natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The earliest symptoms are a slight glassiness or translucence of the tissue without softening around the vascular system, particularly near the heel end.
A legkorábbi tünet a szövet enyhe üvegessége vagy áttetszősége a körülötte lévő edénynyaláb-rendszer megpuhulása nélkül, különösen a köldökrészhez közel.
The vascular ring at the heel end may be slightly darker in colour than normal.
A köldökrészen lévő edénynyaláb-gyűrű színe kissé sötétebb lehet a normálisnál.
The first readily identifiable symptom is one whereby the vascular ring has a yellowish coloration and when the tuber is gently squeezed, pillars of cheese-like material emerge from the vessels.
Az első könnyen azonosítható tünet az, amikor az edénynyaláb-gyűrű sárgás elszíneződést mutat, és a gumóból enyhe nyomásra sajtszerű anyag tör elő oszlop alakban az edénynyalábokból.
This exudation contains millions of bacteria.
Ez a váladék baktériumok millióit tartalmazza.
Browning of the vascular tissue may develop and tuber symptoms at this stage are similar to those of brown rot caused by Ralstonia solanacearum.
Az edénynyaláb-szövet megbarnulhat, és a gumón jelentkező tünetek ebben a stádiumban hasonlítanak a Ralstonia solanacearum által okozott barna rothadás tüneteihez.
At first, these symptoms may be restricted to one part of the ring, not necessarily close to the heel end and may gradually extend to the whole ring.
Először ezek a tünetek a gyűrű egyik szakaszára korlátozódhatnak, nem feltétlenül a köldökrészhez közelire, majd fokozatosan kiterjedhetnek az egész gyűrűre.
As the infection progresses, destruction of the vascular tissue occurs; the outer cortex may become separated from the inner cortex.
A fertőzés előrehaladtával az edénynyaláb-szövet pusztul; a külső háncsrész elválhat a belsőtől.
In advanced stages of infection, cracks appear on the surface of the tuber, which are often reddish-brown at their margins.
A fertőzés előrehaladott stádiumaiban a gumó felszínén repedések jelennek meg, melyek szélei gyakran vörösesbarnák.
Recently in Europe several cases have occurred where the central cortex rots at the same time as the vascular ring resulting in secondary invasion with internal hollowing and necrosis.
Az utóbbi időben Európában számos olyan eset volt, amikor a középső háncsrész az edénynyaláb-gyűrűvel párhuzamosan rothadt, ami másodlagos inváziót eredményezett belső üregképződéssel és nekrózissal.
Secondary fungal or bacterial invasion may mask the symptoms and it may be difficult, if not impossible, to distinguish advanced ring rot symptoms from other tuber rots.
A másodlagos gombás vagy baktériumos invázió elfedheti a tüneteket, és nehézzé, sőt lehetetlenné is válhat, az előrehaladott gyűrűs rothadás tüneteinek megkülönböztetése más gumórothadásoktól.
Atypical symptoms may be possible.
Atipikus tünetek is lehetnek.
SAMPLE PREPARATION
MINTAELŐKÉSZÍTÉS
The standard sample size is 200 tubers per test.
A standard mintaméret 200 burgonyagumó vizsgálatonként.
More intensive sampling requires more tests on samples of this size.
Intenzívebb mintavétel esetén több vizsgálatot kell elvégezni ekkora mintákon.
Larger numbers of tubers in the sample will lead to inhibition or difficult interpretation of the results.
Ha ennél több burgonyagumót tartalmaz a minta, az gátláshoz vagy nehezen értelmezhető eredményekhez vezet.
However, the procedure can be conveniently applied for samples with less than 200 tubers where fewer tubers are available.
Az eljárás azonban könnyen alkalmazható 200-nál kevesebb burgonyagumóból álló mintákra is, amennyiben kevesebb burgonyagumó áll rendelkezésre.
Validation of all detection methods described below is based on testing of samples of 200 tubers.
Az alábbiakban leírt valamennyi kimutatási módszer validálása 200 burgonyagumóból álló minták vizsgálatán alapszik.
The potato extract described below can also be used for detection of the potato brown rot bacterium, Ralstonia solanacearum.
Az alábbiakban leírt burgonyakivonat felhasználható a burgonya barna rothadás baktérium, a Ralstonia solanacearum kimutatására is.
Optional pre-treatment in advance to sample preparation:
A mintaelőkészítést megelőző, szabadon választható előkezelés:
Wash the tubers.
Mossuk le a burgonyagumókat.
Use appropriate disinfectants (chlorine compounds when PCR-test is to be used in order to remove eventual pathogen DNA) and detergents between each sample.
Használjunk megfelelő fertőtlenítőszereket (a PCR-teszt alkalmazása esetén klórvegyületeket az esetleges kórokozó DNS-ek eltávolítása céljából) és mosószereket az egyes minták között.
Air dry the tubers.
Levegőn szárítsuk meg a burgonyagumókat.
This washing procedure is particularly useful (but not required) for samples with excess soil and if a PCR-test or direct isolation procedure is to be performed.
Ez a lemosási eljárás különösen akkor hasznos (de nem kötelező), ha a minták földesek, és ha PCR-tesztet vagy közvetlen izolálási eljárást kell alkalmazni.
Remove with a clean and disinfected scalpel or vegetable knife the skin at the heel end of each tuber so that the vascular tissue becomes visible.
Távolítsuk el tiszta, fertőtlenített szikével vagy gyümölcskéssel a burgonyagumó köldökrészén a héjat úgy, hogy az edénynyaláb-szövetek láthatóvá váljanak.
Carefully cut out a small core of vascular tissue at the heel end and keep the amount of non-vascular tissue to a minimum (see web site: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main)
Óvatosan vágjunk ki egy kis darabot az edénynyaláb-szövetből a köldökrészen, és tartsuk a nem edénynyaláb-szövet mennyiségét minimális szinten (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main
Set aside any tubers with suspected ring rot symptoms and test separately.
Tegyük félre a feltételezett tüneteket mutató (rothadó) burgonyagumókat, és vizsgáljuk azokat külön.
If during removal of the heel end core suspect symptoms of ring rot are observed, the tuber should be visually inspected after cutting near the heel end.
Ha a köldökrészből vett darab eltávolítása során a gyűrűs rothadás feltételezett tünetei észlelésére kerül sor, akkor a köldökrész közelében a gumó elvágása után el kell végezni az adott burgonyagumó szemrevételezéses vizsgálatát.
Any cut tuber with suspected symptoms should be suberised at room temperature for two days and stored under quarantine (at 4 to 10 °C) until all tests have been completed.
A feltételezett tüneteket mutató, elvágott gumókat szobahőmérsékleten kell parásítani 2 napig, majd tároljuk a gumókat hűtőszekrényben (4–10 °C között) megfelelő növény-egészségügyi zárlati feltételek mellett a vizsgálatok befejezéséig.
All tubers in the sample (including those with suspicious symptoms) should be kept according to Annex II.
Minden burgonyagumót (beleértve a gyanús tüneteket mutatókat is), a II. melléklet szerint kell tárolni.
If this is not possible, store them in the container, without addition of buffer, refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Ha ez nem lehetséges, akkor azokat a tartályban kell tárolni, puffer hozzáadása nélkül, hűtött állapotban legfeljebb 72 órán át vagy szobahőmérsékleten legfeljebb 24 órán át.
Drying and suberisation of cores, and growth of saprophytes during storage may hinder detection of the ring rot bacterium.
A darabok száradása és parásodása, valamint a szaprofita baktériumok elszaporodása a tárolás során akadályozhatja a gyűrűs rothadás baktérium kimutatását.
Process the heel end cores by one of the following procedures: either,
Dolgozzuk fel a köldökrészből vett darabokat a következő eljárások egyikével:
homogenise the cores with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 3), either in a blender (e.g. Waring or Ultra Thurax) or by crushing in a sealed disposable maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba strong guage polythene, 150 mm × 250 mm; radiation sterilised) using a rubber mallet or suitable grinding apparatus (e.g. Homex).
