natgillin/translations-raw huggingface dataset:
For the HPLC set up used in the validation study and described in this test method, up to 26 analysis samples (which include the test chemical, the positive control and the appropriate number of solvent controls based on the number of individual solvents used in the test, each tested in triplicate), can be accommodated in a single HPLC run.
Tämän jälkeen sitä pitäisi testata sellaisenaan tekemättä muita liuotuksia inkuboimalla sitä kysteiini- ja lysiinipeptidien kanssa, niin että moolisuhde on 1:10 kysteiinipeptidien ja 1:50 lysiinipeptidien tapauksessa.
All of the replicates analysed in the same run should use the identical cysteine and lysine peptide stock solutions.
Tuloksesta voidaan tehdä pysyvä päätelmä, jos näennäisesti 100 mM:n liuoksella ja liuottamattomalla kemikaalilla saadut tulokset ovat yhtäpitävät (reaktiivinen/ei-reaktiivinen).
It is recommended to prove individual peptide batches for proper solubility prior to their use.
Positiivisen kontrollin, vertailukontrollien ja koeluointikontrollien valmistelu
Preparation of the test chemical
Lisäksi HPCL-testijaksoon pitäisi kuulua myös vertailukontrolleja (eli näytteitä, jotka sisältävät vain sopivaan liuottimeen liuotettua peptidiä), joiden avulla varmistetaan HPLC-järjestelmän sopivuus ennen analyysia (A-vertailukontrollit) ja vertailukontrollien stabiilisuus ajan mittaan (B-vertailukontrollit) ja se, että testikemikaalin liuottamiseen käytetty liuotin ei vaikuta peptidin depleetioasteeseen (C-vertailukontrollit) (ks. lisäys 3).
Solubility of the test chemical in an appropriate solvent should be assessed before performing the assay following the solubilisation procedure described in the DPRA DB-ALM protocol (20).
Kullekin kemikaalille sopivan vertailukontrollin avulla lasketaan peptidin depleetioaste kyseisen kemikaalin osalta (ks. 26 kohta).
An appropriate solvent will dissolve the test chemical completely.
Lisäksi ajosekvenssiin pitäisi kuulua kunkin analysoitavan testikemikaalin osalta pelkästä testikemikaalista muodostuva koeluutiokontrolli, jotta voidaan havaita testikemikaalin mahdollinen koeluutio joko lysiini- tai kysteiinipeptidin kanssa.
Since in the DPRA the test chemical is incubated in large excess with either the cysteine or the lysine peptides, visual inspection of the forming of a clear solution is considered sufficient to ascertain that the test chemical (and all of its components in the case of testing a multi-constituent substance or a mixture) is dissolved.
Testikemikaalin inkubointi kysteiini- ja lysiinipeptidiliuosten kanssa
Suitable solvents are acetonitrile, water, 1:1 mixture water:acetonitrile, isopropanol, acetone or 1:1 mixture acetone:acetonitrile.
Kysteiini- ja lysiinipeptidiliuoksia on inkuboitava automaattisen näytteensyöttölaitteen lasipulloissa testikemikaalin kanssa niin, että kysteiiniliuoksen sekoitussuhde on 1:10 ja lysiiniliuoksen 1:50.
Other solvents can be used as long as they do not impact on the stability of the peptide as monitored with reference controls C (i.e. samples constituted by the peptide alone dissolved in the appropriate solvent; see Appendix 3).
Jos välittömästi sen jälkeen, kun testikemikaaliliuosta on lisätty peptidiliuokseen, havaitaan saostumista, joka johtuu testikemikaalin heikosta liukenevuudesta veteen, on epävarmaa, miten paljon testikemikaalia liuokseen jää reagoimaan peptidin kanssa.
As a last option if the test chemical is not soluble in any of these solvents attempts should be made to solubilise it in 300 μL of DMSO and dilute the resulting solution with 2700 μL of acetonitrile and if the test chemical is not soluble in this mixture attempts should be made to solubilise the same amount of test chemical in 1500 μL of DMSO and dilute the resulting solution with 1500 μL of acetonitrile.
Siksi positiivinen tulos on tällöin edelleen käyttökelpoinen, mutta negatiivinen tulos on epävarma ja sitä on tulkittava asianmukaisella varovaisuudella (ks. myös kohdan 11 vaatimukset sellaisten kemikaalien testaamisesta, jotka eivät liukene 100 mM:n pitoisuutena).
The test chemical should be pre-weighed into glass vials and dissolved immediately before testing in an appropriate solvent to prepare a 100 mM solution.
Reaktioliuosta pidetään pimeässä 25 ± 2,5 °C:ssa 24 ± 2 tuntia ennen HPLC-analyysin tekemistä.
For mixtures and multi-constituent substances of known composition, a single purity should be determined by the sum of the proportion of its constituents (excluding water), and a single apparent molecular weight should be determined by considering the individual molecular weights of each component in the mixture (excluding water) and their individual proportions.
Kukin testikemikaali on analysoitava kolmesti kummankin peptidin osalta.
The resulting purity and apparent molecular weight should then be used to calculate the weight of test chemical necessary to prepare a 100 mM solution.
Ennen HPLC-analyysia näytteet on tarkastettava silmämääräisesti.
For polymers for which a predominant molecular weight cannot be determined, the molecular weight of the monomer (or the apparent molecular weight of the various monomers constituting the polymer) may be considered to prepare a 100 mM solution.
Jos näytteissä havaitaan sakkaa tai faasiutumista, ne voidaan sentrifugoida alhaisella nopeudella (100–400 xg), niin että sakka laskeutuu pullon pohjaan; tämä on varotoimenpide, sillä suuri sakkamäärä voi tukkia HPLC-laitteen putket tai kolonnit.
However, when testing mixtures, multi-constituent substances or polymers of known composition, it should be considered to also test the neat chemical.
Inkubointivaiheen aikana havaittu saostuminen tai faasiutuminen on merkki siitä, että peptididepleetio saatetaan aliarvioida, eikä negatiivisen tuloksen pohjalta voida tehdä riittävällä varmuudella päätelmää reaktiivisuuden puuttumisesta.
For liquids, the neat chemical should be tested as such without any prior dilution by incubating it at 1:10 and 1:50 molar ratio with the cysteine and lysine peptides, respectively.
HPCL-standardikalibrointikäyrän laatiminen
For solids, the test chemical should be dissolved to its maximum soluble concentration in the same solvent used to prepare the apparent 100 mM solution.
Kysteiini- ja lysiinipeptideille on laadittava standardikalibrointikäyrät.
It should then be tested as such without any further dilution by incubating it at 1:10 and 1:50 ratio with the cysteine and lysine peptides, respectively.
Niiden laadinnassa on käytettävä liuosta, jossa asetonitriili suhde puskuriin on 20 tai 25 prosenttia, niin että kysteiinipeptidin tapauksessa käytetään fosfaattipuskuria (pH 7,5) ja lysiinipeptidin tapauksessa käytetään ammoniumasetaattipuskuria (pH 10,2).
Concordant results (reactive or non-reactive) between the apparent 100 mM solution and the neat chemical should allow for a firm conclusion on the result.
Peptidikantaliuoksesta (0,667mM) valmistetaan laimentamalla kuuden kalibrointiliuoksen sarja, joka kattaa pitoisuusalueen 0,534–0,0167 mM.
Preparation of the positive control, reference controls and coelution controls
Standardikalibrointikäyrään pitäisi sisältyä myös nollanäyte, joka sisältää pelkkää laimennuspuskuria.
Cinnamic aldehyde (CAS 104-55-2; ≥ 95 % food-grade purity) should be used as positive control (PC) at a concentration of 100 mM in acetonitrile.
Sopivassa kalibrointikäyrässä r2 > 0,99.
Other suitable positive controls preferentially providing mid-range depletion values may be used if historical data are available to derive comparable run acceptance criteria.
HPLC-analyysin valmistelu ja suorittaminen
In addition, reference controls (i.e. samples containing only the peptide dissolved in the appropriate solvent) should also be included in the HPLC run sequence and these are used to verify the HPLC system suitability prior to the analysis (reference controls A), the stability of the reference controls over time (reference controls B) and to verify that the solvent used to dissolve the test chemical does not impact the percent peptide depletion (reference controls C) (see Appendix 3).
Ennen analyysin tekemistä on varmistettava HPCL-järjestelmän sopivuus.
The appropriate reference control for each chemical is used to calculate the percent peptide depletion for that chemical (see paragraph 26).
Peptididepleetiota seurataan HPLC-järjestelmällä, joka on liitetty UV-detektoriin (valodiodirividetektori tai kiinteän aallonpituuden absorptiodetektori; signaali 220 nm).
In addition a co-elution control constituted by the test chemical alone for each of the test chemicals analysed should be included in the run sequence to detect possible co-elution of the test chemical with either the lysine or the cysteine peptide.
HPLC-järjestelmään asennetaan sopiva kolonni.
Incubation of the test chemical with the cysteine and lysine peptide solutions
Validoidussa protokollassa kuvatussa HPLC-laitteistossa käytettävä kolonni on ensisijaisesti Zorbax SB-C-18 2,1 mm x 100 mm × 3.5 μ.
Cysteine and lysine peptide solutions should be incubated in glass autosampler vials with the test chemical at 1:10 and 1:50 ratio respectively.
Tätä HPLC-käänteisfaasikolonnia käytettäessä koko järjestelmä pitäisi tasapainottaa 30 °C:ssa, niin että 50 prosenttia on faasia A (0,1 tilavuusprosenttia trifluoroetikkahappoa vedessä) ja 50 prosenttia on faasia B (0,085 tilavuusprosenttia trifluoroetikkahappoa asetonitriilissä) vähintään kaksi tuntia ennen analyysin suorittamista.
If a precipitate is observed immediately upon addition of the test chemical solution to the peptide solution, due to low aqueous solubility of the test chemical, in this case one cannot be sure how much test chemical remained in the solution to react with the peptide.
HPLC-analyysissa käytettävä virtausnopeus on 0,35 ml/min, ja lineaarisen gradientin avulla asetonitriili nostetaan 10 prosentista 25 prosenttiin 10 minuutissa, minkä jälkeen asetonitriili nostetaan nopeasti 90 prosenttiin muiden aineiden poistamiseksi.
Therefore, in such a case, a positive result could still be used, but a negative result is uncertain and should be interpreted with due care (see also provisions in paragraph 11 for the testing of chemicals not soluble up to a concentration of 100 mM).
Standardia, näytettä ja kontrollia pitäisi ruiskuttaa yhtä suuret määrät.
The reaction solution should be left in the dark at 25 ± 2,5 °C for 24 ± 2 hours before running the HPLC analysis.
Ruiskutusten välillä kolonnia on tasapainotettava uudelleen alkuperäisissä olosuhteissa seitsemän minuutin ajan.
Each test chemical should be analysed in triplicate for both peptides.
Erilaista HPLC-käänteisfaasikolonnia käytettäessä edellä kuvattuja järjestelmän muuttujia saattaa olla tarpeen säätää kysteiini- ja lysiinipeptidien sopivan eluution ja integraation varmistamiseksi; tämä koskee myös ruiskutusmäärää, joka voi vaihdella käytettävän järjestelmän mukaan (yleensä 3–10 μl).
Samples have to be visually inspected prior to HPLC analysis.
Vaihtoehtoista HPLC-järjestelmää käytettäessä on tärkeää osoittaa, että se vastaa edellä kuvattua validoitua järjestelmää (esimerkiksi testaamalla lisäyksen 2 mukaiset pätevyyden osoittamiseen tarkoitetut aineet).
If a precipitate or phase separation is observed, samples may be centrifuged at low speed (100-400 xg) to force precipitate to the bottom of the vial as a precaution since large amounts of precipitate may clog the HPLC tubing or columns.
Absorbanssia seurataan 220 nm:ssa.
If a precipitation or phase separation is observed after the incubation period, peptide depletion may be underestimated and a conclusion on the lack of reactivity cannot be drawn with sufficient confidence in case of a negative result.
Valodiodirividetektoria käytettäessä pitäisi kirjata myös absorbanssi 258 nm:ssa.
Preparation of the HPLC standard calibration curve
On huomattava, että jotkin asetonitriilin lähteet voivat vaikuttaa kielteisesti peptidin stabiilisuuteen, ja tätä on arvioitava uutta asetonitriilierää käytettäessä.
A standard calibration curve should be generated for both the cysteine and the lysine peptides.
220 nm:ssa kirjatun piikin pinta-alan ja 258 nm:ssa kirjatun piikin pinta-alan suhdetta voidaan käyttää koeluution indikaattorina.
Peptide standards should be prepared in a solution of 20 % or 25 % acetonitrile:buffer using phosphate buffer (pH 7,5) for the cysteine peptide and ammonium acetate buffer (pH 10,2) for the lysine peptide.
Kunkin näytteen tapauksessa suhteen sijoittuminen alueelle 90 % < kontrollinäytteiden suhteen keskiarvoalue [13] <100 % olisi hyvä merkki siitä, että koeluutiota ei ole tapahtunut.
Using serial dilution standards of the peptide stock solution (0,667 mM), 6 calibration solutions should be prepared to cover the range from 0,534 to 0,0167 mM.
Jotkin testikemikaalit saattavat edistää kysteiinipeptidin hapettumista.
A blank of the dilution buffer should also be included in the standard calibration curve.
Dimerisoituneen kysteiinipeptidin piikkiä voidaan seurata silmämääräisesti.
Suitable calibration curves should have an r2 > 0,99.
Jos dimerisaatiota näyttää tapahtuneen, tämä on otettava huomioon, sillä peptidin depleetioaste saatetaan yliarvioida, mikä johtaa vääriin positiivisiin ennusteisiin ja/tai siihen, että kemikaali luokitellaan korkeampaan reaktiivisuusluokkaan (ks. 29 ja 30 kohta).
HPLC preparation and analysis
Kysteiini- ja lysiinipeptidien HPLC-analyysi voidaan tehdä samanaikaisesti (jos käytettävissä on kaksi HPLC-järjestelmää) tai eri päivinä.
The suitability of the HPLC system should be verified before conducting the analysis.
Jos analyysit tehdään eri päivinä, testejä varten on kumpanakin päivänä valmistettava tuoreet testikemikaaliliuokset.
Peptide depletion is monitored by HPLC coupled with an UV detector (photodiode array detector or fixed wavelength absorbance detector with 220 nm signal).
Analyysi pitäisi ajoittaa niin, että ensimmäisen näytteen ruiskutus alkaa 22–26 tuntia sen jälkeen, kun testikemikaali on sekoitettu peptidiliuokseen.
The appropriate column is installed in the HPLC system.
Validointitutkimuksessa käytetty ja tässä testimenetelmässä kuvattu HPLC-järjestelmä mahdollistaa jopa 26 analyysinäytteen käsittelyn yhdessä HPLC-ajossa (ks. myös 17 kohta).
The HPLC set-up described in the validated protocol uses a Zorbax SB-C-18 2,1 mm × 100 mm × 3,5 micron as preferred column.
HPLC-analyysisekvenssistä annetaan esimerkki lisäyksessä 3.
With this reversed-phase HPLC column, the entire system should be equilibrated at 30 °C with 50 % phase A (0,1 % (v/v) trifluoroacetic acid in water) and 50 % phase B (0,085 % (v/v) trifluoroacetic acid in acetonitrile) for at least 2 hours before running.
Tietojen arviointi
The HPLC analysis should be performed using a flow rate of 0,35 ml/min and a linear gradient from 10 % to 25 % acetonitrile over 10 minutes, followed by a rapid increase to 90 % acetonitrile to remove other materials.
Kysteiini- tai lysiinipeptidin pitoisuus kussakin näytteessä määritetään fotometrisesti 220 nm:ssa mittaamalla piikin pinta-ala (käyrän alapuolinen alue, AUC) asianmukaisista piikeistä ja laskemalla peptidipitoisuus käyttämällä standardeista saatua lineaarista kalibrointikäyrää.
Equal volumes of each standard, sample and control should be injected.
Peptidin depleetioaste ( %) määritetään kustakin näytteestä mittaamalla piikin pinta-ala ja jakamalla se relevanttien C-vertailukontrollien (ks. lisäys 3) keskimääräisellä piikin pinta-alalla jäljempänä kuvatun kaavan mukaisesti.
The column should be re-equilibrated under initial conditions for 7 minutes between injections.
Peptidin depleetioaste
If a different reversed-phase HPLC column is used, the set-up parameters described above may need to be adjusted to guarantee an appropriate elution and integration of the cysteine and lysine peptides, including the injection volume, which may vary according to the system used (typically in the range from 3-10 μl).
Peptidin piikin ala toistoruiskutuksessa
Importantly, if an alternative HPLC set-up is used, its equivalence to the validated set-up described above should be demonstrated (e.g. by testing the proficiency substances in Appendix 2).
Peptidin piikin keskimääräinen ala C-vertailukontrolleissa
Absorbance is monitored at 220 nm.
Hyväksyntäperusteet
If a photodiode array detector is used, absorbance at 258 nm should also be recorded.
Jotta ajoa voidaan pitää luotettavana, seuraavien perusteiden on täytyttävä:
It should be noted that some supplies of acetonitrile could have a negative impact on peptide stability and this has to be assessed when a new batch of acetonitrile is used.
standardikalibrointikäyrän r2 > 0,99
The ratio of the 220 peak area and the 258 peak area can be used as an indicator of co-elution.
positiivisena kontrollina käytettävällä kanelialdehydillä tehdyn kolmen toiston osalta peptidin keskimääräisen prosentuaalisen depleetioasteen pitäisi olla 60,8–100 prosenttia kysteiinipeptidin tapauksessa ja 40,2–69,0 lysiinipeptidin tapauksessa, ja positiivisella kontrollilla tehtyjen toistojen suurimman keskihajonnan (SD) pitäisi olla < 14,9 prosenttia kysteiinin depleetioarvon ja < 11,6 prosenttia lysiinin depleetioarvon osalta; ja
For each sample a ratio in the range of 90 % < mean [13] area ratio of control samples < 100 % would give a good indication that co-elution has not occurred.
A-vertailukontrollien keskimääräisen peptidipitoisuuden pitäisi olla 0,50 ± 0,05 mM, ja yhdeksän B- ja C-vertailukontrollin osalta (liuotettu asetonitriiliin) peptidien piikin pinta-alan variaatiokertoimen (CV) pitäisi olla <15,0 prosenttia.
There may be test chemicals which could promote the oxidation of the cysteine peptide.
Jos yksi tai useampi näistä ehdoista ei täyty, ajo on toistettava.
The peak of the dimerised cysteine peptide may be visually monitored.
Jotta testikemikaalin tuloksia voidaan pitää luotettavina, seuraavien perusteiden on täytyttävä:
If dimerisation appears to have occurred, this should be noted as percent peptide depletion may be over-estimated leading to false positive predictions and/or assignment to a higher reactivity class (see paragraphs 29 and 30).
testikemikaalilla tehtyjen toistojen keskihajonta saa olla enintään < 14,9 prosenttia kysteiinin depleetioasteen ja < 11,6 prosenttia lysiinin depleetioasteen osalta
HPLC analysis for the cysteine and lysine peptides can be performed concurrently (if two HPLC systems are available) or on separate days.
kolmen C-vertailukontrollin keskimääräisen peptidipitoisuuden (sopivassa liuottimessa) pitää olla 0,50 ± 0,05 mM.
If analysis is conducted on separate days then all test chemical solutions should be freshly prepared for both assays on each day.
Elleivät nämä perusteet täyty, testikemikaali on hylättävä ja ajo on toistettava kyseisen testikemikaalin osalta.
The analysis should be timed to assure that the injection of the first sample starts 22 to 26 hours after the test chemical was mixed with the peptide solution.
Ennustemalli
For the HPLC set up used in the validation study and described in this test method, up to 26 analysis samples can be accommodated in a single HPLC run (see also paragraph 17).
Kunkin testikemikaalin osalta lasketaan kysteiinin ja lysiinin keskimääräinen prosentuaalinen depleetioaste.
An example of HPLC analysis sequence is provided in Appendix 3.
Keskiarvoa laskettaessa negatiivinen depleetio katsotaan nollaksi (0).
Data evaluation
Taulukon 1 mukaista kysteiini 1:10 / lysiini 1:50 -ennustemallia käyttämällä ihoa herkistävien aineiden ja herkistystä aiheuttamattomien aineiden erottelussa yhdennetyn lähestymistavan (IATA) mukaisesti pitäisi käyttää apuna peptidin keskimääräisen depleetioasteen 6,38 prosentin raja-arvoa.
The concentration of cysteine or lysine peptide is photometrically determined at 220 nm in each sample by measuring the peak area (area under the curve, AUC) of the appropriate peaks and by calculating the concentration of peptide using the linear calibration curve derived from the standards.
Ennustemallin käyttö testikemikaalin reaktiivisuusluokittelussa (esimerkiksi vähäinen, kohtalainen, suuri reaktiivisuus) saattaa osoittautua hyödylliseksi keinoksi hankkia tietoja potentiaalin arviointiin IATA:n puitteissa.
The percent peptide depletion is determined in each sample by measuring the peak area and dividing it by the mean peak area of the relevant reference controls C (see Appendix 3) according to the formula described below.
Kysteiini 1:10 / lysiini 1:50 -ennustemalli [14]
Percent peptide depletion
Kysteiinin ja lysiinin keskimääräinen depleetioaste (%)
Peptide peak area in replicate injection
Reaktiivisuusluokka
ean peptide peak area in reference controls C
DPRA-ennuste [15]
Acceptance criteria
0 % ≤ keskimääräinen depleetioaste (%) ≤ 6,38 %
The following criteria should be met for a run to be considered valid:
Ei reaktiivisuutta tai hyvin vähäinen reaktiivisuus
the standard calibration curve should have an r2 > 0,99,
Negatiivinen
the mean percent peptide depletion value of the three replicates for the positive control cinnamic aldehyde should be between 60,8 % and 100 % for the cysteine peptide and between 40,2 % and 69,0 % for the lysine peptide and the maximum standard deviation (SD) for the positive control replicates should be < 14,9 % for the percent cysteine depletion and < 11,6 % for the percent lysine depletion, and
6,38 % < keskimäärinen depleetioaste (%) ≤ 22,62 %
the mean peptide concentration of reference controls A should be 0,50 ± 0,05 mM and the coefficient of variation (CV) of peptide peak areas for the nine reference controls B and C in acetonitrile should be < 15,0 %.
Vähäinen reaktiivisuus
If one or more of these criteria is not met the run should be repeated.
Positiivinen
The following criteria should be met for a test chemical's results to be considered valid:
22,62 % < keskimäärinen depleetioaste (%) ≤ 42,47 %
the maximum standard deviation for the test chemical replicates should be < 14,9 % for the percent cysteine depletion and < 11,6 % for the percent lysine depletion,
Kohtalainen reaktiivisuus
the mean peptide concentration of the three reference controls C in the appropriate solvent should be 0,50 ± 0,05 mM.
42,47 % < keskimäärinen depleetioaste (%) ≤ 100 %
If these criteria are not met the data should be rejected and the run should be repeated for that specific test chemical.
Suuri reaktiivisuus
Prediction model
Joissakin tapauksissa testikemikaali (aine, useammasta aineosasta koostuvan aineen yksi tai useampi aineosa tai seos) saattaa absorboida merkittävästi 220 nm:ssa ja sillä on sama peptidin retentioaika (koeluutio).
The mean percent cysteine and percent lysine depletion value is calculated for each test chemical.
Koeluutio saattaa ratketa siten, että HPLC-mittausta säädetään hieman niin, että testikemikaalin ja peptidin eluutioaika erotetaan toisistaan.
Negative depletion is considered as “0” when calculating the mean.
Jos koeluutio yritetään ratkaista käyttämällä vaihtoehtoista HPLC-mittausta, on osoitettava, että se vastaa validoitua mittausta (esimerkiksi tekemällä testi liitteen 2 mukaisilla pätevyyden osoittamiseen tarkoitetuilla aineilla).
By using the cysteine 1:10/lysine 1:50 prediction model shown in Table 1, the threshold of 6,38 % average peptide depletion should be used to support the discrimination between skin sensitisers and non-sensitisers in the framework of an IATA.
Koeluution tapahtuessa peptidin piikkiä ei voida integroida eikä peptidin prosentuaalista depleetioastetta voida laskea.
Application of the prediction model for assigning a test chemical to a reactivity class (i.e. low, moderate and high reactivity) may perhaps prove useful to inform potency assessment within the framework of an IATA.
Jos näiden testikemikaalien koeluutiota tapahtuu sekä kysteiini- että lysiinipeptidin kanssa, on todettava, ettei analyysin pohjalta voida tehdä varmoja päätelmiä.
Cysteine 1:10/lysine 1:50 prediction model [14]
Jos koeluutiota tapahtuu vain lysiinipeptidin kanssa, voidaan käyttää taulukon 2 mukaista kysteiini 1:10 -ennustemallia.
Mean of cysteine and lysine % depletion
Kysteiini 1:10 -ennustemalli [16]
Reactivity Class
Kysteiinin (Kys.) depleetioaste (%)
DPRA Prediction [15]
Reaktiivisuusluokka
0 % ≤ mean % depletion ≤ 6,38 %
DPRA-ennuste [17]
No or minimal reactivity
0 % ≤ Kys. depleetioaste (%) ≤ 13,89 %
Negative
13,89 % < Kys. depleetioaste (%) ≤ 23,09 %
6,38 % < mean % depletion ≤ 22,62 %
23,09 % < Kys. depleetioaste (%) ≤ 98,24 %