natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Diagram showing sexual difference in shape and size of the anal fin.
Dodajte homogenizacijski pufer u sve mikroepruvete od 1,5 ml u kojima se nalazi jetra prema prethodno opisanom postupku.
A, male; B, female.
Vrh mikropipete nije potrebno zamijeniti novim.
Fig.2.
Međutim, vrh je potrebno zamijeniti ako je kontaminiran ili se sumnja na kontaminaciju.
A, Processes on joint plates of anal fin-ray.
Homogenizacija jetre
J.P., joint plate; A.S., axial space; P., process.
Na homogenizator mikroepruveta stavite novi tučak za homogenizaciju.
B, Distal extremity of fin-ray.
Stavite tučak u mikroepruvetu od 1,5 ml.
Actinotrichia (Act.) are on the tip.
Držite homogenizator mikroepruveta tako da jetru pritišćete između površine tučka i unutarnje stijenke mikroepruvete od 1,5 ml.
Fig.3.
Uključite homogenizator mikroepruveta na 10 do 20 sekundi.
Photograph of fish body showing the cut site when the gonad is fixed in the fixing solution other than 10 % neutral buffered formalin.
Tijekom postupka hladite mikroepruvetu od 1,5 ml smrvljenim ledom.
In that case, the remaining body will be cut off between anterior region of anal fin and anal using razor (red bar), and the head side of fish body will be put into the fixing solution for gonad and the tail side of the fish body will be put into the 10 % neutral buffered formalin.
Izvadite tučak iz mikroepruvete i odložite je na približno deset sekundi.
Papillary processes normally appear only in adult males and are found on fin rays from the second to the seventh or eighth counting from the posterior end of the anal fin (Fig.1 and 2).
Potom vizualnim pregledom utvrdite stanje suspenzije.
However, processes rarely appear on the first fin ray from the posterior end of the anal fin.
Ako su u suspenziji vidljivi djelići jetre, ponovite postupke 3. i 4. kako biste pripremili zadovoljavajući homogenat jetre.
This SOP covers the measurement of processes on the first fin ray (the fin ray number refers to the order from the posterior end of the anal fin in this SOP).
Ohladite suspendirani homogenat jetre na stalku s ledom do centrifugiranja.
RECOMMENDED PROCEDURES FOR SAMPLE COLLECTION FOR VITELLOGENIN ANALYSIS
Zamijenite tučak novim za svaki homogenat.
Care should be taken to avoid cross-contamination between VTG samples of males and females.
Homogenizirajte sve jetre homogenizacijskim puferom prema prethodno opisanom postupku.
Procedure 1A:
Centrifugiranje suspendiranog homogenata jetre
Fathead Minnow, Blood Collection from the Caudal Vein/Artery
Provjerite je li temperatura rashlađene komore za centrifugiranje ≤ 5 °C.
After anaesthetisation, the caudal peduncle is partially severed with a scalpel blade and blood is collected from the caudal vein/artery with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Stavite mikroepruvete od 1,5 ml u kojima se nalazi suspendirani homogenat jetre u rashlađenu centrifugu (po potrebi prilagodite ravnotežu).
After the blood has been collected, the plasma is quickly isolated by centrifugation for 3 min at 15000 g (or alternatively for 10 min. at 15000 g at 4 °C).
Centrifugirajte suspendirani homogenat jetre deset minuta pri 13000 g na ≤ 5 °C.
If desired, percent haematocrit can be determined following centrifugation.
Međutim, u slučaju pravilne separacije supernatanta centrifugalnu silu i vrijeme moguće je prilagoditi po potrebi.
The plasma portion is then removed from the microhematocrit tube and stored in a centrifuge tube with 0,13 units of aprotinin (a protease inhibitor) at – 80 °C until determination of VTG can be made.
Nakon centrifugiranja provjerite jesu li supernatanti pravilno separirani (površina: lipidi, sredina: supernatant, donji sloj: tkivo jetre).
Depending on the size of the fathead minnow (which is sex-dependent), collectable plasma volumes generally range from 5 to 60 microliters per fish (Jensen et al.
U slučaju nepravilne separacije suspenziju ponovno centrifugirajte u istim uvjetima.
2001).
Iz rashlađene centrifuge izvadite sve uzorke i poredajte ih prema broju uzorka na stalku s ledom.
The plasma should be transferred into clean Eppendorf tubes (in aliquots if the volume of plasma makes this feasible) and promptly frozen at – 80 °C, until analysed (Panter et al., 1998).
Pazite da ne zahvatite lipid na površini ili tkivo jetre iz donjeg sloja.
Procedure 2A:
Izvadite supernatant i stavite ga u druge dvije mikroepruvete od 0,5 ml na prethodno opisani način.
Japanese Medaka, Excision of the Liver in Medaka
Mikropipetom izvadite ostatak supernatanta (po mogućnosti: ≥ 100 μl).
Removal of the test fish from the test chamber
Potom ga stavite u preostalu mikroepruvetu od 0,5 ml.
Test fish should be removed from the test chamber using the small spoon-net.
Zatvorite poklopac mikroepruvete od 0,5 ml i na naljepnicu zapišite volumen supernatanta.
Be careful not to drop the test fish into other test chambers.
Mikroepruvete potom odmah ohladite na stalku s ledom.
In principle, the test fish should be removed in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Zamijenite vrh mikropipete novim za svaki supernatant.
In addition, all males should be removed from one test chamber before the remaining females are removed.
Ako se na vrhu nakupi velika količina lipida, odmah ga promijenite kako ne bi došlo do kontaminacije ekstrakta jetre mašću.
The sex of each test fish is identified on the basis of external secondary sex characteristics (e.g. the shape of the anal fin).
Stavite sav centrifugirani supernatant u četiri mikroepruvete od 0,5 ml prema prethodno opisanom postupku.
Place the test fish in a container for transport and carry it to the workstation for excision of the liver.
Sve mikroepruvete od 0,5 ml u kojima se nalazi supernatant stavite u stalak za epruvete s identifikacijskim oznakama i potom ih odmah zamrznite u zamrzivaču.
If the sex cannot be identified by the fish's external appearance, remove all fish from the test chamber.
U tom slučaju stavite preostale mikroepruvete u stalke za epruvete i zamrznite ih u zamrzivaču.
In this case, the sex should be identified by observing the gonad or secondary sex characteristics under a stereoscopic microscope.
Nakon vađenja supernatanta ostatke zbrinite na odgovarajući način.
Excision of the liver
Čuvanje uzorka
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Mikroepruvete od 0,5 ml u kojima se nalazi supernatant homogenata jetre čuvajte na ≤ –70 °C do upotrebe za test ELISA.
After the test fish is anesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
Postupak 3.A:
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
Zebrica, uzimanje krvi iz repne vene/arterije
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
Neposredno nakon anestezije korijen repa poprečno se zarezuje i uzima se krv iz repne arterije/vene s pomoću heparinizirane mikrohematokritske kapilarne cjevčice.
Then make a small transverse incision partway between the ventral neck region and the mid-abdominal region using dissection scissors.
Volumen krvi kreće se od pet do 15 mikrolitara ovisno o veličini ribe.
Insert the dissection scissors into the small incision, and incise the abdomen from a point caudal to the branchial mantle to the cranial side of the anus along the midline of the abdomen.
Jednaki volumen pufera aprotinina (6 mikrograma/ml u fiziološkoj otopini s fosfatnim puferom) dodaje se u mikrokapilarnu cjevčicu, a plazma se centrifugiranjem odvaja od krvi (pet minuta pri 600 g).
Be careful not to insert the dissection scissors too deeply so as to avoid damaging the liver and gonad.
Plazma se stavlja u ispitne epruvete i čuva na – 20 °C do analize VTG-a ili ostalih proteina koji mogu biti od interesa.
Conduct the following operations under the stereoscopic microscope.
Postupak 3.B:
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Pipetom stavite 20 μl supernatanta u najmanje dvije epruvete tako da vrh pipete umočite ispod površinskog sloja masti i pažljivo usišite supernatant bez masti ili dijelova taloga.
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors
Epruvete se do upotrebe čuvaju na – 80 °C.
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus
UZORCI S POJAČANOM RAZINOM VITELOGENINA I REFERENTNI STANDARD MEĐU TESTOVIMA
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs
Svakog dana provođenja testova VTG-a analizirat će se uzorak s pojačanom razinom izrađen s pomoću referentnog standarda među testovima.
(Alternatively, the abdominal walls may be pinned laterally).
VTG za izradu referentnog standarda među testovima bit će iz različite šarže od one za izradu standarda kalibracije za provođenje testa.
Arrow shows liver
Uzorak s pojačanom razinom izradit će se dodavanjem poznate količine standarda među testovima uzorku plazme kontrolnih mužjaka.
The liver is bluntly dissected and excised using forceps
Uzorak se pojačava radi postizanja koncentracije VTG-a koja je od 10 do 100 puta veća od očekivane koncentracije vitelogenina u kontrolnih mužjaka riba.
Figure 5
Uzorak plazme kontrolnih mužjaka koji se pojačava može potjecati od jedne ribe ili nekoliko riba.
The intestines are gently retracted using forceps
Poduzorak nepojačane plazme kontrolnih mužjaka analizirat će se u najmanje dva dvostruka bunarića.
Figure 6
I pojačani uzorak analizirat će se u najmanje dva dvostruka bunarića.
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors
Srednja količina vitelogenina iz dva nepojačana uzorka plazme kontrolnih mužjaka dodat će se izračunanoj količini VTG-a koja je dodana uzorcima s pojačanom razinom; na taj se način određuje očekivana koncentracija.
Figure 7 (female)
Omjer te očekivane i izmjerene koncentracije bilježit će se uz rezultate svakog kompleta testova provedenog tog dana.
The procedure is identical for the female
GRAFIKON ODLUKE ZA STATISTIČKU ANALIZU
Figure 8
C.49.
The completed procedure
Ispitivanje akutne toksičnosti na ribljim embrijima
Procedure 2 B:
Ova ispitna metoda odgovara Smjernici OECD-a za ispitivanje 236 (2013.).
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
Njome se opisuje ispitivanje akutne toksičnosti na embrijima zebrica (Danio rerio).
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4°C).
Ispitivanje je namijenjeno za određivanje akutne toksičnosti kemikalija na ribama u embrionalnom stadiju.
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
Ono se temelji na studijama i provjerama provedenima na zebricama (1., 2., 3., 4., 5., 6., 7., 8., 9., 10., 11., 12., 13., 14.).
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight).
Uspješno se primjenjuje na niz kemikalija različitih načina djelovanja te različite topljivosti, hlapljivosti i hidrofobnosti (ispitano u 15. i 16.).
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Netom oplođena jajašca zebrica izlažu se ispitivanoj kemikaliji 96 sati.
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
Svaka 24 sata bilježe se do četiri apikalna zapažanja kao pokazatelji smrtonosnog djelovanja (6.): i. koagulacija oplođenih jajašaca, ii. izostanak formiranja somita, iii. neodvajanje korijena repa od žumanjčane vrećice i iv. izostanak otkucaja srca.
Preparation of the liver for pre-treatment
Na kraju razdoblja izlaganja utvrđuje se akutna toksičnost na temelju pozitivnog ishoda bilo kojega od četiri apikalna zapažanja te se izračunava LC50 (srednja smrtonosna koncentracija).
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
Korisne informacije o specifičnim svojstvima tvari uključuju strukturnu formulu, molekularnu masu, čistoću, stabilnost u vodi i na svjetlosti, pKa i Kow, topljivost u vodi, tlak pare i rezultate ispitivanja lake biorazgradivosti (ispitna metoda C.4. (17.) ili ispitna metoda C.29. (18.)).
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
Topljivost i tlak pare mogu se upotrijebiti za izračunavanje konstante Henryjeva zakona, na temelju koje se može zaključiti mogu li se očekivati gubitci zbog isparavanja ispitivane kemikalije.
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Potrebna je pouzdana analitička metoda za kvantifikaciju tvari u ispitnim otopinama s utvrđenom i dokumentiranom točnošću i granicom otkrivanja.
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
Ako se ispitna metoda primjenjuje za ispitivanje smjese, potrebno je što više informacija o sastavu smjese, npr. o kemijskom identitetu njezinih sastojaka, njihovoj količinskoj zastupljenosti i specifičnim svojstvima (vidjeti stavak 4.).
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Kad je riječ o tvarima koje se mogu aktivirati u metabolizmu, postoje dokazi da embriji zebrica imaju sposobnost biotransformacije (19., 20., 21., 22.).
Operation of the pre-treatment
Međutim, metaboličke sposobnosti riba u embrionalnom stadiju ne odgovaraju uvijek onima mladih ili odraslih riba.
Addition of the homogenate buffer
Primjerice, u ispitivanju akutne toksičnosti na ribljim embrijima za protoksičnu tvar alil-alkohol nije utvrđeno da je toksična (9.).
Check the list for the volume of the homogenate buffer to be used for a particular sample of liver and adjust the micropipette (volume range: 100-1000 μl) to the appropriate volume.
Stoga se, ako postoje ikakve naznake da bi metaboliti ili drugi značajni produkti transformacije mogli biti toksičniji od matičnog sastojka, preporučuje provesti ispitivanje i s tim metabolitima / produktima transformacije te uključiti i te rezultate pri zaključivanju o toksičnosti ispitivane kemikalije, ili provesti još jedno ispitivanje u kojemu se pomnije razmatra metabolizam.
Attach a clean tip to the micropipette.
Za tvari molekularne mase ≥ 3 kDa, tvari vrlo krupne molekularne strukture i tvari koje uzrokuju odgođeno valjenje, čime bi se moglo onemogućiti ili smanjiti izlaganje nakon valjenja, zbog ograničene bioraspoloživosti tih tvari očekuje se neosjetljivost embrija, pa bi druga ispitivanja toksičnosti mogla biti prikladnija.
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
Za valjanost rezultata ispitivanja primjenjuju se sljedeći kriteriji:
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
od prikupljenih jajašaca u ispitnoj šarži trebalo bi biti oplođeno ≥ 70 %;
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
temperatura vode u ispitnim komorama trebala bi se održavati na 26 ± 1 °C tijekom cijelog ispitivanja;
However, if the tip is contaminated or suspected to be contaminated, the tip should be changed.
u negativnoj kontroli (s vodom za razrjeđivanje) te, prema potrebi, u kontroli s otapalom trebalo bi preživjeti ukupno ≥ 90 % embrija u 96 sati izlaganja;
Homogenisation of the liver
izlaganje pozitivnoj kontroli (npr.
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
4,0 mg/l 3,4-dikloroanilina za zebrice) trebalo bi rezultirati smrtnošću od najmanje 30 % nakon 96 sati izlaganja;
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
stopa valjenja u negativnoj kontroli (i, prema potrebi, kontroli s otapalom) trebala bi biti ≥ 80 % nakon 96 sati izlaganja;
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
nakon 96 sati izlaganja koncentracija otopljenog kisika u negativnoj kontroli i najviša ispitna koncentracija trebale bi biti zasićenosti ≥ 80 %.
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
U Dodatku 2. je pregled preporučenih uvjeta držanja i ispitivanja.
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Potrebna je sljedeća oprema:
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.
akvariji od kemijski inertnog materijala (npr. stakla) i odgovarajuće veličine s obzirom na preporučenu količinu punjenja (vidjeti ‚Držanje uzgojnih riba’, stavak 14.);
Then conduct a visual check of the state of the suspension.
invertni mikroskop i/ili binokularni mikroskop s povećanjem od barem 80 puta.
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Ako se temperatura prostorije u kojoj se bilježe zapažanja ne može prilagoditi na 26 ± 1 °C, treba upotrijebiti pokretni stolić mikroskopa s kontrolom temperature ili druge metode za održavanje potrebne temperature;
Cool the suspended liver homogenate on the ice rack until centrifugation.
ispitne komore; npr. standardne ploče s 24 bunarića dubine oko 20 mm (vidjeti ‚Ispitne komore’, stavak 11.);
Change the pestle to the new one for each homogenate.
sredstvo kao što je samoljepljiva folija za pokrivanje ploča s 24 bunarića;
Homogenise all livers with homogenate buffer according to the procedure described above.
inkubator ili prostorija s kontroliranom temperaturom kako bi se u bunarićima (ili u ispitnim komorama) mogla održati temperatura od 26 ± 1 °C;
Centrifugation of the suspended liver homogenate
mjerač kisika;
Centrifuge the suspended liver homogenate at 13000 g for 10 min at ≤ 5 °C.
pipete s proširenim otvorima za sakupljanje jajašaca;
However, if the supernatants are adequately separated, centrifugal force and time may be adjusted as needed.
staklene posude za pripremu različitih ispitnih koncentracija i vode za razrjeđivanje (čaše, graduirane tikvice, graduirani cilindri i graduirane pipete) ili za prikupljanje jajašaca zebrica (npr. laboratorijske čaše, zdjelice za kristalizaciju);
Following centrifugation, check that the supernatants are adequately separated (surface: lipid, intermediate: supernatant, bottom layer: liver tissue).
ako se u ispitivanju primjenjuju alternativni sustavi izlaganja, kao što su protočno ispitivanje (24.) ili pasivno doziranje (25.), potrebni su odgovarajući prostori i oprema.
If the separation is not adequate, centrifuge the suspension again under the same conditions.
Trebalo bi upotrebljavati staklene ili polistirenske ispitne komore (npr. ploče s 24 bunarića, od kojih svaki ima kapacitet punjenja 2,5 – 5 ml).
Remove all specimens from the refrigerated centrifuge and arrange them in the order of specimen number on the ice rack.
Ako se sumnja na adsorpciju na polistiren (npr. za nepolarne, planarne tvari s visokim KOW), trebalo bi upotrijebiti inertne materijale (staklo) kako bi se smanjili gubici zbog adsorpcije (26.).
Be careful not to resuspend each separated layer after the centrifugation.
Ispitne komore trebale bi biti nasumično raspoređene u inkubatoru.
Collection of the supernatant
Voda i ispitni uvjeti
Place four 0,5 ml microtubes for storage of the supernatant into the tube rack.
Preporučuje se da se voda za držanje razrijedi tako da se postignu razine tvrdoće koje su tipične za niz različitih površinskih voda.
Collect 30 μl of each supernatant (separated as the intermediate layer) with the micropipette and dispense it to one 0,5 ml microtube.
Vodu za razrjeđivanje treba pripremiti od rekonstituirane vode (27.).
Be careful not to collect the lipid on the surface or the liver tissue in the bottom layer.
Dobiveni stupanj tvrdoće trebao bi biti jednak 100 – 300 mg/l CaCO3 kako bi se spriječilo prekomjerno taloženje kalcijeva karbonata.
Collect the supernatant and dispense it to other two 0,5 ml microtubes in the same manner as described above.
Mogu se upotrebljavati i druge površinske vode i izvorske vode dobro poznatih svojstava.
Collect the rest of the supernatant with the micropipette (if feasible: ≥ 100 μl).
Rekonstituirana voda može se prilagoditi vodi za držanje male tvrdoće razrjeđivanjem deioniziranom vodom u omjeru 1: 5 do minimalne tvrdoće od 30 – 35 mg/l CaCO3.
Then dispense the supernatant to the remaining 0,5 ml microtube.
Voda se prozračuje do zasićenja kisikom prije dodavanja ispitivane kemikalije.
Close the cap of the 0,5 ml microtube and write the volume of the supernatant on the label.
Ako se očekuje da pH-vrijednost neće ostati unutar tog raspona, trebalo bi je podesiti prije početka ispitivanja.
Then immediately cool the microtubes on the ice rack.
Podešavanje pH trebalo bi izvesti tako da ne dođe do znatne promjene koncentracije matične otopine i da se ne izazove kemijska reakcija ili taloženje ispitivane kemikalije.
Change the tip of the micropipette to the new one for each supernatant.
Za podešavanje pH u otopinama koje sadržavaju ispitivanu kemikaliju preporučuje se upotrijebiti klorovodik (HCl) i natrijev hidroksid (NaOH).
If a large amount of lipid becomes attached to the tip, change it to the new one immediately to avoid contamination of the liver extract with fat.
Ispitne otopine u određenim koncentracijama mogu se pripremiti npr. razrjeđivanjem matične otopine.
Dispense all of the centrifuged supernatant to four 0,5 ml microtubes according to the procedure described above.
Matične otopine trebalo bi po mogućnosti pripremiti jednostavnim miješanjem ili mućkanjem ispitivane kemikalije u vodi za razrjeđivanje mehaničkim sredstvima (npr. miješanjem i/ili tretiranjem ultrazvukom).
After dispensing the supernatant to the 0,5 ml microtubes, place all of them in the tube rack with the identification label, and then freeze them in the freezer immediately.
Ako se ispitivana kemikalija teško otapa u vodi, trebalo bi primijeniti postupke opisane u OECD-ovim Smjernicama br. 23 za postupanje s analitički zahtjevnim tvarima i smjesama (28.).
If the VTG concentrations are measured immediately after the pre-treatment, keep one 0,5 ml microtube (containing 30 μl of supernatant) cool in the tube rack and transfer it to the workstation where the ELISA assay is conducted.
Trebalo bi izbjegavati upotrebu otapala, iako će ona u nekim slučajevima možda biti potrebna kako bi se dobila matična otopina odgovarajuće koncentracije.
In such case, place the remaining microtubes in the tube racks and freeze them in the freezer.
Ako se u pripremi matične otopine upotrebljava otapalo, njegova konačna koncentracija ne bi smjela biti viša od 100 μl/l i trebala bi biti jednaka u svim ispitnim posudama.
After the collection of the supernatant, discard the residue adequately.
Ako se upotrebljava otapalo, potrebna je dodatna kontrola s otapalom.
Storage of the specimen
Držanje uzgojnih riba
Store the 0,5 ml microtubes containing the supernatant of the liver homogenate at ≤ – 70 °C until they are used for the ELISA.
Za proizvodnju jajašaca uzimaju se uzgojne neizlagane zebrice divljeg tipa s dobro dokumentiranom stopom oplodnje jajašaca.
Procedure 3A:
Ribe ne bi smjele imati makroskopski vidljive simptome infekcije ili bolesti niti biti podvrgnute ikakvom farmaceutskom tretmanu (akutnom ili profilaktičkom) tijekom dva mjeseca prije mriješćenja.
Zebrafish, Blood Collection from the Caudal Vein / Artery
Uzgojne ribe drže se u akvariju s preporučenim kapacitetom punjenja od 1 l vode po ribi i fiksnim fotoperiodom od 12 – 16 sati (29., 30., 31., 32., 33).
Immediately following anaesthesia, the caudal peduncle is severed transversely, and the blood is removed from the caudal artery/vein with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Optimalnu jačinu filtriranja trebalo bi podesiti; prejako filtriranje koje uzrokuje veliko strujanje vode trebalo bi izbjegavati.
Blood volumes range from 5 to 15 microliters depending on fish size.
Za hranjenje vidjeti Dodatak 2.