natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The test report shall, if possible, contain the following information:
A vizsgálati jelentésnek lehetőség szerint az alábbi információkat kell tartalmaznia:
strain used,
a felhasznált állatok faja,
test conditions: stationary phase or growing cells, compositions of media, incubation temperature and duration, metabolic activation system,
a vizsgálat körülményei: stabil, nem osztódó állapotú vagy osztódó sejtek, a tápfolyadékok összetétele, az inkubációs hőmérséklet és időtartam, az anyagcsereaktiváló rendszer,
treatment conditions: exposure levels, procedure and duration of treatment, treatment temperature, positive and negative controls,
kezelési körülmények: koncentrációk, a kezelési eljárás és időtartama, a kezelési hőmérséklet, a pozitív és negatív kontrollok,
number of colonies counted, number of mutants, survival and mutant frequency, dose/response relationship if applicable, statistical evaluation of data,
a megszámolt telepek mennyisége, a mutánsok száma, a túlélési arány és a mutációs gyakoriság, a dózis-hatás összefüggés, ha alkalmas, az adatok statisztikai értékelése,
discussion of results,
az eredmények megvitatása,
Mitotic recombination in Saccharomyces cerevisiae can be detected between genes (or more generally between a gene and its centromere) and within genes.
A Saccharomyces cerevisiae élesztőgomba esetében a mitotikus rekombináció két gén között (vagy még gyakrabban egy gén és annak centrom erje között), illetve géneken belül mutatható ki.
The former event is called mitotic crossing-over and generates reciprocal products whereas the latter event is most frequently non-reciprocal and is called gene conversion.
A két gén közötti eseményt mitotikus átkereszteződésnek (crossing over) nevezzük, és eredménye egy reciprok termék, míg a génkonverziónak nevezett, génen belüli esemény leggyakrabban nem reciprok jellegű.
Crossing-over is generally assayed by the production of recessive homozygous colonies or sectors produced in a heterozygous strain, whereas gene conversion is assayed by the production of prototrophic revertants produced in an auxotrophic heteroallelic strain carrying two different defective alleles of the same gene.
Az átkereszteződés rendszerint recesszív homozigóta telepek vagy szektorok előállításával mutatható ki heterozigóta törzsekben, míg a génkonverzió ugyanazon gén két hibás alléljét hordozó auxotróf heteroallélikus törzsben előállított prototróf revertáns révén vizsgálható.
The most commonly used strains for the detection of mitotic gene conversion are D4 (heteroallelic at ade 2 and trp 5) D7 (heteroallelic at trp 5) BZ34 (heteroallelic at arg 4) and JDl (heteroallelic at his 4 and trp 5).
A mitotikus génkonverzió kimutatásához leggyakrabban alkalmazott törzs a D4 (ade 2 és trp 5 lokuszon heteroallélikus), a D7 (a trp 5 lokuszon heteroallélikus), a BZ34 (heteroallélikus az arg 4 lokuszon) és a JD1 (heteroallélikus a his 4 és trp 5 lokuszon).
Mitotic crossing-over producing red and pink homozygous sectors can be assayed in D5 or in D7 (which also measures mitotic gene conversion and reverse mutation at ilv 1-92) both strains being heteroallelic for complementing alleles of ade 2.
A vörös és a rózsaszín homozigóta szektorokat termelő mitotikus átkereszteződés kimutatására a D5 vagy a D7 jelzésű törzset használhatjuk (amelyek egyaránt kimutatják a mitotikus génkonverziót és az ilv 1-92 helyen kialakuló reverz mutációt is). Mindkét törzs heteroallélikus az ade 2 komplementer alléljai szempontjából.
Solutions of test chemicals and control or reference compounds should be prepared just prior to testing, using an appropriate vehicle.
A vizsgált vegyületek oldatait és a kontrollt a megfelelő vivőanyag felhasználásával közvetlenül a vizsgálat megkezdése előtt kell elkészíteni.
With organic compounds that are water insoluble not more than a 2 % solution v/v of organic solvents such as ethanol, acetone or dimethylsulphoxide (DMSO) should be used.
