natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of R. solanacearum and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer’s recommendations.
A titer úgy van definiálva, hogy az a legmagasabb hígítás, melyen optimális reakció megy végbe az R. solanacearum homológ törzsének 105–106 sejt/ml-es szuszpenziója vizsgálatánál a megfelelő fluoreszcein-izotiocianát (FITC) konjugátumnak a gyártó ajánlásai szerint történő felhasználása esetén.
Validated polyclonal antisera all had an IF titre of at least 1:2000.
A validált poliklonális antiszérumok mindegyike legalább 1:2000-es IF-titerű volt.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) close to or at the titre.
A vizsgálat során az ellenanyagokat a titerhez közeli vagy az azzal megegyező munkahígítás(ok)ban kell használni.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and re-suspension in an equal volume of pellet buffer.
A glicerin 1 ml pellet-puffer hozzáadásával (4. függelék) eltávolítható a mintáról, újracentrifugálás 15 percen át 7000 g-vel, és újraszuszpendálás azonos térfogatú pellet-pufferben.
This is often not necessary, especially if samples are fixed to the slides by flaming.
Ez gyakran nem szükséges, különösen, ha a mintalemezeken a mintákat láng segítségével rögzítjük.
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of R. solanacearum, suspended in potato extract, as specified in Appendix 3 B, and optionally in buffer.
Készítsünk külön pozitív kontroll-lemezeket a homológ törzsből vagy az R. solanacearum bármely más referenciatörzséből, burgonyakivonatban – a 3. B. függelékben leírtak szerint – és szabadon választhatóan pufferben szuszpendálva.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilisation or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Természetes úton fertőződött (liofilizálással vagy –16 és –24 °C közötti fagyasztással fenntartott) szövetet kell használni – amennyiben lehetséges – hasonló kontrollként ugyanazon a lemezen.
As negative controls, aliquots of sample extract which previously tested negative for R. solanacearum can be used.
Negatív kontrollként olyan mintakivonat aliquot térfogatait lehet használni, melynek vizsgálata az R. solanacearum-ra nézve negatív eredményt hozott.
Standardised positive and negative control materials available for use with this test are listed in Appendix 3.
Az ehhez a vizsgálathoz rendelkezésre álló standardizált pozitív és negatív kontrollanyagok felsorolása a 3. függelékben található.
Use multiwell microscope slides with preferably 10 windows of at least 6 mm diameter.
Használjunk több mintahelyes tárgylemezeket lehetőleg 10, legalább 6 mm átmérőjű ablakkal.
For pellets with relatively little starch sediment:
i. Viszonylag kevés keményítő-üledéket tartalmazó pelletek esetén:
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter – scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Pipettázzunk egy kimért állandó térfogatot (15 µl megfelelő a 6 mm-es ablakátmérőhöz – nagyobb ablakokhoz használjunk arányosan nagyobb térfogatot) az újraszuszpendált burgonyapellet 1/100 hígításából az első ablakra.
Subsequently pipette a similar volume of undiluted pellet (1/1) onto the remaining windows on the row.
Ezután pipettázzunk hasonló térfogatot a hígítatlan pelletből (1/1) a sor fennmaradó ablakaira.
For other pellets:
Egyéb pelletek esetén:
Prepare decimal dilutions (1/10, 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
Készítsünk tízes hígítási sorozatot (1/10, 1/100) az újraszuszpendált pelletből pelletpufferben.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter – scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Pipettázzunk egy kimért állandó térfogatot (15 µl megfelelő a 6 mm-es ablakátmérőhöz – nagyobb ablakokhoz használjunk arányosan nagyobb térfogatot) az újraszuszpendált pelletből és mindegyik hígításból az ablakok egy sorára.
Dry the droplets at ambient temperature or by warming to temperatures of 40 to 45 °C.
Szárítsuk a cseppeket szobahőmérsékleten vagy 40–45 °C-os hőmérsékletig történő melegítéssel.
Fix the bacterial cells to the slide either by heating (15 minutes at 60 °C), flaming, with 95 % ethanol or according to specific instructions from the suppliers of the antibodies.
