natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The final concentration of the vehicle should not affect cell viability.
A vivőanyag végső koncentrációja a kultúrában nem befolyásolhatja a sejtek életképességét.
Primary cultures of rat hepatocytes, human lymphocytes or established cell lines (e.g. human diploid fibroblasts) may be used in the assay.
A vizsgálathoz patkánymájsejtek, illetve emberi limfociták primer kultúrái vagy stabil sejtvonalak (például emberi diploid fibroblasztok) használhatók.
Cells should be exposed to the test chemical both in the presence and absence of an appropriate metabolic activation system.
A sejteket a vizsgált vegyület hatásának megfelelő emlősanyagcsere-aktiváló rendszer jelenlétében és hiányában is ki kell tenni.
Number of cultures
Kultúrák száma
At least two cell cultures for autoradiography and six cultures (or less if scientifically justified) for LSC UDS determinations are necessary for each experimental point.
Legalább két kultúra kell minden vizsgálati ponton az autoradiogáfiás mérésekhez és hat kultúra (vagy ennél kevesebb, ha tudományosan megindokolható) az LSC UDS-meghatározáshoz.
Concurrent positive and negative (untreated and/or vehicle) controls with and without metabolic activation should be included in each experiment.
Minden vizsgálathoz alkalmazni kell egyidejűleg pozitív és negatív (kezeletlen és/vagy vivőanyag-) kontrollt, metabolikus aktiválással és a nélkül.
Examples of positive controls for the rat hepatocyte assay include 7,12- dimethylbenzathracene (7,12- DMBA) or 2-acetylaminofluorene (2-AAF).
A patkánymájsejt-vizsgálat pozitív kontrolijai sorában említendő a 7,12-dimetil-benzantracén (7,12-DMBA), illetve a 2-acetilamin-fluorén (2-AAF).
In the case of established cell lines 4-nitroquinoline-N-oxide (4-NQO) is an example of a positive control for both the autoradiographic and LSC assays performed without metabolic activation; N-dimethylnitrosamine is an example of a positive control compound when metabolic activation systems are used.
Stabil sejtvonalak használata esetén a 4-nitrokinolin-N-oxid (4-NQO) lehet példa a pozitív kontrollra mind az autoradiográfiás, mind a folyadékszcintillációs módszer számára metabolikus aktiválás nélkül; ha metabolikus aktiválórendszereket is alkalmazunk, az N-dimetil-nitrózamin lehet a pozitív kontroll.
Multiple concentrations of the test substance over a range adequate to define the response should be used.
A vizsgált anyagnak több, egyenletesen elosztott koncentrációját kell alkalmazni.
The highest concentration should elicit some cytotoxic effects.
A legnagyobb vizsgált koncentráció bizonyos fokú citotoxicitást kell, hogy mutasson.
Relatively water-insoluble compounds should be tested up to the limit of solubility.
Vízben viszonylag rosszul oldódó anyagokat a megfelelő eljárások alkalmazásával oldhatóságuk határáig szükséges vizsgálni.
For freely water-soluble non-toxic chemicals, the upper test chemical concentration should be determined on a case-by-case basis.
A vízben jól oldódó és nem mérgező anyagok felső koncentrációját esetenként kell meghatározni.
Appropriate growth media, CO2 concentration, temperature and humidity should be used in maintaining cultures.
A sejtkultúrák fenntartását a megfelelő tápfolyadékban, CO2-koncentráció, páratartalom és hőmérséklet mellett kell végezni.
Established cell lines should be periodically checked for Mycoplasma contamination.
A stabil sejtvonalakat időnként ellenőrizni kell a Mycoplasma-szennyeződés szempontjából.
A metabolic activation system is not used with primary hepatocyte cultures.
Metabolikus aktiválórendszert primer máj sejteken nem kell alkalmazni.
Established cell lines and lymphocytes are exposed to test substance both in the presence and absence of an appropriate metabolic activation system.
A stabil sejtvonalakat és a limfocitákat a vizsgált anyaggal mind a megfelelő metabolikus aktiváló rendszer jelenlétében, mind annak hiányában kezelni kell.
Established cell lines are generated from stock cultures (e.g. by trypsinisation or by shaking off), seeded in culture vessels at appropriate density, and incubated at 37 oC.
Stabil sejtvonalakat kell törzstenyészetekből (például tripszines emésztéssel vagy rázassál) létrehozni, ezeket megfelelő sűrűségben tenyésztőedényekbe kell áttenni, és 37 oC-on inkubálni.
Short-term cultures of rat hepatocytes are established by allowing freshly dissociated hepatocytes in an appropriate medium to attach themselves to the growing surface.
Patkánymájsejtek rövid távú tenyészeteit úgy hozzák létre, hogy a frissen disszociált májsejteket megfelelő tápfolyadékban hagyják megtapadni a növekedési felületen.
Human lymphocyte cultures are set up using appropriate techniques.
Emberi limfocitatenyészeteket hozunk létre a megfelelő technikák alkalmazásával.
Treatment of the cultures with the test substance
A sejttenyészetek kezelése a vizsgált anyaggal
Primary rat hepatocytes
Primer patkánymájsejtek
Freshly isolated rat hepatocytes are treated with the test substance in a medium containing 3H-TdR for an appropriate length of time.
Frissen izolált patkánymájsejteket megfelelő időn keresztül 3H-TdR-t tartalmazó tápfolyadékban kezelik a vizsgált anyaggal.
At the end of the treatment period, medium should be drained off the cells, which are then rinsed fixed and dried.
A kezelési idő végén a tápfolyadékot leszívják a sejtekről, amelyeket leöblítenek, fixálnak és megszárítanak.
Slides should be dipped in autoradiographic emulsion (alternative stripping film may be used), exposed, developed, stained and counted.
A tárgylemezeket autoradiográfiás emulzióba merítik (vagy filmcsíkokat is használhatunk), exponálják, előhívják, megfestik és kiértékelik.
Established cell lines and lymphocytes
Stabil sejtvonalak és limfociták
Autoradiographic techniques: cell cultures are exposed to the test substance for appropriate durations followed by treatment with 3H-TdR.
Autoradiográfiás technikák: A sejttenyészetet a megfelelő ideig kezeljük a vizsgált anyaggal, majd ezt követően 3H-TdR-el.
The times will be governed by the nature of the substance, the activity of metabolising systems and the type of cells.
A kezelési idő a vizsgált anyag jellegétől, a metabolizáló rendszerek aktivitásától és a sejtek típusától függ.
To detect the peak of UDS, 3H-TdR should be added either simultaneously with the test subsrance or within a few minutes after exposure to the test substance.
Az UDS maximumának észleléséhez a vizsgált anyaggal együtt vagy néhány perccel a vizsgált anyag adása után 3H-TdR-t adnak a rendszerhez.
The choice between these two procedures will be influenced by possible interactions between test substance and 3H-TdR.
A kétféle eljárás közötti választás attól függ, van-e kölcsönhatás a vizsgált anyag és a 3H-TdR között.
In order to discriminate between UDS and semi-conservative DNA replication, the latter can be inhibited, for example, by the use of an arginine-deficient medium, low serum content or by hydroxyurea in the culture medium.
Az UDS és a félig konzervatív DNS-replikáció közötti különbségtétel érdekében az utóbbi például argininhiányos tápoldattal, alacsony szérumtartalommal vagy a tápoldathoz adott hidroxi-karbamiddal gátolható.
LSC measurements of UDS: prior to treatment with test substance, entry of cells into S-phase should be blocked as described above; cells should then be exposed to test chemical as described for autoradiography.
Az UDS folyadékszcintillációval történő (LSC) mérése: A vizsgált anyaggal való kezelést megelőzően a sejtek S fázisba lépését a fent leírtak szerint kell gátolni; majd az autoradiográfiás módszernél leírtak szerint kell a sejteket kezelni a vizsgált anyaggal.
At the end of the incubation period, DNA should be extracted from the cells and the total DNA content, and the extent of 3H-TdR, incorporation determined.
Az inkubációs idő végén a DNS-t kivonják a sejtekből, és meghatározzák a teljes DNS-tartalmat, illetve a 3H-TdR-beépülés mértékét.
It should be noted that, where human lymphocytes are used in the above techniques, the suppression of semi-conservative DNA replication is unnecessary in unstimulated cultures.
Megjegyzendő, hogy a fenti technikák során – ha emberi limfocitákat használnak – a nem stimulált tenyészetekben a félig konzervatív DNS-replikáció gátlása szükségtelen.
Autoradiographic determinations
Autoradiográfiás meghatározások
In determining UDS in cells in culture, S-phase nuclei are not counted.
Az UDS-nek a sejttenyészetben való meghatározásához az S-fázisú magokat nem kell számításba venni.
At least 50 cells per concentration should be counted.
Koncentrációnként legalább 50 sejtet számolnak.
Slides should be coded before counting.
A tárgylemezeket számlálás előtt kóddal látják el.
Several widely separated random fields should be counted on each slide.
Minden lemezen több, véletlenszerűen választott, egymástól távol eső látóteret számolnak meg.
The amount of 3H-TdR incorporation in the cytoplasm should be determined by counting three nucleus-sized areas in the cyptoplasm of each cell counted.
A 3H-TdR beépülését a citoplazmába úgy határozzák meg, hogy minden megszámolt sejtben három, sejtmag nagyságú citoplazma-látóteret számolnak meg.
LSC determinations
LSC-módszerrel végzett meghatározások
An adequate number of cultures should be used at each concentration and in the controls in LSC UDS determinations.
Az LSC-vel végzett UDS-meghatározások során minden koncentráció és kontroll esetében megfelelő mennyiségű tenyészetet használnak fel.
Data should be presented in tabular form.
Az adatokat táblázatos formában kell összefoglalni.
AUTORADIOGRAPHIC DETERMINATIONS
AUTORADIOGRÁFIÁS MEGHATÁROZÁSOK
The extent of 3H-TdR incorporation in the cytoplasm and the number of grains found over the cell nucleus should be recorded separately.
A citoplazmában megfigyelhető 3H-TdR-beépülés mértékét és a sejtmag felett található szemcsék számát külön kell feljegyezni.
Mean, median and mode may be used to describe the distribution of the extent of 3H-TdR incorporation in the cytoplasm and the number of grains per nucleus.
Átlagos, közepes és modulált értéket használhatunk a 3H-TdR-citoplazma eloszlási mértékének, valamint a magonként látható szemcsék számának jellemzésére.
LSC DETERMINATIONS
LSC-MÓDSZERREL VÉGZETT MEGHATÁROZÁSOK
For LSC determinations, 3H-TdR incorporation should be reported as dpm/μg DNA.
Az LSC-módszerrel végzett meghatározások esetén a 3H-TdR-beépülést dpm/μg DNS-ben fejezzük ki.
The mean dpm/μg DNA with standard deviation may be used to describe the distribution of incorporation.
Az átlagos dpm/μg DNS-érték a normál szórással együtt felhasználható a beépülés eloszlásának leírására.
Data should be evaluated using appropriate statistical methods.
Az eredményeket megfelelő statisztikai módszerrel kell értékelni.
cells used, density and passage number at time of treatment, number of cell cultures,
a felhasznált sejtek, a sejtek sűrűsége és a passzálások száma kezeléskor, a sejtkultúrák száma,
methods used for maintenance of cell cultures including medium, temperature and CO2 concentration,
a sejtkultúrák fenntartásához használt módszerek: tápfolyadékok, hőmérséklet, szén-dioxidkoncentráció,
test substance, vehicle, concentrations and rationale for selection of concentrations used in the assay,
a vizsgált anyag, a vivőanyag, koncentrációik és a vizsgálathoz használt koncentrációk indokolása,
details of metabolic activation systems,
a felhasznált metabolikus aktiválórendszerrel kapcsolatos adatok,
treatment schedule,
a kezelési protokoll,
autoradiographic technique used,
a használt autoradiográfiás módszer,
procedures used to block entry of cells into S-phase,
a sejtek S fázisba lépésének megakadályozására használt eljárások,
procedures used for DNA extraction and determination of total DNA content in LSC determination,
a DNS kivonására és a teljes DNS-tartalom meghatározására használt eljárások az LSC technika során,
dose/response relationship, where possible,
a dózis-hatás összefüggés, ha lehetséges,
statistical evaluation,
az eredmények statisztikai feldolgozása,
VALUATION AND INTERPRETATION
ÉRTÉKELÉS ÉS ÉRTELMEZÉS
The Sister Chromatid Exchange (SCE) assay is a short-term test for the detection of reciprocal exchanges of DNA between two sister chromatids of a duplicating chromosome.
A testvérkromatidcsere- (SCE = Sister Chromatid Exchange) vizsgálat a megkettőződő kromoszóma két testvérkromoszóma-állománya (kromatidja) közötti reciprok DNS-csere kimutatására szolgáló, rövid távú módszer.
SCEs represent the interchange of DNA replication products at apparently homologous loci.
Az SCE technika gyakorlatilag homológ lokuszok közötti DNS-replikációs termékek cseréjét jelenti.
The exchange process presumably involves DNA breakage and reunion, although little is known about its molecular basis.
A csere feltehetően a DNS-lánc eltörését és újbóli összeforrását is magában foglalja, bár a jelenség molekuláris háttere kevéssé ismert.
Detection of SCEs requires some means of differentially labelling sister chromatids and this can be achieved by incorporation of bromodeoxyuridine (BrdU) into chromosomal DNA for two cell cycles.
Az SCE jelenségének észleléséhez a testvérkromoszóma-állományok eltérő jelölésére van szükség, amely úgy valósítható meg, hogy két sejtcikluson át bróm-dezoxi-uridint (BrdU) építenek be a kromoszomális DNS-molekulába.
Mammalian cells in vitro are exposed to the test chemical with and without a mammalian exogenous metabolic activation system, if appropriate, and cultured for two rounds of replication in BrdU-containing medium.
Az emlőssejteket in vitro, metabolikus aktiválórendszer jelenlétében, illetve a nélkül kezelik a vizsgált anyaggal, amennyiben ez megfelelő, majd a sejteket két replikációs cikluson keresztül tenyésztik BrdU-t tartalmazó tápoldatban.
After treatment with a spindle inhibitor (e.g. colchicine) to accumulate cells in a metaphase-like stage of mitosis (c-metaphase), cells are harvested and chromosome preparations are made.
Az orsóképződést gátló anyaggal való kezelést (pl. kolchicin) követően, amely azt a célt szolgálja, hogy a sejteket a mitózisnak egy metafázisszerű szakaszában (c-metafázis) gyűjtse össze, a sejteket összegyűjtik, és kromoszómakészítményeket állítanak elő.
Primary cultures, (human lymphocytes) or established cell lines (e.g. Chinese hamster ovary cells) may be used in the assay.
A vizsgálathoz primer tenyészetek (emberi limfociták) vagy stabil sejtvonalak (pl. kínaihörcsögpetefészek-sejtek) használhatók.
Cell lines should be checked for Mycoplasma contamination,
A sejtvonalakat ellenőrizzük Mycoplasma-szennyeződés szempontjából.
appropriate culture media and incubation conditions (e.g. temperature, culture vessels, CO2 concentration and humidity) should be used,
Megfelelő tápoldatot és inkubációs feltételeket (pl. hőmérséklet, tenyésztőedény, CO2-koncentráció, páratartalom) kell biztosítani.
test substances may be prepared in culture media or dissolved or suspended in appropriate vehicles prior to treatment of the cells.
A vizsgált anyagot tápoldatban készítik el, vagy a sejtek kezelését megelőzően a megfelelő vivőanyagban oldják, illetve szuszpendálják.
The final concentration of a vehicle in the culture system should not significantly affect, cell viability or growth rate and effects on SCE frequency should be monitored by a solvent control,
A vivőanyag végleges koncentrációja a tápközegben nem befolyásolhatja jelentős mértékben a sejtek életképességét, illetve szaporodását, az SCE gyakoriságára gyakorolt hatását pedig oldószeres kontrollal kell ellenőrizni.
cells should be exposed to the test substance both in the presence and absence of an exogenous mammalian metabolic activation system.
A sejteket a vizsgált vegyület hatásának megfelelő anyagcsere-aktiváló rendszer jelenlétében és hiányában egyaránt ki kell tenni.
Alternatively, where cell types with intrinsic metabolic activity are used, the rate and nature of the activity should be appropriate to the chemical class being tested.
A másik lehetőség, hogy belső metabolikus aktivitással rendelkező sejttípusokat használnak, ám ilyenkor az aktivitás jellegét és mértékét ismerni kell, hogy az megfeleljen a vizsgált kémiai osztálynak.
At least duplicate cultures should be used for each experimental point.
Minden vizsgálati ponthoz legalább két kultúrát kell használni.
Positive controls, using both a direct acting compound and a compound requiring metabolic activation should be included in each experiment; a vehicle control should also be used.
Minden vizsgálatnak pozitív kontrollként tartalmaznia kell egy közvetlenül ható vegyületet és egy metabolikus aktiválást igénylő vegyületet is; ezenkívül negatív (vivőanyag-) kontrollt is kell használni.
The following are examples of substances which might be used as positive controls:
Néhány példa a pozitív kontrollként felhasználható anyagokra:
direct acting compound:
közvetlenül ható vegyületek:
ethylmethanesulphonate,
etil-metán-szulfonát,
indirect acting compound:
közvetve ható vegyületek:
cyclophosphamide.
ciklofoszfamid.
When appropriate, an additional positive control of the same chemical class as the chemical under test may be included.
Ahol szükséges, alkalmazni lehet még egy pozitív kontrollt is, amely a vizsgált anyaggal egyező vegyületosztályba tartozik.
At least three adequately spaced concentrations of the test substance should be used.
A vizsgált anyagnak legalább három, egyenletesen elosztott koncentrációját kell alkalmazni.
The highest concentration should give rise to a significant toxic effect but must still allow adequate cell replication to occur.
A legnagyobb vizsgált koncentrációnak jelentős toxikus hatást kell kiváltania, de ezzel együtt megfelelő mértékű sejtosztódást kell lehetővé tennie.
Relatively water-insoluble substances should be tested up to the limit of solubility using appropriate procedures.
Vízben viszonylag rosszul oldódó anyagokat a megfelelő eljárások alkalmazásával oldhatóságuk határáig szükséges vizsgálni.
For freely water-soluble non-toxic substances the upper test substance concentration should be determined on a case-by-case basis.
A vízben jól oldódó és nem mérgező anyagok felső koncentrációját esetenként kell meghatározni. A kísérlet végrehajtása
Established cell lines are generated from stock cultures (e.g. by trypsinisation or by shaking off), seeded in culture vessels at appropriate density and incubated at 37 oC.
Stabil sejtvonalakat hoznak létre törzstenyészetekből (például tripszines emésztéssel vagy rázassál), ezeket megfelelő sűrűségben tenyésztőedényekbe teszik át, és 37 oC-on inkubálják.
For monolayer cultures, the number of cells per culture vessel should be adjusted so that the cultures are not much more than 50 % confluent at the time of harvest.
Egy sejtrétegű (monolayer) kultúrákhoz a tenyésztőedényenkénti sejtszámot úgy kell beállítani, hogy a tenyésztési időszak végén (az összegyűjtéskor) a sejtréteg folyamatossága ne haladja meg jelentősen az 50 %-os arányt.
Alternatively, cells may be used in suspension culture.
A sejteket másik lehetőségként szuszpenziós tenyészetben is tarthatják.
Human lymphocyte cultures are set up from heparinized blood, using appropriate techniques, and incubated at 37 oC.
Az emberi limfocitatenyészeteket heparinnal kezelt vérből állítják elő a megfelelő technikával, és 37 oC-on inkubálják.
Cells in an exponential stage of growth are exposed to the test substance for a suitable period of time; in most cases one to two hours may be effective, but the treatment time may be extended up to two complete cell cycles in certain cases.
Az exponenciális osztódási szakaszban lévő sejteket a vizsgált anyaggal megfelelő időn keresztül kezelik; a legtöbb esetben egy vagy két óra elegendő, de a kezelés bizonyos esetekben meg is hosszabbítható két teljes sejtciklus erejéig.
Cells without sufficient instrinsic metabolic activity should be exposed to the test chemical in the presence and absence of an appropriate metabolic activation system.
A megfelelő szintű saját metabolikus aktivitással nem rendelkező sejteket a vizsgált anyaggal a megfelelő metabolikus aktiválórendszer jelenlétében, illetve a nélkül is kezelni kell.
At the end of the exposure period, cells are washed free of test substance and cultured for two rounds of replication in the presence of BrdU.
A kezelés végén a sejtek környezetéből kimossák a vizsgált anyagot, majd BrdU jelenlétében két replikációs cikluson keresztül folytatják a tenyésztést.
As an alternative procedure cells may be exposed simultaneously to the test chemical and BrdU for the complete culture time of two cell cycles.
A kezelés másik lehetősége, hogy a sejteket két teljes sejtcikluson át egyszerre kezeljük a vizsgált anyaggal és a BrdU-val.
Human lymphocyte cultures are treated while they are in a semisynchronous condition.
Az emberi limfocitatenyészeteket akkor kezelik, amikor azok félszinkron állapotban vannak.
Cells are analysed in their second post-treatment division, ensuring that the most sensitive cell cycle stages have been exposed to the chemical.
A sejtek elemzésére a kezelést követő második osztódáskor kerül sor, így biztosítják, hogy a legérzékenyebb osztódási szakaszok során fejthesse ki a vegyi anyag a hatását.
All cultures to which BrdU is added should be handled in darkness or in dim light from incandescent lamps up to the harvesting of cells in order to minimise photolysis of BrdU-containing DNA.
Minden olyan sejttenyészetet, amelyhez BrdU-t adtunk, sötétben vagy tompa fénynél kell tartani a tenyésztési időszak végéig, hogy csökkentsük a BrdU-t tartalmazó DNS fotolízisét.
Harvesting of cells
A sejtek összegyűjtése
Cell cultures are treated with a spindle inhibitor (e.g. colchicine) one to four hours prior to harvesting.
A tenyészeteket egy-négy órával a sejtek összegyűjtése előtt orsóképződést gátló vegyülettel (pl. kolchicinnel) kezeljük.
Each culture is harvested and processed separately for the preparation of chromosomes.
Valamennyi tenyészetet külön-külön gyűjtjük be és dolgozzuk fel a kromoszómapreparáláshoz.
Chromosome preparation and staining
Kromoszóma-előkészítés és -festés
Chromosome preparations are made by standard cytogenetic techniques.
A kromoszómakészítményeket standard citogenetikai módszerekkel állítják elő.
Staining of slides to show SCEs can be performed by several techniques, (e.g. the fluorescence plus Giemsa method).
A lemezek megfestése az SCE-jelenség kimutatására többféle technikával is elvégezhető (pl. fluoreszcens és Giemsa-festés).
The number of cells analysed should be based on the spontaneous control frequency of SCE.
Az elemzett sejtek számát az SCE-jelenség spontán gyakorisága alapján kell meghatározni.
Usually, at least 25 well-spread metaphases per culture are analysed for SCEs.
Rendszerint minden tenyészetből legalább 25, jól szétterült metafázist elemeznek az SCE-k szempontjából.
Slides are coded before analysis.
Az elemzéshez a tárgylemezeket kóddal látják el.
In human lymphocytes only metaphases containing 46 centromeres are analysed.
Az emberi limfocitákban csak a 46 centromert tartalmazó metafázisokat elemezzük.
In established cell lines only metaphases containing ± 2 centromeres of the modal number are analysed.
Stabil sejtvonalak esetében csak a modális szám ± 2 centromert tartalmazó metafázisokat elemeznek.
It should be stated whether or not centromeric switch of label is, scored as an SCE.
Fel kell tüntetni, hogy a jelzés centromerikus váltását SCE-nek vesszük-e, vagy sem.
The results should be confirmed in an independent experiment.
Az eredményeket további független vizsgálattal kell megerősíteni.
The number of SCEs for each metaphase and the number of SCEs per chromosome for each metaphase should be listed separately for all treated and control cultures.
Az SCE-k számát metafázisónként és az egyes metafázisokban kimutatható SCE-k számát kromoszómánként minden kezelt és kontrolltenyészet esetében külön meg kell adni.
cells used, methods of maintenance of cell culture,
a felhasznált sejtek, sejtkultúrák fenntartásának módszere,