natgillin/translations-raw huggingface dataset:
It is advisable to test a reference substance at least twice a year or, where testing is carried out at a lower frequency, in parallel to the determination of the toxicity of a test substance.
Referenciaanyaggal legalább évente kétszer (ha ennél ritkábban végzünk vizsgálatot, akkor a vizsgált anyag toxicitásának meghatározásával párhuzamosan mindig) ajánlott vizsgálatot végezni.
For the test to be valid, the doubling time of frond number in the control must be less than 2,5 days (60 h), corresponding to approximately a seven-fold increase in seven days and an average specific growth rate of 0,275 d–1.
A vizsgálat akkor érvényes, ha a kontrolltenyészetben a levélszám megkettőződési ideje 2,5 napnál (60 óránál) kisebb, ami hét nap alatt körülbelül hétszeres növekedést, illetve 0,275 1/nap átlagos fajlagos növekedési sebességet jelent.
Using the media and test conditions described in this Testing Method, this criterion can be attained using a static test regime (8).
A jelen módszerben ismertetett vizsgálati oldat és vizsgálati körülmények alkalmazása esetén ez a feltétel statikus vizsgálattal kielégíthető (8).
It is also anticipated that this criterion will be achievable under semi-static and flow-through test conditions.
Várható, hogy a feltétel félstatikus és átfolyásos vizsgálat esetén is kielégíthető.
Calculation of the doubling time is shown in section 2.1.
A megkettőződési idő számítását a 2.1. szakasz ismerteti.
All equipment in contact with the test media should be made of glass or other chemically inert material.
Minden, a vizsgálati oldattal érintkező eszköz üvegből vagy más, kémiailag semleges anyagból legyen.
Glassware used for culturing and testing purposes should be cleaned of chemical contaminants that might leach into the test medium and should be sterile.
A tenyésztés és a vizsgálat céljára felhasznált üvegeszközök sterilek legyenek, és meg kell őket tisztítani minden olyan kémiai szennyeződéstől, amely a vizsgálati oldatba bemosódhatna.
The test vessels should be wide enough for the fronds of different colonies in the control vessels to grow without overlapping at the end of the test.
A vizsgálati edények legyenek kellően szélesek ahhoz, hogy a kontrolltenyészetekben a különböző telepek levelei a vizsgálat végéig átfedésmentesen növekedhessenek.
It does not matter if the roots touch the bottoms of the test vessels, but a minimum depth of 20 mm and minimum volume of 100 ml in each test vessel is advised.
Nem jelent problémát, ha a gyökér az edény alját éri, de ajánlatos legalább 20 mm mélységű és legalább 100 ml térfogatú vizsgálati edényeket alkalmazni.
The choice of test vessels is not critical as long as these requirements are met.
Ha ezek a feltételek teljesülnek, a vizsgálati edények megválasztása nem kritikus.
Glass beakers, crystallising dishes or glass petri dishes of appropriate dimensions have all proved suitable.
A korábbiakban a kellő méretű üveg főzőpoharak, kristályosító tégelyek és üveg Petri-csészék egyaránt alkalmasnak bizonyultak.
Test vessels must be covered to minimise evaporation and accidental contamination, while allowing necessary air exchange.
A vizsgálati edényeket a párolgás és a véletlen szennyeződések megakadályozása érdekében le kell fedni oly módon, hogy a levegő cserélődhessen.
Suitable test vessels, and particularly covers, must avoid shadowing or changes in the spectral characteristics of light.
A vizsgálati edény, különösen pedig a fedő lehetőleg ne keltsen árnyékot vagy okozza a fény spektrális jellemzőinek módosulását.
The cultures and test vessels should not be kept together.
A tenyészeteket és a vizsgálati edényeket ne tartsuk együtt.
This is best achieved using separate environmental growth chambers, incubators, or rooms.
A legjobb megoldás, ha külön környezeti növesztőkamrákat, inkubátorokat vagy helyiségeket veszünk igénybe.
Illumination and temperature must be controllable and maintained at a constant level (see section 1.7.8).
A fényviszonyok és a hőmérsékletek szabályozhatók legyenek, és állandó szinten kell őket tartani (lásd az 1.7.8. szakaszt).
