natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The following procedure should preferably be performed on freshly prepared sample extract but can also be successfully performed on sample extract that has been stored under glycerol at –16 to –24 or –68 to –86 °C.
A következő eljárást lehetőleg frissen készült mintakivonaton kell elvégezni, de sikeresen elvégezhető glicerin alatt –16 és –24 vagy –68 és –86 °C között tárolt mintakivonaton.
As negative controls, use aliquots of sample extract that previously tested negative for R. solanacearum.
Negatív kontrollként használjuk a korábban R. solanacearum-ra negatívnak vizsgált mintakivonat aliquot térfogatait.
As positive controls prepare suspensions containing 105 to 106 cells per ml of R. solanacearum biovar 2 (e.g. strain NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857, see Appendix 3) in 0,01M phosphate buffer (PB) from a 3 to 5 day culture).
Pozitív kontrollnak készítsünk szuszpenziót, amely 105–106/ml 3–5 napos tenyészetből származó, 2. biovariánsba tartozó R. solanacearum sejtet (pl. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857 törzs, lásd a 3. függeléket) tartalmaz 0,01M foszfát-pufferben (PB). Készítsünk külön pozitív kontroll lemezeket a homológ törzsből vagy az R. solanacearum bármely más referenciatörzséből, burgonyakivonatban szuszpendálva, a 3.B. függelékben meghatározottak szerint. A FITC-vel címkézett eubakteriális oligoszonda használata biztosítja a hibridizáció folyamatának ellenőrzését, mivel megfesti a mintában jelen levő összes eubaktériumot.
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of R. solanacearum, suspended in potato extract, as specified in Appendix 3 B. The use of the FITC-labelled eubacterial oligo-probe offers a control for the hybridisation process, since it will stain all eubacteria that are present in the sample.
Az ehhez a vizsgálathoz rendelkezésre álló standardizált pozitív és negatív kontrollanyagok felsorolása a 3.A. függelékben található.
Standardized positive and negative control material available for use with this test are listed in Appendix 3A). Test control material in an identical manner as the sample(s).
Vizsgáljuk a kontrollanyagot a mintával/mintákkal azonos módon.
The following protocol is based upon Wullings et al.
A következő protokoll Wullings et al.
Prepare fixative solution (see Appendix 7).
Készítsünk fixáló oldatot (lásd a 7. függeléket).
Pipette 100 µl of each sample extract into an Eppendorf tube and centrifuge for 7 minutes at 7000 g.
Pipettázzunk 100 µl-t mindegyik mintakivonatból egy Eppendorf-csőbe, és centrifugáljuk 7 percig 7000 g-vel.
Remove the supernatant and dissolve the pellet in 200 µl of fixative prepared < 24 hours previously.
Távolítsuk el a felülúszó folyadékot, és oldjuk fel a pelletet 200 µl fixálóban, melyet kevesebb, mint 24 órával korábban készítettünk.
Vortex and incubate for one hour in the refrigerator.
Vortex-szeljük, és inkubáljuk 1 órán át hűtőszekrényben.
Centrifuge for 7 minutes at 7000 g, remove the supernatant and resuspend the pellet in 75 µl 0,01M PB (see Appendix 7).
Centrifugáljuk 7 percig 7000 g-vel, távolítsuk el a felülúszó folyadékot, és szuszpendáljuk újra a pelletet 75 µl 0,01M PB-ben (lásd a 7. függeléket).
The remaining sample solution (49 µl) can be stored at –20 °C after addition of one volume of 96 % ethanol.
A maradék mintaoldatot (49 µl) tárolhatjuk –20 °C-on 1 térfogatnyi 96 %-os etil-alkohol hozzáadása után.
In case the FISH assay requires repeating, remove the ethanol by centrifugation and add an equal volume of 0,01 PB (mix by vortexing).
Abban az esetben, ha a FISH-próbát meg kell ismételni, távolítsuk el az etil-alkoholt centrifugálással, és adjunk a mintaoldathoz azonos térfogatnyi 0,01 M PB-t (keverjük össze vortex-szeléssel).
Air-dry the slides (or on slide dryer at 37 °C) and fix them by flaming.
Levegőn szárítsuk meg a lemezeket (vagy lemezszárítón, 37 °C-on), és rögzítsük azokat lángon való áthúzással.