Rögzítsük a baktériumsejteket a lemezhez hevítéssel (15 percig 60 °C-on), lánggal vagy 95 %-os etil-alkohollal, vagy az ellenanyagok szállítójának specifikus útmutatása szerint.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of three months) prior to further testing.
Szükség esetén a rögzített lemezeket ezután egy kiszárított dobozban fagyasztva lehet tárolni a szükséges kis ideig (legfeljebb 3 hónapig) a további vizsgálatok elvégzését megelőzően.
IF procedure
IF-eljárás
According to test slide preparation in 5.1(i):
i. Az 5.1. i. pontban leírt tesztlemez-készítési eljárás szerint: Készítsünk egy sorozatot a kétszeres hígításokból.
Prepare a set of twofold dilutions The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Az első mintahely tartalmazza a titer 1/2-ét (T/2), a többi a titer 1/4-ét (T/4), a titer 1/2-ét (T/2), a titert (T) és a titer kétszeresét (2T).
According to test slide preparation in 5.1(ii):
Az 5.1. ii. pontban leírt tesztlemez-készítési eljárás szerint:
Preparation of the test slide according to 5.1(i) and 5.3(i)
ábra A tesztlemez elkészítése az 5.1. i. és az 5.3. i. pont szerint
Dilutions of resuspended pellet
Az újraszuszpendált pellet hígításai
Dilution of resuspended pellet
Az újraszuszpendált pellet hígításai
Arrange the slides on moist tissue paper.
Rendezzük el a tesztlemezeket nedves itatóspapíron.
Wash by submerging for five minutes in IF buffer-Tween (Appendix 4) and subsequently in IF buffer.
Alámerítve mossuk 5 percig IF-puffer-Tween-ben (4. függelék), és ezt követően IF-pufferben.
Arrange the slides on moist paper.
Rendezzük el a tesztlemezeket nedves itatóspapíron.
Shake the droplets of conjugate off the slide.
Rázzuk le a konjugátumcseppeket a tesztlemezről.
Rinse and wash as before (5.3.3).
Öblítsük és mossuk el a korábbiak szerint (5.3.3.).
Pipette 5 - 10 µl of 0,1M phosphate-buffered glycerol (Appendix 4) or a commercially antifading mountant on each window and apply a coverslip.
Pipettázzunk 5–10 µl 0,1 M foszfátpufferes glicerint (3. függelék) vagy valamilyen kereskedelmi forgalomban kapható »montírozót« minden egyes ablakra, és helyezzünk fel fedőlemezt.
Examine test slides on an epifluorescence microscope with filters suitable for excitation of FITC, under oil or water immersion at a magnification of 500-1000.
Tanulmányozzuk a tesztlemezeket epifluoreszcens mikroszkóppal az FITC gerjesztésére alkalmas szűrőkkel, víz- vagy olajimmerzió mellett, 500–1000-szeres nagyításban.
The IF test (Section VI.A.5.) must be repeated if the staining is aberrant.
Az IF-próbát (VI.A.5. szakasz) meg kell ismételni, ha a festődés rendellenes.
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of R. solanacearum in the test windows of the test slides (see website http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Figyeljük meg az R. solanacearum jellegzetes morfológiájával rendelkező, fényesen fluoreszkáló sejteket a tesztlemezek tesztablakaiban (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The fluorescence intensity must be equivalent to the positive control strain at the same antibody dilution.
A fluoreszcencia intenzitásának meg kell egyeznie a pozitív kontroll-törzs által ugyanazon ellenanyag-hígításnál adottal.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to R. solanacearum are likely to occur in potato heel end core and stem segment pellets.
Az atipikus morfológiájú fluoreszkáló sejtek háttérpopulációi és a keresztbe reagáló szaprofita baktériumok, melyek mérete és morfológiája hasonló az R. solanacearum-éhoz, valószínűleg előfordulnak a burgonyagumó köldökrészéből vett darabokból és a szár darabjaiból készített pelletben.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology at the titre or working dilution of the antibodies as in 5.3.
