natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Be careful not to drop the test fish into other test chambers.
FET-testiä on sovellettu menestyksellisesti useisiin erilaisiin kemikaaleihin, joiden vaikutustavat, liukoisuudet, haihtuvuudet ja hydrofobisuudet vaihtelevat (tätä on tarkasteltu kirjallisuusviitteissä 15 ja 16).
In principle, the test fish should be removed in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Äskettäin hedelmöityneet seeprakalan munat altistetaan testikemikaalille 96 tunnin ajan.
In addition, all males should be removed from one test chamber before the remaining females are removed.
Kuolleisuuden indikaattoreina kirjataan 24 tunnin välein enintään neljä apikaalista havaintoa: i) hedelmöityneiden munien koagulaatio, ii) somiittien muodostumattomuus, iii) häntäsilmun irtoamattomuus ruskuaispussista ja iv) sydämenlyöntien puute.
The sex of each test fish is identified on the basis of external secondary sex characteristics (e.g. the shape of the anal fin).
Altistusjakson lopussa akuutti toksisuus määritellään missä tahansa neljästä kirjatusta apikaalisesta havainnosta saadun positiivisen tuloksen perusteella ja lasketaan LC50-arvo.
Place the test fish in a container for transport and carry it to the workstation for excision of the liver.
Hyödyllisiä tietoja ainekohtaisista ominaisuuksista ovat muun muassa rakennekaava, molekyylipaino, puhtaus, stabiilisuus vedessä ja valossa, pKa ja Kow, vesiliukoisuus ja höyrynpaine sekä nopean biohajoavuuden testin tulokset (testimenetelmä C.4 (17) tai testimenetelmä C.29 (18)).
If the sex cannot be identified by the fish's external appearance, remove all fish from the test chamber.
Käytettävissä pitäisi olla myös tarkkuudeltaan ja määritysrajaltaan tunnettu sopiva analyyttinen menetelmä aineen määrittämiseksi kvantitatiivisesti testiliuoksissa.
In this case, the sex should be identified by observing the gonad or secondary sex characteristics under a stereoscopic microscope.
Jos testimenetelmää käytetään seoksen testaamiseen, seoksen koostumus olisi luonnehdittava mahdollisimman tarkoin esimerkiksi sen ainesosien kemiallinen koostumuksen, esiintymistiheyden ja ainekohtaisten erityisominaisuuksien avulla (ks. 4 kohta).
Excision of the liver
Metabolian avulla aktivoitavissa olevien aineiden osalta on näyttöä siitä, että seeprakalojen alkioilla on biotransformaatiokykyjä (19) (20) (21) (22).
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Alkiovaiheessa olevien kalojen metabolointikyky ei kuitenkaan aina ole sama kuin kalanpoikasten tai täysikasvuisten kalojen metabolointikyky.
After the test fish is anesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
Esimerkiksi protoksista allyylialkoholia (9) ei ole havaittu FET-testissä.
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
Jos on viitteitä siitä, että metaboliitit tai muut merkitykselliset hajoamistuotteet saattavat olla myrkyllisempiä kuin alkutuote, suositellaan tästä syystä, että testi suoritetaan myös näillä metaboliiteilla/hajoamistuotetilla ja myös näitä tuloksia käytetään tehtäessä johtopäätöksiä testikemikaalin toksisuudesta tai että vaihtoehtoisesti suoritetaan toinen testi, jossa metabolointi otetaan paremmin huomioon.
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
Alkioiden ei odoteta olevan herkkiä aineille, joiden molekyylipaino on ≥ 3kDa, aineille, joilla on hyvin tilaa vievä molekyylirakenne sekä aineille, jotka viivästyttävät kuoriutumista ja saattavat estää kuoriutumisen jälkeisen altistumisen tai vähentää sitä, aineiden rajallisen biologisen hyödynnettävyyden vuoksi, ja muut toksisuustestit saattavat olla asianmukaisempia.
Then make a small transverse incision partway between the ventral neck region and the mid-abdominal region using dissection scissors.
Testitulokset ovat valideja, jos seuraavat ehdot täyttyvät:
Insert the dissection scissors into the small incision, and incise the abdomen from a point caudal to the branchial mantle to the cranial side of the anus along the midline of the abdomen.
Kaikkien kerättyjen munien kokonaishedelmöitymisasteen on oltava ≥ 70 prosenttia testattavassa erässä.
Be careful not to insert the dissection scissors too deeply so as to avoid damaging the liver and gonad.
Veden lämpötilan testauskammioissa on oltava 26 ± 1 °C koko testin ajan.
Conduct the following operations under the stereoscopic microscope.
Alkioiden eloonjäämisasteen negatiivisessa kontrollissa (laimennusvesi) ja tarvittaessa liuotinkontrollissa on oltava ≥ 90 prosenttia 96 tuntia kestävän altistuksen loppuun asti.
Place the test fish abdomen side up on the paper towel (glass Petri dish or slide glass are also available).
Altistuksen positiiviselle kontrollille (seeprakalojen osalta esimerkiksi 4,0 mg/l 3,4-dikloorianiliinia) kuolleisuuden on oltava vähintään 30 prosenttia 96 tuntia kestävän altistuksen lopussa.
Extend the walls of the abdominal cavity with precision tweezers and exteriorise the internal organs.
Kuoriutumisasteen on negatiivisessa kontrollissa (ja tarvittaessa liuotinkontrollissa) oltava ≥ 80 prosenttia 96 tuntia kestävän altistuksen lopussa.
It is also acceptable to exteriorise the internal organs by removing one side of the wall of the abdominal cavity if necessary.
Veteen liuenneen hapen pitoisuuden negatiivisessa kontrollissa ja suurimman testipitoisuuden on oltava 96 tuntia kestävän altistuksen lopussa ≥ 80 prosenttia kyllästymisarvosta.
Expose the connected portion of the liver and gallbladder using another pair of precision tweezers.
Yhteenveto suositelluista ylläpito- ja testiolosuhteista on lisäyksessä 2.
Then grasp the bile duct and cut off the gallbladder.
Menetelmässä tarvitaan seuraavat laitteet:
Be careful not to leak the contents of the gastrointestinal tract.
esimerkiksi tarrakalvoa 24-kuoppalevyjen peittämiseen
Excise the caudal gastrointestinal tract from the anus and remove the tract from the abdominal cavity.
inkubaattori tai ilmastoitu tila, jonka lämpötila on säädettävissä ja jonka avulla lämpötila kuopissa (tai testauskammioissa) voidaan pitää 26 ± 1 celsiusasteessa
Trim the mass of fat and other tissues from the periphery of the liver.
happimittari
Using the precision tweezers, remove any additional fat and extraneous tissue (e.g. abdominal lining), if needed, from the surface of the liver.
lasiastioita eri testipitoisuuksien ja laimennusveden valmistamiseen (dekantterilaseja, mitta-asteikoilla varustettuja pulloja, mittalaseja ja pipettejä) tai seeprakalan munien keräämiseen (esimerkiksi dekantterilaseja, kiteytysmaljoja)
Measure the liver weight with 1,5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
jos testin suorittamiseen käytetään vaihtoehtoisia altistusjärjestelmiä, kuten läpivirtausjärjestelmää (24) tai passiivista annostelua (25), tarvitaan asianmukaiset tilat ja laitteet.
Record the value on the worksheet (read: 0,1 mg).
On käytettävä lasista tai polystyreenistä valmistettuja testiastioita (esimerkiksi 24-kuoppalevyjä, joissa kunkin kuopan täyttötilavuus on 2,5–5 ml).
Store it in a cooling rack (or ice rack).
Vesi ja koeolosuhteet
Following the excision of one liver, clean the dissection instruments or replace them with clean ones.
Ylläpitovesi suositellaan laimennettavan siten, että saavutetaan useille erilaisille pintavesille tyypillinen kovuustaso.
Remove livers from all of the fish in the transport container as described above.
Laimennusvesi on valmistettava synteettisestä vedestä (27).
When the livers are donated for pre-treatment shortly after the excision, the specimens are carried to the next workstation in a cooling rack (or ice rack).
Myös muuta hyvin kuvattua pinta- tai lähdevettä voidaan käyttää.
Following liver excision, the fish carcass is available for gonad histology and measurement of secondary sex characteristics.
Synteettinen vesi voidaan mukauttaa kovuudeltaan alhaiseksi ylläpitovedeksi laimentamalla sitä deionisoidulla vedellä enintään suhteessa 1:5 vähimmäiskovuuteen 30–35 mg/l CaCO3.
Specimen
Vesi ilmastetaan happikyllästykseen asti ennen testikemikaalin lisäämistä.
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Vetykloridin (HCl) ja natriumhydroksidin (NaOH) käyttöä testikemikaalia sisältävien liuosten pH-arvon korjaamiseen suositellaan.
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors
Testiliuosten halutut pitoisuudet voidaan valmistaa esimerkiksi laimentamalla kantaliuosta.
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus
Kantaliuokset valmistetaan mieluiten yksinkertaisesti sekoittamalla testikemikaali laimennusveteen käyttäen mekaanisia menetelmiä (kuten sekoittamista ja/tai ultraääntä).
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs
Vaikeasti veteen liukenevien testikemikaalien yhteydessä tulee noudattaa vaikeasti testattavia aineita ja seoksia koskevaa OECD:n ohjeasiakirjaa nro 23 (28).
(Alternatively, the abdominal walls may be pinned laterally).
Liuottimien tai dispergointiaineiden käyttöä tulee välttää, mutta se voi olla tarpeen joissakin tapauksissa riittävän väkevän kantaliuoksen valmistamiseksi.
Arrow shows liver
Kun kantaliuosten valmistuksessa käytetään jotakin liuotinta, sen loppupitoisuus testiastioissa ei saisi olla suurempi kuin 100 μl/l, ja pitoisuuden pitäisi olla sama kaikissa testiastioissa.
The liver is bluntly dissected and excised using forceps
Liuottimen käyttö edellyttää ylimääräistä liuotinkontrollia.
Figure 5
Emokalojen ylläpito
The intestines are gently retracted using forceps
Mätimunien tuotantoon käytetään altistamattomien villien seeprakalojen kutukantaa, jonka munien hedelmöitymisaste on hyvin dokumentoitu.
Figure 6
Kaloilla ei saa olla makroskooppisesti havaittavia tulehduksen ja sairauden oireita eikä niitä saa olla hoidettu lääkkeillä (akuutisti tai profylaktisesti) kutua edeltävien kahden kuukauden aikana.
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors
Emokaloja ylläpidetään akvaarioissa, joiden suositeltu tilavuus on 1 l vettä kalaa kohti ja kiinteä valoisa aika 12–16 tuntia (29) (30) (31) (32) (33).
Figure 7 (female)
Optimaaliset suodatusnopeudet on säädettävä; liiallisia suodatusnopeuksia, jotka aiheuttavat veden voimakasta sekoittumista, on vältettävä.
The procedure is identical for the female
Tietoja ruokintaolosuhteista on lisäyksessä 2.
Figure 8
Liiallista ruokintaa on vältettävä ja veden laatua ja akvaarioiden puhtautta on valvottava säännöllisesti ja ne on palautettava tarvittaessa alkuperäiseen tilaan.
The completed procedure
Pätevyyden testaaminen
Procedure 2 B:
3,4-dikloorianiliiniä (jota on käytetty validointitutkimuksissa (1) (2)) on testattava vertailukemikaalina mieluiten kahdesti vuodessa pitoisuus-vastesuhteen koko vaihteluvälillä käytetyn kalakannan herkkyyden tarkistamiseksi.
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
Kun laboratorio alkaa käyttää tätä määritysmenetelmää, sen on käytettävä vertailukemikaalia.
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4°C).
Laboratorio voi käyttää tätä kemikaalia osoittaakseen teknisen pätevyytensä määritysmenetelmän suorituksessa ennen kuin se toimittaa tuloksia sääntelytarkoituksiin.
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
Mätimunien tuotanto
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight).
Seeprakalan munia voidaan tuottaa kuturyhmissä (yksittäisissä kututankeissa) tai massakudun avulla (ylläpitotankeissa).
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Jos käytetään kuturyhmiä, ryhmän koiraat ja naaraat (esimerkiksi suhteessa 2:1) laitetaan kututankkeihin muutama tunti ennen pimeän tuloa testiä edeltävänä päivänä.
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
Koska seeprakalojen kuturyhmät saattavat joskus jättää kutematta, suositellaan vähintään kolmen kututankin käyttämistä samanaikaisesti.
Preparation of the liver for pre-treatment
Geneettisen vinouman välttämiseksi mätimunat kerätään vähintään kolmesta kuturyhmästä, sekoitetaan ja valitaan satunnaisesti.
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
Mätimunien keräämiseksi kutuastioita sijoitetaan kututankkeihin tai ylläpitotankkeihin ennen valon sammuttamista testiä edeltävänä päivänä tai ennen valon sytyttämistä testipäivänä.
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
Jotta täysikasvuiset seeprakalat eivät voi syödä munia, kutuastiat peitetään inertistä materiaalista valmistetuilla verkoilla, joiden silmäkoko on sopiva (noin 2 ± 0,5 mm).
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Keinotekoisia kasveja, jotka ovat inerttiä materiaalia (esimerkiksi muovia tai lasia), voidaan kiinnittää verkkoon kudun stimuloimiseksi, jos tämän katsotaan olevan tarpeen (3) (4) (5) (23) (35).
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
Tässä on käytettävä kuluneita muovimateriaaleja, jotka eivät liukene (esimerkiksi ftalaatit).
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Pariutuminen, kuteminen ja hedelmöityminen tapahtuvat 30 minuutin kuluessa valon sytyttämisestä, ja kutuastiat, joissa kerätyt mätimunat ovat, voidaan poistaa varovasti.
Check the list for the volume of the homogenate buffer to be used for a particular sample of liver and adjust the micropipette (volume range: 100-1000 μl) to the appropriate volume.
Lämpötilassa 26 °C hedelmöityneet munat jakautuvat ensimmäisen kerran noin 15 minuutin kuluttua, ja seuraavissa synkronisissa jakautumisissa muodostuu 4-, 8-, 16- ja 32-soluisia blastomeerejä (ks. lisäys 3) (35).
Attach a clean tip to the micropipette.
Näissä vaiheissa hedelmöityneet munat voidaan tunnistaa selvästi blastulan kehittymisen perusteella.
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
Testikemikaalille altistetaan 20 alkiota pitoisuutta kohti (yksi alkio kussakin kuopassa).
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
Altistuminen on toteutettava siten, että ± 20 prosenttia kemikaalin nimellispitoisuudesta pidetään yllä koko testin ajan.
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
Jos tämä ei ole mahdollista staattisessa järjestelmässä, on sovellettava helposti käsiteltävää semistaattista vaihtoväliä (esimerkiksi testikemikaalin vaihtaminen 24 tunnin välein).
However, if the tip is contaminated or suspected to be contaminated, the tip should be changed.
Näissä tapauksissa altistumispitoisuudet on todennettava vähintään suurimmista ja pienimmistä testipitoisuuksista kunkin altistumisvälin alussa ja lopussa (ks. 36 kohta).
Homogenisation of the liver
Jos altistumispitoisuutta, joka on ± 20 prosenttia nimellispitoisuuksista, ei voida pitää yllä, kaikki pitoisuudet on mitattava kunkin altistumisvälin alussa ja lopussa (ks. 36 kohta).
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
Vaihtamisen yhteydessä on huolehdittava siitä, että pieni määrä vanhaa testiliuosta peittää alkiot koko ajan, jotta ne eivät kuivu.
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
Testiä voidaan mukauttaa vastaamaan tiettyjen aineiden testausta koskevia vaatimuksia (esimerkiksi läpivirtausjärjestelmät (24) tai passiiviset annostelujärjestelmät (25) helposti hajoavia tai hyvin adsorboituvia aineita varten (29) tai muut järjestelmät haihtuvia aineita varten (36) (37)).
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
Joka tapauksessa olisi huolehdittava siitä, että alkioille aiheutetaan mahdollisimman vähän stressiä.
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
Testikammiot on sopeutettava vähintään 24 tunnin ajan testiliuoksilla ennen testin aloittamista.
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Yhteenveto testiolosuhteista on lisäyksessä 2.
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.
Tilastollisen vaatimusten täyttämiseksi tarvitaan tavallisesti viisi testikemikaalin pitoisuutta, joiden välinen ero on vakio ja enintään 2,2-kertainen.
Then conduct a visual check of the state of the suspension.
Jos käytetään alle viittä testipitoisuutta, se on perusteltava.
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Suosituksena on, että suurin testattava pitoisuus johtaa 100 prosentin kuolleisuuteen ja että pienin testattava pitoisuus ei aiheuta havaittavaa vaikutusta 28 kohdan mukaisesti.
Cool the suspended liver homogenate on the ice rack until centrifugation.
Ennen varsinaista koetta tehtävällä alueenmäärityskokeella voidaan valita asianmukainen pitoisuusalue.
Change the pestle to the new one for each homogenate.
Alueenmäärityskoe tehdään tavallisesti kymmenellä alkiolla pitoisuutta kohti.
Homogenise all livers with homogenate buffer according to the procedure described above.
Seuraavat ohjeet koskevat kokeen suorittamista 24-kuoppalevyissä.
Centrifugation of the suspended liver homogenate
Jos käytetään erilaisia testauskammioita (esimerkiksi pieniä Petri-maljoja) tai testataan useampia pitoisuuksia, ohjeita on mukautettava vastaavasti.
Following centrifugation, check that the supernatants are adequately separated (surface: lipid, intermediate: supernatant, bottom layer: liver tissue).
Ensin mainitussa tapauksessa koe on toistettava.
If the separation is not adequate, centrifuge the suspension again under the same conditions.
Jälkimmäisessä tapauksessa kokonaisen käsitellyn ryhmän (tai ryhmien) menettäminen sisäisen kontrollin kuolleisuuden vuoksi saattaa rajoittaa kykyä arvioida vaikutuksia ja määrittää LC50-arvoja.
Remove all specimens from the refrigerated centrifuge and arrange them in the order of specimen number on the ice rack.
Kunkin testauksessa käytetyn munaerän osalta suoritetaan positiivinen kontrolli vakiopitoisuudella 4 mg/l 3,4-dikloorianiliinia.
Be careful not to resuspend each separated layer after the centrifugation.
Jos käytetään liuotinta, 20 alkion lisäryhmä altistetaan liuottimelle erillisellä 24-kuoppalevyllä, joka toimii liuotinkontrollina.
Collection of the supernatant
Jotta testi voidaan katsoa hyväksyttäväksi, on osoitettava, että liuottimella ei ole merkittävää vaikutusta kuoriutumisaikaan ja eloonjäämiseen eikä se aiheuta mitään muita haittavaikutuksia alkioille (vrt. 8 kohdan c alakohta).
Place four 0,5 ml microtubes for storage of the supernatant into the tube rack.
Altistuksen aloittaminen ja testin kesto
Collect 30 μl of each supernatant (separated as the intermediate layer) with the micropipette and dispense it to one 0,5 ml microtube.
Testi aloitetaan mahdollisimman pian munien hedelmöitymisen jälkeen ja se päättyy 96 tunnin altistuksen jälkeen.
Be careful not to collect the lipid on the surface or the liver tissue in the bottom layer.
Alkiot upotetaan testiliuoksiin ennen alkiolevyn jakaantumisvaihetta tai viimeistään 16 solun vaiheessa.
Collect the supernatant and dispense it to other two 0,5 ml microtubes in the same manner as described above.
Altistuksen aloittamiseksi mahdollisimman pian valitaan satunnaisesti vähintään kaksi kertaa kutakin käsiteltävää ryhmää tarvittava määrä munia ja ne siirretään eri pitoisuuksiin ja kontrolleihin (esimerkiksi 100 ml:n kiteytysmaljoihin; munien on oltava täysin upotettuina) viimeistään 90 minuuttia hedelmöitymisen jälkeen.
Collect the rest of the supernatant with the micropipette (if feasible: ≥ 100 μl).
Elinkykyiset hedelmöityneet munat erotetaan hedelmöittymättömistä munista ja siirretään 24 tunnin ajan esikäsiteltyihin 24-kuoppalevyihin, joihin kaadetaan 2 ml vastavalmistettua testiliuosta kuoppaa kohti 180 minuutin kuluessa hedelmöitymisestä.
Then dispense the supernatant to the remaining 0,5 ml microtube.
Stereomikroskoopin (mieluiten ≥ 30-kertainen suurennus) avulla valitaan hedelmöityneet munat, jotka jakautuvat eivätkä osoita selviä epänormaaleja ilmiöitä jakautumisen aikana (esimerkiksi asymmetria, vesikkelien muodostuminen) tai korionin vaurioita.
Close the cap of the 0,5 ml microtube and write the volume of the supernatant on the label.
Munien keräämisestä ja erottelusta katso lisäyksessä 3 olevat kuvat 1 ja 3 sekä lisäyksessä 4 oleva kuva 2.
Then immediately cool the microtubes on the ice rack.
Mätimunien jakaminen 24-kuoppalevyihin
Change the tip of the micropipette to the new one for each supernatant.
Mätimunat jaetaan kuoppalevyihin seuraavasti (ks. myös lisäyksessä 4 oleva kuva 1):
If a large amount of lipid becomes attached to the tip, change it to the new one immediately to avoid contamination of the liver extract with fat.
20 munaa yhdelle levylle kutakin testipitoisuutta kohti
Dispense all of the centrifuged supernatant to four 0,5 ml microtubes according to the procedure described above.
20 munaa liuotinkontrollina yhdelle levylle (tarvittaessa)
After dispensing the supernatant to the 0,5 ml microtubes, place all of them in the tube rack with the identification label, and then freeze them in the freezer immediately.
20 munaa positiivisena kontrollina yhdelle levylle
If the VTG concentrations are measured immediately after the pre-treatment, keep one 0,5 ml microtube (containing 30 μl of supernatant) cool in the tube rack and transfer it to the workstation where the ELISA assay is conducted.
4 munaa laimennusvedessä sisäisenä levykontrollina jokaiselle edellä mainituista levyistä
In such case, place the remaining microtubes in the tube racks and freeze them in the freezer.
24 munaa laimennusvedessä negatiivisena kontrollina yhdelle levylle.
After the collection of the supernatant, discard the residue adequately.
Kustakin testatusta alkiosta tehdään seuraavat apikaaliset havainnot: alkioiden koaguloituminen, somiittien muodostumattomuus, hännän irtoamattomuus ja sydämenlyöntien puute (taulukko 1).
Storage of the specimen
Näitä havaintoja käytetään kuolleisuuden määrittämiseen: positiivinen tulos jossain näistä havainnoista merkitsee sitä, että seeprakalan alkio on kuollut.
Store the 0,5 ml microtubes containing the supernatant of the liver homogenate at ≤ – 70 °C until they are used for the ELISA.
Lisäksi kuoriutuminen kirjataan käsitellyissä ja kontrolliryhmissä päivittäin 48 tunnin jälkeen.
Procedure 3A:
Havainnot kirjataan 24 tunnin välein testin loppuun asti.
Zebrafish, Blood Collection from the Caudal Vein / Artery
Akuuttia toksisuutta koskevat apikaaliset havainnot seeprakalojen alkioissa 24–96 tuntia hedelmöittymisen jälkeen
Immediately following anaesthesia, the caudal peduncle is severed transversely, and the blood is removed from the caudal artery/vein with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Altistusajat
Blood volumes range from 5 to 15 microliters depending on fish size.
24 tuntia
An equal volume of aprotinin buffer (6 micrograms/ml in PBS) is added to the microcapillary tube, and plasma is separated from the blood via centrifugation (5 minutes at 600 g).
48 tuntia
Plasma is collected in the test tubes and stored at – 20 °C until analysed for VTG or other proteins of interest.
72 tuntia
Procedure 3B:
96 tuntia
Zebrafish, Blood Collection by Cardiac Puncture
Koaguloituneet alkiot