natgillin/translations-raw huggingface dataset:
buffer controls used for extracting the bacterium and the DNA from the sample,
Puffer kontrollok, amelyeket a baktérium és a DNS mintából történő kivonására használnak.
PCR-reaction mix.
PCR-reakcióelegy.
The following positive controls should be included:
A következő pozitív kontrollokat kell alkalmazni:
aliquots of resuspended pellets to which C. m. subsp. sepedonicus has been added (preparation see Appendix 2),
Újraszuszpendált üledék, melyhez C. m. subsp. sepedonicus került hozzáadásra (elkészítését lásd a 2. függelékben).
a suspension of 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus in water from a virulent isolate (e.g. NCPPB 2140 or NCPPB 4053),
Egy virulens izolátumból származó 106/ml C. m. subsp. sepedonicus sejt szuszpenziója vízben (pl. NCPPB 2140 vagy NCPPB 4053).
if possible also use DNA extracted from positive control samples in the PCR test.
Ha lehetséges, használjunk a pozitív kontroll mintákból származó DNS-t is a PCR-vizsgálat során.
To avoid potential contamination prepare positive controls in a separate environment from samples to be tested.
A lehetséges befertőzések elkerülése érdekében a pozitív kontrollokat a vizsgálandó mintáktól különálló környezetben készítsük el.
Sample extracts should be as free as possible from soil.
A mintakivonatok amennyire csak lehetséges, legyenek mentesek a talajtól.
It could therefore in certain cases advisible to prepare extractions from washed potatoes if PCR protocols are to be used.
Ezért ajánlatos lehet megmosott burgonyából készíteni a kivonatokat, amikor PCR-protokollok kerülnek alkalmazásra.
DNA purification methods
DNS-tisztítási módszerek
Use positive and negative control samples as described above.
Használjuk a fentiekben leírt pozitív és negatív kontrollmintákat.
Prepare control material in an identical manner as the sample(s).
Vizsgáljuk a kontrollanyagot a mintával/mintákkal azonos módon.
A variety of methods are available for purification of target DNA from complex sample substrates, thus removing inhibitors of PCR and other enzymatic reactions and concentrating target DNA in the sample extract.
Különféle módszerek állnak rendelkezésre a cél DNS megtisztítására a komplex minta szubsztrátumoktól, melyek eltávolítják a PCR és más enzimes reakciók inhibitorait, és koncentrálják a cél DNS-t a mintakivonatban.
The following method has been optimised for use with the validated PCR method shown in Appendix 6.
A következő módszer lett optimalizálva a 6. függelékben bemutatott validált PCR-módszernél történő felhasználásra.
6.1.(a) Method according to Pastrik (2000)
A Pastrik-féle módszer (2000):
Pipette 220 µl of lysis buffer (100 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl [pH 8,0], 1 mM EDTA [pH 8,0]) into a 1,5 ml Eppendorf tube.
Pipettázzunk 220 µl lízis-puffert (100 mM NaCl, 10 mM tris-HCl [pH 8,0], 1 mM EDTA [pH 8,0]) egy 1,5 ml-es Eppendorf-csőbe.
Add 100 µl sample extract and place in a heating block or waterbath at 95 °C for 10 minutes.
Adjunk hozzá 100 µl mintakivonatot, és helyezzük egy hevítő blokkba vagy vízfürdőbe 95 °C-ra 10 percig.
Put tube on ice for five minutes.
Tegyük a csövet jégre 5 percre.
Add 80 µl Lysozyme stock solution (50 mg lysozyme per ml in 10 mM Tris HCl, pH 8,0) and incubate at 37 °C for 30 minutes.
Adjunk hozzá 80 µl lizozim törzsoldatot (50 mg/ml lizozim 10 mM-os tris-HCl-ben, pH 8,0), és inkubáljuk 37 °C-on 30 percig.
Add 220 µl of Easy DNA® solution A (Invitrogen), mix well by vortexing and incubate at 65 °C for 30 minutes.
Adjunk hozzá 220 µl Easy DNA® A oldatot (Invitrogen), vortex-szel jól keverjük össze, és inkubáljuk 65 °C-on 30 percig.
Add 100 µl of Easy DNA® solution B (Invitrogen), vortex vigorously until the precipitate runs freely in the tube and the sample is uniformly viscous.
Adjunk hozzá 100 µl Easy DNA® B oldatot (Invitrogen), erőteljesen vortex-szeljük, amíg a csapadék már szabadon mozog a csőben, és a minta egyenletesen viszkózus lesz.
