natgillin/translations-raw huggingface dataset:
These organisms show a basophilic cytoplasm and an eosinophilic nucleus (colours may vary with the stain used) and, because they spread on the slide, they can appear wider on imprints than on histological examination.
Tärkeimmät näiden näytteenottopaikkojen valinnassa huomioon otettavat tekijät ovat aiemmat näytteenottopaikat, joissa nilviäisten marteilioosia havaittiin, eläintiheys, vesien virtaukset, taudille alttiit lajit, tartunnanlevittäjälajit, veden syvyys ja hoitokäytännöt.
Multinucleated cells may be observed.
Luonnolliset esiintymät on otettava mukaan näytteenottoon.
Sections of tissue that include gills and digestive gland, shall be fixed for a period of at least 24 hours in Davidson's fixative followed by normal processing for paraffin histology and staining, for example with haematoxylin and eosin.
I.2 Erityisvaatimukset luokan I terveystilanteen saavuttamiseksi nilviäisten marteilioosin osalta
A positive result shall be the presence of parasites as very small cells of 2 to 5 μm wide within the haemocytes or free in the connective tissue or sinuses of gill, gut and mantle epithelium, often associated with an intense inflammatory reaction.
I.3 Erityisvaatimukset taudista vapaa -terveystilanteen (luokka I) säilyttämiseksi nilviäisten marteilioosin osalta
To avoid any doubt, the parasite shall be observed inside the haemocyte for a positive diagnosis.
I.4 Edellytykset direktiivin 2006/88/EY 39 artiklassa säädettyjen rajoittavien toimenpiteiden poistamiseksi (terveystilanteen muutos luokasta V luokkaan III) nilviäisten marteilioosin osalta
DNA extraction kits, which are available commercially and usually produce high quality DNA suitable for use with the PCR protocols as detailed below, may be used.
Jos tuotantoyksikössä on Ostrea edulis -lajia, vain tämän lajin ostereita kerätään näytteeseen.
Two PCR protocols targeting the small subunit (SSU) rDNA may be used:
Jos Ostrea edulis -lajia ei ole, näytteen on edustettava kaikkia muita viljelyssä olevia taudille alttiita lajeja;
the first one is a conventional PCR that amplify several members of the Haplosporidia including Bonamia spp.
jos tuotantoyksikössä on heikkoja, kuori auki olevia tai äskettäin kuolleita mutta ei vielä hajoamistilassa olevia nilviäisiä, on valittava ensisijaisesti tällaisia nilviäisiä.
Primers designated Bo and Boas are 5′-CAT-TTA-ATT-GGT-CGG-GCC-GC-3′ and 5′-CTG-ATC-GTC-TTC-GAT-CCC-CC-3′ respectively, and amplify a 300 bp product.
otettaessa näytteitä laitoksista, joissa nilviäistuotannossa käytetään useampaa kuin yhtä vesilähdettä, otettaviin näytteisiin on sisällytettävä jokaista vesilähdettä edustavia nilviäisiä niin, että kaikki laitoksen osat ovat suhteellisesti edustettuina näytteessä.
PCR mixtures contain buffer (500 mM KCl, 100 mM Tris/HCl [pH 9,0 at 25 °C] and 1 % Triton® X-100), 2,5 mM MgCl2, 0,2 mM dNTP mix, 1 μM forward and reverse primers, 0,02 units μl– 1 Taq DNA polymerase, and 0,2 ng μl– 1 of the DNA template in a total volume of 50 μl.
otettaessa näytteitä nilviäisten viljelyalueelta, näytteeseen on sisällytettävä nilviäisiä riittävästä määrästä näytteenottopisteitä.
Samples shall be denatured in a thermocycler for five minutes at 94 °C before being submitted to 30 cycles (94 °C for one minute, 55 °C for one minute, 72 °C for one minute) followed by a final extension of 10 minutes at 72 °C.
Tärkeimmät näiden näytteenottopaikkojen valinnassa huomioon otettavat tekijät ovat aiemmat näytteenottopaikat, joissa nilviäisten bonamioosia havaittiin, eläintiheys, vesien virtaukset, taudille alttiit lajit, tartunnanlevittäjälajit, veden syvyys ja hoitokäytännöt.
A positive result shall be positive PCR amplification at the expected size (namely, 300 bp), with all negative controls being negative and all positive controls being positive;
Viljelyalueella tai sen vieressä sijaitsevat luonnolliset esiintymät on otettava mukaan näytteenottoon.
the second PCR protocol is a SYBR® Green Real time PCR assay.
I.2 Erityisvaatimukset luokan I terveystilanteen saavuttamiseksi nilviäisten bonamioosin osalta
2013).
I.4 Edellytykset direktiivin 2006/88/EY 39 artiklassa säädettyjen rajoittavien toimenpiteiden poistamiseksi (terveystilanteen muutos luokasta V luokkaan III) nilviäisten bonamioosin osalta.
Primers BOSTRE-F (5′- TTACGTCCCTGCCCTTTGTA-3′) and BOSTRE-R (5′- TCGCGGTTGAATTTTATCGT-3′) amplify a 208 bp product.
I.1 Yleiset vaatimukset tarkastuksille ja näytteenotolle
PCR mixtures contain SYBR® Green Master Mix (1X), 0,3 μM forward and reverse primers, and 200 ng of extracted DNA.
I.2 Erityisvaatimukset luokan I terveystilanteen saavuttamiseksi äyriäisten valkopilkkutaudin osalta
Samples shall be denatured in a Real Time Detection System for 10 minutes at 95 °C before being submitted to 35 cycles (95 °C for 30 seconds, 55 °C for 45 seconds and 72 °C for one minute).
I.2.2.2 Vaatimukset taudista vapaan aseman palauttamiseksi äyriäisten valkopilkkutaudin osalta mantereella sijaitseville lokeroille, jotka käsittävät yhden ainoan äyriäisten valkopilkkutaudista aiemmin vapaaksi julistetun viljelylaitoksen
Melting temperature curve analysis shall be carried out with temperature increments of 0,5 °C/s starting at 55 °C and ending at 95 °C and recording fluorescence at each change of temperature.
I.3 Erityisvaatimukset taudista vapaa -terveystilanteen (luokka I) säilyttämiseksi äyriäisten valkopilkkutaudin osalta
Positive controls shall consist in genomic DNA from a highly infected host or plasmidic DNA including the target region.
I.4 Edellytykset direktiivin 2006/88/EY 39 artiklassa säädettyjen rajoittavien toimenpiteiden poistamiseksi (terveystilanteen muutos luokasta V luokkaan III) äyriäisten valkopilkkutaudin osalta
Negative controls shall consist in genomic DNA from non-infected hosts and PCR reactives without target DNA.
I.1 Kaloista otettujen näytteiden valmistelu ja lähettäminen
A positive result shall be positive PCR amplification with a unique melting temperature peak (78,25 ± 0,25 °C in the conditions published by Ramilo et al.
I.1.1 Kudokset virologista tutkimusta varten soluviljelmissä
2013), with all negative controls being negative and all positive controls being positive.
I.2 Kaloista otettujen näytteiden lähettäminen
A probe that targets the SSU of the rDNA gene complex shall be used although it was shown to cross react with some other members of the family Haplosporidia.
I.3 Diagnostisen lisäaineiston kerääminen
Sections of tissue that include gills and digestive gland shall be fixed for a period of at least 24 hours in Davidson's fixative followed by normal processing for paraffin histology.
I.4 Näytteiden valmistelu soluviljelytutkimusta ja RT-qPCR-menetelmää varten
Sections shall be incubated with 100 μl of hybridisation buffer (4 × SSC [standard saline citrate], 50 % formamide, 1 × Denhardt's solution, 250 μg ml– 1 yeast tRNA, 10 % dextran sulphate) containing 20 ng (2 μl of the PCR reaction prepared as described in point I.3.2 using primers Bo and Boas) of the digoxigenin-labelled probe.
I.4.1 Jäädyttäminen poikkeustapauksissa
Sections shall be washed twice for five minutes in 2 × SSC at room temperature, and once for 10 minutes in 0,4 × SSC at 42 °C.
I.4.2 Elinten homogenointi
A positive result shall correspond to labelled parasites inside the haemocytes, with all negative controls negative and all positive controls positive.
I.4.3 Homogenaatin sentrifugointi
Targeted regions shall be the SSU rDNA and ITS1.
I.4.4 Näytteiden valmistaminen RT-PCR- ja RT-qPCR -menetelmiin perustuvia seurantaohjelmia varten
Procedures for surveillance and confirmation of infection with Bonamia ostreae
I.4.5 Näytteiden yhdistäminen RT-qPCR-menetelmää varten
For the purpose of surveillance and confirmation of the presence of or to rule out a suspicion of infection with Bonamia ostreae in accordance with the requirements laid down in Section II of Part 5 to Annex I, the diagnostic methods and corresponding procedures to be used shall be in accordance with the guidelines laid down in the following Table 5.1.
I.5.1 Soluviljelmät ja elatusaineet
Table 5.1
I.5.2 Soluviljelmien inokulaatio
Guidelines for the use of diagnostic methods for the surveillance programmes and to rule out or confirm infection with Bonamia ostreae
I.5.3 Soluviljelmien inkubaatio
Heart or gill imprints
I.5.4 Mikroskopointi
DETAILED DIAGNOSTIC METHODS AND PROCEDURES FOR SURVEILLANCE AND CONFIRMATION OF WHITE SPOT DISEASE (WSD)
I.5.5 Jatkoviljely
Diagnostic procedures for detection of WSSV
I.6.1 ELISA
When sampling and laboratory examination for the purpose of the surveillance and eradication programmes set out in Section I of Part 6 of Annex I and for the confirmation of the presence of or to rule out a suspicion of infection with WSSV are carried out in accordance with Article 57(b) of Directive 2006/88/EC, using the diagnostic methods set out in Section II of Part 6 of Annex I, the detailed diagnostic methods and procedures set out in points 2 to 7 of this Part shall apply.
I.6.2 Immunofluoresenssi (IF)
The methods and procedures described in this Part of Annex II are adapted from the ISO 17025 accredited test applied at the European Union Reference Laboratory for Crustacean Diseases.
I.6.3 Neutralisaatio
Alternative approaches, using equivalent conditions or kits produced by different manufacturers, but which offer equivalent sensitivity and specificity to those described in this Part may be applied.
I.6.4 RT-PCR/RT-qPCR
In all instances, PCR amplified product shall be sequenced to confirm identity as White spot syndrome virus (WSSV).
I.6.4.1 Virus-RNA:n valmistelu
Tissue (pleopods and gills) containing WSSV from crustaceans may be stored in ethanol, RNAlater or snap frozen at – 80 °C.
I.6.4.2 RT-PCR
The stages required for the identification of WSSV from tissue samples shall be as follows: Homogenisation of the tissue, extraction of the DNA, specific amplification of WSSV DNA using PCR, visualisation of the amplified product on a gel, purification of the DNA and sequencing to confirm the identity of the pathogen.
I.6.4.3 RT-qPCR VHS-virusmääritystä varten
Tissue homogenisation
I.6.4.4 RT-qPCR IHN-virusmääritystä varten
The disruption of the tissues and the preparation of a homogenate in an appropriate buffer shall be carried out using the Fast Prep tissue disruptor and Lysing matrix A tubes (MP Biomedicals).
RT-qPCR
The tissue shall be weighed, placed in Lysing Matrix A tubes, diluted 1 in 10 w/v or according to manufacturer's instructions, in an appropriate buffer (G2 and 10 μl Proteinase K for use with DNA Tissue kit (Qiagen)) and homogenised using the Fast Prep 24 homogeniser for two minutes.
I.1 Kaloista otettujen näytteiden valmistelu
Homogenised samples shall be incubated at 56 °C for a minimum period of four hours or overnight.
I.1.1 DNA:n eristäminen
Samples shall be vortexed, centrifuged at 9000 rpm for two minutes and 50 μl of supernatant or a volume equivalent to 5 mg of tissue (weight of tissue optimal for extraction kit) shall be added to a sample tube for DNA extraction and volume made up to 200 μl using G2 buffer.
I.2 Taudinaiheuttajien osoittaminen ja tunnistamisen polymeraasiketjureaktioon (PCR) perustuvilla menetelmillä
Total DNA shall be extracted using a DNA tissue extraction kit and the EZ1 Advanced XL Biorobot (Qiagen) following the manufacturers' instructions.
I.2.2 Tavanomainen PCR KH-viruksen osoittamiseksi
An extraction control (Calf Thymus DNA) and a negative control (G2 buffer) shall run with each batch of samples.
I.2 Kaloista otettujen näytteiden lähettäminen
DNA shall be eluted into 50 μl volume.
I.1 Näytteenottomenettely
To ensure that the extraction has completed successfully, the DNA concentration for all samples and controls shall be determined using a Nano Drop machine.
I.2 Mikroskooppitekniikat
Extracted DNA shall be frozen at – 20 °C if not required immediately.
I.2.1 Sytologia (leimausnäytesytologia)
WSSV Polymerase Chain Reaction (PCR)
I.2.2 Histologinen tutkimus
The method to be used for the detection of WSSV shall be the protocol for the detection of WSSV by nested PCR set out in the following paragraphs which amplifies a 1447 bp and an 848 bp amplicon of the 18s rRNA gene in the first and second round PCRs respectively.
I.3 Molekyylitekniikat
The 1st round PCR reaction shall be set up in a 50 μl volume which contains final concentrations of 1 × GoTaq Buffer (Promega), 5 mM MgCl2, 1 pmol/μl WSSV 146 F1 primer, 1 pmol/μl WSSV 146 R1 primer (Table 1), 0,25 mM dNTPs, 1,25U Taq polymerase and 2,5 μl of DNA.
I.3.1 DNA:n eristäminen
Each sample shall be run in duplicate alongside a negative extraction control, a negative PCR control, (2,5 μl H2O added instead of DNA) and a positive control.
I.3.2 Polymeraasiketjureaktio (PCR)
The positive control shall be diluted WSSV plasmid made and validated for use in-house (available from the EURL).
I.3.3 In-situ hybridisaatio (ISH)
The 2nd round WSSV PCR reaction shall be set up in the same way as the first round but using the WSSV 146 F2/R2 primer set and using a second positive control to check that this stage of the PCR has worked.
I.3.4 Sekvensointi
Primer
I.1 Näytteenottoprosessi
Both 1st and 2nd round PCRs shall be run using the following cycling conditions on a DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler (or equivalent).
ensimmäinen niistä on tavanomainen PCR, joka monistaa useita Haplosporidia -heimon jäseniä mukaan luettuna Bonamia spp.
An initial denaturation step of 94 °C for two minutes followed by 94 °C for 30 seconds, 62 °C for 30 seconds, 72 °C for 30 seconds repeated for 30 cycles, a 72 °C extension step for two minutes and held at 4 °C.
Aluke Bo on 5′-CAT-TTA-ATT-GGT-CGG-GCC-GC-3′ ja aluke Boas on 5′-CTG-ATC-GTC-TTC-GAT-CCC-CC-3′, ja ne monistavat 300 emäsparin tuotteen.
Gel electrophoresis
Ristikontaminaatioriskin minimoimiseksi eri viljelylaitoksista tulleille näytteille on käytettävä omia erillisiä 12- tai 24-kuoppalevyjä.
Amplified PCR products from both the 1st and 2nd round PCRs shall be visualised on 2 % agarose gels made using TAE buffer.
’koikarpin herpesvirus -taudilla (KHV-tauti)’ tautia, jonka aiheuttaa Alloherpesviridae-heimoon kuuluva koikarpin herpesvirus.
15 μl of each sample shall be run at 120 Volts for approximately 20 minutes and viewed under UV light.
Sen tieteellinen nimi on koikarpin herpesvirus 3 (CyHV-3);
Positive samples will produce a band of 1447 bp in the 1st round PCR and 848bp in the second round PCR.
Direktiivissä 2006/88/EY säädetään ennaltaehkäisevistä vähimmäistoimenpiteistä, joiden tarkoituksena on direktiivin liitteessä IV lueteltujen tautien, jäljempänä ’luetellut taudit’, seuranta ja varhainen havaitseminen vesieläimissä, sekä torjuntatoimenpiteistä, joita on sovellettava, kun kyseessä on lueteltujen tautien taudinpurkaus tai epäily siitä.
Samples of that size shall be cut out and placed into a 1,5 ml microfuge tube.
Lisäksi direktiivissä säädetään vaatimuksista, jotka koskevat taudista vapaan aseman saavuttamista jäsenvaltioiden tai niiden vyöhykkeiden tai lokeroiden osalta.
The DNA contained within the gel slices shall be purified using Promega Wizard® SV Gel and PCR clean-Up System according to manufacturers' instructions.
Maailman eläintautijärjestön, jäljempänä ’OIE’, antamassa vesieläinten terveyttä koskevassa säännöstössä, jäljempänä ’vesieläinsäännöstö’, vahvistetaan standardit vesieläinten terveyden ja viljelykalojen hyvinvoinnin parantamiseksi maailmanlaajuisesti, mukaan lukien vesieläinten ja niistä saatujen tuotteiden turvallista kansainvälistä kauppaa koskevat standardit.
The concentration of the DNA shall be estimated using a Nano Drop machine.
Useissa vesieläinsäännöstön luvuissa vahvistetaan suosituksia, jotka koskevat tiettyjen diagnostisten testien käyttämistä.
The purified DNA shall be frozen at – 20 °C if not being used immediately.
Tällaiset OIE:n määräämät testit esitetään OIE:n vesieläinten diagnostisia testejä käsittelevässä käsikirjassa, jäljempänä ’vesieläinkäsikirja’.
Sequencing of PCR products
Sen varmistamiseksi, että vesieläinten tautien diagnosointia koskevat unionin vaatimukset ovat kansainvälisten standardien mukaiset, tässä päätöksessä vahvistetuissa säännöissä olisi otettava huomioon vesieläinsäännöstön standardit ja suositukset.
DNA shall be sequenced using the Big Dye Terminator Kit v3,1 (Applied Biosystems).
I. Seuranta- ja hävittämisohjelmia koskevat vaatimukset taudista vapaa -terveysaseman saavuttamiseksi ja säilyttämiseksi nilviäisten marteilioosin (Marteilia refringens -loisen aiheuttaman tartunnan) osalta
The total volume in each reaction is 20 μl, the final concentrations being 1 × Big Dye terminator, 1 × sequencing buffer, 10 pmol/μl forward or reverse primer and 10 μl of purified DNA (diluted to approximately 10 ng/μl) run using the following cycling conditions on a DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler (or equivalent): 94 °C for 30 seconds followed by 96 °C for 10 seconds, 50 °C for 10 seconds and 60 °C for four minutes, cycling the last three steps 30 times.
Diagnostisten menetelmien, joita käytetään taudista vapaan aseman saavuttamiseksi tai säilyttämiseksi nilviäisten bonamioosin osalta liitteessä II olevassa 5 osassa vahvistettujen yksityiskohtaisten diagnostisten menetelmien ja menettelyjen mukaisesti, on oltava histopatologinen tutkimus, kudosnäytteet tai PCR-menetelmä.
The PCR products shall be precipitated using a sodium acetate method where 20 μl DNA is added to 10 μl NaAc, 70 μl H2O and 250 μl ethanol, vortexed and centrifuged at 13000 rpm for 20 minutes, the supernatant shall be removed and the pellet shall be washed with 200 μl absolute ethanol, centrifuging at 13000 rpm for five minutes.
Viralliseen tarkastukseen on sisällyttävä vähintään yksi näytteenotto, johon kerätään 30 taudille alttiiseen lajiin kuuluvaa nilviäisiä, jos epäilys perustuu kuolleisuusraporttiin, tai jos ei perustu, 150 taudille alttiiseen lajiin kuuluvaa nilviäistä, nilviäisten bonamioosin tarttumiskauden alkamisen jälkeen.
The pellet shall be dried for five minutes at 37 °C.
I.1.2 Näytteet käänteistranskriptaasi-polymeraasiketjureaktioanalyysia varten (RT-PCR tai RT-qPCR)
25 μl of Hi-Di formamide shall be added to the pellets, heated to 95 °C for two minutes and vortexed thoroughly.
Tällöin on kuitenkin usein vaikea kerätä edustavaa ainesta jopa 10 kalasta yhteen putkeen, joten kalojen määrä yhteisnäytettä kohti on näin ollen vähennettävä 2–5:een.
Samples shall be sequenced using the ABI3130xl Avant Genetic analyser according to manufacturers' instructions.
I.6 Viruksen tunnistaminen
Sequencing results shall be analysed using Sequencher software and sequences matched to sequences on the NCBI database using the BLAST function.
Lueteltujen patogeenien, VHS- ja IHN-virusten, tunnistaminen on suoritettava infektoimalla soluja ”Black” 96-kuoppalevyillä, tavanomaisilla 24-kuoppalevyillä tai 24-kuoppalevyjen peitelaseilla.
SURVEILLANCE AND CONTROL METHODS FOR VIRAL HAEMORRHAGIC SEPTICAEMIA (VHS) AND INFECTIOUS HEMATOPOIETIC NECROSIS (IHN)
Kun VHS- tai IHN-virus tai molemmat on tunnistettu infektoimalla soluja peitelaseilla, on sovellettava seuraavaa menettelyä:
I. Requirements for surveillance and eradication programmes to obtain and maintain disease free-health statuses with regard to VHS and IHN and containment measures for those listed diseases
Viruksen tunnistamisessa tavanomaista viruseristystä varten on noudatettava I.6 kohdassa vahvistettuja menetelmiä ja menettelyjä.
I.1.
Ensimmäinen havainto alueella on vahvistettava joko sekvensoinnilla tai lähetettävä direktiivin 2006/88/EY liitteessä VI tarkoitettuun kansalliseen vertailulaboratorioon tai EU:n kalatauteja tutkivaan vertailulaboratorioon välitöntä tunnistusta varten.
General requirements for health inspections and sampling for VHS and IHN:
Sekvensointi on suoritettava yhtenä viimeisistä vaiheista varmistavassa määrityksessä.
I.2.
Sekvensointi on suoritettava yhtenä viimeisistä vaiheista varmistavassa määrityksessä.
Council Decision (EU) 2015/1565
Neuvoston päätös (EU) 2015/1565,
on the approval, on behalf of the European Union, of the Declaration on the granting of fishing opportunities in EU waters to fishing vessels flying the flag of the Bolivarian Republic of Venezuela in the exclusive economic zone off the coast of French Guiana
kalastusmahdollisuuksien myöntämisestä EU:n vesillä Venezuelan bolivariaanisen tasavallan lipun alla purjehtiville kalastusaluksille Ranskan Guayanan edustalla sijaitsevalla talousvyöhykkeellä koskevan julkilausuman hyväksymisestä Euroopan unionin puolesta
Having regard to the Treaty on the Functioning of the European Union, and in particular Article 43(2), in conjunction with Article 218(6)(a)(v) thereof,
ottaa huomioon Euroopan unionin toiminnasta tehdyn sopimuksen ja erityisesti sen 43 artiklan 2 kohdan yhdessä 218 artiklan 6 kohdan a alakohdan v alakohdan kanssa,
Subject to their compliance with the applicable legally binding Union acts on the conservation and management of fishery resources, fishing vessels flying the flag of the Bolivarian Republic of Venezuela have operated in Union waters in the exclusive economic zone off the coast of French Guiana for many decades.
Venezuelan bolivariaanisen tasavallan lipun alla purjehtivat kalastusalukset ovat toimineet usean vuosikymmenen ajan unionin vesillä Ranskan Guayanan edustalla sijaitsevalla talousvyöhykkeellä sillä edellytyksellä, että ne noudattavat soveltuvia kalavarojen säilyttämistä ja hoitamista koskevia unionin oikeudellisesti velvoittavia säädöksiä.
The processing industry based in the French Guiana depends on the landings from those fishing vessels and therefore the continuity of those operations should be ensured.
Ranskan Guayanan jalostusteollisuus on riippuvainen kyseisten kalastusalusten purkamista saaliista, ja siksi tämän toiminnan jatkuvuus olisi varmistettava.
This Decision should replace Council Decision 2012/19/EU [1] which was annulled by the judgement of the Court of Justice of 26 November 2014 [2] and the effects of which are being maintained until the entry into force of a new decision within a reasonable period of time.
Tällä päätöksellä olisi korvattava neuvoston päätös 2012/19/EU [1], joka kumottiin 26 päivänä marraskuuta 2014 annetulla unionin tuomioistuimen tuomiolla [2], jolla päätöksen oikeusvaikutukset pidetään voimassa kohtuullisen ajan uuden päätöksen voimaantuloon saakka.
As the Declaration has already been notified to the Bolivarian Republic of Venezuela, there is no need for a new notification thereof,
Koska julkilausuma on jo annettu tiedoksi Venezuelan bolivariaaniselle tasavallalle, uutta tiedoksiantoa ei tarvita,
The Declaration addressed to the Bolivarian Republic of Venezuela on the granting of fishing opportunities in EU waters to fishing vessels flying the flag of the Bolivarian Republic of Venezuela in the exclusive economic zone off the coast of the French Guiana (hereinafter ‘the Declaration’) is hereby approved on behalf of the European Union.
Hyväksytään Euroopan unionin puolesta Venezuelan bolivariaaniselle tasavallalle osoitettu julkilausuma kalastusmahdollisuuksien myöntämisestä EU:n vesillä Venezuelan bolivariaanisen tasavallan lipun alla purjehtiville kalastusaluksille Ranskan Guayanan edustalla sijaitsevalla talousvyöhykkeellä, jäljempänä ’julkilausuma’.
Council Decision 2012/19/EU of 16 December 2011 on the approval, on behalf of the European Union, of the Declaration on the granting of fishing opportunities in EU waters to fishing vessels flying the flag of the Bolivarian Republic of Venezuela in the exclusive economic zone off the coast of French Guiana (OJ L 6, 10.1.2012, p.
Neuvoston päätös 2012/19/EU, annettu 16 päivänä joulukuuta 2011, kalastusmahdollisuuksien myöntämisestä EU:n vesillä Venezuelan bolivariaanisen tasavallan lipun alla purjehtiville kalastusaluksille Ranskan Guyanan edustalla sijaitsevalla talousvyöhykkeellä koskevan julkilausuman hyväksymisestä Euroopan unionin puolesta (EUVL L 6, 10.1.2012, s. 8).
8).
Yhdistetyt asiat C-103/12 ja 165/12, Euroopan parlamentti ja komissio v. neuvosto.
Joined Cases C-103/12 and 165/12, European Parliament and Commission v Council.
Venezuelan bolivariaaniselle tasavallalle osoitettu julkilausuma kalastusmahdollisuuksien myöntämisestä EU:n vesillä Venezuelan bolivariaanisen tasavallan lipun alla purjehtiville kalastusaluksille Ranskan Guayanan edustalla sijaitsevalla talousvyöhykkeellä