Homogenizáljuk a darabokat megfelelő mennyiségű (mintegy 40 ml) kivonópufferrel (3. függelék) aprítógépben (pl. Waring vagy Ultra Thurax), vagy lezárt, egyszer használatos macerációs tasakban (pl. Stomacher vagy Bioreba, erős guage polietilén, 150 mm × 250 mm; sugárzással sterilizált) gumikalapáccsal vagy megfelelő zúzóberendezéssel (pl. Homex) történő összezúzás útján.
The risk of cross-contamination of samples is high when samples are homogenized using a blender.
A minták keresztbe fertőződésének nagy a veszélye az aprítógépben történő homogenizálás esetén.
Take precautions to avoid aerosol generation or spillage during the extraction process.
Tegyünk óvintézkedéseket az aeroszol képződés és a kilöttyenés elkerülése érdekében a kivonási eljárás során.
Ensure that freshly sterilised blender blades and vessels are used for each sample.
Biztosítsuk, hogy frissen sterilizált aprítókések és edények kerüljenek felhasználásra minden mintánál.
If the PCR test is to be used, avoid carry-over of DNA on containers or grinding apparatus.
A PCR-teszt elvégzésekor kerüljük el a DNS-ek áthozatalát a tartályokon vagy a zúzóberendezésen.
Crushing in disposable bags and use of disposable tubes is recommended where PCR is to be used.
A PCR alkalmazásánál az egyszer használatos tasakokban történő összezúzás és egyszer használatos kémcsövek használata ajánlott.
Decant the supernatant.
Fejtsük le a felülúszó folyadékot.
If excessively cloudy, clarify either by slow speed centrifugation (at not more than 180 g for 10 minutes at a temperature between 4 to 10 °C) or by vacuum filtration (40 to 100 µm), washing the filter with additional (10 ml) extraction buffer (Appendix 3).
Ha nagyon zavaros, ülepítsük lassú centrifugálással (legfeljebb 180 g-vel, 10 percig, 4–10 °C közötti hőmérsékleten) vagy vákuumszűréssel (40–100 µm) a szűrőt további (10 ml) kivonópufferrel átmosva (3. függelék).
Concentrate the bacterial fraction by centrifugation at 7000 g for 15 minutes (or 10000 g for 10 minutes) at a temperature between 4 to 10 °C and discard the supernatant without disturbing the pellet.
Koncentráljuk a baktérium frakciót 7000 g-vel 15 percig (vagy 10000 g-vel 10 percig) tartó centrifugálással 4–10 °C közötti hőmérsékleten, és távolítsuk el a felülúszó folyadékot a üledék felkavarása nélkül.
Resuspend the pellet in 1,5 ml pellet buffer (Appendix 3).
Szuszpendáljuk újra a üledéket 1,5 ml üledék-pufferben (3. függelék).
Use 500 µl to test for C. m. subsp. sepedonicus, 500 µl for Ralstonia solanacearum and 500 µl for reference purposes.
Használjunk 500 µl-t a C. m. subsp. sepedonicus-hoz, 500 µl-t a Ralstonia solanacearum-hoz és 500 µl-t referencia célokra.
Add sterile glycerol to final concentration of 10 to 25 % (v/v) to the 500 µl of the reference aliquot and to the remaining test aliquot, vortex and store at –16 to –24 °C (weeks) or at 68 to –86 °C (months).
Adjunk hozzá steril glicerint, melynek végkoncentrációja 10–25 % (v/v), a referencia mennyiség 500 µl-éhez és a fennmaradó vizsgálati mennyiséghez, Vortex-szel keverjük össze, és tároljuk –16 és –24 °C között (hetekig) vagy –68 és –86 °C között (hónapokig).
Preserve the test aliquots at 4 to 10 °C during testing.
A vizsgálat során a vizsgálati aliquotokat 4–10 °C-on tartsuk.
Repeated freezing and thawing is not advisable.
A többszöri lefagyasztás és felengedés nem ajánlott.
If transport of the extract is required, ensure delivery in a cool box within 24 to 48 hours.
Ha szükséges a kivonat szállítása, akkor biztosítsuk, hogy a szállítás hűtőtáskában történjen 24–48 órán belül.
It is imperative that all C. m. subsp. sepedonicus positive controls and samples are treated separately to avoid contamination.
Rendkívül fontos, hogy az összes C. m. subsp. sepedonicus pozitív kontrollt és mintát külön kezeljük a fertőzés elkerülése érdekében.
This applies to IF slides and to all tests.
Ez vonatkozik az IF-lemezekre és minden vizsgálatra.
For detection of latent C. m. subsp. sepedonicus populations it is advised to test composite samples.
A látens C. m. subsp. sepedonicus populációk kimutatásához összetett minták vizsgálata ajánlott.
The procedure can be conveniently applied for composite samples of up to 200 stem parts.
Az eljárás könnyen alkalmazható a legfeljebb 200 szárdarabból álló összetett mintákra.
(Where surveys are performed they should be based on a statistically representative sample of the plant population under investigation.)
(Amennyiben vizsgálatokat végzünk, azoknak a vizsgálat alatt álló növénypopuláció statisztikailag reprezentatív mintáján kell alapulniuk.)
With a clean disinfected knife or pruning shears, remove a 1 to 2 cm segment from the base of each stem, just above the soil level.
Tiszta, fertőtlenített késsel vagy metszőollóval távolítsunk el egy 1–2 cm-es darabot mindegyik szár tövéből közvetlenül a földfelszín felett.
Disinfect stem segments briefly with ethanol 70 % and immediately blot dry on tissue paper.
Fertőtlenítsük rövid ideig a szádarabokat 70 %-os etil-alkohollal, és itatóspapíron azonnal itassuk szárazra azokat.
Collect stem segments in a closed sterile container according to the following sampling procedures:
Gyűjtsük a szárdarabokat egy zárt és steril tartályban a következő mintavételi eljárásoknak megfelelően:
Process the stem segments by one of the following procedures: either,
Dolgozzuk fel a szárdarabokat az alábbi eljárások egyikével:
process immediately. By crushing the segments in a strong maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba) with an appropriate volume of extraction buffer (Appendix 3) using a rubber mallet or appropriate grinding apparatus (e.g. Homex).
Azonnal dolgozzuk fel a darabokat erős macerációs tasakban (pl. Stomacher vagy Bioreba) történő összezúzás útján megfelelő mennyiségű kivonópuffer hozzáadásával (3. függelék) gumikalapács vagy megfelelő zúzóberendezés (pl. Homex) felhasználásával.
If this is not possible, store the stem segments refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Ha ez nem lehetséges, tároljuk a szárdarabokat hűtve legfeljebb 72 órán át, vagy legfeljebb 24 órán át szobahőmérsékleten.
Decant the supernatant after settling for 15 minutes.
Fejtsük le a felülúszó folyadékot 15 perces ülepítés után.
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in section 3.1.4 to 3.1.6.
A kivonat további ülepítése vagy a baktérium frakció koncentrálása általában nem szükséges, de szűréssel és/vagy centrifugálással elérhető a 3.1.4–3.1.6. szakaszban leírtak szerint.
Divide the neat or concentrated sample extract into 2 equal parts.
Osszuk a híg vagy koncentrált mintakivonatot két egyenlő részre.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months) in case further testing is required.
Az egyik felét tartsuk 4–10 °C között a vizsgálat során, a másik felét pedig tároljuk 10–25 % (v/v) steril glicerinben –16 és –24 °C között (hetekig) vagy –68 és –86 °C között (hónapokig), arra az esetre, ha további vizsgálatokat kell végezni.
The use of the IF test as the principal screening test is recommended because of its proven robustness to achieve the required thresholds.