Vízben nem oldódó szerves vegyületek esetében 2 térfogatszázalékos koncentrációt nem meghaladó szerves oldószer, például etanol, aceton vagy dimetil-szulfoxid (DMSO) használható.
The final concentration of the vehicle should not significantly affect cell viability and growth characteristics.
A vivőanyag a végső koncentrációban nem befolyásolhatja jelentősen a sejtek életképességét és növekedési jellemzőit.
The system most commonly used is a co-factor supplemented post-mitochondrial fraction from the livers of rodents pre-treated with enzyme inducing agents.
A leggyakrabban használt rendszer az enzimindukáló szerrel előkezelt rágcsálómáj szövetből készített poszt-mitokondriális frakció ko-faktorral kiegészítve.
The most frequently used strains are the diploids D4, D5, D7 and JD1.
A leggyakrabban alkalmazott törzs a diploid D4, D5, D7 és JD1 jelzésű törzsek.
The use of other strains may be appropriate.
Más törzsek is megfelelőek lehetnek.
Appropriate culture media are used for the determination of survival and the frequency of mitotic recombination.
A túlélő sejtek és a mitotikus rekombináció gyakoriságának meghatározásához a megfelelő tenyésztési tápoldatokat kell alkalmazni.
Appropriate positive control chemicals should be used for each specific recombination endpoint.
Minden egyes rekombinációs végponthoz a megfelelő pozitív kontrollvegyül eteket kell használni.
Among the factors to be taken into consideration are cytotoxicity and solubility.
A figyelembe veendő tényezők közé tartozik a citotoxicitás és az oldhatóság.
The lowest concentration must have no effect on celf viability.
A legalacsonyabb koncentráció nem befolyásolhatja a sejtek életképességét.
For toxic chemicals, the highest concentration tested should not reduce survival below 5 to 10 %.
Mérgező anyagoknál a legnagyobb vizsgált koncentráció nem csökkentheti a túlélési arányt 5–10 %-ot meghaladó mértékben.
Relatively water-insoluble chemicals should be tested up to the limit of solubility using appropriate procedures.
Vízben viszonylag rosszul oldódó anyagokat a megfelelő eljárások alkalmazásával oldhatóságuk határáig kell vizsgálni.
For freely water-soluble non-toxic substances the upper concentration should be determined on a case by case basis.
A vízben jól oldódó és nem mérgező anyagok felső koncentrációját esetenként kell meghatározni.
Cells may be exposed to test chemicals in either the stationary phase or during growth for periods of up to 18 hours.
A sejteket nyugalmi, nem osztódó állapotban vagy osztódáskor kell a vizsgált anyaggal legfeljebb 18 órán keresztül kezelni.
However, for long treatment times cultures should be microscopically inspected for spore formation, the presence of which invalidates the test.
Mindazonáltal a hosszú kezelési idők alatt a sejtkultúrát mikroszkóppal kell vizsgálni, hogy nem képződtek-e spórák, amelyek jelenléte érvénytelenné teszi a vizsgálatot.
Incubation conditions
Inkubációs körülmények
The plates are incubated in the dark for four to seven days at 28 to 30 oC.
A lemezeket négy-hét napig 28–30 oC hőmérsékleten, sötétben kell inkubálni.
Plates used for the assay of red and pink homozygous sectors produced by mitotic crossing-over should be kept in a refrigerator (about 4 oC) for a further one to two days before scoring to allow for the development of the appropriate pigmented colonies.
A mitotikus átkereszteződés révén képződött vörös és rózsaszín homozigóta szektorok kimutatására használt lemezeket még további egy vagy két napig kell hűtve (körülbelül 4 oC-on) tartani a számlálás előtt a megfelelő, pigmentált telepek kifejlődése érdekében.
Spontaneous mitotic recombination frequencies
Spontán mitotikus rekombinációs gyakoriság
Sub-cultures should be used with spontaneous mitotic recombination mutation frequencies within the accepted normal range.
Általánosan elfogadott, normál spontán mitotikus rekombinációs gyakorisággal rendelkező szubkultúrákat kell használni.
Number of replicates
A lemezek száma
A minimum of three replicate plates should be used per concentration for the assay of prototrophs produced by mitotic gene conversion and for viability.