Csak a jellemző méretű és morfológiájú, az ellenanyagok titerén vagy munkahígításán fluoreszkáló sejteket vegyük figyelembe, ahogy az 5.3. pontnál.
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 5).
i. Ha találunk jellegzetes morfológiájú, fényesen fluoreszkáló sejteket, akkor határozzuk meg a mikroszkóp látómezejébe eső jellemző sejtek számának középértékét, és számítsuk ki az újraszuszpendált pellet 1 ml-ében lévő jellemző sejtek számát (5. függelék).
The IF reading is positive for samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet.
Az IF-teszt eredménye pozitív azon minták esetében, amelyek 1 ml újraszuszpendált pelletben legalább 5x103 jellemző sejtet tartalmaznak.
The sample is considered potentially contaminated and further testing is required.
Az ilyen minta potenciálisan fertőzöttnek minősül, és további vizsgálatok elvégzése szükséges.
The IF reading is negative for samples with less than 5 × 103 cells per ml of resuspended pellet and the sample is considered negative.
Az IF-teszt eredménye negatív azon minták esetében, amelyek 1 ml újraszuszpendált pelletben kevesebb, mint 5x103 sejtet tartalmaznak, és az ilyen minta negatívnak minősül.
PCR tests
PCR-teszt
When the PCR test is used as the principal screening test and found to be positive, isolation or IF must be performed as a second compulsory screening test.
Amennyiben a PCR-tesztet elsőszámú szűrővizsgálatként használjuk, és pozitívnak bizonyul, akkor el kell végezni az izolálási vizsgálatot vagy az IF-et második, kötelező szűrővizsgálatként.
When PCR is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Amennyiben PCR-t második szűrővizsgálatként használunk, és pozitívnak bizonyul, további vizsgálatra van szükség a folyamatábrának megfelelően a diagnosztizálás befejezéséhez.
Note: Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 cells of R. solanacearum per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Megjegyzés: Az e módszerrel végzett előzetes vizsgálatnak lehetővé kell lennie a korábbi vizsgálatok szerint negatív mintakivonatokhoz adott 103–104/ml R. solanacearum sejt reprodukálható kimutatását.
Use validated PCR reagents and protocols (see Appendix 6).
Használjunk validált PCR-reagenseket és protokollokat (lásd a 6. függeléket).
Preferably select a method with an internal control.
Lehetőleg belső ellenőrzésű módszert válasszunk.
Use appropriate precautions to avoid contamination of sample with target DNA.
Tegyük meg a megfelelő óvintézkedéseket annak érdekében, hogy elkerüljük a minta megfertőződését a cél DNS-sel.
The PCR test should be performed by experienced technicians, in dedicated molecular biology laboratories, in order to minimise the possibility of contamination with target DNA.
A PCR-próbát gyakorlott technikusoknak kell végezniük erre szolgáló molekuláris biológiai laboratóriumokban, hogy minimalizáljuk a cél DNS-sel való fertőződés veszélyét.
Negative controls (for DNA extraction and PCR procedures) should always be handled as final samples in the procedure, to make evident whether any carry over of DNA has occurred.
A negatív kontrollokat (DNS kivonási és PCR eljárásokra) mindig úgy kell kezelni, mint végső mintákat az eljárás során, hogy nyilvánvaló legyen, vajon történt-e DNS-átvitel.
The following negative controls should be included in the PCR test:
A következő negatív kontrollokat kell alkalmazni a PCR-próbánál:
Sample extract that previously tested negative for R. solanacearum,
Mintakivonat, amelyet előzőleg megvizsgáltak és az R. solanacearum-ra negatívnak bizonyult,
Buffer controls used for extracting the bacterium and the DNA from the sample,
Puffer kontrollok, amelyeket a baktérium és a DNS-mintából történő kivonására használnak,
Aliquots of resuspended pellets to which R. solanacearum has been added (preparation see Appendix 3 B).
Aliquot térfogatok az újraszuszpendált pelletből, melyhez R. solanacearum került hozzáadásra (elkészítését lásd a 3.B. függelékben).
A suspension of 106 cells per ml of R. solanacearum in water from a virulent isolate (e.g. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857; see Appendix 3 B).
Egy virulens izolátumból származó 106/ml R. solanacearum sejt szuszpenziója vízben (pl. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857; lásd a 3.B. függeléket).
If possible use also DNA extracted from positive control samples in the PCR test.
Ha lehetséges, használjunk a pozitív kontroll mintákból származó DNS-t is a PCR elvégzése során.
To avoid potential contamination prepare positive controls in a separate environment from samples to be tested.
A lehetséges fertőzések elkerülése érdekében a pozitív kontrollokat a vizsgálandó mintáktól különálló környezetben készítsük el.
Sample extracts should be as free as possible from soil.
A mintakivonatok amennyire csak lehetséges legyenek mentesek a talajtól.
It could therefore, in certain cases, be advisible to prepare extracts from washed potatoes if PCR protocols are to be used.
Ezért ajánlatos lehet megmosott burgonyából készíteni a kivonatokat a PCR-protokollok alkalmazásakor.
Standardized positive and negative control material available for use with this test are listed in Appendix 3).
Az ehhez a vizsgálathoz használható standardizált pozitív és negatív kontrollok felsorolása a 3. függelékben található.
Use positive and negative control samples as described above (see Appendix 3).
Használjuk a fentiekben leírt pozitív és negatív kontrollmintákat (lásd a 3. függeléket).
A variety of methods are available for purification of target DNA from complex sample substrates, thus removing inhibitors of PCR and other enzymatic reactions and concentrating target DNA in the sample extract.
Különféle módszerek állnak rendelkezésre a cél DNS megtisztítására a komplex minta szubsztrátumoktól, melyek eltávolítják a PCR és más enzimatikus reakciók inhibitorait, és koncentrálják a cél DNS-t a mintakivonatban.
The following method has been optimised for use with the validated PCR methods shown in Appendix 6.
A következő módszert optimalizálták a 6. függelékben bemutatott validált PCR módszereknél történő felhasználásra.
Add 100 µl sample extract and place in a heating block or water bath at 95 °C for 10 min.
Adjunk hozzá 100 µl mintakivonatot, és helyezzük egy hevítő blokkba vagy vízfürdőbe 95 °C-ra 10 percig.
Put tube on ice for 5 min.
Tegyük a csövet jégre 5 percre.
Add 80 µl Lysozyme stock solution (50 mg Lysozyme per ml in 10 mM Tris HCl, pH 8,0) and incubate at 37 °C for 30 min.
Adjunk hozzá 80 µl lizozim törzsoldatot (50 mg/ml lizozim 10 mM-os tris-HCl-ben, pH 8,0), és inkubáljuk 37 °C-on 30 percig.
Add 220 µl of Easy DNA® solution A (Invitrogen), mix well by vortexing and incubate at 65 °C for 30 min.
Adjunk hozzá 220 µl Easy DNA® A oldatot (Invitrogen), vortex-szel jól keverjük össze, és inkubáljuk 65 °C-on 30 percig.
Centrifuge at 15000 g for 20 min at 4 °C to separate phases and form the interphase.
Centrifugáljuk 15000 g-vel 20 percig 4 °C-on, hogy a fázisok elkülönüljenek, és kialakuljon az interfázis.
Add 1 ml of 100 % ethanol (–20 °C) vortex briefly and incubate on ice for 10 min.
Adjunk hozzá 1 ml 100 %-os etil-alkoholt (–20 °C) rövid ideig Vortex-szeljük, és inkubáljuk jégen 10 percig.
Centrifuge at 15000 g for 20 min at 4 °C and remove ethanol from pellet.
Centrifugáljuk 15000 g-vel 20 percig 4 °C-on, és távolítsuk el az etil-alkoholt a pelletből.
Add 500 µl 80 % ethanol (–20 °C) and mix by inverting the tube.
Adjunk hozzá 500 µl 80 %-os etil-alkoholt (–20 °C), és keverjük össze a cső felfordításával.