Slides should be stored dust-free and dry at room temperature.
A lemezeket pormentesen és száraz szobahőmérsékleten kell tárolni.
Hybridisation
Hibridizáció
Dehydrate the cells in a graded ethanol series of 50 %, 80 % and 96 % for one minute each.
Dehidratáljuk a sejteket egy fokozatos – 50, 80 és 96 %-os – etil-alkohol sorozatban, mindegyikben 1 percig.
Prepare a moist incubation chamber by covering the bottom of an air-tight box with tissue or filter paper soaked in 1x hybmix (Appendix 7).
Készítsünk egy nedves inkubációs kamrát úgy, hogy egy légmentesen záródó doboz aljára 1x hibmix-be (lásd a 7. függeléket) áztatott itatós- vagy szűrőpapírt terítünk.
Pre-incubate the box in the hybridisation oven at 45 °C for at least 10 minutes.
Végezzük el a doboz előinkubálását a hibridizációs kemencében 45 °C-on legalább 10 percig.
Apply 10 μl of hybridisation solution (Appendix 7) to eight windows (windows 1, 2, 4, 5, 6, 7, 9 and 10; see Fig 7.1) of each slide leaving the two centre windows (3 and 8) empty.
Tegyünk 10 μl hibridizációs oldatot (7. függelék) mindegyik lemez 8 ablakába (1., 2., 4., 5., 6., 7., 9. és 10. ablak; lásd a 7.1. ábrát), a két középső ablakot (3. és 8) üresen hagyva.
Apply coverslips (24 × 24 mm) to the first and last four windows without trapping air.
Tegyünk fedőlemezt (24 x 24 mm) az első és az utolsó négy ablakra a levegő beszorítása nélkül.
Place the slides in the pre-warmed moist chamber and hybridise for five hours in the oven at 45 °C in the dark.
Helyezzük a lemezeket az előmelegített nedves kamrába, majd hibridizáljuk azokat 5 órán át a kemencében 45 °C-on sötétben.
Prepare three beakers containing 1 l of Milli Q (molecular grade) water, 1 l of 1x hybmix (334 ml 3x hybmix and 666 ml Milli Q water) and 1 l of 1/8x hybmix (42 ml 3x hybmix and 958 ml Milli Q water).
Készítsünk el 3 főzőpoharat, melyek 1 l Milli Q (molekuláris fokozatú) vizet, 1 l 1x hibmix-et (334 ml 3x hibmix és 666 ml Milli Q víz) és 1 l 1/8x hibmix-et (42 ml 3x hibmix és 958 ml Milli Q víz) tartalmaznak.
Pre-incubate each in a waterbath at 45 °C.
Végezzük el az előinkubációjukat vízfürdőben 45 °C-on.
Remove the coverslips from the slides and place the slides in a slide holder.
Vegyük le a fedőlemezeket a lemezekről, és helyezzük a lemezeket lemeztartóba.
Wash away excess probe by incubation for 15 minutes in the beaker with 1x hybmix at 45 °C.
Mossuk ki a felesleges szondát a főzőpohárban 1x hibmix-szel 45 °C-on történő, 15 percig tartó inkubálással.
Transfer the slide holder to 1/8 hybmix washing solution and incubate for a further 15 minutes.
Vigyük át a lemeztartót 1/8 hibmix mosóoldatba, és inkubáljuk további 15 percig.
Dip the slides briefly in Milli Q water and place them on filter paper.
Mártsuk a lemezeket rövid időre Milli Q vízbe, és tegyük őket szűrőpapírra.
Remove excess moisture by covering the surface gently with filter paper.
Távolítsuk el a felesleges nedvességet a felszínük szűrőpapírral történő óvatos letakarásával.
Pipette 5 to 10 μl of anti-fading mountant solution (e.g. Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA or equivalent) on each window and apply a large coverslip (24 × 60 mm) over the whole slide.
Pipettázzunk 5–10 μl »montírozó« oldatot (pl. Vectashield-et, Vecta Laboratories, CA, USA vagy azzal egyenértékűt) mindegyik ablakra, és takarjuk le egy nagyméretű fedőlemezzel (24 x 60 mm) az egész lemezt.
Observe the slides immediately with a microscope fitted for epifluorescence microscopy at 630 or 1000 × magnification under immersion oil.
