natgillin/translations-raw huggingface dataset:
A single testing run composed of three replicate tissues should be sufficient for a test chemical when the classification is unequivocal.
Ha a besorolás egyértelmű, akkor három szövetpéldány vizsgálatából álló egyszeri vizsgálatmenetnek elegendőnek kell lennie az adott vizsgált vegyi anyag esetében.
However, in cases of borderline results, such as non-concordant replicate measurements and/or mean percent viability equal to 50 ± 5 %, a second run should be considered, as well as a third one in case of discordant results between the first two runs.
Határértéken lévő eredmények esetében azonban, ha például az egyes szövetpéldányok eredményei nem egyeznek és/vagy az átlagos százalékos életképesség 50 ± 5 %, megfontolandó egy második vizsgálatmenet lefolytatása, és ha az első és a második vizsgálatmenet eredményei különbözőek, akkor egy harmadiké is.
The test chemical is applied topically to a three-dimensional RhE model, comprised of non-transformed human-derived epidermal keratinocytes, which have been cultured to form a multilayered, highly differentiated model of the human epidermis.
A vizsgált vegyi anyagot egy olyan nem transzformált emberi epidermális keratinsejteket tartalmazó, háromdimenziós emberi felhámmodellre viszik fel helyileg, amelyeket úgy tenyésztettek ki, hogy többrétegű, erősen differenciált emberi felhámot (epidermist) alkossanak.
It consists of organised basal, spinous and granular layers, and a multilayered stratum corneum containing intercellular lamellar lipid layers representing main lipid classes analogous to those found in vivo.
Ez szervezett bazális, spinózus és granuláris sejtrétegekből, valamint intercelluláris lamelláris lipidrétegeket tartalmazó többrétegű szarurétegből (stratum corneum) áll, amely az in vivo megtalálható lipidcsoportokhoz hasonló fő lipidcsoportokat tartalmazza.
Chemical-induced skin irritation, manifested by erythema and oedema, is the result of a cascade of events beginning with penetration of the stratum corneum and damage to the underlying layers of keratinocytes.
Az irritatív hatású anyagok okozta, bőrpír és ödéma formájában megnyilvánuló bőrirritáció olyan eseménysorozat eredménye, amely az irritatív hatású anyagok stratum corneum történő penetrációjával és az alatta fekvő keratinsejtrétegek roncsolódásával kezdődik.
The dying keratinocytes release mediators that begin the inflammatory cascade which acts on the cells in the dermis, particularly the stromal and endothelial cells.
A pusztuló keratinsejtek mediátoranyagokat bocsátanak ki, amelyek a dermisz sejtjeire – főként a strómális és endoteliális sejtekre – ható gyulladásos kaszkádot indítanak el.
It is the dilatation and increased permeability of the endothelial cells that produce the observed erythema and oedema (24).
A megfigyelt bőrpírt és ödémát az endoteliális sejtek dilatációja és fokozott permeabilitása idézi elő (24).
The RhE-based methods measure the initiating events in the cascade.
A rekonstruált emberi felhámmodellen alapuló módszerek a kaszkád kezdeti eseményeit mérik.
Cell viability in RhE models is measured by enzymatic conversion of the vital dye MTT (3-(4,5-Dimethylthiazol-2-yl)-2,5-diphenyltetrazolium bromide, Thiazolyl blue); CAS number 298-93-1 into a blue formazan salt that is quantitatively measured after extraction from tissues (25).
A rekonstruált emberi felhámmodellben a sejtek életképességét a MTT [3–(4,5-dimetiltiazol-2-il)-2,5-difeniltetrazólium-bromid, tiazolil kék; CAS-szám: 298–93–1)] vitális festék enzimatikus úton kék formazán sóvá történő átalakulása alapján mérik, amelyet a szövetekből történő kivonás után mennyiségileg meghatároznak (25).
Irritant chemicals are identified by their ability to decrease cell viability below defined threshold levels (i.e. ≤ 50 %, for UN GHS/EU CLP Category 2).
Az irritatív hatású anyagokat azon képességük alapján azonosítják, hogy a sejtek életképességét meghatározott határérték alá (azaz az ENSZ GHS/EU CLP szerinti 2. kategóriájú anyagok esetében ≤ 50 % alá) csökkentik.
Depending on the regulatory framework in which the results of this TM are used, chemicals that produce cell viabilities above the defined threshold level, may be considered non-irritants (i.e. > 50 %, No Category).
Azoktól a jogszabályi keretektől függően, amelyekben a vizsgálati módszer eredményeit fel fogják használni, a határérték feletti sejtéletképességet eredményező anyagok irritáló hatással nem rendelkezőnek tekinthetők (azaz 50 % felett nincsenek kategóriába sorolva).
DEMONSTRATION OF PROFICIENCY
A JÁRTASSÁG BIZONYÍTÁSA
Prior to routine use of any of the three validated methods that adhere to this TM, laboratories should demonstrate technical proficiency, using the ten Reference Chemicals listed in Table 1.
Az e vizsgálati módszer alapján hitelesített három módszer bármelyikének rutinszerű alkalmazását megelőzően a laboratóriumoknak igazolniuk kell technikai jártasságukat az 1. táblázatban felsorolt tíz referenciaanyag felhasználásával.
For similar methods developed under this TM or for modifications of any of the three validated methods, the PS requirements described in Appendix 2 of this TM should be met prior to using the method for regulatory testing.
Az e vizsgálati módszer alapján kifejlesztett hasonló módszerek vagy a három hitelesített módszer bármelyikének módosításai esetén, a módszer hatósági vizsgálatokra történő használata előtt teljesíteni kell a vizsgálati módszer 2. függelékében ismertetett teljesítményszabvány előírásait.
As part of the proficiency exercise, it is recommended that the user verifies the barrier properties of the tissues after receipt as specified by the RhE model producer.
A jártasság igazolásának részeként ajánlott, hogy a felhasználó a rekonstruált emberi felhámmodell gyártója által meghatározottak szerint, átvétel után ellenőrizze a szövetek barrierjellemzőit.
This is particularly important if tissues are shipped over long distance/time periods.
Ez különösen fontos, ha a szöveteket nagy távolságra/hosszú ideig szállították.
Once a method has been successfully established and proficiency in its use has been demonstrated, such verification will not be necessary on a routine basis.
Ha egy módszert már sikeresen igazoltak, és az alkalmazásában való jártasságot bizonyították, akkor ilyen jellegű ellenőrzéseket nem szükséges rutinszerűen végezni.
However, when using a method routinely, it is recommended to continue to assess the barrier properties in regular intervals.
Ha azonban egy módszert rutinszerűen alkalmaznak, akkor a barrierjellemzőket javasolt továbbra is rendszeres időközönként ellenőrizni. 1.
Reference Chemicals [1]
Referenciaanyagok [1]
CAS NR
CAS-szám
In vivo score [2]
In vivo eredmény [2]
UN GHS/EU CLP Category
ENSZ GHS/EU CLP szerinti kategória
naphthalene acetic acid
naftalin-ecetsav
No Cat.
kategória nélküli
Liquid
folyadék
methyl stearate
metil-sztearát
heptyl butyrate
heptil-butirát
(Optional Cat. 3) [3], [4]
(opcionális 3. kategória) [3], [4]
hexyl salicylate
hexil-szalicilát
cyclamen aldehyde
ciklámen-aldehid
romohexane
rómhexán
potassium hydroxide (5 % aq.)
kálium-hidroxid (5 %-os vizes oldat)
ethyl-3-phenyl-1-piperazine
etil-3-fenil-1-piperazin
The following is a description of the components and procedures of a RhE method for skin irritation assessment.
Az alábbiakban a rekonstruált emberi felhámmodellen végzett bőrirritációs vizsgálat összetevőinek és eljárásainak leírása található.
A RhE model should be reconstructed, and can be in-house-prepared or obtained commercially.
Rekonstruált emberi felhámmodellt kell felépíteni; a modell elkészíthető házon belül vagy beszerezhető kereskedelmi forgalomból.
Standard Operating Procedures (SOPs) for the EpiSkinTM, EpiDermTM SIT (EPI-200) and SkinEthicTM RHE are available (26) (27) (28).
Az EpiSkinTM, EpiDermTM SIT (EPI-200) és SkinEthicTM RHE módszerekhez szabványműveleti előírások (SOP) állnak rendelkezésre (26)(27)(28).
RhE Test Method Components
A rekonstruált emberi felhámmodellel végzett módszer összetevői
Non-transformed human keratinocytes should be used to reconstruct the epithelium.
Az epitélium felépítéséhez nem transzformált emberi keratinsejteket kell használni.
Multiple layers of viable epithelial cells (basal layer, stratum spinosum, stratum granulosum) should be present under a functional stratum corneum.
Élő epitélsejtek több rétegének (bazális réteg, stratum spinosum, stratum granulosum) kell jelen lennie a funkcionális stratum corneum alatt.
Stratum corneum should be multilayered containing the essential lipid profile to produce a functional barrier with robustness to resist rapid penetration of cytotoxic marker chemicals, e.g. sodium dodecyl sulphate (SDS) or Triton X-100.
A stratum corneumnak többrétegűnek kell lennie, és tartalmaznia kell az elengedhetetlenül szükséges lipidprofilt, hogy nagy ellenálló képességgel rendelkező funkcionális barriert képezzen a citotoxikus markeranyagok, pl. a nátrium-dodecil-szulfát (SDS) vagy a Triton X-100 gyors áthatolása ellen.
The barrier function should be demonstrated and may be assessed either by determination of the concentration at which a marker chemical reduces the viability of the tissues by 50 % (IC50) after a fixed exposure time, or by determination of the exposure time required to reduce cell viability by 50 % (ET50) upon application of the marker chemical at a specified, fixed concentration.
A barrierfunkciót bizonyítani kell, ennek értékelése vagy a markeranyag azon koncentrációjának meghatározásával történik, amely a szövetek életképességét meghatározott expozíciós idő elteltével 50 %-kal csökkenti (IC50), vagy a markeranyag meghatározott, állandó koncentrációban történő alkalmazásakor a sejtek életképességének 50 %-kal való csökkentéséhez szükséges expozíciós idő (ET50) meghatározásával.
The containment properties of the RhE model should prevent the passage of material around the stratum corneum to the viable tissue, which would lead to poor modelling of skin exposure.
A rekonstruált emberi felhámmodell folyadékzáró tulajdonságainak meg kell akadályozni, hogy az anyag áthatoljon a stratum corneum körül az élő szövetbe, amely a bőr expozíciójának rossz modellezését eredményezné.
The RhE model should be free of contamination by bacteria, viruses, mycoplasma, or fungi.
A rekonstruált emberi felhámmodellnek baktérium-, vírus-, mikoplazma- és gombafertőzéstől mentesnek kell lennie.
Functional conditions
Funkcionális feltételek
The assay used for determining the magnitude of viability is the MTT-assay (25).
Az életképesség nagyságrendjének meghatározásához az MTT-vizsgálatot alkalmazzák (25).
The RhE model users should ensure that each batch of the RhE model used meets defined criteria for the negative control (NC).
A rekonstruált emberi felhámmodell (RhE) felhasználóinak biztosítaniuk kell, hogy az alkalmazott RhE minden egyes tétele megfeleljen a negatív kontrollra (NC) vonatkozóan meghatározott kritériumoknak.
The optical density (OD) of the extraction solvent alone should be sufficiently small, i.e. OD< 0,1.
Az extraháló oldószer optikai sűrűségének (OD) eléggé alacsonynak, azaz 0,1 alattinak kell lennie.
An acceptability range (upper and lower limit) for the negative control OD values (in the Skin Irritation Test Method conditions) are established by the RhE model developer/supplier, and the acceptability ranges for the 3 validated methods are given in Table 2.
A RhE modell gyártója/forgalmazója (a bőrirritáció meghatározására irányuló vizsgálati módszer feltételeiben) a negatív kontroll OD-értékeire vonatkozóan elfogadási tartományt (felső és alsó határérték) ad meg; a három hitelesített módszerre vonatkozó elfogadási tartományok a 2. táblázatban vannak feltüntetve.
It should be documented that the tissues treated with NC are stable in culture (provide similar viability measurements) for the duration of the test exposure period.
Dokumentálni kell, hogy a negatív kontrollal kezelt szövetek stabil tenyészetben vannak (hasonló életképességi értékeket adnak) a vizsgálat során alkalmazott expozíció időtartama alatt. 2.
