natgillin/translations-raw huggingface dataset:
It is particularly important that culture conditions should be chosen that ensure optimal growth of cells during the expression period and colony forming ability of both mutant and non-mutant cells.
Olyan inkubációs körülményeket kell létrehozni, hogy biztosítva legyen a sejtek növekedése az expressziós időszak során és mind a mutáns, mind a nem mutáns sejtek kolóniaképzése optimális legyen.
Cell are propagated from stock cultures, seeded in culture medium and incubated at 37 oC.
A sejteket törzstenyészetekről kell felszaporítani, leültetni tápfolyadékba és 37 oC hőmérsékleten inkubálni.
Prior to use in this test, cultures may need to be cleansed of pre-existing mutant cells.
A tenyészeteket, mielőtt e vizsgálatban felhasználnák, lehet hogy meg kell tisztítani az előzetesen már létező mutáns sejtektől.
The most commonly used system is a cofactor-supplemented post-mitochondrial fraction (S9) prepared from the livers of rodents treated with enzyme-inducing agents such as Aroclor 1254 (15)(16)(17)(18) or a combination of phenobarbitone and ß–naphthoflavone (19)(20).
A legáltalánosabban használt rendszer a kofaktorral kiegészített posztmitokondriális frakció (S9), amelyet enziminducerrel, ilyen például az Aroclor 1254 (15), (16), (17), (18), vagy a fenobarbiturát és β-naftoflavon (19), (20) kombinációjával kezelt rágcsálók májából készítettek.
Cytotoxicity should be determined with and without metabolic activation in the main experiment using an appropriate indication of cell integrity and growth, such as relative cloning efficiency (survival) or relative total growth.
A citotoxicitást a fő kísérletben metabolikus aktiválással és anélkül határozzák meg a sejtintegritás és szaporodás olyan megfelelő mutatóinak segítségével, mint például a relatív klónképző készség (túlélési ráta) vagy a relatív össznövekedés.
At least four analysable concentrations should be used.
Legalább négy elemezhető koncentrációt kell használni.
Where there is cytotoxicity, these concentrations should cover a range from the maximum to little or no toxicity; this will usually mean that the concentration levels should be separated by no more than a factor between 2 and √10.
Ahol létezik citotoxicitás, e koncentrációknak át kell fogniuk egy a maximálistól a már csak kissé vagy az egyáltalán nem toxikusig terjedő tartományt; ez rendszerint azt fogja jelenteni, hogy a koncentrációszinteket nem nagyobb, mint egy 2 és √10 közötti tényező választja el egymástól.
If the maximum concentration is based on cytotoxicity then it should result in approximately 10-20 % (but not less than 10 %) relative survival (relative cloning efficiency) or relative total growth.
Ha a legnagyobb koncentráció a citotoxicitáson alapul, ennek körülbelül 10–20 % (de nem kevesebb, mint 10 %) relatív túlélést (relatív klónképző készséget) vagy relatív össznövekedést kell eredményeznie.
For relatively non-cytotoxic substances, the maximum test concentration should be 5 mg/ml 5 μl/ml, or 0,01 M, whichever is the lowest.
Viszonylag nem citotoxikus anyagok esetében a legnagyobb vizsgált koncentrációnak 5 mg/ml-nek, 5 μl/ml-nek vagy 1,01 M-nak, amelyik ezek közül a legkisebb, kell lennie.
Relatively insoluble substances should be tested up to or beyond their limit of solubility under culture conditions.
A rosszul oldódó anyagokat a tenyésztési körülmények melletti oldékonyságuk határáig vagy azon túl kell vizsgálni.
Evidence of insolubility should be determined in the final treatment medium to which cells are exposed.
Meg kell határozni az oldhatatlanság bizonyítékát abban a végső kezelési médiumban, amely hatásainak a sejtek ki vannak téve.
It may be useful to assess solubility at the beginning and the end of the treatment, as solubility can change during the course of exposure in the test system due to presence of cells, S9, serum, etc. Insolubility can be detected by using the unaided eye.
Hasznosnak bizonyulhat az oldékonyság értékelése a kezelés kezdetén és végén, mivel az oldékonyság változhat a vizsgálati rendszerben az expozíció során a sejtek, S9, és a szérum stb. jelenléte miatt. Az oldódás hiánya szabad szemmel észlelhető.
Concurrent positive and negative (solvent or vehicle) controls, both with and without metabolic activation should be included in each experiment.
Minden kísérletben negatív és pozitív (oldószer/vivőanyag) kontrollanyagot használnak egyidejűleg, metabolikus aktiválással és anélkül.
Metabolic activation condition
Aktivációs körülmények
Locus
Lokusz
Absence of exogenous metabolic activation
Exogén metabolikus aktiválás nélkül
TK (small and large colonies)
TK (kicsi és nagy telepek
Presence of exogenous metabolic activation
Exogén metabolikus aktiválással
3-Methylcholanthrene
3 -Metil -kol antrén
N-Nitrosodimethylamine
N-Nitrozo-dimetil-amin
7,12-Dimethylbenzanthracene
7,12-Dimetil-benz[a]antracén
N-Nitrosodimethylamine (for high levels of S-9)
N-nitrozo-dimetil-amin (magas S9-es szintekhez)
Other appropriate positive control reference substances may be used, e.g. if a laboratory has a historical data base on 5-Bromo 2'-deoxyuridine (CAS n. 59-14-3, Einecs n. 200-415-9), this reference substance could be used as well.
Használhatók más megfelelő pozitív kontroll referenciaanyagok, például ha valamely laboratórium rendelkezik 5-Bróm 2'-dezoxi-uridinre vonatkozó (Cas-száma 59-14-3, Einecs-száma 200-415-9) történeti adatbázissal, e referenciaanyag is használható.
Negative controls, consisting of solvent or vehicle alone in the treatment medium, and treated in the same way as the treatment groups, should be included.
Használni kell negatív kontrollanyagokat, amelyek csak oldószert vagy vivőanyagot tartalmaznak a kezelési médiumban, és a kezelésük ugyanolyan módon történik, mint a kezelt csoportoké.
Proliferating cells should be exposed to the test substance both with and without metabolic activation.
A proliferáló sejteket kezelni kell a vizsgált anyaggal, mind metabolikus aktiválással, mind anélkül.
Exposure should be for a suitable period of time (usually three to six hours is effective).
Az expozíciónak alkalmas időtartamig kell tartania (ez rendszerint 3–6 óra).
Exposure time may be extended over one or more cell cycles.
Az expozíciós idő kiterjedhet egyetlen vagy több sejtciklusra.
Either duplicate or single treated cultures may be used at each concentration tested.
Minden egyes vizsgált koncentrációhoz két párhuzamos vagy egy (szimpla) kezelt tenyészet használható.
When single cultures are used, the number of concentrations should be increased to ensure an adequate number of cultures for analysis (e.g. at least eight analysable concentrations).
Szimpla tenyészetek használatakor meg kell növelni a koncentrációk számát az elemzéshez megfelelő számú tenyészet biztosítása érdekében (legalább 8 elemezhető koncentráció létezzen).
Duplicate negative (solvent) control cultures should be used.
Két párhuzamos negatív (oldószer) kontrolltenyészetet kell használni.
Gaseous or volatile substances should be tested by appropriate methods, such as in sealed culture vessels (21)(22).
Gázok vagy illékony anyagok megfelelő módszerekkel, például légmentesen zárt edényekben vizsgálhatók (21), (22).
Measurement of survival, viability and mutant frequency
A túlélési ráta, az életképesség és mutációs gyakoriság meghatározása
At the end of the exposure period, cells are washed and cultured to determine survival and to allow for expression of the mutant phenotype.
Az expozíciós időszak végén a sejteket le kell mosni, begyűjteni és leültetni a klónképző készség meghatározása és a mutáns fenotípusok eltávolításának érdekében.
Measurement of cytotoxicity by determining the relative cloning efficiency (survival) or relative total growth of the cultures is usually initiated after the treatment period.
A citotoxicitás mérését a tenyészetek relatív klónképző készségének (túlélési ráta) vagy a relatív össznövekedésének meghatározásával, rendszerint a kezelési időtartam után kell megkezdeni.
Each locus has a defined minimum time requirement to allow near optimal phenotypic expression of newly induced mutants (HPRT and XPRT require at least six to eight days, and TK at least two days).
Minden egyes lokusznak szüksége van egy meghatározott minimális időre az újonnan indukált mutánsok közel optimális fenotípusos kifejlődéséhez (a HPRT és XTRT legalább 6–8 napot és a TK legalább 2 napot igényel).
Cells are grown in medium with and without selective agent(s) for determination of numbers of mutants and cloning efficiency, respectively.
A sejteket szelektív ágenst tartalmazó tápfolyadékban kell tenyészteni a mutánsok számának, illetve a klónképző készség hatékonyságának meghatározása céljából.
