natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The solvent concentration should not exceed 100 µl/l, and the same concentration of solvent should be added to all cultures (including controls) in the test series.
Az oldószer-koncentráció nem haladhatja meg a 100 µl/l–t, és az oldószert a kísérletsorozatban használt minden tenyészethez (beleértve a kontrolltenyészeteket is) azonos koncentrációban hozzá kell adni.
Incubation
Inkubáció
Cap the test vessels with air-permeable stoppers.
A kísérleti lombikokat légáteresztő dugóval kell lezárni.
The vessels are shaken and placed in the culturing apparatus.
A lombikokat rázás után a tenyésztőberendezésbe kell helyezni.
During the test it is necessary to keep the algae in suspension and to facilitate transfer of CO2.
A kísérlet folyamán az algáknak lebegniük kell, és elő kell segíteni a CO2-átadást.
To this end, constant shaking or stirring should be used.
Ebből a célból folyamatos rázást vagy keverést kell alkalmazni.
The cultures should be maintained at a temperature in the range of 21 to 24 °C, controlled at ±2 °C.
A tenyészeteket 21–24 °C tartományon belüli hőmérsékleten kell tartani, ±2 °C-os pontossággal szabályozva.
For species other than those listed in Appendix 1, e.g. tropical species, higher temperatures may be appropriate, providing that the validity criteria can be fulfilled.
Az 1. függelékben nem szereplő fajok, pl. a trópusi fajok esetében nagyobb hőmérséklet lehet megfelelő, feltéve hogy az érvényességi kritériumok teljesülnek.
It is recommended to place the flasks randomly and to reposition them daily in the incubator.
Ajánlott a lombikok véletlenszerű elrendezése majd naponkénti áthelyezése az inkubátorban.
The pH of the control medium should not increase by more than 1,5 units during the test.
A vizsgálat során a kontrolltenyészet tápoldatának pH-értéke nem növekedhet 1,5-nél nagyobb mértékben.
For metals and compounds that partly ionise at a pH around the test pH, it may be necessary to limit the pH drift to obtain reproducible and well defined results.
Fémek, és a kísérlet pH-ja körüli értéken részlegesen disszociáló vegyületek esetében szükséges lehet a pH-eltolódás korlátozása a reprodukálható és jól definiált eredmények érdekében.
A drift of < 0,5 pH units is technically feasible and can be achieved by ensuring an adequate CO2 mass transfer rate from the surrounding air to the test solution, e.g. by increasing the shaking rate.
A 0,5 pH-egységnél kisebb eltolódás biztosítása technikailag kivitelezhető és a környezeti levegőből az oldatba történő CO2-bevitel megfelelő sebességének biztosításával, például a rázás intenzitásának növelésével, elérhető.
Another possibility is to reduce the demand for CO2 by reducing the initial biomass or the test duration.
Másik lehetőség a CO2-igény csökkentése a kiindulási élőanyag mennyiségének vagy a kísérlet idejének csökkentésével.
The surface where the cultures are incubated should receive continuous, uniform fluorescent illumination e.g. of ‘cool-white’ or ‘daylight’ type.
A felületnek, ahol a tenyészetek inkubálása történik, folytonos egyenletes fluoreszcens megvilágítást (pl. „hideg-fehér” vagy „nappali” fény) kell kapnia.
Strains of algae and cyanobacteria vary in their light requirements.
Az alga- és cianobaktériumtörzsek fényigénye eltérő.
The light intensity should be selected to suit the test organism used.
A fényerőt úgy kell megválasztani, hogy az megfeleljen a vizsgált organizmusnak.
For the recommended species of green algae, the light intensity at the level of the test solutions shall be selected from the range of 60-120 µE·m–2·s–1 when measured in the photosynthetically effective wavelength range of 400-700 nm using an appropriate receptor.
A javasolt zöldalga-fajokra a kísérleti oldatok szintjén a fényerőt a 60–120 µE·m–2·s–1 tartományból kell kiválasztani, a megfelelő érzékelővel a fotoszintetikusan hatékony, 400–700 nm-es hullámhossz-tartományban mérve.