Centrifuge at 15000 g for 10 min at 4 °C, save the pellet and remove ethanol.
Centrifugáljuk 15000 g-vel 10 percig 4 °C-on, őrizzük meg a pelletet, és távolítsuk el az etil-alkoholt.
Allow the pellet to dry in air or in a DNA speed vac.
Hagyjuk a pelletet megszáradni a levegőn vagy egy gyors DNS vákuumszárítóban.
Resuspend the pellet in 100 µl sterile UPW and leave at room temperature for at least 20 minutes.
Szuszpendáljuk újra a pelletet 100 µl steril UPW-ben, és hagyjuk szobahőmérsékleten legalább 20 percig.
Spin down any white precipitate by centrifugation and use 5 µl of the supernatant containing DNA for the PCR.
Centrifugálással húzzuk le a fehér csapadékot, és vegyünk 5 µl-t a DNS-t tartalmazó felülúszó folyadékból a PCR-hez.
Other DNA extraction methods, e.g. Qiagen DNeasy Plant Kit, could be applied providing that they are proven to be equally as effective in purifying DNA from control samples containing 103 to 104 pathogen cells per ml.
Egyéb DNS kivonási módszerek, pl. a Qiagen DNeasy Plant Kit, is alkalmazhatók, feltéve, hogy bizonyítottan ugyanennyire hatékonyan végzik a DNS-tisztítást 103–104/ml kórokozó sejtet tartalmazó kontroll mintákból.
Prepare test and control templates for PCR according to the validated protocols (Section VI.A.6.).
Készítsünk teszt- és kontrollmintákat a PCR-hez a validált protokolloknak megfelelően (VI.A.6. szakasz).
Prepare one decimal dilution of sample DNA extract (1:10 in UPW).
Készítsünk egy tízes léptékű hígítást a minta DNS-kivonatból (1:10 UPW-ben).
Prepare the appropriate PCR reaction mix in a contamination-free environment according to the published protocols (Appendix 6).
Készítsük el a megfelelő PCR reakcióelegyet fertőzésmentes környezetben a közzétett protokollok szerint (6. függelék).
Where possible, it is recommended to use a multiplex PCR protocol that also incorporates an internal PCR control.
Amennyiben lehetséges, ajánlatos a multiplex PCR protokoll használata, amely magában foglal egy belső PCR ellenőrzést is.
Add 2-5 µl of DNA extract per 25 µl PCR reaction in sterile PCR tubes according to the PCR protocols, (see Appendix 6).
Adjunk 2–5 µl DNS-kivonatot 25 µl PCR reakcióelegyhez steril PCR csövekben a PCR protokolloknak megfelelően (lásd a 6. függeléket).
Incorporate a negative control sample containing only PCR reaction mix and add the same source of UPW as used in the PCR mix in place of sample.
Vonjunk be egy negatív kontroll-mintát, amely csak PCR reakcióelegyet tartalmaz, és adjunk hozzá UPW-t, mely ugyanabból a forrásból származzon, mint amit a PCR reakcióelegyben a minta helyén használtunk.
Run at least 12 µl of amplified DNA reaction mixture from each sample mixed with 3 µl loading buffer (Appendix 6) in 2,0 % (w/v) agarose gels in tris-acetate-EDTA (TAE) buffer (Appendix 6) at 5 to 8 V per cm.
Futtassunk legalább 12 µl felerősített DNS reakcióelegyet mindegyik mintából, 3 µl töltőpufferrel keverve (6. függelék) 2,0 %-os (m/v) agarózgélben tris-acetát-EDTA (TAE) pufferben (6. függelék) 5–8 V/cm-en.
Reveal DNA bands by staining in ethidium bromide (0,5 mg per L) for 30 to 60 minutes taking appropriate precautions for handling this mutagen.
Tárjuk fel a DNS láncokat etidium-bromid festéssel (0,5 mg / L) 30–60 percig, kellő óvintézkedések mellett dolgozzunk ezzel a mutagénnel.