Add 500 µl of chloroform and vortex until the viscosity decreases and the mixture is homogeneous.
Adjunk hozzá 500 µl kloroformot, és vortex-szeljük, amíg a viszkozitás csökken, és az elegy homogénné válik.
Centrifuge at 15000 g for 20 minutes at 4 °C to separate phases and form the interphase.
Centrifugáljuk 15000 g-vel 20 percig 4 °C-on, hogy a fázisok elkülönüljenek, és kialakuljon az interfázis.
Transfer the upper phase into a fresh Eppendorf tube.
Vigyük át a felső fázist egy új Eppendorf-csőbe.
Add 1 ml of 100 % ethanol (–20 °C) vortex briefly and incubate on ice for 10 minutes.
Adjunk hozzá 1 ml 100 %-os etil-alkoholt (–20 °C) rövid ideig vortex-szeljük, és inkubáljuk jégen 10 percig.
Centrifuge at 15000 g for 20 minutes at 4 °C and remove ethanol from pellet.
Centrifugáljuk 15000 g-vel 20 percig 4 °C-on, és távolítsuk el az etil-alkoholt a üledékről.
Add 500 µl 80 % ethanol (–20 °C) and mix by inverting the tube.
Adjunk hozzá 500 µl 80 %-os etil-alkoholt (–20 °C), és keverjük össze a cső átforgatásával.
Centrifuge at 15000 g for 10 minutes at 4 °C, save the pellet and remove ethanol.
Centrifugáljuk 15000 g-vel 10 percig 4 °C-on, őrizzük meg a üledéket, és távolítsuk el az etil-alkoholt.
Allow the pellet to dry in air or in a DNA speed vac.
Hagyjuk a üledéket megszáradni a levegőn vagy egy gyors DNS vákuumszárítóban.
Resuspend the pellet in 100 µl sterile UPW and leave at room temperature for at least 20 minutes.
Szuszpendáljuk újra azüledéket 100 µl steril UPW-ben, és hagyjuk szobahőmérsékleten legalább 20 percig.
Store at –20 °C until required for PCR.
Tároljuk –20 °C-on amíg a PCR-hez szükség lesz rá.
Spin down any white precipitate by centrifugation and use 5 µl of the supernatant containing DNA for the PCR.
Centrifugálással ülepítsük le a fehér csapadékot, és vegyünk 5 µl-t a DNS-t tartalmazó felülúszó folyadékból a PCR-hez.
Prepare test and control templates for PCR according to the validated protocol (Appendix 6).
Készítsünk teszt és kontroll templátokat a PCR-hez a validált protokolloknak megfelelően (6. függelék).
Prepare one decimal dilution of sample DNA extract (1:10 in UPW).
Készítsünk tízszeres hígítást a minta DNS-kivonatból (1:10 UPW-ben).
Prepare the appropriate PCR reaction mix in a contamination-free environment according to the published protocol (Appendix 6).
Készítsük el a megfelelő PCR reakcióelegyet fertőzésmentes környezetben a közzétett protokollok szerint (6. függelék).
The validated PCR protocol is a multiplex reaction that also incorporates an internal PCR control.
Amennyiben lehetséges, ajánlatos a multiplex PCR-protokoll használata, amely magában foglal egy belső PCR-kontrolt is.
Add 5 µl of DNA extract per 25 µl PCR reaction in sterile PCR tubes.
Adjunk 5 µl DNS-kivonatot 25 µl PCR reakcióelegyhez steril PCR-csövekben.
Incorporate a negative control sample containing only PCR reaction mix and add the same source of UPW as used in the PCR mix in place of sample.
Vonjunk be egy negatív kontroll mintát, amely csak PCR reakcióelegyet tartalmaz, és adjunk hozzá UPW-t, mely ugyanabból a forrásból származzon, mint amit a PCR reakcióelegyben a minta helyén használtunk.
Place tubes in the same thermal cycler which was used in preliminary testing and run the appropriately optimised PCR programme (Appendix 6).
Helyezzük a csöveket ugyanabba a thermal cycler-be, melyet az előzetes vizsgálat során használtunk, és futtassuk le a megfelelően optimalizált PCR-programot (6. függelék).
Analysis of the PCR product
A PCR termék elemzése
Resolve PCR amplicons by agarose gel electrophoresis.
Elemezzük a PCR-fragmentumokat agarózgél-elektroforézissel.
