natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The LLNA provides an alternative method for identifying skin sensitising chemicals and for confirming that chemicals lack a significant potential to cause skin sensitisation.
Az LLNA alternatív módszert jelent a bőrszenzibilizáló vegyületek meghatározására és annak igazolására, hogy egy vegyületnek nincs szignifikáns bőrszenzibilizáló potenciálja.
This does not necessarily imply that in all instances the LLNA should be used in place of guinea pig test, but rather that the assay is of equal merit and may be employed as an alternative in which positive and negative results generally no longer require further confirmation.
Ez nem feltétlenül jelenti azt, hogy minden esetben az LLNA-t kell alkalmazni a tengerimalacvizsgálat helyett, hanem inkább azt, hogy ez a vizsgálati módszer éppolyan hasznos, és olyan alternatívaként alkalmazható, ahol mind pozitív, mind negatív eredmény esetén általában nincsen szükség ezek további megerősítésére.
The LLNA provides certain advantages with regard to both scientific progress and animal welfare.
Az LLNA mind a tudományos fejlődés, mind pedig az állatok kímélete szempontjából jár bizonyos előnyökkel.
It studies the induction phase of skin sensitisation and provides quantitative data suitable for dose response assessment.
Ez a módszer a bőrszenzibilizáció indukciós fázisát vizsgálja és a dózisválasz vizsgálatokhoz alkalmazható kvantitatív adatokat szolgáltat.
The details of the validation of the LLNA and a review of the associated work have been published (5)(6)(7)(8).
Az LLNA validálására vonatkozó információk és az ezzel kapcsolatos munka áttekintése az (5), (6), (7) és (8) hivatkozásban található.
In addition, it should be noted that the mild/moderate sensitisers, which are recommended as suitable positive control substances for guinea pig test m, are also appropriate for use with the LLNA (6)(8)(9).
Meg kell jegyezni továbbá, hogy azok az enyhén/közepesen szenzibilizáló anyagok, amelyeket pozitív kontrollként ajánlanak a tengerimalac-vizsgálati módszerekhez, az LLNA-nál is alkalmazhatók (6) (8) (9).
Moreover, the LLNA offers a substantial refinement of the way in which animals are used for contact sensitisation testing.
Az LLNA emellett lehetővé teszi annak az eljárásnak a jelentős finomítását, amelynek során az állatokat a kontakt szenzibilizációs vizsgálathoz felhasználják.
The LLNA is based upon consideration of immunological events stimulated by chemicals during the induction phase of sensitisation.
Az LLNA azon immunológiai történések figyelmes vizsgálatán alapul, amelyeket a vegyület a szenzibilizáció indukciós fázisában stimulál.
Unlike guinea pig tests the LLNA does not require that challenged-induced dermal hypersensitivity reactions be elicited.
A tengerimalacvizsgálattól eltérően az LLNA-hoz nincs szükség indukált bőr-hiperszenzitivitási reakciók előidézésére.
Furthermore, the LLNA does not require the use of an adjuvant, as is the case for the guinea pig maximisation test.
A tengerimalac-maximizációs vizsgálattal ellentétben nincs szükség adjuváns alkalmazására sem.
Thus, the LLNA reduces animal distress.
Az LLNA alkalmazásával tehát csökkenthető az állatokat érő stressz mértéke.
Despite the advantages of the LLNA over traditional guinea pig tests, it should be recognised that there are certain limitations that may necessitate the use of traditional guinea pigs tests (e.g. false negative findings in the LLNA with certain metals, false positive findings with certain skin irritants)(10).
Az LLNA-nak a hagyományos tengerimalac-vizsgálatokkal szembeni előnyei ellenére el kell ismerni, hogy a módszernek vannak olyan korlátai (pl. hamis negatív eredmények egyes fémeknél vagy hamis pozitív eredmények bizonyos bőrirritáló anyagoknál) (10), amelyek szükségessé teszik a hagyományos tengerimalac-vizsgálatok alkalmazását.
See also Introduction part B.
Lásd még a Bevezetés B. részét.
The basic principle underlying the LLNA is that sensitisers induce a primary proliferation of lymphocytes in the lymph node draining the site of chemical application.
Az LLNA hátterében az az alapelv áll, hogy a szenzibilizáló anyagok elsődleges limfocita-proliferációt indukálnak abban a nyirokcsomóban, amely a vegyszer kijuttatásának helyéül szolgáló terület nyirokelvezetéséről gondoskodik.
This proliferation is proportional to the dose applied (and to the potency of the allergen) and provides a simple means of obtaining an objective, quantitative measurement of sensitisation.
Ez a proliferáció arányos az alkalmazott dózis nagyságával (valamint az allergén erősségével), és egyszerű módszert biztosít a szenzibilizáció objektív és kvantitatív méréséhez.
The LLNA assesses this proliferation as a dose-response relationship in which the proliferation in test groups is compared to that in vehicle treated controls.
Az LLNA dózis-válasz összefüggésként méri ezt a proliferációt, ahol is a vizsgálati csoportokban mért proliferációt a vivőanyaggal kezelt csoportban mérttel hasonlítják össze.
The ratio of the proliferation in treated groups to that in vehicular controls, termed the Stimulation Index, is determined, and must be at least three before a test substance can be further evaluated as a potential skin sensitiser.
Meghatározzák a kezelt csoportokban a vivőanyaggal kezelt kontrollcsoportokban mérthez viszonyított proliferáció arányát, más néven a stimulációs indexet, amelynek legalább háromnak kell lennie ahhoz, hogy a vizsgálandó anyagot, mint potenciális bőrszenzibilizálót további vizsgálatoknak vessék alá.
The methods described here are based on the use of radioactive labelling to measure cell proliferation.
Az itt ismertetett módszerek alapját a sejtproliferáció radioaktív jelöléssel történő mérése képezi.
However, other endpoints for assessment of proliferation may be employed provided there is justification and appropriate scientific support, including full citations and description of the methodology.
Azonban más végpontok is alkalmazhatók a proliferáció vizsgálatára, feltéve, hogy azt megfelelően megindokoljuk és tudományosan is alátámasztjuk, ezen belül teljeskörűen megadjuk a hivatkozásokat és a módszer leírását is.
The animals are randomly selected, marked to permit individual identification (but not by any form of ear marking), and kept in their cages for at least 5 days prior to the start of dosing to allow for acclimatisation to the laboratory conditions.
Az állatokat véletlenszerűen kell kiválasztani, majd egyedi azonosítóval kell ellátni (de nem valamilyen füljelzővel), és a kezelés megkezdése előtt legalább 5 napig a ketrecükben kell tartani őket, hogy hozzászokhassanak a laboratóriumi körülményekhez.
Prior to the start of treatment all animals are examined to ensure that they have no observable skin lesions.
A kezelés megkezdése előtt minden állatot meg kell vizsgálni, és ellenőrizni kell, hogy nincsenek-e rajtuk látható bőrsérülések.
The mouse is the species of choice for this test.
Ehhez a vizsgálathoz egeret kell használni.
Young adult female mice of CBA/Ca or CBA/J strain, which are nulliparous and non-pregnant are used.
Fiatal, felnőtt, a CBA/Ca vagy a CB A/J törzsből származó nőstény egereket kell használni, amelyek még egyszer sem ellettek, és nem is vemhesek.
At the start of the study, animals should be between eight to 12 weeks old, and the weight variation of the animals should be minimal and not exceed 20 % of the mean weight.
A vizsgálat kezdetén az állatoknak 8–12 hetesnek kell lenniük, minimális testtömegbeli eltéréssel, amely nem haladhatja meg a testtömegátlag 20 %-át.
Other strains and males may be used when sufficient data are generated to demonstrate that significant strain and/or gender-specific differences in the LLNA response do not exist.
Ha elegendő adat áll rendelkezésre arra nézve, hogy nincsenek szignifikáns törzs- és/vagy ivarspecifikus különbségek az LLNA-válasz tekintetében, más törzsek, illetve hím állatok is alkalmazhatók.
Reliability check
A megbízhatóság ellenőrzése
Positive controls are used to demonstrate appropriate performance of the assay and competency of the laboratory to successfully conduct the assay.
