natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The real-time monitoring of the test atmosphere concentration (or temporal stability) is an integral measurement of all dynamic parameters and provides an indirect means to control all relevant dynamic inhalation parameters.
Testi-ilmakehän pitoisuuden (tai ajallisen stabiiliuden) reaaliaikainen seuranta kuuluu olennaisena osana kaikkien dynaamisten parametrien mittaamiseen, ja se on myös epäsuora keino valvoa kaikkia oleellisia dynaamisia inhalaatioparametreja.
If the concentration is monitored real-time, the frequency of measurement of air flows may be reduced to one single measurement per exposure per day.
Jos pitoisuutta seurataan reaaliajassa, ilmavirtausten mittaustaajuutta voidaan vähentää yhteen mittaukseen altistusta kohti päivässä.
Special consideration should be given to avoiding re-breathing in nose-only chambers.
Erityistä huomiota on kiinnitettävä siihen, että uudelleenhengittäminen vältetään vain nasaalisesti -altistuksen kammioissa.
If there is reason to believe that this standard cannot be met, oxygen and carbon dioxide concentrations should be measured.
Jos on aihetta olettaa, ettei näitä vaatimuksia voida täyttää, happi- ja hiilidioksidipitoisuudet on mitattava.
If measurements on the first day of exposure show that these gases are at proper levels, no further measurements should be necessary.
Jos ensimmäisenä altistuspäivänä tehdyt mittaukset osoittavat, että näiden kaasujen pitoisuus on asianmukainen, myöhemmät mittaukset eivät välttämättä ole tarpeen.
Chamber Temperature and Relative Humidity
Kammion lämpötila ja suhteellinen kosteus
Relative humidity in the animals’ breathing zone, for both nose-only and whole-body exposures, should be monitored continuously and recorded hourly during each exposure where possible.
Eläinten hengitysilman suhteellista kosteutta on seurattava sekä nasaalisissa että koko kehoon kohdistuvissa altistuksissa, ja se on kirjattava kerran tunnissa kunkin altistuksen aikana, mikäli mahdollista.
The relative humidity should preferably be maintained in the range of 30 to 70 %, but this may either be unattainable (e.g. when testing water based mixtures) or not measurable due to test chemical interference with the Test Method.
Suhteellisen kosteuden tulisi olla välillä 30–70 prosenttia, mutta tämä ei ole välttämättä mahdollista (esimerkiksi testattaessa vesipohjaisia seoksia) tai mitattavissa, koska testikemikaali häiritsee testimenetelmää.
Test chemical: Nominal Concentration
Testikemikaali: nimellispitoisuus
The nominal concentration is the mass of generated test chemical divided by the total volume of air passed through the inhalation chamber system.
Nimellispitoisuus on tuotetun testikemikaalin massa jaettuna kammiojärjestelmän läpi virtaavan ilman kokonaistilavuudella.
Test chemical: Actual Concentration
Testikemikaali: todellinen pitoisuus
The actual concentration is the test chemical concentration as sampled at the animals’ breathing zone in an inhalation chamber.
Todellinen pitoisuus on testikemikaalin pitoisuus eläinten hengitysilmassa inhalaatiokammiossa.
Actual concentrations can be obtained either by specific methods (e.g. direct sampling, adsorptive or chemical reactive methods, and subsequent analytical characterisation) or by non-specific methods such as gravimetric filter analysis.
Todelliset pitoisuudet saadaan tietyillä menetelmillä (esimerkiksi suoralla näytteenotolla, adsorptiivisilla tai kemiallisesti reaktiivisilla menetelmillä ja tulosten analyyttisella luonnehtimisella) tai muilla menetelmillä, kuten suodatukseen perustuvalla gravimetrisella analyysilla.
One lot of the test chemical should be used throughout the duration of the study, if possible, and the test sample should be stored under conditions that maintain its purity, homogeneity, and stability.
Jos mahdollista, koko tutkimuksen keston ajan on käytettävä yhdestä erästä peräisin olevaa testikemikaalia, ja testinäyte on säilytettävä sen puhtauden, homogeenisuuden ja stabiiliuden säilyttävissä olosuhteissa.
Prior to the start of the study, there should be a characterisation of the test chemical including its purity and, if technically feasible, the identity, and quantities of identified contaminants and impurities.
Ennen tutkimuksen aloittamista testikemikaalista on laadittava luonnehdinta, johon on sisällyttävä sen puhtaus ja – mikäli teknisesti mahdollista – identiteetti sekä tunnistettujen kontaminanttien ja epäpuhtauksien määrät.
This can be demonstrated but is not limited by the following data: retention time and relative peak area, molecular weight from mass spectroscopy or gas chromatography analyses, or other estimates.
Tämä voidaan osoittaa esimerkiksi seuraavien tietojen avulla: retentioaika ja piikin suhteellinen pinta-ala sekä molekyylipaino, joka on saatu massaspektroskopialla tai kaasukromatografia-analyyseista, tai muut estimaatit.
The exposure atmosphere should be held as constant as practicable.
Altistusilmakehä on pidettävä mahdollisimman muuttumattomana.
A real-time monitoring device, such as an aerosol photometer for aerosols or a total hydrocarbon analyser for vapours may be used to demonstrate the stability of the exposure conditions.
Altistusolosuhteiden stabiiliuden osoittamiseen voidaan käyttää reaaliaikaista seurantalaitetta, kuten aerosolifotometria aerosoleille tai hiilivetyanalysaattoria höyryille.
Actual chamber concentration should be measured at least 3 times during each exposure day for each exposure level.
Kammion todellinen pitoisuus on mitattava vähintään kolme kertaa jokaisena altistuspäivänä ja jokaiselta altistustasolta.
If not feasible due to limited air flow rates or low concentrations, one sample per exposure period is acceptable.
Jos se ei ole mahdollista pienen ilmavirtauksen tai pienten pitoisuuksien vuoksi, yksi näyte altistuskertaa kohti hyväksytään.
Ideally, this sample should then be collected over the entire exposure period.
Tällöin tämä näyte on mielellään kerättävä koko altistuskerran ajalta.
Individual chamber concentration samples should deviate from the mean chamber concentration by no more than ± 10 % for gases and vapours, and by no more than ± 20 % for liquid or solid aerosols.
Yksittäiset kammion pitoisuusnäytteet eivät saa poiketa keskimääräisestä pitoisuudesta enempää kuin enintään ± 10 prosenttia kaasujen ja höyryjen osalta tai enintään ± 20 prosenttia nestemäisten tai kiinteiden aerosolien osalta.
Time to attain chamber equilibration (t95) should be calculated and reported.
Kammion tasapainotukseen kulunut aika (t95) on laskettava ja kirjattava.
The duration of an exposure spans the time that the test chemical is generated.
Altistuksen kesto käsittää ajan, jolloin testikemikaali muodostetaan.
This takes into account the times required to attain chamber equilibration (t95) and decay.
Tässä otetaan huomioon hajoamiseen ja kammion tasapainotilan saavuttamiseen kulunut aika (t95).
For very complex mixtures consisting of gases/vapours and aerosols (e.g. combustion atmospheres and test chemicals propelled from purpose-driven end-use products/devices), each phase may behave differently in an inhalation chamber.
Hyvin monimutkaisten, kaasuista/höyryistä koostuvien seosten ja aerosolien (esimerkiksi polttokammiot ja tietyn tarkoituksen mukaisten lopputuotteiden/-laitteiden perusteella kehitetyt testikemikaalit) osalta kukin faasi voi käyttäytyä inhalaatiokammiossa eri tavoin.
Therefore, at least one indicator substance (analyte), normally the principal active substance in the mixture, of each phase (gas/vapour and aerosol) should be selected.
Sen vuoksi jokaisesta faasista (kaasu/höyry ja aerosoli) on valittava vähintään yksi indikaattoriaine (analyytti), yleensä seoksen pääasiallinen vaikuttava aine.
When the test chemical is a mixture, the analytical concentration should be reported for the total mixture, and not just for the active ingredient or the indicator substance (analyte).
Kun testikemikaali on seos, on ilmoitettava koko seoksen analyyttinen pitoisuus, ei siis pelkästään vaikuttavan aineen tai indikaattoriaineen (analyytin) pitoisuutta.
Test chemical: Particle Size Distribution
Testikemikaali: hiukkaskokojakauma
The particle size distribution of aerosols should be determined at least weekly for each concentration level by using a cascade impactor or an alternative instrument, such as an aerodynamic particle sizer (APS).
Aerosolien hiukkaskokojakauma on määritettävä vähintään kerran viikossa jokaisesta pitoisuudesta käyttämällä kaskadierotinta tai jotain vaihtoehtoista laitetta, kuten aerodynaamista hiukkaskokoluokittelijaa.
If equivalence of the results obtained by a cascade impactor and the alternative instrument can be shown, then the alternative instrument may be used throughout the study.
Jos kaskadierottimella tai muulla laitteella saatujen tulosten välinen vastaavuus voidaan osoittaa, vaihtoehtoista laitetta voidaan käyttää koko tutkimuksen ajan.
If equivalence can be demonstrated at all concentrations tested in the early phase of the study, then further confirmatory measurements may be omitted.
Jos vastaavuus voidaan osoittaa kaikkien pitoisuuksien osalta tutkimuksen varhaisessa vaiheessa, myöhemmät vahvistavat mittaukset voidaan jättää tekemättä.
For the sake of animal welfare, measures should be taken to minimise inconclusive data which may lead to a need to repeat a study.
Eläinten hyvinvointia koskevien periaatteiden vuoksi on pyrittävä minimoimaan epävarmat tiedot, jotta altistusta ei tarvitse toistaa.
Particle sizing should be performed for vapours if there is any possibility that vapour condensation may result in the formation of an aerosol, or if particles are detected in a vapour atmosphere with potential for mixed phases.
Höyryjen osalta hiukkaskoko on määritettävä, jos on mahdollista, että höyryn tiivistyessä muodostuu aerosolia, tai jos höyryatmosfäärissä, jossa faasien sekoittuminen on mahdollista, havaitaan hiukkasia.
The animals should be clinically observed before, during and after the exposure period.
Eläimiä on tarkkailtava kliinisesti ja säännöllisesti ennen altistusjaksoa, sen aikana ja sen jälkeen.
More frequent observations may be indicated depending on the response of the animals during exposure.
Tiiviimpi tarkkailu voi olla aiheenmukaista sen perusteella, millainen vaste eläimille muodostuu altistuksen aikana.
When animal observation is hindered by the use of animal restraint tubes, poorly lit whole body chambers, or opaque atmospheres, animals should be carefully observed after exposure.
Kun eläinten tarkkailu ei ole mahdollista immobilisointiputkien, huonosti valaistujen koko kehon altistuskammioiden tai läpinäkymättömien ilmakehien vuoksi, eläimiä on tarkkailtava huolellisesti altistuksen jälkeen.
Observations before the next day’s exposure can assess any reversibility or exacerbation of toxic effects.
Myrkyllisten vaikutusten korjaantuvuutta tai pahenemista voidaan arvioida ennen seuraavan päivän altistusta tehtävillä havainnoilla.
All observations are recorded with individual records being maintained for each animal.
Kaikki havainnot kirjataan jokaisesta eläimestä erikseen.
Cage-side observations should include changes in the skin and fur, eyes, and mucous membranes; changes in the respiratory and circulatory systems, changes in the nervous system, and changes in somatomotor activity and behaviour patterns.
Häkin vieressä tehtyihin havaintoihin tulee sisältyä ihon, karvapeitteen, silmien, limakalvojen, hengitys- ja verenkiertojärjestelmän, hermoston, somatomotorisen toiminnan ja käyttäytymisen muutokset.
Attention should be directed to observations of tremors, convulsions, salivation, diarrhoea, lethargy, sleep, and coma.
Huomiota tulee kiinnittää vapinaan, kouristuksiin, syljeneritykseen, ripuliin, letargiaan, uneen ja koomaan.
The measurement of rectal temperatures may provide supportive evidence of reflex bradypnea or hypo/hyperthermia related to treatment or confinement.
Lämmön mittaaminen peräsuolesta voi antaa tukevaa näyttöä refleksinomaisesta bradypneasta tai käsittelyyn tai ahtaaseen tilaan liittyvästä tai hypo-/hypertermiasta.
Additional assessments may be included in the study protocol such as kinetics, biomonitoring, lung function, retention of poorly soluble materials that accumulate in lung tissue, and behavioural changes.
Tutkimussuunnitelmaan voidaan sisällyttää muita arviointeja, kuten kinetiikka, biomonitorointi, keuhkojen toiminta, huonosti liukenevien, keuhkokudokseen kertyvien materiaalien retentio sekä käyttäytymisen muutokset.
BODY WEIGHTS
RUUMIINPAINOT
Individual animal weights should be recorded shortly before the first exposure (day 0), twice weekly thereafter (for example: on Fridays and Mondays to demonstrate recovery over an exposure-free weekend or at a time interval to allow assessment of systemic toxicity), and at the time of death or euthanasia.
Eläinyksilöiden painot on kirjattava vähän ennen ensimmäistä altistusta (päivä 0) ja sen jälkeen kahdesti viikossa (esimerkiksi perjantaisin ja maanantaisin, jotta voidaan osoittaa toipuminen altistuksettoman viikonlopun tai tietyn ajan jälkeen systeemisen toksisuuden arvioimiseksi) sekä kuolinhetkellä tai lopettamisen yhteydessä.
If there are no effects in the first 2 weeks, body weights may be measured weekly for the remainder of the study.
Jos eläimessä ei ilmene vaikutuksia kahden ensimmäisen viikon aikana, ruumiinpainot voidaan punnita kerran viikossa tutkimuksen loppuun saakka.
Satellite (reversibility) animals (if used) should continue to be weighed weekly throughout the recovery period.
Satelliittiryhmän (korjaantuvuusryhmän) eläinten (jos käytössä) punnitsemista viikoittain on jatkettava koko toipumisjakson ajan.
At study termination, all animals should be weighed shortly before sacrifice to allow for an unbiased calculated of organ to body weight ratios.
Tutkimuksen päättyessä kaikki eläimet on punnittava vähän ennen niiden lopettamista, jotta elinten ja ruumiinpainon väliset suhteet voidaan laskea ilman vääristymiä.
FOOD AND WATER CONSUMPTION
RAVINNON JA VEDEN KULUTUS
Food consumption should be measured weekly.
Ravinnon kulutus on mitattava viikoittain.
Water consumption may also be measured.
Myös veden kulutus voidaan mitata.
CLINICAL PATHOLOGY
KLIININEN KEMIA
Clinical pathology assessments should be made for all animals, including control and satellite (reversibility) animals, when they are sacrificed.
Kaikista eläimistä, myös verrokki- ja satelliittiryhmän (korjaantuvuusryhmän) eläimistä, on tehtävä kliinis-kemialliset arvioinnit, kun ne lopetetaan.
The time interval between the end of exposure and blood collection should be recorded, particularly when the reconstitution of the addressed endpoint is rapid.
Altistuksen päättymisen ja verinäytteen ottamisen välinen aika on merkittävä muistiin varsinkin, jos kyseinen tutkittava ominaisuus rekonstituoituu nopeasti.
Sampling following the end of exposure is indicated for those parameters with a short plasma half-time (e.g. COHb, CHE, and MetHb).
Niistä parametreista, joiden puoliintumisaika plasmassa on lyhyt (esimerkiksi COHb, CHE ja MetHb), on syytä ottaa näyte heti altistuksen päätyttyä.
Table 1 lists the clinical pathology parameters that are generally required for all toxicology studies.
Taulukossa 1 luetellaan ne kliinis-kemialliset parametrit, jotka yleensä vaaditaan kaikissa toksikologisissa tutkimuksissa.
Urinalysis is not required on a routine basis, but may be performed when deemed useful based on expected or observed toxicity.
Virtsa-analyysia ei yleensä tarvita. Se tehdään silloin, kun oletettu tai todettu myrkyllisyys antaa siihen aihetta.
The study director may choose to assess additional parameters in order to better characterise a test chemical’s toxicity (e.g. cholinesterase, lipids, hormones, acid/base balance, methaemoglobin or Heinz bodies, creatine kinase, myeloid/erythroid ratio, troponins, arterial blood gases, lactate dehydrogenase, sorbitol dehydrogenase, glutamate dehydrogenase, and gamma glutamyl transpeptidase).
Jotta testikemikaalin myrkyllisyyttä voitaisiin luonnehtia tarkemmin, tutkimuksen johtaja voi päättää arvioida myös muita parametreja (esimerkiksi koliiniesteraasi, lipidit, hormonit, happo-emästasapaino, methemoglobiini tai Heinzin kappaleet, kreatiinikinaasi, myelosyyttien ja punasolujen suhde, troponiinit, valtimoverikaasut, laktaattidehydrogenaasi, sorbitolidehydrogenaasi, glumaattidehydrogenaasi ja gammaglutamyylitranspeptidaasi).
Standard Clinical Pathology Parameters
Kliinis-kemialliset vakioparametrit
Erythrocyte count
Punasolujen määrä
Haematocrit
Hematokriitti
Haemoglobin concentration
Hemoglobiinipitoisuus
Mean corpuscular haemoglobin
Keskihemoglobiini (MCH)
Mean corpuscular volume
Punasolujen keskimääräinen tilavuus (MCV)
Mean corpuscular haemoglobin concentration
Keskihemoglobiinikonsentraatio (MCHC)
Reticulocytes
Retikulosyytit
Total leukocyte count
Valkosolujen kokonaismäärä
Differential leukocyte count
Valkosolujen erittely
Platelet count
Verihiutaleiden määrä
Clotting potential (select one):
Hyytymisominaisuudet (valittava yksi):
Prothrombin time
Protrombiiniaika
Clotting time
Hyytymisaika
Partial thromboplastin time
Partiaalinen tromboplastiiniaika
Clinical Chemistry
Kliininen kemia
Glucose [3]Total cholesterol
Glukoosi [3]Kokonaiskolesteroli
Triglycerides
Triglyseridit
Blood urea nitrogen
Veren ureatyppi
Total bilirubin
Kokonaisbilirubiini
Creatinine
Kreatiniini
Total protein
Kokonaisproteiini
Globulin
Globuliini
Alanine aminotransferase
Alaniiniaminotransferaasi
Aspartate aminotransferase
Aspartaattiaminotransferaa–si
Alkaline phosphatase
Alkaalifosfataasi
Urinalysis (optional)
Virtsa-analyysi (valinnainen)
Appearance (colour and turbidity)
Ulkonäkö (väri ja sameus)
Specific gravity or osmolality
Ominaistiheys tai osmolaliteetti
Blood/blood cells
Veri/verisolut
When there is evidence that the lower respiratory tract (i.e., the alveoli) is the primary site of deposition and retention, then bronchoalveolar lavage (BAL) may be the technique of choice to quantitatively analyse hypothesis-based dose-effect parameters focusing on alveolitis, pulmonary inflammation, and phospholipidosis.
Jos on todisteita siitä, että alemmat hengitystiet (esimerkiksi keuhkorakkulat) ovat ensisijainen kertymä- ja retentiopaikka, bronkoalveolaarinen huuhtelu voi olla sopiva tekniikka analysoida määrällisesti hypoteesiperusteiset annos-vaikutus-parametrit, jotka kohdistuvat keuhkorakkulatulehdukseen, keuhkotulehdukseen ja fosfolipidoosiin.
This allows for dose-response and time-course changes of alveolar injury to be suitably probed.
Tämän avulla voidaan testata annosvaste ja keuhkorakkuloiden vaurioiden ajalliset muutokset.
The BAL fluid may be analysed for total and differential leukocyte counts, total protein, and lactate dehydrogenase.
Huuhtelunesteestä voidaan analysoida valkosolujen kokonaismäärä ja niiden erottelu, kokonaisproteiini ja laktaattidehydrogenaasi.
Other parameters that may be considered are those indicative of lysosomal injury, phospholipidosis, fibrosis, and irritant or allergic inflammation which may include the determination of pro-inflammatory cytokines/chemokines.
Lisäksi voidaan analysoida parametreja, jotka viittaavat lysosomien vaurioihin, fosfolipidoosiin, fibroosiin sekä ärsytyksen aiheuttamaan tai allergiseen tulehdukseen, johon voi sisältyä esitulehduksellisten sytokiinien/kemokiinien määritys.
BAL measurements generally complement the results from histopathology examinations but cannot replace them.
Bronkoalveolaariseen huuhteluun perustuvat mittaukset yleensä täydentävät histopatologisten tutkimusten tuloksia mutta eivät korvaa niitä.
Guidance on how to perform lung lavage can be found in GD 39 (2).
Ohjeita keuhkohuuhtelun tekemisestä on ohjeasiakirjassa GD 39 (2).
GROSS PATHOLOGY AND ORGAN WEIGHTS
MAKROSKOOPPISET MUUTOKSET JA ELINTEN PAINOT
All test animals, including those which die during the test or are removed from the study for animal welfare reasons, should be subjected to complete exsanguination (if feasible) and gross necropsy.
Kaikille koe-eläimille, myös kokeen aikana kuolleille tai eläinten hyvinvointia koskevien periaatteiden vuoksi lopetetuille ja tutkimuksesta poistetuille, on tehtävä täydellinen verenlasku ja ruumiinavaus.
The time between the end of each animal’s last exposure and their sacrifice should be recorded.
Jokaisen eläimen viimeisen altistuksen ja lopetuksen välinen aika on merkittävä muistiin.
If a necropsy cannot be performed immediately after a dead animal is discovered, the animal should be refrigerated (not frozen) at a temperature low enough to minimise autolysis.
Jos ruumiinavausta ei voida tehdä heti kuolleen eläimen löytämisen jälkeen, eläintä on säilytettävä riittävän kylmässä lämpötilassa (ei pakastimessa) autolyysin minimoimiseksi.
Table 2 lists the organs and tissues that should be preserved in a suitable medium during gross necropsy for histopathological examination.
Taulukossa 2 on lueteltu kaikki elimet ja kudokset, jotka on säilytettävä sopivassa aineessa histopatologista tutkimusta varten.
The preservation of the [bracketed] organs and tissues and any other organs and tissues is at the discretion of the study director.
[Hakasulkeisiin] merkittyjen elinten ja kudosten säilyttämisestä päättää tutkimuksen johtaja.
The bolded organs should be trimmed and weighed wet as soon as possible after dissection to avoid drying.
Lihavoidut elimet ja kudokset on puhdistettava ja punnittava mahdollisimman pian dissektion jälkeen kuivumisen välttämiseksi.
The thyroid and epididymides should only be weighed if needed because trimming artefacts may hinder histopathological evaluation.
Kilpirauhanen ja lisäkivekset on punnittava vain tarvittaessa, koska puhdistuksen aiheuttamat vahingot voivat estää histopatologisen arvioinnin.
Tissues and organs should be fixed in 10 % buffered formalin or another suitable fixative as soon as necropsy is performed, and no less than 24-48 hours prior to trimming depending on the fixative to be used.
Kudokset ja elimet on kiinnitettävä 10-prosenttisella puskuroidulla formaliinilla tai muulla sopivalla kiinnitysaineella heti ruumiinavauksen jälkeen, vähintään 24–48 tuntia ennen puhdistusta sen mukaan, mitä kiinnitysainetta käytetään.
Organs and Tissues Preserved During Gross Necropsy
Ruumiinavauksen aikana säilöttävät elimet ja kudokset
Bone marrow (and/or fresh aspirate)
Luuydin (ja/tai tuore aspiraatti)
Brain (including sections of cerebrum, cerebellum, and medulla/pons)
Aivot (mukaan luettuina osia iso- ja pikkuaivoista sekä aivosillasta)
[Eyes (retina, optic nerve) and eyelids]
[Silmät (verkkokalvo, silmähermo) ja silmäluomet]
Larynx (3 levels, 1 level to include the base of the epiglottis)
Kurkunpää (kolmesta kohdasta, joista yhden on oltava kurkunkansi)
Lung (all lobes at one level, including main bronchi)
Keuhkot (kaikki lohkot yhdestä kohdasta, mukaan luettuina pääkeuhkoputket)
Lymph nodes from the hilar region of the lung, especially for poorly soluble particulate test chemicals, For more in depth examinations and/or studies with immunological focus, additional lymph nodes may be considered, e.g. those from the mediastinal, cervical/submandibular and/or auricular regions.
Imusolmukkeet keuhkoportin alueelta etenkin huonosti liukenevien hiukkasmaisten testikemikaalien yhteydessä. Tarkempia kokeita ja/tai tutkimuksia, joissa keskitytään immunologiaan, voidaan käyttää myös muita imusolmukkeita esimerkiksi välikarsinan, servikaaliselta/submandibulaariselta ja/tai aurikulaariselta alueelta.
Nasopharyngeal tissues (at least 4 levels; 1 level to include the nasopharyngeal duct and the Nasal Associated Lymphoid Tissue(NALT)
Nenänielun kudokset (vähintään neljästä kohdasta, yhden kohdan on oltava nenänielukanava ja NALT-imukudos (Nasal Associated Lymphoid Tissue)
[Olfactory bulb]
[Hajurauhanen]
Seminal vesicles
Rakkularauhaset
Spinal cord (cervical, mid-thoracic, and lumbar)
Selkäydin (kaularanka, rintarangan keskiosa ja lanneranka)
Spleen
Perna
Stomach
Maha
Thymus
Kateenkorva
Trachea (at least 2 levels including 1 longitudinal section through the carina and 1 transverse section)
Henkitorvi (vähintään kahdesta kohdasta siten, että mukana on yksi pitkittäinen leike harjun läpi ja yksi poikittainen leike)
[Urinary bladder]
[Virtsarakko]
Uterus
Kohtu
All gross lesions
Kaikki suuret leesiot