natgillin/translations-raw huggingface dataset:
This does not preclude the use of other species for which experience is also available (Table 1).
Muitakin lajeja, joista on kokemusta, voidaan kuitenkin käyttää (Taulukot 1 A ja 1 B).
Lowest Observed Effect Concentration (LOEC): is the lowest tested concentration of a test substance at which the substance is observed to have a significant effect (at p < 0,05) when compared with the control.
LOEC (Lowest Observed Effect Concentration): Pienin testiaineen testattu pitoisuus, jolla aineen havaitaan aiheuttavan merkitsevän vaikutuksen (arvolla p < 0,05) verrattuna kontrolliin.
No Observed Effect Concentration (NOEC): is the test concentration immediately below the LOEC.
NOEC (No Observed Effect Concentration): Välittömästi LOEC-tasoa pienempi testipitoisuus.
The embryo and sac-fry stages of fish are exposed to a range of concentrations of the test substance dissolved in water.
Alkio- ja ruskuaispussivaiheessa olevia kaloja altistetaan veteen liuotetun testiaineen eri pitoisuuksille.
Within the protocol a choice is possible between a semi-static and a flow-through procedure.
Testi voidaan tehdä testiaineesta riippuen joko puolistaattisena tai läpivirtaustestinä.
Lethal and sub-lethal effects are assessed and compared with control values to determine the lowest observed effect concentration and hence the no observed effect concentration.
Letaalit ja subletaalit vaikutukset arvioidaan ja niitä verrataan kontrolliarvoihin pienimmän havaittavan vaikutuksen aiheuttavan pitoisuuden arvioimiseksi ja siitä edelleen sen pitoisuuden arvioimiseksi, joka ei aiheuta havaittavaa vaikutusta.
Alternatively, they may be analysed using a regression model in order to estimate the concentration that would cause a given percentage effect (i.e. LC/ECx, where x is a defined % effect).
Vaihtoehtoisesti vaikutukset voidaan arvioida käyttämällä regressiomallia sen pitoisuuden estimoimiseksi, joka aiheuttaisi tietyn prosentuaalisen vaikutuksen (ts. LC/ECX, jossa x on määritelty prosenttiarvo).
Results of an acute toxicity test (see Method C. 1) preferably performed with the species chosen for this test, should be available.
Välittömän myrkyllisyyden testin (ks. menetelmä C.1) tulosten pitäisi olla käytettävissä.
The results may be useful in selecting an appropriate range of test concentrations in the early life stages test.
Mieluiten samalla lajilla tehdyn testin tuloksista voi olla hyötyä valittaessa sopivaa pitoisuusaluetta varhaisten kehitysvaiheiden testiin.
Water solubility (including solubility in the test water) and the vapour pressure of the test substance should be known.
Testiaineen vesiliukoisuuden (myös liukoisuuden testissä käytettävään veteen) ja höyrynpaineen pitäisi olla tiedossa.
A reliable analytical method for the quantification of the substance in the test solutions with known and reported accuracy and limit of detection should be available.
Käytettävissä pitäisi olla myös tarkkuudeltaan ja määritysrajaltaan tunnettu sopiva analyyttinen menetelmä aineen määrittämiseksi kvantitatiivisesti testiliuoksissa.
Information on the test substance which is useful in establishing the test conditions includes the structural formula, purity of the substance, stability in light, stability under the conditions of the test, pKa, Pow and results of a test for ready biodegradability (see Method C. 4).
Testiainetta koskevia tietoja, joista on hyötyä testiolosuhteiden määrittelemiseksi, ovat mm. rakennekaava, aineen puhtaus, valostabiilisuus, stabiilisuus testiolosuhteissa, pKa, Pow ja helpon biohajoavuuden testin tulokset (ks. menetelmä C.4).
For a test to be valid, the following conditions apply:
Testi on luotettava, jos:
overall survival of fertilised eggs in the controls and where relevant, in the solvent-only vessels must be greater than or equal to the limits defined in Appendices 2 and 3
hedelmöityneiden munien eloonjäämisaste kontrolleissa ja tapauksen mukaan ainoastaan liuotinta sisältävissä astioissa on vähintään yhtä suuri kuin lisäyksissä 2 ja 3 on määritelty,
the dissolved oxygen concentration must be between 60 and 100 % of the air saturation value (ASV) throughout the test
liuenneen hapen pitoisuus on 60-100 % ilman kyllästysarvosta koko testin ajan,
the water temperature must not differ by more than ±1,5 oC between test chambers or between successive days at any time during the test and should be within the temperature ranges specified for the test species (Appendices 2 and 3).
veden lämpötila vaihtelee enintään ±1,5 oC testiastioiden välillä tai peräkkäisinä päivinä milloin tahansa testin aikana ja on niissä rajoissa, jotka on määritelty kyseiselle testilajille (lisäykset 2 ja 3).
Test chambers
Testiastiat
Any glass or other chemically inert vessels can be used.
Mitä tahansa lasista tai kemiallisesti inertistä materiaalista valmistettua astiaa voi käyttää.
The dimensions of the vessels should be large enough to allow compliance with the loading rate (see Section 1.7.1.2).
Astian pitäisi olla riittävän suuri kalamäärään nähden (ks. kohta 1.7.1.2).
It is recommended that test chambers be randomly positioned in the test area.
