natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Incubate for 30 minutes at 37 °C.
Levyt luetaan aallonpituudella 405 nm ELISA-lukulaitteessa.
Add 100 μl/well chromogen/substrate solution, i.e. 1 ml of ABTS (2,2′-Azino-bis-[3-ethylbenzothiazoline-6-sulphonic acid]) 5 mg/ml + 9 ml of substrate buffer (0,1 M Phosphate-Citrate buffer of pH 4 containing 0,03 % H2O2), and incubate for 10 minutes at room temperature.
Kunkin näytteen estoprosentti (BP) määritetään käyttämällä seuraavaa kaavaa, jossa Abs tarkoittaa vasta-aineita:
Colour development is stopped by adding 100 μl/well of 2 % (w/v) SDS (sodium dodecyl sulphate).
Absnäyte
Reading
Absnäyte
Read at 405 nm in an ELISA reader.
Näytteitä, joiden estoprosentti on suurempi kuin 50, on pidettävä AHRV-vasta-ainepositiivisina.
Determine the blocking percentage (BP) of each sample by applying the following formula, where “Abs” stands for antibodies:
Näytteitä, joiden estoprosentti on pienempi kuin 45, on pidettävä AHRV-vasta-ainenegatiivisina.
Abscontrol
Näytteitä, joiden estoprosentti on 45–50, on pidettävä epävarmoina, ja ne on testattava uudestaan.
Abssample
Jos tulos on edelleen epävarma, kyseiset eläimet on testattava uudelleen uusilla näytteillä, jotka otetaan aikaisintaan kahden viikon kuluttua epävarmoiksi todettujen näytteiden ottamisesta.
Samples showing a BP value higher than 50 % should be considered as positive for AHSV antibodies.
B OSA
Samples showing a BP value lower than 45 % should be considered as negative for AHSV antibodies.
Taudinaiheuttajan tunnistaminen
Samples showing a BP value between 45 % and 50 % should be considered as inconclusive and must be retested.
Reaaliaikainen käänteiskopiointipolymeraasiketjureaktio (rRT-PCR)
If the result is again inconclusive, the animals should be retested on samples taken not earlier than two weeks after the sample which was considered to be inconclusive was taken.
Nukleiinihappoihin perustuvilla taudinaiheuttajien tunnistustesteillä on voitava havaita AHRV:n kaikkien yhdeksän serotyypin vertailukannat.
PART B
Jäljempänä 2.1 kohdassa kuvailtu menetelmä perustuu OIE:n maaeläinten diagnostisia testejä ja rokotteita käsittelevän käsikirjan vuoden 2016 laitoksen, sellaisena kuin sen on hyväksynyt OIE:n kokous toukokuussa 2012, 2.5.1 luvun B jakson 1.2 kohtaan.
Identification of the agent
Kaikkien RT-PCR-tunnistusmenetelmien, joita käytetään veri- tai pernanäytteiden testaamiseen direktiivin 2009/156/EY soveltamisen yhteydessä, on oltava sensitiivisyydeltään vähintään 2 kohdassa kuvailtuja menetelmiä vastaavia.
Real-time Reverse-Transcription Polymerase Chain Reaction (rRT-PCR)
Serotyypien 1–9 virusten inaktivoituja vertailukantoja on saatavilla Euroopan unionin vertailulaboratoriosta tai Algetessa Espanjassa sijaitsevasta OIE:n afrikkalaisen hevosruton vertailulaboratoriosta.
Agent identification tests based on nucleic acid methods must detect reference strains from the nine virus serotypes of the AHSV.
Virus-RNA:n erottaminen
The method described in point 2.1 is based on point 1.2 of Section B in Chapter 2.5.1 of the Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals, Edition 2016 as adopted by the World Assembly of Delegates of the OIE in May 2012.
Hyvän reaktion varmistamiseksi on välttämätöntä erottaa näytteestä korkealaatuinen AHRV-RNA.
Any RT-PCR detection method used for the testing of samples, either blood or spleen, in the context of Directive 2009/156/EC must perform equal to or exceed the sensitivity of the methodologies described in point 2.
Nukleiinihappojen erottaminen kliinisistä näytteistä voidaan tehdä erilaisilla laitoksen omilla tai kaupallisesti saatavilla olevilla menetelmillä.
Inactivated virus of serotypes 1 to 9 reference strains may be obtained from the European Union Reference Laboratory or the OIE Reference Laboratory for African horse sickness, Algete, Spain.
Kaupallisissa diagnostiikkasarjoissa käytetään erilaisia tapoja RNA:n eristämiseksi.
Extraction of viral RNA
Useimmat niistä perustuvat johonkin seuraavista menettelyistä:
To assure a good reaction it is necessary to extract from the sample an AHSV RNA of high quality.
nukleiinihappojen fenoli-kloroformiuutto
The extraction of nucleic acids from clinical samples can be performed by a variety of in-house and commercially available methods.
nukleiinihappojen absorbointi suodatinjärjestelmään
Commercial kits use different approaches for RNA isolation.
nukleiinihappojen absorbointi magneettihelmijärjestelmään.
Most are based on one of the following procedures:
Seuraavassa annetaan esimerkki ei-kaupallisesta RNA-erotusmenetelmästä:
Phenol-chloroform extraction of nucleic acids;
Homogenoidaan 1 g kudosnäytettä 1 ml:ssä denaturointiliuosta (4 M guanidiinitiosyanaattia, 25 mM natriumsitraattia, 0,1 M 2-merkaptoetanolia, 0,5 % sarkosyyliä).
Adsorption of nucleic acids to filter system;
Sentrifugoinnin jälkeen supernatanttiin lisätään seuraavat: 1 μg hiiva-RNA:ta; 0,1 ml natriumasetaattia, 2 M, pH 4; 1 ml fenolia; 0,2 ml kloroformi-isoamyylialkoholiseosta (49/1).
Adsorption of nucleic acids to magnetic beads system.
Suspensiota ravistetaan voimakkaasti ja jäähdytetään jäissä 15 minuutin ajan.
An example of an in-house RNA extraction is given below:
Sentrifugoinnin jälkeen vesifaasissa oleva RNA uutetaan fenolilla, saostetaan etanolilla ja suspendoidaan uudelleen steriiliin veteen.
1 g of tissue sample is homogenised in 1 ml of denaturing solution (4 M guanidium thiocyanate, 25 mM sodium citrate, 0,1 M 2-mercaptoethanol, 0,5 % sarcosyl).
Reaaliaikainen RT-PCR-menettely
After centrifugation, 1 μg of yeast RNA, 0,1 ml of 2 M sodium acetate pH 4, 1 ml of phenol and 0,2 ml of chloroform/isoamyl alcohol mixture (49/1) are added to the supernatant.
Ryhmäspesifinen reaaliaikainen RT-PCR (Agüero et al., 2008) [3]
The suspension is vigorously shaken and cooled on ice for 15 minutes.
Ryhmäspesifinen reaaliaikainen RT-PCR kohdistuu AHRV:n VP7:ään, ja sen avulla voidaan havaita kaikki tunnetut nykyisin liikkeessä olevat AHRV:n serotyypit ja kannat.
After centrifugation, the RNA present in the aqueous phase is phenol extracted, ethanol precipitated and resuspended in sterile water.
Aluke- ja koetinjaksot AHRV-lajien virusten havaitsemista varten:
Real-time RT-PCR Procedure
Etualuke 5′-CCA-GTA-GGC-CAG-ATC-AAC-AG-3′
This group-specific real-time RT-PCR targets VP7 of the AHSV and is able to detect all known AHSV serotypes and strains currently circulating.
MGB-TaqMan-koetin 5′-FAM-GCT-AGC-AGC-CTA-CCA-CTA-MGB-3′
It has been employed with very good results by the participating national reference laboratories of the European Union Member States in the proficiency tests annually organised by the European Union Reference Laboratory for the period 2009-2015.
Alukeliuos laimennetaan työskentelykonsentraatioon 8 μM (”8 μM:n aluketyöliuos”) ja koetin työskentelykonsentraatioon 50 μM (”50 μM:n koetintyöliuos”).
Moreover, in an international ring trial organised in 2015 in the framework of the OIE reference laboratories network this protocol was ranked very high amongst others.
Suunnitellaan testilevyn malli ja ladataan se reaaliaikaisen PCR-testauksen laiteohjelmistoon.
Primer and probe sequences for the detection of AHSV species viruses:
Tätä mallia oppaana käyttäen lisätään 2,5 μl kutakin 8 μM:n aluketyöliuosta kuhunkin kuoppaan, joissa on RNA-näytteitä ja positiivisia ja/tai negatiivisia kontrolleja (alukkeen lopullinen konsentraatio on 1 μM 20 μl:ssa RT-PCR-seosta).
forward Primer 5′-CCA-GTA-GGC-CAG-ATC-AAC-AG-3′
Levy säilytetään jäissä.
reverse Primer 5′-CTA-ATG-AAA-GCG-GTG-ACC-GT-3′
Etu- ja taka-alukkeisiin sekoitetaan 2 μl eristettyä RNA:ta (testinäytteet ja positiivinen kontrolli) tai 2 μl RNase-vapaata vettä (negatiivinen kontrolli).
MGB-TaqMan probe 5′-FAM-GCT-AGC-AGC-CTA-CCA-CTA-MGB-3′
Seos denaturoidaan kuumentamalla se lämpötilaan 95 °C viiden minuutin ajaksi, minkä jälkeen sitä jäähdytetään nopeasti jäissä vähintään viiden minuutin ajan.
Primer stock concentration is diluted to a working concentration of 8 μM (“primer working stock 8 μM”) whereas probe is diluted to a working concentration of 50 μM (“probe working stock 50 μM”).
Valmistajan ohjeiden mukaisesti valmistetaan testattavaa näytemäärää vastaava soveltuva määrä reaaliaikaisessa yksivaiheisessa RT-PCR-menettelyssä tarvittavaa mastermix-seosta.
A test plate layout should be designed and loaded into the real time PCR machine software.
Lisätään 0,1 μl 50 μM:n koetintyöliuosta kuhunkin kuoppaan, joissa on RNA-näytteitä (koettimen lopullinen konsentraatio on 0,25 μM kussakin RNA-näytteitä sisältävässä kuopassa).
Using the layout as a guide, 2,5 μl of each primer working stock 8 μM is added to each well that will contain RNA samples, positive and/or negative controls (final concentration of the primer will be 1 μM in the 20 μl RT-PCR mix).
Lisätään 13 μl reaaliaikaisen yksivaiheisen RT-PCR-menetelmän mastermix-seosta PCR-levyn kuhunkin kuoppaan, joissa on denaturoituja alukkeita ja RNA:ta.
The plate is held on ice.
Levy asetetaan reaaliaikalämpöblokkiin, joka on ohjelmoitu käänteiskopiointia ja cDNA-amplifikaatio/fluoresenssidetektiota varten.
2 μl of isolated RNA (test samples and positive control), or 2 μl of RNAse-free water in negative reaction controls, is mixed with forward and reverse primers.
Amplifikaatio-olosuhteet ovat seuraavat: ensimmäinen käänteiskopiointivaihe lämpötilassa 48 °C 25 minuutin ajan, sitten 10 minuuttia lämpötilassa 95 °C (”kuumakäynnistys”) ja 40 kappaletta 15 sekunnin syklejä lämpötilassa 95 °C, 35 sekuntia lämpötilassa 55 °C ja 30 sekuntia lämpötilassa 72 °C (tai 40 sykliä 2 sekunnin ajan lämpötilassa 97 °C ja 30 sekunnin ajan lämpötilassa 55 °C, jos käytetään nopeat reaktiot sallivia reagentteja ja lämpöblokkia).
This mixture is denatured by heating at 95 °C for 5 minutes, followed by rapid cooling on ice for at least 5 minutes.
Fluoresenssitiedot saadaan 55 °C:n vaiheen lopussa.
An appropriate volume of real time one-step RT-PCR master mix for the number of samples to be tested is prepared following manufacturer's instructions.
Jos saadaan epätyypilliset amplifikaatiokäyrät, määritys katsotaan pätemättömäksi, ja se on uusittava.
0,1 μl of probe working stock 50 μM is added to each well containing RNA samples (final concentration of the probe will be 0,25 μM in each well containing RNA samples).
Näyte katsotaan positiiviseksi, jos Ct-arvo (syklimäärä, jolla reaktiossa tuotettu fluoresenssi ylittää fluoresenssikynnyksen) on pienempi tai yhtä suuri kuin määritelty Ct-kynnys (35) 40 PCR-syklin aikana (Ct ≤ 35).
13 μl of real time one-step RT-PCR master mix is distributed in each well on the PCR plate containing the denatured primers and RNA.
Näyte katsotaan epävarmaksi, jos Ct-arvo on suurempi kuin määritelty Ct-kynnys (35) 40 PCR-syklin aikana (Ct ≥ 35).
The plate is placed in a real time thermal cycler programmed for reverse transcription and cDNA amplification/fluorescence detection.
Näyte katsotaan negatiiviseksi, jos saadaan horisontaalinen amplifikaatiokäyrä, joka ei ylitä kynnyslinjaa 40 PCR-syklin aikana.
Amplification conditions consist of a first reverse-transcription step at 48 °C for 25 minutes, followed by 10 minutes at 95 °C (“hot start”) and 40 cycles of 15 seconds at 95 °C, 35 seconds at 55 °C and 30 seconds at 72 °C (or 40 cycles at 97 °C for 2 seconds and 55 °C for 30 seconds if reagents and thermocycler allowing fast reactions are used).
Ryhmäspesifinen reaaliaikainen RT-PCR (Guthrie et al., 2013) [4]
Fluorescence data are acquired at the end of the 55 °C step.
Reaaliaikainen RT-PCR-menetelmä, jossa käytetään fluoresenssiresonanssienergiansiirtoon (FRET) perustuvia koettimia AHRV:n nukleiinihappojen havaitsemiseen.
The assay is considered not valid if atypical amplification curves are obtained, and must be repeated.
Kyseinen AHRV:n RT-PCR-määritys on suunniteltu käyttäen useista nykyisin liikkeessä olevista AHRV:n luonnonkannoista saatuja jaksoja (Quan et al., 2010 [5]).
Samples are considered positives, if the Ct value (cycle number at which the fluorescence generated within a reaction crosses the fluorescence threshold) is lower than or equal to the defined Ct threshold (35) within 40 PCR cycles (Ct ≤ 35).
Siinä käytetään myös omaa synteettistä ulkoista kontrollimääritystä määrityskomponenttien asianmukaisen toiminnan varmistamiseksi.
Samples are considered inconclusive, if the Ct value is higher than the defined Ct threshold (35) within 40 PCR cycles (Ct > 35).
Diagnostiikkasarjoja yksivaiheista reaaliaikaista PCR-menetelmää varten on kaupallisesti saatavilla.
Samples are considered negative, if a horizontal amplification curve is obtained which does not cross the threshold line within 40 PCR cycles.
Jäljempänä esitetään joitakin julkaisussa Guthrie et al.
Group-specific real-time RT-PCR by Guthrie et al., 2013 [4]
kuvailtuja perusvaiheita, joita voidaan mukauttaa paikallisten tai tapauskohtaisten vaatimusten sekä käytettävien diagnostiikkasarjojen ja välineiden mukaisesti.
Real-time RT-PCR using fluorescence resonance energy transfer (FRET) probes to detect nucleic acid of AHSV.
Etualuke 5′-AGA-GCT-CTT-GTG-CTA-GCA-GCC-T-3′
The AHSV RT-PCR assay described was designed using sequences from a wide variety of currently circulating field strains of AHSV (Quan et al., 2010 [5]).
Taka-aluke 5′-GAA-CCG-ACG-CGA-CAC-TAA-TGA-3′
It also incorporates a proprietary synthetic external control assay to verify proper functioning of the assay components.
MGB-TaqMan-koetin 5′-FAM-TGC-ACG-GTC-ACC-GCT-MGB-3′
Kits for the one-step real-time PCR are available commercially.
Valmistetaan aluke- ja koetinseosten perusliuokset 25 × -konsentraatiolla (etu- ja taka-alukkeet 5 μΜ ja koetin 3 μΜ).
Below are some basic steps as described by Guthrie et al.
Suunnitellaan testilevyn malli ja ladataan se reaaliaikaisen PCR-testauksen laiteohjelmistoon.
, which can be modified depending upon local/case-specific requirements, kits used and equipment available.
Tätä mallia oppaana käyttäen lisätään levyn asianmukaisiin kuoppiin mallin mukaisesti 5 μl RNA-näytteitä, mukaan luettuina testinäytteet sekä positiiviset ja negatiiviset kontrollit.
forward Primer 5′-AGA-GCT-CTT-GTG-CTA-GCA-GCC-T-3′
RNA denaturoidaan kuumentamalla se lämpötilaan 95 °C viiden minuutin ajaksi, minkä jälkeen sitä jäähdytetään nopeasti jäissä vähintään kolmen minuutin ajan.
reverse Primer 5′-GAA-CCG-ACG-CGA-CAC-TAA-TGA-3′
Valmistajan ohjeiden mukaisesti valmistetaan testattavaa näytemäärää vastaava soveltuva määrä reaaliaikaisessa yksivaiheisessa RT-PCR-menettelyssä tarvittavaa mastermix-seosta.
MGB-TaqMan probe 5′-FAM-TGC-ACG-GTC-ACC-GCT-MGB-3′
Mastermix-seokseen lisätään 1 μl aluke-koetinseoksen 25 ×-perusliuosta (2.2.1 kohdasta), jolloin kunkin kuopan lopulliseksi konsentraatioksi saadaan kunkin alukkeen osalta 200 nM ja koettimen osalta 120 nM.
Primer and probe mix stock solutions are made up in a 25× concentration at 5 μΜ for the forward and reverse primers and 3 μΜ for the probe.
Lisätään 20 μl mastermix-seosta PCR-levyn kuhunkin kuoppaan, joissa on denaturoitua RNA:ta.
A test plate layout should be designed and loaded into the real-time PCR machine software.
Levy asetetaan reaaliaikalämpöblokkiin, joka on ohjelmoitu käänteiskopiointia ja cDNA-amplifikaatio/fluoresenssidetektiota varten valmistajan ohjeiden mukaisesti.
Using the layout as a guide, 5 μl of RNA samples, including test samples and positive and negative controls, are added to appropriate wells of the plate following the layout.
Amplifikaatio-olosuhteet voivat olla esimerkiksi seuraavat: ensimmäinen käänteiskopiointivaihe lämpötilassa 48 °C 10 minuutin ajan, sitten 10 minuuttia lämpötilassa 95 °C ja 40 15 sekunnin sykliä lämpötilassa 95 °C ja 45 sekuntia lämpötilassa 60 °C.
The RNA is denatured by heating at 95 °C for 5 minutes, followed by rapid cooling on ice for at least 3 minutes.
Näytteiden katsotaan olevan positiivisia, jos AHRV:n RT-PCR-määrityksen normalisoitu fluoresenssi ylittää kynnyksen 0,1 kaikissa rinnakkaisnäytteissä 36 PCR-syklin aikana.
An appropriate volume of real-time one-step RT-PCR master mix for the number of samples to be tested is prepared, following the manufacturer's instructions.
Näytteiden katsotaan olevan epävarmoja, jos AHRV:n RT-PCR-määrityksen normalisoitu fluoresenssi ylittää kynnyksen 0,1 jossakin rinnakkaisnäytteessä PCR-syklien 36 ja 40 välillä.
1 μl of 25× primer probe mix stock solution (from point 2.2.1 above) is included in the master mix to give a final concentration in each well of 200 nM for each primer and 120 nM of the probe.
Näytteiden katsotaan olevan negatiivisia, jos AHRV:n RT-PCR-määrityksen normalisoitu fluoresenssi ei ylittänyt kynnystä 0,1 missään rinnakkaisnäytteessä 40 PCR-syklin aikana ja jos synteettisen ulkoisen kontrollimäärityksen normalisoitu fluoresenssi ylitti kynnyksen 0,1 33 PCR-syklin aikana.”
20 μl of the master mix is distributed in each well on the PCR plate containing the denatured RNA.
CRC Press, Boca Raton, Florida, USA, 646–650.
The plate is placed in a real-time thermal cycler programmed for reverse transcription and cDNA amplification/fluorescence detection as suggested by the manufacturers.
Methods, 125 (1), 55–65.
Amplification conditions consist of, for example, a first reverse-transcription step at 48 °C for 10 minutes, followed by 10 minutes at 95 °C and 40 cycles of 15 seconds at 95 °C and 45 seconds at 60 °C.
2013;189(1):30–5.
Samples are considered positives, if the normalised fluorescence for the AHSV RT-PCR assay exceeds a 0,1 threshold within 36 PCR cycles in all replicates of a sample.
Methods 167, 45–52.
Samples are considered inconclusive, if the normalised fluorescence for the AHSV RT-PCR assay exceeds a 0,1 threshold between 36 and 40 PCR cycles in any replicate of a sample.
Lisäksi useimmat Euroopan unionin jäsenvaltioiden kansalliset vertailulaboratoriot käyttävät reaaliaikaisia RT-PCR-menetelmiä muiden muassa afrikkalaisen hevosruton testaamiseen, ja vuosina 2009–2014 tehdyissä vuosittaisissa pätevyyttä koskevissa testeissä ne ovat osoittautuneet tarkoitukseensa soveltuviksi.
Samples are considered negative, if the normalised fluorescence for the AHSV RT-PCR assay did not exceed a 0,1 threshold within 40 PCR cycles in all replicates of a sample and if the normalised fluorescence for the proprietary synthetic external control assay exceeded a 0,1 threshold within 33 PCR cycles.’
Raportista käy myös ilmi, että Euroopan unionin ulkopuolella on joukko OIE:n vertailulaboratorioita ja muita laboratorioita, joissa on afrikkalaisen hevosruton erityisasiantuntemusta ja jotka ovat ottaneet käyttöön ainakin yhden reaaliaikaisen RT-PCR-menetelmän afrikkalaisen hevosruton genomin havaitsemiseksi.
CRC Press, Boca Raton, Florida, USA, 646-650.
Menetelmä, joka kuvaillaan julkaisussa Guthrie et al.
Methods, 125 (1), 55-65.
Sitä on käytetty erittäin hyvin tuloksin osallistuvissa Euroopan unionin jäsenvaltioiden vertailulaboratorioissa pätevyyttä koskevissa testeissä, joita Euroopan unionin vertailulaboratorio on järjestänyt vuosittain vuosina 2009–2015.
2013;189(1):30-5.
OIE:n vertailulaboratorioverkoston puitteissa vuonna 2015 järjestetyssä kansainvälisessä laboratorioiden välisessä vertailussa tämä menetelmä arvioitiin erittäin hyväksi.
Methods 167, 45-52.
Laviada M.D., Roy P. and Sanchez-Vizcaino J.M. (1992b).
Commission Decision (EU) 2016/1846
Komission päätös (EU) 2016/1846,
on the measure SA.41187 (2015/C) (ex 2015/NN) implemented by Hungary on the health contribution of tobacco industry businesses
toimenpiteestä SA.41187 (2015/C) (ex 2015/NN), jonka Unkari on toteuttanut tupakkateollisuusyrityksiltä perittävän terveysmaksun osalta
(notified under document C(2016) 4049)
(tiedoksiannettu numerolla C(2016) 4049)
Having regard to the Agreement on the European Economic Area, and in particular Article 62(1)(a) thereof,
huomioi sopimuksen Euroopan talousalueesta ja erityisesti sen 62 artiklan 1 kohdan a alakohdan,
Having called on interested parties to submit their comments pursuant to the provisions cited above [1] and having regard to their comments,
on mainittujen artiklojen [1] mukaisesti kehottanut asianomaisia esittämään huomautuksensa ja ottaa huomioon nämä huomautukset,
In March 2015, the Commission became aware of a new health contribution imposed by Hungary on tobacco industry businesses.
Komission tietoon tuli maaliskuussa 2015, että Unkari on säätänyt uudesta tupakkateollisuusyrityksiltä perittävästä terveysmaksusta.
By letter of 13 April 2015, the Commission sent an information request to Hungary on that measure, by which it also informed the Hungarian authorities that it would consider issuing a suspension injunction decision in accordance with Article 11(1) of Council Regulation (EC) No 659/1999 [2].
Komissio lähetti 13 päivänä huhtikuuta 2015 päivätyllä kirjeellä Unkarille toimenpiteeseen liittyvän tietopyynnön, jolla se lisäksi ilmoitti Unkarin viranomaisille harkitsevansa tuen keskeyttämistä koskevan välipäätöksen tekemistä neuvoston asetuksen (EY) N:o 659/1999 [2] 11 artiklan 1 kohdan mukaisesti.
By letter of 12 May 2015, Hungary responded to that information request.
Unkari vastasi tietopyyntöön 12 päivänä toukokuuta 2015 päivätyllä kirjeellä.
Hungary did not, however, provide any comments on the possibility of the Commission issuing a suspension injunction.
Unkari ei kuitenkaan kommentoinut mahdollisuutta, että komissio tekee tuen keskeyttämistä koskevan välipäätöksen.
The Opening Decision was published in the Official Journal of the European Union [3].
Komissio sai huomautuksia kahdelta asianomaiselta osapuolelta.
By that decision, the Commission invited interested parties to submit their comments on the measure.
Komissio toimitti huomautukset 20 päivänä lokakuuta 2015 Unkarille, jolle annettiin mahdollisuus vastata niihin.
The Commission received comments from two interested parties.
Unkari ei kuitenkaan ottanut kantaa esitettyihin huomautuksiin.
On 20 October 2015, the Commission forwarded those comments to Hungary, which was given the opportunity to react.
TOIMENPITEEN YKSITYISKOHTAINEN KUVAUS
Hungary did not react to those comments.
Unkarin parlamentti hyväksyi 16 päivänä joulukuuta 2014 tupakkateollisuusyrityksiin vuonna 2015 kohdistuvan terveysmaksua koskevan lain nro XCIV 2014, jäljempänä ’laki’.
DETAILED DESCRIPTION OF THE MEASURE
Laissa säädetään terveysmaksuksi kutsutusta verosta, jota peritään tupakkatuotteiden valmistamisesta ja kaupasta saatavasta vuotuisesta liikevaihdosta Unkarissa ja jota sovelletaan jo olemassa olevan yritysverojen, erityisesti yhteisöveron, lisäksi.
On 16 December 2014, the Hungarian Parliament adopted Act XCIV of 2014 on the health contribution for the year 2015 of tobacco industry businesses (‘the Act’).
Veroa peritään valtuutetuilta varastonpitäjiltä, maahantuojilta ja rekisteröidyiltä tupakkatuotteiden kauppiailta.
The Act imposes a tax, referred to as a ‘health contribution’, which is levied on the annual turnover derived from the production and trade of tobacco products in Hungary and applies in addition to existing business taxes in Hungary, in particular, corporate income tax.
Lain tarkoitukseksi on ilmoitettu lisävarojen kerääminen terveydenhuoltojärjestelmän terveyspalvelujen laadun parantamiseen.
The tax is levied on authorised warehouse keepers, importers, and registered traders of tobacco products.
Terveysmaksu kannetaan tupakkatuotteiden valmistamisesta ja kaupasta saatavasta vuotuisesta liikevaihdosta Unkarissa verovuotta edeltävältä vuodelta, jos yrityksen näistä toimista saama liikevaihto muodostaa vähintään 50 prosenttia yrityksen vuotuisesta kokonaisliikevaihdosta.
The stated purpose of the Act is to collect funds for the financing of the health system to increase the quality of health services.
Liikevaihdosta ei vähennetä kustannuksia verovuoden aikana tehtyjä investointeja lukuun ottamatta.
The health contribution tax is due on the annual turnover generated in the year previous to the tax year derived from the production and trade of tobacco products in Hungary, on the condition that the turnover from these activities accounts for at least 50 % of the total annual turnover generated by the undertaking.
Terveysmaksu on luonteeltaan progressiivinen vero.
No deduction of costs is provided, apart from the cost of certain investments in the tax year.
Sovellettavan maksun määrä riippuu veronmaksajan vuotuisesta liikevaihdosta seuraavasti: