natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Decimal dilution of resuspended pellet
Az újraszuszpendált üledék tizedes hígítása
Arrange the slides on moist paper.
Rendezzük el a tesztlemezeket nedves papíron.
Cover each test window completely with the antibody dilution(s).
Borítsuk a tesztablakokat teljesen az ellenanyag hígításával (hígításaival).
The volume of antibody applied on each window must be at least the volume of extract applied.
Az ablakokra felvitt ellenanyag térfogatának legalább akkorának kell lennie, mint az alkalmazott kivonat térfogata.
The following procedure should be carried out in the absence of specific instructions from the suppliers of the antibodies:
A következő eljárást abban az esetben kell elvégezni, ha az ellenanyagok szállítója nem szolgáltatott specifikus útmutatásokat:
Incubate the slides on moist paper under a cover for 30 minutes at ambient temperature (18 to 25 °C).
Lefedve inkubáljuk a tesztlemezeket nedves papíron 30 percig szobahőmérsékleten (18–25 °C).
Shake the droplets off each slide and rinse carefully with IF buffer.
Rázzuk le a cseppeket a tesztlemezekről, és gondosan öblítsük le azokat IF-pufferrel.
Wash by submerging for 5 minutes in IF buffer-Tween (Appendix 3) and subsequently for 5 minutes in IF buffer.
Alámerítve mossuk 5 percig IF-puffer-Tween-ben (4. függelék), és ezt követően IF-pufferben.
Avoid causing aerosols or droplet transfer that could result in cross-contamination.
Kerüljük el az aeroszolok vagy cseppek átvitelét, ami keresztbefertőződéshez vezethet.
Carefully remove excess moisture by blotting gently.
Gondosan távolítsuk el a felesleges nedvességet gyengéd felitatással.
Cover the test windows with the dilution of FITC conjugate used to determine the titre.
Borítsuk a tesztablakokat a FITC konjugátumnak a titer meghatározásához használt hígításával.
The volume of conjugate applied on the windows must be identical to the volume of antibody applied.
Az ablakokra felvitt konjugátum térfogatának meg kell egyeznie az alkalmazott ellenanyag térfogatával.
Shake the droplets of conjugate off the slide.
Rázzuk le a konjugátum cseppeket a tesztlemezről.
Rinse and wash as before (4.3.3).
Öblítsük és mossuk el a korábbiak szerint (4.3.3.).
Carefully remove excess moisture.
Gondosan távolítsuk el a felesleges vizet.
Pipette 5 to 10 µl of 0,1M phosphate-buffered glycerol (Appendix 3) or a commercially antifading mountant on each window and apply a coverslip.
Pipettázzunk 5–10 µl 0,1 M foszfátpufferes glicerint (3. függelék) vagy valamilyen kereskedelmi forgalomban kapható fedő oldatot minden egyes ablakra, és helyezzünk fel fedőlemezt.
Reading the IF test:
Az IF-teszt leolvasása:
Examine test slides on an epifluorescence microscope with filters suitable for excitation of FITC, under oil or water immersion at a magnification of 500 to 1000.
Tanulmányozzuk a tesztlemezeket epifluoreszcens mikroszkóppal az FITC gerjesztésére alkalmas szűrőkkel, víz- vagy olajimmerzió mellett, 500–1000-szeres nagyításban.
Scan windows across two diameters at right angles and around the perimeter.
Alaposan vegyük szemügyre az ablakokat két egymásra merőleges átmérőjük és a kerületük mentén.
For samples showing no or low number of cells observe at least 40 microscope fields.
Azon minták esetében, amelyekben egyáltalán nem vagy csak kis számban mutatkoznak sejtek, legalább 40 mikroszkóp látómezőt vizsgáljunk meg.
Check the positive control slide first.
Először a pozitív kontroll-lemezt ellenőrizzük.
Cells must be bright fluorescent and completely stained at the determined antibody titre or working dilution.
A sejteknek fényesen kell fluoreszkálniuk, és teljes mértékű festődést kell mutatniuk a meghatározott ellenanyag titeren vagy a munkahígításon.
The IF test (section 4) must be repeated if the staining is aberrant.
Az IF-tesztet (4. szakasz) meg kell ismételni, ha a festődés rendellenes.
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of C. m. subsp. sepedonicus in the test windows of the test slides (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Tanulmányozzuk a C. m. subsp. sepedonicus élénken fluoreszkáló, jellegzetes morfológiájú sejtjeit a tesztlemezek tesztablakaiban (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The fluorescence intensity must be equivalent or better to the positive control strain at the same antibody dilution.
A fluoreszcencia intenzitásának meg kell egyeznie a pozitív kontroll-törzs által ugyanazon ellenanyag-hígításnál adottal.
Cells with incomplete staining or with weak fluorescence must be disregarded.
A tökéletlen festődésű vagy gyengén fluoreszkáló sejteket nem szabad figyelembe venni.
If any contamination is suspected the test must be repeated.
Ha bármilyen fertőzés gyanúja felmerül, a vizsgálatot meg kell ismételni.
This may be the case when all slides in a batch show positive cells due to the contamination of buffer or if positive cells are found (outside of the slide windows) on the slide coating.
Ilyen eset lehet, amikor egy tételben minden tesztlemez pozitív sejteket mutat a puffer fertőződésének következtében, vagy amikor pozitív sejtekre bukkanunk (a tesztablakokon kívül) a tesztlemez bevonatán.
There are several problems inherent to the specificity of the immunofluorescence test.
Sok olyan probléma létezik, amely az immunfluoreszcenciás vizsgálat specifikusságából adódik.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. sepedonicus are likely to occur in potato heel end core and stem segment pellets.
Az atipikus morfológiájú fluoreszkáló sejtek háttér-populációi és a keresztbe reagáló szaprofita baktériumok, melyek mérete és morfológiája hasonló a C. m. sepedonicus-éhoz, valószínűleg előfordulnak a burgonyagumó köldökrészéből vett darabokból és a szár darabjaiból készített üledékben.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology at the titre or working dilution of the antibodies as in 4.3.
Csak a jellemző méretű és morfológiájú, az ellenanyagok titerén vagy munkahígításán fluoreszkáló sejteket vegyük figyelembe, ahogy a 4.3. pontnál.
Interpretation of the IF reading:
Az IF eredményének kiértékelése:
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 4).
Ha találunk élénken fluoreszkáló, jellegzetes morfológiájú sejteket, becsüljük meg a jellemző sejtek átlagos számát mikroszkóp látómezőnként, és számoljuk ki a jellemző sejtek számát az újraszuszpendált üledék 1 ml-ére (4. függelék).
The IF reading is positive for samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet.
Az IF-teszt eredménye pozitív azon minták esetében, amelyek 1 ml újraszuszpendált üledékben legalább 5×103 jellemző sejtet tartalmaznak.
The sample is considered potentially contaminated. and further testing is required.
Az ilyen minta potenciálisan fertőzöttnek minősül, és további vizsgálatok elvégzése szükséges.
The IF reading is negative for samples with less than 5 × 103 cells per ml resuspended pellet and the sample is considered negative.
Az IF-teszt eredménye negatív azon minták esetében, amelyek 1 ml újraszuszpendált üledékben kevesebb, mint 5×103 sejtet tartalmaznak, és az ilyen minta negatívnak minősül.
Further testing is not required.
További vizsgálatok elvégzése nem szükséges.
FISH TEST
FISH-TESZT
When the FISH test is used as the first screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Amennyiben a FISH-tesztet használjuk első szűrővizsgálatként és pozitívnak bizonyul, akkor el kell végezni az izolálási eljárást vagy az IF-tesztet kötelező második szűrővizsgálatként.
When the FISH test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Amennyiben a FISH-tesztet második szűrővizsgálatként használjuk, és pozitívnak bizonyul, akkor a diagnosztizálás befejezéséhez további vizsgálat szükséges a folyamatábrának megfelelően.
Use validated C. m. subsp. sepedonicus-specific oligo-probes (Appendix 7).
Használjunk validált C. m. subsp. sepedonicus-specifikus oligopróbákat (7. függelék).
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of at least 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Az ezzel a módszerrel végzett előzetes vizsgálatnak lehetővé kell tennie a korábban negatívnak vizsgált mintakivonathoz adott legalább 103–104/ml C. m. subsp. sepedonicus sejt reprodukálható kimutatását.
The following procedure should preferably be performed on freshly prepared sample extract but can also be successfully performed on sample extract that has been stored under glycerol at –16 to –24 °C or –68 to –86 °C.
A következő eljárást lehetőleg frissen készült mintakivonaton kell elvégezni, de sikeresen elvégezhető glicerinoldatban –16 és –24 °C vagy –68 és –86 °C között tárolt mintakivonaton.
As negative controls, use aliquots of sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. sepedonicus.
Negatív kontrollként használjuk a korábban C. m. subsp. sepedonicus-ra negatívnak vizsgált mintakivonatot.
As positive controls prepare suspensions containing 105 to 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus (e.g. strain NCPPB 4053, or PD 406) in 0,01M phosphate buffer (PB) from a three to five day culture (preparation see Appendix 2).
Pozitív kontrollnak készítsünk szuszpenziót, amely 105–106/ml 3–5 napos tenyészetből származó C. m. subsp. sepedonicus sejtet (pl. NCPPB 4053, vagy PD 406 törzs) tartalmaz 0,01M foszfát-pufferben (PB) (elkészítését lásd a 2. függelékben).
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2.
Készítsünk külön pozitív kontroll lemezeket a homológ törzsből vagy a C. m. subsp. sepedonicus bármely más referenciatörzséből, burgonyakivonatban szuszpendálva, a 2. függelékben meghatározottak szerint.
The use of the FITC-labelled eubacterial oligo-probe offers a control for the hybridisation process, since it will stain all eubacteria that are present in the sample.
A FITC-vel címkézett eubakteriális oligo-teszt használata biztosítja a hibridizáció folyamatának ellenőrzését, mivel megfesti a mintában jelen levő összes eubaktériumot.
Potato extract fixation
A burgonyakivonat fixálása
Prepare fixative solution (see Appendix 7).
Készítsünk fixálóoldatot (lásd a 7. függeléket).
Pipette 100 µl of each sample extract into an Eppendorf tube and centrifuge for eight min at 7000 g.
Pipettázzunk 100 µl-t mindegyik mintakivonatból egy Eppendorf-csőbe, és centrifugáljuk 8 percig 7000 g-vel.
Remove the supernatant and dissolve the pellet in 500 µl of fixative prepared < 24 hours previously.
Távolítsuk el a felülúszó folyadékot, és oldjuk fel a üledéket 500 µl fixálóban, melyet kevesebb, mint 24 órával korábban készítettünk.
Vortex and incubate overnight at 4 °C.
Vortex-szeljük, és inkubáljuk egy éjszakán át 4 °C-on.
An alternative fixative is 96 % ethanol.
Egy alternatív fixáló a 96 %-os etil-alkohol.
To use this dissolve the pellet from step 5.1.2 in 50 µl 0,01M PB and 50 µl 96 % ethanol.
Ennek használatakor oldjuk fel a üledéket az 5.1.2. lépéstől 50 µl 0,01M PB-ben, és 50 µl 96 %-os etil-alkoholban.
Vortex mix and incubate at 4 °C for 30 to 60 minutes.
Vortex-szel keverjük össze, és inkubáljuk 4 °C-on 30-60 percig.
Centrifuge for 8 min. at 7000 g, remove the supernatant and resuspend the pellet in 75 µl 0,01M PB (see Appendix 3).
Centrifugáljuk 8 percig 7000 g-vel, távolítsuk el a felülúszó folyadékot, és szuszpendáljuk újra a üledéket 75 µl 0,01 M PB-ben (lásd a 3. függeléket).
The remaining sample solution (49 µl) can be stored at –20 °C after addition of 1 volume of 96 % ethanol.
A maradék mintaoldatot (49 µl) tárolhatjuk –20 °C-on 1 térfogatnyi 96 %-os etil-alkohol hozzáadása után.
In case the FISH assay requires repeating, remove the ethanol by centrifugation and add an equal volume of 0,01M PB (mix by vortexing).
Abban az esetben, ha a FISH-tesztet meg kell ismételni, távolítsuk el az etil-alkoholt centrifugálással, és adjunk a mintaoldathoz azonos térfogatnyi 0,01 M PB-t (keverjük össze vortex-szeléssel).
Blank
vak
Sample 2
minta
window 1
ablak
window 2
ablak
window 3
ablak
window 4
ablak
window 5
ablak
window 6
ablak
window 7
ablak
window 8
ablak
window 9
ablak
window 10
ablak
Coverslip 1
fedőlemez
Coverslip 2
fedőlemez
Air-dry the slides (or on slide dryer at 37 °C) and fix them by flaming.
Levegőn szárítsuk meg a lemezeket (vagy lemezszárítón, 37 °C-on), és rögzítsük azokat lelángolással.
At this stage the procedure may be interrupted and the hybridisation continued the following day.
Ezen a ponton az eljárást félbeszakíthatjuk, és a hibridizációval másnap folytathatjuk.
Slides should be stored dust-free and dry at room temperature.
A lemezeket pormentesen és szárazon kell tárolni szobahőmérsékleten.
Pre-hybridisation and hybridisation
Elő-hibridizáció és hibridizáció
Prepare a lysozyme solution containing 10 mg lysozyme (Sigma L–6876) in 10 ml buffer (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH8.0).
Készítsünk lizozim oldatot, amely 10 mg lizozimet (Sigma L-6876) tartalmaz 10 ml pufferben (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH 8,0).
This solution can be stored but it should only be freeze-thawed once.
Ezt az oldatot lehet tárolni, de csak egyszer szabad lefagyasztani/felengedni.
Cover each sample well with approximately 50 µl of lysozyme solution and incubate for 10 minutes at room temperature.
Öntsünk mindegyik ablakra hozzávetőleg 50 µl lizozim oldatot, és inkubáljuk 10 percig szobahőmérsékleten.
Then dip the slides in demineralised water, once only and dry with filter paper.
Majd mártsuk a lemezeket ásványtalanított vízbe, csak egyszer és szárítsuk meg azokat szűrőpapírral.
Alternatively, instead of lysozyme add 50 µl of 40 to 400µg ml–1 proteinase K in buffer (20 mM Tris-HCl, 2 mM CaCl2, pH 7,4) to each well and incubate at 37 °C for 30 minutes.
Egy másik lehetőség, hogy a lizozim helyett 50 µl 40–400µg ml-1 proteináz-K-t adunk hozzá pufferben (20 mM Tris-HCl, 2 mM CaCl2, pH 7,4) mindegyik ablakra, és inkubáljuk 37 °C-on 30 percig.
Dehydrate the cells in a graded ethanol series of 50 %, 80 % and 96 % for one minute each.
Dehidratáljuk a sejteket egy fokozatos –50, 80 és 96 %-os – etil-alkohol sorozatban, mindegyikben 1 percig.
Air dry the slides in a slide-holder.
Levegőn hagyjuk megszáradni a lemezeket egy lemeztartóban.
Prepare a moist incubation chamber by covering the bottom of an air-tight box with tissue or filter paper soaked in 1x hybmix (Appendix 7).
Készítsünk egy nedves inkubációs kamrát úgy, hogy egy légmentesen záródó doboz aljára 1x hibmix-be (7. függelék) áztatott itatós- vagy szűrőpapírt terítünk.
Pre-incubate the box in the hybridisation oven at 55 °C for at least 10 minutes.
Végezzük el a doboz előinkubálását a hibridizációs kemencében 55 °C-on legalább 10 percig.
Prepare the hybridisation solution (Appendix 7) allowing 45 µl per slide, and preincubate for five minutes at 55 °C.
Készítsük el a hibridizációs oldatot (7. függelék), 45 µl jusson lemezenként, és végezzünk előinkubálást 5 percig 55 °C-on.
Place slides on a hot plate at 45 °C and apply 10 µl of hybridization solution to each of the four wells on the slide(s).
Helyezzük a lemezeket fűtőlapra 45 °C-on, és vigyünk 10 µl hibridizációs oldatot a lemezen/lemezeken lévő mind a 4 vájulatba.
Apply two coverslips (24 × 24 mm) to each slide without trapping air.
Tegyünk 2 fedőlemezt (24 × 24 mm) mindegyik lemezre a levegő beszorítása nélkül.
Place the slides in the pre-warmed moist chamber and hybridise overnight in the oven at 55 °C in the dark.
Helyezzük a lemezeket az előmelegített nedves kamrába, majd hibridizáljuk azokat egy éjszakán át a kemencében 55 °C-on sötétben.
Prepare three beakers containing 1 l of Ultra pure water (UPW), 1 l of 1x hybmix (334 ml 3x hybmix and 666 ml UPW) and 1 l of 1/2x hybmix (167 ml 3x hybmix and 833 ml UPW).
Készítsünk el 3 főzőpoharat, melyek 1 l ultra tiszta vizet (UPW), 1 l 1x hibmix-et (334 ml 3x hibmix és 666 ml UPW) és 1 l 1/2x hibmix-et (167 ml 3x hibmix és 833 ml UPW) tartalmaznak.
Pre-incubate each in a waterbath at 55 °C.
Végezzük el az elő-inkubációjukat vízfürdőben 55 °C-on.
Remove the coverslips from the slides and place the slides in a slide holder.
Vegyük le a fedőlemezeket a lemezekről, és helyezzük a lemezeket egy lemeztartóba.
Wash away excess probe by incubation for 15 mins. in the beaker with 1x hybmix at 55 °C.
Mossuk ki a felesleges próbát a főzőpohárban 1x hibmix-szel 55 °C-on történő, 15 percig tartó inkubálással.
Transfer the slide holder to 1/2 hybmix washing solution and incubate for a further 15 mins.
Vigyük át a lemeztartót 1/2 hibmix mosóoldatba, és inkubáljuk további 15 percig.
Dip the slides briefly in UPW and place them on filter paper.
Mártsuk a lemezeket rövid időre UPW-be, és tegyük őket szűrőpapírra.
Remove excess moisture by covering the surface gently with filter paper.
Távolítsuk el a felesleges nedvességet a felszínük szűrőpapírral történő óvatos leitatással.
Pipette 5 to 10 μl of anti-fading mountant solution (e.g. Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA or equivalent) on each window and apply a large coverslip (24 × 60 mm) over the whole slide.
Pipettázzunk 5–10μl fedőoldatot (pl. Vectashield-et, Vecta Laboratories, CA, USA vagy azzal egyenértékűt) mindegyik ablakra, és takarjuk le egy nagyméretű fedőlemezzel (24 x 60 mm) az egész lemezt.
Reading the FISH test
A FISH-teszt leolvasása
Using a filter for tetramethylrhodamine-5-isothiocyanate, Cy3-stained cells of C. m. subsp. sepedonicus appear fluorescent red.
Fluoreszcein-izotiocianáthoz (FITC) használható szűrővel a mintában lévő eubakteriális sejtek (beleértve a legtöbb gram-negatív sejtet) zölden fluoreszkálnak, Tetrametilrodamin-5-izotiocianáthoz használható szűrővel a C. m. subsp. sepedonicus Cy3-mal festett sejtjei vörösen fluoreszkálnak.
Compare cell morphology with that of the positive controls.
Hasonlítsuk össze a sejtmorfológiát a pozitív kontrollokéval. A sejteknek élénken kell fluoreszkálniuk, és teljesen meg kell festődniük.
Cells must be bright fluorescent and completely stained The FISH test (section 9.4) must be repeated if the staining is aberrant.
A FISH-tesztet (9.4. szakasz) meg kell ismételni, ha a festődés rendellenes.
The fluorescence intensity must be equivalent or better than that of the positive control strain.
A fluoreszkálás intenzitásának meg kell egyeznie, vagy erősebbnek kell lennie a pozitív kontroll törzsénél.
There are several problems inherent to the specificity of the FISH test.
Sok olyan probléma létezik, amely a FISH-teszt specifikusságából adódik.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. subsp. sepedonicus may occur, although much less frequent than in the IF test, in potato heel end core and stem segment pellets.
Az atipikus morfológiájú fluoreszkáló sejtek háttér-populációi és a keresztbe reagáló szaprofita baktériumok, melyek mérete és morfológiája hasonló a C. m. subsp. sepedonicus-éhoz, előfordulhatnak – bár sokkal ritkábban, mint az IF-tesztnél – a burgonyagumó köldökrészéből vett darabokból és a szár darabjaiból készített üledékben.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology, see in 5.3.2.
Csak a jellemző méretű és morfológiájú, fluoreszkáló sejteket vegyük figyelembe, lásd az 5.3.2. pontban.
Interpretation of the FISH test result:
A FISH-teszt eredményének kiértékelése:
Valid FISH test results are obtained if bright green fluorescent cells of size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are observed using the FITC filter and if bright red fluorescent cells using the rhodamine filter in all positive controls and not in any of the negative controls.
i. A FISH-teszt eredménye akkor érvényes, ha a C. m. subsp. sepedonicus-ra jellemző méretű és morfológiájú, élénkzölden fluoreszkáló sejtek figyelhetők meg FITC-szűrő használatával és élénkvörösen fluoreszkáló sejtek a rodamin-szűrő használatával az összes pozitív kontrollnál, viszont a negatív kontrollok egyikénél sem.
Samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered potentially contaminated.
Azok a minták, amelyek legalább 5×103 jellemző sejtet tartalmaznak az újraszuszpendált üledék 1 ml-ében potenciálisan fertőzöttnek tekinthetők.
Further testing is required.
További vizsgálat szükséges.
Samples with less than 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered negative.
Azok a minták, amelyek kevesebb, mint 5×103 jellemző sejtet tartalmaznak az újraszuszpendált üledék 1 ml-ében negatívnak tekinthetők.
The FISH test is negative if bright red fluorescent cells with size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are not observed using the rhodamine filter, provided that typical bright red fluorescent cells are observed in the positive control preparations when using the rhodamine filter.
A FISH-teszt negatív, ha a C. m. subsp. sepedonicus-ra jellemző méretű és morfológiájú, élénkvörösen fluoreszkáló sejtek nem figyelhetők meg rodamin-szűrő használatával, feltéve, hogy jellemző, élénkvörösen fluoreszkáló sejtek figyelhetők meg a pozitív kontrollkészítményekben rodamin-szűrő használatával.
Principles
Az alapelvek
When the PCR test is used as the principal screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Amennyiben a PCR-tesztet elsőszámú szűrővizsgálatként használjuk, és pozitívnak bizonyul, akkor el kell végezni az izolálási vizsgálatot vagy az IF-tesztet második, kötelező szűrővizsgálatként.
When the PCR test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Amennyiben a PCR-tesztet második szűrővizsgálatként használjuk, és pozitívnak bizonyul, további vizsgálatra van szükség a folyamatábrának megfelelően a diagnosztizálás befejezéséhez.
Full exploitation of this method as principal screening test is only recommended when specialised expertise has been acquired.
E módszer elsőszámú szűrővizsgálatként történő teljes körű felhasználása csak akkor ajánlott, ha a szükséges specifikus szakmai ismeretek elsajátításra kerültek.
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Az e módszerrel végzett előzetes vizsgálatnak lehetővé kell tennie a korábbi vizsgálatok szerint negatív mintakivonatokhoz adott 103–104/ml C. m. subsp. sepedonicus sejt reprodukálható kimutatását.
Optimisation experiments may be required to achieve maximum levels of sensitivity and specificity in all laboratories.
Optimalizálási kísérletekre lehet szükség a maximális érzékenység és specifikusság eléréséhez minden laboratóriumban.
Use validated PCR reagents and protocols.
Használjunk validált PCR reagenseket és protokollokat.
Preferably select a method with an internal control.
Lehetőleg belső kontrollal rendelkező módszert válasszunk.
Use appropriate precautions to avoid contamination of sample with target DNA.
Tegyük meg a megfelelő óvintézkedéseket annak érdekében, hogy elkerüljük a minta befertőződését a cél DNS-sel.
The PCR test should be performed by experienced technicians, in dedicated molecular biology laboratories, in order to minimise the possibility of contamination with target DNA.
A PCR-tesztet gyakorlott technikusoknak kell végezniük erre szolgáló molekuláris biológiai laboratóriumokban, hogy minimalizáljuk a cél DNS-sel való fertőződés veszélyét.
Negative controls (for DNA extraction and PCR procedures) should always be handled as final samples in the procedure, to make evident whether any carry over of DNA has occurred.
A negatív kontrollokat mindig (DNS-kivonás és PCR) úgy kell kezelni, mint végső mintákat az eljárás során, hogy nyilvánvaló legyen, vajon történt-e DNS átvitel.
The following negative controls should be included in the PCR test:
A következő negatív kontrollokat kell alkalmazni a PCR-tesztnél: