natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Specimen for VTG analysis are placed in eppendorf tubes and immediately frozen in liquid nitrogen.
A DNS-t különböző kereskedelmi forgalomban kapható reagensek, valamint kézi és automatikus extrakciós berendezések segítségével lehet kivonni.
The carcass including the gonads is placed into a pre-labelled plastic tissue cassette, which is transferred into Davidson's or Bouin's fixative.
Az alábbiakban a Cefas Weymouth laboratórium által alkalmazott protokoll kerül bemutatásra, adott esetben az alternatív megközelítések hozzáadásával.
The volume of fixative should be at least 10 times the approximated volume of the tissues.
Finom ollóval kis darab szövetet (10–20 mg) metszünk ki a halak testének dorsolaterális részéből (a fej és a farok VTG-elemzés céljából történt eltávolítása után).
The fixative container is gently agitated for five seconds to dislodge air bubbles from the cassette.
A szövetet egy csőbe tesszük, és közvetlenül folyékony nitrogénbe helyezzük (– 80 °C-on történő tárolás céljából), vagy feltöltjük 70 %-os etanollal (szállítás és azt követő 4 °C-on történő tárolás céljából).
All tissues remain in Davidson's fixative overnight, followed by transfer to individual containers of 10 % neutral buffered formalin the next day.
Az ollót minden egyes hal után 70 %-os etanolban, majd desztillált vízben megtisztítjuk és törlőpapírral megszárítjuk.
Containers with cassettes are gently agitated for 5 seconds to ensure adequate penetration of formalin into cassettes.
Az etanolt (ha jelen van) kiszívjuk, és a szövetet egy éjszakán át 400 μl ATL-pufferben (Qiagen) proteináz K-val emésztjük.
Tissues remain in Bouins fixative for 24 h, followed by transfer to 70 % ethanol.
Az emésztmény egy alikvotját (200 μl) átvisszük egy 96 lyukú S-blokkba (Qiagen), és a DNS-t 96 lyukas formátumban kivonjuk a Qiagen Universal BioRobot és a QIamp Investigator BioRobot készlet használatával.
Tissue Processing
A DNS-t 50 μl DNáz- és RNáz-mentes vízben eluáljuk.
Dehydrate tissue for adequate penetration of paraffin.
Ha kemény szövetet használunk a DNS kivonására (például gerincet vagy mellúszót), szükség lehet a minta lízis pufferben való homogenizálására, amely célra a FastPrep® szövetoldót vagy azzal egyenértékű szövetbontó rendszert lehet használni.
Impregnate the tissue with paraffin to maintain tissue integrity and create a firm surface for microtomy.
Alternatív megoldásként
Labelled tissue cassettes are removed from formalin/ethanol storage and the cassettes are placed in the processing basket(s).
a szövetet egy éjszakán át proteináz K-val emésztjük 400 μl G2 lízis pufferben (Qiagen), és a DNS-t az emésztmény 200 μl mennyiségéből vonjuk ki vagy az EZ-1 DNA easy tissue kit és az EZ-1 biorobot, vagy a DNA easy tissue mini kit segítségével.
The processing basket is loaded in the tissue processor.
A DNS-t 50 μl térfogatban eluáljuk.
The processing schedule is selected.
A szöveteket DNAzol reagens alkalmazásával dolgozzuk fel.
After the tissue processor has completed the processing cycle, the basket(s) may be transferred to the embedded station.
Röviden, a szövetmintákat 1,5 ml-es mikrocentrifuga csőbe töltött 1 ml DNAzol-ban 10 percig lizáljuk, majd a szemcsés anyag eltávolítása céljából 13000 rpm-en 5 percig centrifugáljuk.
Embedding
A lizált mintát ezután áttöltjük egy új 1,5 ml-es mikrocentrifuga csőbe, amely 500 μl 100 %-os molekuláris tisztaságú etanolt tartalmaz, majd a DNS kicsapatása céljából 13000 rpm-en 10 percig centrifugáljuk.
Objective:
Az etanolt eltávolítjuk és a helyébe 400 μl 70 %-os molekuláris tisztaságú etanolt töltünk, 13000 rpm-en 5 percig centrifugáljuk, és a DNS-üledéket feloldjuk 50 μl molekuláris DNáz- és RNáz-mentes vízben.
Properly orient the specimen in solidified paraffin for microtomy.
Ismételten, ha kemény szövetet használnak (mellúszó), szükség lehet a minta lízis pufferben való homogenizálására, amely célra a DNS kivonása előtt FastPrep® szövetoldót vagy azzal egyenértékű szövetbontó rendszert lehet használni.
The basket(s) of cassettes is/are removed from the processor and immersed in the paraffin-filled front chamber of the embedding station thermal console or the cassettes are moved to a separate paraffin heater.
A DNS-t felhasználásig – 20 °C-on tároljuk.
The first cassette to be embedded is removed from the front chamber of the thermal console or the paraffin heater.
az eljárások során kesztyű viselése kötelező.
The cassette lid is removed and discarded, and the cassette label is checked against the animal records to resolve potential discrepancies prior to embedding.
Polimeráz láncreakció (PCR) analízis
An appropriately sized embedding mould is selected.
Az amplifikálást 2,5 μl DNS-kivonattal 50 μl reakciótérfogatban végezzük Idh lokusz primerek használatával (a Peichel és mstai által leírtak szerint, 2004.
The mould is held under the spout of the dispensing console and filled with molten paraffin.
Current Biology 1: 1416-1424):
The specimen is removed from the cassette and placed in the molten paraffin in the mould.
Reverz primer
This is repeated with 4-8 specimens for each paraffin mould.
A megfelelő PCR-reagenseknek számos szállítója van.
The position of individual fish is marked by putting fish no 1 in 180 degrees to fish 2-4/8.
Az alábbiakban bemutatott módszer a Cefas Weymouth laboratóriumban jelenleg használt módszer.
Additional paraffin is added to cover the specimen.
A »reakciókeverék« elkészítése (50 μl mintánként):
The mould with the cassette base is placed on the cooling plate of the cryo console.
Egy mesterkeveréket állítunk elő a következőképpen.
After the paraffin has solidified, the block (i.e., the hardened paraffin containing the tissues and the cassette base) is removed from the mould.
Ezt előre is el lehet készíteni és a felhasználásig – 20 °C-on fagyasztva tárolni.
Microtomy
Elegendő mesterkeveréket készítünk egy negatív kontrollhoz (csak molekuláris biológiai tisztaságú víz).
Cut and mount histological sections for staining.
Térfogat (törzs konc.) / minta
The initial phase of microtomy termed “facing” is conducted as follows:
® reakciópuffer
The paraffin block is placed in the chuck of the microtome.
Nukleotidok (dATP, dCTP, dGTP, dTTP)
The chuck is advanced by rotating the microtome wheel and thick sections are cut from the paraffin surface of the block until the knife reaches the embedded tissues.
0,5 μl (mindegyik 25 mmol)
The section thickness on the microtome is set between 3 - 5 microns.
mindegyik 250 μmol
The chuck is advanced and multiple sections are cut from the block to remove any artefacts created on the cut surface of the tissue during rough trimming.
0,5 μl (0,1 nmol/μl)
The block can be removed from the chuck and placed facedown on ice to soak the tissue.
Reverz primer
The next phase of microtomy is final sectioning and mounting of tissue sections on slides.
2,0 μmol
These procedures are conducted as follows:
Molekuláris biológiai tisztaságú víz
If the block has been placed on ice, the block is removed from the ice and replaced in the chuck of the microtome.
GoTaq polimeráz
With the section thickness on the microtome set to 3 - 5 microns, the chuck is advanced by rotating the microtome wheel.
Töltsünk 47,5 μl mesterkeveréket egy felcímkézett 0,5 ml-es vékonyfalú PCR-csőbe.
Sections are cut from the block until a “ribbon” containing at least one acceptable section including the gonads has been produced.
Adjunk hozzá 2,5 μl tisztított DNS-t a megfelelően felcímkézett csőhöz.
(As necessary during sectioning, the block may be removed from the chuck, placed on ice to soak the tissue, and replaced in the chuck.)
Ismételjük meg ugyanezt a folyamatot az összes mintánál és a negatív kontrollnál is.
The sections are floated flat on the surface of the water in the water bath.
Töltsünk a tetejére 2 csepp ásványi olajat.
An attempt is made to obtain at least one section that contains no wrinkles and has no air bubbles trapped beneath it.
Alternatívaként fűtött fedelű hőciklizálót is használhatunk.
A microscope slide is immersed beneath the best section, which is lifted out of the water using the slide.
Zárjuk le a fedeleket.
This process is referred to as “mounting” the section on the slide.
A mintákat Peltier PTC-225 hőciklizálóban 94 ± 2 °C-on 5 percig denaturáljuk, majd 39 ciklus következik 94 ± 2 °C-on 1 percig, 55 ± 2 °C-on 1 percig, 72 ± 2 °C-on 1 percig, és egy végső lánchosszabbítás 72 ± 2 °C-on 10 percig.
Three sections are prepared for a set of fish.
Az agaróz gél (2 %) elkészítése:
The second and third sections are taken at 50 micron intervals following the first section.
A PCR-termékeket hagyományosan etídium-bromidot tartalmazó 20 %-os agaróz gélen futtatjuk meg.
If the fish are not embedded with their gonads in the same sectioning level, more sections are to be made to ensure that at least six sections including the gonads are obtained from each fish.
Kapilláris alapú elektroforézis rendszerek is használhatók.
With a slide-marking pen, the block number from which the slide was produced is recorded on the slide.
Mérjünk 2 g agarózt 100 ml 1 × TAE-pufferbe.
The slide is placed in a staining rack.
Melegítsük mikrohullámban (kb. 2-3 percig) az agaróz feloldása érdekében.
The block is removed from the chuck and placed facedown for storage.
Adjunk hozzá 2 csepp etídium-bromidot; végső koncentráció 0,5 μg/ml.
Staining, Cover slipping, and Slide Labelling
Töltsük a forró oldatot a gélöntő berendezésbe.
Stain the sections for histopathological examination
Hagyjuk a gélt megkeményedni.
Permanently seal mounted and stained tissues.
Gélelektroforézis:
Permanently identify stained sections in a manner that allows complete traceability.
Vigyük át az agaróz gélt az elektroforézis berendezésbe és merítsük 1 × TAE-pufferbe.
Staining
Töltsünk minden mintából 20 μl-t külön zsebbe, egy tartalék zsebbe molekulatömeg markert (100bp DNS létra, Promega) adva.
Slides are air-dried overnight before staining.
Az elektroforézist 120 V-on 30–45 percig végezzük.
The sections are stained by Hematoxylin-Eosin.
Az amplifikációs termékek láthatóvá tétele
Cover slipping
Ha az ethidium-bromidot a fent leírt módon belefoglaltuk az agaróz gélbe, a DNS-termékeket UV-fényforrás alatt lehet láthatóvá tenni.
Cover slips can be applied manually or automatically.
Alternatív megoldásként az agaróz gélt úgy is meg lehet festeni, hogy a gélt 30 perccel a megjelenítés előtt etídium-bromid híg oldatával (0,5 μg/ml, vízben) lefedjük.
A slide is dipped in xylene or TissueClear, and the excess xylene/TissueClear is gently knocked off the slide.
11. függelék
Approximately 0,1 ml of mounting medium is applied near the end of the slide opposite to the frosted end or on the cover slip.
Útmutató a tüskés pikó mesterséges megtermékenyítési eljárásához
The cover slip is tilted at a shallow angle as it is applied to the slide.