Acceptability ranges for negative control OD values
A negatív kontrollok OD-értékeinek elfogadási tartományai
The stratum corneum and its lipid composition should be sufficient to resist the rapid penetration of cytotoxic marker chemicals, e.g. SDS or Triton X-100, as estimated by IC50 or ET50 (Table 3).
A stratum corneumnak és lipidprofiljának az IC50 vagy ET50 alapján végzett becslések szerint (3. táblázat) megfelelő ellenálló képességgel kell rendelkeznie a citotoxikus markeranyagok, például a nátrium-dodecil-szulfát (SDS) vagy a Triton X-100 gyors áthatolásának megakadályozására.
Histological examination of the RhE model should be performed demonstrating human epidermis-like structure (including multilayered stratum corneum).
A rekonstruált emberi felhámmodellen szövettani vizsgálatot kell végezni, amely igazolja a humán epidermiszszerű szerkezetet (beleértve a többrétegű stratum corneumot is).
The results of the positive control chemical (PC) and negative controls (NC) of the test method should demonstrate reproducibility over time.
A módszer során vizsgált pozitív kontrollanyagok (PC) és negatív kontrollanyagok (NC) eredményeinek a későbbiekben reprodukálhatóknak kell lenniük.
Quality control (QC)
Minőség-ellenőrzés (QC)
The RhE model developer/supplier should ensure and demonstrate that each batch of the RhE model used meets defined production release criteria, among which those for viability (paragraph 17), barrier function (paragraph 18) and morphology (paragraph 19) are the most relevant.
A rekonstruált emberi felhámmodell előállítójának/forgalmazójának gondoskodnia kell arról, és igazolnia kell azt, hogy az alkalmazott RhE modell minden egyes tétele megfelel a gyártás utáni felszabadításra vonatkozóan meghatározott feltételeknek, amelyek közül az életképességre (17. bekezdés), a barrierfunkcióra (18. bekezdés) és a morfológiára (19. bekezdés) vonatkozó kritériumok a leglényegesebbek.
These data should be provided to the method users, so that they are able to include this information in the test report.
Ezeket az adatokat a módszer felhasználóinak rendelkezésére kell bocsátani, hogy ezeket az információkat fel tudják tüntetni a vizsgálati jelentésben.
An acceptability range (upper and lower limit) for the IC50 or the ET50 should be established by the RhE model developer/supplier (or investigator when using an in-house model).
Az RhE-modell kifejlesztőjének/forgalmazójának (illetve házon belüli modell használata estén a vizsgálatot végző személynek) az IC50 és az ET50-értékekre vonatkozóan elfogadási tartományt (felső és alsó határértéket) kell megállapítania.
Only results produced with qualified tissues can be accepted for reliable prediction of irritation classification.
Az irritáló hatás besorolásának megbízható előrejelzéseként kizárólag minősített szöveteken végzett vizsgálatok eredményei fogadhatók el.
As an example, the acceptability ranges for the three validated methods are given in Table 3.
A 3. táblázatban például a három hitelesített módszerhez alkalmazott elfogadási tartományok láthatók. 3.
Examples of QC batch release criteria
Példák a minőség-ellenőrzésre szolgáló tételeknél alkalmazott felszabadítási kritériumokra
(18 hours treatment with SDS) (26)
(18 órás kezelés nátrium-dodecil-szulfáttal (SDS) (26)
Application of the Test and Control Chemicals
A vizsgált anyagok és kontrollanyagok alkalmazása
At least three replicates should be used for each test chemical and for the controls in each run.
Minden vizsgálatmenetben valamennyi vizsgált vegyi anyaghoz és kontrollhoz legalább három szövetpéldányt kell használni.
For liquids as well as solids, sufficient amount of test chemical should be applied to uniformly cover the epidermis surface while avoiding an infinite dose, i.e. a minimum of 25 μL/cm2 or 25 mg/cm2 should be used.
Folyékony és szilárd anyagok esetében egyaránt megfelelő mennyiségű vizsgált vegyi anyagot kell alkalmazni, hogy az egyenletesen fedje az epidermisz felszínét, azaz minimum 25 μl/cm2 vagy 25 mg/cm2-ot, ugyanakkor el kell kerülni végtelen dózis alkalmazását.
At the end of the exposure period, the test chemical should be carefully washed from the epidermis surface with aqueous buffer, or 0,9 % NaCl.
Amennyiben lehetséges, a szilárd anyagokat finom por formájában kell vizsgálni Az expozíciós idő lejárával a vizsgált vegyi anyagot vizes alapú pufferrel vagy 0,9 %-os NaCl-dal óvatosan le kell mosni az epidermisz felületéről.
Depending on which of the three validated RhE methods is used, the exposure period varies between 15 and 60 minutes, and the incubation temperature between 20 and 37 °C.
Attól függően, hogy a három hitelesített RhE-módszer közül melyiket alkalmazzák, az expozíciós idő 15–60 perc között, az inkubációs hőmérséklet pedig 20–37 °C között változhat.
These exposure periods and temperatures are optimised for each RhE method and represent the different intrinsic properties of the methods, for details, see the Standard Operating Procedures (SOPs) for the methods (26) (27) (28).
Ezeket az expozíciós időket és hőmérsékleteket a módszerek természetéből adódó jellemzők figyelembevételével mindegyik RhE-módszerre optimalizálták; ennek részleteit lásd a módszerek szabványműveleti előírásaiban (SOP) (26)(27)(28).
Concurrent NC and PC should be used in each run to demonstrate that viability (with the NC), barrier function and resulting tissue sensitivity (with the PC) of the tissues are within a defined historical acceptance range.
Minden vizsgálatmenet során párhuzamos negatív (NC) és pozitív (PC) kontrollt is alkalmazni kell annak bizonyítására, hogy a szövetek (negatív kontrollal bizonyított) életképessége, barrierfunkciója és a (pozitív kontrollal bizonyított) kapott szövetérzékenység a korábbi adatok alapján meghatározott elfogadási tartományon belül van.
The suggested PC is 5 % aqueous SDS.
A javasolt pozitív kontrollanyag nátrium-dodecil-szulfát (SDS) 5 %-os vizes oldata.
The suggested NC chemicals are water or phosphate buffered saline (PBS).
A javasolt negatív kontrollanyag a víz vagy a foszfátpuffert tartalmazó sóoldat (PBS).
The most important element of the test procedure is that viability measurements are not performed immediately after the exposure to the test chemicals, but after a sufficiently long post-treatment incubation period of the rinsed tissues in fresh medium.
A vizsgálati eljárás legfontosabb eleme, hogy az életképesség mérését ne közvetlenül a vizsgált vegyi anyaggal végzett expozíció után végezzük, hanem friss tápközeggel történt átöblítés után, megfelelő hosszúságú kezelés utáni inkubációs időszakot követően.
This period allows both for recovery from weak cytotoxic effects and for appearance of clear cytotoxic effects.
Ez az időszak egyaránt lehetővé teszi az enyhe irritatív hatás utáni felépülést, valamint az egyértelmű citotoxikus hatások megjelenését.
The test optimisation phase (11) (12) (13) (14) (15) demonstrated that a 42 hours post-treatment incubation period was optimal.
A vizsgálat optimalizálási szakasza (11) (12) (13) (14) (15) azt mutatta, hogy 42 órás kezelés utáni inkubációs időszak az optimális.
The MTT assay is a validated quantitative method which should be used to measure cell viability under this TM.
Az MTT vizsgálat egy olyan kvantitatív hitelesített módszer, amelyet e vizsgálati módszer során a sejtek életképességének méréséhez kell alkalmazni.
It is compatible with use in a three-dimensional tissue construct.
A vizsgálat kompatibilis a háromdimenziós szövetkonstrukcióban történő használattal.
The tissue sample is placed in MTT solution of appropriate concentration (e.g. 0,3-1 mg/mL) for 3 hours.
A szövetmintát 3 órára megfelelő koncentrációjú (például 0,3–1 mg/ml) MTT-oldatba kell helyezni.
The precipitated blue formazan product is then extracted from the tissue using a solvent (e.g. isopropanol, acidic isopropanol), and the concentration of formazan is measured by determining the OD at 570 nm using a filter band pass of maximum ± 30 nm.
A kicsapódott kék formazán terméket ezután oldószer (például izopropanol, savas izopropanol) használatával ki kell vonni a szövetből, és a formazán koncentrációját az OD 570 nm-en történő mérésével, egy maximum ± 30 nm sávszűrő alkalmazásával meg kell határozni.
Optical properties of the test chemical or its chemical action on the MTT may interfere with the assay leading to a false estimate of viability (because the test chemical may prevent or reverse the colour generation as well as cause it).
A vizsgált vegyi anyag optikai tulajdonságai vagy az MTT-re gyakorolt kémiai hatása megzavarhatja a vizsgálatot, ami az életképesség téves megállapításához vezet (mivel a vizsgált anyag akadályozhatja, visszafordíthatja vagy akár elő is idézheti az elszíneződést).
This may occur when a specific test chemical is not completely removed from the tissue by rinsing or when it penetrates the epidermis.
Ez akkor következhet be, amikor egy adott vizsgált vegyi anyagot öblítéssel nem távolítottak el teljesen a szövetből, vagy amikor az anyag áthatol az epidermiszen.
If a test chemical acts directly on the MTT (MTT-reducer), is naturally coloured, or becomes coloured during tissue treatment, additional controls should be used to detect and correct for test chemical interference with the viability measurement technique.
Ha a vizsgált vegyi anyag közvetlen hatást gyakorol az MTT-re (MTT-redukáló), természetes állapotában is színes, vagy a szövetkezelés során elszíneződik, akkor további kontrollokat kell alkalmazni annak kimutatására és korrigálására, hogy a vizsgált vegyi anyag befolyásolja az életképesség mérésének módját.
Detailed description of how to correct direct MTT reduction and interferences by colouring agents is available in the SOPs for the three validated methods (26) (27) (28).
A három hitelesített módszer szabványműveleti előírásaiban megtalálható annak részletes leírása, hogyan kell korrigálni a közvetlen MTT-redukáló hatást és a színezőanyagok okozta zavaró hatást (26)(27)(28).
Acceptability Criteria
Elfogadhatósági kritériumok
For each method using valid RhE model batches (see paragraph 21), tissues treated with the NC should exhibit OD reflecting the quality of the tissues that followed shipment, receipt steps and all protocol processes.
Minden olyan módszer esetében, melynek során érvényes RhE-modell tételeket alkalmaznak (lásd a 21. bekezdést), a negatív kontrollal kezelt szöveteknek olyan OD-t kell mutatniuk, amely tükrözi a szöveteknek a szállítást és az átvételi lépéseket, valamint az összes protokollfolyamatot követő minőségét.
Control OD values should not be below historically established boundaries.
A kontrollok OD-értékei nem lehetnek alacsonyabbak a korábbi adatok alapján megállapított határértékeknél.
Similarly, tissues treated with the PC, i.e. 5 % aqueous SDS, should reflect their ability to respond to an irritant chemical under the conditions of the TM(26) (27) (28).
Hasonlóképpen a pozitív kontrollal, vagyis nátrium-dodecil-szulfát (SDS) 5 %-os vizes oldatával kezelt szöveteknek tükrözniük kell, hogy azok a vizsgálati módszer körülményei között képesek válaszreakciót adni az irritáló hatású anyagokra (26) (27) (28).
Associated and appropriate measures of variability between tissue replicates should be defined (e.g. if standard deviations (SD) are used they should be within the 1-sided 95 % tolerance interval calculated from historical data; for the VRM SD < 18 %).
A szövetpéldányok közötti variabilitás kapcsolódó, megfelelő mutatóit meg kell határozni (ha például a szórást (SD) alkalmazzák, ennek a régebbi adatok alapján számolt egyoldalú 95 %-os toleranciaintervallumon belül kell lennie; a hitelesített referencia-módszer esetében a szórásnak 18 % alatt kell lennie).
Interpretation of Results and Prediction Model
Az eredmények értelmezése és az előrejelzési modell
The OD values obtained with each test chemical can be used to calculate the percentage of viability normalised to NC, which is set to 100 %.
Az egyes vizsgált vegyi anyagokra vonatkozóan kapott OD-értékek felhasználhatók a negatív kontrollra normalizált életképesség százalékos arányának kiszámításához, amely 100 %-ra van beállítva.