natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Test chemicals shall be dissolved in buffered salt solutions, e.g. Earle's Balanced Salt Solution (EBSS), or other physiologically balanced buffer solutions, which must be free from protein components, light absorbing components (e.g. pH-indicator colours and vitamins) to avoid interference during irradiation.
A vizsgálandó vegyi anyagokat pufferolt sóoldatban, például Earle-féle kiegyenlített sóoldatban (EBSS) vagy egyéb fiziológiailag kiegyenlített pufferoldatban fel kell oldani; az oldatok nem tartalmazhatnak fehérjekomponenseket, fény elnyelő komponenseket (pl. pH-jelző színeket és vitaminokat) annak érdekében, hogy elkerülhető legyen a besugárzás alatti interferencia.
Since during irradiation cells are kept for about 50 minutes outside of the CO2 incubator, care has to be taken to avoid alkalisation.
Mivel a besugárzás során a sejteket mintegy 50 percig a CO2-inkubátoron kívül tartják, ügyelni kell arra, hogy ne következhessen be alkalizáció.
If weak buffers like EBSS are used this can be achieved by incubating the cells at 7,5 % CO2.
Gyenge puffer, például EBSS használata esetén ez a sejtek 7,5 % CO2-ban való inkubációjával érhető el.
If the cells are incubated at 5 % CO2 only, a stronger buffer should be selected.
Ha a sejteket csak 5 % CO2-ban inkubáljuk, akkor erősebb puffert kell választani.
Test chemicals of limited solubility in water should be dissolved in an appropriate solvent.
A vízben kevéssé oldódó vizsgálandó vegyi anyagokat megfelelő oldószerben kell feloldani.
If a solvent is used it must be present at a constant volume in all cultures, i.e. in the negative (solvent) controls as well as in all concentrations of the test chemical, and be noncytotoxic at that concentration.
Ha oldószert használnak, akkor annak állandó mennyiségben kell jelen lennie minden tenyészetben, azaz a negatív kontrollban (kontrolloldatban) éppúgy, mint a vizsgált vegyi anyag minden koncentrációjában, továbbá ebben a koncentrációban nem szabad citotoxikusnak lennie.
Test chemical concentrations should be selected so as to avoid precipitate or cloudy solutions.
A vizsgált vegyi anyag koncentrációit úgy kell megválasztani, hogy a csapadékképződés és az oldat zavarossága elkerülhető legyen.
Dimethylsulphoxide (DMSO) and ethanol (ETOH) are the recommended solvents.
A javasolt oldószerek a dimetil-szulfoxid (DMSO) és az etanol (ETOH).
Other solvents of low cytotoxicity may be appropriate.
Más kis citotoxicitású oldószerek is alkalmasak lehetnek.
Prior to use, all solvents should be assessed for specific properties, e.g. reaction with the test chemical, quenching of the phototoxic effect, radical scavenging properties and/or chemical stability in the solvent.
A használat előtt az oldószereket jellegzetes tulajdonságaik szempontjából meg kell vizsgálni, például reakció a vizsgálandó vegyi anyaggal, a fototoxikus hatás elfojtása, radikális tisztítási jellemzők és/vagy kémiai stabilitás az oldószerben.
Vortex mixing and/or sonication and/or warming to appropriate temperatures may be used to aid solubilisation unless this would affect the stability of the test chemical.
Az oldódás örvényes elegyítéssel és/vagy szonikus beavatkozással és/vagy megfelelő hőmérsékletre történő felmelegítéssel elősegíthető, kivéve akkor, ha ez a vizsgálandó vegyi anyag stabilitását befolyásolja.
Irradiation conditions
Besugárzási körülmények
The choice of an appropriate light source and filters is a crucial factor in phototoxicity testing.
A fototoxicitás-vizsgálat során nagyon lényeges szempont a megfelelő fényforrás és szűrők megválasztása.
Light of the UVA and visible regions is usually associated with phototoxic reactions in vivo (3)(12), whereas generally UVB is of less relevance but is highly cytotoxic; the cytotoxicity increases 1000-fold as the wavelength goes from 313 to 280 nm (13).
Az in vivo fototoxikus reakciók általában az UVA-fényhez és a látható tartományokhoz kapcsolódnak (3) (12), míg az UVB általában kisebb jelentőségű, de erősen citotoxikus; a citotoxicitás 1000-szeresére nő, ha a hullámhossz 313 nm-ről 280 nm-re változik (13).
Criteria for the choice of an appropriate light source must include the requirement that the light source emits wavelengths absorbed by the test chemical (absorption spectrum) and that the dose of light (achievable in a reasonable exposure time) should be sufficient for the detection of known photocytotoxic chemicals.
A megfelelő fényforrás kiválasztása során kritériumként azt a követelményt is figyelembe kell venni, hogy a fényforrás által kibocsátott hullámhosszt a vizsgált vegyi anyagnak el kell nyelnie (abszorpciós spektrum), és a fény (ésszerű expozíciós idő alatt elérhető) dózisának elegendőnek kell lennie az ismert fotocitotoxikus vegyi anyagok kimutatásához.
Furthermore, the wavelengths and doses employed should not be unduly deleterious to the test system, e.g. the emission of heat (infrared region).
Ezenkívül az alkalmazott hullámhossz és dózis indokolatlanul nem károsíthatja a vizsgálati rendszert, például a hőkibocsátást (infravörös tartomány).
Simulation of sunlight with solar simulators is considered the optimal artificial light source.
Optimális mesterséges fényforrásnak a napfény napfényszimulátorral történő szimulációja tekinthető.
The irradiation power distribution of the filtered solar simulator should be close to that of outdoor daylight given in (14).
A szűrtnapfény-szimulátor spektrális energiaeloszlásának a szabadtéri nappali fény (14) szerinti spektrális energiaeloszlása közelében kell lennie.
Both, Xenon arcs and (doped) mercury-metal halide arcs are used as solar simulators (15).
Napfényszimulátorként xenon ívfényeket és (bevont) higany-fém halogenid ívfényeket használnak (15).
The latter has the advantage of emitting less heat and being cheaper, but the match to sunlight is less perfect compared to that of xenon arcs.
Ez utóbbiaknak az az előnye, hogy kevesebb hőt sugároznak és olcsóbbak, de a napfényhez nem hasonlítanak olyan tökéletesen, mint a xenon ívfények.
Because all solar simulators emit significant quantities of UVB they should be suitably filtered to attenuate the highly cytotoxic UVB wavelengths.
Mivel minden napfényszimulátor jelentős mennyiségű UVB-t bocsát ki, a nagy citotoxicitású UVB-hullámhosszok csökkentése érdekében megfelelő szűrést kell alkalmazni.
Because cell culture plastic materials contain UV stabilisers the spectrum should be measured through the same type of 96-well plate lid as will be used in the assay.
Mivel a sejtkultúra műanyag anyagai UV-stabilizátorokat tartalmaznak, a spektrumot ugyanolyan 96 lyukú lemezfedélen át kell mérni, mint amilyet a vizsgálat során használnak.
Irrespective of measures taken to attenuate parts of the spectrum by filtering or by unavoidable filter effects of the equipment the spectrum recorded below these filters should not deviate from standardised outdoor daylight (14).
Függetlenül attól, hogy a spektrum egyes részeit milyen módszerrel szűrjük ki, illetőleg függetlenül az alkalmazott eszközök elkerülhetetlen szűrőhatásától, a szűrők mögött regisztrált spektrum nem térhet el a szabványos szabadtéri nappali fényétől (14).
An example of the spectral irradiance distribution of the filtered solar simulator used in the validation study of the in vitro 3T3 NRU phototoxicity test is given in (8)(16).
A (8) és a (16) irodalomban található egy példa az in vitro 3T3 NRU fototoxicitás-vizsgálat validálási vizsgálatában használt szűrtnapfény-szimulátor spektrális irradianciaeloszlására.
See also Appendix 2 Figure 1.
Lásd még a 2. függelék 1. ábráját is.
Dosimetry
Dozimetria
The intensity of light (irradiance) should be regularly checked before each phototoxicity test using a suitable broadband UV-meter.
Minden fototoxicitás-vizsgálat előtt megfelelő széles sávú UV-mérővel rendszeresen ellenőrizni kell a fény intenzitását (az irradianciát).
The intensity should be measured through the same type of 96-well plate lid as will be used in the assay.
Az intenzitást ugyanolyan 96 lyukú lemezfedélen át kell mérni, mint amilyet a vizsgálat során használnak.
The UV-meter must have been calibrated to the source.
Az UV-mérőt a fényforráshoz kell kalibrálni.
The performance of the UV-meter should be checked, and for this purpose the use of a second, reference UV-meter of the same type and identical calibration is recommended.
Ellenőrizni kell az UV-mérő viselkedését, erre a célra ajánlatos ugyanolyan típusú és ugyanúgy kalibrált másik UV-mérőt használni.
Ideally, at greater intervals, a spectroradiometer should be used to measure the spectral irradiance of the filtered light source and to check the calibration of the broadband UV-meter.
Ideális esetben nagyobb időközönként spektroradiométerrel meg kell mérni a szűrt fényforrás spektrális irradianciáját, illetőleg ellenőrizni kell a széles sávú UV-mérő kalibrálását.
A dose of 5 J/cm2 (as measured in the UVA range) was determined to be non-cytotoxic to Balb/c 3T3 cells and sufficiently potent to excite chemicals to elicit phototoxic reactions, (6) (17) e.g. to achieve 5 J/cm2 within a time period of 50 min, irradiance was adjusted to 1,7 mW/cm2.
A vizsgálatok szerint az 5 J/cm2 dózis (az UVA-tartományban mérve) a Balb/c 3T3 sejtekre nézve nem citotoxikus, és kellően hatékony ahhoz, hogy aktiválja a vegyi anyagokat a fototoxikus reakció kiváltására (6) (17), például 5 J/cm2 50 perc alatt történő eléréséhez 1,7 mW/cm2 irradianciát kellett beállítani.
See Appendix 2 Figure 2.
Lásd a 2. függelék 2. ábráját.
If another cell line or a different light source are used, the irradiation dose may have to be calibrated so that a dose regimen can be selected that is not deleterious to the cells but sufficient to excite standard phototoxins.
Másik sejtvonal vagy másik fényforrás használata esetén előfordulhat, hogy a sugárdózist úgy kell kalibrálni, hogy olyan sugárzási dózist lehessen kiválasztani, hogy az ne károsítsa a sejteket, de elegendő legyen ahhoz, hogy szabályszerű fototoxicitást váltson ki.
The time of light exposure is calculated in the following way:
A fénynek való expozíció idejét a következőképpen kell kiszámítani:
t(min)=irradiation dose (J/cm
t(perc)=sugárdózis (J / cm
irradiance (mW/cm
irradiancia (mW / cm
(1 J = 1 Wsec)
(1J=1 Wsec)
Test substance concentrations
A vizsgált anyag koncentrációi
The ranges of concentrations of a chemical tested in the presence (+Irr) and in the absence (-Irr) of light should be adequately determined in dose range-finding experiments.
A fény jelenlétében (+Irr) vagy hiányában (–Irr) vizsgált vegyi anyag koncentrációinak alkalmas tartományát dózistartomány-meghatározási kísérletek során kell meghatározni.
The highest concentration of the test substance should be within physiological test conditions, e.g. osmotic and pH stress should be avoided.
A vizsgált anyag legnagyobb koncentrációjának a fiziológiai vizsgálati feltételeken belül kell lennie, például az ozmotikus és a pH-feszültséget kerülni kell.
Depending on the test chemical, it may be necessary to consider other physico-chemical properties as factors limiting the highest test concentration.
A vizsgált vegyi anyagtól függően szükséges lehet más olyan fizikai-kémiai tulajdonságokat is figyelembe venni, amelyek behatárolják a legnagyobb vizsgálati koncentrációt.
For relatively insoluble substances that are not toxic at concentrations up to the saturation point the highest achievable concentration should be tested.
A telítettségi pontnak megfelelő koncentrációig nem toxikus, viszonylagosan oldhatatlan anyagok esetében a fizikailag lehetséges legnagyobb koncentrációt kell vizsgálni.
In general, precipitation of the test chemical at any of the test concentrations should be avoided.
Általánosságban a vizsgált vegyi anyag kicsapódását minden vizsgálati koncentrációban kerülni kell.
The maximum concentration of a test substance should not exceed 1000 μg/mL; osmolarity should not exceed 10 mmolar.
A vizsgált anyag maximális koncentrációja ne haladja meg a 1000 μg/ml-t; az ozmolalitás ne haladja meg a 10 mmolart.
A geometric dilution series of eight test substance concentrations with a constant dilution factor should be used (See Section 2.1, second paragraph).
Nyolc vizsgálati koncentrációból álló, konstans hígítási tényezőjű geometriai oldatsorozatot kell használni (lásd a 2.1. szakasz második bekezdését).
If there is information (from a range finding experiment) that the test chemical is not cytotoxic up to the limit concentration in the dark experiment (-Irr), but is highly cytotoxic when irradiated (+Irr), the concentration ranges to be selected for the (+Irr) experiment may differ from those selected for the (-Irr) experiment to fulfill the requirement of adequate data quality.
Ha a dózistartomány-meghatározási vizsgálat azt jelzi, hogy a vizsgálandó vegyi anyag a sötétben végzett kísérletben (–Irr) a koncentrációs határig nem citotoxikus, de besugárzás hatására (+Irr) erősen citotoxikus, az adatminőségi követelmény teljesítéséhez a (+Irr) kísérletek céljára kiválasztott koncentrációs tartományok különbözhetnek a (–Irr) kísérletekhez kiválasztottaktól.
Radiation sensitivity of the cells, establishing of historical data:
A sejtek sugárérzékenysége, történeti adatok előállítása
Cells should be checked regularly (about every fifth passage) for sensitivity to the light source by assessing their viability following exposure to increasing doses of irradiation.
A sejteket a fényforrásra való érzékenységük tekintetében életképességük meghatározásával, növekvő dózisú besugárzás alkalmazásával rendszeresen ellenőrizni kell (körülbelül minden ötödik passzázs után).
Several doses of irradiation, including levels substantially greater than those used for the 3T3 NRU Phototoxicity test should be used in this assessment.
Ebben a kiértékelésben több besugárzási dózist kell alkalmazni, köztük a 3T3 NRU fototoxicitás-vizsgálathoz használt szintnél jóval nagyobbakat is.
These doses are easiest quantitated by measurements of UV parts of the light source.
E dózisok nagysága a legkönnyebben a fényforrás UV-részének mérésével határozható meg.
Cells are seeded at the density used in the in vitro 3T3 NRU phototoxicity test and irradiated the next day.
A sejteket az in vitro 3T3 NRU fototoxicitás-vizsgálatban használt sűrűségben kell behelyezni, majd másnap besugárzásnak kell őket alávetni.
Cell viability is then determined one day later using Neutral Red uptake.
Ezután egy nappal a neutrálvörös felvétele alapján meghatározható a sejt életképessége.
It should be demonstrated that the resulting highest non-cytotoxic dose (e.g. in the validation study: 5 J/cm2 [UVA]) was sufficient to classify the reference chemicals (Table 1) correctly.
Ki kell mutatni, hogy a keletkező legnagyobb nem citotoxikus dózis (pl. a validálási vizsgálatban: 5 J/cm2 [UVA]) elegendő a referenciavegyianyagok besorolásának helyes megállapításához (1. táblázat).
Radiation sensitivity, check of current test:
Sugár érzékenység, az aktuális vizsgálat ellenőrzése
The test meets the quality criteria if the irradiated negative/solvent controls show a viability of more than 80 % when compared with non-irradiated negative/solvent.
A vizsgálat abban az esetben felel meg a minőségi követelménynek, ha a sugárkezelt negatív/kontrolloldószerek a nem sugárkezelt negatív/oldószerrel összehasonlítva 80 %-nál nagyobb életképességet mutatnak.
Viability of solvent controls:
A kontrolloldószerek életképessége
The absolute optical density (OD540 NRU) of the Neutral Red extracted from the solvent controls indicates whether the 1×104 cells seeded per well have grown with a normal doubling time during the two days of the assay.
A kontrolloldószerekből kivont neutrálvörös abszolút optikai sűrűsége (od540 nru) jelzi, hogy a lyukanként elhelyezett 1x104 sejt a vizsgálat két napja alatt a rendes megkettőződési időnek megfelelően fejlődött-e.
A test meets the acceptance criteria if the mean OD540 NRU of the untreated controls is ≥ 0,4 (i.e. approximately 20 times the background solvent absorbance).
A vizsgálat akkor felel meg az elfogadási kritériumnak, ha a kezeletlen kontollok OD540 Nru átlaga ≥ 0,4 (azaz körülbelül hússzorosa a háttéroldószer felszívóképességének).
Positive control:
Pozitív kontroll
A known phototoxic chemical shall be tested concurrently with each in vitro 3T3 NRU phototoxicity test.
Minden in vitro 3T3 NRU fototoxicitás-vizsgálattal párhuzamosan egy ismert fototoxikus vegyi anyagot is vizsgálni kell.
Chlorpromazine (CPZ) is recommended.
Ajánlatos a klórpromazin (CPZ) használata.
For CPZ tested with the standard protocol in the in vitro 3T3 NRU phototoxicity test, the following test acceptance criteria were defined: CPZ irradiated (+Irr): IC50 = 0,1 to 2,0 μg/ml, CPZ non-irradiated (-Irr): IC50 = 7,0 to 90,0 μg/mL.
Az in vitro 3T3 NRU fototoxicitás-vizsgálatban a standard protokoll szerint megvizsgált CPZ esetében a következő elfogadási kritériumok kerültek meghatározásra: sugárkezelt (+Irr) CPZ: IC50 = 0,1 μg/ml-től 2,0 μg/ml-ig, nem sugárkezelt (–Irr) CPZ: IC50 = 7,0 μg/ml-től 90,0 μg/ml-ig.
The Photo Irritation Factor (PIF), should be > 6.
A fotoirritációs tényezőnek (PIF) 6-nál nagyobbnak kell lennie.
The historical performance of the positive control should be monitored.
A pozitív kontroll történeti viselkedését ugyancsak vizsgálni kell.
Other phototoxic chemicals, suitable for the chemical class or solubility characteristics of the chemical being evaluated, may be used as the concurrent positive controls in place of chlorpromazine.
Klórpromazin helyett párhuzamos pozitív kontrollként más, a vizsgált vegyi anyag kémiai osztályához vagy oldhatósági jellemzőihöz illő fototoxikus vegyi anyagok is használhatók.
Test procedure (6)(7)(8)(16)(17):
Vizsgálati eljárás (6) (7) (8) (16) (17):
day:
nap:
Dispense 100 μL culture medium into the peripheral wells of a 96-well tissue culture microtiter plate (= blanks).
Adagoljunk 100 μl tenyésztőközeget egy 96 lyukú szövetkultúra mikrotiter lemezének periférikus lyukaiba (= üres lyukak).
In the remaining wells, dispense 100 μL of a cell suspension of 1×105 cells/mL in culture medium (= 1×104 cells/well).
A fennmaradó lyukakba tegyünk 100 μl térfogatú, 1x105 sejt/ml sejtet tartalmazó szuszpenziót (= lxl04 sejt/lyuk).
Two plates should be prepared for each series of individual test substance concentrations, and for the solvent and positive controls.
A vizsgálandó anyag koncentrációinak minden egyes sorozatához, valamint a kontrolloldószerhez és a pozitív kontollokhoz két-két lemezt kell elkészíteni.
Incubate cells for 24 h (See Section 1.4.1.2) until they form a half confluent monolayer.
Inkubáljuk a sejteket 24 óráig (lásd az 1.4.1.2. szakaszt), míg félig konfluens monoréteget nem alkotnak.
This incubation period allows for cell recovery, adherence, and exponential growth.
Ez az inkubációs idő lehetővé teszi a sejtek számára a megújulást, az adhéziót és az exponenciális növekedést.
After incubation, decant culture medium from the cells and wash carefully with 150 μL of the buffered solution used for incubation.
Az inkubációt követően a sejteket távolítsuk el a tenyésztőközegből, és óvatosan mossuk meg 150 μl, az inkubációhoz használt pufferoldattal.
Add 100 μL of the buffer containing the appropriate concentration of test chemical or solvent (solvent control).
Adjunk hozzá 100 μl olyan puffert, amely megfelelő koncentrációban tartalmazza a vizsgálandó vegyi anyagot vagy az oldószert (kontrolloldószert).
Apply eight different concentrations of the test chemical.
A vizsgálandó vegyi anyag 8 különböző koncentrációját alkalmazzuk.
Incubate cells with the test substance in the dark for 60 minutes (See Section 1.4.1.2 and 1.4.1.4 second paragraph).
A vizsgálandó anyaggal 60 percen át sötétben inkubáljuk a sejteket (lásd az 1.4.1.2. szakaszt és az 1.4.1.4. szakasz második bekezdését).
From the two plates prepared for each series of test substance concentrations and the controls, one is selected, generally at random, for the determination of cytotoxicity (-Irr) (i.e., the control plate), and one (the treatment plate) for the determination of photocytotoxicity (+Irr).
A vizsgált anyagok koncentrációinak minden egyes sorozatához és a kontrollokhoz elkészített két-két lemezből általában véletlenszerűen válasszunk ki egyet-egyet a citotoxicitás meghatározásához (–Irr) (ez lesz a kontroll-lemez), és egyet (ez lesz a kezelt lemez) a fotocitotoxicitás meghatározásához (+Irr).