The measurement of viability (used to calculate mutant frequency) is initiated at the end of the expression time by plating in non-selective medium.
Az életképesség (amelyet a mutációs gyakoriság kiszámítására használunk) mérése az expressziós idő végén kezdődik nem szelektív médiumba való ültetéssel.
If the test substance is positive in the L5178Y TK+/- test, colony sizing should be performed on at least one of the test cultures (the highest positive concentration) and on the negative and positive controls.
Ha a vizsgált anyag az L5178Y TK+/– vizsgálatban pozitív eredményt ad, telepméretmegállapítást kell végezni a vizsgált tenyészetek közül legalább egynél (a legnagyobb pozitív koncentrációnál) és a negatív és pozitív kontrolloknál.
If the test substance is negative in the L5178Y TK+/- test, colony sizing should be performed on the negative and positive controls.
Ha a vizsgált anyag az L5178Y TK+/– vizsgálatban negatív eredményt ad, a telepméret-megállapítást a negatív és pozitív kontrollokon kell végrehajtani.
In studies using TK6TK+/-, colony sizing may also be performed.
A TK6TK+/–-t használó vizsgálatokban is végrehajtható telepméret megállapítás.
Data should include cytotoxicity and viability determination, colony counts and mutant frequencies for the treated and control cultures.
Meg kell adni a citotoxicitást és az életképességet, telepszámokat és mutációs gyakoriságot a kezelt és kontrolltel epek tekintetében.
In the case of a positive response in the L5178Y TK+/- test, colonies are scored using the criteria of small and large colonies on at least one concentration of the test substance (highest positive concentration) and on the negative and positive control.
Ha az L5178Y TK+/– vizsgálat pozitív eredményt ad, a telepeket a kis és nagy telepek kritériuma segítségével értékelik a vizsgált anyag legalább egy koncentrációja (legnagyobb pozitív koncentráció) mellett és a negatív és pozitív kontroll esetében.
The molecular and cytogenetic nature of both large and small colony mutants has been explored in detail (23)(24).
Már részletesen megvizsgálták mind a nagy, mind a kis telepmutánsok molekuláris és citogenetikus természetét (23) (24).
In the TK+/- test, colonies are scored using the criteria of normal growth (large) and slow growth (small) colonies (25).
A TK+/– vizsgálatban a telepeket a normálisan növekvő (nagy) és lassan növekvő (kis) telepek kritériuma segítségével értékelik (25).
Mutant cells that have suffered the most extensive genetic damage have prolonged doubling times and thus form small colonies.
A jelentős mértékű genetikai károsodást szenvedett mutáns sejtek esetében meghosszabbodtak a kétszerezési idők, és így ezek kis telepeket alkotnak.
This damage typically ranges in scale from the losses of the entire gene to karyotypically visible chromosome aberrations.
E károsodás jellemzően a teljes génveszteségektől a kariotípusosan felismerhető kromoszóma-rendellenességekig terjed.
The induction of small colony mutants has been associated with chemicals that induce gross chromosome aberrations (26).
A kis telepmutánsok létrejötte nagymértékű kromoszóma-rendellenességeket előidéző kémiai anyagokkal volt kapcsolatos (26).
Less seriously affected mutant cells grow at rates similar to the parental cells and form large colonies.
A kevésbé súlyosan érintett mutáns sejtek a szülősejtekhez hasonló ütemben növekednek és nagy telepeket alkotnak.
Survival (relative cloning efficiencies) or relative total growth should be given.
Meg kell adni a túlélési rátát (relatív klónképző készség) vagy a relatív össznövekedést.
Mutant frequency should be expressed as number of mutant cells per number of surviving cells.
A mutációs gyakoriságot a mutáns sejtek száma és a túlélő sejtek száma hányadosaként kell kifejezni.
Modification of study parameters to extend the range of conditions assessed should be considered in follow-up experiments for either equivocal or negative results.
Megfontolandó az utólagos ellenőrző kísérletekben a vizsgált körülmények tartományának kiterjesztése érdekében a vizsgálati paraméterek módosítása.
There are several criteria for determining a positive result, such as a concentration-related increase or a reproducible increase in mutant frequency.
Különböző kritériumok léteznek a pozitív eredmény meghatározására, ilyen például a mutációs gyakoriság koncentrációval kapcsolatos növekedése vagy reprodukálható növekedése.
Statistical methods may be used as an aid in evaluating the test results.
Statisztikai módszerek használhatók a vizsgálati eredmények kiértékelésének elősegítésére.
Although most studies will give clearly positive or negative results, in rare cases the data set will preclude making a definite judgement about the activity of the test substance.
Bár a legtöbb kísérlet egyértelműen pozitív vagy negatív eredményeket hoz, ritka esetben előfordul, hogy a rendelkezésre álló adatok alapján nem lehet a vizsgált anyag aktivitásával kapcsolatban egyértelműen állást foglalni.
Positive results from the in vitro mammalian cell gene mutation test indicate that the test substance induces gene mutations in the cultured mammalian cells used.
Az emlős in vitro sejt génmutáció vizsgálatból kapott pozitív eredmények azt jelzik, hogy a vizsgált anyag génmutációkat idéz elő a felhasznált, tenyésztett emlőssejtekben.
A positive concentration response that is reproducible is most meaningful.
A reprodukálható pozitív koncentráció-hatás viszonynak van a legnagyobb jelentősége.
Negative results indicate that, under the test conditions, the test substance does not induce gene mutations in the cultured mammalian cells used.
A negatív eredmények azt jelzik, hogy a vizsgálati körülmények között a vizsgált anyag nem idéz elő génmutációkat a felhasznált, tenyésztett emlőssejtekben.
justification for choice of vehicle/solvent,
az oldószer kiválasztásának indoklása,
number of cell cultures,
sejttenyészetek száma,
number of cell passages, if applicable,
passzálások száma, ha van ilyen,
absence of mycoplasma.
micoplazma hiánya.
composition of media, CO2 concentration,
tápfolyadék összetétele, CO2-koncentráció,
cell density during treatment,
sejtsűrűség a kezelés időtartama alatt,
length of expression period (including number of cells seeded, and subcultures and feeding schedules, if appropriate),
expressziós időtartam hosszúsága (beleértve a leültetett sejtek számát, szubtenyészeteket és tápfolyadékok cseréjét),
selective agents,
szelekciós ágens,
criteria for considering tests as positive, negative or equivocal,
kritériumok, amelyek eldöntik, hogy a vizsgálatok pozitívnak, negatívnak vagy többféleképpen magyarázhatónak tekintendők-e,
methods used to enumerate numbers of viable and mutant cells.
az életképes és mutáns sejtek számának megállapítására használt módszerek,
definition of colonies of which size and type are considered (including criteria for ‘small’ and ‘large’ colonies, as appropriate).
azon telepek meghatározása, amelyek méretét és típusát figyelembe vettük (beleértve a „kis” és „nagy” telepekre vonatkozó kritériumokat is).
data on pH and osmolality during the exposure to the test substance, if determined,
a kezelési médium pH-jára és ozmolalitására vonatkozó adatok, ha ezek meghatározásra kerültek,
colony size if scored for at least negative and positive controls,
telepméret, ha kiértékelésre került legalább a pozitív és negatív kontrollok esetében,
laboratory's adequacy to detect small colony mutants with the L5178Y TK+/- system, where appropriate,
a laboratórium alkalmassága a kis telepmutánsok észlelésére az L5178Y TK+/– rendszerrel, ahol szükséges,
historical negative (solvent/vehicle) and positive control data with ranges, means and standard deviations,
történeti negatív (oldószer/vivőanyag) és pozitív kontroll adatok, tartományokkal, átlagértékekkel és standard eltérésekkel.
mutant frequency.
mutációs gyakoriság.
(Eds.), (1987) Banbury Report 28: Mammalian Cell Mutagenesis, Cold Spring Harbor Laboratory, New York.
(1987), Banbury Report 28; Mammalian Cell Mutagenesis, Cold Spring Harbor Laboratory, New York
Sci., USA, 61, p. 1306-1312.
USA, 61, pp. 1306-1312
Aaron, C.S., Bolcsfoldi, G., Glatt, H.R., Moore, M., Nishi, Y., Stankowski, Jr.L.F., Theiss, J. and Thompson, E., (1994) Mammalian Cell Gene Mutation Assays Working Group Report.
Aaron, C. S., Bolcsfoldi, G, Glatt, H. R., Moore, M., Nishi, Y., Stankowski, Jr. L. F., Theiss, J. and Thompson, E. (1994), Mammalian Cell Gene Mutation Assays Working Group Report.
Scott, D., Galloway, S.M., Marshall, R.R., Ishidate, M., Brusick, D., Ashby, J. and Myhr, B.C., (1991) Genotoxicity Under Extreme Culture Conditions.
Scott, D., Galloway, S. M., Marshall, R. R, Ishidate, M., Brusick, D., Ashby, J. and Myhr, B. C. (1991), Genotoxicity Under Extreme Culture Conditions.
Clive, D., McCuen, R., Spector, J.F.S., Piper, C. and Mavournin, K.H., (1983) Specific Gene Mutations in L5178Y Cells in Culture.
Clive, D., McCuen, R., Spector, J. F. S., Piper, C. and Mavournin, K. H. (1983), Specific Gene Mutations in L5178Y Cells in Culture.
Mutation Res., 115, p. 225-251.
Mutation Res., 115, pp. 225-251
Li, A.P., Carver, J.H., Choy, W.N., Hsie, A.W., Gupta, R.S., Loveday, K.S., O'Neill, J.P., Riddle, J.C., Stankowski, L.F.
Li. A. P., Carver, J. H., Choy, W.
Jr. and Yang, L.L., (1987) A Guide for the Performance of the Chinese Hamster Ovary Cell/Hypoxanthine-Guanine Phosphoribosyl Transferase Gene Mutation Assay.
N., Hsie, A. V., Gupta, R. S., Loveday, K. S., ÓNeill, J. P., Riddle, J. C, Stankowski, L. F. Jr. and Yang, L. L. (1987), A Guide for the Performance of the Chinese Hamster Ovary Cell/Hypoxanthine-Guanine Phosphoribosyl Transferase Gene Mutation Assay, Mutation Res,.
Liber, H.L., Yandell, D.W and Little, J.B., (1989) A Comparison of Mutation Induction at the TK and HPRT Loci in Human Lymphoblastoid Cells: Quantitative Differences are Due to an Additional Class of Mutations at the Autosomal TK Locus.
Liber, H. L., Yandell, D. W. and Little, J. B. (1989), A Comparison of Mutation Induction at the TK and HPRT Loci in Human Lymphoblastoid Cells: Quantitative Differences are Due to an Additional Class of Mutations at the Autosomal TK Locus, Mutation Res.
Stankowski, L.F.
Stankowski, L. F. Jr., Tindal., K. R. and Hsie, A. W.
Jr., Tindall, K.R. and Hsie, A.W., (1986) Quantitative and Molecular Analyses of Ethyl Methanosulphonate -and ICR 191- Induced Molecular Analyses of Ethyl Methanosulphonate -and ICR 191-Induced Mutation in AS52 Cells.
(1986), Quantitative and Molecular Analyses of Ethyl Methanosulphonate – and ICR 191-Induced Molecular Analyses of Ethyl Methanosulphonate – and ICR 191 Induced Mutation in AS52 Cells, Mutation Res.
Turner, N.T., Batson, A.G. and Clive, D., (1984) Procedures for the L5178Y/TK+/- — TK+/- Mouse Lymphoma Cell Mutagenicity Assay.
Turner, N. T., Batson, A. G. and Clive, D. (1984), Procedure for the L5178Y/TK+/– -TK+/– Mouse Lymphoma Cell Mutagenicity Assay, in: Kilbey, B. J. et al (eds.)
Kilbey, B.J. et al (eds.)
Handbook of Mutagenicity Test Procedures, Elsevier Science Publishers, New York, pp.
Arlett, C.F., Smith, D.M., Clarke, G.M., Green, M.H.L., Cole, J., McGregor, D.B. and Asquith, J.C., (1989) Mammalian Cell Gene Mutation Assays Based upon Colony Formation.
Arlett, C. F., Smith, D. M., Clarke, G M., Green, M. H. L., Cole, J., McGregor, D. B. and Asquith S. C. (1989), Mammalian Cell Gene Mutation Assays Based Upon Colony Formation, in: Statistical Evaluation of Mutagenicity Test Data, Kirkland, D. J., ed., Cambridge University Press, pp.
Abbondandolo, A., Bonatti, S., Corti, G., Fiorio, R., Loprieno, N. and Mazzaccaro, A., (1977) Induction of 6-Thioguanine-Resistant Mutants in V79 Chinese Hamster Cells by Mouse-Liver Microsome-Activated Dimethylnitrosamine.
Abbondandolo, A., Bonatti, S., Corti, G., Fiorio, R.., Loprieno, N. and Mazzaccoro, A. (1977), Induction of 6-Thioguanine-Resistant Mutants in V79 Chinese Hamster Cells by Mouse-Liver Microsome-Activated Dimethylnitrosamine, Mutation Res.
Clive, D., Johnson, K.O., Spector, J.F.S., Batson, A.G. and Brown M.M.M., (1979) Validation and Characterisation of the L5178Y/TK+/- Mouse Lymphoma Mutagen Assay System.
Clive, D., Johnson, K. O., Spector, J. F. S., Batson A. G and Brown M. M. M. (1979), Validation and Characterisation of the L5178Y/TK+/– – Mouse Lymphoma Mutagen Assay System, Mutat.
Elliott, B.M., Combes, R.D., Elcombe, C.R., Gatehouse, D.G., Gibson, G.G., Mackay, J.M. and Wolf, R.C., (1992) Alternatives to Aroclor 1254-Induced S9 in In Vitro Genotoxicity Assays.
Elliott, B. M., Combes, R. D., Elcombe, C. R., Gatehouse, D. G, Gibson, G. G, Mackay, J. M. and Wolf, R. C. (1992), Alternatives to Aroclor 1254-Induced S9 in: In vitro Genotoxicity Assays, Mutagenesis 7, pp.
In vitro Metabolic Activation in Mutagenesis Testing, de Serres, F.J., Fouts, J.R., Bend, J.R. and Philpot, R.M.
Elsevier, North Holland, pp.
USA, 87, p. 51-55.
Sci, USA , 87, pp. 51-55
Moore, M.M., Clive, D., Hozier, J.C., Howard, B.E., Batson, A.G., Turner, N.T. and Sawyer, J., (1985) Analysis of Trifluorothymidine-Resistant (TFTr) Mutants of L5178Y/TK+/- Mouse Lymphoma Cells.
Moore, M. M., Clive, D. Hozier, J. C, Howard, B. E., Batson, A. G, Turner, N. T. and Sawyer, J. (1985), Analysis of Trufluoronthymidine, Resistant (TFTr) Mutants of L5178Y/TK+/-Mouse Lymphoma Cells, Mutation Res.
Moore, M.M. and Doerr, C.L., (1990) Comparison of Chromosome Aberration Frequency and Small-Colony TK-Deficient Mutant Frequency in L5178Y/TK+/- - 3.7.2C Mouse Lymphoma Cells.
Moore, M. M. and Doerr, C. L. (1990), Comparison of Chromosome Aberration Frequency and Small Colony TK-Deficient Mutant Frequency in L5178Y/TK+/– – 3.7.2C Mouse Lymphoma Cells, Mutagenesis, 5, pp.
The Unscheduled DNA Synthesis (UDS) test measures the DNA repair synthesis after excision and removal of a stretch of DNA containing the region of damage induced by chemical and physical agents.
A nem szabályszerű DNS-szintézis- („unscheduled DNA synthesis”, UDS) vizsgálat a kémiai vagy fizikai hatással indukált károsodás területéről kimetszett és eltávolított DNS-szakasz helyreállításához szükséges DNS-szintézist vizsgálja.
The test is based on the incorporation of tritium labelled thymidine (3H-TdR) into the DNA of mammalian cells, which are not in the S phase of the cell cycle.
A meghatározás alapja a tríciummal jelölt timidin (3H-TdR) beépülése olyan emlőssejtek DNS-molekuláiba, amelyek nem a sejtciklus S fázisában vannak.
The uptake of 3H-TdR may be determined by autoradiography or by liquid scintillation counting (LSC) of DNA from the treated cells.
A 3H-TdR felvétele a kezelt sejtek DNS-molekuláiba autoradiográfiás technikával vagy folyadékszcintillációval (LSC = liquid scintillation counting) mérhető.
Mammalian cells in culture, unless primary rat hepatocytes are used, are treated with the test agent with and without an exogenous metabolic activation system.
Azt az esetet kivéve, amikor primer patkány máj sejtet alkalmaznak, a kultúrában tenyésztett emlőssejteket exogén anyagcsere-aktiváló rendszer jelenlétében, illetve hiányában kezelik a vizsgált anyaggal.
UDS may also be measured in in vivo systems.
Az UDS folyamata in vivo rendszerekben is mérhető.
Test chemicals and control or reference substances should be prepared in growth medium or dissolved or suspended in appropriate vehicles and then further diluted in growth medium for use in the assay.
A vizsgált anyagokat, a kontroll-, illetve a referenciaanyagokat a sejtek kezelését megelőzően tápfolyadékban kell előkészíteni, vagy a megfelelő vivőanyagban feloldani, illetve szuszpendálni, majd a tápfolyadékban tovább hígítani a vizsgálathoz használatos mértékben.