natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The number of larvae or fish showing abnormality of body form should be recorded, and the appearance and the nature of the abnormality described.
Kun vakiokäyrä on täysin kehittynyt, entsyymitoiminta pysäytetään lisäämällä jokaiseen kuoppaan 150 μl 0,2 M:n H2SO4:ää.
It should be noted that abnormal embryos and larvae occur naturally and can be of the order of several per cent in the control(s) in some species.
Pesupuskuri
Abnormal animals should only be removed from the test chambers on death.
PBS-varastoliuos (****)
However, in accordance with Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes, if abnormalities result in pain, suffering and distress or lasting harm, and death can be reliably predicted, animals should be anaesthetised and euthanised according to the description in paragraph 44 and treated as mortality for data analysis..
Säilytä 4 °C:ssa.
Abnormal behaviour
Laimennuspuskuri:
Abnormalities, e.g. hyperventilation, uncoordinated swimming, atypical quiescence and atypical feeding behaviour should be recorded at appearance.
PBS-varastoliuos (****)
Weight
Säädä pH:ksi 7,3 ja täytä 1 litraksi Milliporen H2O:lla.
At the end of the test all surviving fish should be euthanised (anaesthetised if blood samples should be taken), and individual wet weight (blotted dry) should be measured.
TMB plus on käyttövalmis substraatti, jonka valmistaja on KemEnTec (Tanska).
Length
Tuote on herkkä valolle.
At the end of the test, individual lengths (standard length) should be measured.
PBS-varastoliuos
These observations will result in some or all of the following data being available for reporting:
HPO4.2H2O
cumulative mortality;
Säädä pH:ksi 6,8 ja täytä 2 litraksi Milliporen H2O:lla.
numbers of healthy fish at end of test;
Säilytä huoneenlämmössä.
time to start of hatching and end of hatching;
Battelle AP4.6.04 (1,18 mg/ml (AAA)), puhdistettu seuraavan viitteen mukaisesti:
length and weight of surviving animals;
Tässä kohdassa kuvataan menettelyt, jotka edeltävät histologisten leikkeiden arviointia.
numbers of deformed larvae;
Myös muita menetelmiä, joiden tuloksena on samankaltainen sukupuolen ja sukupuolirauhasten kehitysasteen määritys, voidaan käyttää.
numbers of fish exhibiting abnormal behaviour.
Muutamia poikkeuksia lukuun ottamatta nämä menettelyt ovat samanlaisia medakalle (JMD) ja seeprakalalle (SK).
Sampling of fish
Lopettaminen, ruumiinavaus ja kudosten kiinnittäminen Tavoitteet:
Fish sampling is performed at termination of the test.
Kalan inhimillinen lopettaminen.
Sampled fish should be euthanised with e.g. MS-222 (100-500 mg per l buffered with 200 mg NaHCO3 per l) or FA-100 (4-allyl-2-methoxyphenol: eugenol) and individually measured and weighed as wet weight (blotted dry) or anaesthetised if a blood sample should be taken (see paragraph 49).
2.
Sampling for VTG analysis and sex determination via histological evaluation
Tarvittavien paino- ja pituustietojen hankkiminen.
All fish should be sampled and prepared for analysis of sex and VTG.
Sekundaaristen sukupuoliominaisuuksien arvioiminen.
All fish should be analysed histologically to determine sex.
4.
For the VTG measurements, a sub-sampling of at least 16 fish from each replicate is accepted.
Kudosten dissekointi vitellogeniinianalyysia varten.
More fish should be analysed for VTG if the results of the sub-sampling turn out to be unclear.
Sukupuolirauhasten kiinnittäminen.
The sampling procedure for VTG and sex determination is dependent on the VTG analysis method:
Menettelyt:
Head/tail homogenate method for VTG analysis
Tavoitteet:
The fish is euthanised.
Ellei ruumiinavauksiin ole käytettävissä useampia henkilöitä, samanaikaisesti ei saa lopettaa useampia kaloja.
Head and tail of each fish are separated from the body of the fish by cuts made right behind the pectoral fins, and right behind the dorsal fin, using a scalpel (See Figure 1).
Kala otetaan pois testiastiasta tiheällä haavilla ja siirretään ruumiinavausalueelle kuljetussäiliössä.
The head and tail part from each fish are pooled, weighed and individually numbered, frozen in liquid nitrogen and stored at – 70° or less for VTG analysis.
Sen jälkeen kala laitetaan lopetusliuokseen.
The body part of the fish is numbered and fixed in an appropriate fixative for histological evaluation (22).
Kala otetaan pois liuoksesta, kun hengitys on lakannut ja kun kala ei reagoi ulkoisiin ärsykkeisiin.
By use of this method VTG and histopathology are evaluated on each individual and a possible change in the VTG level can thus be related to the phenotypic sex of the fish or genetic sex (Japanese medaka and the three-spined stickleback) of the fish.
Kala punnitaan märkänä.
For further information see guidance for homogenisation (Appendix 5) and guidance for VTG quantification (Appendix 6).
Menettelyt:
Liver homogenate method for VTG analysis
Vitellogeniinianalyysissa tarvittavat näytteet laitetaan Eppendorf-putkiin ja jäädytetään heti nestemäisellä typellä.
The liver is dissected out and stored at – 70 °C or below.
Sukupuolirauhaset sisältävä muu ruumis laitetaan muoviseen kudoskasettiin (johon on tehty tarvittavat merkinnät etukäteen), joka siirretään Davidsonin tai Bouinin kiinnitysaineeseen.
Recommended procedures for liver excision and pre-treatment are available in OECD TG 229 (37) or Chapter C.37 of this Annex (38).
Kiinnitysainetta tulee olla vähintään kymmenkertainen määrä kudosten arvioituun määrään nähden.
Livers are then individually homogenised as described in OECD TG 229 or Chapter C.37 of this Annex.
Kiinnitysainetta sisältävää astiaa ravistetaan varovasti viisi sekuntia, jotta ilmakuplat häviävät kasetista.
The supernatant collected is used for measuring VTG with a homologous ELISA technique (see Appendix 6 for an example of quantification in zebrafish or OECD TG 229 (37) for Japanese medaka).
a. Kaikkia kudoksia pidetään Davidsonin kiinnitysaineessa yön yli, ja seuraavana päivänä ne siirretään yksittäisiin astioihin, jotka sisältävät 10-prosenttista neutraalia puskuroitua formaliinia.
Following this approach, it is also possible to have individual fish data on both VTG and gonad histology.
Kudoskasetit sisältäviä säiliöitä ravistetaan varovasti viisi sekuntia, jotta formaliini tunkeutuu kasetteihin kunnolla.
Blood plasma method for VTG analysis
b. Kudoksia pidetään Bouinin kiinnitysaineessa 24 h, jonka jälkeen ne siirretään 70-prosenttiseen etanoliin.
Blood is collected from the anaesthetised fish by cardiac puncture, caudal vein or tail cutting, and centrifuged at 4 °C for plasma collection.
Kudosten käsittely Tavoitteet:
The plasma is stored at – 70 °C or below until use.
Kudosten kuivaaminen parafiinin riittävän tunkeutumisen varmistamiseksi.
The whole fish is euthanised and fixed for histology.
2.
Both plasma samples and fish are numbered individually to relate VTG levels to the sex of the fish.
Kudosten kyllästäminen parafiinilla kudosten eheyden säilyttämiseksi ja kiinteän pinnan luomiseksi mikrotomiaa varten.
How to cut a fish for measurement of VTG in head/tail homogenate and histological evaluation of the mid section
Menettelyt:
Genetic sex determination
Sen jälkeen valitaan prosessointiohjelma.
A biological sample for the determination of the genetic sex is taken from individual fish in species possessing appropriate markers.
5.
For Japanese medaka, the anal fin or dorsal fin is collected.
Kun prosessointivaihe kudosprosessorissa on päättynyt, kori(t) voidaan siirtää valuasemalle.
A detailed description is given in Appendix 9 including tissue sampling and sex determination by a PCR-method.
Valaminen Tavoite: Aseta näyte kiinteään parafiiniin oikeaan asentoon mikrotomiaa varten.
Equally, for the three spined stickleback, a description of tissue sampling and a sex determining PCR-method is given in Appendix 10.
Menettelyt: 1.
VTG measurement
Kasettikori(t) otetaan pois prosessorista ja upotetaan valuaseman lämpökonsolin parafiinia sisältävään etummaiseen kammioon.
The measurement of VTG should be based upon a quantitative and analytically validated method.