A génmutáció révén keletkezett prototrófok, illetve a sejtéletképesség vizsgálatára valamennyi koncentráció esetében legkevesebb három lemezt kell egyidejűleg alkalmazni.
In the case of the assay of recessive homozygosis produced by mitotic crossing-over, the plate number should be increased to provide an adequate number of colonies.
A mitotikus átkereszteződés által létrehozott recesszív homozigózis vizsgálatakor azonban meg kell növelni a lemezek számát, hogy megfelelő mennyiségű telepet kapjunk.
Procedures
A kísérlet végrehajtása
1-5 × 107 celles/ml are exposed to the test chemical for up to 18 hours at 28 to 37 oC with shaking; an adequate amount of metabolic activation system is added during treatment when appropriate.
Az induló vizsgálatokat osztódó sejteken kell végezni: folyamatos rázás mellett 1-5 × 107 sejt/ml koncentrációjú élesztőgombát kell kezelni a vizsgált anyaggal legfeljebb 18 órán át, 28–37 oC hőmérsékleten; ha szükséges, a megfelelő mennyiségben anyagcsere-aktiváló rendszert is adunk hozzá kezelés közben.
At the end of the treatment, cells are centrifuged, washed and seeded upon appropriate culutre medium.
A kezelés végén a sejteket centrifugálni kell, ki kell mosni, és megfelelő táptalajon szét kell teríteni.
After incubation plates are scored for survival and the induction of mitotic recombination.
Inkubáció után a lemezeken meg kell számolni a túlélő sejteket és a génmutáció kialakulását.
If the first experiment is positive it is confirmed in an independent experiment.
Ha az első vizsgálat pozitív, azt egy megfelelő független kísérlettel kell megerősíteni.
Data should be presented in tabular form indicating the number of colonies counted, the number of recombinants, survival and the frequency of recombinants.
Az adatokat táblázatos formában kell összefoglalni, megadva a megszámolt telepek számát, a rekombinánsok számát, a túlélési arányt és a rekombinációs gyakoriságot.
Results should be confirmed in an independent experiment.
Valamennyi eredményt független vizsgálatokkal kell megerősíteni.
The data should be evaluated using appropriate statistical methods.
Az eredményeket megfelelő statisztikai módszerrel kell értékelni.
test conditions: stationary phase or growing cells, composition of media, incubation temperature and duration, metabolic activation system,
a vizsgálat körülményei: stabil, nem osztódó állapotú vagy osztódó sejtek, a tápfolyadékok összetétele, az inkubációs hőmérséklet és időtartam, az anyagcsere-aktiváló rendszer,
treatment conditions: exposure concentration, procedure and duration of treatment, treatment temperature, positive and negative controls,
kezelési körülmények: koncentrációk, a kezelési eljárás és időtartama, a kezelési hőmérséklet, a pozitív és negatív kontrollok,
number of colonies counted, number of recombinants; survival and recombination frequency, dose/response relationship if applicable, statistical evaluation of data,
a megszámolt telepek mennyisége, a rekombinánsok száma, a túlélési arány és a rekombinációs gyakoriság, a dózis-hatás összefüggés, ha alkalmas, az adatok statisztikai értékelése,
This method is a replicate of the OECD TG 476, In Vitro Mammalian Cell Gene Mutation Test (1997).
E módszer megfelel az OECD TG 476-nak, in vitro génmutáció-vizsgálat emlőssejteken (1977).
The in vitro mammalian cell gene mutation test can be used to detect gene mutations induced by chemical substances.
Az in vitro génmutáció-vizsgálat emlőssejteken kémiai anyagok által előidézett génmutációk észlelésére használható.
Suitable cell lines include L5178Y mouse lymphoma cells, the CHO, CHO-AS52 and V79 lines of Chinese hamster cells, and TK6 human lymphoblastoid cells (1).
Alkalmas sejtvonalak például az L5178Y egér limfomasejtek, a CHO, CHO-AS52-es és V79-es kínai hörcsög sejtvonalak és a TK6-os emberi limfoblasztoid törzsek (1).