Az IF-teszt elsőszámú szűrővizsgálatként történő használata ajánlott, mivel bizonyított megbízhatósága a szükséges küszöbértékek elérésében.
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Amennyiben az IF-tesztet használjuk elsőszámú szűrővizsgálatként, és az IF eredménye pozitív, második szűrővizsgálatként el kell végezni az izolálási, a PCR-vagy a FISH-vizsgálatot.
When the IF test is used as the second screening test and the IF reading is positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the analysis.
Amennyiben az IF-tesztet második szűrővizsgálatként használjuk, és az IF eredménye pozitív, további vizsgálatra van szükség a folyamatábrának megfelelően az elemzés befejezéséhez.
Always use a polyclonal antibody, when the IF test is used as the principal screening test.
Mindig poliklonális ellenanyagot használjunk, ha az IF-tesztet használjuk elsőszámú szűrővizsgálatként.
In case of a positive IF reading with a polyclonal antibody further screening of the sample with a monoclonal antibody may provide more specificity but can be less sensitive.
Abban az esetben, ha az IF leolvasás pozitív egy poliklonális ellenanyaggal, a minta további szűrése egy monoklonális ellenanyaggal specifikusabb eredményt adhat, de kisebb lehet az érzékenység.
Use antibodies to a reference strain of C. m. subsp. sepedonicus.
A C. m. subsp. sepedonicus egyik referenciatörzsének ellenanyagát használjuk.
It is recommended that the titre is determined for each new batch of antibodies.
Ajánlott a titert minden egyes új ellenanyag-tételre meghatározni.
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of C. m. subsp. sepedonicus and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer's recommendations.
A titer úgy van definiálva, hogy az a legmagasabb hígítás, melyen optimális reakció megy végbe a C. m. subsp. sepedonicus homológ törzsének 105–106 sejt/ml-es szuszpenziója vizsgálatánál a megfelelő fluoreszcein-izotiocianát (FITC) konjugátumnak a gyártó ajánlásai szerint történő felhasználása esetén.
The crude polyclonal or monoclonal antibodies should have an IF titre of at least 1:2000.
A nyers poliklonális vagy monoklonális ellenanyagoknak legalább 1:2000-es IF-titerűnek kell lenniük.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) (WD) close to or at the titre.
A vizsgálat során az ellenanyagokat a titerhez közeli vagy azzal megegyező munkahígítás(ok)ban (WD) kell használni.
Use validated antibodies (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Használjunk validált ellenanyagokat (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The test should be performed on freshly-prepared sample extracts.
A vizsgálatot frissen készített mintakivonatokon kell elvégezni.
If necessary, it can be successfully performed on extracts stored at –68 to –86 °C under glycerol.
Szükség esetén sikeresen elvégezhető –68 és –86 °C között glicerin alatt tárolt kivonatokon.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and resuspension in an equal volume of pellet buffer.
A glicerin 1 ml üledékpuffer hozzáadásával (4. függelék) eltávolítható a mintáról, újracentrifugálás 15 percen át 7000g-vel, és újraszuszpendálás azonos térfogatú üledékpufferben.
This is often not necessary, especially if slides samples are fixed to the slides by flaming (see 2.2).
Ez gyakran nem szükséges, különösen, ha a mintalemezeken a mintákat láng segítségével a lemezekhez rögzítjük (lásd 2.2).
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2, and optionally in buffer.
Készítsünk külön pozitív kontroll-lemezeket a homológ törzsből vagy a C. m. subsp. sepedonicus bármely más referenciatörzséből, burgonyakivonatban – a 2. függelékben leírtak szerint – és szabadon választhatóan pufferben szuszpendálva.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilization or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Természetes úton fertőződött (liofilizálással vagy –16 és –24 °C közötti fagyasztással fenntartott) szövetet kell használni – amennyiben lehetséges – hasonló kontrollként ugyanazon a lemezen.
As negative controls, use aliquots of sample extract which previously tested negative.
Negatív kontrollként olyan mintakivonatokat lehet használni, melynek korábbi vizsgálata negatív eredményt hozott.
Use multiwell microscope slides with preferably 10 windows of at least 6 mm diameter.
Használjunk több mintahelyes tárgylemezeket lehetőleg 10 darab, legalább 6 mm átmérőjű ablakkal.
Test control material in an identical manner as the sample(s).
A kontrollanyagot a mintával/mintákkal azonos módon vizsgáljuk.
Prepare the test slides by one of the following procedures:
A tesztlemezeket a következő eljárások egyikével készítsük el:
For pellets with relatively little starch sediment:
i. Viszonylag kevés keményítő üledéket tartalmazó üledékek esetén:
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Pipettázzunk egy kimért, meghatározott térfogatot (15 µl megfelelő a 6 mm-es ablakátmérőhöz – nagyobb ablakokhoz használjunk arányosan nagyobb térfogatot) az újraszuszpendált burgonyaüledék 1/100 hígításából az első ablakra.
Subsequently pipette a similar volume of undiluted pellet (1/1) onto the remaining windows on the row.
Ezután pipettázzunk hasonló térfogatot a hígítatlan üledékből (1/1) a sor fennmaradó ablakaira.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 1.
A második sor használható ismétlésként vagy egy második mintaként, amint azt az 1. ábra mutatja.
For other pellets:
Egyéb üledékek esetén:
Prepare decimal dilutions (1/10 and 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
Készítsünk tízes hígítási sorozatot (1/10, 1/100) az újraszuszpendált üledékből üledékpufferben.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Pipettázzunk egy meghatározott térfogatot (15 µl megfelelő a 6 mm-es ablakátmérőhöz – nagyobb ablakokhoz használjunk arányosan nagyobb térfogatot) az újraszuszpendált üledékből és mindegyik hígításból az ablakok egy sorára.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 2.
A második sor használható ismétlésként vagy egy második mintaként, amint azt a 2. ábra mutatja.
Dry the droplets at ambient temperatures or by warming at temperature of 40 to 45 °C.
Szárítsuk a cseppeket szobahőmérsékleten vagy 40–45 °C-os hőmérsékletre történő melegítéssel.
Fix the bacterial cells to the slide either by heating (15 minutes at 60 °C), flaming, with 95 % ethanol or according to specific instructions from the suppliers of the antibodies.
Rögzítsük a baktériumsejteket a lemezhez hevítéssel (15 percig 60 °C-on), lelángolással vagy 95 %-os etil-alkohollal, vagy az ellenanyagok szállítójának specifikus útmutatása szerint.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of 3 months) prior to further testing.
Szükség esetén a rögzített lemezeket ezután egy száraz dobozban fagyasztva lehet tárolni a szükséges ideig (legfeljebb 3 hónapig) a további vizsgálatok elvégzését megelőzően.
IF procedure:
IF-eljárás
According to test slide preparation in 4.1(i):
i. A 4.1. i. pontban leírt tesztlemez-készítési eljárás szerint:
Prepare a set of twofold dilutions of the antibody in IF buffer.
Készítsünk egy sorozatot a kétszeres hígításokból.
The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Az első mintahely tartalmazza a titer 1/2-ét (T/2), a többi a titer 1/4-ét (T/4), a titer 1/2-ét (T/2), a titert (T) és a titer kétszeresét (2T).
According to test slide preparation in 4.1(ii):
A 4.1. ii. pontban leírt tesztlemez-készítési eljárás szerint:
Prepare the working dilution (WD) of the antibody in IF buffer.
Készítsük el az ellenanyag munkahígítását (WD) IF-pufferben.
The working dilution affects the specificity.
A munkahígítás befolyásolja a specifikusságot.
Sample 1
minta
Duplicate of sample 1 or sample 2
Az 1. minta ismétlése vagy 2. minta
Preparation of the test slide according to 4.1(ii) and 4.3(ii)
ábra A tesztlemez elkészítése a 4.1. ii. és a 4.3. ii. pont szerint
Working dilution of antiserum/antibody
Az antiszérum/ellenanyag munkahígítása
empty
üres