natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Rodents are routinely used in this test, but other species may in some cases be appropriate if scientifically justified.
Jotta voidaan vahvistaa riittävä kokemus analyysin suorittamisesta ennen kuin sitä käytetään tavanomaiseen testaukseen, laboratorion on osoitettava, että se voi tuottaa odotettavissa olevat tulokset julkaistuista tiedoista (esim. (6)) kromosomipoikkeavuuden taajuuden mittaamiseen vähintään kahdella positiivisella kontrollikemikaalilla (mukaan lukien heikot vasteet, joita indusoivat pienet määrät positiivista kontrollikemikaalia), kuten ne, jotka luetellaan taulukossa 1 ja yhdessä yhteensopivien kantaja-aine-/liuotinkontrollien kanssa (ks. 22 kappale).
Bone marrow is the target tissue in this test since it is a highly vascularised tissue and it contains a population of rapidly cycling cells that can be readily isolated and processed.
Näissä kokeissa pitää käyttää annoksia, joista aiheutuu toistettavissa olevaa ja annoksesta riippuvaa lukumäärän suurenemista, ja niiden on osoitettava testausjärjestelmän herkkyys sekä dynaaminen vaihteluväli kohdekudoksessa (luuydin) ja käyttää laskentamenetelmää, jota voidaan soveltaa laboratoriossa.
The scientific justification for using species other than rats and mice should be provided in the report.
Tätä vaatimusta ei sovelleta laboratorioihin, joilla on kokemusta, eli joilla on 10–14 kohdassa tarkoitettu aiemmin kerätty tietokanta.
If species other than rodents are used, it is recommended that the measurement of bone marrow chromosomal aberration be integrated into another appropriate toxicity test.
Aiemmat kontrollitiedot
If there is evidence that the test chemical(s), or its metabolite(s), will not reach the target tissue, it may not be appropriate to use this test.
Pätevyyttä koskevissa tutkimuksissa laboratorion on määriteltävä:
PRINCIPLE OF THE TEST METHOD
aiempi positiivisen kontrollin vaihteluväli ja jakauma, ja
Animals are exposed to the test chemical by an appropriate route of exposure and are humanely euthanised at an appropriate time after treatment.
aiempi negatiivisen kontrollin vaihteluväli ja jakauma.
Prior to euthanasia, animals are treated with a metaphase-arresting agent (e.g. colchicine or colcemid).
Hankittaessa ensin tietoja aiempien negatiivisten kontrollien jakaumaa varten, rinnakkaisten negatiivisten kontrollien on oltava yhdenmukaisia julkaistujen kontrollitietojen kanssa, jos sellaisia on olemassa.
Chromosome preparations are then made from the bone marrow cells and stained, and metaphase cells are analysed for chromosomal aberrations.
Kun aikaisempien kontrollien jakaumaan lisätään enemmän kokeellisia tietoja, rinnakkaisten negatiivisten kontrollien olisi mieluiten sijoituttava kyseisen jakauman 95 %:n kontrollirajojen sisälle.
VERIFICATION OF LABORATORY PROFICIENCY
Laboratorion aikaisempia negatiivisia kontrolleja koskevan tietokannan pitäisi olla tilastollisesti vankka, jotta varmistetaan laboratorion kyky arvioida negatiivisten kontrollitietojensa jakaumaa.
Proficiency Investigations
Lähdekirjallisuuden mukaan voidaan tarvita vähintään 10 koetta, mutta mieluiten olisi tehtävä ainakin 20 koetta vastaavanlaisissa koeolosuhteissa.
In order to establish sufficient experience with the conduct of the assay prior to using it for routine testing, the laboratory should have demonstrated the ability to reproduce expected results from published data (e.g. (6)) for chromosomal aberration frequencies with a minimum of two positive control chemicals (including weak responses induced by low doses of positive controls), such as those listed in Table 1 and with compatible vehicle/solvent controls (see paragraph 22).
Laboratorioiden on käytettävä laadunvalvontamenetelmiä, kuten valvontakortteja (esim. C-kortteja tai X-bar-kortteja (7)), tunnistamaan kuinka vaihtelevat niiden tiedot ovat, ja osoittaakseen, että laboratorio ”hallitsee” menetelmän.
These experiments should use doses that give reproducible and dose related increases and demonstrate the sensitivity and dynamic range of the test system in the tissue of interest (bone marrow) and using the scoring method to be employed within the laboratory.
Lisäsuosituksia aikaisempien tietojen muodostamisesta ja käytöstä (esimerkiksi perusteet tietojen sisällyttämiseksi aikaisempiin tietoihin tai jättämiseksi pois niistä sekä kokeiden hyväksyttävyysperusteet) annetaan lähdekirjallisuudessa (8).
This requirement is not applicable to laboratories that have experience, i.e. that have a historical database available as defined in paragraphs 10-14.
Jos laboratorio ei suorita loppuun riittävää määrää kokeita tilastollisesti vankan negatiivisen kontrollin jakauman osoittamiseksi (ks. 11 kohta) pätevyyttä koskevissa tutkimuksissa (kuvataan 9 kohdassa), on hyväksyttävää, että jakauma voidaan luoda ensimmäisten rutiinitutkimuksien aikana.
Historical Control Data
Tässä lähestymistavassa pitäisi noudattaa lähdekirjallisuudessa (8) esitettyjä suosituksia ja negatiivisen kontrollin tuloksia, ja näissä kokeissa saatujen negatiivisten kontrollien tulosten on oltava julkaistujen negatiivisten kontrollien tuloksien mukaisia.
During the course of the proficiency investigations, the laboratory should establish:
Mahdollisissa koejärjestelyn muutoksissa on otettava huomioon, miten ne vaikuttavat tuloksena olevien tietojen yhdenmukaisuuteen laboratorion olemassa olevan aiempia kontrolleja koskevan tietokannan kanssa.
A historical positive control range and distribution, and
Vain suurien epäjohdonmukaisuuksien vuoksi on luotava uusi aiempien kontrollien tietokanta, jos asiantuntija-arviossa määritetään, että se eroaa edellisestä jakaumasta (ks. 11 kohta).
A historical negative control range and distribution.
Sen uudelleenluonnin aikana täysimittaista negatiivisten kontrollien tietokantaa ei ehkä tarvita varsinaisen testin suorittamiseen, jos laboratorio voi osoittaa, että sen rinnakkaisen negatiivisen kontrollin arvot ovat yhdenmukaisia aiemman tietokannan tai vastaavien julkistettujen tietojen kanssa.
When first acquiring data for a historical negative control distribution, concurrent negative controls should be consistent with published control data, where they exist.
Negatiivisen kontrollin tietojen tulisi koostua kunkin eläimen rakenteellisten kromosomipoikkeavuuksien (lukuun ottamatta aukkoja [gap]) esiintyvyydestä.
As more experimental data are added to the historical control distribution, concurrent negative controls should ideally be within the 95 % control limits of that distribution.
Samanaikaisten negatiivisten kontrollien olisi mieluiten sijoituttava laboratorion aikaisempien negatiivisten kontrollien tietokannan 95 %:n kontrollirajojen sisälle.
The laboratory's historical negative control database should be statistically robust to ensure the ability of the laboratory to assess the distribution of their negative control data.
Jos rinnakkaisia negatiivisia kontrolleja koskevat tiedot jäävät 95 %:n kontrollirajojen ulkopuolelle, ne voidaan hyväksyä aikaisemman kontrollien jakaumaan edellyttäen, etteivät ne ole äärimmäisiä harha-arvoja ja että on näyttöä siitä, että testijärjestelmä on ”hallinnassa” (ks. 11 kohta), ja ettei ole kyse teknisestä tai inhimillisestä virheestä.
The literature suggests that a minimum of 10 experiments may be necessary but would preferably consist of at least 20 experiments conducted under comparable experimental conditions.
Eläinlajin valinta
Laboratories should use quality control methods, such as control charts (e.g. C-charts or X-bar charts (7)), to identify how variable their data are, and to show that the methodology is ‘under control’ in their laboratory.
Koe-eläinten on oltava yleisesti käytettyä laboratoriokantaa olevia nuoria terveitä täysikasvuisia eläimiä.
Further recommendations on how to build and use the historical data (i.e. criteria for inclusion and exclusion of data in historical data and the acceptability criteria for a given experiment) can be found in the literature (8).
Yleisesti käytetään rottia, ja hiirten käyttö voi olla asianmukaista.
Where the laboratory does not complete a sufficient number of experiments to establish a statistically robust negative control distribution (see paragraph 11) during the proficiency investigations (described in paragraph 9), it is acceptable that the distribution can be built during the first routine tests.
Kaikkia muita sopivia nisäkäslajeja voidaan käyttää, jos raportissa esitetään tieteellinen perustelu.
This approach should follow the recommendations set out in the literature (8) and the negative control results obtained in these experiments should remain consistent with published negative control data.
Koe-eläintilat ja eläinten ruokinta
Any changes to the experimental protocol should be considered in terms of their impact on the resulting data remaining consistent with the laboratory's existing historical control database.
Jyrsijöiden tapauksessa koe-eläinhuoneen lämpötilan tulee olla 22 °C (± 3 °C).
Only major inconsistencies should result in the establishment of a new historical control database, where expert judgement determines that it differs from the previous distribution (see paragraph 11).
Vaikka suhteellisen kosteuden olisi mieluiten oltava 50–60 prosenttia, sen olisi oltava ainakin 40 prosenttia eikä mielellään yli 70 prosenttia muulloin kuin tilan puhdistuksen aikana.
During the re-establishment, a full negative control database may not be needed to permit the conduct of an actual test, provided that the laboratory can demonstrate that their concurrent negative control values remain either consistent with their previous database or with the corresponding published data.
Eläinten ruokinnassa voidaan käyttää normaalia laboratorioruokavaliota, eikä juomaveden määrää saa rajoittaa.
Negative control data should consist of the incidence of structural chromosomal aberration (excluding gaps) in each animal.
Ravinnon valintaan voi vaikuttaa tarve varmistaa sopiva sekoitus testikemikaalia, kun sitä annetaan tätä reittiä.
Concurrent negative controls should ideally be within the 95 % control limits of the distribution of the laboratory's historical negative control database.
Jyrsijät on sijoitettava samaa sukupuolta ja käsittelyryhmää edustaviin pienryhmiin (enintään viisi häkkiä kohti), jos mitään aggressiivista käytöstä ei odoteta, mieluiten kiinteisiin lattiahäkkeihin, joissa on asianmukainen virikkeellinen ympäristö.
Where concurrent negative control data fall outside the 95 % control limits, they may be acceptable for inclusion in the historical control distribution as long as these data are not extreme outliers and there is evidence that the test system is ‘under control” (see paragraph 11) and no evidence of technical or human failure.
Eläimet voivat olla häkissä yksittäin vain, jos tämä on tieteellisesti perusteltua.
Selection of animal species
Eläinten valmistelu
Commonly used laboratory strains of healthy young adult animals should be employed.
Yleensä käytetään nuoria terveitä täysikasvuisia eläimiä (jyrsijät ovat mieluiten 6–10 viikon ikäisiä käsittelyn alussa, joskin hieman vanhemmat eläimet hyväksytään) ja ne jaetaan satunnaistetusti testi- ja kontrolliryhmiin.
Rats are commonly used, although mice may also be appropriate.
Eläimet tunnistetaan yksilöllisesti inhimillisellä minimaalisen invasiivisella toimenpiteellä (esim. rengastamalla, merkitsemällä, mikrosirulla tai biometrisellä tunnuksella, mutta ei korvia tai varpaita leikkaamalla) ja sopeuttamalla laboratorio-olosuhteisiin vähintään viiden päivän ajan.
Any other appropriate mammalian species may be used, if scientific justification is provided in the report.
Häkit on sijoitettava siten, että häkin sijainnista johtuvat vaikutukset ovat mahdollisimman vähäisiä.
Animal housing and feeding conditions
Ristikontaminaatiota positiivisella kontrollilla ja testikemikaalilla tulisi välttää.
For rodents, the temperature in the animal room should be 22 °C (± 3 °C).
Tutkimuksen alkaessa eläinten painonvaihtelun on oltava vähäistä, ja se saa vaihdella korkeintaan ± 20 % kunkin sukupuolen tavanomaisesta keskiarvosta.
Although the relative humidity ideally should be 50-60 %, it should be at least 40 % and preferably not exceed 70 % other than during room cleaning.
Annosten valmistelu
For feeding, conventional laboratory diets may be used with an unlimited supply of drinking water.
Kiinteät testikemikaalit liuotetaan tai sekoitetaan asianmukaisiin liuottimiin tai kantaja-aineisiin taikka lisätään ravintoon tai juomaveteen, ennen kuin ne annetaan koe-eläimille.
The choice of diet may be influenced by the need to ensure a suitable admixture of a test chemical when administered by this route.
Nestemäiset testattavat kemikaalit voidaan antaa suoraan tai laimentaa ennen antamista.
Rodents should be housed in small groups (no more than five per cage) of the same sex and treatment group if no aggressive behaviour is expected, preferably in solid floor cages with appropriate environmental enrichment.
Testikemikaaleja voidaan antaa hengitystien kautta tapahtuvan altistamisen osalta kaasuna, höyrynä tai kiinteänä/nestemäisenä aerosolina niiden fysikokemiallisista ominaisuuksista riippuen.
Animals may be housed individually only if scientifically justified.
Testikemikaali on valmisteltava juuri ennen annostelua, paitsi jos sen säilyvyys on osoitettu stabiliteettitesteillä ja asianmukaiset säilytysolosuhteet on määritetty.
Preparation of the animals
Liuotin/kantaja-aine
Healthy young adult animals (for rodents, ideally 6-10 weeks old at start of treatment, though slightly older animals are also acceptable) are normally used, and are randomly assigned to the control and treatment groups.
Liuottimella/kantaja-aineella ei saa olla myrkkyvaikutuksia käytetyillä annostasoilla, eikä sen käyttöön saa liittyä epäilyjä mahdollisista kemiallisista reaktioista testikemikaalien kanssa.
The individual animals are identified uniquely using a humane, minimally invasive method (e.g. by ringing, tagging, micro-chipping or biometric identification, but not ear or toe clipping) and acclimated to the laboratory conditions for at least five days.
Jos käytetään muita kuin hyvin tunnettuja liuottimia/kantaja-aineita, niiden käyttö on perusteltava yhteensopivuuden osoittavilla tutkimustuloksilla.
Cages should be arranged in such a way that possible effects due to cage placement are minimised.
Vesipitoisen liuottimen/kantaja-aineen käyttöä on harkittava ensisijaisesti aina, kun se on mahdollista.
Cross contamination by the positive control and the test chemical should be avoided.
Esimerkkejä yleisesti käytetyistä yhteensopivista liuottimista/kantaja-aineista ovat vesi, fysiologinen suolaliuos, metyyliselluloosaliuos, natriumkarboksimetyyliselluloosan suolaliuos, oliiviöljy ja maissiöljy.
At the commencement of the study, the weight variation of animals should be minimal and not exceed ± 20 % of the mean weight of each sex.
Jos ei ole aikaisempia tai julkaistuja kontrollitietoja siitä, ettei valittu epätyypillinen liuotin/kantaja-aine aiheuta rakenteellisia poikkeavuuksia tai muita haitallisia vaikutuksia, on tehtävä alustava tutkimus, jolla voidaan määrittää liuotin-/kantajakontrollin hyväksyttävyys.
Preparation of doses
Positiiviset kontrollit
Solid test chemicals should be dissolved or suspended in appropriate solvents or vehicles or admixed in diet or drinking water prior to dosing the animals.
Kuhunkin testiin pitäisi normaalisti sisällyttää ryhmä eläimiä, joita käsitellään positiivisella kontrollikemikaalilla.
Liquid test chemicals may be dosed directly or diluted prior to dosing.
Tästä voidaan poiketa, jos testilaboratorio on osoittanut olevansa pätevä tekemään testin ja se on vahvistanut aikaisemman positiivisen kontrollin vaihteluvälin.
For inhalation exposures, test chemicals can be administered as a gas, vapour, or a solid/liquid aerosol, depending on their physicochemical properties.
Kun rinnakkaista positiivisen kontrollin ryhmää ei ole, kuhunkin kokeeseen on sisällytettävä pisteytyskontrollit (kiinteät ja värjätyt objektilasit).
Fresh preparations of the test chemical should be employed unless stability data demonstrate the acceptability of storage and define the appropriate storage conditions.
Nämä voidaan saada sisällyttämällä tutkimuksen pisteytykseen asianmukaiset vertailunäytteet, jotka on saatu ja joita säilytetään erillisestä määräajoin (esim. 6–18 kuukauden välein) tehtävästä positiivisen kontrollin kokeesta laboratoriossa, jossa koe tehdään; esimerkiksi pätevyyden testaamisen aikana ja säännöllisesti tämän jälkeen, jos tätä tarvitaan.
Solvent/vehicle
Positiivisten kontrollikemikaalien pitäisi luotettavasti tuottaa havaittavaa lisääntymistä rakenteellisia kromosomipoikkeavuuksia sisältävien solujen esiintymistaajuudessa spontaanitasoon verrattuna.
The solvent/vehicle should not produce toxic effects at the dose levels used, and should not be suspected of chemical reaction with the test chemicals.
Positiivisten kontrolliaineiden annokset on valittava siten, että vaikutukset ovat selvät mutta eivät paljasta heti laskijoille koodattujen näytteiden identiteettiä.
If other than well-known solvents/vehicles are used, their inclusion should be supported with reference data indicating their compatibility.
On hyväksyttävää, että positiivinen kontrolliaine annetaan eri reittiä kuin testikemikaali käyttäen eri käsittelyaikataulua, ja näytteet voidaan ottaa vain kerran.
It is recommended that wherever possible, the use of an aqueous solvent/vehicle should be considered first.
Lisäksi positiivisina kontrolleina tulisi käyttää tarvittaessa samaan kemiallisten aineiden ryhmään kuuluvia aineita.
Examples of commonly used compatible solvents/vehicles include water, physiological saline, methylcellulose solution, carboxymethyl cellulose sodium salt solution, olive oil and corn oil.
Taulukkoon 1 sisältyy esimerkkejä positiivisista kontrollikemikaaleista.
In the absence of historical or published control data showing that no structural aberrations or other deleterious effects are induced by a chosen atypical solvent/vehicle, an initial study should be conducted in order to establish the acceptability of the solvent/vehicle control.
Esimerkkejä positiivisista kontrollikemikaaleista:
Positive controls
Etyylimetaanisulfonaatti
A group of animals treated with a positive control chemical should normally be included with each test.
Etyylinitrosourea
This may be waived when the testing laboratory has demonstrated proficiency in the conduct of the test and has established a historical positive control range.
Syklofosfamidi (monohydraatti)
When a concurrent positive control group is not included, scoring controls (fixed and unstained slides) should be included in each experiment.
Trietyleenimelamiini
These can be obtained by including within the scoring of the study appropriate reference samples that have been obtained and stored from a separate positive control experiment conducted periodically (e.g. every 6-18 months) in the laboratory where the test is performed; for example, during proficiency testing and on a regular basis thereafter, where necessary.
Negatiiviset kontrollit
Positive control chemicals should reliably produce a detectable increase in the frequency of cells with structural chromosomal aberrations over the spontaneous level.
Negatiivisen kontrolliryhmän eläimet on sisällytettävä jokaiseen näytteenottokertaan ja niitä tulisi käsitellä aivan samalla tavalla kuin tutkimusryhmiä, paitsi ettei niitä altisteta testikemikaalille.
Positive control doses should be chosen so that the effects are clear but do not immediately reveal the identity of the coded samples to the scorer.
Jos testikemikaalin annostelussa käytetään liuotinta/kantaja-ainetta, kontrolliryhmän pitää saada tätä liuotinta/kantaja-ainetta.
It is acceptable that the positive control be administered by a route different from the test chemical, using a different treatment schedule, and for sampling to occur only at a single time point.
Kuitenkin, jos aikaisemmista negatiivisen kontrollin tiedoista kullakin näytteenottokerralla testilaboratoriossa käy ilmi johdonmukaisia eläinten välisiä eroja ja rakenteellisia poikkeavuuksia sisältävien solujen esiintymistaajuutta, negatiivista kontrollia varten voidaan tarvita vain yksi näytteenotto.
In addition, the use of chemical class-related positive control chemicals may be considered, when appropriate.
Kun negatiiviseen kontrolliin käytetään yhtä näytteenottoa, kyse pitäisi olla tutkimuksessa käytetystä ensimmäisestä näytteenottokerrasta.
Examples of positive control chemicals are included in Table 1.
Eläinten lukumäärä ja sukupuoli
Examples of positive control chemicals
Mikrotuman vaste on yleensä samanlainen uros- ja naaraspuolisilla eläimillä (9) ja on odotettavissa, että tämä pätee myös rakenteellisiin kromosomipoikkeavuuksiin; tästä syystä useimmat tutkimukset voidaan suorittaa kumpaakin sukupuolta käyttäen.
Ethyl methanesulphonate
Tiedot, jotka osoittavat merkittäviä eroja urosten ja naaraiden välillä (esim. systeemisen toksisuuden, aineenvaihdunnan, biologisen saatavuuden, luuytimeen liittyvän toksisuuden erot, mukaan lukien esimerkiksi raja-annostutkimus) voisivat kannustaa käyttämään molempia sukupuolia.
Ethyl nitrosourea
Tässä tapauksessa voi olla tarkoituksenmukaista tehdä tutkimus molemmilla sukupuolilla esim. osana toistuvan annostelun toksisuustutkimusta.
Cyclophosphamide (monohydrate)
Molempia sukupuolia käytettäessä saattaa olla sopivaa tehdä yhdistelykoe.
Triethylenemelamine
Tarkempia tietoja siitä, miten tietoja yhdistelykokeessa analysoidaan, annetaan lisäyksessä 2.
Negative controls
Ryhmäkoot varmistetaan tutkimuksen alussa, jotta tarjotaan vähintään viisi tutkimukseen soveltuvaa yhtä sukupuolta edustavaa eläintä, tai kustakin sukupuolesta (jos kumpiakin käytetään) ryhmää kohti.
Negative control group animals should be included at every sampling time and otherwise handled in the same way as the treatment groups, except for not receiving treatment with the test chemical.
Jos ihmisen altistuminen tutkittavalle kemikaalille voi olla sukupuolesta riippuvaa, kuten joidenkin lääkeaineiden kohdalla, testi on tehtävä asianomaista sukupuolta käyttäen.
If a solvent/vehicle is used in administering the test chemical, the control group should receive this solvent/vehicle.
Ohjeelliseksi maksimimääräksi eläimiä koskevien vaatimusten osalta annetaan, että luuydintutkimus tehdään kahdella näytteenottokerralla, kolmella annosryhmällä ja rinnakkaisella negatiivisella kontrolliryhmällä (kussakin ryhmässä on viisi samaa sukupuolta edustavaa eläintä), ts. tarvitaan 45 eläintä.
However, if consistent inter-animal variability and frequencies of cells with structural aberrations are demonstrated by historical negative control data at each sampling time for the testing laboratory, only a single sampling for the negative control may be necessary.
Annostasot
Where a single sampling is used for negative controls, it should be the first sampling time used in the study.
Jos tehdään alustava annoksenmääritystutkimus, koska sopivia tietoja ei ole vielä käytettävissä annoksen valinnan opastukseen, se on tehtävä samassa laboratoriossa käyttäen samaa lajia, samaa kantaa, samaa sukupuolta olevia eläimiä ja samaa altistusohjelmaa kuin päätutkimuksessa (10).
Number and sex of animals
Tutkimuksessa on pyrittävä tunnistamaan suurin siedetty annos, joka määritellään korkeimmaksi annokseksi, jota siedetään ilman näyttöä tutkimusta rajoittavasta toksisuudesta suhteessa tutkimuksen kestoon (esim. se aiheuttaa ruumiinpainon laskua tai vertavuotavan kudoksen sytotoksisuutta), mutta joka ei aiheuta kuolemaa eikä kipua, tuskaa tai kärsimystä, jonka vuoksi eläin on lopetettava inhimillisesti (11).
In general, the micronucleus response is similar between male and female animals (9) and it is expected that this will be true also for structural chromosomal aberrations; therefore, most studies could be performed in either sex.
Suurin annos voidaan määritellä myös annokseksi, joka aiheuttaa joitakin toksisuuteen viittaavia muutoksia luuytimessä.