Run at least 12 µl of amplified DNA reaction mixture from each sample mixed with 3 µl loading buffer (Appendix 6) in 2,0 % (w/v) agarose gels in tris-acetate-EDTA (TAE) buffer (Appendix 6) at 5 to 8 V per cm.
Futtassunk legalább 12 µl felszaporított DNS reakcióelegyet mindegyik mintából, 3 µl betöltőpufferrel keverve (6. függelék) 2,0 %-os (m/v) agarózgélben tris-acetát-EDTA (TAE) pufferben (6. függelék) 5–8 V/cm-en.
Use an appropriate DNA marker, e.g. 100 bp ladder.
Használjunk megfelelő DNS markert, pl. 100 bp ladder-t.
Reveal DNA bands by staining in ethidium bromide (0,5 mg per L) for 30 to 45 min taking appropriate precautions for handling this mutagen.
Fessük a DNS láncokat etidium-bromiddal (0,5 mg/liter) 30–45 percig, kellő óvintézkedések mellett dolgozzunk ezzel a mutagénnel.
Observe stained gel under short wave UV transillumination (e.g. λ = 302 nm) for amplified PCR products of the expected size (Appendix 6) and document.
Tanulmányozzuk a megfestett gélt rövidhullámú UV átvilágítás (λ = 302 nm) mellett a várható méretű felerősített PCR termékekre nézve (6. függelék), és dokumentáljuk.
For all new findings/cases verify authenticity of the PCR amplicon by performing restriction enzyme analysis on a sample of the remaining amplified DNA by incubating at the optimum temperature and time with an appropriate enzyme and buffer (see Appendix 6).
Minden új leletnél/esetnél igazoljuk a PCR-fragmentum hitelességét restrikciós enzimanalízissel, melyet a maradék felszaporított DNS-ből származó mintán végezzünk el optimális hőmérsékleten és ideig inkubálva a megfelelő enzimmel és pufferrel (lásd a 6. függeléket).
Resolve the digested fragments by agarose gel electrophoresis as before and observe characteristic restriction fragment pattern under UV transillumination after ethidium bromide staining and compare with the undigested and digested positive control.
Elemezzük a feltárt fragmentumokat agarózgél-elektroforézissel, mint korábban, és tanulmányozzuk a jellegzetes restrikciós fragmentum mintázatot UV átvilágítás mellett etidium-bromid festés után, és hasonlítsuk össze a feltáratlan és a feltárt pozitív kontrollal.
Interpretation of the PCR test result:
A PCR-teszt eredményeinek kiértékelése:
The PCR test is negative if the C. m. subsp. sepedonicus-specific PCR amplicon of expected size is not detected for the sample in question but is detected for all positive control samples (in case of multiplex PCR with plant specific internal control primers: a second PCR-product of expected size must be amplified with the sample in question).
A PCR-teszt negatív, ha a C. m. subsp. sepedonicus-specifikus várható méretű PCR-fragmentum nem mutatható ki a kérdéses mintában, viszont kimutatható valamennyi pozitív kontroll mintában (a belső kontroll primerekkel végzett multiplex PCR esetében: egy második várható méretű PCR-terméket kell felerősíteni a kérdéses mintával együtt).
The PCR test is positive if the C. m. subsp. sepedonicus-specific PCR amplicon of expected size and restriction pattern (when required) is detected, providing that it is not amplified from any of the negative control samples.
A PCR-teszt pozitív, ha a C. m. subsp. sepedonicus-specifikus várható méretű PCR-fragmentum és (amennyiben szükséges) a restrikciós mintázat kimutatható, feltéve, hogy az nem erősödött fel valamelyik negatív kontroll mintától.
Reliable confirmation of a positive result can also be obtained by repeating the test with a second set of PCR primers (section 9.3).
A pozitív eredmény megbízható megerősítése elérhető a vizsgálat megismétlésével a PCR primerek második sorozatán (9.3. szakasz).
Inhibition of the PCR may be suspected if the expected amplicon is obtained from the positive control sample containing C. m. subsp. sepedonicus in water but negative results are obtained from positive controls with C. m. subsp. sepedonicus in potato extract.
A PCR gátlása gyanítható, ha a várható fragmentumot nyerjük a vízben lévő C. m. subsp. sepedonicus-t tartalmazó pozitív kontroll mintából, viszont negatív eredményeket kapunk a burgonyakivonatban lévő C. m. subsp. sepedonicus-t tartalmazó pozitív kontrollokból.
In multiplex PCR protocols with internal PCR controls, inhibition of the reaction is indicated when neither of the two amplicons are obtained.
