natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Healthy young adult hens free from interfering viral diseases and medication, and without abnormalities of gait should be randomised and assigned to treatment and control groups and acclimatised to the laboratory conditions for at least five days prior to the start of the study.
Terveet nuoret täysikasvuiset kanat, joilla ei ole häiritseviä virussairauksia, lääkitystä eikä käynnin poikkeavuuksia, jaetaan satunnaisotannalla koe- ja verrokkiryhmiin ja niitä totutetaan laboratorio-olosuhteisiin vähintään viiden päivän ajan ennen tutkimuksen alkua.
Cages or enclosures which are large enough to permit free mobility of the hens and easy observation of gait should be used.
Kokeessa käytettävien testihäkkien on oltava tarpeeksi tilavia, jotta kanat voivat liikkua vapaasti ja käynnin havainnointi käy helposti.
Oral dosing each day, seven days per week, should be carried out, preferably by gavage or administration of gelatine capsules.
Testiainetta annostellaan päivittäin seitsemänä päivänä viikossa mieluiten mahaletkun kautta tai liivatekapseleina.
The young adult domestic laying hen (Gallus gallus domesticus), aged eight to 12 months, is recommended.
Kokeessa suositellaan käytettäväksi nuoria täysikasvuisia kanoja (Gallus gallus domesticus), jotka ovat iältään 8–12 kuukautta.
Standard size, breeds and strains should be employed and the hens normally should have been reared under conditions which permitted free mobility.
Kanojen tulee olla normaalikokoisia, -lajisia ja -kantaisia ja mieluiten kasvatettu oloissa, joissa ne ovat voineet liikkua vapaasti.
Generally at least three treatment groups and a vehicle control group should be used.
Kokeessa tulee yleensä käyttää vähintään kolmea koeryhmää ja yhtä vehikkeliä saavaa verrokkiryhmää.
Sufficient number of hens should be utilised in each group of birds so that at least six birds can be killed for biochemical determinations (three at each of two timepoints) and six birds can survive the 14-day post-treatment observation period for pathology.
Kussakin ryhmässä tulee olla riittävä määrä lintuja, jotta vähintään kuusi lintua voidaan lopettaa biokemiallisia määrityksiä varten (kolme kanaa kahtena eri ajankohtana) ja kuusi lintua säilyy hengissä 14 päivän havaintojakson ajan patologiaa varten.
Dose levels should be selected taking into account the results from an acute test on delayed neurotoxicity and any other existing toxicity or kinetic data available for the test compound.
Annostasojen valinnassa tulee ottaa huomioon viivästynyttä neurotoksisuutta koskevan akuutin testin tulokset ja kaikki muut testiyhdisteestä saatavilla olevat toksisuus- tai kinetiikkatiedot.
The highest dose level should be chosen with the aim of inducing toxic effects, preferably delayed neurotoxicity, but not death nor obvious suffering.
Korkein annostaso tulee valita siten, että se aiheuttaa toksisia vaikutuksia, mieluiten viivästynyttä neurotoksisuutta, mutta ei kuolemaa eikä ilmeistä kärsimystä.
Thereafter, a descending sequence of dose levels should be selected with a view to demonstrate any dose-related response and no-observed-adverse effects at the lowest dose level.
Tämän jälkeen annostasot valitaan asteittain alenevasti mahdollisen annosvasteen ja haitattoman vaikutustason (NOAEL) osoittamiseksi alhaisimmalla annostasolla.
If a test at a dose level of at least 1000 mg/kg body weight/day, using the procedures described for this study, produces no observable toxic effects and if toxicity would not be expected based upon data from structurally related substances, then a study using a higher dose may not be considered necessary.
Jos kokeessa ei vähintään 1000 mg/kg/vrk:n annostasolla tässä tutkimuksessa kuvatuilla toimenpiteillä todeta havaittavia toksisia vaikutuksia ja jos toksisuutta ei ole odotettavissa rakenteellisesti samantyyppisistä aineista olevien tietojen perusteella, tutkimusta suuremmalla annoksella ei pidetä tarpeellisena.
The limit test applies except when expected human exposure indicates the need for a higher dose level to be used.
Raja-annoskoe voidaan tehdä paitsi silloin kun odotettavissa oleva altistus ihmisellä viittaa tarpeeseen käyttää korkeampaa annostasoa.
All the animals should be observed at least daily during the exposure period and 14 days after, unless scheduled necropsy.
Kaikkia eläimiä tulee havainnoida vähintään kerran päivässä altistusaikana ja 14 päivän ajan sen jälkeen, lukuun ottamatta eläimiä, joille aiotaan tehdä ruumiinavaus.
Animals are dosed with the test substance on seven days per week for a period of 28 days.
Eläimille annetaan testiainetta seitsemänä päivänä viikossa 28 päivän ajan.
Observations should start immediately after treatment begins.
Havainnoinnin tulee alkaa heti käsittelyn alettua.
All hens should be carefully observed at least once daily on each of the 28 days of treatment, and for 14 days after dosing or until scheduled kill.
Kaikkia kanoja tulee havainnoida tarkoin vähintään kerran päivässä kunakin 28 käsittelypäivänä ja 14 päivän ajan annostelun päätyttyä tai siihen asti kunnes eläin aiotaan lopettaa.
All signs of toxicity should be recorded including their time of onset, type, severity and duration.
Kaikki toksisuusoireet tulee kirjata muistiin, mukaan lukien niiden alkamisajankohta, tyyppi, voimakkuus ja kesto.
Observations should include, but not be limited to, behavioural abnormalities.
Havaintoihin tulee sisältyä muun muassa käyttäytymispoikkeavuudet.
At least twice a week the hens should be taken outside the cages and subjected to a period of forced motor activity, such as ladder climbing, in order to facilitate the observation of minimal toxic effects.
Kanat on päästettävä häkistä vähintään kahdesti viikossa ja pakotettava joksikin aikaa liikkumaan, kuten kiipeämään tikkaita, vähäisten toksisten vaikutusten havainnoinnin helpottamiseksi.
Moribund animals in severe distress or pain should be removed when noticed, humanely killed and necropsied.
Kuolemaisillaan olevat ja voimakasta kärsimystä tai kipua osoittavat eläimet tulee poistaa heti kun niiden tila huomataan ja lopettaa humaanilla tavalla ja niille tulee tehdä ruumiinavaus.
All hens should be weighed just prior to the first administration of the test substance and at least once a week thereafter.
Kaikki kanat on punnittava juuri ennen testiaineen ensimmäistä annostelua ja vähintään kerran viikossa sen jälkeen.
Six hens randomly selected from each of the treatment and vehicle control groups should be killed within a few days after the last dose, and the brain and lumbar spinal cord prepared and assayed for neuropathy target esterase (NTE) inhibition activity.
Kuusi satunnaisesti kustakin käsittelyä saavasta koeryhmästä ja vehikkeliä saavasta verrokkiryhmästä valittua kanaa lopetetaan muutaman päivän kuluttua viimeisen annoksen antamisesta ja niiden aivoista ja lannerangasta tehtyjä preparaatteja arvioidaan neuropatian kohde-esteraasin (NTE) estovaikutuksen osalta.
In addition, it may also be useful to prepare and assay sciatic nerve tissue for neuropathy target esterase (NTE) inhibition activity.
Lisäksi voi olla hyödyllistä tehdä preparaatti lonkkahermokudoksesta neuropatian kohde-esteraasin (NTE) estovaikutuksen arvioimiseksi.
Normally, three birds of the control and each treatment group are killed after 24 hours and three at 48 hours after the last dose.
Tavallisesti kolme lintua sekä verrokki- että kustakin koeryhmästä lopetetaan 24 tunnin kuluttua ja toiset kolme 48 tunnin kuluttua viimeisestä annoksesta laskettuna.
If data from the acute study or other studies (e.g. toxicokinetics) indicate that other times of killing after final dosing are preferable then these times should be used and the rationale documented.
Jos tiedot akuutista tutkimuksesta tai muista tutkimuksista (esim. toksikokinetiikka) viittaavat siihen, että eläimet tulisi mieluiten lopettaa joinakin muina ajankohtina viimeisen annostelun jälkeen, tulisi näitä aikoja noudattaa ja perustelut dokumentoida.
Sections should include cerebellum (mid longitudinal level), medulla oblongata, spinal cord and peripheral nerves.
Sektiot tulee ottaa pikkuaivoista (keskellä kulkeva pitkittäistaso), ydinjatkeesta, selkäytimestä ja ääreishermoista.
Initially, microscopic examination should be carried out on the preserved tissues of all animals in the control and high dose group.
Ensin tehdään mikroskooppitutkimukset verrokki- ja suuriannoksisen ryhmän eläinten säilytetyille kudoksille.
When there is evidence of effects in the high dose group, microscopic examination should also be carried out in hens from the intermediate and low dose groups.
Kun vaikutuksista suuriannoksisessa ryhmässä on näyttöä, tehdään mikroskooppitutkimukset myös keskisuurten ja pienen annoksen ryhmissä.
The findings of this study should be evaluated in terms of the incidence, severity, and correlation of behavioural, biochemical and histopathological effects and any other observed effects in each of the treated and control groups.
Tämän tutkimuksen tuloksia tulee arvioida käyttäytymis-, biokemiallisten ja histopatologisten vaikutusten esiintyvyyden, vaikeusasteen ja korrelaation perusteella ja kussakin koe- ja verrokkiryhmässä havaittujen muiden vaikutusten suhteen.
rationale for choosing other times for biochemical determination, if other than 24 and 48 h.
perustelut biokemiallisten määritysten ajankohtien muuttamisesta muuksi kuin 24 ja 48 tuntia viimeisestä annostelusta.
toxic response data by dose level, including mortality,
toksinen vaste annostasoittain, mukaan lukien kuolleisuus,
no-observed adverse effect level,
haitaton vaikutustaso (NOAEL),
This method is analogous to OECD TG 419.
Tämä menetelmä on analoginen OECD RG 419:n kanssa.
This method is a replicate of the OECD TG 486, Unscheduled DNA Synthesis (UDS) Test with Mammalian Liver Cells In Vivo (1997).
Tämä menetelmä on sama kuin OECD TG 486, Unscheduled DNA Synthesis (UDS) Test with Mammalian Liver Cells In Vivo (1997).
The purpose of the unscheduled DNA Synthesis (UDS) test with mammalian liver cells in vivo is to identify test substances that induce DNA repair in liver cells of treated animals (see 1,2,3,4).
Nisäkkäiden maksasoluilla in vivo tehtävän UDS-testin (unscheduled DNA Synthesis (UDS) test) tarkoituksena on tunnistaa tutkittavat aineet, jotka aiheuttavat DNA:n korjautumista altistettujen eläinten maksasoluissa (1) (2) (3) (4).
This in vivo test provides a method for investigating genotoxic effects of chemicals in the liver.
Tällä in vivo -testillä voidaan tutkia kemiallisten aineiden genotoksisia vaikutuksia maksassa.
The end-point measured is indicative of DNA damage and subsequent repair in liver cells.
Mitattava tulostapahtuma ilmaisee DNA-vaurion ja sen myöhemmän korjautumisen maksasoluissa.
The liver is usually the major site of metabolism of absorbed compounds.
Elimistöön imeytyvät kemialliset aineet metaboloituvat yleensä pääasiassa maksassa.
It is thus an appropriate site to measure DNA damage in vivo.
Se soveltuu siten hyvin DNA-vaurioiden mittaamiseen in vivo.
If there is evidence that the test substance will not reach the target tissue, it is not appropriate to use this test.
Jos on saatu viitteitä siitä, että tutkittava aine ei pääse kohdekudokseen, tätä testiä ei pidä käyttää.
The end-point of unscheduled DNA synthesis (UDS) is measured by determining the uptake of labelled nucleosides in cells that are not undergoing scheduled (S-phase) DNA synthesis.
Lopputapahtuma, S-vaiheen ulkopuolinen DNA-synteesi (unscheduled DNA-synthesis), mitataan määrittämällä radioaktiivisesti merkittyjen nukleosidien inkorporoitumista DNA:han solunjakautumissyklin S-vaiheen ulkopuolella.
The most widely used technique is the determination of the uptake of tritium-labelled thymidine (3H-TdR) by autoradiography.
Yleisimmin käytetty menetelmä on tritiumilla merkityn tymidiinin (3H-TdR) inkorporoitumisen määrittäminen autoradiografisesti.
Rat livers are preferably used for in vivo UDS tests.
In vivo UDS-testeissä käytetään pääasiassa rotan maksaa.
Tissues other than the livers may be used, but are not the subject of this method.
Myös muita kudoksia kuin maksaa voidaan käyttää, mutta niitä ei kuvata tämän menetelmän yhteydessä.
The detection of a UDS response is dependent on the number of DNA bases excised and replaced at the site of the damage.
UDS-vasteen toteaminen riippuu irtileikkautuneiden ja korvautuneiden DNA-segmenttien lukumäärästä vauriokohdassa.
Therefore, the UDS test is particularly valuable to detect substance-induced ‘longpatch repair’ (20-30 bases).
UDS-testi on sen vuoksi erityisen arvokas kemiallisten aineiden aiheuttamien ’pitkien DNA-pätkien korjautumisten’ (’longpatch repair’) (20–30 emästä) toteamisessa.
In contrast, ‘shortpatch repair’ (1-3 bases) is detected with much lower sensitivity.
Testin herkkyys on sen sijaan huomattavasti heikompi ’lyhyiden pätkien korjautumisen’ (’shortpatch repair’) (1–3 emästä) toteamisessa.
Furthermore, mutagenic events may result because of non-repair, misrepair or misreplication of DNA lesions.
Mutageenisia muutoksia saattaa lisäksi syntyä DNA-vaurioiden korjautumattomuuden, korjautumisvirheiden tai kahdentumisvirheiden seurauksena.
The extent of the UDS response gives no indication of the fidelity of the repair process.
UDS-vasteen laajuus ei anna viitteitä korjausprosessien luotettavuudesta.
In addition, it is possible that a mutagen reacts with DNA but the DNA damage is not repaired via an excision repair process.
On myös mahdollista, että mutageeni reagoi DNA:n kanssa mutta DNA-vaurio ei korjaudu leikkautumiskorjautumisprosessin kautta.
The lack of specific information on mutagenic activity provided by the UDS test is compensated for by the potential sensitivity of this endpoint because it is measured in the whole genome.
Koska tämä lopputapahtuma mitataan koko genomista, sen potentiaalinen herkkyys kompensoi sitä, ettei UDS-testi tuota spesifistä tietoa tutkittavan aineen mutageenisesta aktiivisuudesta.
Cells in repair: a net nuclear grain (NNG) higher than a preset value, to be justified at the laboratory conducting the test.
Korjautuvat solut: jyvästen nettomäärä tumissa eli NNG-arvo on suurempi kuin etukäteen asetettu arvo, joka on määriteltävä testin suorittavassa laboratoriossa.
Net nuclear grains (NNG): quantitative measure for UDS activity of cells in autoradiographic UDS tests, calculated by subtracting the average number of cytoplasmic grains in nucleus-equivalent cytoplasmic areas (CG) from the number of nuclear grains (NG): NNG = NG - CG.
NNG-arvo (net nuclear grains): solujen UDS-aktiivisuuden kvantitatiivinen mitta autoradiografialla tehdyissä UDS-testeissä laskettuna siten, että sytoplasmisten jyvästen keskimääräinen lukumäärä tumaa vastaavilla sytoplasma-alueilla (CG) vähennetään tumissa havaittavien jyvästen (NG) lukumäärästä (NG): NNG = NG — CG.
NNG counts are calculated for individual cells and then pooled for cells in a culture, in parallel cultures, etc.
NNG-määrät lasketaan yksittäisistä soluista, minkä jälkeen luvut yhdistetään saman viljelmän solujen osalta, rinnakkaisviljelmien solujen osalta jne.
Unscheduled DNA Synthesis (UDS): DNA repair synthesis after excision and removal of a stretch of DNA containing a region of damage induced by chemical substances or physical agents.
UDS (Unscheduled DNA Synthesis): DNA:n korjautumissynteesi sen jälkeen, kun kemiallisten aineiden tai fysikaalisten tekijöiden aiheuttaman vaurion alueen sisältävä DNA-jakso on leikkautunut irti ja poistunut kromosomista.
The UDS test with mammalian liver cells in vivo indicates DNA repair synthesis after excision and removal of a stretch of DNA containing a region of damage induced by chemical substances or physical agents.
UDS-testi nisäkkään maksasoluilla in vivo osoittaa DNA korjautumissynteesin sen jälkeen, kun kemiallisten aineiden tai fysikaalisten tekijöiden aiheuttaman vaurion alueen sisältävä DNA-jakso on leikkautunut irti ja poistunut kromosomista.
The test is usually based on the incorporation of 3H-TdR into the DNA of liver cells which have a low frequency of cells in the S-phase of the cell cycle.
Testi perustuu yleensä 3H-TdR:n inkorporoitumiseen solujen DNA:han maksassa, jossa on yleensä vain vähän solusyklin S-vaiheessa olevia soluja.
The uptake of 3H-TdR is usually determined by autoradiography, since this technique is not as susceptible to interference from S-phrase cells as, for example, liquid scintillation counting.
3H-TdR:n inkorporoituminen määritetään yleensä autoradiografisesti, sillä tämä tekniikka ei ole herkkä S-vaiheessa oleville soluille kuten esimerkiksi nestetuikelaskenta.
Rats are commonly used, although any appropriate mammalian species may be used.
Yleisesti käytetty eläinlaji on rotta, mutta myös muita soveltuvia nisäkäslajeja voidaan käyttää.
At the commencement of the study the weight variation of animals should be minimal and not exceed ± 20 % of the mean weight for each sex.
Testin alkaessa eläinten painon vaihtelun on oltava minimaalista, enintään ± 20 % kummankin sukupuolen keskipainosta.
Positive controls should be substances known to produce UDS when administered at exposure levels expected to give a detectable increase over background.
Positiivisten kontrolliaineiden on oltava aineita, joiden tiedetään aiheuttavan UDS-reaktion, kun niitä annetaan pitoisuuksina, joiden odotetaan aiheuttavan havaittavaa lisääntymistä taustaan verrattuna.
Positive controls needing metabolic activation should be used at doses eliciting a moderate response (4).
Metabolista aktivaatiota vaativia positiivisia kontrolliaineita on käytettävä annoksina, jotka aiheuttavat kohtalaisen vasteen (4).
The doses may be chosen so that the effects are clear but do not immediately reveal the identity of the coded slides to the reader.
Annokset on valittava siten, että vaikutukset ovat selvät mutta eivät heti paljasta lukijalle koodattujen objektilasien identiteettiä.
Sampling Times
Näytteidenottoajat
Early sampling times (2-4 hours)
Varhaiset näytteidenottoajat (2–4 tuntia)
Late sampling times (12-16 hours)
Myöhäiset näytteidenottoajat (12–16 tuntia)
N-2-Fluorenylacetamide (2-AAF)
N-2-fluorenyyliasetamidi (2-AAF)
It is acceptable that the positive control should be administered by a route different from the test substance.
Positiiviset kontrolliaineet voidaan antaa myös muuta reittiä pitkin kuin testattava aine.
An adequate number of animals should be used, to take account of natural biological variation in test response.
Koe-eläinten määrän on oltava riittävä testivasteen luonnollinen biologinen vaihtelu huomioon ottaen.
The number of animals should be at least three analysable animals per group.
Analysoitavissa olevia eläimiä on oltava vähintään kolme ryhmää kohti.
Where a significant historical database has been accumulated, only one or two animals are required for the concurrent negative and positive control groups.
Mikäli merkittävä tietokanta on kerätty jo aikaisemmin, rinnakkaisiin negatiivisiin ja positiivisiin kontrolliryhmiin tarvitaan vain yksi tai kaksi eläintä.
If at the time of the study there are data available from studies in the same species and using the same route of exposure that demonstrate that there are no substantial differences in toxicity between sexes, then testing in a single sex, preferably males, will be sufficient.
Vain toista sukupuolta, mieluiten uroksia, voidaan käyttää, mikäli tutkimusajankohtana on käytettävissä samalla eläinlajilla ja samalla altistustavalla tehtyjä tutkimuksia, joiden tulokset osoittavat, ettei myrkkyvaikutuksessa ole huomattavia eroja sukupuolten välillä.
Test substances are generally administered as a single treatment.
Tutkittavia aineita annetaan yleensä yhtenä altistuksena.
Normally, at least two dose levels are used.
Normaalisti käytetään vähintään kahta annostasoa.
In general, the lower dose should be 50 % to 25 % of the high dose.
Pienemmän annoksen pitäisi yleensä olla 50–25 % suuresta annoksesta.
If a range finding study is performed because there are no suitable data available, it should be performed in the same laboratory, using the same species, strain, sex, and treatment regimen to be used in the main study.
Jos tehdään annoksenmääritystutkimus, koska soveltuvia tietoja ei ole käytettävissä, se on tehtävä samassa laboratoriossa käyttäen samaa lajia, samaa kantaa, samaa sukupuolta olevia eläimiä ja samaa annosteluohjelmaa kuin päätutkimuksessa on tarkoitus käyttää.
The highest dose may also be defined as a dose that produces some indication of toxicity in the liver (e.g. pyknotic nuclei).
Suurin annos voidaan määritellä myös annokseksi, joka aiheuttaa joitakin myrkyllisyyteen viittaavia muutoksia maksassa (esim. pyknoottisia tumia).
If a test at one dose level of at least 2000 mg/kg body weight, applied in a single treatment, or in two treatments on the same day, produces no observable toxic effects, and if genotoxicity would not be expected, based upon data from structurally related substances, then a full study may not be necessary.
Ellei havaittavia myrkkyvaikutuksia esiinny testattaessa yhtä annostasoa, joka on vähintään 2000 mg/kg (eläimen painokiloa kohti) ja joka annetaan kerta-annoksena tai kahtena annoksena saman päivän aikana, ja ellei genotoksisuutta ole odotettavissa kemialliselta rakenteeltaan samanlaisilla aineilla saatujen tutkimustulosten perusteella, täydellinen tutkimus ei ehkä ole välttämätön.
The test substance is usually administered by gavage using a stomach tube or a suitable intubation cannula.
Tutkittava aine annetaan yleensä ruokintaletkulla tai sopivalla intubaatiokanyylillä.
However, the intraperitoneal route is not recommended as it could expose the liver directly to the test substance rather than via the circulatory system.
Vatsaontelonsisäistä annostelua ei kuitenkaan suositella, koska maksa saattaisi tällöin altistua tutkittavalle aineelle suoraan eikä verenkierron kautta.
Preparation of liver cells
Maksasolujen preparointi
Liver cell are prepared from treated animals normally 12-16 hours after dosing.
Maksasolut preparoidaan tutkittavalle aineelle altistetuista eläimistä yleensä 12–16 tunnin kuluttua annostelusta.
An additional earlier sampling time (normally two to four hours post-treatment) is generally necessary unless there is a clear positive response at 12-16 hours.
Ylimääräinen varhaisempi näytteenottoajankohta (yleensä 2–4 tunnin kuluttua altistuksesta) on yleensä tarpeen, ellei selvää positiivista vastetta havaita 12–16 tunnin kuluttua.
However, alternative sampling times may be used when justified on the basis of toxicokinetic data.
Myös muut näytteidenottoajankohdat ovat kuitenkin mahdollisia, mikäli ne voidaan perustella toksikokineettisten tutkimustulosten perusteella.
Short-term cultures of mammalian liver cells are usually established by perfusing the liver in situ with collagenase and allowing freshly dissociated liver cells to attach themselves to a suitable surface.
Lyhytaikaisviljelmät nisäkkäiden maksasoluista perustetaan yleensä siten, että maksaa perfusoidaan kollagenaasilla in situ ja tuoreiden irronneiden maksasolujen annetaan kiinnittyä sopivaan pintaan.
Liver cells from negative control animals should have a viability (5) of at least 50 %.
Negatiivisista kontrollieläimistä kerättyjen maksasolujen elinkykyisyyden (5) pitäisi olla vähintään 50 prosenttia.
Determination of UDS
UDS:n määrittäminen
Freshly isolated mammalian liver cells are incubated usually with medium containing 3H-TdR for an appropriate length of time, e.g. 3-8 hours.
Hiljattain eristettyjä nisäkkäiden maksasoluja inkuboidaan yleensä 3H-TdR:ää sisältävässä kasvatusväliaineessa sopivan pituinen aika, esim. 3–8 tuntia.
At the end of the incubation period, medium should be removed from the cells, which may then be incubated with medium containing excess unlabelled thymidine to diminish unincorporated radioactivity (‘cold chase’).
Inkubaatioajan päätyttyä kasvatusväliaine erotetaan soluista, minkä jälkeen soluja voidaan inkuboida kasvatusväliaineessa, joka sisältää ylimääräistä merkitsemätöntä tymidiiniä inkorporoitumattoman radioaktiivisuuden vähentämiseksi.
The cells are then rinsed, fixed and dried.
Tämän jälkeen solut huuhdellaan, fiksoidaan ja kuivataan.
For more prolonged incubation times, cold chase may not be necessary.
Pitempiä inkubaatioaikoja käytettäessä käsittely merkitsemättömällä tymidiinillä ei ehkä ole tarpeen.