natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Data should be presented in tabular form and may take a variety of forms according to the assay being used e.g. plate counts, positive plates or numbers of transformed cells.
Tulokset on esitettävä taulukkomuodossa. Tarkka esitysmuoto riippuu käytetystä testistä, ja se voi sisältää esim. maljakohtaiset tulokset, positiivisten maljojen lukumäärät tai transformoituneiden solujen lukumäärät.
Where appropriate, survival should be expressed as a percentage of control levels and transformation frequency expressed as the number of transformants per number of survivors.
Kuolleisuus mahdollisuuksien mukaan on ilmaistava prosenttiosuutena kontrolliviljelmien solujen lukumäärästä ja transformaatiofrekvenssi transformoituneiden solujen osuutena eloonjääneistä soluista.
cell type used, number of cell cultures, methods for maintenance of cell cultures,
käytetty solutyyppi, soluviljelmien lukumäärä, soluviljelmien edelläpitomenetelmät,
test conditions: concentration of test substance, vehicle used, incubation time, duration and frequency of treatment, cell density during treatment, type of exogenous metabolic activation system used, positive and negative controls, specification of phenotype being monitored, selective system used (if appropriate), rational for dose selection,
koeolosuhteet: tutkittavan aineen pitoisuus, käytetty kantaja-aine, inkubaatioaika, altistuksen kesto ja toistokerrat, solutiheys altistuksen aikana, käytetty eksogeeninen metabolinen aktivaatiojärjestelmä, positiiviset ja negatiiviset kontrollit, tarkasteltavana olleen fenotyypin kuvaus, mahdollisesti käytetty valikointimenetelmä, annostuksen valinnassa käytetyt perusteet,
method used to enumerate viable and transformed cells,
eloonjääneiden ja transformoituneiden solujen laskentamenetelmä,
Dominant lethal effects cause embryonic or foetal death.
Dominoivat letaalivaikutukset aiheuttavat alkio- tai sikiökuolemia.
Induction of dominant lethals by exposure to a chemical substance indicates that the substance has affected germinal tissue of the test species.
Kun kemialliselle aineelle altistus aiheuttaa dominoivia letaalivaikutuksia, on syytä olettaa, että aineella on testattavan lajin sukusoluihin kohdistuvia vaikutuksia.
It is generally accepted that dominant lethals are due to chromosomal damage (structural and numerical anomalies).
Dominoivia letaalivaikutuksia pidetään yleisesti kromosomivaurioista (rakenteellisista ja numeerisista poikkeamista) johtuvina.
Embryonic death if females are treated may also be the result of toxic effects.
Sikiökuolemat voivat myös johtua toksisista vaikutuksista, mikäli naaraat on altistettu.
Generally, male animals are exposed to the test compound and mated to untreated virgin females.
Tässä testissä altistetaan tavallisesti urokset testattavalle yhdisteelle ja pariutetaan altistamattomien ennen pariutumattomien naaraiden kanssa.
The various germ cell stages can be tested separately by the use of sequential mating intervals.
Sukusolujen eri asteita voidaan tutkia erikseen jaksottamalla pariuttamisvälit.
The increase of dead implants per female in the treated group over the dead implants per female in the control group reflects the post-implantational loss.
Kuolleiden munasolujen lisääntyminen testiryhmän naarasta kohden verrattuna kontrolliryhmän naaraisiin osoittaa munasolun kohdun seinämään kiinnittymisen jälkeen tapahtuneet menetykset.
Pre-implantational loss can be estimated based on corpora lutea counts or by comparing the total implants per female in treated and control groups.
Ennen sitä tapahtuneet menetykset voidaan arvioida laskemalla munasarjojen keltarauhaset tai vertaamalla kiinnittyneiden munasolujen kokonaismäärää naarasta kohden testiryhmässä ja kontrolliryhmässä.
The total dominant lethal effect is the sum of pre- and post-implantational loss.
Dominoiva kokonaisletaalivaikutus on ennen ja jälkeen kiinnittymisen kuolleitten munasolujen yhteismäärä.
The calculation of the total dominant lethal effect is based on comparison of the live implants per female in the test group to the live implants per female in the control group.
Dominoivaa kokonaisletaalivaikutusta määritettäessä testiryhmän ja kontrolliryhmän kunkin naaraan elävien alkioiden määrää vertaillaan keskenään.
A reduction in the number of implants at certain intervals may be the result of cell killing (i.e. of spermatocytes and/or spermatogonia).
Tietyin väliajoin tapahtuva määrän väheneminen voi johtua solujen (spermatosyyttien ja spermatogonioiden) kuolemasta.
When possible, test substances should be dissolved or suspended in isotonic saline.
Jos mahdollista, testattavat aineet olisi liuotettava tai seostettava isotoniseen suolaliuokseen.
Chemicals insoluble in water may be dissolved or suspended in appropriate vehicles.
Veteen liukenemattomat kemikaalit liuotetaan sopivia liuottimia käyttäen.
The vehicle used should neither interfere with the test chemical nor produce toxic effects.
Liuottimella ei saa olla testattavaan yhdisteeseen kohdistuvia vaikutuksia eikä myrkkyvaikutuksia.
Fresh preparations of the test chemical should be employed.
Käyttöliuoksen on oltava vastavalmistettua.
The test compound should generally be administered only once.
Testattava yhdiste annetaan tavallisesti yhtenä annoksena.
Based on toxicological information a repeated treatment schedule can be employed.
Toistuvaa annostelua voidaan käyttää, jos aineen tiedossa olevat myrkkyvaikutukset edellyttävät sitä.
The usual routes of administration are oral intubation or intraperitoneal injection.
Tavanomaiset antotavat ovat suun kautta ruokintaletkulla ja vatsaontelonsisäinen ruiske.
Other routes of administration may be appropriate.
Muitakin antotapoja voidaan käyttää.
Rats or mice are recommended as the test species.
Rotta tai hiiri on suositeltavin eläinlaji.
Healthy fully sexually mature animals are randomised and assigned to treatment and control groups.
Terveet, täysin sukukypsät eläimet jaetaan satunnaisesti tutkimus- ja kontrolliryhmiin.
An adequate number of treated males should be used, taking into account the spontaneous variation of the biological character being evaluated.
Altistettujen urosten lukumäärästä päätettäessä on otettava huomioon määritettävänä olevan biologisen ominaisuuden spontaani vaihtelu.
The number chosen should be based on the pre-determined sensitivity of detection and power of significance.
Lukumäärän on perustuttava ennalta määritettyyn toteamisherkkyyteen ja merkitsevyyteen.
For example in a typical test, the number of males in each dose group should be sufficient to provide between 30 and 50 pregnant females per mating interval.
Tyypillisessä testissä on uroksia kussakin annosryhmässä oltava niin monta, että 30-50 naarasta tulee kantavaksi kunkin pariutumisajan kuluessa.
Generally concurrent positive and negative (vehicle) controls should be included in each experiment.
Kuhunkin testiin on yleensä liitettävä positiivinen ja negatiivinen (liuotin) kontrolli.
When acceptable positive control results are available from experiments conducted recently in the same laboratory these results can be used instead of a concurrent positive control.
Mikäli testin suorittavassa laboratoriossa on käytettävissä äskettäin tehtyjen kokeiden positiivisia kontrollituloksia, näitä voidaan käyttää meneillään olevan kokeen positiivisen kontrollin asemesta.
Positive control substances should be used at an appropriate low dose (e.g. MMS, intraperitoneally, at 10 mg/kilogram) to demonstrate the test sensitivity.
Positiivia kontrolliaineita on käytettävä alhaisina annoksina (esimerkiksi MMS:ää vatsaontelon sisäisesti 10 mg/kg) osoittamaan testiherkkyyttä.
Normally, three dose levels should be used.
Tavallisesti käytetään kolmea annostasoa.
The high dose should produce signs of toxicity or reduced fertility in the treated animals.
Korkeimman annoksen olisi aiheutettava altistetuissa koe-eläimissä myrkkyoireita tai lisääntymiskyvyn alenemista.
In certain cases a single high dose level may be sufficient.
Eräissä tapauksissa pelkästään korkein kerta-annos saattaa olla riittävä.
Non-toxic substances should be tested at 5 g/kilogram on a single administration or at 1 g/kilogram/day on repeated administration.
Myrkyttömiä aineita käytetään 5 g/kg, kun annoskertoja on yksi, tai 1 g/kg/päivä, kun annostelu on toistuvaa.
Several treatment schedules are available.
Altistustapoja on useita.
Single administration of the test substance is the most widely used.
Testattavan aineen antaminen kerta-annoksena on yleisimmin käytetty tapa.
Other treatment schedules may be used.
Muitakin tapoja voidaan käyttää.
Individual males are mated sequentially to one or two untreated virgin females at appropriate intervals after treatment.
Yksittäiset urokset pariutetaan peräkkäin yhden tai kahden altistamattoman ja astuttamattoman naaraan kanssa määräajoin altistuksen jälkeen.
Females should be left with the males for at least the duration of one oestrous cycle or until mating has occurred as determined by the presence of sperm in the vagina or by the presence of a vaginal plug.
Naaraita on pidettävä uroksen luona vähintään yhden estrussyklin ajan tai kunnes pariutumisen on todettu tapahtuneen emättimessä esiintyvän sperman tai emätintulpan perusteella.
The number of matings following treatment is governed by the treatment schedule and should ensure that all germ cell stages are sampled after treatment.
Altistustapa määrää altistamisen jälkeen tapahtuvien pariutumisten määrän. Pariutumisia olisi oltava niin monta, että kaikista sukusoluasteista saadaan näytteet altistuksen jälkeen.
Females are sacrificed in the second half of pregnancy and uterine contents are examined to determine the number of dead and live implants.
Naaraat lopetetaan tiineyden puolenvälin jälkeen ja kohdusta lasketaan kuolleet ja elävät sikiöt.
The ovaries may be examined to determine the number of corpora lutea.
Munasarjoista voidaan laskea keltarauhasten määrä.
Data should be tabulated to show the number of males, the number of pregnant females, and the number of non-pregnant females.
Tulokset esitetään taulukkomuodossa, josta ilmenee urosten ja kantavien naaraiden sekä hedelmöittymättömien naaraiden lukumäärä.
Results of each mating, including the identity of each male and female, should be reported individually.
Jokaisen pariutumisen tulos esitetään kunkin yksittäisen uroksen ja naaraan osalta.
For each female, week of mating, dose level received by the males, the frequencies of live implants and of dead implants should be recorded.
Naaraiden osalta kirjataan pariutumisviikko, uroksen saama annostaso, elävien ja kuolleiden alkioiden luku.
The ratio of dead to live implants from the treated group compared to the same ratio from the control group is analysed to indicate the post-implantation loss.
Testiryhmän kuolleiden alkioiden suhde eläviin verrattuna kontrolliryhmän vastaavaan suhteeseen analysoidaan munasolun kohdun seinämään kiinnittymisen jälkeen tapahtuneiden menetysten määrittämiseksi.
If the data are recorded as early and late deaths, the tables should make that clear.
Jos aineisto on käsitelty siten, että tuloksina ilmoitetaan varhaiset ja myöhäiset kuolemat, tämä on ilmoitettava taulukoissa selvästi.
If pre-implantation loss is estimated, it should be reported.
Jos menetykset ennen kohdun seinämään kiinnittymistä on arvioitu, tämä on ilmoitettava.
Pre-implantation loss can be calculated as a discrepancy between the number of corpora lutea and the number of implants or as a reduction in the average number of implants per uterus in comparison with control matings.
Ennen kiinnittymistä tapahtuneet menetykset voidaan määrittää keltarauhasten ja munasolujen määrän välisenä erona tai kiinnittymisten määränä kohtua kohden kontrolliryhmän pariutumistuloksiin verrattuna.
Data are evaluated using appropriate statistical methods.
Tulosten merkitsevyys arvioidaan soveltuvin tilastollisin menetelmin.
species, strain, age and weights of animals used, number of animals of each sex in experimental and control groups,
koe-eläinten laji, kanta, ikä ja paino, eläinten lukumäärä sukupuolta kohden koe- ja kontrolliryhmissä,
test substance, vehicle, dose levels tested and rationale for dose selection, negarive and positive controls, toxicity data,
testattava aine, liuotin, käytetyt annostasot ja annostasojen valintaperusteet, negatiiviset ja positiiviset kontrollit, tiedot myrkyllisyydestä,
route and treatment schedule,
altistustie ja annostelutapa,
mating schedule,
pariutumisaikataulu,
method used to determine that mating has occurred,
pariutumisen toteamistapa,
time of sacrifice,
eläinten lopettamisaika,
criteria for scoring dominant lethals,
dominoivien letaalitekijöiden määritysperusteet,
dose/response relationship, if applicable,
annos/vastesuhde, jos sovellettavissa,
This method is a replicate of the OECD TG 483, Mammalian Spermatogonial Chromosome Aberration Test (1997).
Tämä menetelmä on sama kuin OECD TG 48 3, Mammalian Spermatogonial Chromosome Aberration Test (1997).
The purpose of the in vivo mammalian spermatogonial chromosome aberration test is to identify those substances that cause structural chromosome aberrations in mammalian spermatogonial cells (1)(2)(3)(4)(5).
Tämän nisäkkäiden spermatogonioilla tehtävän in vivo -kromosomipoikkeavuustestin tarkoituksena on tunnistaa aineet, jotka aiheuttavat rakenteellisia kromosomipoikkeavuuksia nisäkkäiden spermatogonioissa (1) (2) (3) (4) (5).
This method is not designed to measure numerical aberrations and is not routinely used for that purpose.
Tätä menetelmää ei ole suunniteltu numeeristen poikkeavuuksien mittaamiseen, eikä sitä käytetä rutiinimaisesti tähän tarkoitukseen.
Chromosome mutations and related events are the cause of many human genetic diseases.
Kromosomimutaatiot ja niihin liittyvät tapahtumat ovat syynä moniin ihmisen geneettisiin sairauksiin.
This test measures chromosome events in spermatogonial germ cells and is, therefore, expected to be predictive of induction of inheritable mutations in germ cells.
Tämä testi niittaa kromosomipoikkeavuuksia spermatogoniaalisissa itusoluissa, joten sen odotetaan voivan ennustaa itusolujen periytyviä mutaatioita.
This in vivo cytogenetic test detects chromosome aberrations in spermatogonial mitoses.
Tämä in vivo -sytogeneettinen testi paljastaa kromosomipoikkeavuudet spermatogonioiden mitooseissa.
Other target cells are not the subject of this method.
Tällä menetelmällä ei tutkita muita kohdesoluja.
To detect chromatid-type aberrations in spermatogonial cells, the first mitotic cell division following treatment should be examined before these lesions are lost in subsequent cell divisions.
Spermatogonioiden kromatidityyppisten poikkeavuuksien havaitsemiseksi on tutkittava ensimmäistä mitoottista solunjakautumista altistuksen jälkeen, ennen kuin nämä leesiot häviävät myöhemmissä solunjakautumisissa.
Additional information from treated spermatogonial stem cells can be obtained by meiotic chromosome analysis for chromosome-type aberrations at diakinesis-metaphase I when the treated cells become spermatocytes.
Altistetuista spermatogoniaalisista kantasoluista voidaan saada lisätietoja tekemällä meioottisia kromosomianalyysejä kromosomityyppisten poikkeavuuksien toteamiseksi diakineesi-metafaasi I:ssä altistettujen solujen muuttuessa spermatosyyteiksi.
This in vivo test is designed to investigate whether somatic cell mutagens are also active in germ cells.
Tällä in vivo -testillä pyritään selvittämään, vaikuttavatko somaattisten solujen mutageenit myös itusoluihin.
In addition, the spermatogonial test is relevant to assessing mutagenicity hazard in that it allows consideration of factors of in vivo metabolism, pharmacokinetics and DNA-repair processes.
Spermatogonioilla tehtävä testi soveltuu myös mutageenisuuden vaaran arvioimiseen, sillä siinä voidaan ottaa huomioon tekijöitä, jotka liittyvät in vivo metaboliaan, farmakokinetiikkaan ja DNA:n korjautumisprosesseihin.
A number of generations of spermatogonia are present in the testis with a spectrum of sensitivity to chemical treatment.
Kiveksissä on yhtaikaa monia spermatogonioiden sukupolvia, joiden herkkyys kemiallisten aineiden vaikutuksille vaihtelee.
Thus, the aberrations detected represent an aggregate response of treated spermatogonial cell populations, with the more numerous differentiated spermatogonial cells predominating.
Havaitut poikkeavuudet edustavat siten käsiteltyjen spermatogoniopopulaatioiden kokonaisvastetta, jossa hallitsevassa asemassa ovat muita suurempina määrinä esiintyvät erilaistuneet spermatogoniot.
Depending on their position within the testis, different generations of spermatogonia may or may not be exposed to the general circulation, because of the physical and physiological Sertoli cell barrier and the blood-testis barrier.
Eri sukupolviin kuuluvien spermatogonioiden yhteys yleiseen verenkiertoon riippuu niiden sijainnista kiveksissä. Kaikki spermatogoniot eivät ole yhteydessä verenkiertoon Sertolin solujen muodostaman fysikaalisen ja fysiologisen esteen ja veri-kivesesteen vuoksi.
Gap: an achromatic lesion smaller than the width of one chromatid, and with minimum misalignment of the chromatids.
Aukko: gap, akromaattinen leesio, joka on pienempi kuin yhden kromatidin leveys, ja johon liittyy minimaalinen kromatidien siirtymä.
Numerical aberration: a change in the number of chromosomes from the normal number characteristic of the animals utilised.
Numeerinen poikkeavuus: testissä käytetyille eläimille tyypillisestä normaalista kromosomimäärästä poikkeava kromosomien lukumäärä.
Structural aberration: a change in chromosome structure detectable by microscopic examination of the metaphase stage of cell division, observed as deletions, intrachanges or interchanges.
Rakenteellinen poikkeama: kromosomirakenteen muutos, joka voidaan havaita solunjakautumisen metafaasivaiheen mikroskooppitutkimuksella ja joka ilmenee deleetioina, kromosomien sisäisinä tai kromosomien välisinä tekijänvaihdoksina.
Prior to sacrifice, animals are treated with a metaphase-arresting substance (e.g. Colcemid® or colchicine).
Ennen lopettamista eläimille annetaan ainetta, joka pysäyttää solunjakautumisen metafaasiin (esim. kolkisiini tai Colcemid®).
Chromosome preparations are then made from germ cells and stained, and metaphase cells are analysed for chromosome aberrations.
Tämän jälkeen itusoluista valmistetaan kromosomipreparaatit ja ne värjätään, ja metafaasissa olevista soluista analysoidaan kromosomipoikkeavuudet.
At the commencement of the study the weight variation of animals should be minimal and not exceed ± 20 % of the mean weight.
Testin alkaessa eläinten painon vaihtelun on oltava minimaalista, enintään ± 20 % keskipainosta.
Healthy young adult males are randomly assigned to the control and treatment groups.
Terveet nuoret täysikasvuiset urokset jaetaan satunnaistetusti koe- ja kontrolliryhmiin.
The animals are acclimated to the laboratory conditions for at least five days prior to the start of the study.
Eläimiä sopeutetaan laboratorio-olosuhteisiin vähintään viiden päivän ajan ennen tutkimuksen aloittamista.
The solvent/vehicle should not produce toxic effects at the dose levels used and should not be suspected of chemical reaction with the test substance.
Liuottimella/kantaja-aineella ei saa olla myrkkyvaikutuksia käytetyillä annostasoilla, eikä sen käyttöön saa liittyä epäilyjä mahdollisista kemiallisista reaktioista tutkittavan aineen kanssa.
If other than well-known solvents/vehicles are used, their inclusion should be supported by data indicating their compatibility.
Jos käytetään muita kuin hyvin tunnettuja liuottimia/kantaja-aineita, niiden käyttö on perusteltava niiden yhteensopivuuden osoittavilla tutkimustuloksilla.
Concurrent positive and negative (solvent/vehicle) controls should be included in each test.
Jokaiseen testiin on otettava mukaan rinnakkaiset positiiviset ja negatiiviset (liuotin/kantaja-aine) kontrollit.
Except for treatment with the test substance, animals in the control groups should be handled in an identical manner to animals in the treated groups.
Kontrolliryhmän eläimiä on käsiteltävä samalla tavoin kuin koeryhmän eläimiä, mutta niille ei anneta tutkittavaa ainetta.
Positive controls should produce structural chromosome aberrations in vivo in spermatogonial cells when administered at exposure levels expected to give a detectable increase over background.
Positiivisten kontrollien tulisi aiheuttaa spermatogonioissa rakenteellisia kromosomipoikkeavuuksia in vivo altistustasoilla, joiden odotetaan aiheuttavan havaittavaa lisääntymistä taustaan verrattuna.
Einecs No
EINECS-nro
Monomeric acrylamide
monomeerinen akryyliamidi
Negative controls, treated with solvent or vehicle alone, and otherwise treated in the same way as the treatment groups, should be included for every sampling time, unless acceptable inter-animal variability and frequency of cells with chromosome aberrations are demonstrated by historical control data.
Pelkkää liuotinta tai kantaja-ainetta saaneista negatiivisista kontrolleista, joita muuten on käsitelty samalla tavoin kuin koeryhmiä, on otettava näytteet jokaisella näytteenottokerralla, paitsi jos aikaisemmat tutkimustulokset osoittavat, että eläinten väliset erot ja vaihtelut kromosomipoikkeavuuksia sisältävien solujen esiintymistaajuudcssa ovat hyväksyttävällä tasolla.
Each treated and control group must include at least five analysable males.
Jokaisessa koe- ja kontrolliryhmässä on oltava vähintään 5 analysoitavissa olevaa urosta.
Test substances are preferably administered once or twice (i.e. as a single treatment or as two treatments).
Tutkittavia aineita tulisi antaa mieluiten kerran tai kaksi kertaa (kerta-annoksena tai kahtena altistuksena).
In the highest dose group two sampling times after treatment are used.
Suurinta annosta saavassa ryhmässä käytetään kahta näytteenottokertaa altistuksen jälkeen.
Since cell cycle kinetics can be influenced by the test substance, one early and one late sampling time are used around 24 and 48 hours after treatment.
Koska tutkittava aine voi vaikuttaa solusyklin kinetiikkaan, näytteet kerätään yhtenä aikaisempana ja yhtenä myöhempänä ajankohtana noin 24–48 tunnin kuluttua altistuksesta.
For doses other than the highest dose, a sampling time of 24 hours or 1,5 cell cycle length after treatment should be taken, unless another sampling time is known to be more appropriate for detection of effects (6).
Muissa kuin suurimmassa annosryhmässä näytteet kerätään kerran 24 tunnin tai 1,5 solusyklin kuluttua altistuksesta, paitsi jos jonkin muun näytteenottoajankohdan tiedetään soveltuvan paremmin vaikutusten toteamiseen (6).
In addition, other sampling times may be used.
Näytteitä voidaan ottaa lisäksi myös muina ajankohtina.
For example in the case of chemicals, which may induce chromosome lagging, or may exert S-independent effects, earlier sampling times may be appropriate (1).
Varhaisemmat näytteenottoajat saattavat olla perusteltuja esimerkiksi testattaessa kemiallisia aineita, jotka voivat aiheuttaa kromosomien hidastumista (lagging) tai joilla saattaa olla S-vaiheesta riippumattomia vaikutuksia (1).
The appropriateness of a repeated treatment schedule needs to be identified on a case-by-case basis.
Toistuvien altistusten soveltuvuus on osoitettava tapauskohtaisesti.
Following a repeated treatment schedule the animals should then be sacrificed 24 hours (1,5 cell cycle length) after the last treatment.
Toistuvan altistuksen jälkeen eläimet on lopetettava 24 tunnin (1,5 solusyklin) kuluttua viimeisestä altistuksesta.
Additional sampling times may be used where appropriate.
Tarvittaessa voidaan käyttää ylimääräisiä näytteenottokertoja.
Prior to sacrifice, animals are injected intraperitoneally with an appropriate dose of a metaphase arresting substance (e.g. Colcemid® or colchicine).
Ennen lopettamista eläimille annetaan injektiona vatsaonteloon sopiva annos ainetta, joka pysäyttää solut metafaasivaiheeseen (esim. Colcemid®ia tai kolkisiinia).
For mice this interval is approximately three to five hours, for Chinese hamsters this interval is approximately four to five hours.
Hiirillä tämä väli on noin 3–5 tuntia: kiinanhamstereilla se on noin 4–5 tuntia.