Azonnal nézzük meg a lemezeket epifluoreszcens mikroszkóppal 630 nm hullámhosszon vagy 1000-szeres nagyításon olajimmerzió mellett.
With a filter suitable for fluorescein isothiocyanate (FITC) eubacterial cells (including most gram negative cells) in the sample are stained fluorescent green.
Fluoreszcein-izotiocianáthoz (FITC) használható szűrővel a mintában lévő eubakteriális sejtek (beleértve a legtöbb gram-negatív sejtet) fluoreszkáló zöldre festődnek.
Using a filter for tetramethylrhodamine-5-isothiocyanate, Cy3-stained cells of R. solanacearum appear fluorescent red.
Tetrametilrodamin-5-izotiocianáthoz használható szűrővel az R. solanacearum Cy3-mal festett sejtjei fluoreszkáló vörösnek tűnnek. Hasonlítsuk össze a sejtmorfológiát a pozitív kontrollokéval.
Compare cell morphology with that of the positive controls.
A sejteknek élénken kell fluoreszkálniuk, és teljesen meg kell festődniük.
Cells must be bright fluorescent and completely stained The FISH test (Section VI.A.7.) must be repeated if the staining is aberrant.
A FISH-próbát (VI.A.7. szakasz) meg kell ismételni, ha a festődés rendellenes.
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of R. solanacearum in the test windows of the test slides (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Tanulmányozzuk az R. solanacearum élénken fluoreszkáló, jellegzetes morfológiájú sejtjeit a tesztlemezek tesztablakaiban (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
This may be the case when all slides in a batch show positive cells due to the contamination of buffer or if positive cells are found (outside of the slide windows) on the the slide coating.
Ilyen eset lehet, amikor egy tételben minden tesztlemez pozitív sejteket mutat a puffer fertőződésének következtében, vagy amikor pozitív sejtekre bukkanunk (a tesztablakokon kívül) a tesztlemez bevonatán.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to R. solanacearum may occur, although much less frequent as in the IF test, in potato heel end core and stem segment pellets.
Az atipikus morfológiájú fluoreszkáló sejtek háttérpopulációi és a keresztbe reagáló szaprofita baktériumok, melyek mérete és morfológiája hasonló az R. solanacearum-éhoz, előfordulhatnak – bár sokkal ritkábban, mint az IF-tesztnél – a burgonyagumó köldökrészéből vett darabokból és a szár darabjaiból készített pelletben.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology.
Csak a jellemző méretű és morfológiájú, fluoreszkáló sejteket vegyük figyelembe.
Valid FISH test results are obtained if bright green fluorescent cells of size and morphology typical of R. solanacearum are observed using the FITC filter and bright red fluorescent cells using the rhodamine filter in all positive controls and not in any of the negative controls.
A FISH-teszt eredménye akkor érvényes, ha az R. solanacearum-ra jellemző méretű és morfológiájú, élénk zölden fluoreszkáló sejtek figyelhetők meg FITC-szűrő használatával és élénkvörösen fluoreszkáló sejtek a rodamin-szűrő használatával az összes pozitív kontrollnál, viszont a negatív kontrollok egyikénél sem.
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 4).
Ha találunk élénken fluoreszkáló, jellegzetes morfológiájú sejteket, becsüljük meg a jellemző sejtek átlagos számát mikroszkóp látómezőnként, és számoljuk ki a jellemző sejtek számát az újraszuszpendált pellet 1 ml-ére (4. függelék).
Samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered potentially contaminated.
Azok a minták, amelyek legalább 5x103 jellemző sejtet tartalmaznak az újraszuszpendált pellet 1 ml-ében potenciálisan fertőzöttnek tekinthetők.
Samples with less than 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered negative.
Azok a minták, amelyek kevesebb, mint 5x103 jellemző sejtet tartalmaznak az újraszuszpendált pellet 1 ml-ében negatívnak tekinthetők.
The FISH test is negative if bright red fluorescent cells with size and morphology typical of R. solanacearum are not observed using the rhodamine filter, provided that typical bright red fluorescent cells are observed in the positive control preparations when using the rhodamine filter.
A FISH-teszt negatív, ha az R. solanacearum-ra jellemző méretű és morfológiájú, élénkvörösen fluoreszkáló sejtek nem figyelhetők meg rodamin-szűrő használatával, feltéve, hogy jellemző, élénkvörösen fluoreszkáló sejtek figyelhetők meg a pozitív kontroll készítményekben rodamin-szűrő használatával.
ELISA tests
ELISA-TESZT
ELISA can only be used as an optional test in addition to IF, PCR or FISH due to a relatively low sensitivity of this test.
Az ELISA csak szabadon választható vizsgálatként alkalmazható az IF-, a PCR- vagy a FISH-vizsgálaton felül a viszonylag alacsony érzékenysége miatt.
When DAS ELISA is used enrichment and the use of monoclonal antibodies are compulsory (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Amennyiben DASI ELISA-t használunk a dúsítás és a monoklonális ellenanyagok használata kötelező (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Enrichment of the samples before using ELISA may be useful in order to increase the sensitivity of the test, but it can fail due to competition by other organisms in the sample.
A minta dúsítása az ELISA alkalmazása előtt hasznos lehet a vizsgálat érzékenységének növelése szempontjából, de sikertelennek bizonyulhat a mintában található más szervezetek által okozott verseny következtében.
Note: Use an validated source of antibodies to R. solanacearum (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main) It is recommended that the titre is determined for each new batch of antibodies.
Megjegyzés: Az R. solanacearum validált forrásból származó ellenanyagait használjuk (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main). Ajánlott a titert minden egyes új ellenanyag-tételre meghatározni.
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of R. solanacearum and using appropriate secondary antibody conjugates according to the manufacturer’s recommendations.
A titer úgy van definiálva, hogy az a legmagasabb hígítás, melyen optimális reakció megy végbe az R. solanacearum homológ törzsének 105–106 sejt/ml-es szuszpenziója vizsgálatánál a megfelelő másodlagos ellenanyag konjugátumoknak a gyártó ajánlásai szerint történő felhasználása esetén.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution close to or at the titre of the commercial formulation.
A vizsgálat során az ellenanyagokat a kereskedelmi készítmények titeréhez közeli vagy azzal megegyező munkahígításban kell használni.
Determine the titre of the antibodies on a suspension of 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of R. solanacearum.
Határozzuk meg az ellenanyagok titerét az R. solanacearum homológ törzsének 105–106 sejt/ml-es szuszpenzióján.
Include a sample extract that previously tested negative for R. solanacearum and a suspension of a non-cross reacting bacterium in phosphate buffered saline (PBS) as negative controls.
Negatív kontrollként használjunk egy mintakivonatot, melynek vizsgálata korábban az R. solanacearum-ra nézve negatív eredményt hozott, és egy keresztbe nem reagáló baktérium szuszpenzióját foszfátpufferes sóoldatban (PBS).
As positive control use aliquots of sample extract, that previously tested negative, mixed with 103 to 104 cells per ml of R. solanacearum biovar 2 (e.g. strain NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857, see Appendix 2 A and B).
Pozitív kontrollként használjuk az aliquot térfogatait egy mintakivonatnak, melynek vizsgálata korábban negatív eredményt hozott, összekeverve 103-104/ml 2. biovariánsba tartozó R. solanacearum sejttel (pl. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857 törzs, lásd a 2.A. és 2.B. függeléket).
For comparison of results on each plate use a standard suspension of 105 to 106 cells per ml in PBS of R. solanacearum.
Az eredmények összehasonlíthatósága érdekében mindegyik lemezen használjuk a 105–106/ml R. solanacearum sejtet PBS-ben tartalmazó standard szuszpenziót.
Ensure positive controls are well separated on the microtitre plate from the sample(s) under test.
Gondoskodjunk arról, hogy a pozitív kontrollok jól el vannak különítve a mikrotiter-lemezen a vizsgált mintá(k)tól.
Standardised positive and negative control materials available for use with this test are listed in Appendix 3 A.
Az ehhez a vizsgálathoz rendelkezésre álló standardizált pozitív és negatív kontrollanyagok felsorolása a 3.A. függelékben található.
Two ELISA protocols have been validated.
Két ELISA-protokollt validáltak.
Indirect ELISA (Robinson Smith et al., 1995)
Közvetett ELISA (Robinson Smith et al., 1995)
Use 100 to 200 µl aliquots of sample extract.
Használjuk a mintakivonat 100–200 µl-es aliquot térfogatait.