A vizsgálat megfelelő módon történő elvégzésének igazolására, illetve a laboratórium ez irányú kompetenciájának demonstrálására pozitív kontrollokat kell alkalmazni.
The positive control should produce a positive LLNA response at an exposure level expected to give an increase in the stimulation index (SI) >3 over the negative control group.
A pozitív kontrollnak pozitív LLNA-választ kell kiváltania egy olyan expozíciós szint mellett, amelynél a negatív kontrollhoz viszonyítva várhatóan 3-nál magasabb stimulációs index (SI) érhető el.
The positive control dose should be chosen such that the induction is clear but not excessive.
A pozitív kontrolldózist úgy kell megválasztani, hogy az indukció egyértelmű legyen, de ne eltúlzott.
Preferred substances are hexyl cinnamic aldehyde (CAS No 101-86-0, EINECS No 202-983-3) and mercaptobenzothiazole (CAS No 149-30-4, EINECS No 205-736-8).
Erre a célra előnyös anyagok a hexil-cinnamaldehid (CAS-szám: 101-86-0, EINECS-szám: 202-983-3) és a merkaptobenzotiazol (CAS-szám: 149-30-4, EINECS-szám: 205-736-8).
There may be circumstances in which, given adequate justification, other control substances, meeting the above criteria, may be used.
Olyan körülmények is lehetségesek, amikor a fenti kritériumoknak megfelelő más kontrollanyag is alkalmazható, feltéve hogy azt megfelelően megindokolják.
While ordinarily a positive control group may be required in each assay, there may be situations in which test laboratories will have available historic positive control data to show consistency of a satisfactory response over a six-month or more extended period.
Míg rendes körülmények között minden egyes vizsgálathoz szükség lehet egy pozitív kontrollcsoportra, esetenként a vizsgálólaboratóriumoknak elegendő korábbi pozitív kontrolladat áll rendelkezésére ahhoz, hogy egy hat hónapos vagy még hosszabb időszakra vonatkozóan be tudják mutatni a megfelelő válaszreakció következetes megjelenését.
In those situations, less frequent testing with positive controls may be appropriate at intervals no greater than six months.
Ilyen esetekben ritkábban, de legalább 6 havonta lehet szükség pozitív kontrollok alkalmazására.
Although the positive control substance should be tested in the vehicle that is known to elicit a consistent response (e.g. acetone: olive oil), there may be certain regulatory situations in which testing in non-standard vehicle (clinically/chemically relevant formulation) will also be necessary.
Bár a pozitív kontrollanyagot olyan vivőanyagban kell vizsgálni, amelyről ismeretes, hogy következetes választ idéz elő (pl. aceton-olívaolaj elegy), előfordulhat, hogy hatósági előírások miatt egy nem standard vivőanyagot is alkalmazni kell (amelynek összetétele klinikai/kémiai szempontból fontos).
In such situation the possible interaction of a positive control with this unconventional vehicle should be tested.
Ilyen esetekben a pozitív kontroll- és e nem konvencionális vivőanyag közötti lehetséges kölcsönhatást is meg kell vizsgálni.
Number of animals, dose levels and vehicle selection.
Az állatok száma, a dózisszintek és a vivőanyag megválasztása
A minimum of four animals is used per dose group, with a minimum of three concentrations of the test substance, plus a negative control group treated only with the vehicle for the test substance, and, as appropriate, a positive control.
Minden dóziscsoportban legalább négy állatot kell alkalmazni, és a vizsgálandó anyagból legalább három különböző koncentrációt, továbbá egy negatív kontrollcsoportot, amelyet csak a vizsgálandó anyaghoz használt vivőanyaggal kezelnek, valamint adott esetben egy pozitív kontrollt is.
In those cases in which individual animal data are to be collected, a minimum of five animals per dose group are used.
Azokban az esetekben, amikor egyedileg kell gyűjteni az állatok adatait, dóziscsoportonként legalább öt állatot kell alkalmazni.
Except for absence of treatment with the test substance, animals in the control groups should be handled and treated in a manner identical to that of animals in the treatment groups.
Attól eltekintve, hogy vizsgálandó anyagot nem kapnak az állatok, a kontrollcsoportokban lévő állatokat ugyanúgy kell kezelni, mint a kezelt csoportokban lévőket.
Dose and vehicle selection should be based on the recommendations given in reference (1).
A dózisokat és a vivőanyagot az (1) hivatkozásban található ajánlások alapján kell megválasztani.
Doses are selected from the concentration series 100 %, 50 %, 25 %, 10 %, 5 %, 2,5 %, 1 %, 0,5 % etc. Existing acute toxicity and dermal irritation data should be considered, where available, in selecting the three consecutive concentrations so that the highest concentration maximises exposure whilst avoiding systemic toxicity and excessive local skin irritation (2)(11).
A dózisokat a 100 %, 50 %, 25 %, 10 %, 5 %, 2,5 %, 1 %, 0,5 % stb. koncentrációsorozatból kell kiválasztani. A három egymás utáni koncentráció megválasztásakor figyelembe kell venni az esetlegesen rendelkezésre álló akut toxicitási és bőrirritációs adatokat is, hogy a legmagasabb koncentráció maximális expozíciót okozzon, de ne jelentkezzen szisztémás toxicitás vagy túlzott mértékű lokális bőrirritáció (2) (11).
The vehicle should be selected on the basis of maximising the test concentrations and solubility whilst producing a solution/suspension suitable for application of the test substance.
A vivőanyagot aszerint kell kiválasztani, hogy maximális legyen a vizsgálandó anyag koncentrációja és oldhatósága, miközben a vizsgálandó anyag alkalmazásához megfelelő oldat/szuszpenzió álljon rendelkezésre.
In order of preference, recommended vehicles are acetone/olive oil (4:1 v/v), dimethylformamide, methyl ethyl ketone, propylene glycol and dimethyl sulphoxide (2)(10), but others may be used if sufficient scientific rationale is provided.
Az ajánlott vivőanyagok a preferencia sorrendjében a következők: aceton/olívaolaj (4:1 térfogatarány), dimetilformamid, metil-etil-keton, propilén-glikol és dimetil-szulfoxid (2) (10), de megfelelő tudományos indoklás esetén más vivőanyagok is alkalmazhatók.
In certain situations it may be necessary to use a clinically relevant solvent or the commercial formulation in which the test substance is marketed as an additional control.
Bizonyos esetekben szükség lehet arra, hogy további kontrollként egy klinikai szempontból lényeges vivőanyagot használjanak, vagy azt a kereskedelmi formulát, amelyben a vizsgálandó anyagot forgalomba hozzák.
Particular care should be taken to ensure that hydrophilic materials are incorporated into a vehicle system, which wets the skin and does not immediately run off. Thus, wholly aqueous vehicles are to be avoided.
Különösen vigyázni kell arra, hogy a hidrofil anyagokat olyan vivőanyagrendszerbe építsék be, amely nedvesíti a bőrt, és nem fut le azonnal. Kerülni kell tehát a teljesen vizes vivőanyagokat.
Experimental schedule
A kísérleti program A vizsgálathoz az alábbi kísérleti programot kell alkalmazni: 1. nap:
The experimental schedule of the assay is as follows:
Határozzuk meg és jegyezzük fel minden egyes állat testtömegét. Vigyünk fel 25 μl térfogatú megfelelő hígítású vizsgálandó anyagot, valamint a vivőanyagot önmagában vagy (adott esetben) pozitív kontrollt a fülek dorzális oldalára.
Days 2 and 3:
Ismételjük meg az 1. napon elvégzett felviteli eljárást. 4. és 5. nap: Nincs kezelés. 6. nap: Mérjük meg és jegyezzük fel az állatok testtömegét.
Preparation of cell suspensions
A sejtszuszpenziók elkészítése
A single cell suspension of lymph node cells (LNC) either from pooled treatment groups or bilaterally from individual animals is prepared by gentle mechanical disaggregation through 200 μm-mesh stainless steel gauze.
Az összevont kezelési csoportokból származó vagy az egyes állatokból két oldalról vett nyirokcsomósejtekből (LNC) álló egysejt-szuszpenziókat kell előállítani 200 μm-es lyukméretű, rozsdamentes acélból készült fémhálón keresztül történő óvatos mechanikai dezintegrálással.
Lymph node cells are washed twice with an excess of PBS and precipitated with 5 % trichloroacetic acid (TCA) at 4 oC for 18h (2).
A nyirokcsomósejteket nagy feleslegben lévő PBS-sel kétszer át kell mosni, majd 4 oC-on 18 órán át, 5 %-os triklórecetsavval (TCA) precipitálni (2).
Pellets are either re-suspended in 1 ml TCA and transferred to scintillation vials containing 10 ml of scintillation fluid for 3H-counting, or transferred directly to gamma counting tubes for 125I-counting.
A pelleteket vagy 1 ml TCA-ban újra kell szuszpendálni és 10 ml szcintillációs folyadékot tartalmazó szcintillációs fiolákba (3H-számlálás) áttenni, vagy közvetlenül gammaszámláló csövekbe (125I-számlálás) kell átrakni.
Determination of cell proliferation (incorporated radioactivity)
A sejtproliferáció meghatározása (beépült radioaktivitás)
Incorporation of 3H-methyl thymidine is measured by β-scintillation counting as disintegrations per minute (DPM).
A 3H-metil-timidin beépülését β-szcintillációs számlálással mérik, percenkénti bomlás (DPM) egységekben.
Incorporation of 125I-iododeoxyuridine is measured by 125I-counting and also is expressed as DPM.
A 125I-jóddezoxiuridin beépülését 125I-számlálással mérik, és ugyancsak DPM-ben fejezik ki.
Depending on the approach used, the incorporation will be expressed as DPM/treatment group (pooled approach) or the DPM/animal (individual approach).
Az alkalmazott megközelítéstől függően a beépülést DPM/kezelési csoport (összevont megközelítés) vagy DPM/állat (egyedi megközelítés) egységben fejezik ki.
Animals should be carefully observed once daily for any clinical signs, either of local irritation at the application site or of systemic toxicity.
Naponta egyszer gondosan meg kell vizsgálni az állatokban az alkalmazás helyén kialakuló lokális irritáció vagy szisztémás toxicitás esetleges klinikai tüneteit.
Body weights
Testtömeg
As stated in section 1.3.3.1, individual animal body weights should be measured at the start of the test and at the scheduled kill of the animals.
Ahogyan az az 1.3.3.1. szakaszban szerepel, az egyes állatok testtömegét a vizsgálat kezdetén, illetve az exterminálás tervezett időpontjában kell megmérni.
Results are expressed as the Stimulation Index (SI).
Az eredményeket a stimulációs indexben (SI) fejezik ki.
When using the pooled approach, the SI is obtained by dividing the pooled radioactive incorporation for each treatment group by the incorporation of the pooled vehicle control group; this yields a mean SI.
Az összevont megközelítés alkalmazása esetén az SI-t úgy kapják meg, hogy az egyes kezelési csoportokra eső összevont radioaktív beépülést elosztják a vivőanyaggal kezelt kontrollcsoportra jutó összevont beépüléssel. Ennek eredményeként egy átlagos SI-értéket kapnak.
When using the individual approach, the SI is derived by dividing the mean DPM/animal within each test substance group and the positive control group by the mean DPM/animal for the solvent/vehicle control group.
Az egyedi megközelítés alkalmazása esetén az SI-t úgy kapják meg, hogy minden egyes kezelt csoport és a pozitív kontrollcsoport átlagos DPM/állat-értékét elosztják az oldószerrel/vivőanyaggal kezelt kontrollcsoport átlagos DPM/állat-értékével.
The average SI for vehicle treated controls is then 1.
A vivőanyaggal kezelt kontrollcsoportok átlagos SI-értéke tehát 1.
Use of the individual approach to calculate the SI will enable the performance of a statistical analysis of the data.
Ha az SI számítására egyedi megközelítést alkalmaznak, akkor statisztikai elemzések is végezhetők az adatokon.
In choosing an appropriate method of statistical analysis the investigator should maintain an awareness of possible inequalities of variances and other related problems that may necessitate a data transformation or a non-parametric statistical analysis.