Test organism
Vizsgált szervezet
The organism used for this test is either Lemna gibba or Lemna minor.
A vizsgálat során Lemna gibba vagy Lemna minor egyedeket kell használni.
Short descriptions of duckweed species that have been used for toxicity testing are given in Appendix 1.
A toxicitási vizsgálatokhoz korábban már felhasznált békalencsefajok rövid leírását az 1. függelék adja meg.
Plant material may be obtained from a culture collection, another laboratory or from the field.
A növényanyag törzsgyűjteményből, más laboratóriumból vagy a terepről nyerhető.
If collected from the field, plants should be maintained in culture in the same medium as used for testing for a minimum of eight weeks prior to use.
A terepről származó növényanyag tenyészetét felhasználás előtt legalább nyolc hétig a vizsgálat során alkalmazandóval megegyező tápoldatban kell tartani.
Field sites used for collecting starting cultures must be free of obvious sources of contamination.
A tenyészet kialakításához a növényanyagot nyilvánvaló szennyeződéstől mentes helyszínről kell begyűjteni.
If obtained from another laboratory or from a culture collection they should be similarly maintained for a minimum of three weeks.
A más laboratóriumból vagy törzsgyűjteményből származó növényanyagot legalább három hétig kell hasonló körülmények között tartani.
The source of plant material and the species and clone (if known) used for testing should always be reported.
A mérési jegyzőkönyvben mindig rögzíteni kell a növényanyag eredetét és a vizsgálathoz felhasznált fajt és klónt (ha ismert).
Monocultures, that are visibly free from contamination by other organisms such as algae and protozoa, should be used.
Olyan monokultúrát használjunk, amelyet más élő szervezetek, például algák vagy egysejtűek szemmel érzékelhető módon nem szennyeznek.
Healthy plants of L. minor will consist of colonies comprising between two and five fronds, whilst healthy colonies of L. gibba may contain up to seven fronds.
Az egészséges L. minor növények kettő–öt levélből állnak, míg a L. gibba egészséges telepei akár hét levelet is tartalmazhatnak.
The quality and uniformity of the plants used for the test will have a significant influence on the outcome of the test and should therefore be selected with care.
A vizsgálat során felhasznált növények minősége és egységessége jelentősen befolyásolja a vizsgálat eredményeit, ezért megválasztásuk során kellő gondossággal kell eljárni.
Young, rapidly growing plants without visible lesions or discoloration (chlorosis) should be used.
Fiatal, gyorsan növekvő, látható sérüléstől és fakulástól (klorózistól) mentes egyedeket kell felhasználni.
Good quality cultures are indicated by a high incidence of colonies comprising at least two fronds.
A jó minőségű tenyészetet az jellemzi, hogy nagy arányban tartalmaz legalább két levélből álló telepeket.
A large number of single fronds is indicative of environmental stress, e.g. nutrient limitation, and plant material from such cultures should not be used for testing.
A sok egyedülálló levél kedvezőtlen környezeti körülményekre, például tápanyaghiányra utal, ezért ilyen tenyészetekből vett egyedeket nem szabad a vizsgálatban felhasználni.
Cultivation
Tenyésztés
To reduce the frequency of culture maintenance (e.g. when no Lemna tests are planned for a period), cultures can be held under reduced illumination and temperature (4-10 °C).
Az átoltás gyakoriságának csökkentése érdekében (például ha egy ideig előreláthatóan nem végzünk Lemna-vizsgálatokat) a tenyészet csökkentett fényviszonyok mellett és hőmérsékleten (4–10 °C) tartható.
Details of culturing are given in Appendix 2.
A tenyésztés körülményeit részletesen a 2. függelék ismerteti.
At least seven days before testing, sufficient colonies are transferred aseptically into fresh sterile medium and cultured for 7-10 days under the conditions of the test.
A vizsgálatok előtt legalább hét nappal elegendő mennyiségű telepet csíramentesen friss, steril oldatba kell áthelyezni, majd hét–tíz napon át a vizsgálatnak megfelelő körülmények között tartani.
Test medium
Vizsgálati oldat
Different media are recommended for Lemna minor and Lemna gibba, as described below.
Lemna minor és Lemna gibba esetén eltérő oldatot ajánlott alkalmazni az alábbiak szerint.
Careful consideration should be given to the inclusion of a pH buffer in the test medium (MOPS (4-morpholinepropane sulphonic acid, CAS No: 1132-61-2; EINECS No: 214-478-5) in L. minor medium and NaHCO3 in L. gibba medium) when it is suspected that it might react with the test substance and influence the expression of its toxicity.
Kellő körültekintéssel meg kell fontolni pH-puffer alkalmazását a vizsgálati oldatban (MOPS (4-morfolinpropánszulfonsav, CAS-szám: 1132–61–2; EINECS-szám: 214–478–5 a L. minor és NaHCO3 a L. gibba vizsgálati oldatában), ha gyanítható, hogy az oldat reakcióba léphet a vizsgált anyaggal és befolyásolhatja a toxikus hatást.
Steinberg Medium (12) is also acceptable as long as the validity criteria are met.
Az érvényességi kritériumok betartása mellett Steinberg-féle tápoldat (12) is alkalmazható.
A modification of the Swedish standard (SIS) Lemna growth medium is recommended for culturing and testing with L. minor.
A L. minor tenyésztése és vizsgálata során a svéd szabvány (SIS) szerinti Lemna-tápoldat módosított változatát ajánlott alkalmazni.
The composition of this medium is given in Appendix 3.
E tápoldat összetételét a 3. függelék ismerteti.
The growth medium, 20X — AAP, as described in Appendix 3, is recommended for culturing and testing with L. gibba.
A L. gibba tenyésztése és vizsgálata során a 3. függelék szerinti 20X–AAP tápoldatot ajánlott alkalmazni.
Steinberg medium, as described in Appendix 3, is also suitable for L. minor, but may also be used for L. gibba as long as the validity criteria are met.
A 3. függelék szerinti Steinberg-féle tápoldat ugyancsak alkalmas L. minor esetén, és az érvényességi kritériumok betartása mellett L. gibba esetén is alkalmazható.
Test solutions are usually prepared by dilution of a stock solution.
A vizsgálati oldatokat általában törzsoldat hígításával állítjuk elő.
Stock solutions of the test substance are normally prepared by dissolving the substance in growth medium.
A vizsgált anyag törzsoldatait általában úgy készítjük, hogy az anyagot tápoldatban feloldjuk.
The highest tested concentration of the test substance should not normally exceed the water solubility of the substance under the test conditions.
A vizsgált anyag legnagyobb vizsgálati koncentrációja általában ne haladja meg az anyag vizsgálati körülmények között érvényes vízben való oldhatóságát.
It should be noted however that Lemna spp. float on the surface and may be exposed to substances that collect at the water-air interface (e.g. poorly water-soluble or hydrophobic substances or surface-active substances).
Megjegyzendő azonban, hogy a Lemna nemzetség egyedei a víz felszínén úsznak, ezért olyan anyagok hatásának is ki lehetnek téve, amelyek jellemzően a víz és a levegő határfelületén fordulnak elő (például vízben nehezen oldódó vagy víztaszító anyagok, felületaktív anyagok).
Under such circumstances, exposure will result from material other than in solution and test concentrations may, depending on the characteristics of the test substance, exceed water solubility.
Ilyenkor az expozíció nem a vizsgálati oldatban lévő anyag következtében áll elő, és a vizsgálati koncentráció a vizsgált anyag jellemzőitől függően meghaladhatja a vízben való oldhatóságot.
For test substances of low water solubility it may be necessary to prepare a concentrated stock solution or dispersion of the substance using an organic solvent or dispersant in order to facilitate the addition of accurate quantities of the test substance to the test medium and aid in its dispersion and dissolution.
Vízben kismértékben oldódó vizsgált anyag esetén szükséges lehet szerves oldó- vagy diszpergálószer alkalmazásával nagy koncentrációjú törzsoldatot vagy -diszperziót készíteni annak érdekében, hogy könnyebb legyen a vizsgálati anyagból a pontos mennyiséget a vizsgálati oldathoz adagolni, és könnyebben végbemenjen az oldódás vagy a diszperzióképződés.
Every effort should be made to avoid the use of such materials.
Ilyen anyag alkalmazását lehetőség szerint kerülni kell.
There should be no phytotoxicity resulting from the use of auxiliary solvents or dispersants.
A segédoldószer vagy -diszpergálószer alkalmazása nem járhat fitotoxikus hatással.
For example, commonly used solvents which do not cause phytotoxicity at concentrations up to 100 μl·l–1 include acetone and dimethylformamide.
A széles körben alkalmazott oldószerek közül például az aceton vagy a dimetil-formamid 100 μl/l koncentrációig nem okoz fitotoxikus hatást.
If a solvent or dispersant is used, its final concentration should be reported and kept to a minimum (≤ 100 μl·l–1), and all treatments and controls should contain the same concentration of solvent or dispersant.
Az esetleg alkalmazott oldó- vagy diszpergálószer végső koncentrációja – amelyet a mérési jegyzőkönyvben rögzíteni kell – a lehető legkisebb legyen (legfeljebb 100 μl/l), és az oldó- vagy diszpergálószert a vizsgálathoz és a kontrolltenyészet esetében azonos koncentrációban kell alkalmazni.
Further guidance on the use of dispersants is given in (11).
A (11) irodalom bővebb iránymutatást ad a diszpergálószerekre vonatkozóan.
Test and control groups
Vizsgálati csoportok és kontrollcsoportok
Prior knowledge of the toxicity of the test substance to Lemna, e.g. from a range-finding test, will help in selecting suitable test concentrations.
A vizsgált anyag Lemna-fajokra gyakorolt toxikus hatásának előzetes ismerete alapján, amely származhat például koncentrációtartomány-meghatározási vizsgálatból, megválaszthatók az alkalmas vizsgálati koncentrációk.
In the definitive toxicity test, there should normally be at least five test concentrations arranged in a geometric series.
A végleges toxicitási vizsgálatnak általában öt, egymással mértani sorozatot alkotó vizsgálati koncentrációra kell kiterjednie.
Preferably the separation factor between test concentrations should not exceed 3,2, but a larger value may be used where the concentration-response curve is flat.
A koncentrációk sorozatának hányadosa általában ne legyen 3,2-nél nagyobb, de lapos koncentráció–hatás görbe esetén ennél nagyobb érték lehet indokolt.
Justification should be provided if fewer than five concentrations are used.
Ötnél kevesebb koncentráció alkalmazását indokolni kell.
At least three replicates should be used at each test concentration.
Minden koncentrációval legalább három párhuzamos tenyészetet kell megvizsgálni.
In setting the range of test concentrations (for range-finding and/or for the definitive toxicity test), the following should be considered:
A vizsgálati koncentrációk tartományának kijelölése során (akár a koncentrációtartomány-meghatározási vizsgálatot, akár a végleges vizsgálatot megelőzően) a következőket célszerű megfontolni.
To determine an ECx, test concentrations should bracket the ECx value to ensure an appropriate level of confidence.
ECx meghatározása esetén a kellő konfidenciaszint biztosítása érdekében a vizsgálati koncentrációknak közre kell fogniuk az ECx értékét.
For example, if estimating the EC50, the highest test concentration should be greater than the EC50 value.
Ha például az EC50 értéket kívánjuk meghatározni, akkor a legnagyobb vizsgálati koncentrációnak nagyobbnak kell lennie EC50-nél.
If the EC50 value lies outside the range of test concentrations, associated confidence intervals will be large and a proper assessment of the statistical fit of the model may not be possible.
Ha az EC50 kívül esik a vizsgálati koncentrációk tartományán, akkor a kiadódó konfidenciaintervallumok szélesek lesznek, és előfordulhat, hogy nem végezhető el a modell statisztikai illesztése.
If the aim is to estimate the LOEC/NOEC, the lowest test concentration should be low enough so that growth is not significantly less than that of the control.
LOEC és/vagy NOEC meghatározása esetén a legkisebb vizsgálati koncentráció legyen elegendően kicsiny ahhoz, hogy a növekedési sebesség ne legyen jelentősen kisebb, mint a kontrollcsoportban.
In addition, the highest test concentration should be high enough so that growth is significantly lower than that in the control.
A legnagyobb koncentráció ugyanakkor legyen elegendően nagy ahhoz, hogy a növekedési sebesség jelentősen kisebb legyen, mint a kontrollcsoportban.
If this is not the case, the test will have to be repeated using a different concentration range (unless the highest concentration is at the limit of solubility or the maximum required limit concentration, e.g. 100 mg·l–1).
Ha ez nem teljesül, a vizsgálatot más koncentrációtartománnyal meg kell ismételni (kivéve akkor, ha a legnagyobb koncentráció megegyezik az oldhatósági határral vagy az előírt maximális határkoncentrációval, például 100 mg/l-rel).
Every test should include controls consisting of the same nutrient medium, number of fronds and colonies, environmental conditions and procedures as the test vessels but without the test substance.
Az egyes vizsgálatok mellett kontrolltenyészeteket is kell vizsgálni a vizsgálati edényekével megegyező táptalaj, levél- és telepszám, környezeti körülmények és eljárások alkalmazásával, de a vizsgált anyag nélkül.
If an auxiliary solvent or dispersant is used, an additional control treatment with the solvent/dispersant present at the same concentration as that in the vessels with the test substance should be included.
Segédoldószer vagy -diszpergálószer alkalmazása esetén egy további kontrolltenyészet is szükséges, amelyben az oldó- vagy diszpergálószer azonos koncentrációban van jelen, mint a vizsgálati edényekben.
The number of replicate control vessels (and solvent vessels, if applicable) should be at least equal to, ideally twice, the number of vessels used for each test concentration.
Legalább a koncentrációnként alkalmazott edényszámmal megegyező, ideális esetben kétszer annyi párhuzamos kontrolltenyészetet (illetőleg szükség szerint oldószeres edényt) kell alkalmazni.
If determination of NOEC is not required, the test design may be altered to increase the number of concentrations and reduce the number of replicates per concentration.
Ha nem kívánjuk meghatározni az NOEC értékét, a vizsgálati terv módosítható oly módon, hogy több koncentrációt, de koncentrációnként kevesebb párhuzamos tenyészetet tartalmazzon.
However, the number of control replicates must be at least three.
A párhuzamos kontrolltenyészetek száma azonban ilyenkor is legalább három legyen.
Colonies consisting of 2 to 4 visible fronds are transferred from the inoculum culture and randomly assigned to the test vessels under aseptic conditions.
Kettő–négy látható levélből álló telepeket a kiindulási tenyészetből csíramentesen a kísérleti edényekbe helyezünk, véletlenszerűen elosztva. A kísérleti edényekbe egyenként összesen 9–12 levél kerüljön. Minden kísérleti edényben azonos számú levél és telep legyen.
Each test vessel should contain a total of 9 to 12 fronds.
A módszer alkalmazása és a körvizsgálat során szerzett tapasztalatok azt mutatják, hogy a készítmények közötti, a növekedési sebesség alapján meghatározott növekedésgátlás 4–7 %-os értékének (a kihozatal alapján meghatározott növekedésgátlás 10–15 %-os értékének) megfelelő nagyságú növekedéskülönbség kimutatásához elegendő, ha készítményenként három párhuzamos tenyészetet és edényenként 9–12 kiindulási levelet alkalmazunk (10). Az inkubátorban a kísérleti edényeket véletlenszerű elrendezésben kell elhelyezni annak érdekében, hogy a fényerősség és a hőmérséklet térbeli változatossága minél kisebb hatást gyakoroljon a vizsgálatokra.
The number of fronds and colonies should be the same in each test vessel.
A megfigyelések végzésekor (vagy gyakrabban) az edényeket véletlenszerűen vagy blokkonkénti kiosztási terv alapján át kell rendezni.
In this case, the colonies should be exposed to freshly prepared test and control solutions on at least two occasions during the test (e.g. days 3 and 5).
Ennek keretében a telepeket a vizsgálat során legalább két alkalommal (a 3. és az 5. napon) friss vizsgálati és kontrolloldatokba kell helyezni.
The frequency of exposure to fresh medium will depend on the stability of the test substance; a higher frequency may be needed to maintain near-constant concentrations of highly unstable or volatile substances.
A friss oldatba helyezés gyakorisága a vizsgált anyag stabilitásától függ; nagymértékben instabil vagy illékony anyagok esetén a közel állandó koncentráció fenntartása gyakoribb oldatcserét igényelhet.
In some circumstances, a flow-through procedure may be required (11)(13).
Bizonyos esetekben átfolyásos vizsgálatot célszerű végezni (11)(13).
The exposure scenario through a foliar application (spray) is not covered in this Testing Method, instead see (14).
Ez az eljárás nem tartalmazza a levélre történő felvitellel (permetezéssel) megvalósuló expozíciót; erről lásd a (14) irodalmat.
Continuous warm or cool white fluorescent lighting should be used to provide a light intensity selected from the range of 85-135 μE·m–2·s–1 when measured in a photosynthetically active radiation (400-700 nm) at points the same distance from the light source as the Lemna fronds (equivalent to 6500-10000 lux).
Folyamatos meleg- vagy hidegfehér fluoreszcens megvilágítást alkalmazzunk oly módon, hogy a fotoszintetikusan aktív sugárzásban (400–700 nm), a fényforrástól a Lemna-levelekkel megegyező távolságban lévő pontokban mért fényintenzitás a 85–135 μE/m2s tartományban előzetesen felvett értéknek feleljen meg (ez 6500–10000 lux értéket jelent).
Any differences from the selected light intensity over the test area should not exceed ± 15 %.
A vizsgálat területén a fényintenzitás az előzetesen felvett értéktől legfeljebb ±15 %-kal térhet el.
The method of light detection and measurement, in particular the type of sensor, will affect the measured value.
A fényerősség érzékelésére és mérésére szolgáló módszer, különösen pedig a fényérzékelő befolyásolja a mért értéket.
Spherical sensors (which respond to light from all angles above and below the plane of measurement) and ‘cosine’ sensors (which respond to light from all angles above the plane of measurement) are preferred to unidirectional sensors, and will give higher readings for a multi-point light source of the type described here.
A gömbérzékelők (amelyek a mérési sík alatt és felett tetszőleges irányból érkező fény mérésére alkalmasak) és a „koszinuszos” érzékelők (amelyek csak a mérési sík felett tetszőleges irányból érkező fény mérésére alkalmasak) előnyben részesítendők az egytengelyű érzékelőkkel szemben, mert a jelen módszerben előírt többpontos fényforrás esetén nagyobb értékeket szolgáltatnak.
The temperature in the test vessels should be 24 ± 2 °C.
A vizsgálati edényekben a hőmérséklet 24 ± 2 °C legyen.
However, deviation of more than 1,5 units would not invalidate the test when it can be shown that validity criteria are met.
Az 1,5-nél nagyobb eltérés ugyanakkor nem teszi érvénytelenné a vizsgálatot, ha kimutatható, hogy az érvényességi feltételek teljesülnek.
Additional care is needed on pH drift in special cases such as when testing unstable substances or metals.
A pH-érték eltolódása egyes különleges esetekben, például instabil anyag vagy fém vizsgálata esetén fokozott körültekintést tesz szükségessé.
See (11) for further guidance.
További iránymutatást a (11) irodalom tartalmaz.
Duration
A vizsgálat időtartama
The test is terminated 7 days after the plants are transferred into the test vessels.
A vizsgálat a növények vizsgálati edényekbe helyezése után 7 nappal fejeződik be.
At the start of the test, the frond number in the test vessels is counted and recorded, taking care to ensure that protruding, distinctly visible fronds are accounted for.
A vizsgálat kezdetén meg kell számlálni a vizsgálati edényekben lévő leveleket, és az értéket fel kell jegyezni a mérési jegyzőkönyvben; a számlálás során ügyelni kell arra, hogy a kiálló, vizuálisan elkülönülő leveleket vegyük figyelembe.