natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Approximately four hours after spawning, the non-fertilized eggs may be distinguished from the fertilized (3).
Az ívást követő mintegy négy óra elteltével megkülönböztethetők a megtermékenyített és a meg nem termékenyített ikrák (3).
For this examination, eggs and larvae are placed in test vessels of small volume and studied under a microscope.
E vizsgálat céljaira az ikrákat és lárvákat kis térfogatú tesztedényekbe helyezik, és mikroszkóp alatt tanulmányozzák.
The test conditions, which apply to the early life stages, are listed in Appendix 2.
A vizsgálatnak a korai egyedfejlődési stádiumokra alkalmazandó feltételeit a 2. függelék sorolja fel.
Then, for those concentrations at which no adverse effects on any of these parameters have been detected, the body length is statistically evaluated.
Ezt követi a testhossz statisztikai elemzése azon koncentrációértékek tekintetében, amelyek esetében az előbb említett adatokkal kapcsolatban nem tapasztaltak kedvezőtlen hatásokat.
This approach is advisable since the toxicant may selectively kill smaller fish, delay hatching-time and induce gross malformations, thus leading to biased length measurements.
E módszer használata azért tanácsos, mert a toxikus anyag specifikusan elpusztíthatja a kisebb halakat, késleltetheti a kikelési időt és jelentősen torzult egyedeket produkálhat, ezért eltorzított testhosszeredményekre vezethet.
Furthermore, there will be roughly the same number of fish to be measured per treatment, ensuring the validity of the test statistics.
Továbbá így a kezelésenként megmérendő halak száma nagyjából azonos marad, biztosítván a vizsgálat statisztikájának érvényességét.
Therefore multiple comparison procedures should be utilised (6)(7)(8)(9)(10).
Ezért a többszörös összehasonlítás módszerét kell hasznosítani (6) (7) (8) (9) (10).
Journal of Applied Ichthyology, 2, p. 173-181.
Journal of Applied Ichthyology, 2, pp. 173-181.
Finney D.J., (1971).
Finney D. J. (1971). Probit Analysis, 3rd ed., Cambridge University Press, Great Britain, pp.
Biometrics, 27, p. 103-117.
Biometrics, 27, pp. 103-117.
Biometrics 28, p. 519-531.
Biometrics 28, pp. 519-531.
Freeman and Co., San Francisco.
H., Freeman and Co., San Francisco.
TEST CONDITIONS, DURATION AND SURVIVAL CRITERIA FOR RECOMMENDED SPECIES
VIZSGÁLATI KÖRÜLMÉNYEK, IDŐTARTAM ÉS A JAVASOLT FAJOK TÚLÉLÉSI KRITÉRIUMAI
Temp
Hőmérséklet
Photo-period
Megvilágítás
Duration of stages
Fázisok időtartama
Typical duration of test
A vizsgálat átlagos időtartama
Survival of control,
Kontrollcsoport túlélési aránya
(minimum %)
(min., %)
Sac-fry
Szikzacskós lárva
Hatching success
Kikelés sikeressége
Post-hatch
A lárvák túlélése
Zebrafish
Zebrahal
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 5 days post-hatch (8-10 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban) a kikelést követő 5. napig (8-10 nap)
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 20 days post-hatch (50-55 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban) a kikelést követő 20. napig (50–55 nap)
Common carp
Közönséges ponty
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 4 days post-hatch (8-9 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban) a kikelést követő 4. napig (8-9 nap)
Japanese ricefish/Medaka
Japán rizshal/Medaka
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 5 days post-hatch (13-16 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban) a kikelést követő 5. napig (13–16 nap)
Fathead minnow
Nagyfejű cselle
For embryos.
Embriókra vonatkozik.
For larvae.
Lárvákra vonatkozik.
Darkness for embryo and larvae until one week after hatching except when they are being inspected.
A lárvákat és embriókat a kikelés után egy hétig sötétben kell tartani, kivéve a vizsgálatok idejét.
Then subdued lighting throughout the test.
Ezt követően a vizsgálat folyamán mindvégig félhomályt kell fenntartani.
Test conditions, duration and survival criteria for other well documented species
Más, jól dokumentált halfajokra vonatkozó vizsgálati körülmények, időtartam és túlélési kritériumok
Temp ( oC)
Hőmérséklet ( oC)
Salinity (0/00)
Sótartalom (0/00)
Photo-period (hrs)
Megvilágítás (óra)
Duration of stages (days)
Fázisok idotartama (nap)
Typical duration of embryo and sac-fry test
Az embrió- és a szikzacskóvizsgálat jellemző időtartama
Survival of control (minimum %)
Kontrollcsopo rt túlélési aránya, (min., %)
Sac-fry test
Szikzacskós lárva
Goldfish
Ezüstkárász
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 4 days post-hatch (7 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban), a kikelést követő 4. napig (7 nap)
Blugill sunfish
Nagy naphal
Tidewater silverside
Tidewater silverside (nincs magyar neve)
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 5 days post-hatch (6-7 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban), a kikelést követő 5. napig (6-7 nap)
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 3 days post-hatch (23-27 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban), a kikelést követő 3. napig (23-27 nap)
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 3 days post-hatch (18 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban), a kikelést követő 3. napig (18 nap)
As soon as possible after fertilisation (early gastrula stage) to 4/7 days post-hatch (28 days)
A megtermékenyítés után a lehető legkorábban (a korai gasztrula fejlődési szakaszban), a kikelést követő 4/7. napig (28 nap)
This acute toxicity test method is a replicate of the OECD TG 213 (1998).
Ezen akuttoxicitás-vizsgálat megfelel az OECD TG 213-nak (1998).
This toxicity test is a laboratory method, designed to assess the oral acute toxicity of plant protection products and other chemicals, to adult worker honeybees.
E toxicitásvizsgálat olyan laboratóriumi módszer, amelyet annak felmérésére dolgoztak ki, hogy a növényvédő szerek és más vegyi anyagok milyen mértékű akut orális toxicitást gyakorolnak a felnőtt dolgozó háziméhekre.
In the assessment and evaluation of toxic characteristics of substances, determination of acute oral toxicity in honeybees may be required, e.g. when exposure of bees to a given chemical is likely.
Az anyagok toxikus jellemzőinek a felmérése és értékelése a háziméhekre gyakorolt akut orális toxicitás mértékének a meghatározását igényelheti, pl. olyan körülmények között, amikor valószínű, hogy a méhek ki lesznek téve egy adott vegyi anyag hatásának.
The acute oral toxicity test is carried out to determine the inherent toxicity of pesticides and other chemicals to bees.
Az akutorálistoxicitás-vizsgálatot a peszticidek és más vegyi anyagok méhekre gyakorolt inherens toxicitásának meghatározására végzik.
In particular, this method can be used in step-wise programmes for evaluating the hazards of pesticides to bees, based on sequential progression from laboratory toxicity tests to semi-field and field experiments (1).
E módszer különösen azon többlépcsős programokban használható jól, amelyekben a peszticidek méhekre kifejtett hatását először a laboratóriumban, majd részlegesen terepen, végül terepen vizsgálják (1).
Pesticides can be tested as active substances (a.s.) or as formulated products.
A peszticideket hatóanyaguk formájában (a.s.) vagy formulázott termékként lehet vizsgálni.
A toxic standard should be used to verify the sensitivity of the bees and the precision of the test procedure.
Toxikus referenciaanyagot kell használni a méhek érzékenységének és a vizsgálati eljárás pontosságának az ellenőrzésére.
Acute oral toxicity: is the adverse effects occurring within a maximum period of 96h of an oral administration of a single dose of test substance.
Akut orális toxicitás: a vizsgált anyag egyszeri, orálisan adott dózisának beadásától számított legfeljebb 96 órás időszakon belül jelentkező károsító hatás.
Dose: is the amount of test substance consumed.
Dózis: a vizsgált anyag elfogyasztott mennyisége.
Dose is expressed as mass (μg) of test substance per test animal (μg/bee).
A dózis az egy kísérleti állatnak beadott vizsgált anyag mikrogrammban kifejezett mennyisége (μg/méh).
The real dose for each bee can not be calculated as the bees are fed collectively, but an average dose can be estimated (totally consumed test substance/number of test bees in one cage).
Az egyes méhekre jutó dózis tényleges mennyisége nem számítható ki pontosan, mert a méheket kollektívan tápláljuk, ezért csak egy átlagos dózist lehet megbecsülni (az összesen elfogyasztott vizsgált anyag osztva az egy méhkasban lévő kísérleti méhek számával).
LD50(Median Lethal Dose) oral: is a statistically derived single dose of a substance that can cause death in 50 % of animals when administered by the oral route.
LD50(közepes halálos dózis): szájon át: a vizsgált anyag statisztikailag megállapított egyszeri olyan dózisa, amely orálisan beadva az állatok 50 %-ának elhullását okozza.
The LD50 value is expressed in μg of test substance per bee.
Az LD50 értékét a vizsgált anyag egy méhre jutó mennyiségével (mg/méh) fejezik ki.
For pesticides, the test substance may be either an active substance (a.s.) or a formulated product containing one or more than one active substance.
A peszticidek esetében a vizsgált anyag lehet a hatóanyag, vagy egy vagy több hatóanyagot tartalmazó formulázott termék is.
Mortality: an animal is recorded as dead when it is completely immobile.
Halálozás: egy állat akkor nyilvánítható elhullottnak, ha teljesen mozdulatlan.
Adult worker honeybees (Apis mellifera) are exposed to a range of doses of the test substance dispersed in sucrose solution.
A vizsgálat során a kifejlett dolgozó háziméheknek (Apis mellifera) vizes cukoroldatban különböző töménységben diszpergált vizsgált anyagot adagolnak.
The bees are then fed the same diet, free of the test substance.
Ezután a méheket tesztanyagot nem tartalmazó cukoroldattal táplálják.
Mortality is recorded daily during at least 48 h and compared with control values.
A mortalitást legalább 48 órán át naponta feljegyzik és összehasonlítják a kontrollcsoport adataival.
If the mortality rate is increasing between 24 h and 48 h whilst control mortality remains at an accepted level, i.e. ≤ 10 %, it is appropriate to extend the duration of the test to a maximum of 96 h. The results are analysed in order to calculate the LD50 at 24 h and 48 h and, in case the study is prolonged, at 72 h and 96 h.
Ha az elhullási arány a 24. és a 48. óra között is növekszik, míg a kontrollcsoportban elfogadható szinten, azaz < 10 %-on marad, helyénvaló a vizsgálat időtartamát maximum 96 órára meghosszabbítani. Az eredményeket elemzik a 24. és a 48. órai LD50 érték, illetve ha a vizsgálat időtartamát meghosszabbítják, akkor a 72. és a 96. órai LD50 érték meghatározásához.
the average mortality for the total number of controls must not exceed 10 % at the end of the test,
a vizsgálat végén a teljes kontrollcsoport létszámához viszonyított átlagos mortalitás nem haladhatja meg a 10 %-ot,
the LD50 of the toxic standard meets the specified range.
a toxikus referenciaanyag LD50 értéke megfelel a kijelölt tartománynak.
Collection of bees
A méhek befogása
Young adult worker bees of the same race should be used, i.e. bees of the same age, feeding status, etc. Bees should be obtained from adequately fed, healthy, as far as possible disease-free and queen-right colonies with known history and physiological status.
A vizsgálatokhoz azonos eredetű, fiatal, kifejlett dolgozó háziméheket használnak, azaz azonos életkorú, tápláltsági fokú stb. méheket. A méheket megfelelően táplált, egészséges, lehetőleg betegségektől mentes és királynővel rendelkező, ismert előéletű és fiziológiai állapotú kolóniákból fogják be.
They could be collected in the morning of use or in the evening before test and kept under test conditions to the next day.
A méheket a felhasználás reggelén vagy az azt megelőző estén célszerű befogni, és a következő napig a vizsgálati körülmények között tartják őket.
Bees collected from frames without brood are suitable.
Az ivadékokat nem tartalmazó keretekről gyűjtött méhek alkalmasak.
Collection in early spring or late autumn should be avoided as the bees have a changed physiology during this time.
Kerülni kell a kora tavasszal vagy késő ősszel történő befogást, mivel a méhek fiziológiája ebben az időszakban megváltozik.
If tests must be conduced in early spring or late autumn, bees can be emerged in an incubator and reared for one week with ‘bee bread’ (pollen collected from the comb) and sucrose solution.
Ha a vizsgálatokat mégis kora tavasszal vagy késő ősszel végzik, a méheket „inkubátorban” elő lehet csalogatni és egy hétig „méhkenyérrel” (a lépből gyűjtött pollennel) és cukros vízzel lehet táplálni.
Bees treated with chemical substances, such as antibiotics, anti-varroa products, etc., should not be used for toxicity test for four weeks from the time of the end of the last treatment.
A vegyi anyagokkal, pl. antibiotikummal, méhatka elleni szerekkel stb. kezelt méheket toxicitásvizsgálatok céljaira csak az utolsó kezeléstől számított négy hét elteltével szabad felhasználni.
Easy to clean and well-ventilated cages are used.
Könnyen tisztítható és jól szellőző dobozokat kell használni.
Any appropriate material can be used, e.g. stainless steel, wire mesh, plastic or disposable wooden cages, etc. Groups of 10 bees per cage are preferred.
Erre a célra bármilyen alkalmas anyag felhasználható, pl. rozsdamentes acél, drótháló, műanyagból készült, vagy eldobható, fából készült stb. doboz. Dobozonként tíz méhből álló csoportok használata javasolt.
The size of test cages should be appropriate to the number of bees, i.e. providing adequate space.
A vizsgálati dobozok méreteit a méhek létszámához igazítják, azért, hogy elegendő helyük legyen.
The bees should be held in the dark in an experimental room at a temperature of 25 ± 2 oC.
A méheket 25 ± 2 oC hőmérsékletű sötét kísérleti szobában tartják.
The relative humidity, normally around 50-70 %, should be recorded throughout the test.
A vizsgálat során végig megmérik és feljegyzik a relatív páratartalom értékét, amelyet általában 50–70 % között tartanak.
Handling procedures, including treatment and observations may be conducted under (day) light.
A méhekkel kapcsolatos minden tevékenység, beleértve a kezelést és megfigyeléseket, végezhető világosban (nappali fény mellett).
Sucrose solution in water with a final concentration of 500 g/l (50 % w/v) is used as food.
Táplálékként 500 g/liter (azaz 50 tömegszázalékos) végkoncentrációjú vizes cukoroldatot adnak.
After given test doses, food should be provided ad libitum.
A meghatározott tesztanyagmennyiséget tartalmazó táplálékot az állatoknak tetszés szerinti módon adhatják.
The feeding system should allow recording food intake for each cage (see Section 1.6.3.1).
Az etetőrendszernek lehetővé kell tennie, hogy dobozonként fel lehessen jegyezni a táplálékbevitelt (lásd 1.6.3.1. szakasz).
A glass tube (approximately 50 mm long and 10 mm wide with the open end narrowed to about 2 mm diameter) can be used.
A táplálék beadásához egy (mintegy 50 mm hosszú és 10 mm széles, a nyitott végén kb. 2 mm átmérőre leszűkített) üvegcsövet lehet használni.
Preparation of bees
A méhek előkészítése
The collected bees are randomly allocated to test cages, which are randomly placed in the experimental room.
A befogott méheket a teszthelyiségben véletlenszerűen elhelyezett dobozok között osztják el.
The bees may be starved for up to 2 h before the initiation of the test.
A méheket a vizsgálat megkezdése előtt maximum két órán át éheztethetik.
It is recommended that the bees are deprived of food prior to treatment so that all bees are equal in terms of their gut contents at the start of the test.
Javasolt a méhek táplálékának visszatartása a kezelés előtt, hogy valamennyi méh béltartalma azonos legyen a vizsgálat kezdetekor.
Moribund bees should be rejected and replaced by healthy bees before starting the test.
A vizsgálat megkezdése előtt a haldokló méheket eltávolítják, és egészségesekkel pótolják.
Where the test substance is a water miscible compound this may be dispersed directly in 50 % sucrose solution.
Ha a vizsgált anyag oldható vízben, akkor az közvetlenül belekeverhető az 50 %-os töménységű cukoroldatba.
For technical products and substances of low water solubility, vehicles such as organic solvent, emulsifiers or dispersants of low toxicity to bees may be used (e.g. acetone, dimethylformamide, dimethylsulfoxide).
A vízben rosszul oldódó ipari termékek és anyagok esetében fel lehet használni a méhekre kis mértékben mérgező segédanyagokat – szerves oldószereket, emulgeáló- vagy diszpergálószereket (pl. aceton, dimetil-formamid, dimetil-szulfoxid).
The concentration of the vehicle depends on the solubility of the test substance and it should be the same for all concentrations tested.
A segédanyag töménysége a vizsgált anyag oldhatóságától függ, és azt az összes vizsgált koncentrációérték esetében azonos szinten tartják.
However, a concentration of the vehicle of 1 % is generally appropriate and should not be exceeded.
Általában azonban megfelel az 1 %-os töménységű segédanyag, és ezt a szintet nem célszerű túllépni.
Appropriate control solutions should be prepared, i.e. where a solvent or a dispersant is used to solubilise the test substance, two separate control groups should be used: a solution in water, and a sucrose solution with the solvent/carrier at the concentration used in dosing solutions.
Megfelelő kontrolloldatokat készítenek elő, azaz ha oldószert vagy diszpergáló anyagot használnak a vizsgált anyag feloldásához, akkor két különálló kontrollcsoportot alkalmaznak: az egyiket a vizes oldatra, a másikat az oldatok adagolásához használt koncentrációjú oldószerrel/segédanyaggal javított cukoroldatra.
Test and control groups
Kezelt csoportok és kontrollcsoportok
The number of doses and replicates tested should meet the statistical requirements for determination of LD50 with 95 % confidence limits.
A vizsgált dózisok és a párhuzamos vizsgálatok száma meg kell, hogy feleljen az LD50 95 %-os konfidenciahatár mellett történő meghatározására vonatkozó statisztikai követelményeknek.
Normally, five doses in a geometric series, with a factor not exceeding 2,2, and covering the range for LD50, are required for the test.
A vizsgálathoz szokványos esetben öt, olyan mértani sort képező dózisra van szükség, amelyek 2.2 értéket meg nem haladó szorzótényezővel különböznek egymástól és az LD50 tartományát fedik le.
However, the dilution factor and the number of concentrations for dosage have to be determined in relation to the slope of the toxicity curve (dose versus mortality) and with consideration taken to the statistical method which is chosen for analysis of the results.
A hígítási tényezőt és az adagoláshoz használt koncentrációértékek számát azonban a hatásgörbe meredekségének függvényében (pusztulás a dózis függvényében) és az eredmények elemzéséhez kiválasztott statisztikai módszer figyelembevételével határozzák meg.
A range-finding test enables the choice of the appropriate concentrations for dosage.
A vizsgálat előtt elvégzett, dózisbehatároló vizsgálat lehetővé teszi az adagoláshoz megfelelő koncentrációértékek kiválasztását.
A minimum of three replicate test groups, each of 10 bees, should be dosed with each test concentration.
Legalább három, egyenként tíz méhből álló ún. párhuzamos kezelt csoportot használnak fel minden egyes kísérleti koncentrációnak megfelelő dózishoz.
A minimum of three control batches, each of 10 bees, should be run in addition to the test series.
A vizsgálatsorozatban részt vevőkön kívül legalább három, egyenként tíz méhből álló kontrollcsoportot vizsgálnak.
Control batches should also be included for the solvents/carriers used (see Section 1.5.4).
Ha szükséges (lásd 1.5.4. rész), külön oldószeres/segédanyagos kontrollokat is alkalmaznak.
Toxic standard
Toxikus referenciaanyagok
A toxic standard should be included in the test series.
A tesztsorozattal párhuzamosan egy, a toxikus referenciaanyagot tartalmazó sorozatot is be kell állítani.
At least three doses should be selected to cover the expected LD50 value.
A várható LD50 értékek lefedése érdekében legalább három dózist választanak ki.
A minimum of three replicate cages, each containing 10 bees, should be used with each test dose.
Mindegyik vizsgált dózis esetében legalább három, egyenként tíz méhet tartalmazó, ún. párhuzamost alkalmaznak.
The preferred toxic standard is dimethoate, for which the reported oral LD50-24 h is in the range 0,10-0,35 μg a.s./bee (2).
A leggyakrabban használt toxikus referenciaanyag a dimetoát, amelyre nézve a bizonyított orális LD50 24 óra alatt a 0,10–0,35 mg hatóanyag/egyed tartományba esik (2).
However, other toxic standards would be acceptable where sufficient data can be provided to verify the expected dose response (e.g. parathion).
Egyéb toxikus referenciaanyagok is elfogadhatóak, azonban csak olyan esetekben, ahol elegendő adat áll rendelkezésre a várható dózisreakció ellenőrzésére (pl. paration).
Exposure
Expozíció
Each test group of bees must be provided with 100-200 μl of 50 % sucrose solution in water, containing the test substance at the appropriate concentration.
Mindegyik kezelt csoport egyedeinek 100–200 ml-nyi, a vizsgált anyagot megfelelő koncentrációban tartalmazó 50 %-os cukoroldatot adnak be.
A larger volume is required for products of low solubility, low toxicity or low concentration in the formulation, as higher proportions in the sucrose solution have to be used.
Nagyobb mennyiségre van szükség, ha a készítményben rosszul oldódó, alacsony toxicitású vagy a formulázásból adódóan alacsony hatóanyag-tartalmú termékek vannak, mert ezeket nagyobb arányban kell a cukoroldathoz keverni.
The amount of treated diet consumed per group should be monitored.
Megfigyelik, hogy az egyes csoportok milyen mennyiségben fogyasztottak a kezelt táplálékból.
Once consumed (usually within 3-4 h), the feeder should be removed from the cage and replaced with one containing sucrose solution alone.
Ha elfogyasztották a felkínált élelmet (rendszerint 3-4 órán belül), akkor az etetőtálat kiveszik a dobozból, és helyére egy tisztán cukoroldatot tartalmazó tálat tesznek.
The sucrose solutions are then provided ad libitum.
Ezután a cukoroldatot korlátozás nélkül adagolják.
For some compounds, at higher concentrations rejection of test dose may result in little or no food being consumed.
Egyes vegyületek esetében magasabb koncentrációértékeknél a vizsgált dózis visszautasítása miatt a méhek esetleg keveset vagy semmit sem fogyasztanak.
After a maximum of 6 h, unconsumed treated diet should be replaced with the sucrose solution alone.
Maximum 6 óra elteltével az el nem fogyasztott, kezelt táplálékot tiszta cukoroldattal váltják fel.
The amount of treated diet consumed should be assessed (e.g. measurement of volume/weight of treated diet remaining).
Megmérik, hogy mennyi fogyott a kezelt táplálékból (pl. a megmaradó táplálék térfogatának/tömegének mérésével).
The duration of the test is preferably 48 h after the test solution has been replaced with sucrose solution alone.
A vizsgálat javasolt időtartama a vizsgált oldatok tisztán cukoroldattal való felváltását követően még 48 óra.
If mortality continues to rise by more than 10 % after the first 24 h, the test duration should be extended to a maximum of 96 h provided that control mortality does not exceed 10 %.
Ha a mortalitás az első 24 óra után továbbra is 10 %-nál nagyobb mértékben növekszik, akkor a vizsgálat időtartamát maximum 96 órára kell meghosszabbítani, feltéve, hogy a kontrollcsoportban a mortalitás nem haladja meg a 10 %-ot.
Mortality is recorded at 4 h after starting the test and thereafter at 24 h and 48 h (i.e. after giving dose).
Feljegyezik a mortalitás alakulását a vizsgálat megkezdését követő 4. órában, majd azt követően a 24. és 48. órában (azaz a dózis beadását követően).