A megfelelő statisztikai elemzési módszer kiválasztásakor a vizsgálónak figyelemmel kell lennie a lehetséges varianciaegyenlőtlenségekre és más kapcsolódó problémákra, ami miatt adattranszformációra vagy nem paraméteres statisztikai elemzésre lehet szükség.
An adequate approach for interpreting the data is to evaluate all individual data of treated and vehicle controls, and derive from these the best fitting dose response curve, taking confidence limits into account (8)(12)(13).
Az adatok értelmezéséhez adekvát megközelítés, ha a kezelt és vivőanyaggal kezelt kontrollállatok minden egyes adatát külön értékelik ki, majd ezekből a konfidenciahatárok figyelembevételével levezetik a legjobban illeszkedő dózis-válasz görbét (8) (12) (13).
However, the investigator should be alert to possible ‘outlier’ responses for individual animals within a group that may necessitate the use of an alternative measure of response (e.g. median rather than mean) or elimination of the outlier.
A vizsgálónak azonban fel kell készülnie arra, hogy egy adott csoportban egy-egy állat válasza „kilóghat a sorból”, ami miatt más módon (pl. átlag helyett medián alkalmazásával) kell a választ mérni, vagy ki kell zárni a kilógó adatokat az elemzésből.
The decision process with regard to a positive response includes a stimulation index ≥ 3 together with consideration of dose-response and, where appropriate, statistical significance (3)(6)(8)(12)(14).
A választ akkor lehet pozitívként értékelni, ha – a dózis-válasz összefüggést és adott esetben a statisztikai szignifikanciát is figyelembe véve – a stimulációs index ≥ 3 (3) (6) (8) (12) (14).
If it is necessary to clarify the results obtained, consideration should be given to various properties of the test substance, including whether it has a structural relationship to known skin sensitisers, whether it causes excessive skin irritation and the nature of the dose response seen.
Ha a kapott eredmények tisztázást igényelnek, figyelembe kell venni a vizsgálandó anyag különféle tulajdonságait, és ezen belül azt is, hogy mutat-e szerkezeti rokonságot ismert bőrszenzibilizáló anyagokkal, okoz-e erőteljes bőrirritációt, illetve hogy milyen a megfigyelt dózis-válasz összefüggés.
These and other considerations are discussed in detail elsewhere (7).
Ezek, illetve a további megfontolások részletesebb tárgyalását lásd a (7) hivatkozásban.
Data should be summarised in tabular form showing the mean and individual DPM values and stimulation indexes for each dose (including vehicle control) group.
Az adatokat táblázatos formában kell összefoglalni, amely minden dóziscsoportra (ezen belül a vivőanyaggal kezelt kontrollcsoportra vonatkozóan is) mutatja az átlagos és egyedi DPM-értékeket és stimulációs indexeket.
The test report should contain the following information
A vizsgálati jelentésnek a következő információkat kell tartalmaznia:
test substance:
Kísérleti anyag:
identification data (e.g. CAS number, if available, source, purity, known impurities, lotnumber),
azonosító adatok (pl. adott esetben a CAS-szám; továbbá eredet; tisztaság; ismert szennyezők, tételszám),
physical nature and physicochemical properties (e.g. volatility, stability, solubility),
fizikai megjelenés és fizikai-kémiai tulajdonságok (pl. illékonyság, oldhatóság, stabilitás),
identification data (purity, concentration (where appropriate); volume used)
azonosító adatok [tisztaság; (adott esetben) koncentráció; alkalmazott térfogat],
strain of mice used,
a felhasznált egértörzs,
details of test substance preparation and application,
a vizsgálandó anyagból előállított készítménnyel és annak alkalmazásával kapcsolatos adatok,
justification for dose selection, including results from range finding study, if conducted; vehicle and test substance concentrations used and the total amount of substance applied,
a dózisszintek megválasztásának indoklása, ezen belül adott esetben a tartománybehatároló vizsgálatok eredményei; a vivőanyag és a vizsgálandó anyag alkalmazott koncentrációja és az anyag teljes alkalmazott mennyisége,
details of food and water quality (including diet type/source, water source).
a táplálék és a víz minősége (ezen belül a takarmány típusa/forrása, a víz forrása).
Reliability check:
A megbízhatóság ellenőrzése: