natgillin/translations-raw huggingface dataset:
In semi-static tests, it is recommended that dissolved oxygen be measured more frequently, preferably before and after each water renewal or at least once at week. pH should be measured at the beginning and end of each water renewal in semi-static test and at least weekly in flow-through tests.
Suositellaan, että puolistaattisissa testeissä liuennut happi mitataan useammin, mieluiten ennen kutakin veden vaihtoa ja sen jälkeen tai vähintään kerran viikossa. pH olisi mitattava kunkin vedenvaihdon alussa ja lopussa puolistaattisissa testeissä ja vähintään viikoittain läpivirtaustesteissä.
Hardness should be measured once each test.
Kovuus olisi mitattava kerran testin aikana.
Temperature should be measured daily and it should preferably be monitored continuously in at least one test vessel.
Lämpötila olisi mitattava päivittäin, ja sitä olisi mielellään seurattava jatkuvasti vähintään yhdessä testiastiassa.
Stage of embryonic development
Alkiokehityksen vaiheet
The embryonic stage (i.e. gastrula stage) at the beginning of exposure to the test substance should be verified as precisely as possible.
Alkiokehitysvaihe altistuksen alussa (ts. gastrulaatiovaihe) olisi varmistettava mahdollisimman tarkasti.
This can be done using a representative sample of eggs suitably preserved and cleared.
Siinä voidaan käyttää sopivasti säilytettyä ja kirkastettua edustavaa näytettä munista.
The literature may also be consulted for the description and illustration of embryonic stages (2)(5)(10)(11).
Kuvauksia ja kuvia alkiokehitykscn vaiheista löytyy kirjallisuudesta (2) (5) (10) (11).
Hatching and survival
Kuoriutuminen ja eloonjääminen
Observations on hatching and survival should be made at least once daily and numbers recorded.
Kuoriutumisesta ja eloonjäämisestä olisi tehtävä havaintoja vähintään kerran päivässä, ja yksilöiden lukumäärät on kirjattava.
It may be desirable to make more frequent observations at the beginning of the test (e.g. each 30 minutes during the first three hours), since in some cases, survival times can be more relevant than only the number of deaths (e.g. when there are acute toxic effects).
Voi olla toivottavaa tehdä havaintoja tiheämmin testin alussa (esim. 30 minuutin välein kolmen ensimmäisen tunnin aikana), koska joissakin tapauksissa elossapysymisaika voi olla merkityksellisempi kuin kuolemantapauksien lukumäärä (esim. silloin kun on välittömiä myrkkyvaikutuksia).
Dead embryos and larvae should be removed as soon as observed since they can decompose rapidly.
Kuolleet alkiot ja toukat olisi poistettava heti, kun ne havaitaan, koska ne voivat hajota nopeasti.
Extreme care should be taken when removing dead individuals not to knock or physically damage adjacent eggs/larvae, these being extremely delicate and sensitive.
Kuolleita yksilöitä poistettaessa on oltava erittäin varovainen, ettei vieressä olevia munia tai toukkia kosketa tai vahingoiteta fyysisesti, sillä ne ovat hyvin herkkiä ja hauraita.
Criteria for death vary according to life stage:
Kuolemantapaukset todetaan eri kehitysvaiheessa eri tavoin:
for eggs: particularly in the early stages, a marked loss of translucency and change in colouration, caused by coagulation and/or precipitation of protein, leading to a white opaque appearance,
munat: erityisesti varhaisvaiheissa läpikuultavuus vähenee ja väri muuttuu, mikä johtuu valkuaisaineiden hyytymisestä ja/tai saostumisesta, josta on seurauksena valkoinen väri ja läpinäkymättömyys,
for embryos: absence of body movement and/or absence of heart beat and/or opaque discoloration in species whose embryos are normally translucent,
alkiot: vartalo ei liiku ja/tai sydän ei lyö ja/tai läpinäkymättömyys tai värinmuutos sellaisessa lajissa, jonka alkiot ovat normaalisti läpikuultavia,
for larvae: immobility and/or absence of respiratory movement and/or absence of heart-beat and/or white opaque colouration of central nervous system and/or lack of reaction mechanical stimulus.
toukat: toukat eivät liiku ja/tai niiden hengitysliikkeet puuttuvat ja/tai sydän ei lyö ja/tai keskushermosto on valkoinen ja läpinäkymätön ja/tai toukka ei reagoi mekaanisiin ärsykkeisiin.
Abnormal appearance
Epänormaali ulkonäkö
The number of larvae showing abnormality of body form and/or pigmentation, and the stage of yolk-sac absorption, should be recorded at adequate intervals depending on the duration of the test and the nature of the abnormality described.
Sellaisten toukkien, joiden ruumiinmuodossa havaitaan epänormaalisuutta ja/tai pigmentaatiota, lukumäärä, sekä ruskuaispussin absorptioaste olisi kirjattava määräajoin testin kestosta ja kuvatun epänormaalisuuden laadusta riippuen.
It should be noted that abnormal embryos and larvae occur naturally and can be of the order of several per cent in the control(s) in some species.
Huomattakoon, että epänormaaleja alkioita ja toukkia esiintyy luonnollisesti, ja niiden määrä voi olla useita prosentteja kontroll(e)issa joissakin lajeissa.
Abnormal animals should only be removed from the test vessels on death.
Epänormaalit eläimet olisi vain poistettava testiastioista, kun ne kuolevat.
Abnormal behaviour
Epänormaali käyttäytyminen
Abnormalities, e.g. hyperventilation, uncoordinated swimming, and atypical quiescence should be recorded at adequate intervals depending on the duration of the test.
Epänormaali käyttäytyminen, esimerkiksi hyperventilaatio, koordinoimaton uinti ja epätyypillinen liikkumattomuus, olisi kirjattava sopivin väliajoin testin aikana.
These effects, although difficult to quantify, can, when observed, aid in the interpretation of mortality data, i.e. provide information on the mode of toxic action of the substance.
Vaikka tällaisia vaikutuksia on vaikea kvantifioida, niiden havainnoiminen voi auttaa kuolleisuusdatan tulkinnassa, ts. niistä voi saada tietoa aineen myrkkyvaikutuksen laadusta.
At the end of the test, measurement of individual lengths is recommended; standard, fork or total length may be used.
Suositellaan, että testin lopussa mitataan yksilöiden pituus. Voidaan käyttää vakio-, lovi- tai kokonaispituutta.
If however, caudal fin rot or fin erosion occurs, standard lengths should be used.
Jos pyrstöevä tai muut evät ovat syöpyneet, on käytettävä vakiopituutta.
Generally, in a well-run test, the coefficient of variation for length among replicates in the controls should be ≤ 20 %.
Hyvin tehdyssä testissä kontrollirinnakkaisten pituuden vaihtelukerroin saisi olla enintään 20 %.
Weight
Paino Testin lopussa voidaan punnita yksittäiset eläimet.
These observations will result in some or all of the following data being available for statistical analysis:
Näistä havainnoista saadaan tietoja seuraaviin tilastollisiin analyyseihin:
cumulative mortality,
kertyvä kuolleisuus,
numbers of healthy larvae at end of test,
terveiden toukkien lukumäärä testin lopussa,
time to start of hatching and end of hatching (i.e. 90 % hatching in each replicate),
aika kuoriutumisvaiheen alkuun ja loppuun (ts. kun 90 % kuoriutunut kussakin rinnakkaisnäytteessä),
numbers of larvae hatching each day,
kunakin päivänä kuoriutuneiden toukkien lukumäärä,
length (and weight) of surviving animals at end of the test,
elossa olevien eläinten pituus (ja paino) testin lopussa,
numbers of larvae that are deformed or of abnormal appearance,
epämuodostuneiden tai epätavalliselta näyttävien toukkien lukumäärä,
numbers of larvae exhibiting abnormal behaviour.
epätavallisesti käyttäytyvien toukkien lukumäärä.
If LOEC/NOECs are to be estimated, it will be necessary for variations to be analysed within each set of replicates using analysis of variance (ANOVA) or contingency table procedures.
Jos on tarkoitus arvioida LOEC/NOEC, on variaatiot analysoitava kussakin rinnakkaisten joukossa varianssianalyysillä (ANOVA) tai kontingenssitaulukkomenetelmillä.
In order to make a multiple comparison between the results at the individual concentrations and those for the controls, Dunnett's method may be found useful (12)(13).
Jos halutaan tehdä yhteisvertailu yksittäisten pitoisuuksien ja kontrollien välillä, Dunnettin menetelmästä voi olla hyötyä (12) (13).
Other useful examples are also available (14)(15).
Muitakin hyviä esimerkkejä on saatavilla (14) (15).
The size of the effect detectable using ANOVA or other procedures (i.e. the power of the test) should be calculated and reported.
ANOVAA tai muita menetelmiä käyttämällä saatujen vaikutusten suuruus (ts. testin suorituskyky) olisi laskettava ja ilmoitettava.
It should be noted that not all the observations listed in Section 1.7.5.6 are suitable for statistical analysis using ANOVA.
On huomattava, etteivät kaikki kohdassa 1.7.5.6 luetellut havainnot sovellu ANOVA-analyysiin.
For example, cumulative mortality and numbers of healthy larvae at the end of the test could be analysed using probit methods.
Esimerkiksi kertyvä kuolleisuus ja testin lopussa elossa olevien toukkien määrät voitaisiin analysoida probittimenetelmillä.
If LC/ECxs are to be estimated, (a) suitable curve(s), such as the logistic curve, should be fitted to the data of interest using a statistical method such as least squares or non-linear least squares.
Jos on tarkoitus arvioida LC/ECX, olisi sovitettava sopiva(t) käyrä(t), kuten logistinen käyrä, kyseessä oleviin mittaustietoihin käyttäen jotakin tilastomenetelmää, kuten pienimmän neliösumman menetelmää tai epälineaarista pienimmän neliösumman menetelmää.
The curve(s) should be parameterised so that the LC/ECx of interest and its standard error can be estimated directly.
Käyrissä on käytettävä sellaisia muuttujia, että haluttu LC/ECx ja sen vakiopoikkeama voidaan estimoida suoraan. Se helpottaa suuresti luottamusrajojen laskemista LC/ECx:lle.
This will greatly ease the calculation of the confidence limits around the LC/ECx.
Sovitusmenetelmän olisi oltava sellainen, että sen avulla voitaisiin arvioida sovituksen onnistumisen (tai sen puutteen) merkitsevyys.
The fitting procedure should preferably provide a means for assessing the significance of the lack of fit.
Sovitusmenetelmän pitäisi mielellään olla sellainen, että voidaan arvioida sovituksen onnistumisen (tai sen puutteen) merkitsevyys.
Graphical methods for fitting curves can be used.
Käyrien sovittamiseen voidaan käyttää graafisia menetelmiä.
Regression analysis is suitable for all observations listed in Section 1.7.5.6.
Regressioanalvysi soveltuu kaikkiin kohdassa 1.7.5.6 mainittuihin havaintoihin.
The results should be interpreted with caution where measured toxicant concentrations in test solutions occur at levels near the detection limit of the analytical method.
Tulosten tulkinnassa on oltava varovainen, jos testiliuoksista mitatut myrkyllisen aineen pitoisuudet ovat lähellä määritysmenetelmän havaitsemisrajaa.
The interpretation of results for concentrations above the water solubility of the substance should also be made with care.
Myös aineen liukoisuustuloa suuremmilla pitoisuuksilla saatujen tulosten tulkinnassa on oltava varovainen.
THE TEST REPORT
TEST1SELOSTE
chemical identification data, including purity and analytical method for quantification of the tests substance where appropriate.
kemialliset tunnistetiedot, mukaan luettuna puhtaus, ja testiaineen kvantifiointiin käytettävä analyyttinen menetelmä (tarvittaessa).
scientific name, strain, numbers of parental fish (i.e. how many females were used for providing the required numbers of eggs in the test), source and method of collection of the fertilised eggs and subsequent handling.
tieteellinen nimi, kanta, siitoskalojen lukumäärä (ts. kuinka monta naarasta käytettiin testissä käytettyjen munien tuottamiseen), hedelmöityneiden munien toimittaja ja keräysmenetelmä sekä munien myöhempi käsittely.
test procedure used (e.g. semi-static or flow-through, time period from fertilisation to start the test, loading, etc),
käytetty testimenetelmätyyppi (esim. puolistaattinen tai läpivirtausmenetelmä, aika hedelmöitymisestä testin alkuun, testiastiaan lisättyjen emokalojen määrä),
photoperiod(s),
valoisa aika (valoisat aikajaksot),
test design (e.g. number of test chambers and replicates, number of embryos per replicate),
testin suunnittelu (esim. testiastioiden ja rinnakkaisten näytteiden lukumäärä, alkioiden määrä kussakin rinnakkaisastiassa),
the nominal test concentrations, the measured values, their means and their standard deviations in the test vessels and the method by which these were attained and, if the test substance is soluble in water at concentrations below those tested, evidence should be provided that the measurements refer to the concentrations of the test substance in solution,
nimelliset testipitoisuudet, mitatut arvot, niiden keskiarvot ja keskihajonnat testiastioissa, niiden laskemiseen käytetty menetelmä sekä näyttö siitä, että mittaukset on tehty liuoksessa olevasta testiaineesta, mikäli testiaine on vesiliukoinen testipitoisuuksia pienemmissä pitoisuuksissa,
dilution water characteristics: pH, hardness, temperature, dissolved oxygen concentration, residual chlorine levels (if measured), total organic carbon, suspended solids, salinity of the test medium (if measured) and any other measurements made,
laimennukseen käytetyn veden ominaisuudet: pH, kovuus, lämpötila, liuenneen hapen pitoisuus, jäännösklooripitoisuudet (jos ne on mitattu), orgaanisiin yhdisteisiin sitoutuneen hiilen kokonaismäärä, suspensiossa olevat kiinteät aineet, testiväliaineen suolapitoisuus (jos se on mitattu) ja muut mahdolliset mittaukset,
water quality within test vessels: pH, hardness, temperature and dissolved oxygen concentration.
testiastioissa olevan veden laatu: pH, kovuus, lämpötila ja liuenneen hapen pitoisuus.
results from any preliminary studies on the stability of the test substance,
mahdollisista alustavista kokeista saadut testiaineen stabiilisuutta koskevat tulokset,
evidence that controls met the overall survival acceptability standard of the test species (Appendices 2 and 3),
näyttö siitä, että kontrollit täyttivät yleiset testilajin elinkyvyn hyväksyttävyyttä koskevat vaatimukset (lisäykset 2 ja 3),
data on mortality/survival at embryo and larval stages and overall mortality/survival,
alkio- ja toukkavaiheen sekä yleistä kuolleisuutta/elinkykyä koskevat tulokset,
incidence and description of morphological abnormalities, if any,
pituus (ja paino), mahdollisten epämuodostumien ilmaantuvuus ja kuvaus,
incidence and description of behavioural effects, if any,
mahdollisten käyttäytymismuutosten ilmaantuvuus ja kuvaus,
statistical analysis and treatment of data,
tulosten tilastollinen analyysi ja käsittely,
for tests analysed using ANOVA, the lowest observed effect concentration (LOEC) at p=0,05 and the no observed effect concentration (NOEC) for each response assessed, including a description of the statistical procedures used and an indication of what size of effect could be detected,
ANOVALLA analysoiduille testeille LOEC (pienin havaittavan vaikutuksen aiheuttava pitoisuus) arvolla p = 0,05 ja NOEC (pitoisuus, joka ei aiheuta havaittavaa vaikutusta) kullekin arvioidulle vasteelle sekä käytettyjen tilastomenetelmien kuvaus ja ilmoitus havaitun vaikutuksen suuruudesta,
for tests analysed using regression techniques, the LC/ECx and confidence intervals and a graph of the fitted model used for its calculation,
regressiotekniikoilla arvioiduille testeille LC/ECx ja luottamusvälit sekä sen laskemiseen käytetyn sovitusmallin kuvaaja.
explanation for any deviation from this testing method.
selitys mahdollisiin poikkeamiin tästä testimenetelmästä.
Brungs W.A. and Jones B.R., (1977) Temperature Criteria for Freshwater Fish: Protocol and Procedures p. 128, Ecological Research Series EPA-600/3-77-061, Duluth, Minnesota.
Brungs W. A. and Jones B. R. (1977). Temperature Criteria for Freshwater Fish: Protocol and Procedures, p. 128, Ecological Research Series EPA-600/3-77-061, Duluth, Minnesota.
A Literature Review.
The Biology and Use of the Zebrafish (Brachydanio rerio) in Fisheries Research. A Literature Review.
Legault R. (1958) A Technique for Controlling the Time of Daily Spawning and Collecting Eggs of the Zebrafish, Brachydanio rerio (Hamilton-Buchanan) Copeia, 4, p. 328-330.
Legault R. (1958). A Technique for Controlling the Time of Daily Spawning and Collecting Eggs of the Zebrafish, Brachydanio rerio (Hamilton-Buchanan) Copeia, 4, pp. 328-330.
Environmental Toxicology and Chemistry, 6, p. 61-71.
Environmental Toxicology and Chemistry, 6, pp. 61-71.
Environmental Toxicology and Chemistry 4, p. 807-821.
Environmental Toxicology and Chemistry 4, pp. 807-821.
Van Leeuwen C.J., Espeldoorn A. and Mol F. (1986) Aquatic Toxicological Aspects of Dithiocarbamates and Related Compounds.
Van Leeuwen C. J., Espeldoom A. and Mol F. (1986). Aquatic Toxicological Aspects of Dithiocarbamates and Related Compounds.
Aquatic Toxicology, 9, p. 129-145.
Aquatic Toxicology, 9, pp. 129-145.
Dunnett C.W., (1955) A Multiple Comparisons Procedure for Comparing Several Treatments with Control.
Dunnett C. W. (1955). A Multiple Comparisons Procedure for Comparing Several Treatments with Control.
Aquatic Toxicology, 16, p. 321-334.
Aquatic Toxicology, 16, pp. 321-334.
Arch. of Environmental Contamination and Toxicology, 21, p. 126-134.
Arch. of Environmental Contamination and Toxicology, 21, pp. 126-134.
Meyer A., Bierman C.H. and Orti G., (1993) The phylogenetic position of the Zebrafish (Danio rerio), a model system in developmental biology — an invitation to the comperative methods.
Meyer A., Bierman C. H. and Orti G. (1993). The phylogenetic position of the Zebrafish (Danio rerio), a model system in developmental biology — an invitation to the comperative methods.
Royal Society of London, Series B, 252: 231-236.
Royal Society of London, Series B, 252: pp. 231-236.
Ghillebaert F., Chaillou C., Deschamps F. and Roubaud P., (1995) Toxic Effects, at Three pH Levels, of Two Reference Molecules on Common Carp Embryo.
Ghillebaert F., Chaillou C., Deschamps F. and Roubaud P. (1995). Toxic Effects, at Three pH Levels, of Two Reference Molecules on Common Carp Embryo.
Ecotoxicology and Environmental Safety 32, p. 19-28.
Ecotoxicology and Environmental Safety 32, pp. 19-28.
De Graeve G.M., Cooney J.D., McIntyre D.O., Poccocic T.L., Reichenbach N.G., Dean J.H. and Marcus M.D., (1991) Validity in the performance of the seven-day Fathead minnow (Pimephales promelas) larval survival and growth test: an intra- and interlaboratory study.
De Graeve G. M., Cooney J. D., McIntyre D. O., Poccocic T. L, Reichenbach N. G., Dean J. H. and Marcus M, D. (1991). Validity in the performance of the seven-day Fathead minnow (Pimephales promelas) larval survival and growth test: an intra- and interlaboratory study.
Hoar and D.J.
Hoar and D. J. Randall eds., Fish Physiology, Vol. XIA, Academic press, pp.
Table 1A
Taulukko 1 A
FRESHWATER
MAKEAN VEDEN KALAT
Rainbow trout (9)(16)
Kirjolohi (9) (16)
Zebrafish (7)(17)(18)
Seeprakala (7) (17) (18)
Common carp (8)(19)
Karppi (8) (19)
Japanese ricefish/Medaka (20)(21)
Medaka (20) (21)
Fathead minnow (8)(22)
Paksupäämutu (8) (22)
Table 1B
Taulukko 1 B
Examples of other well-documented species which have also been used
Esimerkkejä muista hyvin dokumentoiduista lajeista, joita on myös käytetty
SALTWATER
SUOLAISEN VEDEN KALAT
Tidewater silverside (23)(24)(25)
Tidewater silverside (23) (24) (25)
Sheepshead minnow (23)(24)(25)
Loistohammaskarppi (23) (24) (25)
GUIDANCE ON PERFORMANCE OF A TOXICITY TEST ON EMBRYOS AND SAC-FRY OF ZEBRAFISH (BRACHYDANIO RERIO)
OHJEITA SEEPRAKALAN (BRACHYDANIO RERIO) ALKIO- JA RUSKUAISPUSSIVAIHEEN POIKASILLA TEHTÄVÄN MYRKYLLISYYSTESTIN SUORITTAMISEKSI
The zebrafish originates from the Coromandel coast of India where it inhabits fast-flowing streams.
Seeprakala on peräisin Intian Coromandel-rannikolta, jossa se asuu voimakkaasti virtaavissa joissa.
It is a common aquarium fish of the carp family, and information about procedures for its care and culture can be found in standard reference books on tropical fish.
Se on yleinen karpinsukuinen akvaariokala, ja ohjeita sen hoidosta ja kasvatuksesta annetaan trooppisia kaloja koskevissa kirjoissa.
Its biology and use in fishery research have been reviewed by Laale (1).
Seepra-kalan biologiaa ja käyttöä kalatutkimuksessa on selostettu viitteessä Laale (1).
These stripes run into the caudal and anal fins.
Raidat päättyvät pyrstö- ja peräeviin.
The back is olive-green.
Selkä on oliivinvihreä.
Males are slimmer than females.
Koiraat ovat naaraita hoikempia.
Females are more silvery and the abdomen is distended, particularly prior to spawning.
Naarailla on voimakkaampi hopeanväri kuin koirailla ja niiden vatsa on isompi, erityisesti ennen mätimunien laskua.
Adult fishes are able to tolerate large fluctuations in temperature, pH and hardness.
Aikuiset kalat sietävät suuria lämpötilan, pH:n ja veden kovuuden vaihteluja.
However, in order to get healthy fish which produce eggs of good quality, optimal conditions should be provided.
Jotta kalat olisivat terveitä ja tuottaisivat hyvälaatuisia munia, niille on kuitenkin tarjottava hyvät elinolot.
During spawning the male pursues and butts the female, and as the eggs are expelled they are fertilised.
Parittelun yhteydessä koiras jahtaa ja puskee naarasta, ja mätimunat hedelmöittyvät, kun naaras laskee munat.
The eggs, which are transparent and non-adhesive, fall to the bottom where they may be eaten by the parents.
Munat ovat läpikuultavia ja liukkaita ja vajoavat pohjaan. Aikuiset kalat voivat syödä niitä.
Spawning is influenced by light.
Valo vaikuttaa paritteluun.
If the morning light is adequate, the fish usually spawns in the early hours following daybreak.
Jos aamuvalo on riittävä, seeprakala parittelee yleensä aamunkoiton jälkeisinä tunteina.
A female can produce batches of several hundreds of eggs at weekly intervals.
Naaras voi tuottaa useita satoja munia viikon välein.
CONDITIONS OF PARENTAL FISH, REPRODUCTION AND EARLY-LIFE STAGES
EMOKALAT, LISÄÄNTYMINEN JA VARHAISET KEHITYSVAIHEET
Select a suitable number of healthy fish and keep these in suitable water (e.g. Annex 4) for at least two weeks prior to the intended spawning.
Valitaan sopiva määrä terveitä kaloja ja pidetään niitä sopivanlaatuisessa vedessä (esim. lisäys 4) vähintään 2 viikkoa ennen aiottua parittelua.
The group of fish should be allowed to breed at least once before producing the batch of eggs used in the test.
Kalaryhmän pitäisi antaa paritella vähintään kerran ennen kuin tuotetaan testiä varten tarkoitettu munaerä.
The density of fish during this period should not exceed 1 gram of fish per litre.
Kalojen määrä tänä aikana saisi olla enintään 1 gramma kalaa litrassa.
Regular changes of water or the use of purification systems will enable the density to be higher.
Kalojen määrä voi olla suurempi, jos vesi vaihdetaan säännöllisesti tai käytetään puhdistusjärjestelmää.
The temperature in the holding tanks should be maintained at 25 ± 2 oC.
Kasvatustankkien lämpötilan olisi oltava 25 ± 2 oC.
Eight females and 16 males are placed in a tank containing 50 litres of dilution water, shielded from direct light and left as undisturbed as possible for at least 48 hours.
Kahdeksan naarasta ja 16 koirasta pannaan tankkiin, jossa on 50 litraa laimennusvettä ja joka on suojattu suoralta auringonvalolta. Tankin annetaan olla mahdollisimman häiriöttä vähintään 48 tuntia.
A spawning tray is placed at the bottom of the aquarium in the afternoon the day before start of the test. The spawning tray consists of a frame (plexi-glass or other suitable material), 5-7 cm high with a 2-5 mm coarse net attached at the top and a 10-30 μm fine net at the bottom.
Testiä edeltävänä päivänä iltapäivällä akvaarion pohjalle asetetaan parittelutarjotin, jossa on 5–7 cm korkea kehys (pleksilasia tai muuta sopivaa materiaalia), 2–5 mm:n isoreikäinen verkko yläosassa ja 10–30 μm:n hieno verkko pohjassa.
A number of ‘spawning-trees’, consisting of untwisted nylon rope, are attached to the coarse net of the frame.
Kehyksen isoreikäiseen verkkoon kiinnitetään useita auki kierretystä nailonnarusta tehtyjä ”parittelupuita”.
The spawning tray will prevent the fish from eating the eggs and at the same time permit an easy collection of the eggs.
Tarjotin estää kaloja syömästä munia, ja samalla munat on helppo kerätä siitä.