Some species, in particular Anabaena flos-aquae, grow well at lower light intensities and may be damaged at high intensities.
Néhány faj, főként az Anabaena flos-aquae jól növekszik kisebb fényerő mellett, és a nagyobb fényerő károsíthatja.
For such species an average light intensity in the range 40-60 µE·m–2·s–1 should be selected.
Ezekre a fajokra a 40–60 µE·m–2·s–1 tartományba eső átlagos fényerőt kell választani.
(For light-measuring instruments calibrated in lux, an equivalent range of 4440-8880 lux for cool white light corresponds approximately to the recommended light intensity 60-120 µE·m–2·s–1).
(A luxban kalibrált fénymérő berendezéseknél a hideg fehér fényre megadott 4440–8880 luxos tartomány felel meg az ajánlott 60–120 µE·m–2·s–1-es fényerőnek).
The light intensity shall not vary more than ±15 % from the average light intensity over the incubation area.
A fényerő az inkubációs területen ±15 %-nál jobban nem térhet el az átlagtól.
Test duration
A vizsgálat időtartama
The test duration is normally 72 hours.
A kísérlet hossza szokásos esetben 72 óra.
However, shorter or longer test durations may be used, provided that all validity criteria in section 1.7 can be met.
Használható azonban rövidebb vagy hosszabb kísérleti időtartam is, feltéve, hogy az 1.7. pontban előírt összes érvényességi kritérium teljesül.
Measurements and analytical determinations
Mérések és analitikai vizsgálatok
The algal biomass in each flask is determined at least daily during the test period.
Az alga élőanyag-mennyiségét a kísérlet ideje alatt minden lombikban legalább naponta meg kell határozni.
If measurements are made on small volumes removed from the test solution by pipette, these should not be replaced.
Ha a mérések a kísérleti oldatból pipettával vett kis térfogatú mintákkal történnek, ezeket a mintákat nem kell visszajuttatni a lombikba.
Measurement of biomass is done by manual cell counting by microscope or an electronic particle counter (by cell counts and/or biovolume).
Az élőanyag mennyiségének mérése mikroszkópos manuális sejtszámlálással vagy elektronikus részecskeszámlálással (sejtszámlálás és/vagy élőanyag térfogata) történik.
Alternative techniques, e.g. flow cytometry, in vitro or in vivo chlorophyll fluorescence (6)(7), or optical density can be used providing a satisfactory correlation with biomass can be demonstrated over the range of biomass occurring in the test.
Alternatív eljárások, pl. áramlásos citometria, in vitro vagy in vivo klorofillfluoreszcencia (6)(7), vagy optikai sűrűség mérése is használható, feltéve, ha igazolni lehet az élőanyag-tömeggel fennálló kielégítő korrelációt az élőanyag-tömegnek a kísérletben előforduló tartományában.
The pH of the solutions shall be measured at the beginning and at the end of the test.
Az oldatok pH-ját a kísérlet kezdetén és végén meg kell mérni.
Provided an analytical procedure for determination of the test substance in the concentration range used is available, the test solutions should be analysed to verify the initial concentrations and maintenance of the exposure concentrations during the test.
Amennyiben az alkalmazott koncentrációtartományban a vizsgált anyag meghatározásához rendelkezésre áll analitikai módszer, akkor a kísérleti oldatokat elemezni kell a kiindulási koncentrációk ellenőrzése, illetve annak ellenőrzése céljából, hogy a kísérletben használandó koncentrációk mindvégig fennállnak-e a kísérlet során.
Analysis of the concentration of the test substance at the start and end of the test of a low and high test concentration, and a concentration around the expected EC50 may be sufficient where it is likely that exposure concentrations will vary less than 20 % from nominal values during the test.
Elegendő lehet a vizsgált anyag egy alsó és felső koncentráció-határértékének, valamint a várható EC50 érték körüli koncentrációjának a mérése a kísérlet kezdetén és végén, ha valószínű, hogy a kísérlet során a koncentráció kevesebb mint 20 %-kal tér el a névleges értéktől.
