natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Transport samples in cool dark conditions (4 to 10 °C) and test within 24 hours.
A mintákat hűvösben és sötétben (4–10 °C) szállítsuk, és 24 órán belül vizsgáljuk meg
If required, the bacterial fraction may be concentrated using one of the following methods:
Ha szükséges, a baktériumfrakciót koncentrálhatjuk az alábbi módszerek egyikével:
Centrifuge 30 to 50 ml sub-samples at 10000 g for 10 minutes (or 7000 g for 15 minutes) preferably at 4 to 10 °C, discard the supernatant and resuspend the pellet in 1 ml pellet buffer (Appendix 4).
Centrifugáljunk 30–50 ml részmintát 10000 g-vel 10 percig (vagy 7000 g-vel 15 percig) lehetőleg 4–10 °C között, távolítsuk el a felülúszó folyadékot, szuszpendáljuk újra a pelletet 1 ml pellet-pufferben (4. függelék).
Membrane filtration (minimum pore size 0,45 µm) followed by washing the filter in 5 to 10 ml pellet buffer and retention of the washings.
Membránszűrés (minimális pórusméret 0,45 µm), majd a szűrő kimosása 5–10 ml pelletpufferben, és a mosástermékek megtartása.
This method is suitable for larger volumes of water containing low numbers of saprophytes.
Ez a módszer alkalmazható kevés szaprofitát tartalmazó nagy mennyiségű víznél.
Concentration is usually not advisable for samples of potato processing or sewage effluent since increased populations of competing saprophytic bacteria will inhibit detection of Ralstonia solanacearum.
A koncentrálás rendszerint nem ajánlott a burgonya-feldolgozásból vagy a szennyvízhálózatból származó szennyvízminták esetében, mivel a kompetitív szaprofita baktériumok megnövekedett populációi meg fogják gátolni a R. solanacearum kimutatását.
See flow chart and description of the tests in the relevant appendices.
Lásd a folyamatábrát, valamint a vizsgálatok leírását a vonatkozó függelékekben.
Scheme for detection and identification of R. solanacearum in soil
Az R. solanacearum talajban történő kimutatásának és azonosításának programja
Soil sample (1)
Talajminta (1)
Extraction of the pathogen
A kórokozó kivonása
selective isolation (2)
Szelektív izolálás (2)
optional auxiliary test: enrichment PCR (3) / bioassay (4)
Szabadon választható kiegészítő vizsgálat: dúsítás PCR-rel (3) / biológiai (4)
Colonies with typical morphology (5) after isolation
Jellegzetes morfológiájú telepek (5) izolálás után
IDENTIFICATION TESTS (7)
AZONOSÍTÁSI VIZSGÁLAT (7)
PATHOGENICITY TEST (8)
PATOGENITÁS VIZSGÁLAT (8)
Sample not contaminted by
A minta nem fertőzött
See Section V.2.1. for recommended sampling procedures.
Az ajánlott mintavételi eljárásokat a V.2.1. szakasz tartalmazza.
If high saprophyte populations are suspected to affect the reliability of the isolation, then repeat the isolation tests after further dilution of the sample.
Ha a népes szaprofita populációk feltételezhetően befolyásolják az izolálás megbízhatóságát, akkor ismételjük meg az izolálási vizsgálatot a minta további hígítása után.
The validated detection scheme, described in this section, is applicable for pathogen detection in soil samples but can also be used to test samples of solid potato processing waste or sewage sludge.
Az ebben a szakaszban leírt validált kimutatási módszer a kórokozó talajmintákban történő kimutatásánál alkalmazható, de ugyancsak alkalmazni lehet a szilárd burgonya-feldolgozási hulladék vagy a szennyvíziszap vizsgálatára.
However, it should be noted that these methods are insufficiently sensitive to guarantee detection of low and/or irregularly dispersed populations of Ralstonia solanacearum that may occur in naturally infested samples of these substrates.
Meg kell azonban jegyezni, hogy ezek a módszerek nem kellően érzékenyek ahhoz, hogy garantálják az alacsony egyedszámú és/vagy szabálytalan eloszlású R. solanacearum populációk kimutatását, amelyek előfordulhatnak ezen anyagok természetes úton fertőződött mintáiban.
The limitations in sensitivity of this test scheme should be considered when assessing the reliability of any negative results obtained and also when used in surveys to determine presence or absence of the pathogen in soils or sludges.
A vizsgálati módszer érzékenységének korlátait figyelembe kell venni a kapott negatív eredmények megbízhatóságának megállapításánál, és akkor is, amikor a kórokozó jelenlétének vagy hiányának talajban vagy szennyvíziszapban történő kimutatására használják.
The most reliable test for presence of the pathogen in a field soil is to plant a susceptible host and monitor it for infection, but even with this method low levels of contamination will escape detection.
A kórokozó jelenlétének a szántóföld talajában történő kimutatására a legmegbízhatóbb vizsgálati módszer az, hogy elültetünk egy fogékony gazdanövényt, és figyeljük rajta a fertőzés megjelenését, de még ezzel a módszerrel sem lehet kimutatni a kismértékű fertőzéseket.
Sampling of field soil should follow standard principals used for nematode sampling.
A szántóföld talajából történő mintavételnek a fonalférgek kimutatása céljából történő mintavételnél alkalmazott standard elvek szerint kell történnie.
Collect 0,5 to 1 kg of soil per sample from 60 sites per 0,3 ha from a depth of 10 to 20 cm (or in a grid of 7 x 7 metres) If the pathogen is suspected to be present, increase the number of collection points to 120 per 0,3 ha.
Gyűjtsünk mintánként 0,5–1 kg talajt 60 helyről 0,3 hektáronként 10–20 cm mélyről (vagy egy 7x7 méteres négyzethálóban). Ha feltételezzük a kórokozó előfordulását, akkor növeljük a gyűjtőhelyek számát 120-ra 0,3 hektáronként.
Maintain samples at 12 to 15 °C prior to testing.
Tartsuk a mintákat 12–15 °C-on a vizsgálat előtt.
Sample potato processing and sewage sludges by collecting a total of 1 kg from sites representing the total volume of sludge to be tested.
A burgonya-feldolgozásból és a szennyvízhálózatból származó szennyvíziszapokból történő mintavétel esetén összesen 1 kg-nyi mintát vegyünk a vizsgálandó szennyvíziszap teljes mennyiségét reprezentáló helyeken.
Mix each sample well before testing.
Minden mintát jól keverjünk össze a vizsgálat megkezdése előtt.
Disperse sub-samples of 10 to 25 g of soil or sludge by rotary shaking (250 rpm) in 60 to 150 ml extraction buffer (Appendix 4) for up to two hours.
Oszlassuk szét a 10–25 g talajt vagy szennyvíziszapot tartalmazó részmintákat rotációs rázógépen (250 fordulat/perc) 60–150 ml kivonópufferben (4. függelék) 2 órán át.
If required, addition of 0,02 % sterile Tween-20 and 10 to 20 g sterile gravel may assist dispersion.
Ha szükséges, 0,02 % steril Tween-20 és 10–20 g steril kavics hozzáadásával elősegíthetjük a szétoszlatást.
Maintain the suspension at 4 °C during testing.
Tartsuk a szuszpenziót 4 °C-on a vizsgálat során.
OPTIMISED PROTOCOLS FOR DETECTION AND IDENTIFICATION OF R. SOLANACEARUM
OPTIMALIZÁLT PROTOKOLLOK AZ R. SOLANACEARUM KIMUTATÁSÁRA ÉS AZONOSÍTÁSÁRA
DIAGNOSTIC AND DETECTION TESTS
DIAGNOSZTIKAI ÉS KIMUTATÁSI VIZSGÁLATOK
The presence of R. solanacearum in stems of wilting potato, tomato or other host plants can be indicated by the following simple presumptive test: Cut the stem just above the soil level.
A R. solanacearum hervadó burgonya-, paradicsom- vagy egyéb gazdanövények szárában való jelenlétét a következő egyszerű valószínűsítő vizsgálattal határozhatjuk meg: vágjuk el a szárat közvetlenül a talajszint felett.
Suspend the cut surface in a tube of clean water.
Állítsuk a metszéslapot egy tiszta vízzel teli kémcsőbe.
Observe for characteristic spontaneous streaming of threads of bacterial slime from the cut vascular bundles after a few minutes.
Néhány perc múlva megfigyelhető a baktériumnyálka-fonalak jellegzetes spontán kiáramlása az átvágott edénynyaláb kötegekből.
Prepare a smear of bacterial ooze from infected tissue or from a 48-hour culture on YPGA or SPA medium (Appendix 2) on a microscope slide.
Készítsünk kenetet a fertőzött szövetből vagy a YPGA vagy SPA táptalajon (2. függelék) nyert 48 órás tenyészetből származó baktériumnyálkából egy tárgylemezen.
Prepare positive control smears of a biovar 2 strain of R. solanacearum and, if considered useful, a negative control smear of a known PHB negative sp.
Készítsünk pozitív kontrollkeneteket az R. solanacearum valamely 2. biovariánsba tartozó törzséből, és – ha ezt hasznosnak véljük – egy negatív kontrollkenetet egy közismert PHB-negatív törzsből.
Allow to air dry and pass the lower surface of each slide rapidly above a flame to fix the smears.
Hagyjuk levegőn megszáradni, majd a tárgylemezek alsó felületét gyorsan vigyük át láng felett, hogy a kenet rögzüljön.
Stain preparation with either Nile Blue or Sudan Black and observe microscopically as described below:
Festékkészítés níluskékkel vagy szudánfeketével, és mikroszkópos megfigyelés az alábbiakban leírtak szerint:
Nile blue test:
A níluskék vizsgálat:
Flood each slide with 1 % aquous solution of Nile Blue A and incubate for 10 minutes at 55 °C.
Öntsünk minden tárgylemezre níluskék »A« 1 %-os vizes oldatot, és 10 percig inkubáljuk 55 °C-on.
Drain off the staining solution.
Öntsük le a festékoldatot.
Wash briefly in gently running tap water.
Gyorsan öblítsük le gyengén folyó csapvízzel.
Remove excess water with tissue paper.
Távolítsuk el a felesleges vizet itatóspapírral.
Flood the smear with 8 % aqueous acetic acid and incubate for one minute at ambient temperature.
Öntsük le kenetet ecetsav 8 %-os vizes oldatával, és inkubáljuk egy percig szobahőmérsékleten.
Re-moisten with a drop of water and apply a coverslip.
Nedvesítsük meg újra egy csepp vízzel, és tegyünk rá fedőlemezt.
Examine the stained smear with an epifluorescence microscope at 450 nm under oil immersion at a magnification of 600 to 1000 using an oil- or water-immersion objective.
Vizsgáljuk meg a megfestett kenetet epifluoreszcens mikroszkóppal 450 nm hullámhosszon, olajimmerzió mellett, 600–1000-szeres nagyításnál, olaj- vagy vízimmerziós tárgylencsével.
Observe for bright orange fluorescence of PHB granules.
Figyeljük meg a PHB-szemcsék élénk narancsszínű fluoreszkálását.
Also observe under transmitted normal light to ensure that the granules are intracellular and that cell morphology is typical of R. solanacearum.
Tanulmányozzuk átbocsátott normál fénynél is, hogy megbizonyosodjunk arról, hogy a szemcsék intracellulárisak, és a sejtmorfológia az R. solanacearum-ra jellemző.
Sudan Black test:
A szudánfekete vizsgálat:
Flood each slide with 0,3 % Sudan Black B solution in 70 % ethanol and incubate for 10 minutes at ambient temperature.
Öntsünk minden tárgylemezre 0,3 %-os szudánfekete »B« 70 %-os etil-alkoholos oldatát, és inkubáljuk 10 percig szobahőmérsékleten.
Drain off the staining solution and wash briefly in tap water, removing excess water with tissue paper.
Öntsük le a festékoldatot, és öblítsük le kissé csapvízzel, majd a felesleges vizet itatóspapírral távolítsuk el.
Dip the slides briefly in xylol and blot dry on tissue paper.
Merítsük a tárgylemezeket rövid időre xilolba, és itassuk szárazra itatóspapírral.
Caution: Xylol is harmful, take necessary safety precautions and work in a fume cupboard.
Vigyázat: a xilol veszélyes anyag, tegyük meg a szükséges óvintézkedéseket, és dolgozzunk vegyifülkében!
Flood the slides with 0,5 % (w/v) aqueous safranin and leave for 10 seconds at ambient temperature.
Öntsünk a tárgylemezekre 0,5 %-os (m/v) vizes szafranin oldatot, és hagyjuk 10 másodpercig szobahőmérsékleten.
Caution: Safranin is harmful, take necessary safety precautions and work in a fume cupboard.
Vigyázat: a szafranin veszélyes anyag, tegyük meg a szükséges óvintézkedéseket, és dolgozzunk vegyifülkében!
Wash in gently running tap water, blot dry on tissue paper and apply a coverslip.
Öblítsük le gyengén folyó csapvízzel, itassuk szárazra szűrőpapíron, és tegyünk rá fedőlemezt.
Examine stained smears with a light microscope using transmitted light under oil immersion at a magnification of 1000 using an oil-immersion objective.
Tanulmányozzuk a megfestett keneteket átbocsátott fénnyel működő fénymikroszkóppal, olajimmerzió mellett, 1000-szeres nagyításnál, olajimmerziós tárgylencsével.
Observe for blue-black staining of PHB granules in cells of R. solanacearum with pink-stained cell walls.
Figyeljük meg, hogy a PHB-szemcsék az R. solanacearum sejtekben kékesfeketére színeződnek, a sejtfal pedig rózsaszínűre festődik.
Agglutination of R. solanacearum cells in bacterial ooze or symptomatic tissue extracts is best observed using validated antibodies (see Appendix 3) labelled with appropriate coloured markers such as red Staphylococcus aureus cells or coloured latex particles.
Az R. solanacearum sejtek agglutinációját baktériumnyálkában vagy tüneteket mutató szövetek kivonataiban legjobban validált ellenanyagok (lásd a 3. függeléket) felhasználásával figyelhetjük meg, melyek megfelelő színes markerrel vannak megjelölve, mint például vörös Staphylococcus aureus sejtekkel vagy színes latex szemcsékkel.
If using a commercially available kit (see Appendix 3), follow the manufacturers instructions.
A kereskedelmi forgalomban kapható készlet (lásd a 3. függeléket) használata esetén, kövessük a gyártó útmutatásait.
Otherwise perform the following procedure:
Egyébként végezzük el a következő eljárást:
Mix drops of a suspension of labelled antibody and bacterial ooze (approximately 5 µl each) on windows of multiwell test slides.
Keverjük össze a megjelölt ellenanyag szuszpenziójának cseppjeit a baktériumnyálkával (mindegyik hozzávetőlegesen 5 µl) több mintahelyes vizsgálati lemezek ablakaiban.
Prepare positive and negative controls using suspensions of R. solanacearum biovar 2 and a heterologous strain.
Készítsünk pozitív és negatív kontrollokat az R. solanacearum 2. biovariánsába tartozó törzs és egy heterológ törzs szuszpenzióinak a felhasználásával.
Observe for agglutination in positive samples after gentle mixing for 15 seconds.
Figyeljük meg az agglutinációt a pozitív mintákban 15 másodpercig tartó enyhe keverés után.
Note: Before using this method for the first time, perform preliminary tests to ensure reproducible detection of 103 to 104 colony-forming units of R. solanacearum per ml added to extracts from samples which previously tested negative.
Megjegyzés: Mielőtt először használjuk ezt a módszert, végezzünk előzetes vizsgálatokat, hogy biztosítsuk a korábbi vizsgálatokban negatívnak bizonyult minták kivonataihoz adott 103–104/ml R. solanacearum telepalkotó egység kimutatásának reprodukálhatóságát.
Use an appropriately validated selective medium such as SMSA (as modified by Elphinstone et al., 1996; see Appendix 2).
Használjunk megfelelően validált szelektív táptalajt, mint például a SMSA-t (Elphinstone et al. által módosított, 1996; lásd a 2. függeléket).
Care is required to differentiate R. solanacearum from other bacteria able to develop colonies on the medium.
Ügyelni kell az R. solanacearum megkülönböztetésére a táptalajon telepeket létrehozni képes egyéb baktériumoktól.
Furthermore, colonies of R. solanacearum may show atypical morphology if plates are overcrowded or antagonistic bacteria are also present.
Továbbá az R. solanacearum telepei mutathatnak atipikus morfológiát, ha a táptalaj lemezek túlzsúfoltak, vagy antagonisztikus baktériumok is jelen vannak.
Where effects of competition or antagonism are suspected, the sample should be re-tested using a different test.
Amennyiben a verseny vagy az antagonizmus hatásai gyaníthatók, a mintát újra kell vizsgálni egy másik vizsgálati eljárással.
Highest sensitivity of detection by this method can be expected when using freshly prepared sample extracts.
A legmagasabb kimutatási érzékenység ezzel a módszerrel akkor várható, ha frissen készített mintakivonatokat használunk.
However, the method is also applicable for use with extracts which have been stored under glycerol at –68 to –86 °C.
A módszer azonban alkalmazható olyan mintáknál is, amelyeket glicerinben tároltak –68és–86 °C között.
As positive controls, prepare decimal dilutions from a suspension of 106 cfu per ml of a virulent biovar 2 strain of R. solanacearum (e.g. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857).
Pozitív kontroll céljára készítsünk tízes léptékű hígításokat egy virulens, 2. biovariánsba tartozó R. solanacearum törzs (pl. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857) 106 cfu/ml szuszpenziójából.
To avoid any possibility of contamination, prepare positive controls totally separately from samples to be tested.
A fertőzés bármely lehetőségének kiküszöbölése érdekében, a pozitív kontrollokat a vizsgálandó mintáktól teljesen elkülönítve készítsük el.
For each newly prepared batch of a selective medium its suitability for growth of the pathogen should be tested before it is used to test routine samples.
A szelektív táptalaj minden egyes újonnan készített tétele esetében meg kell vizsgálni, hogy az megfelel-e a kórokozó szaporodásához, mielőtt a rutin minták vizsgálatánál felhasználásra kerülne.
Perform an appropriate dilution plating technique aiming to ensure that any background saprophytic colony-forming populations are diluted out.
Használjunk megfelelő hígításos lemeztenyésztési technikát annak biztosítása érdekében, hogy a háttérben lévő szaprofita telepalkotó populációk kihígítódjanak.
Spread 50 - 100 µl per plate of sample extract and each dilution.
Lemezenként szélesszünk 50–100 µl-t a mintakivonatból és az egyes hígításokból.
Incubate plates at 28 °C.
Inkubáljuk a lemezeket 28 °C-on.
Read plates after 48 hours and daily thereafter up to six days.
Olvassuk le a lemezeket 48 óra elteltével, majd azt követően naponta 6 napon át.
Note: Atypical colonies of R. solanacearum sometimes form on this medium.
Megjegyzés: Néha kifejlődnek ezen a táptalajon az R. solanacearum atipikus telepei.
These may be small, round, entirely red in colour and non-fluidal or only partially fluidal and therefore difficult to distinguish from saprophytic colony-forming bacteria.
Ezek kicsik, kerekek, színük teljesen vörös és nincsenek elfolyósodva, vagy csak részben elfolyósodottak, és ezért nehéz megkülönböztetni azokat a szaprofita telepalkotó baktériumoktól.
Purify presumptive R. solanacearum colonies after streaking or dilution plating onto a general nutrient medium to obtain isolated colonies (see Appendix 2).
Tisztítsuk a vélelmezett R. solanacearum telepeket szélesztés vagy hígításos lemeztenyésztés után általános táptalajon, hogy izolált telepeket kapjunk (lásd a 2. függeléket).
Store cultures short-term in sterile water (pH 6 to 8, chlorine free) at room temperature in the dark, or long term in a suitable cryoprotectant medium at –68 to –86 °C or lyophilised.
Tároljuk a tenyészeteket rövid távon steril vízben (pH 6-8, klórmentes) szobahőmérsékleten és sötétben, vagy hosszú távon megfelelő mélyhűtéstől védő közegben –68 és –86 °C között vagy liofilizálva.
Identify presumptive cultures (see Section VI.B.) and perform a pathogenicity test (see Section VI.
Azonosítsuk a vélelmezett tenyészeteket (lásd a VI.B. szakaszt), és végezzük el a patogenitás vizsgálatot (lásd a VI.C. szakaszt).
Interpretation of selective plating test results
A szelektív lemeztenyésztési vizsgálat eredményeinek kiértékelése
The selective plating test is negative if no bacterial colonies are observed after six days or if no presumptive colonies typical of R. solanacearum are found, provided that no inhibition is suspected due to competition or antagonism by other bacteria and that typical R. solanacearum colonies are found in the positive controls.
A szelektív lemeztenyésztési vizsgálat negatív, ha baktériumtelepek nem figyelhetők meg 6 nap után, vagy ha az R. solanacearum-ra jellemző vélelmezett telepek nem kerülnek izolálásra, feltéve, hogy a más baktériumok általi verseny vagy antagonizmus okozta gátlás gyanúja nem merül fel, és hogy, jellemző R. solanacearum telepek kerülnek izolálásra a pozitív kontrollokban.
The selective plating test is positive if presumptive R. solanacearum colonies are isolated.
A szelektív lemeztenyésztési vizsgálat pozitív, ha vélelmezett R. solanacearum telepek kerülnek izolálásra.
Use a validated enrichment medium such as modified Wilbrink broth (see Appendix 2).
Használjunk validált dúsítási táptalajt, mint például módosított Wilbrink-táplevest (lásd a 2. függeléket).
This procedure can be used to selectively increase R. solanacearum populations in sample extracts and increase sensitivity of detection.
Az eljárás az R. solanacearum populációk szelektív növesztésére használható a mintakivonatokban, valamint a kimutatás érzékenységének növelésére.
The procedure also effectively dilutes inhibitors of the PCR reaction (1:100).
Az eljárás a PCR-reakció gátlóit is hatékonyan hígítja (1:100).
It should be noted, however, that enrichment of R. solanacearum can fail due to competition or antagonism by saprophytic organisms which are often simultaneously enriched.
Meg kell jegyezni azonban, hogy az R. solanacearum dúsítása sikertelen lehet a szaprofita szervezetek által okozott verseny vagy antagonizmus következtében, melyek dúsulása gyakran párhuzamosan bekövetkezik.
For this reason, isolation of R.solanacearum from enriched broth cultures may be difficult.
Emiatt az R. solanacearum izolálása a dúsított tápleves tenyészetekből nehézkes lehet.
In addition, since populations of serologically related saprophytes can be increased, the use of specific monoclonal antibodies rather than polyclonal antibodies is recommended where the ELISA test is to be used.
Továbbá, mivel a szerológiailag rokon szaprofiták populációi növekedhetnek, a specifikus monoklonális ellenanyagok használata ajánlott a poliklonális ellenanyagokkal szemben, amennyiben ELISA-teszt alkalmazására kerül sor.
For enrichment-PCR, transfer 100 µl of sample extract into 10 ml of enrichment broth (Appendix 2) previously aliquoted into DNA-free tubes or flasks.
Dúsítási PCR céljára vigyünk át 100 µl mintakivonatot 10 ml dúsítási táplevesbe (2. függelék), melyből korábban aliquot részeket mértünk DNS-mentes kémcsövekbe vagy lombikokba.
For enrichment-ELISA, higher proportions of sample extract to broth can be used (e.g. 100 µl in 1,0 ml of enrichment broth).
Dúsítási ELISA céljára nagyobb arányban tartalmazhat mintakivonatot a tápleves (pl. 100 µl mintakivonat 1,0 ml dúsítási táplevesben).
Incubate for 72 hours at 27 to 30 °C in shaking culture or static culture with caps loosely- fitted to permit aeration.
Inkubáljuk 72 órán át 27 és 30 °C között rázótenyészetben vagy statikus tenyészetben, a kupakokat lazán illesztve a levegőzés biztosítása érdekében.
Mix well before using in ELISA or PCR tests.
Jól keverjük össze mielőtt az ELISA- vagy a PCR-vizsgálatoknál felhasználjuk.
Treat enriched broth in an identical manner as the sample(s) in the above tests.
A dúsított táplevest ugyanúgy kezeljük, mint a mintá(ka)t a fenti vizsgálatokban.
Note: If inhibition of enrichment of R. solanacearum is anticipated, due to high populations of certain competing saprophytic bacteria, enrichment of sample extracts before any centrifugation or other concentration steps may give better results.
Megjegyzés: Ha az R. solanacearum dúsulásának a gátlása várható – bizonyos kompetitív szaprofita baktériumok népes populációinak következtében – akkor a mintakivonatok bármilyen centrifugálás vagy egyéb koncentrálás előtti dúsítása jobb eredményeket adhat.
IF Test
IF-teszt
The use of the IF test as the principal screening test is recommended because of its proven robustness to achieve the required thresholds.
Az IF-teszt elsőszámú szűrővizsgálatként történő használata ajánlott, mivel bizonyított erőteljessége a szükséges küszöbértékek elérésében.
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the Isolation, PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Amennyiben az IF-tesztet használjuk elsőszámú szűrővizsgálatként, és az IF eredménye pozitív, második szűrővizsgálatként el kell végezni az izolálási, a PCR- vagy a FISH-vizsgálatot.
Note: Use a validated source of antibodies to R. solanacearum (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Megjegyzés: Az R. solanacearum validált forrásból származó ellenanyagait használjuk (lásd a honlapot: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
It is recommended that the titre is determined for each new batch of antibodies.
Ajánlott a titert minden egyes új ellenanyag tételre meghatározni.