A belső PCR kontrollal rendelkező multiplex PCR-protokollokban jelzik a reakció gátlását, ha a két fragmentum egyike sem kerül kinyerésre.
Contamination may be suspected if the expected amplicon is obtained from one or more of the negative controls.
Gyanítható a fertőzés, ha a várható fragmentumot nyerjük egy vagy több negatív kontrollból.
BIOASSAY TEST
BIOLÓGIAI TESZTELÉSI VIZSGÁLAT
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 colony-forming units of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts that previously tested negative (preparation see Appendix 2).
Az ezzel a módszerrel végzett előzetes vizsgálatnak lehetővé kell tennie a korábbi vizsgálatokban negatívnak bizonyult mintakivonatokhoz (elkészítését lásd a 2. függelékben) adott 103–104/ml C. m. subsp. sepedonicus telepalkotó egység reprodukálható kimutatását.
Highest sensitivity of detection can be expected when using freshly prepared sample extract and optimal growth conditions.
A kimutatás érzékenysége várhatóan akkor lesz a legmagasabb, ha frissen készített mintakivonatot használunk, és optimális szaporodási feltételeket biztosítunk.
However, the method can be successfully applied to extracts that have been stored under glycerol at –68 to –86 °C.
A módszert azonban sikeresen lehet alkalmazni olyan kivonatokon, amelyeket glicerinnel –68 és –86 °C között tároltunk.
Some varieties of eggplant provide an excellent selective enrichment medium for the growth of C. m. subsp. sepedonicus even in the absence of symptoms and also provide an excellent confirmatory host test.
Néhány tojásgyümölcs-fajta kiváló szelektív dúsítási táptalajt jelent a C. m. subsp. sepedonicus szaporodásához még a tünetek hiányában is, és ugyancsak kiváló megerősítő gazdanövény-vizsgálatra ad lehetőséget.
Growth conditions should be optimal to reduce the risk of false negative test results.
A szaporodási feltételeknek optimálisaknak kell lenniük a hamis negatív vizsgálati eredmények kockázatának csökkentése érdekében.
For cultural details, see Appendix 8.
A növénynevelés részleteit lásd a 8. függelékben.
Distribute the whole of the remaining test aliquot of the resuspended pellet from section 3.1.6 or 3.2.5 between eggplants by one of the methods given below (7.3 or 7.4).
Osszuk el teljes egészében az újraszuszpendált üledék vizsgálati mennyiségeinek a 3.1.6. és a 3.2.5. szakaszban megmaradó részét a tojásgyümölcs-növények között az alábbiakban megadott módszerek egyikével (7.3. vagy 7.4.).
Use only plants at leaf stage two to three up to full expansion of the third true leaf.
2-3 leveles növényeket használjunk, a harmadik valódi levél teljes kifejlődéséig.
In order to ensure complete utilisation of the resuspended pellet as well as effective inoculation the procedures outlined below will require 15 to 25 eggplants per sample.
Az újraszuszpendált üledék teljes hasznosításának biztosítása, valamint a hatékony beoltás érdekében az alábbiakban felvázolt eljáráshoz 15–25 tojásgyümölcs-növényre lesz szükség mintánként.
Do not water eggplants for one to two days prior to inoculation to reduce turgor pressure.
Ne öntözzük a tojásgyümölcs-növényeket 1–2 napig a beoltást megelőzően a turgornyomás csökkentése érdekében.
Slit inoculation
Bemetszéses beoltás
Holding the plant between two fingers, pipette a drop (approximately 5 to 10 µl) of the suspended pellet on the stem between the cotyledons and the first leaf.
Két ujjunk között tartva a növényt, pipettázzunk egy csepp (mintegy 5–10 µl) szuszpendált üledéket a szárra a sziklevelek és az első levél közé.
Using a sterile scalpel, make a diagonal slit, about 1,0 cm long and approximately 2/3 of the stem thickness deep, starting the cut from the pellet drop.
Steril szikével ejtsünk átlós bemetszést, amely mintegy 1,0 cm hosszú és a mélysége körülbelül a szárvastagság 2/3-a, a vágás a üledékcsepptől induljon.
Seal the cut with sterile vaseline from a syringe.
Zárjuk le a bevágást fecskendőből kinyomott steril vazelinnel.
Syringe inoculation
Befecskendezéses beoltás
Inoculate the eggplant stems just above the cotyledons using a syringe fitted with a hypodermic needle (not less than 23 G).
Oltsuk be a tojásgyümölcs-növények szárát közvetlenül a sziklevelek felett injekciós tűvel ellátott fecskendővel (legalább 23G).
Distribute the sample between the eggplants.
Osszuk el a mintát a tojásgyümölcs-növények között.
As the positive controls, inoculate 5 plants with an aqueous suspension of 105 to 106 cells per ml of a known culture of C. m. subsp. sepedonicus and, where possible, with naturally infected tuber tissue (see section 4) by the same inoculation method (7.3 or 7.4).
Pozitív kontrollként oltsunk be ugyanazzal a beoltási módszerrel (7.3. vagy 7.4.) 5 növényt egy ismert C. m. subsp. sepedonicus tenyészet 105–106/ml sejtet tartalmazó vizes szuszpenziójával, és – amennyiben lehetséges – természetesen fertőződött gumó szövettel (lásd a 4. szakaszt).
As the negative control, inoculate 5 plants with sterile pellet buffer by the same inoculation method (7.3 or 7.4).
Negatív kontrollként oltsunk be ugyanazzal a beoltási módszerrel (7.3. vagy 7.4.) 5 növényt steril üledékpufferrel.
sepedonicus cells are killed at temperatures above 30 °C and the optimum temperature is 21 °C.
A C. m. sepedonicus sejtek elpusztulnak 30 °C felett, az optimális hőmérséklet pedig 21 °C.
To avoid contamination incubate positive control and negative control plants on clearly separated benches in a glasshouse or growth chamber or, in case space is limited, ensure strict separation between treatments.
A fertőzések elkerülése érdekében inkubáljuk a pozitív és a negatív kontrollnövényeket jól elkülönített padokon, üvegházban vagy nevelő kamrában, abban az esetben, ha a tér korlátozott, biztosítani kell a kezelések közötti szigorú elkülönítést.
If plants for different samples must be incubated close together, separate them with appropriate screens.
Ha az eltérő mintákhoz tartozó növényeket egymás közelében kell inkubálni, különítsük őket el egymástól megfelelő válaszfallal.
When fertilising, watering, inspecting and any other manipulations take great care to avoid cross-contamination.
A műtrágyázásnál, az öntözésnél, a szemrevételezésnél és minden más beavatkozásnál fordítsunk kiemelt figyelmet a keresztbe fertőződés elkerülésére.
It is essential to keep glasshouses and growth chambers free of all insect pests since they may transmit the bacterium from sample to sample.
Alapvető fontosságú, hogy az üvegházat és a nevelő kamrát a rovarkártevőktől mentesen tartsuk, mivel azok átvihetik a baktériumot egyik mintáról a másikra.
Examine regularly for symptoms starting after a week.
Rendszeresen ellenőrizzük az egy hét elteltével megjelenő tüneteket.
Count the number of plants showing symptoms.
Számoljuk meg a tüneteket mutató növényeket.
subsp. sepedonicus causes leaf wilting in eggplants which may commence as a marginal or interveinal flaccidity.
A C. m. subsp. sepedonicus a levelek hervadását okozza a tojásgyümölcs-növényeknél, amely kezdődhet levélszéli vagy levélerek közötti petyhüdtséggel.
Wilted tissue may initially appear dark green or mottled but turns paler before becoming necrotic.
A hervadt szövet kezdetben sötétzöld vagy foltos lehet, de elhalványul mielőtt nekrotikussá válna.
Interveinal wilts often have a greasy water-soaked appearance.
A levélerek közötti hervadt szövetek gyakran zsírosnak és vízzel átitatottnak tűnnek.
Necrotic tissue often has a bright yellow margin.
A nekrotikus szövet széle gyakran világossárga.
Plants are not necessarily killed; the longer the period before symptoms develop, the greater the chance of survival.
A növények nem feltétlenül pusztulnak el; minél hosszabb idő telik el a tünetek megjelenéséig, annál nagyobb az esélyük a túlélésre.
Plants may outgrow the infection.
A növények kinőhetik a fertőzést.
Young eggplants are much more susceptible to low populations of C. m. subsp. sepedonicus than are older plants, hence the necessity to use plants at or just before leaf stage 3.
A fiatal tojásgyümölcs-növények sokkal fogékonyabbak a C. m. subsp. sepedonicus gyér populációira, mint az idősebb növények, ezért szükséges 3 leveles állapotban vagy közvetlenül az előtt lévő növényeket használni.
Wilts may also be induced by populations of other bacteria or fungi present in the tuber tissue pellet.