Kasetit voidaan myös siirtää erilliseen parafiinilämmittimeen.
Information should be available upon the intra-assay and inter-assay variability of the method used in a given laboratory.
Ensimmäinen valettava kasetti otetaan pois lämpökonsolin etummaisesta kammiosta tai parafiinilämmittimestä.
The source of inter- and intra-laboratory variability is (most likely) based on the different developing stages of the fish population.
Tavoite:
Considering the variability of VTG measurement, NOECs based on this endpoint alone should be treated with great care.
Tämä toistetaan 4–8 näytteen kanssa jokaisen parafiinimuotin osalta.
Different methods are available to assess VTG production in the fish species considered in this assay.
Yksittäisen kalan paikka merkitään siten, että ensimmäinen kala asetetaan 180 asteen kulmaan kaloihin 2–4/8 nähden.
A measurement technique that is both relatively sensitive and specific is the determination of protein concentrations via enzyme-linked immunosorbent assay (ELISA).
Muottiin lisätään parafiinia, jotta näytteet peittyvät.
Homologous antibodies (raised against VTG of the same species) and most important homologous standards should be used.
Muotti ja kasetin alaosa laitetaan kylmäkonsolin jäähdytyslevylle.
Sex determination
Kun parafiini on jähmettynyt, blokki (ts. kudokset ja kasetin alaosan sisältävä kovettunut parafiini) otetaan pois muotista.
Dependent on the VTG sampling procedure, whole fish or the remaining mid-section of each fish is placed in a pre-labelled processing cassette and fixed in an appropriate fixative for histological determination of sex (optionally also for evaluation of gonadal staging).
Mikrotomia
Guidance on fixation and embedding is provided in Appendix 7 as well as in the OECD Guidance Document on the Diagnosis of Endocrine-Related Histopathology of Fish Gonads (22).
Histologisten leikkeiden leikkaaminen ja kiinnittäminen värjäystä varten.
The individuals should be placed longitudinally in the paraffin block.
a. Parafiiniblokki asetetaan mikrotomin istukkaan.
At least six longitudinal sections (3-5 μm in thickness) in a frontal plane including gonadal tissue from both gonads are taken from each individual.
b. Kun mikrotomin pyörää pyöritetään, istukka liikkuu eteenpäin, ja blokin parafiinipinnan paksut kohdat leikkautuvat pois siihen asti, kunnes leikkuuterä koskettaa valettuja kudoksia.
The interval between these sections should be approximately 50 μm for males and 250 μm for females.
c. Mikrotomin leikepaksuudeksi tulee asettaa 3–5 mikronia.
However, since each block will often contain males and females (if more than one individual are embedded in each block), the interval between sections from these blocks should be approximately 50 μm until at least six sections of the gonads from each male are obtained.
Istukka liikkuu eteenpäin ja blokista leikataan useita leikkeitä, jotta kaikki kudoksen leikatulle pinnalle karkean trimmauksen aikana muodostuneet artefaktit saadaan pois.
Thereafter, the interval between sections can be increased to approximately 250 μm for the females.
d. Blokin voi ottaa pois istukasta ja laittaa leikattu pinta alaspäin jäähän kudoksen pehmentämiseksi.
Sections are stained with haematoxylin and eosin and examined by light-microscopy with focus on sex (male, female, intersex or undifferentiated).
Seuraava mikrotomian vaihe on lopullisten leikkeiden tekeminen ja kudosleikkeiden kiinnittäminen näytelaseille.
Intersex is defined as presence of more than one oocyte in testis per six sections analysed or spermatogenic cells (yes/no) in ovaries.
Nämä toimenpiteet tehdään seuraavasti:
Histopathology and staging of ovaries and testis is optional but if investigated, the results should be statistically analyzed and reported.
a. Jos blokki on laitettu jäähän, se otetaan siitä pois ja asetetaan mikrotomin tasolle.
It should be noted that some fish species naturally lack a fully developed pair of gonads and only one gonad may be present (e.g. Japanese medaka and occasionally zebrafish).
b. Leikepaksuudeksi asetetaan 3–5 mikronia, ja istukkaa liikutetaan eteenpäin pyörittämällä mikrotomin pyörää.
All such observations should be recorded.
c. Tämän jälkeen leikkeet laitetaan kellumaan tasaisesti vesiastiaan veden pinnalle.
Genetic sex determination in individual Japanese medaka is based on the presence or absence of the medaka male-sex determining gene, DMY, which is located on the Y chromosome.
Tavoitteena on saada vähintään yksi leike, joka on suora ja jonka alapuolella ei ole ilmakuplia.
The genotypic sex of medaka can be identified by sequencing the DMY gene from DNA extracted from for instance a piece of anal fin or dorsal fin.
d. Parhaan leikkeen alle laitetaan näytelasi, ja se nostetaan lasin avulla pois vedestä.
The presence of DMY indicates a XY (male) individual regardless of phenotype, while the absence of DMY indicates a XX (female) individual regardless of phenotype (23).
Tätä prosessia kutsutaan leikkeen kiinnittämiseksi näytelasille.
Guidance for tissue preparation and PCR method is given in Appendix 9.
e. Yhdestä kalaryhmästä valmistellaan kolme leikettä.
The genetic sex determination in individual three-spined stickleback is also performed via a PCR method, described in Appendix 10.
Toinen ja kolmas leike otetaan 50 mikronin välein ensimmäisestä leikkeestä.
The occurrence of intersex (for definition, see Appendix 1) should be reported.
Jos kalojen sukupuolirauhasia ei ole valettu samaan leikkaustasoon, on tehtävä useampia leikkeitä sen varmistamiseksi, että jokaiselta kalalta saadaan vähintään kuusi leikettä sukupuolirauhaset mukaan luettuina.
Secondary sexual characteristics
f. Näytelasiin merkitään merkkauskynällä sen blokin numero, josta leikkeet otettiin lasille.
Secondary sexual characteristics are under endocrine control in species like the Japanese medaka;
g. Lasi laitetaan värjäystelineeseen.
therefore observations of physical appearance of the fish should if possible be made at the end of the exposure.
h. Blokki otetaan pois istukasta ja laitetaan leikattu pinta alaspäin säilytykseen.
In the Japanese medaka, the papillary formation on the posterior part of the anal fin in females is androgen sensitive.
Värjääminen, näytelasien päällystäminen ja merkitseminen
Chapter C.37 of this Annex (38) provides relevant photographs of male secondary sex characteristics and androgenised females.
Leikkeiden värjääminen histopatologista tutkimusta varten
It is important that the strongest valid statistical test determine the endpoint.
Pysyvästi kiinnitetyt ja värjätyt kudokset.
The replicate is the experimental unit but intra-replicate variability should be included in the statistical testing.
Värjättyjen leikkeiden merkitseminen pysyvästi siten, että niiden täydellinen jäljittäminen on mahdollista.
A decision flow-chart is available in Appendix 8 to help with the most appropriate statistical test to use based on the characteristic of the data obtained from the test.
Värjäys
Statistical significance level is 0,05 for all endpoints included.
a. Lasien annetaan kuivua ilmassa yön yli ennen värjäystä.
Proportions of sex and genetic sex
b. Leikkeet värjätään hematoksyliini-eosiinivärjäyksellä.
The proportions of sex should be analysed for significant effect (NOEC/LOEC approach) of exposure by Jonckheere-Terpstra (Trend test) if a monotone dose-response exists.
Näytelasien päällystäminen
If non-monotonicity is found then a pair wise test should be applied:
a. Näytelasit voidaan päällystää käsin tai automaattisesti.
Use Dunnett's test if normality and homogenous variance can be obtained.
b. Lasi upotetaan ksyleeniin tai TissueCleariin, ja ylimääräinen liuos ravistetaan varovasti pois lasilta.
Use Tamhane-Dunnett if heterogeneous variance is present.
c. Noin 0,1 ml kiinnitysainetta laitetaan lähelle lasin toista päätä (mattapään vastakkaista päätä) tai päällysteeseen. d. Päällyste laitetaan lasille matalassa kulmassa.
Otherwise use exact Mann-Whitney test with Bonferroni-Holm adjustment.
3.
A flow chart describing the statistics of the proportions of sex is placed in Appendix 8.
Merkinnät
The proportions of sex should be presented in tables as concentration proportions ± SD of males, females, intersex and undifferentiated.
a. Jokaisen lasin etiketissä on oltava seuraavat tiedot: i. Laboratorion nimi ii.
Statistical significance should be highlighted.
Laji
Examples are presented in the FSDT Phase 2 validation report (42).
Kemikaali/käsittelyryhmä
Genetic sex should be reported as percentage of phenotypic sex reversal of males, females, intersex and undifferentiated.
Tilastollinen vuokaavio vitellogeniinianalyysia varten
VTG concentrations
>= 4 rinnak. per pit.
VTG concentrations should be analysed for significant effect (NOEC/LOEC approach) of exposure.
Jonckheere-vertailutesti (step-down test)
The Dunnett test is preferable to the t-test with Bonferroni correction.
Rinnakkaistestien keskiarvojen vertailutesti (step-down trend)
Where a Bonferroni correction is used, the Bonferroni-Holm correction is preferable.
ANOVAn Dunnett-testi
Allowance should be made for log-transformation of VTG to achieve normality and variance homogeneity.
<=3 vertailutestiä pitoisuutta kohden
Next, if the concentration-response is consistent with monotonicity, then the JonckheereTerpstra test is preferable to any of the above.
ANOVA ei ole normaali Sisäkk.
If t-tests or Dunnett's test is used, there is no need for a ANOVA significance F-test in order to proceed.
ANOVA normaali Monotoninen
For details see the flow chart in Appendix 8.
Älä käytä vesikontrollia Dunn-testi
Results should be reported in tables as concentration means ± SD for males, females, intersex and undifferentiated separately.
Yhdistä kontrollit, säilytä alaryhmät
Statistical significance for phenotypic females and phenotypic males should be highlighted.
Vertaile kontrolleja Wilcoxon- tai T-testillä.
Test chemical actual concentrations
Onko niissä eroja?
The actual chamber concentrations of the test chemical should be analysed in frequencies described in paragraph 34.
Käytä sekä liuotinkontrollia että muuta kuin liuotinkontrollia
Results should be reported in tables as mean concentration ± SD on replicate basis as well as on concentration basis with information on number of samples and with outliers from the mean treatment concentration ± 20 % highlighted.
Tilastollinen vuokaavio sukupuolijakauman analyysia varten
Examples can be found in the FSDT Phase 2 validation report (42).
Määritä NOEC Jonckheere-Terpstra -vertailutestillä (+) (step-down test)
The test results should be interpreted with caution where measured test chemical concentrations in test solutions occur at levels near the detection limit of the analytical method.
Määritä NOEC Dunnin tai Mann-Whitneyn U-testillä (Bonferroni-Holmin korjausta soveltaen)
Relevant physical-chemical properties;
Jos varianssit yhtäsuuret (*), määritä NOEC Dunnett- testillä, muutoin käytä Tamhane-Dunnett (T3) -testiä
chemical identification data including purity and analytical method for quantification of the test chemical.
Ovatko tiedot normaalijakauman mukaisia?
Test procedure used (e.g. flow-through semi-static/renewal);
Ovatko tiedot yhdenmukaisia monotonisen annos-vastesuhteen kanssa?
test design including test concentrations, method of preparation of stock solutions (in an Annex), frequency of renewal (the solubilising agent and its concentration should be given, when used);
(‡) Tai muu hyväksytty kontrolli
The nominal test concentrations, the means of the measured values and their standard deviations in the test chambers and the method by which these were attained (the analytical method used should be presented in an Annex);Evidence that the measurements refer to the concentrations of the test chemical in true solution;
Arcsin neliöjuurimuunnoksen jälkeen
Water quality within test chambers:
(+) Jos koeastioita on alle viisi yhtä käsittelyä kohden, on käytettävä tarkkaa J-T-tai M-W-testiä
Detailed information on feeding (e.g. type of food(s), source, amount given and frequency and analyses for contaminants (e.g. PCBs, PAHs and organochlorine pesticides) if relevant.
Yhdistä kontrollit
Evidence that controls met the validity criteria:
Jätä vesikontrolli pois (‡)
data on hatching rate should be presented in tables as percentage per replicate and per concentration.
Vertaa kontrolleja t-testillä.
Outliers from the acceptance criteria (in controls) should be highlighted.
Käytetäänkö liuotinta?
Survival should be presented as percentage per replicate and per concentration.
Lisäys 9
Outliers from the validity criteria (in controls) should be highlighted;
Ohjeet kudosnäytteiden ottamiseen geneettisen sukupuolen määrittämistä varten ja pcr-menetelmällä toteutettavaa geneettisen sukupuolen määrittämistä varten
Clear indication of the results obtained on the different endpoints observed:
Kudosnäytteiden ottaminen, valmistelu ja säilytys ennen medakan geneettisen sukupuolen määrittämistä PCR-menetelmällä (ohjeet on laatinut Bayer CropScience AG:n vesieliöitä käsittelevä laboratorio)
embryo survival and hatching success;
Jokaiselta kalalta leikataan pienillä saksilla perä- tai selkäevä, ja se laitetaan putkeen, joka sisältää 100 μl uuttopuskuria 1 (katso tarkemmat tiedot puskurin valmistamisesta jäljempää).
external abnormalities;
Sakset puhdistetaan jokaisen kalan käsittelyn jälkeen laboratoriolasissa, jossa on tislattua vettä, ja kuivataan paperipyyhkeellä.
length and weight;
Seuraavaksi eväkudokset homogenisoidaan mikroputkessa teflonsurvimella, jotta solut hajoavat.
incidence of any unusual reactions by the fish and any visible effects produced by the test chemical.
Eväkudos voidaan säilöä myös ilman uuttopuskuria 1 kuivajäällä ja sen jälkeen – 80 °C:ssa jääkaapissa DNA:n hajoamisen ehkäisemiseksi.
The results should be presented as mean values ± standard deviation (SD) or standard error (SE).
Uutto kuitenkin sujuu paremmin, jos uutat DNA:n samaan aikaan (katso tiedot käsittelystä edeltä; näytteet on sulatettava jään päällä sen jälkeen, kun niitä on säilytetty – 80 °C:ssa, ennen kuin puskuri lisätään putkiin).
Statistics should be reported as a minimum as NOEC and LOEC and confidence intervals.
Homogenisoinnin jälkeen kaikki putket laitetaan vesiastiaan ja niitä keitetään 15 minuutin ajan 100 °C:ssa.
The statistical flow chart (Appendix 8) should be followed.
Tämän jälkeen jokaiseen putkeen pipetoidaan 100 μl uuttopuskuriliuosta 2 (katso tarkemmat tiedot puskurin valmistuksesta jäljempää).
Sumpter, 1996, “Inhibition of testicular growth in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) exposed to estrogenic alkylphenolic chemicals”, Environmental Toxicology and Chemistry 15, pp. 194-202.
Näytteitä säilytetään huoneenlämmössä 15 minuutin ajan, ja silloin tällöin niitä ravistetaan varovasti käsin.
Sumpter, J.P. and S. Jobling, 1995, “Vitellogenesis As A Biomarker for Estrogenic Contamination of the Aquatic Environment”, Environmental Health Perspectives 103, pp. 173-178.
Tämän jälkeen kaikki putket laitetaan takaisin vesiastiaan ja niitä keitetään toiset 15 minuuttia 100 °C:ssa.
Hutchinson, S. Maddix, and H. Trip (1999), “An in vivo testing system for endocrine disruptors in fish early life stages using induction of vitellogenin”, Environmental Toxicology and Chemistry 18, pp. 337-347.
Putket pidetään jäädytettyinä – 20 °C:ssa analysointiin saakka.
Pedersen, and P. Bjerregaard (2001a), “Development of an ELISA for vitellogenin in whole body homogenate of zebrafish (Danio rerio)”, Comparative Biochemistry and Physiology C-Toxicology & Pharmacology 130, pp. 119-131.
Puskurin valmistus
Andersen, L., P. Bjerregaard, and B. Korsgaard (2003), “Vitellogenin induction and brain aromatase activity in adult male and female zebrafish exposed to endocrine disrupters”, Fish Physiology and Biochemistry 28, pp. 319-321.
PCR-puskuri 1:n ainesosat
Petersen (2003), “Gonad development and vitellogenin production in zebrafish (Danio rerio) exposed to ethinylestradiol and methyltestosterone”, Aquatic Toxicology 65, pp. 397-411.
500 mg N-lauryylisarkosiinia (valmistaja esimerkiksi Merck KGaA, Darmstadt, Saksa)
Tyler (2002), “Utility of a juvenile fathead minnow screening assay for detecting (anti-)estrogenic substances”, Environmental Toxicology and Chemistry 21, pp. 319-326.
→ Autoklaavi