E szakasz célja, hogy leírja azokat a eljárásokat, amelyek segítségével megtermékenyített ikrák nyerhetők tüskés pikóból az FSDT-ben történő felhasználás céljára.
Labelling
Eljárások
Each slide label should contain the following information.
A hímek spermájának kinyerése
Laboratory name
Egy, a kívánt populációból származó jól színezett hímet túlaltatunk.
Specimen No./Slide No.
A heréket a hal mindkét oldaláról kimetszük.
Chemical/Treatment group
A herék általában erősen pigmentált, pálcika alakú struktúrák, amelyek kitűnnek a test oldalsó középvonalában.
Statistical Flow Chart for vitellogenin analysis
Az alábbi módszerek egyikét használjuk:
Dunnett test
Finom ollóval készítsünk egy 1–1,5 cm hosszú bemetszést a kloákától kezdődően egyetlen, körülbelül 45 fokos szögben döntött vágással.
variances stabilising transform?
Szikével készítsünk egy kis bemetszést a hal oldalában a medencétől kissé posterior irányban és a laterális lemezektől kissé ventrálisan.
Variances unequal Variances equal No Yes
A heréket finom csipesszel távolítjuk el és Petri-csészébe helyezzük.
Yes Step-down trend test on replicate means
Minden herét 100 μl frissen készült Hank-féle végső oldattal kell befedni.
<=3 reps per conc
A heréket borotvapengével vagy szikével apró kockákra vágjuk.
Normalising transform?
Ez felszabadítja a spermát, és tejszerű megjelenést kölcsönöz a Hank-féle oldatnak.
Nested ANOVA not normal
A spermát tartalmazó folyadékot egy csőbe töltjük, miközben el kell kerülni, hogy a hereszövet darabjai bekerüljenek a pipettába.
Nested ANOVA normal Monotone
800 μl Hank-féle végső oldatot töltünk a csőbe, és jól összekeverjük.
Drop water control
Szükség esetén a hím állatot 100 %-os etanollal vagy más fixálóval lehet konzerválni.
Dunn test
Ez különösen fontos akkor, ha a vizsgálat az utódokhoz hozzárendeli a szülői eredetet.
Step-down Jonckheere or Williams' test
Bár a legtöbb előírt törzsoldatot előre is el lehet készíteni, az 5. törzsoldatot és ezt követően a végső oldatot frissen, a felhasználás napján kell készíteni.
Rep means not normal or not homogenous
törzsoldat
Rep means not normally distributed
Desztillált víz (DW):
Combine controls, retains subgroups
törzsoldat
Compare controls using Wilcoxon or T-test.
HPO4 (vízmentes)
Do controls differ?
törzsoldat
Both solvent and non-solvent control are present
törzsoldat
Statistical Flow Chart for sex ratio analysis
törzsoldat (frissen készített)
Apply step-down Jonckheere-Terpstra test (+) to determine NOEC
Ha a fenti sókból néhány már rendelkezésre áll, de eltérő víztartalommal (pl. 2H2O vízmentes helyett), akkor azt használni lehet, de a tömeget a molekulasúly alapján előbb korrigálni kell.
Dunn or Mann-Whitney U-test w/Bonferroni-Holm adjustment to determine NOEC
A Hank-féle végső oldathoz a törzsoldatokat a következő sorrendben kell egyesíteni:
Use Dunnett test if homogenous variances (*), Tamhane-Dunnett (T3) test otherwise, to determine NOEC
törzsoldat
Are data normally distributed?
törzsoldat
Are data consistent with monotone dose-response?
törzsoldat
(‡) Or other agreed control selection
törzsoldat
After arcsin square-root transform
törzsoldat
(+) With fewer than 5 experimental units per treatment exact J-T or M-W test should be used if available
Használat előtt alaposan keverjük össze.
Combine controls
Megtermékenyítés
Compare controls using t-Test.
a nőstények csak akkor állnak készen a kipréselésre, ha kitüremkedő peték láthatók a kloákában.
Is solvent used?
A készen álló nőstények jellegzetes »fejjel felfelé« testtartást mutatnak.
Appendix 9
Óvatosan futtassuk végig egy ujjunkat vagy a hüvelykujjunkat a hal oldalán a farok irányába, hogy elősegítsük egy ikrazsák kilökődését a friss Petri-csészébe.
Guidance for tissue sampling for genetic sex determination and for genetic sex determination by PCR-method
Ismételjük meg a másik oldalon, és tegyük vissza a halat a tartályba.
Tissue sampling, preparation and storage before determination of genetic sex by PCR-method in medaka (Prepared by the Laboratory for Aquatic Organisms of Bayer CropScience AG)
Az ikrákat egy finom ecsettel szét lehet teríteni (hogy egy réteget képezzenek).
With fine scissors the anal or the dorsal fin will be cut off in each individual fish and placed into a tube filled with 100 μl of extraction-buffer 1 (details on buffer preparation see below).
Fontos, hogy a lehető legtöbb ikrát tegyük ki a spermának, ezért hasznos az ikrafelület maximumra növelése.
The scissors will be cleaned after each single fish in a beaker filled up with distilled H2O and dried with a paper tissue.
Helyezzünk nedves textilt az ikrák köré, hogy nedvesen tartsa azokat (fontos, hogy az ikrák ne érintkezzenek közvetlenül a vízzel, mert az idő előtt megkeményíti a choriont, ami megakadályozza a megtermékenyítést).
Now the fin-tissues will be homogenised by a micro tube teflon pistil for the lysis of cells.
Nagy a változékonyság azon a téren, hogy egy nőstény mennyi ikrát képes termelni, de átlagosan mintegy 150 ikrát kell nyerni egy gravid nősténytől.
For each tube a new pistil will be used to prevent any contaminations.
A Hank-féle keverékben elkevert 25 μl spermiumot ecset segítségével egyenletesen szétoszlatjuk az ikrák egész felületén.
The pistils will be placed overnight in 0,5 M NaOH, rinse for 5 minutes in distilled H2O and stored in ethanol or sterile after autoclave until use.
Ha megkezdődött a megtermékenyítés, a peték gyorsan megkeményednek és megváltozik a színük (egy percen belül).
It is also possible to store the fin tissue without any extraction-buffer 1 on dry-ice and then at – 80 °C refrigerator to prevent any degeneration of the DNA.
Ha a peték becsült száma meghaladja a 150-et, ismételjük meg az eljárást.
But the extraction runs better, if you extract the DNA at the same time (handling see above; samples should be thawed on ice after storaging at – 80 °C before the buffer will be filled in the tubes).
Ha a peték nem keményednek meg egy percen belül, adjunk hozzá egy kicsivel több spermát.
Then 100 μl of the extraction buffer 2 (details on buffer preparation see below) will be pipetted into each tube.
A petéket és a spermiumoldatot legalább 15 percig kell hagyni egymásra hatni, és a megtermékenyített petéket 1,5 órával a megtermékenyítés után az expozíciós akváriumokba kell helyezni.
The samples will be stored at room temperature for 15 minutes and in the meantime they will be sometimes gently shaken by hand.
Az eljárást megismételjük egy másik nősténnyel, amíg össze nem gyűjtjük a kívánt számú ikrát.
Afterwards all tubes will be placed in the water bath again and boiled for another 15 minutes at 100 °C.
Az utolsó tételből tegyünk félre pár ikrát, és rögzítsük 10 %-os ecetsavban.
Until further analysis the tubes will be frozen at – 20 °C.
Az ikrák számolása és szétosztása a vizsgálati akváriumokba
Buffer preparation
Az ikrákat egyenletesen kell elosztani az egyes kezelési szintek között, hogy megelőzhető legyen a genetikai torzítás.
PCR-buffer 1:
A megtermékenyített ikrák tételeit egy tompa eszköz használatával (azaz széles szárú rovartani csipesszel vagy oltóhurokkal) azonos méretű csoportokra kell bontani (annyira, ahány kezelési szint van).
500 mg N-Lauroylsarcosine (e.g. Merck KGaA, Darmstadt, GE)
Ha a kezelésenkénti 4 ismétlést célzozzuk meg ismétlésenként 20 ikrával, akkor expozíciós akváriumonként 80 ikrát kell szétosztani.
ad 100 ml dest.
Célszerű további 20 % ikrát hozzáadni (azaz kezelési szintenként 96 ikra legyen), amíg nem vagyunk biztosak benne, hogy 100 %-os megtermékenyítési arányt fogunk elérni.
→ autoclave
A tüskés pikó ikrái az apák által őrzött fészkeken kívül nagyon fogékonyak a gombás fertőzésekre.
PCR-buffer 2:
Emiatt rendkívül fontos az ikrák metilénkékkel való kezelése a vizsgálat első 5 napja alatt.
20 g Chelex (e.g. Biorad, Munich, GE)
1 mg/ml koncentrációjú metilénkék törzsoldatot készítünk és hozzáadjuk az expozíciós akváriumokhoz, hogy 2,125 mg/l maximális végső koncentrációt kapjunk.
To swell in 100 ml dest.
A tüskés pikót a kikelés után nem szabad metilénkéknek kitenni, a rendszernek a 6. naptól metilénkéktől mentesnek kell lennie.
Determination of genetic sex (by PCR-method) in medaka (Prepared by the Laboratory for Aquatic Organisms of Bayer CropScience AG and Universität Würzburg Biozentrum)
Az ikrákat naponta megvizsgáljuk, és az elpusztult vagy meg nem termékenyült ikrákat feljegyezzük.
The prepared and frozen tubes (described in the above section) will be thawed on ice.
Az ikrák a kikelésig soha nem lehetnek vízen kívül, még nagyon rövid időre sem.
After that, they will be centrifuged using an Eppendorf centrifuge (30 sec at max. speed, at room temperature).
Hank-féle pufferolt sóoldat (HBSS):A HBSS-re a spermának a megtermékenyítésre való felkészülés alatti megőrzéséhez van szükség.
For the PCR, the clear supernatant separated from the precipitate will be used.
C.42.
It has absolutely to be avoided that any traces of Chelex (localized in the precipitate) are transferred to the PCR reaction, because this will interfere with the “Taq”-polymerase activity.
BIOLÓGIAI LEBONTHATÓSÁG TENGERVÍZBEN
The supernatant will be used directly or can be stored frozen (at – 20 °C) and rethawed again in several cycles without negative impact on the DNA for later analyses.
ÁLTALÁNOS BEVEZETÉS
Preparation of the “Reaction Mix” (25 μl per sample):
Ez a vizsgálati módszer egyenértékű az OECD 306. vizsgálati iránymutatásában (1992) leírt módszerrel.
Volume
Amikor az eredeti vizsgálati módszereket kidolgozták, nem volt ismert, hogy az édesvizet, illetve oltóanyagként kibocsátott szennyvizet vagy eleveniszapot használó gyors biológiai lebonthatósági szűrővizsgálat eredményei milyen mértékben alkalmazhatók a tengeri környezetre.
Final Concentration
Ebben a kérdésben eltérő eredményekről számoltak be (pl. (1)).
Template DNA
Számos – különféle vegyi anyagokat tartalmazó – ipari szennyvíz eléri a tengert, akár közvetlen kibocsátás, akár a folyótorkolatok és a folyók útján, amelyekben a tartózkodási idő rövid ahhoz viszonyítva, mint amennyi idő a jelen lévő számos vegyi anyag teljes biológiai lebomlásához szükséges.
0,5μl-2μl
Az egyre növekvő felismerés alapján, hogy szükség van a tengeri környezet védelmére a fokozódó vegyianyag-terhelés ellen, illetve hogy szükség van a vegyi anyagok valószínűsíthető tengerbeli koncentrációinak becslésére, vizsgálati módszereket dolgoztak ki a tengervízben történő biológiai lebonthatóság vizsgálatára.
buffer with MgCl2
Az itt leírt módszerek természetes tengervizet használnak vizes fázisként és a mikroorganizmusok forrásaként egyaránt.
2,5μl
Az édesvízi gyors biológiai lebonthatósági módszerekhez való igazodás érdekében megvizsgálták az ultrafiltrált és centrifugált tengervíz használatát, illetve a tengeri üledékek oltóanyagként való használatát is.
Nucleotides (each of dATP, dCTP, dGTP, dTTP)
Ezek a vizsgálatok nem vezettek eredményre.
Forward Primer (10μM) (see below 3-5)
A vizsgálati közeg ezért természetes tengervíz, amelyet a durvaszemcsés részecskék eltávolítása érdekében előkezelünk.
0,5μl
A biológiai lebonthatóság lombikrázásos módszerrel törénő értékelése érdekében a vizsgált anyag viszonylag magas koncentrációját kell használni az oldott szerves szén (DOC) analitikai módszerének gyenge érzékenysége miatt.
Reverse Primer (10μM) (see below 3-5)
Ez viszont szükségessé teszi, hogy a tengervízhez ásványi anyagokat (N és P) adjunk, amelyek alacsony koncentrációja egyébként korlátozná a DOC eltávolítását.
Water (PCR grade)
A vizsgált anyag koncentrációja miatt a zárt palack módszer esetében is szükséges a tápanyagok hozzáadása.
up to 25μl
Ezért ezek a módszerek nem a gyors biológiai lebonthatóság vizsgálatai, mivel a tengervízben már jelen lévő mikroorganizmusokon felül semmilyen inokulum hozzáadására nem kerül sor.
Taq E- Polymerase
A vizsgálatok a tengeri környezetet sem szimulálják, mivel tápanyagokat adunk hozzá, illetve a vizsgált anyag koncentrációja sokkal magasabb, mint amilyen a tengerben lenne.
0,3μl
Ezen okok miatt a módszereket egy új alszakaszban – »Biológiai lebonthatóság tengervízben« – javasoljuk.
buffer with MgCl2:
ALKALMAZÁS
Tris/HCl (pH8,8 at 25 °C), 160mM (NH4)2SO4, 25mM MgCl2, 0,1 %Tween 20
A vizsgálatok – amelyeket azért végzünk, mert az érintett anyag felhasználási mintája és ártalmatlanítása a tengerbe vezető útvonalat jelzett – eredményei első közelítést nyújtanak a tengervízben történő biológiai lebonthatósággal kapcsolatban.
For each PCR (see below 3-5) the special primer as a new combination of “Reaction-Mix” and the adequate needed amount of template DNA for each sample (see above) is needed.
Ha az eredmény pozitív (> 70 % DOC eltávolítása; > 60 % elméleti oxigénigény [EOI]), abból arra lehet következtetni, hogy fennáll a tengeri környezetben történő biológiai lebomlás lehetősége.
The respective volumes will be transferred into new tubes using pipettes.
Ugyanakkor a negatív eredmény nem zárja ki ezt a lehetőséget, de azt jelzi, hogy további vizsgálatok szükségesek, például a vizsgált anyag lehetséges legalacsonyabb koncentrációjának használatával.
After that all tubes will be closed, stirred (ca.
Mindkét esetben, ha egy adott helyszínen határozottabb értékre van szükség a tengervízben történő biológiai lebomlás aránya és mértéke tekintetében, egyéb összetettebb és bonyolultabb – és így költségesebb – módszereket kell alkalmazni.
10 sec) and centrifuged (10 sec, at room temperature).
Például szimulációs vizsgálatot lehet végezni a vizsgált anyag olyan koncentrációja alkalmazásával, amely lényegesen közelebb áll a várható környezeti koncentrációhoz.