In these cell lines the most commonly-used genetic endpoints measure mutation at thymidine kinase (TK) and hypoxanthine-guanine phosphoribosyl transferase (HPRT), and a transgene of xanthine-guanine phosphoribosyl transferase (XPRT).
E törzsekben a legáltalánosabban használt genetikai végpontok a mutációt a timidin kinázban (TK) hipoxantin-guanin foszforibozil-transzferázban (HPRT) és a xantin-guanin foszforibozil-transzferáz (XPRT) transz-génjében mérik.
The TK, HPRT and XPRT mutation tests detect different spectra of genetic events.
A TK, HPRT és XPRT mutáció vizsgálatok a genetikai események különböző spektrumát észlelik.
The autosomal location of TK and XPRT may allow the detection of genetic events (e.g. large deletions) not detected at the HPRT locus on X-chromosomes (2)(3)(4)(5)(6).
A TK és XPRT autosom helye lehetővé teheti az X-kromoszómákon a HPRT helyen nem észlelt genetikai események (például nagy delíciók) észlelését (2), (3), (4), (5), (6).
In the in vitro mammalian cell gene mutation test, cultures of established cell lines or cell strains can be used.
Az emlőssejteken végzett in vivo sejt génmutáció vizsgálatban megállapodott sejtvonalak és törzsek tenyészetei használhatók.
The cells used are selected on the basis of growth ability in culture and stability of the spontaneous mutation frequency.
A felhasznált sejtek a tenyészetben való növekedési képesség és a spontán mutációs gyakoriság stabilitása alapján kerülnek kiválasztásra.
Care should be taken to avoid conditions, which would lead to results not reflecting intrinsic mutagenicity.
E metabolikus aktiváló rendszer nem tudja teljes mértékben utánozni az emlős in vivo körülményeket.
Positive results, which do not reflect intrinsic mutagenicity may arise from changes in pH, osmolality or high levels of cytotoxicity (7).
Ki kell szűrni azon körülményeket, amelyek fennállása esetén olyan pozitív eredmények születnek, amelyek nem tükrözik a belső mutációt előidéző képességet és valószínűleg a pH, ill. az ozmolalitás változásából vagy a magas citotoxicitási szintből származnak (7).
Correlation is dependent on chemical class and there is increasing evidence that there are carcinogens that are not detected by this test because they appear to act through other, non genotoxic mechanisms or mechanisms absent in bacterial cells (6).
A korreláció függ a vizsgált anyag kémiai osztályától és egyre több bizonyíték van arra, hogy léteznek olyan karcinogén anyagok, amelyeket e vizsgálat nem észlel, mivel úgy tűnik, hogy más, nem genotoxikus mechanizmusokon keresztül vagy olyan mechanizmusokon keresztül fejtik ki a hatásukat, amelyek nincsenek jelen baktériumokban (6).
Forward mutation: a gene mutation from the parental type to the mutant form which gives rise to an alteration or a loss of the enzymatic activity of the function of the encoded protein.
Előre/oda (forward) mutáció: a mutáns alak szülőktől származó típusától eltérő olyan génmutáció, amely a kódolt protein enzimaktivitásának változását vagy elvesztését eredményezi.
Base pair substitution mutagens: substances, which cause substitution of one or several base pairs in the DNA.
Báziscserét okozó mutagének: azok az anyagok, amelyek egy vagy több bázispár szubsztitúcióját okozzák a DNS-ben.
Frameshift mutagens: Substances, which cause the addition or deletion of single or multiple base pairs in the DNA molecule.
Frameshift mutagének: azok az anyagok, amelyek egy vagy több bázispár addícióját vagy delícióját okozzák a DNS molekulához vagy molekulából.
Phenotypic expression time: a period during which unaltered gene products are depleted from newly mutated cells.
Fenotípusos expressziós idő: z az időtartam, amely során a meg nem változott (eredeti) géntermékek kiürülnek az újonnan mutálódott sejtekből.
Mutant frequency: the number of mutant cells observed divided by the number of viable cells.
Mutációs gyakoriság: a megfigyelt mutáns sejtek aránya az életképes sejtek számával osztva.
Relative total growth: increase in cell number over time compared to a control population of cells; calculated as the product of suspension growth relative to the negative control times cloning efficiency relative to negative control.
Relatív össznövekedés: a sejtek számának növekedése az idő függvényében a sejtek kontrollpopulációjával összehasonlítva; ez a negatív kontrollhoz viszonyított szuszpenziós növekedés és a negatív kontrollhoz viszonyított klónképző készség szorzata.
Relative suspension growth: increase in cell number over the expression period relative to the negative control.
Relatív szuszpenziós növekedés: a sejtszám növekedése az expressiós időtartam során a negatív kontrollhoz viszonyítva.
Viability: the cloning efficiency of the treated cells at the time of plating in selective conditions after the expression period.
Életképesség: a kezelt sejtek klónozási hatékonysága szelektív körülmények között, szelektív médiumba való leültetés idején, az expressziós időszak után.
Survival: the cloning efficiency of the treated cells when plated at the end of the treatment period; survival is usually expressed in relation to the survival of the control cell population.
Túlélési ráta: a kezelt sejtek klónképző készsége a kezelési időszak végén; a túlélést rendszerint a kontroll sejtpopuláció túléléséhez viszonyítva fejezik ki.
Cells deficient in thymidine kinase (TK) due to the mutation TK+/- -> TK-/- are resistant to the cytotoxic effects of the pyrimidine analogue trifluorothymidine (TFT).
A TK+/–> TK–/– mutáció miatt timidin kináz deficiens sejtek ellenállnak a pirimidin bázisanalóg trifluoro-timidin (TFT) citotoxikus hatásainak.
Thymidine kinase proficient cells are sensitive to TFT, which causes the inhibition of cellular metabolism and halts further cell division.
A timidin-kináz proficiens sejtek érzékenyek a TFT-re, ami a celluláris metabolizmus gátlását okozza, és megállítja a további sejtosztódást.
Thus mutant cells are able to proliferate in the presence of TFT, whereas normal cells, which contain thymidine kinase, are not.
Így tehát a mutáns sejtek képesek sejtburjánzásra TFT jelenlétében, míg a normál sejtek, amelyek timidin-kinázt tartalmaznak, nem képesek erre.
Similarly, cells deficient in HPRT or XPRT are selected by resistance to 6-thioguanine (TG) or 8-azaguanine (AG).
Ehhez hasonlóan, a HPRT vagy XPRT deficiens sejtek 6-thioguaninnal (TG) vagy 8-azaguaninnal (AG) szembeni rezisztencia alapján választhatók ki.
The properties of the test substance should be considered carefully if a base analogue or a compound related to the selective agent is tested in any of the mammalian cell gene mutation tests.
A vizsgált anyag tulajdonságait gondosan szemügyre kell venni, ha bázisanalógot vagy a szelektív ágenshez hasonló vegyületet vizsgálunk az emlőssejt génmutáció vizsgálatok valamelyikében.
For example, any suspected selective toxicity by the test substance for mutant and non-mutant cells should be investigated.
Például megvizsgáljuk a vizsgált anyag által gyaníthatóan okozható szelektív toxicitást a mutáns és nem mutáns sejtek tekintetében.
Thus, performance of the selection system/agent must be confirmed when testing chemicals structurally related to the selective agent (8).
Így kell megerősíteni a kiválasztó rendszer/hatóanyag megfelelőségét a szelektív ágenshez szerkezetileg hasonló kémiai anyagok vizsgálatakor (8).
Cells in suspension or monolayer culture are exposed to the test substance, both with and without metabolic activation, for a suitable period of time and subcultured to determine cytotoxicity and to allow phenotypic expression prior to mutant selection (9)(10)(11)(12)(13).
Szuszpenzióban vagy egy rétegben növő tenyészetben (monolayer) lévő sejteket kezelünk a vizsgált anyaggal, metabolikus aktiválással és anélkül, megfelelő időtartamig, a citotoxicitás meghatározására és a fenotipusos expresszió lehetővé tételére a mutáns kiválasztása előtt (9), (10), (11), (12), (13).
Cytotoxicity is usually determined by measuring the relative cloning efficiency (survival) or relative total growth of the cultures after the treatment period.
A citotoxicitást rendszerint a kezelési időtartam után a tenyészetek relatív klónképző készségnek (túlélési ráta) vagy relatív össznövekedésnek mérésével lehet meghatározni.
The treated cultures are maintained in growth medium for a sufficient period of time, characteristic of each selected locus and cell type, to allow near-optimal phenotypic expression of induced mutations.
A kezelt tenyészeteket elegendő időtartamig, amely a kiválasztott lokuszok és sejttípusok jellemzője, tartjuk a tápfolyadékban az előidézett mutációk közel optimális fenotipusos expressziójának lehetővé tételére.
Mutant frequency is determined by seeding known numbers of cells in medium containing the selective agent to detect mutant cells and in medium without selective agent to determine the cloning efficiency (viability).
A mutációs gyakoriságot úgy határozzuk meg, hogy leültetünk ismert számú sejtet a szelekciós ágenst tartalmazó tápfolyadékba a mutáns sejtek kimutatására, valamint a szelekciós ágenst nem tartalmazó tápfolyadékban lévő ismert számú sejtre a klónképző készség (életképesség) meghatározására.
After a suitable incubation time, colonies are counted.
Megfelelő inkubációs idő után megszámolják a telepeket.
The mutant frequency is derived from the number of mutant colonies in selective medium and the number of colonies in non-selective medium.
A mutációs gyakoriságot a szelektív médiumban lévő mutáns telepek és a nem szelektív táptalajban lévő telepek számából határozzák meg.
A variety of cell types are available for use in this test including subclones of L5178Y, CHO, CHO-AS52, V79 or TK6 cells.
Különböző sejttípusok állnak rendelkezésre e vizsgálathoz, ilyenek például az L5178Y, CHO, CHO-AS52, V79 vagy TK6-os sejtek szubklónjai.
Cell types used in this test should have a demonstrated sensitivity to chemical mutagens, a high cloning efficiency and a stable spontaneous mutant frequency.
Az e vizsgálatban használt sejttípusoknak bizonyítottan érzékenyeknek kell lenniük a kémiai mutagén anyagokra, magas klónképző készséggel és alacsony spontán mutációs gyakorisággal kell rendelkezniük.
Cells should be checked for mycoplasma contamination and should not be used if contaminated.
A sejteket ellenőrizni kell mikoplazma-szennyeződés szempontjából, és nem szabad használni azokat, ha szennyezettek.
The test should be designed to have a predetermined sensitivity and power.
A vizsgálatot úgy kell megtervezni, hogy előre meghatározott érzékenységű és hatásosságú legyen.
The number of cells, cultures and concentrations of test substance used should reflect these defined parameters (14).
A sejtek számának, tenyészeteknek és a használt vizsgált anyag koncentrációinak e meghatározott paramétereket kell tükrözniük (14).
The minimal number of viable cells surviving treatment and used at each stage in the test should be based on the spontaneous mutation frequency.
A kezelést túlélők és az e vizsgálatban az egyes szakaszokban használt életképes sejtek minimális számának a spontán mutációs gyakoriságon kell alapulnia.
A general guide is to use a cell number, which is at least 10 times the inverse of the spontaneous mutation frequency.
Általános iránymutatás, hogy olyan sejtszámot kell használni, amely legalább 10-szerese a spontán mutációs gyakoriság inverzének.
However, it is recommended to utilise at least 106 cells.
Azonban ajánlatos legalább 106 sejt használata.
Adequate historical data on the cell system used should be available to indicate consistent performance of the test.
A használt sejtrendszerre vonatkozó megfelelő történeti adatoknak kell rendelkezésre állniuk a vizsgálat ellentmondásmentességének igazolására.
Appropriate culture media, and incubation conditions (culture vessels, temperature, CO2 concentration, and humidity) should be used.
Megfelelő tápfolyadékot és inkubációs körülményeket (tenyésztő edények, hőmérséklet, CO2 -koncentráció és páratartalom) kell biztosítani.
Media should be chosen according to the selective systems and cell type used in the test.
A tápfolyadékot az e vizsgálatban használt szelekciós rendszereknek és sejttípusnak megfelelően választják ki.