(Heating at 100 °C for four minutes in a waterbath or heating block may reduce non-specific results in some cases).
(A vízfürdőben vagy hevítő blokkban 100 °C-on 4 percig történő hevítés csökkentheti a nem specifikus eredményeket bizonyos esetekben.)
Add an equal volume of double strength coating buffer (Appendix 4) and vortex.
Adjunk hozzá egyenlő térfogatban kétszeres erősségű bevonópuffert (4. függelék) és Vortex-szeljük.
Apply 100 µl aliquots to each of at least two wells of a microtitre plate (e.g. Nunc-Polysorp or equivalent) and incubate for one hour at 37 °C or overnight at 4 °C.
Vigyünk a mikrotitráló-lemez (pl. Nunc-Polysorp vagy azzal egyenértékű) legalább 2 vájulatának mindegyikébe 100 µl aliquot térfogatot, és inkubáljuk 1 órán át 37 °C-on vagy egy éjszakán át 4 °C-on.
Flick out the extracts from the wells.
Távolítsuk el a kivonatokat a vájulatokból.
Wash the wells three times with PBS-Tween (Appendix 4), leaving the last washing solution in the wells for at least five minutes.
Mossuk ki a vájulatokat háromszor PBS-Tween-nel (4. függelék) úgy, hogy az utolsó mosóoldatot legalább 5 percig a vájulatokban hagyjuk.
Prepare the appropriate dilution of antibodies against-R. solanacearum in blocking buffer (Appendix 4).
Készítsük el az R. solanacearum elleni ellenanyagok megfelelő hígítását blokkoló pufferben (4. függelék).
For validated commercial antibodies, use the recommended dilutions (usually twice as concentrated as the titre).
A validált kereskedelmi ellenanyagok esetében használjuk az ajánlott hígításokat (rendszerint kétszer olyan tömények, mint a titer).
Add 100 µl to each well and incubate for one hour at 37 °C.
Tegyünk 100 µl-t mindegyik vájulatba, és inkubáljuk 1 órán át 37 °C-on.
Flick out the antibody solution from the wells and wash as before (4).
Távolítsuk el az ellenanyag oldatot a vájulatokból, és a vájulatokat mossuk ki az előbbiekben leírtak szerint (4. pont).
Prepare the appropriate dilution of secondary antibody-alkaline phosphatase conjugate in blocking buffer.
Készítsük el a másodlagos ellenanyag – alkalikus foszfatáz konjugátum megfelelő hígítását blokkoló pufferben.
Flick out conjugated antibody from wells and wash as before (4).
Távolítsuk el az ellenanyag konjugátumot a vájulatokból, és mossuk ki a vájulatokat az előbbiekben leírtak szerint (4. pont).
Add 100 µl alkaline phosphatase substrate solution (Appendix 4) to each well.
Vigyünk 100 µl alkalikus foszfatáz szubsztrát oldatot (4. függelék) mindegyik vájulatba.
Incubate in the dark at ambient temperature and read absorbance at 405 nm at regular intervals within 90 minutes.
Inkubáljuk sötétben szobahőmérsékleten, és olvassuk le az abszorbanciát 405 nm-nél rendszeres –90 percen belüli – időközönként.
Prepare the appropriate dilution of anti-R. solanacearum polyclonal immunoglobulins in coating buffer pH 9.6 (Appendix 4).
Készítsünk megfelelő hígítást az R. solanacearum elleni poliklonális immunglobulinokból pH 9,6-os bevonó pufferben (4. függelék).
Add 200 µl to each well.
Vigyünk 200 µl-t mindegyik vájulatba.
Incubate at 37 °C for four to five hours or at 4 °C for 16 hours.
Inkubáljuk 37 °C-on 4–5 órán át vagy 4 °C-on 16 órán át.
Wash the wells three times with PBS-Tween (Appendix 4).
Mossuk ki a vájulatokat háromszor PBS-Tween-nel (4. függelék).
Add 190 µl of sample extract to at least two wells.
Vigyünk 190 µl mintakivonatot legalább 2 vájulatba.
Also add positive and negative controls in two wells each per plate.
Ugyancsak vigyünk pozitív és negatív kontrollokat 2–2 vájulatba lemezenként.
Incubate for 16 hr at 4 °C.
Inkubáljuk 16 órán át 4 °C-on.
Prepare an appropriate dilution of R. solanacearum-specific monoclonal antibodies in PBS (Appendix 4) also containing 0,5 % bovine serum albumin (BSA) and add 190 µl to each well.
Készítsünk megfelelő hígítást R. solanacearum-specifikus monoklonális ellenanyagokból PBS-ben (4. függelék), amely 0,5 % szarvasmarha szérum albumint (BSA) is tartalmaz, és vigyünk 190 µl-t mindegyik vájulatba.
Incubate at 37 °C for two hours.
Inkubáljuk 37 °C-on 2 órán át.
Prepare an appropriate dilution of anti-mouse immunoglobulins conjugated with alkaline phosphatase in PBS.
Készítsünk megfelelő hígítást alkalikus foszfatázzal konjugált anti-egér immunglobulinokból PBS-ben.
Prepare an alkaline phosphatase substrate solution containing 1 mg p-nitrophenyl phosphate per ml of substrate buffer (Appendix 4).
Készítsünk alkalikus foszfatáz szubsztrát oldatot, amely 1 mg/ml p-nitrofenil-foszfátot tartalmaz szubsztrát-pufferben (4. függelék).
Incubate in the dark at ambient temperature and read absorbance at 40 nm at regular intervals within 90 minutes.
Inkubáljuk sötétben szobahőmérsékleten, és olvassuk le az abszorbanciát 405 nm-nél rendszeres –90 percen belüli – időközönként.
Interpretation of ELISA test results:
Az ELISA-teszt eredményeinek kiértékelése:
The ELISA test is negative if the average optical density (OD) reading from duplicate sample wells is < 2x OD of that in the negative sample extract control well, providing the OD for the positive controls are all above 1,0 (after 90 minutes incubation with the substrate) and are greater than twice the OD obtained for negative sample extracts.
Az ELISA-teszt negatív, ha az ismételt minta vájulatokból leolvasott átlagos optikai sűrűség (OD) kisebb, mint a negatív mintakivonat kontroll vájulatban leolvasott átlagos optikai sűrűség kétszerese, feltéve, hogy az OD-értékek az összes pozitív kontroll esetében 1,0 fölött vannak (a szubsztráttal való 90 perces inkubáció után), és meghaladják a negatív mintakivonatnál kapott OD kétszeresét.
The ELISA test is positive if the average OD readings from duplicate sample wells is > 2x OD in the negative sample extract well provided that OD readings in all negative control wells are < 2x those in the positive control wells.
Az ELISA-teszt pozitív, ha az ismételt minta vájulatokból leolvasott átlagos optikai sűrűség (OD) nagyobb, mint a negatív mintakivonat vájulatban leolvasott átlagos optikai sűrűség kétszerese, feltéve, hogy az OD-értékek az összes negatív kontroll vájulat esetében meghaladják a pozitív kontroll vájulatokban kapott OD kétszeresét.
Negative ELISA readings in positive control wells indicate that the test has not been performed correctly or that it has been inhibited.
A negatív ELISA leolvasások a pozitív kontroll vájulatokban azt jelzik, hogy a vizsgálatot nem megfelelően végezték el, vagy azt, hogy gátolva volt.
Positive ELISA readings in negative control wells indicate that cross-contamination or non-specific antibody binding has occurred.
A pozitív ELISA leolvasások a negatív kontroll vájulatokban azt jelzik, hogy keresztbe fertőződés vagy nem specifikus ellenanyagkötődés történt.
Note: Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 colony-forming units of R. solanacearum per ml added to sample extracts that previously tested negative (preparation see Appendix 3).
Megjegyzés: Az ezzel a módszerrel végzett előzetes vizsgálatnak lehetővé kell tennie a korábbi vizsgálatokban negatívnak bizonyult mintakivonatokhoz (elkészítését lásd a 3. fügelékben) adott 103–104/ml R. solanacearum telepalkotó egység reprodukálható kimutatását.
However, the method can be successfully applied to extracts that have been stored under glycerol at –68 to –86 °C.
A módszert azonban sikeresen lehet alkalmazni olyan kivonatokon, amelyeket glicerin alatt –68 és –86 °C között tároltunk.
The following protocol is based upon Janse (1988):
A következő protokoll Janse (1988) alapján készült: