natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Bacteria may ooze from cut vascular tissues or form threads of slime if the cut stem is placed vertically in water, even in the absence of wilting symptoms.
Baktériumnyálka szivároghat az elvágott edénynyaláb-szövetekből, vagy nyálkafonalakat képezhet, ha az elvágott szárat függőlegesen vízbe helyezzük, még a hervadási tünetek hiányában is.
Rapid screening tests may facilitate presumptive diagnosis but are not essential.
A gyors szűrővizsgálatok megkönnyíthetik a vélelmezett diagnózis felállítását, de nem nélkülözhetetlenek.
Use one or more of the following validated tests:
Az alábbi validált vizsgálatok közül egyet vagy többet használjunk:
(See Section VI.A.1.)
(Lásd a VI.A.1. szakaszt)
Detection of poly-ß-hydroxybutyrate (PHB) granules
Poli-β-hidroxibutirát (PHB) szemcsék kimutatása
Characteristic PHB granules in the cells of R. solanacearum are visualised by staining heat-fixed smears of bacterial ooze from infected tissue on a microscope slide with Nile Blue A or Sudan Black (See Section VI.A.2.).
Az R. solanacearum sejtjeiben lévő jellegzetes PHB szemcsék a fertőzött szövetből vett baktériumnyálka tárgylemezre hővel rögzített kenetének níluskék »A« vagy szudánfekete festésével tehetők láthatóvá (Lásd a VI.A.2. szakaszt).
(See Section VI.A.3.)
(Lásd a VI.A.3. szakaszt)
Other tests
Egyéb vizsgálatok
Further appropriate rapid screening tests include the IF test (see Section VI.A.5.), FISH test (see Section VI.A.7.), ELISA tests (see Section VI.A.8.) and PCR tests (see Section VI.A.6).
A további megfelelő gyors szűrővizsgálatok közé tartozik az IF-teszt (lásd: a VI.A.5. szakaszt), a FISH-teszt (lásd a VI.A.7. szakaszt), az ELISA-teszt (lásd: a VI.A.8. szakaszt) és a PCR-teszt (lásd a VI.A.6. szakaszt).
Remove ooze or sections of discoloured tissue from the vascular ring in the potato tuber or from the vascular strands in stems of potato, tomato or other wilting host plants.
Távolítsuk el a nyálkát vagy az elszíneződött szövetet tartalmazó részeket a burgonyagumó edénynyaláb gyűrűjéből, illetve a burgonya-, a paradicsom- vagy egyéb hervadó gazdanövények szárában lévő edénynyaláb-kötegekből.
Suspend in a small volume of sterile distilled water or 50mM phosphate buffer (Appendix 4) and leave for 5 to 10 minutes.
Szuszpendáljuk kis mennyiségű steril desztillált vízben vagy 50 mM foszfátpufferben (4. függelék), és hagyjuk 5–10 percig állni.
Prepare a series of decimal dilutions of the suspension.
Készítsünk a szuszpenzióból tízes léptékű hígítássorozatot.
Transfer 50-100 µl of the suspension and dilutions to a general nutrient medium (NA, YPGA or SPA; see Appendix 2) and/or to Kelman’s tetrazolium medium (Appendix 2) and/or a validated selective medium (e.g. SMSA; see Appendix 2).
Vigyük át a szuszpenzió 50–100 µl-jét és a hígításokat egy általános táptalajra (NA, YPGA vagy SPA; lásd a 2. függeléket) és/vagy a Kelman-féle tetrazóliumos táptalajra (2. függelék) és/vagy egy validált szelektív táptalajra (pl. SMSA; lásd a 2. függeléket).
Spread or streak with an appropriate dilution plating technique.
Szélesztés bottal vagy kaccsal a megfelelő hígításos lemeztenyésztési technika használatával.
If useful, prepare separate plates with a diluted cell suspension of R. solanacearum biovar 2 as a positive control.
Ha hasznosnak ítéljük, készítsünk külön lemezeket a 2. biovariánsba tartozó R. solanacearum higított sejtszuszpenziójával pozitív kontrollnak.
Incubate the plates for two to six days at 28 °C.
Inkubáljuk a lemezeket 2–6 napig 28 °C hőmérsékleten.
On the general nutrient media, virulent isolates of R. solanacearum develop pearly cream-white, flat, irregular and fluidal colonies often with characteristic whorls in the centre.
Az általános táptalajon az R. solanacearum virulens izolátumai gyöngyházfényű, krémfehér, lapos, szabálytalan alakú és folyadékszerű telepeket hoznak létre, középpontjukban gyakran jellegzetes spirálokkal.
Avirulent forms of R. solanacearum form small round non-fluidal, butyrous colonies which are entirely cream-white.
Az R. solanacearum avirulens formái kicsi, kerek, nem folyékony, vajszerű telepeket képeznek, melyek teljes egészükben krémfehérek.
On Kelman’s tetrazolium and SMSA media, the whorls are blood red in colour.
A Kelman-féle tetrazóliumos táptalajon és az SMSA táptalajon a spirálok vérvörös színűek.
Avirulent forms of Ralstonia solanacearum form small round non-fluidal, butyrous colonies which are entirely deep red.
A Ralstonia solanacearum avirulens formái kicsi, kerek, nem folyékony, vajszerű telepeket képeznek, melyek teljes egészükben mélyvörösek.
Tests to confirm identity of presumptive isolates of R. solanacearum are shown in Section VI.B.
Az R. solanacearum vélelmezett izolátumai azonosságának megerősítésére szolgáló vizsgálatok a VI.B. szakaszban kerülnek bemutatásra.
Detailed methods for detection and identification of Ralstonia solanacearum in samples of asymptomatic potato tubers
Részletes módszerek a Ralstonia solanacearum kimutatására és azonosítására tünetmentes burgonyagumó-mintákban
Note:
MEGJEGYZÉS:
The potato extract described below can also be used for detection of the potato ring rot bacterium, Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus.
Az alábbiakban leírt burgonyakivonat felhasználható a burgonya gyűrűs rothadás baktérium, a Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus kimutatására is.
Incubation of samples at 25 to 30 °C, for up to two weeks before testing, to encourage multiplication of any R. solanacearum populations.
Inkubáljuk a mintákat 25–30 °C-on két hétig a vizsgálat előtt az R. solanacearum populációk szaporodásának elősegítése érdekében.
Use appropriate disinfectants (chlorine compounds when PCR-test is to be used in order to remove pathogen DNA) and detergents between each sample.
Megfelelő fertőtlenítőszereket (a PCR-teszt alkalmazása esetén klórvegyületeket a kórokozó DNS-ek eltávolítása céljából) és mosószereket használjunk az egyes minták között.
This washing procedure is particularly useful (but not required) for samples with excess soil and if a PCR-test or direct isolation procedure is to be performed.
Ez a lemosási eljárás különösen akkor hasznos (de nem kötelező), ha a minták földesek, és ha PCR-próbát vagy közvetlen izolálási eljárást kell alkalmazni.
Remove with a clean and disinfected scalpel or vegetable knife the skin at the heel (stolon) end of each tuber so that the vascular tissues become visible.
Távolítsuk el tiszta, fertőtlenített szikével vagy gyümölcskéssel a burgonyagumó köldökrészén a héjat úgy, hogy az edénynyaláb-szövetek láthatóvá váljanak.
Note: Set aside any (rotting) tubers with suspected brown rot symptoms and test separately.
Megjegyzés: Tegyük félre a feltételezett tüneteket mutató (rothadó) burgonyagumókat, és vizsgáljuk azokat külön.
All tubers including those with suspicioussymptoms should be kept according to Annex III.
Minden burgonyagumót, beleértve a gyanús tüneteket mutatókat is, a III. melléklet szerint kell tárolni.
If this is not possible, store them in the container, without addition of buffer, refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Ha ez nem lehetséges, akkor azokat a tartályban kell tárolni, puffer hozzáadása nélkül, hűtött állapotban legfeljebb 72 órán át vagy szobahőmérsékleten legfeljebb 24 órán át vagy
Process the heel end cores by one of the following procedures: either,
dolgozzuk fel a köldökrészből vett darabokat a következő eljárások egyikével:
Homogenise the cores with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 4), either in a blender (e.g. Waring or Ultra Thurax) or by crushing in a sealed disposable maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba strong guage polythene, 150 mm × 250 mm; radiation sterilised) using a rubber mallet or suitable grinding apparatus (e.g. Homex).
Homogenizáljuk a darabokat megfelelő mennyiségű (mintegy 40 ml) kivonópufferrel (4. függelék) aprítógépben (pl. Waring vagy Ultra Thurax), vagy lezárt, egyszer használatos macerációs tasakban (pl. Stomacher vagy Bioreba, erős guage polietilén, 150 mm × 250 mm; sugárzással sterilizált) gumikalapáccsal vagy megfelelő zúzóberendezéssel (pl. Homex) történő összezúzás útján.
Note: The risk of cross-contamination of samples is high when samples are homogenized using a blender.
Megjegyzés: A minták keresztbe fertőződésének nagy a veszélye az aprítógépben történő homogenizálás esetén.
If the PCR test is to be used, avoid carry-over of DNA on containers or grinding apparatus.
A PCR-teszt elvégzésekor, kerüljük el a DNS-ek áthozatalát a tartályokon vagy a zúzóberendezésen.
If excessively cloudy, clarify either by slow speed centrifugation (at not more than 180 g for 10 minutes at a temperature between 4 to 10 °C) or by vacuum filtration (40 to 100 µm), washing the filter with additional (approximately 10 ml) extraction buffer.
Ha nagyon zavaros, derítsük lassú centrifugálással (legfeljebb 180 g-vel, 10 percig, 4–10 °C közötti hőmérsékleten) vagy vákuumszűréssel (40–100 µm) a szűrőt további (10 ml) kivonópufferrel átmosva.
Concentrate the bacterial fraction by centrifugation at 7000 g for 15 minutes (or 10000 g for 10 minutes) at a temperature between 4 to 10 °C and discard the supernatant without disturbing the pellet.
Koncentráljuk a baktérium frakciót 7000 g-vel 15 percig (vagy 10000 g-vel 10 percig) tartó centrifugálással 4–10 °C közötti hőmérsékleten, és távolítsuk el a felülúszó folyadékot a pellet felkavarása nélkül.
Resuspend the pellet in 1.5 ml pellet buffer (Appendix 4).
Szuszpendáljuk újra a pelletet 1,5 ml pellet-pufferben (4. függelék).
Use 500 µl to test for R. solanacearum, 500 µl for Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus and 500 µl for reference purposes.
Használjunk 500 µl-t az R. solanacearum vizsgálatához, 500 µl-t a Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus-hoz és 500 µl-t referencia célokra.
Add sterile glycerol to final concentration of 10 to 25 % (v/v) to the 500 µl of the reference aliquot and to the remaining test aliquot, vortex and store at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months).
Adjunk steril glicerint, melynek végkoncentrációja 10–25 % (v/v), a referencia aliquot 500 µl-éhez és a fennmaradó vizsgálati aliquothoz, Vortex-szel keverjük össze, és tároljuk –16 és –4 °C között (hetekig) vagy –68 és –86 °C között (hónapokig).
It is imperative that all R. solanacearum positive controls and samples are treated separately to avoid contamination.
Rendkívül fontos, hogy az összes R. solanacearum pozitív kontrollt és mintát külön kezeljük a fertőzés elkerülése érdekében.
See Flow chart and description of the tests and optimised protocols in the relevant appendices:
Lásd a folyamatábrát, valamint a vizsgálatok és az optimalizált protokollok leírását a vonatkozó függelékekben:
Selective isolation (see Section VI.A.4.)
Szelektív izoláció (lásd a VI.A.4. szakaszt)
IF test (see Section VI.A.5.)
IF-teszt (lásd a VI.A.5. szakaszt)
PCR tests (see Section VI.A.6.)
PCR-teszt (lásd a VI.A.6. szakaszt)
FISH test (see Section VI.A.7.)
FISH-teszt (lásd a VI.A.7. szakaszt)
ELISA tests (see Section VI.A.8.)
ELISA-teszt (lásd a VI.A.8. szakaszt)
Bioassay (see Section VI.A.9.)
Biológiai vizsgálat (lásd a VI.A.9. szakaszt)
Detailed methods for detection and identification of R. solanacearum in samples of asymptomatic potato, tomato or other host plants
Részletes módszerek az R. solanacearum kimutatására és azonosítására tünetmentes burgonya-, paradicsom- vagy egyéb gazdanövény-mintákban
Note: For detection of latent R. solanacearum populations it is advised to test composite samples.
Megjegyzés: A látens R. solanacearum populációk kimutatásához összetett minták vizsgálata ajánlott.
Where surveys are performed they should be based on a statistically representative sample of the plant population under investigation.
Amennyiben vizsgálatokat végzünk, azoknak a vizsgálat alatt álló növénypopuláció statisztikailag reprezentatív mintáján kell alapulniuk.
Collect 1 to 2 cm stem segments in a closed sterile container according to the following sampling procedures:
Gyűjtsünk 1–2 cm-es szárdarabokat egy zárt és steril tartályban a következő mintavételi eljárásoknak megfelelően:
Other hosts: With a clean disinfected knife or pruning shears, remove a 1 cm segment from the base of each stem, just above the soil level.
Egyéb gazdanövények: Tiszta, fertőtlenített késsel vagy metszőollóval távolítsunk el egy 1 cm-es darabot mindegyik szár tövéből közvetlenül a földfelszín felett.
Pathogen detection will be most reliable during late spring, summer and autumn seasons, although natural infections can be detected all year round in the perennial Solanum dulcamara growing in watercourses.
A kórokozó kimutatása késő tavasszal, nyáron és ősszel lesz a legmegbízhatóbb, bár a természetes fertőzések egész évben kimutathatók az évelő Solanum dulcamara-ban, amely vízfolyásokban nő.
Known hosts include volunteer potato plants (groundkeepers), Solanum dulcamara, S. nigrum, Datura stramonium and other members of the family Solanaceae.
Az ismert gazdanövények közé tartoznak az árvakelésű burgonyanövények, a Solanum dulcamara, az S. nigrum, a Datura stramonium és a Solanaceae család más tagjai.
Further hosts are Pelargonium spp. and Portulaca oleracea.
További gazdanövények a Pelargonium fajok és a Portulaca oleracea.
Some European weed spp. which may potentially harbour R. solanacearum biovar 2/Race 3 populations in roots and/or rhizospheres under specific environmental conditions include Atriplex hastata, Bidens pilosa, Cerastium glomeratum, Chenopodium album, Eupatorium cannabinum, Galinsoga parviflora, Ranunculus scleratus, Rorippa spp, Rumex spp., Silene alba, S. nutans., Tussilago farfarra and Urtica dioica.
A következő európai gyomfajok potenciális befogadói lehetnek az R. solanacearum 2. biovariánsba/3. rasszba tartozó populációinak a gyökérben és/vagy a gyökérzónában speciális környezeti feltételek mellett: Atriplex hastata, Bidens pilosa, Cerastium glomeratum, Chenopodium album, Eupatorium cannabinum, Galinsoga parviflora, Ranunculus scleratus, Rorippa spp, Rumex spp., Silene alba, S. nutans., Tussilago farfarra és Urtica dioica.
Note: Visual examination for internal symptoms (vascular staining or bacterial ooze) can be done at this stage.
Megjegyzés: A belső tünetekre (edénynyalábok elszíneződése, baktériumnyálka) irányuló szemrevételezéses vizsgálatot ebben a szakaszban lehet elvégezni.
Set aside any stem segments with symptoms and test separately (See Section II).
Tegyük félre a tüneteket mutató szárdarabokat, és vizsgáljuk azokat külön (lásd a II. szakaszt).
Then process the stem segments by one of the following procedures: either,
Majd dolgozzuk fel a szárdarabokat az alábbi eljárások egyikével:
Cover the segments with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 4) and agitate on a rotary shaker (50 to 100 rpm) for four hours below 24 °C or for 16 to 24 hours refrigerated, or
Töltsünk a darabokra megfelelő mennyiségű (mintegy 40 ml) kivonópuffert (4. függelék), és rázzuk rotációs rázógépen (50–100 rpm) 4 órán át 24 °C alatt, vagy hűtötten 16–24 órán át, vagy
Process immediately by crushing the segments in a strong maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba) with an appropriate volume of extraction buffer (Appendix 4) using a rubber mallet or appropriate grinding apparatus (e.g. Homex).
Azonnal dolgozzuk fel a darabokat erős macerációs tasakban (pl. Stomacher vagy Bioreba) történő összezúzás útján megfelelő mennyiségű kivonópuffer hozzáadásával (4. függelék) gumikalapács vagy megfelelő zúzóberendezés (pl. Homex) felhasználásával.
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in Section III.1.1.3 – 1.1.5.
A kivonat további derítése vagy a baktérium frakció koncentrálása általában nem szükséges, de szűréssel és/vagy centrifugálással elérhető III.1.1.3–1.1.5. szakaszban leírtak szerint.
Divide the neat or concentrated sample extract into two equal parts.
Osszuk a híg vagy koncentrált mintakivonatot két egyenlő részre.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (month) in case further testing is required.
Az egyik felét tartsuk 4–10 °C között a vizsgálat során, a másik felét pedig tároljuk 10–25 % (v/v) steril glicerinben –16 és –24 °C között (hetekig) vagy –68 és –86 °C között (hónapokig), arra az esetre, ha további vizsgálatokat kell végezni.
Scheme for detection and identification of R. solanacearum in water
Az R. solanacearum vízben történő kimutatásának és azonosításának programja
Sample of water (1)
Vízminta (1)
Concentration of the pathogen (2)
A kórokozó koncentrálása (2)
CORE SCREENING TEST
ALAPVETŐ SZŰRŐVIZSGÁLAT
Selective isolation (3)
Szelektív izolálás (3)
optional auxiliary tests: bioassay (4) / enrichment PCR (5) / enrichment ELISA (6)
Szabadon választható kiegészítő vizsgálat: biológiai (4) / dúsítás PCR-rel (5) / dúsítás ELISA-val (6)
Colonies with typical morphology (7) after isolation
Jellegzetes morfológiájú telepek (7) izolálás után
sample not contaminated by
A minta nem fertőzött
IDENTIFICATION TESTS (9)
AZONOSÍTÁSI VIZSGÁLAT (9)
PATHOGENICITY TEST (10)
PATOGENITÁS VIZSGÁLAT (10)
Sample not contaminated by
A minta nem fertőzött
Sample contaminated by
A minta fertőzött
See Section IV.2.1. for recommended sampling procedures.
Az ajánlott mintavételi eljárásokat a IV.2.1. szakasz tartalmazza.
Pathogen concentration methods are described in Section IV.2.1.
A kórokozó koncentrálására szolgáló módszerek leírása a IV.2.1. szakaszban található.
Concentration increases populations of both pathogen and competing saprophytic bacteria and is recommended only if it does not result in inhibition of the isolation test.
A koncentrálás növeli mind a kórokozó, mind a kompetitív szaprofita baktériumok populációinak koncentrációját, és csak akkor ajánlott, ha nem eredményezi az izolálási vizsgálat gátlását.
The bioassay test is described in Section VI.A.9.
A biológiai vizsgálat leírása VI.A.9. szakaszban található.
Enrichment PCR methods are described in Section VI.A.4.2 and Section VI.A.6.
A dúsítási PCR-módszerek leírása a VI.A.4.2. szakaszban és a VI.A.6. szakaszban található.
Enrichment ELISA methods are described in Section VI.A.4.2 and Section VI.A.8.
A dúsítási ELISA-módszerek leírása a VI.A.4.2. szakaszban és a VI.A.8. szakaszban található.
Culturing can fail due to competition or inhibition by saprophytic bacteria.
A tenyésztés sikertelen lehet a szaprofita baktériumok által kiváltott verseny vagy gátlás következtében.
If high saprophyte populations are suspected to affect the reliability of the isolation, then repeat the isolation tests after dilution of the sample in sterile water.
Ha a népes szaprofita populációk feltételezhetően befolyásolják az izolálás megbízhatóságát, akkor ismételjük meg az izolálási vizsgálatot a minta steril vízzel történő hígítása után.
The validated detection scheme, described in this section, is applicable for pathogen detection in samples of surface water and can also be applied for testing samples of potato processing or sewage effluents.
Az ebben a szakaszban leírt validált kimutatási módszer a kórokozó felszíni vizekből vett mintákban történő kimutatására alkalmazható, és ugyancsak alkalmazni lehet a burgonya-feldolgozásból vagy a szennyvízhálózatból származó szennyvízből vett minták vizsgálatára.
However, it is important to note that the expected sensitivity of detection will vary with the substrate.
Azt azonban fontos megjegyezni, hogy a kimutatás várt érzékenysége az anyagtól függően változni fog.
Sensitivity of the isolation test is affected by populations of competing saprophytic bacteria which are generally much higher in potato processing and sewage effluents than in surface water.
Az izolálási vizsgálat érzékenységét befolyásolják a kompetitív szaprofita baktériumok populációi, amelyek általában sokkal népesebbek a burgonya-feldolgozásból és a szennyvízhálózatból származó szennyvízben, mint a felszíni vizekben.
Whereas the scheme below is expected to detect as few as 103 cells per litre in surface water the sensitivity of detection in potato processing or sewage effluents is likely to be significantly lower.
Mivel az alábbi módszerrel szemben literenként mintegy 103 sejt kimutatása az elvárás a felszíni vizek esetében, a kimutatás érzékenysége valószínűleg jelentősen alacsonyabb lesz a burgonya-feldolgozásból vagy a szennyvízhálózatból származó szennyvíz esetében.
For this reason, it is recommended to test effluents after any purification treatments (e.g. sedimentation or filtration) during which saprophytic bacterial populations are reduced.
Ezért a szennyvizek vizsgálatát ajánlott valamilyen tisztítási eljárás (pl. ülepítés vagy szűrés) után végezni, melynek során csökken a szaprofita baktérium populációk száma.
The limitations in sensitivity of the test scheme should be considered when assessing the reliability of any negative results obtained.
A vizsgálati módszer érzékenységének korlátait figyelembe kell venni a kapott negatív eredmények megbízhatóságának megállapításánál.
Whereas this scheme has been successfully used in survey work to determine presence or absence of the pathogen in surface water, its limitations should be realised when used in similar surveys of potato processing or sewage effluents.
Mivel ezt a módszert sikerrel használják a felméréseknél a kórokozó jelenlétének vagy hiányának felszíni vizekben történő kimutatására, a korlátaival tisztában kell lennünk, amikor a burgonya-feldolgozásból vagy szennyvízhálózatból származó szennyvizeken végzett hasonló felméréseknél alkalmazzuk.
Detection of R. solanacearum in surface water is most reliable during late spring, summer and autumn seasons when water temperatures exceed 15 °C.
Az R. solanacearum felszíni vizekben történő kimutatása késő tavasszal, nyáron és ősszel a legmegbízhatóbb, amikor a vízhőmérséklet meghaladja a 15 °C-ot.
Repeated sampling at different times in the above mentioned period at designated sampling points will increase the reliability of detection by reducing the effects of climatic variation.
A fent említett időszak különböző időpontjaiban a kijelölt mintavételi helyeken végzett ismételt mintavétel növeli a kimutatás megbízhatóságát a klimatikus ingadozás hatásainak csökkentése révén.
Take into account the effects of heavy rainfall and the geography of the watercourse to avoid extensive dilution effects that may obscure presence of the pathogen.
Vegyük figyelembe a heves esőzések és a vízfolyás földrajzi adottságainak hatását a nagyarányú hígulási hatás kiküszöbölése érdekében, melynek következtében rejtve maradhat a kórokozó jelenléte.
Take surface water samples in the vicinity of host plants if these hosts are present.
A gazdanövények közelében vegyünk mintát a felszíni vizekből, ha azok előfordulnak.
At selected sampling points, collect water samples by filling disposable sterile tubes or bottles at a depth if possible below 30 cm and within 2 m from the bank.
A kiválasztott mintavételi helyeken egyszer használatos, steril kémcsövekbe vagy üvegekbe gyűjtsük a vízmintákat, ha lehetséges, 30 cm-nél mélyebbről és a parttól számított 2 méteren belülről.
For processing and sewage effluents, collect samples from the point of effluent discharge.
A feldolgozóipari és a szennyvízhálózati szennyvizek esetében a szennyvízkibocsátás helyén gyűjtsük a mintákat.
Sample sizes up to 500 ml per sampling point are recommended.
Az ajánlott mintaméret 500 ml mintavételi helyenként.
If smaller samples are preferred, it is advisable to take samples on at least three occasions per sampling point, each sample consisting of two replicated sub-samples of at least 30 ml.
Ha a kisebb mintákat részesítjük előnyben, akkor ajánlatos mintavételi helyenként legalább 3 alkalommal mintát venni, és az egyes minták 2 legalább 30 ml-es megismételt részmintából álljanak.
For intensive survey work, select at least three sampling points per 3 km of watercourse and ensure that tributaries entering the watercourse are also sampled.
Az intenzív felméréseknél legalább 3 mintavételi helyet jelöljünk ki 3 kilométerenként a vízfolyás mentén, és gondoskodjunk arról, hogy a vízfolyásba ömlő mellékfolyókban is történjen mintavételezés.