natgillin/translations-raw huggingface dataset:
RECOMMENDED PROCEDURES FOR SAMPLE COLLECTION FOR VITELLOGENIN ANALYSIS
PREPORUČENI POSTUPCI ZA UZIMANJE UZORAKA ZA ANALIZU VITELOGENINA
Fathead Minnow, Blood Collection from the Caudal Vein/Artery
Debeloglava gavčica, uzimanje krvi iz repne vene/arterije
After anaesthetisation, the caudal peduncle is partially severed with a scalpel blade and blood is collected from the caudal vein/artery with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Nakon anestezije, korijen repa djelomično se odvaja skalpelom i uzima se krv iz repne vene/arterije s pomoću heparinizirane mikrohematokritske kapilarne cjevčice.
After the blood has been collected, the plasma is quickly isolated by centrifugation for 3 min at 15000 g (or alternatively for 10 min. at 15000 g at 4 °C).
Nakon uzimanja krvi plazma se brzo izolira centrifugiranjem pri 15000 g u trajanju od tri minute (ili centrifugiranjem u trajanju od deset minuta pri 15000 g na 4 °C).
If desired, percent haematocrit can be determined following centrifugation.
Postotak hematokrita može se, po želji, utvrditi nakon centrifugiranja.
The plasma portion is then removed from the microhematocrit tube and stored in a centrifuge tube with 0,13 units of aprotinin (a protease inhibitor) at – 80 °C until determination of VTG can be made.
Plazma se potom uklanja iz mikrohematokritske cjevčice i pohranjuje u epruvetu za centrifugu uz 0,13 jedinica aprotinina (inhibitora proteaze) na – 80 °C do mogućnosti određivanja VTG-a.
Depending on the size of the fathead minnow (which is sex-dependent), collectable plasma volumes generally range from 5 to 60 microliters per fish (Jensen et al. 2001).
Ovisno o veličini debeloglave gavčice (koja ovisi o spolu), prikupljena količina plazme obično se kreće od pet do 60 mikrolitara po ribi (Jensen et al. 2001).
Procedure 1B:
Postupak 1.B:
Fathead Minnow, Blood Collection from Heart
Debeloglava gavčica, uzimanje krvi iz srca
Alternatively, blood may also be collected by cardiac puncture using a heparinised syringe (1000 units of heparin per ml).
Druga je mogućnost uzimanje krvi punkcijom srca s pomoću heparinizirane šprice (1000 jedinica heparina po ml).
The blood is transferred into Eppendorf tubes (held on ice) and then centrifuged (5 min, 7000 g, room temperature).
Krv se stavlja u Eppendorfove epruvete (koje se čuvaju na ledu) i potom centrifugira (pet minuta, 7000 g, na sobnoj temperaturi).
The plasma should be transferred into clean Eppendorf tubes (in aliquots if the volume of plasma makes this feasible) and promptly frozen at – 80 °C, until analysed (Panter et al., 1998).
Plazmu treba premjestiti u čiste Eppendorfove epruvete (u alikvotima ako to dopušta volumen plazme) i odmah smrznuti na – 80 °C do analize (Panter et al. 1998).
Japanese Medaka, Excision of the Liver in Medaka
Japanska medaka, vađenje jetre u medake
Removal of the test fish from the test chamber
Uklanjanje ispitne ribe iz ispitne komore
Test fish should be removed from the test chamber using the small spoon-net.
Ispitnu ribu potrebno je izvaditi iz ispitne komore malom mrežom u obliku žlice.
Be careful not to drop the test fish into other test chambers.
Pazite da ne ispustite ispitnu ribu u ostale ispitne komore.
In principle, the test fish should be removed in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Ispitne ribe u pravilu je potrebno vaditi sljedećim redoslijedom: kontrola, kontrola s otapalom (ako postoji), najniža koncentracija, srednja koncentracija, najviša koncentracija i pozitivna kontrola.
In addition, all males should be removed from one test chamber before the remaining females are removed.
Osim toga, iz ispitne komore treba izvaditi sve mužjake prije vađenja preostalih ženki.
The sex of each test fish is identified on the basis of external secondary sex characteristics (e.g. the shape of the anal fin).
Spol ispitnih riba utvrđuje se na temelju vanjskih sekundarnih spolnih obilježja (primjerice oblika podrepne peraje).
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Premjestite ispitnu ribu iz spremnika za transport u otopinu anestetika malom mrežom u obliku žlice.
After the test fish is anesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
Nakon anestezije pincetom (običnom) premjestite ispitnu ribu na filtarski papir (ili papirnati ručnik).
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
Pri hvatanju ispitne ribe pincetom obuhvatite glavu kako ne bi došlo do kidanja repa.
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
Obrišite vodu s površine ispitne ribe filtarskim papirom (ili papirnatim ručnikom).
Place the test fish abdomen side up on the paper towel (glass Petri dish or slide glass are also available).
Položite ispitnu ribu trbuhom prema gore na papirnati ručnik (pri ruci moraju biti i staklena Petrijeva zdjelica ili stakalce).
Trim the mass of fat and other tissues from the periphery of the liver.
Uklonite masno tkivo i ostala tkiva s vanjskog dijela jetre.
Grasp the hepatic portal area using the precision tweezers and remove the liver from the abdominal cavity.
Preciznom pincetom uhvatite krvne žile uz jetru i uklonite jetru iz trbušne šupljine.
Using the precision tweezers, remove any additional fat and extraneous tissue (e.g. abdominal lining), if needed, from the surface of the liver.
Po potrebi, s površine jetre preciznom pincetom uklonite višak masnog tkiva i okolnog tkiva (primjerice trbušnu ovojnicu).
Measure the liver weight with 1,5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
Izvažite jetru s pomoću elektroničke analitičke vage i mikroepruvete od 1,5 ml kao tare.
Following liver excision, the fish carcass is available for gonad histology and measurement of secondary sex characteristics.
Nakon vađenja jetre truplo ribe podvrgava se histološkoj pretrazi gonade i mjerenju sekundarnih spolnih obilježja.
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Pohranite uzorke jetara ispitnih riba na ≤ – 70 °C ako se ne podvrgavaju preliminarnom tretiranju ubrzo nakon vađenja.
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors
Škarama se načini rez neposredno ispred prsnih peraja.
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus
Škarama se razreže središnja linija abdomena do točke približno 2 mm od kranijalne strane anusa.
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs
Pincetom se trbušne stijenke šire radi vađenja jetre i ostalih unutarnjih organa.
Arrow shows liver
Strelica pokazuje jetru.
The liver is bluntly dissected and excised using forceps
Jetra se izrezuje i vadi s pomoću pincete.
The intestines are gently retracted using forceps
Crijeva se nježno povlače pincetom.
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors
Škarama se režu oba kraja crijeva i sva mezenterička vezivna tkiva.
Figure 7 (female)
Slika 7.
The procedure is identical for the female
(ženka) Postupak je jednak za ženke.
The completed procedure
Kraj postupka.
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
Japanska medaka (Oryzias latipes), preliminarno tretiranje jetre za analizu vitelogenina
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4°C).
Uzmite bocu homogenizacijskog pufera iz kompleta za analizu ELISA i ohladite je smrvljenim ledom (temperatura otopine: ≤ 4 °C).
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight).
Izračunajte volumen homogenizacijskog pufera za jetru na temelju njezine mase (dodajte 50 μl homogenizacijskog pufera po mg mase jetre).
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Primjerice, ako masa jetre iznosi 4,5 mg, volumen homogenizacijskog pufera za jetru iznosi 225 μl.
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
Preliminarno tretiranje jetre mužjaka potrebno je obaviti prije ženki kako bi se izbjegla kontaminacija vitelogeninom.
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Osim toga, preliminarno tretiranje ispitnih skupina potrebno je obaviti sljedećim redoslijedom: kontrola, kontrola s otapalom (ako postoji), najniža koncentracija, srednja koncentracija, najviša koncentracija i pozitivna kontrola.
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
Broj mikroepruveta od 1,5 ml s uzorcima jetara izvađenih iz zamrzivača u određenom trenutku ne smije premašiti broj mikroepruveta koje je moguće istovremeno centrifugirati.
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Poredajte mikroepruvete od 1,5 ml s uzorcima jetara prema redoslijedu broja primjerka na stalku s ledom (jetre ne treba otapati).
Addition of the homogenate buffer
Dodavanje pufera za homogenizaciju
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Ako su u suspenziji vidljivi djelići jetre, ponovite postupke 3. i 4. kako biste pripremili zadovoljavajući homogenat jetre.
Change the pestle to the new one for each homogenate.
Zamijenite tučak novim za svaki homogenat.
Change the tip of the micropipette to the new one for each supernatant.
Zamijenite vrh mikropipete novim za svaki supernatant.
Store the 0,5 ml microtubes containing the supernatant of the liver homogenate at ≤ – 70 °C until they are used for the ELISA.
Mikroepruvete od 0,5 ml u kojima se nalazi supernatant homogenata jetre čuvajte na ≤ –70 °C do upotrebe za test ELISA.
Zebrafish, Blood Collection from the Caudal Vein / Artery
Zebrica, uzimanje krvi iz repne vene/arterije
Immediately following anaesthesia, the caudal peduncle is severed transversely, and the blood is removed from the caudal artery/vein with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Neposredno nakon anestezije korijen repa poprečno se zarezuje i uzima se krv iz repne arterije/vene s pomoću heparinizirane mikrohematokritske kapilarne cjevčice.
Blood volumes range from 5 to 15 microliters depending on fish size.
Volumen krvi kreće se od pet do 15 mikrolitara ovisno o veličini ribe.
An equal volume of aprotinin buffer (6 micrograms/ml in PBS) is added to the microcapillary tube, and plasma is separated from the blood via centrifugation (5 minutes at 600 g).
Jednaki volumen pufera aprotinina (6 mikrograma/ml u fiziološkoj otopini s fosfatnim puferom) dodaje se u mikrokapilarnu cjevčicu, a plazma se centrifugiranjem odvaja od krvi (pet minuta pri 600 g).
Plasma is collected in the test tubes and stored at – 20 °C until analysed for VTG or other proteins of interest.
Plazma se stavlja u ispitne epruvete i čuva na – 20 °C do analize VTG-a ili ostalih proteina koji mogu biti od interesa.
Zebrafish, Blood Collection by Cardiac Puncture
Zebrica, uzimanje krvi punkcijom srca
As ingredients for the buffer, heparin, ammonium-salt and lyophilised aprotinin are recommended.
Kao sastojci za pufer preporučuju se heparin, amonijeva sol i liofilizirani aprotinin.
For blood sampling, a syringe (1ml) with a fixed thin needle (e.g. Braun Omnikan-F) is recommended.
Za uzimanje uzorka krvi preporučuje se šprica (1 ml) s fiksnom tankom iglom (primjerice Braun Omnican-F).
The syringe should be prefilled with buffer (approximately 100 microliter) to completely elute the small blood volumes from each fish.
Špricu je potrebno prethodno napuniti puferom (približno 100 mikrolitara) kako bi se iz svake ribe u potpunosti eluirale male količine krvi.
The proper plane of anaesthesia allows the user to distinguish the heartbeat of the zebrafish.
Pri odgovarajućem stupnju anestezije korisnik može vidjeti otkucaje srca zebrice.
Plasma is separated from the blood via centrifugation (20 min; 5000 g) and should be stored at – 80°C until required for analysis.
Plazma se odvaja od krvi centrifugiranjem (20 minuta; 5000 g) i do analize čuva na – 80 °C.
SOP: Zebrafish, homogenisation of head & tail
SOP: Zebrica, homogenizacija glave i repa
Important: All dissection instruments, and the cutting board should be rinsed and cleaned properly (e.g. with 96 % ethanol) between handling of each single fish to prevent “vitellogenin pollution” from females or induced males to uninduced males.
Važno: Sve instrumente za seciranje i podlogu za rezanje potrebno je pravilno isprati i očistiti (primjerice 96-postotnim etanolom) između rukovanja svakom ribom kako bi se spriječilo da ženke ili inducirani mužjaci kontaminiraju neinducirane mužjake vitelogeninom.
The weight of the pooled head and tail from each fish is measured to the nearest mg.
Težina odrezane glave i repa svake ribe mjeri se do najbližeg miligrama.
After being weighed, the parts are placed in appropriate tubes (e.g. 1,5 ml eppendorf) and frozen at – 80 °C until homogenisation or directly homogenised on ice with two plastic pistils.
Dijelovi se nakon vaganja stavljaju u odgovarajuće epruvete (primjerice Eppendorfove epruvete od 1,5 ml) i zamrzavaju na – 80 °C do homogenizacije ili izravno homogeniziraju na ledu s pomoću dvaju plastičnih tučaka.
(Other methods can be used if they are performed on ice and the result is a homogenous mass).
(Ostale se metode mogu primjenjivati ako se provode na ledu, a rezultat je homogena smjesa).
Important: The tubes should be numbered properly so that the head and tail from the fish can be related to their respective body-section used for gonad histology.
Važno: Epruvete je potrebno pravilno označiti brojevima kako bi se glava i rep mogli povezati s pripadajućim tijelom koje se upotrebljava za histološku pretragu gonade.
When a homogenous mass is achieved, 4 x the tissue weight of ice-cold homogenisation buffer [1] is added.
Kad se dobije homogena smjesa, dodaje se (težinski) četiri puta toliko ledeno hladnog pufera za homogenizaciju [1].
Keep working with the pistils until the mixture is homogeneous.
Nastavite raditi s tučcima dok smjesa ne postane homogena.
Important note: New pistils are used for each fish.
Važna napomena: Za svaku se ribu upotrebljavaju novi tučci.
The samples are placed on ice until centrifugation at 4 °C at 50000 g for 30 min.
Uzorci se stavljaju na led do centrifugiranja na 4 °C pri 50000 g 30 minuta.
The tubes are stored at – 80 °C until use.
Epruvete se do upotrebe čuvaju na – 80 °C.
VITELLOGENIN FORTIFICATION SAMPLES AND INTER-ASSAY REFERENCE STANDARD
UZORCI S POJAČANOM RAZINOM VITELOGENINA I REFERENTNI STANDARD MEĐU TESTOVIMA
On each day that VTG assays are performed, a fortification sample made using an inter-assay reference standard will be analysed.
Svakog dana provođenja testova VTG-a analizirat će se uzorak s pojačanom razinom izrađen s pomoću referentnog standarda među testovima.
The VTG used to make the inter-assay reference standard will be from a batch different from the one used to prepare calibration standards for the assay being performed.
VTG za izradu referentnog standarda među testovima bit će iz različite šarže od one za izradu standarda kalibracije za provođenje testa.
The sample will be fortified to achieve a VTG concentration between 10 and 100 times the expected vitellogenin concentration of control male fish.
Uzorak se pojačava radi postizanja koncentracije VTG-a koja je od 10 do 100 puta veća od očekivane koncentracije vitelogenina u kontrolnih mužjaka riba.
A subsample of the unfortified control male plasma will be analysed in at least two duplicate wells.
Poduzorak nepojačane plazme kontrolnih mužjaka analizirat će se u najmanje dva dvostruka bunarića.
The fortified sample also will be analysed in at least two duplicate wells.
I pojačani uzorak analizirat će se u najmanje dva dvostruka bunarića.
The mean quantity of vitellogenin in the two unfortified control male plasma samples will be added to the calculated quantity of VTG added to fortification the samples to determine an expected concentration.
Srednja količina vitelogenina iz dva nepojačana uzorka plazme kontrolnih mužjaka dodat će se izračunanoj količini VTG-a koja je dodana uzorcima s pojačanom razinom; na taj se način određuje očekivana koncentracija.
DECISION FLOWCHART FOR THE STATISTICAL ANALYSIS
GRAFIKON ODLUKE ZA STATISTIČKU ANALIZU
C.49 Fish Embryo Acute Toxicity (FET) Test
C.49. Ispitivanje akutne toksičnosti na ribljim embrijima
This test method (TM) is equivalent to OECD test guideline (TG) 236 (2013).
Ova ispitna metoda odgovara Smjernici OECD-a za ispitivanje 236 (2013.).
It describes a Fish Embryo Acute Toxicity (FET) test with the zebrafish (Danio rerio).
Njome se opisuje ispitivanje akutne toksičnosti na embrijima zebrica (Danio rerio).
This test is designed to determine acute toxicity of chemicals on embryonic stages of fish.
Ispitivanje je namijenjeno za određivanje akutne toksičnosti kemikalija na ribama u embrionalnom stadiju.
The FET-test is based on studies and validation activities performed on zebrafish (1)(2)(3)(4)(5)(6)(7)(8)(9)(10)(11)(12)(13)(14).
Ono se temelji na studijama i provjerama provedenima na zebricama (1., 2., 3., 4., 5., 6., 7., 8., 9., 10., 11., 12., 13., 14.).
The FET-test has been successfully applied to a wide range of chemicals exhibiting diverse modes of action, solubilities, volatilities, and hydrophobicities (reviewed in 15 and 16).
Uspješno se primjenjuje na niz kemikalija različitih načina djelovanja te različite topljivosti, hlapljivosti i hidrofobnosti (ispitano u 15. i 16.).
Newly fertilised zebrafish eggs are exposed to the test chemical for a period of 96 hrs.
Netom oplođena jajašca zebrica izlažu se ispitivanoj kemikaliji 96 sati.
Every 24 hrs, up to four apical observations are recorded as indicators of lethality (6): (i) coagulation of fertilised eggs, (ii) lack of somite formation, (iii) lack of detachment of the tail-bud from the yolk sac, and (iv) lack of heartbeat.
Svaka 24 sata bilježe se do četiri apikalna zapažanja kao pokazatelji smrtonosnog djelovanja (6.): i. koagulacija oplođenih jajašaca, ii. izostanak formiranja somita, iii. neodvajanje korijena repa od žumanjčane vrećice i iv. izostanak otkucaja srca.
At the end of the exposure period, acute toxicity is determined based on a positive outcome in any of the four apical observations recorded, and the LC50 is calculated.
Na kraju razdoblja izlaganja utvrđuje se akutna toksičnost na temelju pozitivnog ishoda bilo kojega od četiri apikalna zapažanja te se izračunava LC50 (srednja smrtonosna koncentracija).
Useful information about substance-specific properties include the structural formula, molecular weight, purity, stability in water and light, pKa and Kow, water solubility and vapour pressure as well as results of a test for ready biodegradability (TM C.4 (17) or TM C.29 (18)).
Korisne informacije o specifičnim svojstvima tvari uključuju strukturnu formulu, molekularnu masu, čistoću, stabilnost u vodi i na svjetlosti, pKa i Kow, topljivost u vodi, tlak pare i rezultate ispitivanja lake biorazgradivosti (ispitna metoda C.4. (17.) ili ispitna metoda C.29. (18.)).
Solubility and vapour pressure can be used to calculate Henry's law constant, which will indicate whether losses due to evaporation of the test chemical may occur.
Topljivost i tlak pare mogu se upotrijebiti za izračunavanje konstante Henryjeva zakona, na temelju koje se može zaključiti mogu li se očekivati gubitci zbog isparavanja ispitivane kemikalije.
A reliable analytical method for the quantification of the substance in the test solutions with known and reported accuracy and limit of detection should be available.
Potrebna je pouzdana analitička metoda za kvantifikaciju tvari u ispitnim otopinama s utvrđenom i dokumentiranom točnošću i granicom otkrivanja.
If the test method is used for the testing of a mixture, its composition should, as far as possible, be characterised, e.g. by the chemical identity of its constituents, their quantitative occurrence and their substance-specific properties (see paragraph 4).
Ako se ispitna metoda primjenjuje za ispitivanje smjese, potrebno je što više informacija o sastavu smjese, npr. o kemijskom identitetu njezinih sastojaka, njihovoj količinskoj zastupljenosti i specifičnim svojstvima (vidjeti stavak 4.).
Concerning substances that may be activated via metabolism, there is evidence that zebrafish embryos do have biotransformation capacities (19)(20)(21)(22).
Kad je riječ o tvarima koje se mogu aktivirati u metabolizmu, postoje dokazi da embriji zebrica imaju sposobnost biotransformacije (19., 20., 21., 22.).
However, the metabolic capacity of embryonic fish is not always similar to that of juvenile or adult fish.
Međutim, metaboličke sposobnosti riba u embrionalnom stadiju ne odgovaraju uvijek onima mladih ili odraslih riba.
For instance, the protoxicant allyl alcohol (9) has been missed in the FET.
Primjerice, u ispitivanju akutne toksičnosti na ribljim embrijima za protoksičnu tvar alil-alkohol nije utvrđeno da je toksična (9.).
Therefore, if there are any indications that metabolites or other transformation products of relevance may be more toxic than the parent compound, it is also recommended to perform the test with these metabolites/transformation products and to also use these results when concluding on the toxicity of the test chemical, or alternatively perform another test which takes metabolism into further account.
Stoga se, ako postoje ikakve naznake da bi metaboliti ili drugi značajni produkti transformacije mogli biti toksičniji od matičnog sastojka, preporučuje provesti ispitivanje i s tim metabolitima / produktima transformacije te uključiti i te rezultate pri zaključivanju o toksičnosti ispitivane kemikalije, ili provesti još jedno ispitivanje u kojemu se pomnije razmatra metabolizam.
For substances with a molecular weight ≥ 3kDa, a very bulky molecular structure, and substances causing delayed hatch which might preclude or reduce the post-hatch exposure, embryos are not expected to be sensitive because of limited bioavailability of the substance, and other toxicity tests might be more appropriate.
Za tvari molekularne mase ≥ 3 kDa, tvari vrlo krupne molekularne strukture i tvari koje uzrokuju odgođeno valjenje, čime bi se moglo onemogućiti ili smanjiti izlaganje nakon valjenja, zbog ograničene bioraspoloživosti tih tvari očekuje se neosjetljivost embrija, pa bi druga ispitivanja toksičnosti mogla biti prikladnija.
For the test results to be valid, the following criteria apply:
Za valjanost rezultata ispitivanja primjenjuju se sljedeći kriteriji:
The overall fertilisation rate of all eggs collected should be ≥ 70 % in the batch tested.
od prikupljenih jajašaca u ispitnoj šarži trebalo bi biti oplođeno ≥ 70 %;
The water temperature should be maintained at 26 ± 1 °C in test chambers at any time during the test.
temperatura vode u ispitnim komorama trebala bi se održavati na 26 ± 1 °C tijekom cijelog ispitivanja;
Overall survival of embryos in the negative (dilution-water) control, and, where relevant, in the solvent control should be ≥ 90 % until the end of the 96 hrs exposure.
u negativnoj kontroli (s vodom za razrjeđivanje) te, prema potrebi, u kontroli s otapalom trebalo bi preživjeti ukupno ≥ 90 % embrija u 96 sati izlaganja;
Exposure to the positive control (e.g. 4,0 mg/l 3,4-dichloroaniline for zebrafish) should result in a minimum mortality of 30 % at the end of the 96 hrs exposure.
izlaganje pozitivnoj kontroli (npr. 4,0 mg/l 3,4-dikloroanilina za zebrice) trebalo bi rezultirati smrtnošću od najmanje 30 % nakon 96 sati izlaganja;