A hervadást a gumószövet-üledékben található más baktériumok vagy gombák populációi is kiválthatják.
These include Ralstonia solanacearum, Erwinia carotovora subsp. carotovora and E. carotovora subsp. atroseptica, Erwinia chrysanthemi, Phoma exigua var. foveata, as well as large populations of saprophytic bacteria.
Ezek közé tartozik a Ralstonia solanacearum, az Erwinia carotovora subsp. carotovora és az E. carotovora subsp. atroseptica, az Erwinia chrysanthemi, a Phoma exigua var. foveata, valamint a szaprofita baktériumok népes populációi.
In particular Erwinia chrysanthemi can cause leaf symptoms and wilt that is very similar to symptoms of C. m. sepedonicus.
Különösen az Erwinia chrysanthemi okozhat a C. m. sepedonicus tüneteihez nagyon hasonló levéltüneteket és hervadást.
The only difference is blackening of the stems in case in Erwinia chrysanthemi infections.
Az egyetlen különbség az, hogy az Erwinia chrysanthemi által okozott fertőzések esetében a szár elfeketedik.
Other wilts can be distinguished from those caused by C. m. subsp. sepedonicus since whole leaves or whole plants wilt rapidly.
Az egyéb hervadásokat meg lehet különböztetni a C. m. subsp. sepedonicus által okozottaktól, mivel egész levelek vagy egész növények gyorsan elhervadnak.
Also a Gram stain can be prepared: this test will differentiate C. m. subsp. sepedonicus from Erwinia spp.
Gram-festést is lehet végezni: ezzel a vizsgálattal meg lehet különböztetni a C. m. subsp. sepedonicus-t az Erwinia-fajoktól.
As soon as symptoms in eggplants are observed reisolation should be performed, using sections of wilted leaf tissue or stem tissue from plants (see 3.1. 3 for tissue maceration).
Amint a tünetek megjelennek a tojásgyümölcs-növényeken, el kell végezni az újraizolálást a növényekből vett hervadt levélszövet vagy szárszövet felhasználásával (lásd a szövetmacerációs eljárást a 3.1.3. pontban).
Surface disinfect the eggplant leaves and stems by wiping with 70 % ethanol.
Fertőtlenítsük a tojásgyümölcs-növény leveleit és szárait 70 %-os etil-alkohollal való letörléssel.
Perform an IF test or PCR on the eggplant sap and isolate on to suitable (selective) media (see section 8).
Végezzünk IF-tesztet vagy PCR-t a tojásgyümölcs nedvén, és izoláljuk megfelelő (szelektív) táptalajra (lásd a 8. szakaszt).
A Gram stain (Appendix 9) may also be prepared.
A Gram-festést (9. függelék) is el lehet végezni.
Identify purified cultures of presumptive C. m. subsp. sepedonicus and confirm pathogenicity (see section 9 and 10).
Azonosítsuk a vélelmezett C. m. subsp. sepedonicus megtisztított tenyészeteit, és igazoljuk a patogenitást (lásd a 9. és 10. szakaszt).
Under certain circumstances, in particular where growing conditions are not optimal, it may be possible for C. m. subsp. sepedonicus to exist as a latent infection within eggplants even after incubation periods up to 4 weeks.
Bizonyos körülmények között, különösen, amikor a szaporodási feltételek nem optimálisak, lehetséges lehet, hogy a C. m. subsp. sepedonicus látens fertőzés formájában létezzen a tojásgyümölcs-növényekben még 4 hetes inkubálási időszak után is.
If no symptoms are observed after 4 weeks perform IF/PCR on a composite sample of 1 cm stem sections of each test plant taken above the inoculation site.
Ha 4 hét után nem figyelhetők meg tünetek, akkor végezzünk IF-/PCR-vizsgálatot az egyes tesztnövények szárának a beoltás helye feletti részéről vett 1 cm-es darabokból álló összetett mintán.
If the test is positive reisolation on suitable (selective) media should be performed following the procedure under section 8.
Ha a vizsgálat pozitív, újraizolálást kell végezni megfelelő (szelektív) táptalajon a 8. szakaszban leírt eljárást követően.
Identify purified cultures of presumptive C. m. subsp. sepedonicus and confirm pathogenicity (section 9 and 10).
Azonosítsuk a vélelmezett C. m. subsp. sepedonicus megtisztított tenyészeteit, és igazoljuk a patogenitást (9. és 10. szakasz).
Interpretation of the bioassay test result.
A biológiai tesztelési vizsgálat eredményeinek kiértékelése