≤ 100 μl/l), és az oldó- vagy diszpergálószert a vizsgálathoz és a kontrolltenyészet esetében azonos koncentrációban kell alkalmazni.
Further guidance is given in (8).
A (8) irodalom bővebb iránymutatást ad a diszpergálószerekre vonatkozóan.
Exponentially growing plant cultures of the genus Lemna are allowed to grow as monocultures in different concentrations of the test chemical over a period of seven days.
Vizsgálati csoportok és kontrollcsoportok
The objective of the test is to quantify chemical-related effects on vegetative growth over this period based on assessments of selected measurement variables.
A vizsgált vegyi anyag Lemna-fajokra gyakorolt toxikus hatásának előzetes ismerete alapján, amely származhat például koncentrációtartomány-meghatározási vizsgálatból, megválaszthatók az alkalmas vizsgálati koncentrációk.
Frond number is the primary measurement variable.
A végleges toxicitási vizsgálatnak általában öt, egymással mértani sorozatot alkotó vizsgálati koncentrációra kell kiterjednie.
At least one other measurement variable (total frond area, dry weight or fresh weight) is also measured, since some chemicals may affect other measurement variables much more than frond numbers.
A koncentrációk sorozatának hányadosa általában ne legyen 3,2-nél nagyobb, de lapos koncentráció-válasz görbe esetén ennél nagyobb érték lehet indokolt.
To quantify chemical-related effects, growth in the test solutions is compared with that of the controls and the concentration bringing about a specified x % inhibition of growth (e.g. 50 %) is determined and expressed as the ECx (e.g. EC50)
Ötnél kevesebb koncentráció alkalmazását indokolni kell.
The test endpoint is inhibition of growth, expressed as logarithmic increase in measurement variable (average specific growth rate) during the exposure period.
Minden koncentrációval legalább három ismétlést kell megvizsgálni.
An additional response variable used in this Test Method is yield, which may be needed to fulfil specific regulatory requirements in some countries.
A vizsgálati koncentrációk tartományának kijelölése során (akár a koncentrációtartomány-meghatározási vizsgálatot, akár a végleges vizsgálatot megelőzően) a következőket célszerű megfontolni:
It is defined as measurement variables at the end of the exposure period minus the measurement variables at the start of the exposure period.
ECx meghatározása esetén a kellő konfidenciaszint biztosítása érdekében a vizsgálati koncentrációknak közre kell fogniuk az ECx értékét.
An analytical method, with adequate sensitivity for quantification of the chemical in the test medium, should be available.
Ha például az EC50 értéket kívánjuk meghatározni, akkor a legnagyobb vizsgálati koncentrációnak nagyobbnak kell lennie EC50-nél.
Information on the test chemical which may be useful in establishing the test conditions includes the structural formula, purity, water solubility, stability in water and light, pKa, Kow, vapour pressure and biodegradability.
Ha az EC50 kívül esik a vizsgálati koncentrációk tartományán, akkor a kiadódó konfidenciaintervallumok szélesek lesznek, és előfordulhat, hogy nem végezhető el a modell statisztikai illesztése.
Water solubility and vapour pressure can be used to calculate Henry's Law constant, which will indicate if significant losses of the test chemical during the test period are likely.
LOEC és/vagy NOEC meghatározása esetén a legkisebb vizsgálati koncentráció legyen elegendően kicsiny ahhoz, hogy a növekedési sebesség ne legyen jelentősen kisebb, mint a kontrollcsoportban.
This will help indicate whether particular steps to control such losses should be taken.
A legnagyobb koncentráció ugyanakkor legyen elegendően nagy ahhoz, hogy a növekedési sebesség jelentősen kisebb legyen, mint a kontrollcsoportban.
Where information on the solubility and stability of the test chemical is uncertain, it is recommended that these be assessed under the conditions of the test, i.e. growth medium, temperature, lighting regime to be used in the test.
Ha ez nem teljesül, a vizsgálatot más koncentrációtartománnyal meg kell ismételni (kivéve akkor, ha a legnagyobb koncentráció megegyezik az oldhatósági határral vagy az előírt maximális határkoncentrációval, például 100 mg/l-rel).
When pH control of the test medium is particularly important, e.g. when testing metals or chemicals which are hydrolytically unstable, the addition of a buffer to the growth medium is recommended (see paragraph 21).
Az egyes vizsgálatok mellett kontrolltenyészeteket is kell vizsgálni a vizsgálati edényekével megegyező táptalaj, levél- és telepszám, környezeti körülmények és eljárások alkalmazásával, de a vizsgált vegyi anyag nélkül.
Further guidance for testing chemicals with physical-chemical properties that make them difficult to test is provided in (8).
Segédoldószer vagy -diszpergálószer alkalmazása esetén egy további kontrolltenyészet is szükséges, amelyben az oldó- vagy diszpergálószer azonos koncentrációban van jelen, mint a vizsgálati edényekben.
For the test to be valid, the doubling time of frond number in the control must be less than 2,5 days (60 h), corresponding to approximately a seven-fold increase in seven days and an average specific growth rate of 0,275 d– 1.
Legalább a koncentrációnként alkalmazott edényszámmal megegyező, ideális esetben kétszer annyi ismétlést (illetőleg szükség szerint oldószeres edényt) kell alkalmazni.
Using the media and test conditions described in this Test Method, this criterion can be attained using a static test regime (5).
Ha nem kívánjuk meghatározni az NOEC értékét, a vizsgálati terv módosítható oly módon, hogy több koncentrációt, de koncentrációnként kevesebb ismétlést tartalmazzon.
It is also anticipated that this criterion will be achievable under semi-static and flow-through test conditions.
A kontroll ismétlések száma azonban ilyenkor is legalább három legyen.
Calculation of the doubling time is shown in paragraph 49.
Expozíció
Reference chemical(s), such as 3,5-dichlorophenol used in the international ring test (7), may be tested as a means of checking the test procedure.
Kettő–négy látható levélből álló telepeket a kiindulási tenyészetből csíramentesen a kísérleti edényekbe helyezünk, véletlenszerűen elosztva.
It is advisable to test a reference chemical at least twice a year or, where testing is carried out at a lower frequency, in parallel to the determination of the toxicity of a test chemical.
A kísérleti edényekbe egyenként összesen 9–12 levél kerüljön.
All equipment in contact with the test media should be made of glass or other chemically inert material.
Minden kísérleti edényben azonos számú levél és telep legyen.
Glassware used for culturing and testing purposes should be cleaned of chemical contaminants that might leach into the test medium and should be sterile.
A módszer alkalmazása és a körvizsgálat során szerzett tapasztalatok azt mutatják, hogy a készítmények közötti, a növekedési sebesség alapján meghatározott növekedésgátlás 4–7 %-os értékének (a szaporulat alapján meghatározott növekedésgátlás 10–15 %-os értékének) megfelelő nagyságú növekedéskülönbség kimutatásához elegendő, ha készítményenként három ismétlést és edényenként 9–12 kiindulási levelet alkalmaznak (7).
The test vessels should be wide enough for the fronds of different colonies in the control vessels to grow without overlapping at the end of the test.
Az inkubátorban a kísérleti edényeket véletlenszerű elrendezésben kell elhelyezni annak érdekében, hogy a fényerő és a hőmérséklet térbeli változatossága minél kisebb hatást gyakoroljon a vizsgálatokra.
It does not matter if the roots touch the bottoms of the test vessels, but a minimum depth of 20 mm and minimum volume of 100 ml in each test vessel is advised.
A megfigyelések végzésekor (vagy gyakrabban) az edényeket véletlenszerűen vagy blokkonkénti kiosztási terv alapján át kell rendezni.
The choice of test vessels is not critical as long as these requirements are met.
Ha az előzetesen elvégzett stabilitásvizsgálatok azt jelzik, hogy a vizsgált anyag koncentrációja a vizsgálat időtartama (7 nap) alatt nem tartható fenn (azaz a mért koncentráció a kezdeti mért koncentráció 80 %-a alá csökken), akkor félstatikus vizsgálatot ajánlatos végezni.
Glass beakers, crystallising dishes or glass petri dishes of appropriate dimensions have all proved suitable.
Ennek keretében a telepeket a vizsgálat során legalább két alkalommal (a 3. és az 5. napon) friss vizsgálati és kontrolloldatokba kell helyezni.
Test vessels must be covered to minimise evaporation and accidental contamination, while allowing necessary air exchange.
A friss oldatba helyezés gyakorisága a vizsgált vegyi anyag stabilitásától függ;
Suitable test vessels, and particularly covers, must avoid shadowing or changes in the spectral characteristics of light.
nagymértékben instabil vagy illékony vegyi anyagok esetén a közel állandó koncentráció fenntartása gyakoribb oldatcserét igényelhet.
The cultures and test vessels should not be kept together.
Bizonyos esetekben állandó áramlású vizsgálatot célszerű végezni (8)(10).
This is best achieved using separate environmental growth chambers, incubators, or rooms.
Ez az eljárás nem tartalmazza a levélre történő felvitellel (permetezéssel) megvalósuló expozíciót;
Illumination and temperature must be controllable and maintained at a constant level (see paragraphs 35-36).
erről lásd a (11) irodalmat.
Test organism
Inkubációs körülmények
The organism used for this test is either Lemna gibba or Lemna minor.
Folyamatos meleg- vagy hidegfehér fluoreszcens megvilágítást alkalmazzunk oly módon, hogy a fotoszintetikusan aktív sugárzásban (400–700 nm), a fényforrástól a Lemna-levelekkel megegyező távolságban lévő pontokban mért fényerő a 85–135 μE/m2s tartományban előzetesen felvett értéknek feleljen meg (ez 6500–10000 lux értéket jelent).
Short descriptions of duckweed species that have been used for toxicity testing are given in Appendix 2.
A vizsgálat területén a fényerő az előzetesen felvett értéktől legfeljebb ± 15 %-kal térhet el.
Plant material may be obtained from a culture collection, another laboratory or from the field.
A fényerő érzékelésére és mérésére szolgáló módszer, különösen pedig a fényérzékelő befolyásolja a mért értéket.
If obtained from another laboratory or a culture collection they should be similarly maintained for a minimum of three weeks.
Az 1,5-nél nagyobb eltérés ugyanakkor nem teszi érvénytelenné a vizsgálatot, ha kimutatható, hogy az érvényességi feltételek teljesülnek.
The source of plant material and the species and clone (if known) used for testing should always be reported.
A pH-érték eltolódása egyes különleges esetekben, például instabil vegyi anyag vagy fém vizsgálata esetén fokozott körültekintést tesz szükségessé.
Monocultures, that are visibly free from contamination by other organisms such as algae and protozoa, should be used.
További iránymutatást a (8) irodalom tartalmaz.
Healthy plants of L. minor will consist of colonies comprising between two and five fronds whilst healthy colonies of L. gibba may contain up to seven fronds.
Időtartam
The quality and uniformity of the plants used for the test will have a significant influence on the outcome of the test and should therefore be selected with care.
A vizsgálat a növények vizsgálati edényekbe helyezése után 7 nappal fejeződik be.
Young, rapidly growing plants without visible lesions or discoloration (chlorosis) should be used.
A vizsgálat kezdetén meg kell számlálni a vizsgálati edényekben lévő leveleket, és az értéket fel kell jegyezni a mérési jegyzőkönyvben; a számlálás során ügyelni kell arra, hogy a kiálló, vizuálisan elkülönülő leveleket vegyük figyelembe.
Good quality cultures are indicated by a high incidence of colonies comprising at least two fronds.
A szabályszerűnek vagy rendellenesnek tűnő levelek számát a vizsgálat kezdetén, az expozíció időtartama alatt legalább háromnaponta (azaz a hét nap során legalább kétszer), valamint a vizsgálat végén kell meghatározni.
A large number of single fronds are indicative of environmental stress, e.g. nutrient limitation, and plant material from such cultures should not be used for testing.
Fel kell jegyezni a növények fejlődésében beálló változásokat, például a levélméret vagy a megjelenés változásait, a nekrózisra, a klorózisra vagy a púposságra utaló jeleket, a telepek felbomlását vagy az úszóképesség megszűnését, a gyökerek hosszának vagy megjelenésének megváltozását.
Cultivation
Fel kell továbbá jegyezni a vizsgálati oldat jellegzetességeit (például oldatlan anyag jelenléte, algaképződés a vizsgálati edényben) is.
To reduce the frequency of culture maintenance (e.g. when no Lemna tests are planned for a period), cultures can be held under reduced illumination and temperature (4 — 10 °C).
A vizsgálat során a levélszám mellett a vizsgált vegyi anyagnak a következő mérési változók közül legalább egy továbbira gyakorolt hatását is meg kell határozni:
Details of culturing are given in Appenxix 3.
i. a levelek összterülete,
Obvious signs of contamination by algae or other organisms may require surface sterilisation of a sub-sample of Lemna fronds, followed by transfer to fresh medium (see Appendix 3).
száraz tömeg,
In this eventuality the remaining contaminated culture should be discarded.
nedves tömeg.
At least seven days before testing, sufficient colonies are transferred aseptically into fresh sterile medium and cultured for 7 - 10 days under the conditions of the test.
A levelek összterülete azért előnyös mérési változó, mert a vizsgálat kezdetén, folyamán és végén minden vizsgálati és kontrolltenyészetre külön-külön meghatározható.
Test medium
A száraz és a nedves tömeget a vizsgálat elején a vizsgálatban alkalmazandó kiindulási tenyészet szempontjából reprezentatív mintán, majd a vizsgálat végén az egyes vizsgálati és kontrolltenyészetek növényanyagán kell meghatározni.
Different media are recommended for Lemna minor and Lemna gibba, as described below.
Ha a levélterületet nem mérjük, a száraz tömeg mérését előnyben kell részesíteni a nedves tömeg mérésével szemben.
Careful consideration should be given to the inclusion of a pH buffer in the test medium (MOPS (4-morpholinepropane sulphonic acid, CAS No: 1132-61-2) in L. minor medium and NaHCO3 in L. gibba medium) when it is suspected that it might react with the test chemical and influence the expression of its toxicity.
A levelek összterülete, a száraz tömeg és a nedves tömeg a következőképpen határozható meg:
Steinberg Medium (9) is also acceptable as long as the validity criteria are met.
i.
A modification of the Swedish standard (SIS) Lemna growth medium is recommended for culturing and testing with L. minor.
A levelek összterülete:
The composition of this medium is given in Appendix 4.
A telepekben előforduló levelek összterülete meghatározható képelemzés segítségével.
The growth medium, 20X — AAP, as described in Appendix 4, is recommended for culturing and testing with L. gibba.
Videokamerával (például az edényt világító testre helyezve) rögzíthetők a vizsgálati edény és a növények körvonalai, majd a kiadódó kép digitalizálható.
Steinberg medium, as described in Appendix 4, is also suitable for L. minor, but may also be used for L. gibba as long as the validity criteria are met.
Ismert területű síkidomokhoz hasonlítva meghatározható a vizsgálati edényekben lévő levelek összterülete.
Test solutions
Kellő gondossággal ki kell küszöbölni a vizsgálati edény pereme miatti zavarás hatását.
Test solutions are usually prepared by dilution of a stock solution.
Másik, munkaigényesebb lehetőség, ha a vizsgálati edényeket és a növényeket lefényképezzük, a kiadódó körvonalak mentén kivágjuk az alakokat, majd levélterület-elemzővel vagy milliméterpapíron meghatározzuk a levélterületet.
Stock solutions of the test chemical are normally prepared by dissolving the chemical in growth medium.
Egyéb technikák (például a papírból kivágott terület egységnyi területű idomokhoz hasonlítása a tömegek összevetése alapján) ugyancsak megoldást jelenthetnek.
The highest tested concentration of the test chemical should not normally exceed the water solubility of the chemical under the test conditions.
A telepeket összegyűjtjük a vizsgálati edényekből, desztillált vagy ionmentesített vízzel leöblítjük őket, leitatjuk a felesleges vizet, és a telepeket 60 °C-on tömegállandóságig hevítjük.
It should be noted however that Lemna spp. float on the surface and may be exposed to chemicals that collects at the water-air interface (e.g. poorly water-soluble or hydrophobic chemicals or surface-active chemicals).
A kapcsolódó gyökereket nem távolítjuk el.
Under such circumstances exposure will result from material other than in solution and test concentrations may, depending on the characteristics of the test chemical, exceed water solubility.
A száraz tömeget legalább 0,1 mg pontossággal kell kifejezni.
For test chemicals of low water solubility it may be necessary to prepare a concentrated stock solution or dispersion of the chemical using an organic solvent or dispersant in order to facilitate the addition of accurate quantities of the test chemical to the test medium and aid in its dispersion and dissolution.
Nedves tömeg:
Every effort should be made to avoid the use of such materials.
A telepeket előzetesen megmért tömegű, kerek aljukon kis (1 mm-es) lyukakkal ellátott polisztirol (vagy más kémiailag semleges anyagból készült) csövekbe helyezzük.
There should be no phytotoxicity resulting from the use of auxiliary solvents or dispersants.
A csöveket ezt követően 3000 1/perc fordulatszámon, szobahőmérsékleten 10 percig centrifugáljuk.
For example, commonly used solvents which do not cause phytotoxicity at concentrations up to 100 μl/l include acetone and dimethylformamide.
Megmérjük a most már szárított telepeket tartalmazó csövek tömegét, és a nedves tömeget az üres csövek tömegének levonásával nyerjük.
If a solvent or dispersant is used, its final concentration should be reported and kept to a minimum (≤ 100 μl/l), and all treatments and controls should contain the same concentration of solvent or dispersant.
A mérések és az analitikai vizsgálatok gyakorisága
Further guidance on the use of dispersants is given in (8).
Statikus vizsgálat esetén a vizsgálat elején és végén megmérjük az egyes készítmények pH-értékét.
Test and control groups
Félstatikus vizsgálat esetén a pH-értéket minden oldatcsere alkalmával meghatározzuk mind a friss, mind az elhasznált oldaton.
Prior knowledge of the toxicity of the test chemical to Lemna, e.g. from a range-finding test, will help in selecting suitable test concentrations.
A fényerőt a növesztőkamrában, az inkubátorban vagy a vizsgálati helyiségben a fényforrástól a Lemna-levelekkel megegyező távolságban elhelyezkedő pontokban mérjük.
In the definitive toxicity test, there should normally be at least five test concentrations arranged in a geometric series.
Fényerőt a vizsgálat során legalább egyszer kell mérni.
Preferably the separation factor between test concentrations should not exceed 3.2, but a larger value may be used where the concentration-response curve is flat.
A növesztőkamrában, az inkubátorban vagy a vizsgálati helyiségben azonos körülmények között külön erre a célra tartott edényben legalább naponta mérjük a tápoldat hőmérsékletét.
Justification should be provided if fewer than five concentrations are used.
A vizsgálat során alkalmas időközönként meg kell határozni a vizsgált vegyi anyag koncentrációját.
At least three replicates should be used at each test concentration.
Statikus vizsgálat esetén a koncentrációt legalább a vizsgálat elején és végén kell meghatározni.
In setting the range of test concentrations (for range-finding and/or for the definitive toxicity test), the following should be considered:
Félstatikus vizsgálat esetén, ha a vizsgált vegyi anyag koncentrációja várhatóan nem marad a névleges koncentráció ± 20 %-os környezetében, akkor minden friss vizsgálati oldatot elkészítésekor, továbbá minden lecserélt oldatot analitikai vizsgálatnak kell alávetni (lásd a 33. pontot).
To determine an ECx, test concentrations should bracket the ECx value to ensure an appropriate level of confidence.
Olyan vizsgálatok esetén ugyanakkor, amelyekben a vizsgált vegyi anyag mért kezdeti koncentrációja ugyan nem a névleges koncentráció ±20 %-os környezetében van, de adatokkal kellően bizonyítható, hogy a kezdeti koncentrációk megismételhetők és stabilak (azaz a kezdeti koncentráció 80–120 %-os környezetében vannak), akkor az analitikai vizsgálatokat elegendő csak a legkisebb és a legnagyobb vizsgálati koncentráción elvégezni.
For example, if estimating the EC50, the highest test concentration should be greater than the EC50 value.
Az oldatcsere előtt a vizsgált vegyi anyag koncentrációját minden esetben elegendő vizsgálati koncentrációnként egy ismétlésen (vagy az edények ismétlésenként egyesített tartalmán) elvégezni.
If the EC50 value lies outside of the range of test concentrations, associated confidence intervals will be large and a proper assessment of the statistical fit of the model may not be possible.
Állandó áramlású vizsgálat esetén a félstatikus vizsgálathoz hasonló rendben, így a vizsgálat elején, felénél és végén kell mintákat venni, de ilyenkor nincs értelme az »elhasznált« oldat vizsgálatának.
If the aim is to estimate the LOEC/NOEC, the lowest test concentration should be low enough so that growth is not significantly less than that of the control.
Átfolyásos vizsgálat esetén naponta ellenőrizni kell az oldószer és a vizsgált vegyi anyag vagy a vizsgált vegyi anyag törzsoldata adagolási sebességét.