Observe stained gel under short wave UV transillumination (λ = 302 nm) for amplified PCR products of the expected size (Appendix 6) and document.
Tanulmányozzuk a megfestett gélt rövidhullámú UV átvilágítás (λ = 302 nm) mellett a várható méretű felerősített PCR-termékekre nézve (6. függelék), és dokumentáljuk.
For all new findings/cases verify authenticity of the PCR amplicon by performing restriction enzyme analysis on a sample of the remaining amplified DNA by incubating at the optimum temperature and time with an appropriate enzyme and buffer (see Appendix 6).
Minden új leletnél/esetnél igazoljuk a PCR-fragmentum hitelességét restrikciós enzim analízissel, melyet a maradék felerősített DNS-ből származó mintán végezzünk el optimális hőmérsékleten és ideig inkubálva a megfelelő enzimmel és pufferrel (lásd a 6. függeléket).
The PCR test is negative if the R. solanacearum-specific PCR amplicon of expected size is not detected for the sample in question but is detected for all positive control samples (in case of multiplex PCR with plant specific internal control primers: a second PCR-product of expected size must be amplified with the sample in question).
A PCR-teszt negatív, ha az R. solanacearum-specifikus várható méretű PCR-fragmentum nem mutatható ki a kérdéses mintában, viszont kimutatható valamennyi pozitív kontroll mintában (a belső ellenőrzésű primerekkel végzett multiplex PCR esetében: egy második várható méretű PCR-terméket kell felerősíteni a kérdéses mintával együtt).
The PCR test is positive if the R. solanacearum-specific PCR amplicon of expected size and restriction pattern (when required) is detected, providing that it is not amplified from any of the negative control samples.
A PCR-teszt pozitív, ha az R. solanacearum-specifikus várható méretű PCR-fragmentum és (amennyiben szükséges) a restrikciós mintázat kimutatható, feltéve, hogy az nem erősödött fel valamelyik negatív kontroll mintától.
Reliable confirmation of a positive result can also be obtained by repeating the test with a second set of PCR primers (Appendix 6).
A pozitív eredmény megbízható megerősítése elérhető a vizsgálat megismétlésével a PCR-primerek második sorozatán (6. függelék).
Note: Inhibition of the PCR may be suspected if the expected amplicon is obtained from the positive control sample containing R. solanacearum in water but negative results are obtained from positive controls with R. solanacearum in potato extract.
Megjegyzés: A PCR gátlása gyanítható, ha a várható fragmentumot nyerjük a vízben lévő R. solanacearum-ot tartalmazó pozitív kontroll mintából, viszont negatív eredményeket kapunk a burgonyakivonatban lévő R. solanacearum-ot tartalmazó pozitív kontrollokból.
In multiplex PCR protocols with internal PCR controls, inhibition of the reaction is indicated when neither of the two amplicons are obtained.
A belső PCR ellenőrzésű multiplex PCR-protokollokban jelzik a reakció gátlását, ha a két fragmentum egyike sem kerül kinyerésre.
When the FISH test is used as the first screening test and found to be positive, Isolation or the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Amennyiben a FISH-tesztet használjuk első szűrővizsgálatként, és pozitívnak bizonyul, akkor el kell végezni az izolálási eljárást vagy az IF-tesztet kötelező második szűrővizsgálatként.
When the FISH test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Amennyiben a FISH-tesztet második szűrővizsgálatként használjuk, és pozitívnak bizonyul, akkor további vizsgálat szükséges a folyamatábrának megfelelően a diagnosztizálás befejezéséhez.
Note: Use validated R. solanacearum-specific oligo-probes (see Appendix 7).
Megjegyzés: Használjunk validált R. solanacearum-specifikus oligo-szondákat (lásd a 7. függeléket).
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of at least 103 to 104 cells of R. solanacearum per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Az ezzel a módszerrel végzett előzetes vizsgálatnak lehetővé kell tennie a korábban negatívnak vizsgált mintakivonathoz adott legalább 103–104/ml R. solanacearum sejt reprodukálható kimutatását.