Analysis of all test concentrations at the start and end of the test is recommended where concentrations are unlikely to remain within 80-120 % of nominal.
Ha nem valószínű, hogy a koncentrációk a névleges érték 80–120 %-án belül maradnak, ajánlott az összes kísérleti koncentráció mérése a kísérlet kezdetén és végén.
For volatile, unstable or strongly adsorbing test substances, additional sampling for analysis at 24 hour intervals during the exposure period is recommended in order to better define loss of the test substance.
Illékony, instabil és erősen adszorbeálódó anyagoknál további mintavétel ajánlott 24 óránként végzendő elemzéshez a kísérlet folyamán mindvégig, hogy az anyagveszteség még jobban meghatározható legyen.
For these substances, extra replicates will be needed.
Ilyen anyagoknál további párhuzamos tenyészetek szükségesek.
In all cases, determination of test substance concentrations need only be performed on one replicate vessel at each test concentration (or on the contents of the vessels pooled by replicate).
A vizsgált anyag koncentrációjának meghatározását minden esetben elegendő csak egyetlen párhuzamos tenyészet lombikjából elvégezni az egyes kísérleti koncentrációkra (vagy a párhuzamos tenyészetek egyesítésével készített mintából).
Test media prepared specifically for analysis of exposure concentrations during the test should be treated identically to those used for testing, i.e. they should be inoculated with algae and incubated under identical conditions.
A kifejezetten a vizsgálat folyamán előálló kísérleti koncentrációk méréséhez készített oldatokat a kísérlethez használtakkal megegyező módon kell kezelni, azaz ezeket is be kell oltatni algával és a kísérleti körülményekkel azonos körülmények között inkubálni kell.
If analysis of the dissolved test substance concentration is required, it may be necessary to separate algae from the medium.
Ha az oldott anyag koncentrációját kell mérni, szükséges lehet az algák eltávolítása az oldatból.
Separation should preferably be made by centrifugation at a low g-force, sufficient to settle the algae.
Az elválasztást lehetőleg az algák kiülepedéséhez elegendő, de kis fordulatszámú centrifugálással kell végezni.
If there is evidence that the concentration of the substance being tested has been satisfactorily maintained within ±20 % of the nominal or measured initial concentration throughout the test, analysis of the results can be based on nominal or measured initial values.
Ha egyértelmű, hogy a vizsgált anyag koncentrációja kielégítő módon a névleges koncentráció vagy a mért kezdeti koncentráció ±20 %-án belül marad a kísérlet során, akkor az eredmények értékelése alapulhat a névleges értéken vagy a mért kezdeti koncentráció értékén.
If the deviation from the nominal or measured initial concentration is greater than ±20 %, analysis of the results should be based on geometric mean concentration during exposure or on models describing the decline of the concentration of test substance (3)(8).
Ha a névleges vagy a mért kezdeti koncentrációtól való eltérés nagyobb mint ±20 %, akkor az eredmények értékelésének alapja a kísérlet alatti koncentrációk mértani átlaga, vagy a vizsgált anyag koncentrációjának csökkenését leíró modell (3)(8).
The alga growth inhibition test is a more dynamic test system than most other short-term aquatic toxicity tests.
Az algaszaporodás gátlásának vizsgálata dinamikusabb vizsgálati rendszer, mint a legtöbb hasonló, a vízi toxicitást mérő rövid időtartamú vizsgálat.
As a consequence, the actual exposure concentrations may be difficult to define, especially for adsorbing substances tested at low concentrations.
Ennek következtében a tényleges kísérleti koncentrációkat esetleg nehezen lehet meghatározni, főleg kis koncentrációk esetén, és ha a vizsgált anyag abszorbeálódik.
In such cases, disappearance of the substance from solution by adsorption to the increasing algal biomass does not mean that it is lost from the test system.
Ilyen esetekben az, ha a vizsgált anyag a növekvő élőanyagban való adszorpciója miatti eltűnik az oldatból, nem jelenti azt, hogy eltávozott a vizsgált rendszerből.
When the result of the test is analysed, it should be checked whether a decrease in concentration of the test substance in the course of the test is accompanied by a decrease in growth inhibition.
A kísérlet eredményeinek elemzése során ellenőrizni kell, hogy a vizsgált anyag koncentrációjának a vizsgálat során történő csökkenése együtt jár-e a szaporodásgátlás csökkenésével.
If this is the case, application of a suitable model describing the decline of the concentration of test substance (8) may be considered.
Ha ez a helyzet áll fenn, mérlegelni lehet egy olyan megfelelő modell alkalmazását, amely leírja a vizsgált anyag koncentrációjának csökkenését (8).
If not, it may be appropriate to base the analysis of the results on the initial (nominal or measured) concentrations.
Ha ez nem áll fenn, akkor az eredmények elemzését megfelelő lehet a kiindulási (névleges vagy mért) koncentrációkra alapozni.
Other observations
További vizsgálatok
Microscopic observation should be performed to verify a normal and healthy appearance of the inoculum culture and to observe any abnormal appearance of the algae (as may be caused by exposure to the test substance) at the end of the test.
Az oltótenyészet normális és egészséges fenotípusának ellenőrzésére, illetve a kísérlet végén az algák esetleges abnormális fenotípusának (ami lehet a vizsgált anyag hatása) megállapítására mikroszkópos vizsgálatokat célszerű végezni.
Limit test
Határérték-vizsgálat
Under some circumstances, e.g. when a preliminary test indicates that the test substance has no toxic effects at concentrations up to 100 mg·l–1 or up to its limit of solubility in the test medium (whichever is the lower), a limit test involving a comparison of responses in a control group and one treatment group (100 mg·l–1 or a concentration equal to the limit of solubility), may be undertaken.
Bizonyos körülmények között, például amikor egy előzetes vizsgálat azt jelzi, hogy a vizsgált anyagnak nincs toxikus hatása 100 mg·l–1 koncentrációig, vagy a kísérleti oldatban való oldhatósága határáig (amelyik a kettő közül kisebb), határérték-vizsgálat végezhető, amely egy kontrollcsoport és egy kezelt csoport (100 mg·l–1-es vagy az oldhatósági határral megegyező koncentrációval) szaporodási viselkedésének összehasonlítását jelenti.
It is strongly recommended that this be supported by analysis of the exposure concentration.
A vizsgálat során fokozottan ajánlatos elemezni az expozíció koncentrációját.
All previously described test conditions and validity criteria apply to a limit test, with the exception that the number of treatment replicates should be at least six.
A határérték-vizsgálatra érvényes az összes korábban leírt kísérleti körülmény és érvényességi kritérium, kivéve, hogy a kezelt párhuzamos tenyészetek számának legalább hatnak kell lennie.
The response variables in the control and treatment group may be analysed using a statistical test to compare means, e.g. a Student'’t's t-test.
A kontroll- és a kezelt csoport hatásváltozóit az átlagok összevetésére használható statisztikai analízissel (pl. Student-féle t-próba) lehet elemezni.
If variances of the two groups are unequal, a t-test adjusted for unequal variances should be performed.
Ha a két csoport szórásnégyzetei nem egyenlőek, akkor egyenlőtlen szórásnégyzetekre korrigált t-próbát kell végezni.
Modification for strongly coloured substances
Elváltozás erősen színezett anyagok esetén
The irradiation (light intensity) should be in the highest end of the range prescribed in this Testing Method: 120µE m-2 s-1 or higher.
A besugárzást (fényerő) az e vizsgálati módszerben meghatározott legfelsőbb tartományban, vagyis 120µE m–2 s–1 vagy e fölött kell elvégezni.
The light path should be shortened by reduction of the volume of the test solutions (in the range of 5-25 ml).
A fényutat a kísérleti oldatok mennyiségének a csökkentésével (5–25 ml tartományban) le kell rövidíteni.
Sufficient agitation (for example by moderate shaking) should be performed in order to obtain a high frequency of exposure of the algae to high irradiation at the surface of the culture.
Megfelelő keverési eljárással (például mérsékelt rázással) kell biztosítani, hogy a vizsgált algatenyészet felszíne gyakran legyen kitéve erős sugárzásnak.
PLOTTING GROWTH CURVES
A SZAPORODÁSI GÖRBÉK SZERKESZTÉSE
The biomass in the test vessels may be expressed in units of the surrogate parameter used for measurement (e.g. cell number, fluorescence).
A kísérleti lombikokban lévő élőanyag mennyiségét ki lehet fejezni a mérésre használt helyettesítő paraméter (pl. sejtszám, fluoreszcencia) mértékegységében is.
Tabulate the estimated biomass concentration in test cultures and controls together with the concentrations of test material and the times of measurement, recorded with a resolution of at least whole hours, to produce plots of growth curves.
Táblázatba kell foglalni a vizsgált tenyészetekben és a kontrolltenyészetekben a becsült élőanyag-koncentrációkat, a vizsgált anyag koncentrációival és a legalább egész órákra kerekített mérési időpontokkal együtt, és ezek alapján kell megszerkeszteni a szaporodási görbéket.
Both logarithmic scales and linear scales can be useful at this first stage, but logarithmic scales are mandatory and generally give a better presentation of variations in growth pattern during the test period.
Ebben az első szakaszban használható akár logaritmikus, akár lineáris skála, a logaritmikus skála azonban kötelező, és általában jobban megjeleníti a kísérleti időszak alatt a szaporodási viselkedésben bekövetkező eltéréseket.
Note that exponential growth produces a straight line when plotted on a logarithmic scale, and that the inclination of the line (slope) indicates the specific growth rate.
Megjegyzendő, hogy logaritmikus ábrázolás esetén az exponenciális szaporodás egyenes vonalat ad, és hogy a vonal meredeksége adja meg a fajlagos szaporodási sebességet.
Using the plots, examine whether control cultures grow exponentially at the expected rate throughout the test.
A görbék segítségével meg kell vizsgálni, hogy a kontrolltenyészetek a vizsgálat során mindvégig exponenciálisan szaporodtak-e, a várt sebességgel.
Critically examine all data points and the appearance of the graphs, and check raw data and procedures for possible errors.
Kritikusan meg kell vizsgálni minden adatpontot és a görbék lefutását, valamint ellenőrizni kell az adatsorokat és eljárásokat a lehetséges hibák tekintetében.
Check in particular any data point that seems to deviate by a systematic error.
Főleg azokat az adatok igényelnek ellenőrzést, melyeknél az eltérés valószínűleg szisztematikus hibából ered.
If it is obvious that procedural mistakes can be identified and/or considered highly likely, the specific data point is marked as an outlier and not included in subsequent statistical analysis.
Ha nyilvánvaló, hogy eljárási hiba történt, illetve ennek nagy a valószínűsége, akkor az adott adatpontot érvénytelenként meg kell jelölni, és ki kell zárni a további statisztikai elemzésből.
(A zero algal concentration in one out of two or three replicate vessels may indicate the vessel was not inoculated correctly, or was improperly cleaned).
(Ha a két vagy három párhuzamos tenyészetből az egyik lombik algakoncentrációja nulla, az azt jelezheti, hogy a lombik nem megfelelően lett beoltva, vagy megtisztítva).
Reasons for rejection of a data point as an outlier must be clearly stated in the test report.
Az érvénytelenként elvetett adatpontoknál az elvetést egyértelműen indokolni kell a mérési jegyzőkönyvben.
Accepted reasons are only (rare) procedural mistakes and not just bad precision.
Csak eljárási hiba (ritka) lehet elfogadható indok, egyszerű pontatlanság nem.
Statistical procedures for outlier identification are of limited use for this type of problem and cannot replace expert judgement.
Az érvénytelen adatpontok azonosítására szolgáló statisztikai módszerek csak korlátozottan használhatóak az ilyen típusú problémákra, és nem helyettesítik a szakértői megítélést.
Outliers (marked as such) should preferably be retained among the data points shown in any subsequent graphical or tabular data presentation.
Az érvénytelen adatpontokat (ilyenként megjelölve) célszerű megtartani az adatpontok között, feltüntetve azokat a későbbi grafikus vagy táblázatos megjelenítések során.
RESPONSE VARIABLES
HATÁSVÁLTOZÓK
The purpose of the test is to determine the effects of the test substance on the growth of algae.
A vizsgálat célja a vizsgált anyag által az alga szaporodására gyakorolt hatás meghatározása.
This Testing Method describes two response variables, as member countries have different preferences and regulatory needs.
Ez a vizsgálati módszer két hatásváltozót tartalmaz, mert a tagállamok igényei és a tagállamokban érvényes szabályozás eltérő.
In order for the test results to be acceptable in all member countries, the effects should be evaluated using both response variables (a) and (b) described below.
Hogy a vizsgálati eredmények valamennyi tagállamban elfogadhatók legyenek, a hatást mindkét alábbi hatásváltozó alapján meg kell határozni:
Average specific growth rate: this response variable is calculated on the basis of the logarithmic increase of biomass during the test period, expressed per day.
Átlagos fajlagos szaporodási sebesség: ez a hatásváltozó az élőanyag tömegének a kísérlet alatt bekövetkező logaritmikus növekedése alapján számítható, egy napra vetítve.
Yield: this response variable is the biomass at the end of the test minus the starting biomass.
Szaporulat: ez a hatásváltozó a kísérlet végén mérhető élőanyag-tömeg mínusz a kiindulási élőanyag-tömeg.
For the application of this method within the EU regulatory framework, calculation of results should be based on an average specific growth rate for the reasons described below.
E módszernek az EU szabályozási keretén belül történő alkalmazásához az eredményeket az alább leírt okokból kifolyólag az átlagos fajlagos szaporodási sebesség alapján kell kiszámítani.
It should be noted that toxicity values calculated by using these two response variables are not comparable and this difference must be recognised when using the results of the test.
Megjegyzendő, hogy a két hatásváltozó alapján számított toxicitásértékek nem hasonlíthatók egymáshoz, és a vizsgálatok eredményeinek felhasználása során erre a különbségre tekintettel kell lenni.
ECx values based upon average specific growth rate (ErCx) will generally be higher than results based upon yield (EyCx) if the test conditions of this Testing Method are adhered to, due to the mathematical basis of the respective approaches.
A jelen vizsgálati módszerben előírt vizsgálati körülmények betartása mellett a két számítási eljárás matematikai háttere következtében az átlagos fajlagos növekedési sebességen alapuló ECx értékek (ErCx) általában nagyobbra adódnak, mint a kihozatalon alapuló ECx értékek (EyCx).
This should not be interpreted as a difference in sensitivity between the two response variables, simply that the values are different mathematically.
Ezt az eltérést nem szabad úgy értelmezni, hogy egyik hatásváltozó érzékenyebb lenne a másiknál; egyszerűen arról van szó, hogy a két érték matematikailag mást jelent.
The concept of average specific growth rate is based on the general exponential growth pattern of algae in non-limited cultures, where toxicity is estimated on the basis of the effects on the growth rate, without being dependent on the absolute level of the specific growth rate of the control, on the slope of the concentration-response curve or on test duration.
Az átlagos fajlagos szaporodási sebesség koncepciója az algák korlátozás nélküli tenyészetekben történő általános exponenciális szaporodási sémáján alapszik, ahol a toxicitás mértéke a szaporodási sebességre gyakorolt hatások alapján becsülhető, függetlenül a kontrolltenyészet fajlagos szaporodási sebességének abszolút értékétől, a koncentráció-hatás görbe meredekségétől, vagy a kísérlet időtartamától.
In contrast, results based upon the yield response variable are dependent upon all these other variables.
A kihozatalból származtatott eredmények ezzel szemben mindezektől a változóktól is függnek.