To perform the +Irr exposure, irradiate the cells at room temperature for 50 minutes through the lid of the 96-well plate with the highest dose of radiation that is non-cytotoxic (see also Appendix 2).
A +Irr expozíció elvégzéséhez a sejtek besugárzását szobahőmérsékleten 50 percen át végezzük a 96 lyukú lemez fedelén keresztül, a legnagyobb olyan sugárdózissal, amely még nem citotoxikus (lásd a 2. függeléket is).
Keep non-irradiated plates (-Irr) at room temperature in a dark box for 50 min (= light exposure time).
A nem sugárkezelt lemezt (–Irr) ugyancsak tartsuk 50 percig szobahőmérsékleten egy sötét dobozban (= fényexpozíciós idő).
Decant test solution and carefully wash twice with 150 μL of the buffered solution used for incubation, but not containing the test material.
Szűrjük le a tesztoldatot, és óvatosan mossuk kétszer 150 μl, az inkubációhoz használt, de a vizsgált anyagot nem tartalmazó pufferoldattal.
Replace the buffer with culture medium and incubate (See Section 1.4.1.2.) overnight (18-22 h).
Helyettesítsük a puffert tenyésztőközeggel és inkubáljuk (lásd az 1.4.1.2. szakaszt) egy éjszakán át (18–22 h).
Microscopic evaluation
Mikroszkópos értékelés
Cells should be examined for growth, morphology, and integrity of the monolayer using a phase contrast microscope.
A sejteket a növekedés, a morfológia és a monoréteg integritása tekintetében fáziskontrasztos mikroszkóppal kell megvizsgálni.
Changes in cell morphology and effects on cell growth should be recorded.
A sejtek morfológiájában bekövetkezett változásokat és a sejtek növekedésében tapasztalt jelenségeket fel kell jegezni.
Neutral Red uptake test
A neutrálvörös-felvétel vizsgálata
Wash the cells with 150 μL of the pre-warmed buffer.
Mossuk meg a sejteket 150 μl előmelegített pufferrel.
Remove the washing solution by gentle tapping.
Gyenge ütögetéssel távolítsuk el a mosószert.
Add 100 μL of a 50 μg/mL Neutral Red (NR) (3-amino-7-dimethylamino-2-methylphenazine hydrochloride, EINECS number 209-035-8; CAS number 553-24-2; C.I.
Adjunk hozzá 100 μl 50 μg/ml neutrálvöröst (NR) (3-amino-7-dimetilamino-2-metilfenazin-hidroklorid, EINECS-szám: 209-035-8; CAS-szám: 553-24-2; C.I.: 50040) tartalmazó szérum nélküli közeget (16), és az oldatot inkubáljuk az 1.4.1.2. bekezdésben leírtak szerint 3 órán át.
in medium without serum (16) and incubate as described in paragraph 1.4.1.2., for 3 h. After incubation, remove the NR medium, and wash cells with 150 μL of the buffer.
Az inkubáció után távolítsuk el az NR közeget, és mossuk meg a sejteket 150 μl pufferrel.
Decant and remove excess buffer by blotting or centrifugation.
Szűrjük le, és szárítással vagy centrifugálással távolítsuk el a felesleges puffert.
Add exactly 150 μL NR desorb solution (freshly prepared 49 parts water + 50 parts ethanol + 1 part acetic acid).
Adjunk hozzá pontosan 150 μl NR deszorpciós oldatot (frissen készítve 49 rész víz + 50 rész etanol + 1 rész ecetsav).
Shake the microtiter plate gently on a microtiter plate shaker for 10 min until NR has been extracted from the cells and has formed a homogeneous solution.
Egy mikrotiter rázólemezen 10 percen át óvatosan rázzuk a mikrotiter lemezt, mindaddig, amíg az NR elválik a sejtektől, és homogén oldatot nem képez.
Measure the optical density of the NR extract at 540 nm in a spectrophotometer, using blanks as a reference.
Egy spektrofotométerben 540 nm-en, az üres lapokat referenciaként használva mérjük meg az NR-kivonat optikai sűrűségét.
Save data in an appropriate electronic file format for subsequent analysis.
Az adatokat további elemzés céljából megfelelő elektronikus fájlformátumban mentsük el.
QUALITY AND QUANTITY OF DATA
AZ ADATOK MINŐSÉGE ÉS MENNYISÉGE