natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The effect of the test substance on cell proliferation kinetics can be measured simultaneously.
A vizsgált anyag által a sejtproliferáció kinetikájára gyakorolt hatás párhuzamosan mérhető.
CytoB should be used as a cytokinesis blocker when human lymphocytes are used because cell cycle times will be variable within cultures and among donors and because not all lymphocytes will respond to PHA.
A citoB akkor alkalmazandó citokinezis-gátlóként, ha humán limfocitákat alkalmazunk, mivel a sejtciklusidők adott tenyészeten belül és donorok között változóak lesznek, és nem az összes limfocita fog reagálni a PHA-ra.
Other methods have been used when testing cell lines to determine if the cells being scored have divided; these are addressed below (see Paragraph 26).
Egyéb módszereket alkalmazunk, ha azért vizsgáljuk a sejtvonalakat, hogy meghatározzuk, osztódtak-e az értékelt sejtek; ezek alább szerepelnek (lásd a 26. bekezdést).
The appropriate concentration of cytoB should be determined by the laboratory for each cell type to achieve the optimal frequency of binucleated cells in the solvent/vehicle control cultures.
A citoB megfelelő koncentrációját az egyes sejttípusokra vonatkozóan a laboratóriumnak kell meghatározni annak érdekében, hogy az oldószerrel/vivőanyaggal kezelt kontroll tenyészetekben megfelelő gyakorisággal alakuljanak ki kétmagvú sejtek.
The appropriate concentration of cytoB is usually between 3 and 6 μg/ml.
A citoB megfelelő koncentrációja általában 3–6 μg/ml.
Measuring cell proliferation and cytotoxicity and choosing exposure concentrations
A sejtproliferáció és a citotoxicitás mérése, valamint az expozíciós koncentráció kiválasztása
When determining the highest test substance concentration to be tested, concentrations that have the capability of producing artefactual positive responses, such as those producing excessive cytotoxicity, precipitation in the culture medium, and marked changes in pH or osmolality (39) (40) (41), should be avoided.
A vizsgált anyag legmagasabb vizsgálandó koncentrációjának meghatározásakor kerülni kell azokat a koncentrációkat, amelyek mellett álpozitív válaszreakciók alakulhatnak ki, ilyenek például a rendkívüli citotoxicitást kiváltó, a tenyésztőközegben kicsapódást okozó vagy a pH-ban, illetve az ozmolalitásban jelentős változásokat okozó koncentrációk (39) (40) (41).
Measurements of cell proliferation are made to ensure that the treated cells have undergone mitosis during the assay and that the treatments are conducted at appropriate levels of cytotoxicity (see Paragraph 29).
Mérni kell a sejtproliferációt, és ezáltal meg kell győződni arról, hogy a kezelt sejtek a vizsgálat során átestek a mitózison, és hogy a kezeléseket megfelelő szintű citotoxicitás mellett végezzük (lásd a 29. bekezdést).
Cytotoxicity should be determined with and without metabolic activation in cells that require metabolic activation using the relative increase in cell counts (RICC) or relative population doubling (RPD) (see Appendix 2 for formulas) unless cytoB is used.
A citotoxicitást a metabolikus aktivációt igénylő sejtekben meg kell határozni metabolikus aktiváció mellett és anélkül is, a sejtszám relatív növekedése (RICC) vagy a relatív populációduplázódás (RPD) alapján (lásd a 2. függelék képleteit), kivéve, ha citoB-t alkalmazunk.
When cytoB is used, cytotoxicity can be determined using the replication index (RI) (see Appendix 2 for formula).
CitoB alkalmazása esetén a citotoxicitás meghatározható a replikációs index (RI) segítségével (a képletet lásd a 2. függelékben).
Treatment of cultures with cytoB, and measurement of the relative frequencies of mononucleate, binucleate, and multi-nucleate cells in the culture, provides an accurate method of quantifying the effect on cell proliferation and the cytotoxic or cytostatic activity of a treatment (5), and ensures that only cells that divided during or after treatment are scored.
A tenyészetek citoB-vel történő kezelése, valamint a tenyészetben található egymagvú, kétmagvú és többmagvú sejtek relatív gyakoriságainak mérése pontos módszer a kezelés sejtproliferációt előidéző és citotoxikus vagy citosztatikus hatásának mennyiségi meghatározására (5), valamint biztosítja, hogy csak a kezelés során vagy után osztódott sejtek kerüljenek értékelésre.
In studies with cytoB, cytostasis/cytotoxicity can be quantified from the cytokinesis-block proliferation index (CBPI) (5) (26) (56) or may be derived from the RI from at least 500 cells per culture (see Appendix 2 for formulas).
A citoB-vel végzett vizsgálatokban a citosztázis/citotoxicitás mennyiségi meghatározása a citokinezis-gátlási proliferációs indexből (CBPI) (5) (26) (56) végezhető, vagy tenyészetenként legalább 500 sejt RI-jéből (a képleteket lásd a 2. függelékben) vezethető le.
When cytoB is used to assess cell proliferation, a CBPI or RI should be determined from at least 500 cells per culture.
Amennyiben a sejtproliferáció értékeléséhez citoB-t alkalmazunk, a CBPI-t vagy az RI-t tenyészetenként legalább 500 sejtből kell meghatározni.
These measurements among others can be used to estimate cytotoxicity by comparing values in the treated and control cultures.
Többek között ezek a mérések alkalmazhatók a citotoxicitásnak a kezelt tenyészetekben és a kontrolltenyészetekben kapott értékek összehasonlításával történő becslésére.
Assessment of other markers of cytotoxicity (e.g. confluency, cell number, apoptosis, necrosis, metaphase counting) can provide useful information.
A citotoxicitás egyéb markereinek (például egybefüggőség, sejtszám, apoptózis, nekrózis, metafázis számolása) értékelése szintén hasznos információkat szolgáltathat.
In studies without cytoB, it is necessary to demonstrate that the cells scored in the culture have undergone division during or following treatment with the test substance, otherwise false negative responses may be produced.
A citoB nélkül végzett vizsgálatokban igazolni kell azt, hogy a tenyészetben értékelt sejtek a vizsgált anyaggal végzett kezelés alatt vagy az után átestek az osztódáson, ellenkező esetében álnegatív lehet a válaszreakció.
Methods that have been used for ensuring that divided cells are being scored include incorporation and subsequent detection of bromodeoxyuridine (BrdU) to identify cells that have replicated (57), the formation of clones when cells from permanent cell lines are treated and scored in situ on a microscope slide (Proliferation Index (PI)) (25) (26) (27) (28), or the measurement of Relative Population Doubling (RPD) or Relative Increase in Cell Count (RICC) or other proven methods (16) (56) (58) (59) (see Appendix 2 for formulas).
Annak biztosítására, hogy az osztódott sejtek kerüljenek értékelésre, alkalmazható például a bromodezoxiuridin (BrdU) beépítése és azt követő kimutatása az osztódott sejtek azonosítása érdekében (57), a klónképződés, amikor immortalizált sejtvonalat kezelnek és értékelnek in situ tárgylemezen, mikroszkóp használatával (proliferációs index, [PI]) (25) (26) (27) (28), illetve a relatív populációduplázódás (RPD), a sejtszám relatív növekedése (RICC) vagy egyéb bizonyított igazolt módszerek (16) (56) (58) (59) (a képleteket lásd a 2. függelékben).
Assessment of other markers for cytotoxicity or cytostasis (e.g. confluency, cell number, apoptosis, necrosis, metaphase counting) can provide useful information.
A citotoxicitás vagy citosztázis egyéb markereinek (például egybefüggőség, sejtszám, apoptózis, nekrózis, metafázis számolása) értékelése szintén hasznos információkat szolgáltathat.
At least three analysable test concentrations should be evaluated.
Legalább három elemezhető vizsgálati koncentrációt kell értékelni.
In order to achieve this, it may be necessary to perform the experiment using a larger number of closely spaced concentrations and analyse micronucleus formation in those concentrations providing the appropriate range of cytotoxicities.
Ennek érdekében szükséges lehet nagyobb számú, egymáshoz közeli koncentrációkkal végezni a kísérletet, és a mikronukleusz-képződést a megfelelő tartományba eső citotoxicitást eredményező koncentrációk alkalmazásával elemezni.
An alternative strategy is to perform a preliminary cytotoxicity test to narrow the range for the definitive test.
Egy másik lehetséges stratégia szerint előzetes citotoxicitási vizsgálatot kell végezni és ezzel leszűkíteni a tartományt a végleges vizsgálathoz.
The highest concentration should aim to produce 55 ± 5 % cytotoxicity.
A legmagasabb koncentrációval 55 ± 5 %-os citotoxicitás előidézését kell megcélozni.
Higher levels may induce chromosome damage as a secondary effect of cytotoxicity (60).
Nagyobb koncentrációk a citotoxicitás másodlagos hatásaként kromoszómakárosodást idézhetnek elő (60).
Where cytotoxicity occurs, the test concentrations selected should cover a range from that producing 55 ± 5 % cytotoxicity, to little or no cytotoxicity.
Amennyiben citotoxicitás lép fel, a kiválasztott koncentrációknak le kell fedni az 55 ± 5 %-os citotoxicitástól kezdve a kisfokú citotoxicitáson át a citotoxicitást nem okozó koncentrációk tartományát.
If no cytotoxicity or precipitate is observed, the highest test concentration should correspond to 0,01 M, 5 mg/mL or 5 μl/mL, whichever is the lowest.
Amennyiben citotoxicitás vagy kicsapódás nem figyelhető meg, akkor a legmagasabb vizsgált koncentrációnak 0,01 M-nak, 5 mg/ml-nek vagy 5 μl/ml-nek kell megfelelnie, attól függően, hogy melyik a legalacsonyabb érték.
The concentrations selected for analysis should, in general, be separated by a spacing of no more than 10.
A vizsgálathoz kiválasztott koncentrációk között általában nem lehet 10-nél nagyobb távolság.
For test substances that exhibit a steep concentration-response curve, it may be necessary to more closely space the test substance concentrations so that cultures in the moderate and low toxicity ranges also will be scored.
Olyan vizsgált anyagok esetében, amelyek meredek koncentráció-válasz görbével rendelkeznek, szükséges lehet kisebb különbségeket hagyni a vizsgált anyag koncentrációi között, hogy a közepes és alacsony toxicitási tartományban lévő tenyészetek is értékelésre kerüljenek.
When solubility is a limiting factor, the maximum concentration, if not limited by cytotoxicity, should be the lowest concentration at which minimal precipitate is visible in cultures, provided there is no interference with scoring.
Amennyiben az oldhatóság korlátozó tényező, akkor a maximális koncentrációnak – ha nem korlátozza citotoxicitás – azt a legalacsonyabb koncentrációt kell választani, amely mellett csak minimális precipitátumok láthatók a tenyészetekben, feltéve, hogy nem zavarják az értékelést.
Evaluation of precipitation should be done by methods such as light microscopy, noting precipitate that persists, or appears during culture (by the end of treatment).
A precipitáció értékelését például fénymikroszkópos módszerrel kell végezni, figyelembe véve azokat a precipitátumokat, amelyek a tenyésztés során tartósan megmaradtak vagy ekkor (a kezelés végéig) jelentek meg.
Concurrent positive and solvent/vehicle controls both with and without metabolic activation should be included in each experiment.
Minden kísérletben egyidejűleg pozitív és oldószeres/vivőanyagos kontrollokat is vizsgálni kell, metabolikus aktiválással és anélkül is.
PC are needed to demonstrate the ability of the cells used, and the test protocol, to identify clastogens and aneugens, and to affirm the metabolic capability of the S9 preparation.
A pozitív kontrollok azért szükségesek, hogy igazoljuk az alkalmazott sejtek és a vizsgálati protokoll alkalmasságát a klasztogén és aneugén hatású anyagok azonosítására, valamint az S9 készítmény metabolikus képességének megerősítésére.
The PC should employ known inducers of micronucleus formation at concentrations expected to give small, but reproducible increases over background, and demonstrate the sensitivity of the test system.
A pozitív kontrollnak a mikronukleusz-képződés ismert induktorát olyan koncentrációban kell tartalmaznia, amely a háttérértékekben várhatóan kismértékű, de reprodukálható növekedést okoz, és bizonyítja a vizsgálati rendszer érzékenységét.
PC concentrations should be chosen so that the effects are clear but do not immediately reveal the identity of the coded slides to the reader.
A pozitív kontrollok koncentrációját úgy kell kiválasztani, hogy a hatások egyértelműek legyenek, de a kiértékelő számára ne árulkodjanak azonnal a kódolt tárgylemezek tartalmáról.
A clastogen that requires metabolic activation (e.g. cyclophosphamide; benzo(a)pyrene) should be used to demonstrate both the metabolic competence and the ability of the test system to detect clastogens.
A metabolikus kompetencia és a vizsgálati rendszer klasztogén anyagok kimutatására való képességének igazolására egyaránt metabolikus aktivációt igénylő klasztogén anyagokat (például ciklofoszfamid; benzo[a]pirén) kell alkalmazni.
Other PC may be used if justified.
Indokolt esetben más pozitív kontroll is alkalmazható.
Because some PC that need metabolic activation may be active without exogenous metabolic activation under certain treatment conditions or in certain cell lines, the need for metabolic activation, and the activity of the S9 preparation, should be tested in the selected cell line and at the selected concentrations.
Mivel a metabolikus aktivációt igénylő egyes pozitív kontrollok bizonyos kezelési körülmények mellett, illetve bizonyos sejtvonalakban exogén metabolikus aktiváció nélkül is aktívak lehetnek, ezért a metabolikus aktiváció szükségességét, valamint az S9 preparátum aktivitását a kiválasztott sejtvonalban és a kiválasztott koncentrációk mellett kell vizsgálni.
At the present time, no aneugens are known that require metabolic activation for their genotoxic activity (16).
Jelenleg nem ismert olyan aneugén hatású anyag, amely genotoxikus aktivitásához metabolikus aktivációt igényelne (16).
Currently accepted PC for aneugenic activity are, for example, colchicine and vinblastine.
Az aneugén aktivitás vizsgálata során alkalmazandó jelenleg elfogadott pozitív kontroll például a kolhicin és a vinblasztin.
Other chemicals may be used if they induce micronuclei solely, or primarily, through aneugenic activity.
Más vegyi anyagok is alkalmazhatók, amennyiben a mikronukleuszok képződését kizárólag, vagy elsődlegesen aneugén hatásuk révén indukálják.
To avoid the need for two PC (for clastogenicity and aneugenicity) without metabolic activation, the aneugenicity control can serve as the PC without S9, and the clastogenicity control can be used to test the adequacy of the metabolic activation system used.
Annak elkerülésére, hogy metabolikus aktiváció nélkül két pozitív kontrollt (a klasztogén és az aneugén hatás vizsgálatára) kelljen alkalmazni, az aneugenitás vizsgálata során alkalmazott kontroll S9 nélkül szolgálhat pozitív kontrollként, a klasztogén hatás vizsgálatához alkalmazott kontroll pedig használható az alkalmazott metabolikus aktiváló rendszer megfelelőségének vizsgálatára.
PC for both clastogenicity and aneugenicity should be used in cells that do not require S9.
Az S9 preparátumot nem igénylő sejtekben a klasztogén és az aneugén hatás vizsgálatához egyaránt szükséges pozitív kontrollt alkalmazni.
Suggested PC are included in Appendix 3.
A javasolt pozitív kontrollokat a 3. függelék tartalmazza.
The use of chemical class-related PC may be considered, when suitable chemicals are available.
Megfontolható a vegyi anyag csoportjához tartozó pozitív kontroll használata, amennyiben a megfelelő vegyi anyagok rendelkezésre állnak.
All PC used should be appropriate for the cell type and activation conditions.
Az alkalmazott pozitív kontrolloknak meg kell felelniük a sejttípusnak és az aktiválás körülményeinek.
Solvent/vehicle controls should be included for every harvest time.
Minden begyűjtési időpontban oldószeres/vivőanyagos kontrollokat kell alkalmazni.
In addition, untreated NC (lacking solvent/vehicle) should also be used unless there are published or laboratory historical control data demonstrating that no genotoxic or other deleterious effects are induced by the chosen solvent at the concentrations used.
Ezenfelül kezeletlen negatív kontrollt (amelyben nincs oldószer/vivőanyag) szintén alkalmazni kell, kivéve, ha rendelkezésre állnak olyan publikált vagy a laboratóriumban nyert régebbi kontrolladatok, amelyek igazolják, hogy a választott oldószer az alkalmazott koncentrációban nem idéz elő genotoxikus vagy egyéb ártalmas hatásokat.
Treatment Schedule
A kezelés ütemterve
In order to maximise the probability of detecting an aneugen or clastogen acting at a specific stage in the cell cycle, it is important that sufficient numbers of cells are treated with the test substance during all stages of their cell cycles.
A sejtciklus meghatározott fázisában ható aneugén, illetve klasztogén anyagok azonosítási valószínűségének maximalizálása érdekében fontos, hogy a sejtciklusok valamennyi fázisa során megfelelő számú sejtet kezeljünk a vizsgált anyaggal.
The treatment schedule for cell lines and primary cell cultures may, therefore, differ somewhat from that for lymphocytes which require mitogenic stimulation to begin their cell cycle and these are considered in Paragraphs 41-43 (16).
A kezelés ütemterve a sejtvonalak és primer sejttenyészetek esetében ezért valamelyest elérthet a limfocitákétól, amelyek mitogén stimulációt igényelnek ahhoz, hogy megkezdődjön a sejtciklus; ennek tárgyalása a 41–43. bekezdésekben szerepel (16).
Theoretical considerations, together with published data (18) indicate that most aneugens and clastogens will be detected by a short term treatment period of 3 to 6 hrs in the presence and absence of S9, followed by removal of the test substance and a growth period of 1,5-2,0 cell cycles (6).
Az elméleti megfontolások a publikált adatokkal együtt (18) azt mutatják, hogy a legtöbb aneugén és klasztogén anyagot rövid, 3–6 órás kezelési időszak alkalmazásával – S9 jelenlétében vagy hiányában – lehet kimutatni, amelyet a vizsgált anyag eltávolítása és 1,5–2,0 sejtciklusnyi szaporodási időszak követ (6).
Cells are sampled at a time equivalent to about 1,5-2,0 times the normal (i.e. untreated) cell cycle length either after the beginning or at the end of treatment (See Table 1).
A sejteket a kezelés kezdetétől vagy végétől számítva a normál sejtciklus (vagyis a kezeletlen sejtek sejtciklusa) körülbelül 1,5–2,0-szeresének megfelelő idő elteltével kell begyűjteni (lásd az 1. táblázatot).
Sampling or recovery times may be extended if it is known or suspected that the test substance affects the cell cycling time (e.g. when testing nucleoside analogues).
A begyűjtési vagy visszanyerési idők meghosszabbíthatók, amennyiben ismert vagy feltételezhető, hogy a vizsgált anyag befolyásolja a sejtciklus idejét (például nukleozidanalógok vizsgálata során).
Because of the potential cytotoxicity of S9 preparations for cultured mammalian cells, an extended exposure treatment of 1,5-2,0 normal cell cycles is used only in the absence of S9.
Az S9 preparátumok tenyésztett emlőssejtek esetében tapasztalható potenciális citotoxicitása miatt a normál sejtciklus-idő 1,5–2,0-szeresének megfelelő meghosszabbított expozíciós kezelést kizárólag S9 hiányában végeznek.
In the extended treatment, options are offered to allow treatment of the cells with the test chemical in the absence or presence of cytoB.
Meghosszabbított kezelés esetén lehetőség kínálkozik a sejtek vizsgált vegyi anyaggal történő kezelésének citoB hiányában vagy jelenlétében történő végzésére.
These options address situations where there may be concern regarding possible interactions between the test substance and cytoB.
Ezeknek a választási lehetőségeknek azokban a helyzetekben van jelentőségük, amikor problémát jelenthet a vizsgált anyag és a citoB közötti lehetséges kölcsönhatás.
The suggested cell treatment schedules are presented in Table 1.
A sejtek kezelésének javasolt ütemtervét az 1. táblázat mutatja be.
These general treatment schedules may be modified depending on the stability or reactivity of the test substance or the particular growth characteristics of the cells being used.
Ezek az általános kezelési ütemtervek a vizsgált anyag stabilitásától és reaktivitásától, illetve az alkalmazott sejtek konkrét szaporodási jellemzőitől függően módosíthatóak.
All treatments should commence and end while the cells are growing exponentially.
Minden kezelésnek az exponenciális szaporodás időszakában kell kezdődnie és véget érnie.
These schedules are presented in more details in paragraphs 41-47 following.
Ezeket az ütemterveket a következő, 41–47. bekezdések mutatják be részletesebben. 1.
Cell treatment and harvest times for the MNvit assay
A sejtek kezelésének és begyűjtésének ideje az MNvit vizsgálat esetében
Lymphocytes, primary cells and cell lines treated with cytoB
CitoB-vel kezelt limfociták, primer sejtek és sejtvonalak
Treat for 3-6 hrs in the presence of S9;
A sejteket 3–6 órán át S9 jelenlétében kezeljük;
remove the S9 and treatment medium;
eltávolítjuk az S9-et és a kezelési közeget;
add fresh medium and cytoB;
friss közeget és citoB-t adunk hozzá;
harvest 1,5-2,0 normal cell cycles later.
a normál sejtciklus 1,5–2,0-szeresének elteltével begyűjtjük a sejteket.
Short exposure
Rövid expozíció
Treat for 3-6 hrs;
A sejteket 3–6 órán át kezeljük;
remove the treatment medium;
eltávolítjuk a kezelési közeget;
Extended exposure
Meghoszszabbított expozíció
Option A: Treat for 1,5-2 normal cell cycles in the presence of cytoB;
»A«lehetőség: A sejteket a normál sejtciklus 1,5–2-szeresének megfelelő ideig citoB jelenlétében kezeljük;
harvest at the end of the exposure period.
az expozíciós idő végén begyűjtjük a sejteket.
Option B: Treat for 1,5-2,0 normal cell cycles;
»B«lehetőség: A sejteket a normál sejtciklus 1,5–2-szeresének megfelelő ideig kezeljük;
remove the test substance;
eltávolítjuk a vizsgált anyagot;
Cell lines treated without cytoB
CitoB nélkül kezelt sejtvonalak
(Identical to the treatment schedules outlined above with the exception that no cytoB is added)
(Megegyezik a fentebb ismertetett kezelési ütemtervvel, azzal a kivétellel, hogy citoB hozzáadására nem kerül sor)
Lymphocytes, primary cells, and cell lines with cytoB
CitoB-vel kezelt limfociták, primer sejtek és sejtvonalak
For lymphocytes, the most efficient approach is to start the exposure to the test substance at 44-48 hrs after PHA stimulation, when cycle synchronisation will have disappeared (5).
Limfociták esetében a leghatékonyabb módszer, ha a vizsgált anyaggal történő expozíciót a PHA-stimuláció után 44–48 órával kezdjük, amikorra a ciklusszinkronizáció már eltűnik (5).
In the initial assay, cells are treated for 3 to 6 hrs with the test substance in the absence and presence of S9.
Az első vizsgálat során a sejteket 3–6 órán át, S9 hiányában és jelenlétében kezeljük a vizsgált anyaggal.
The treatment medium is removed and replaced with fresh medium containing cytoB, and the cells are harvested 1,5-2,0 normal cell cycles later.
Eltávolítjuk a kezelési közeget, citoB-t tartalmazó friss közeggel pótoljuk, majd a normál sejtciklus 1,5–2,0-szeresének megfelelő idő elteltével begyűjtjük a sejteket.
If both initial tests of the short (3-6 hrs) treatment are negative or equivocal, a subsequent, extended exposure treatment without S9 is used.
Amennyiben a rövid (3–6 órás) kezeléssel végzett mindkét első vizsgálat negatív vagy kétes eredményű, akkor meghosszabbított expozíciós idővel, S9 nélkül újabb kezelést végzünk.
Two treatment options are available and are equally acceptable.
Kétféle kezelési lehetőség áll rendelkezésre, amelyek mindegyike egyformán elfogadott.
However, it might be more appropriate to follow Option A for stimulated lymphocytes where exponential growth may be declining at 96 hrs following stimulation.
Stimulált limfociták esetében, amelyeknél az exponenciális szaporodási fázis a stimulációt követő 96. órától csökkenhet, megfelelőbb lehet az »A« lehetőség szerint eljárni.
Also, cultures of cells should not have reached confluence by the final sampling time in Option B.
Ezenfelül a »B« lehetőség esetében a sejttenyészeteknek a végleges mintavétel időpontjáig nem szabad egybefüggővé válniuk.