Suositellaan, että testiastiat sijoitetaan satunnaistetusti koealueelle.
A randomised block design with each treatment being present in each block is preferable to a completely randomised design when there are systematic effects in the laboratory that can be controlled using blocking.
Satunnaistettu eristetty sijoittelu siten, että kussakin käsittelyssä olevia testiastioita on kussakin eristetyssä sijoituspaikassa, on parempi kuin täysin satunnaistettu järjestely, jos laboratoriossa on järjestelmällisiä vaikutuksia, jotka voidaan hallita eristyksellä.
Blocking, if used, should be taken account of in the subsequent data analysis.
Jos eristystä käytetään, se on otettava huomioon tulostietojen käsittelyssä.
The test chambers should be shielded from unwanted disturbance.
Testiastiat olisi suojattava ei-toivotuilta häiriöiltä.
Selection of fish species
Kalalajin valinta
Holding of the brood fish
Siitoskalojen kasvatus
Details on holding the brood stock under satisfactory conditions may be found in OECD TG 210 and in references (2)(3)(4)(5)(6).1.6.4.
Siitoskannan kasvatuksesta tyydyttävissä oloissa annetaan yksityiskohtaiset ohjeet OECD:n testiohjeessa nro 210 ja viitteissä (2) (3) (4) (5) (6).
Handling of embryos and larvae
Alkioiden ja toukkien käsittely
Embryos and larvae may be exposed, within the main vessel, in smaller vessels fitted with mesh sides or ends to permit a flow of test solution through the vessel.
Alkioiden ja toukkien altistus voidaan tehdä ison astian sisällä olevissa pienemmissä astioissa, joiden laidoissa tai päädyissä on verkot, jolloin testiliuos pääsee virtaamaan astian läpi.
Non-turbulent flow through these small vessels may be induced by suspending them from an arm arranged to move the vessel up and down but always keeping the organisms submerged; a siphon-flush system can also be used.
Pienten astioiden läpi johdetaan pyörteeton virtaus ripustamalla astiat varteen, jota voidaan nostaa ja laskea astiassa siten, että eliöt ovat nestepinnan alla koko ajan. Myös lappoa ja nesteenlisäysjärjestelmää voidaan käyttää.
Fertilised eggs of salmonid fishes can be supported on racks or meshes with apertures sufficiently large to allow larvae to drop through after hatching.
Hedelmöityneitä lohensukuisten kalojen munia voidaan pitää telineissä tai verkoissa, joiden reiät ovat niin suuret, että toukat putoavat niistä läpi kuoriuduttuaan.
The use of pasteur pipettes is appropriate to remove the embryos and larvaes in the semi-static tests with complete daily renewal (see paragraph 1.6.6)
Pasteur-pipettejä voidaan käyttää alkioiden ja toukkien poistamiseksi puolistaattisissa testeissä, jossa neste vaihdetaan päivittäin (ks. kohta 1.6.6).
Where egg containers, grids or meshes have been used to hold eggs within the main test vessel, these restraints should be removed after the larvae hatch [13] OECD, Paris, 1992, Test Guideline 210, ‘Fish, Early-life Stage Toxicity Test’.
Jos munien pitämiseksi isossa testiastiassa käytetään telineitä, ritilöitä tai verkkoja, ne olisi poistettava toukkien kuoriutumisen jälkeen [12] OECD, Pariisi, 1992, Test Guideline 210, Fish. Early-life Stage Toxicity Test. .
, except that meshes should be retained to prevent the escape of the fish.
Verkot pitäisi kuitenkin säilyttää kalojen karkaamisen estämiseksi.
If there is a need to transfer the larvae, they should not be exposed to the air and nets should not be used to release fish from egg containers (such a caution may not be necessary for some less fragile species, e.g. the carp).
Jos toukkia on siirrettävä, niitä ei saisi ottaa vedestä ilmaan eikä verkkoja saisi käyttää kalojen irrottamiseksi munatelineistä (tämä varokeino ei ehkä ole tarpeen, jos käytetään kestävämpiä kalalajeja, kuten karppeja).
The timing of this transfer varies with the species and transfer may not always be necessary.
Siirtoajankohta vaihtelee lajeittain, eikä siirto ehkä ole aina välttämätöntä.
For the semi-static technique, beakers or shallow containers may be used, and, if necessary, equipped with a mesh screen slightly elevated above the bottom of the beaker.
Puolistaattisessa menetelmässä voidaan käyttää dekanterilaseja tai matalia astioita, ja niihin voi tarvittaessa kiinnittää verkon hieman pohjan yläpuolelle.
If the volume of these containers is sufficient to comply with loading requirements, (see 1.7.1.2) no transfer of embryo or larvae may be necessary.
Jos astiat ovat riittävän suuria kalamäärään nähden (ks. 1.7.1.2), alkioita tai toukkia ei ehkä tarvitse siirtää.
The pH should remain within a range of ±0,5 pH units.
Veden laadun on oltava tasainen testin ajan. pH:n vaihtelu ei saisi olla suurempi kuin ±0,5 pH-yksikköä.
In order to ensure that the dilution water will not unduly influence the test result (for example by complexation of test substance), or adversely affect the performance of the brood stock, samples should be taken at intervals for analysis.
Sen varmistamiseksi, ettei laimennusvesi vaikuta liikaa testituloksiin (esimerkiksi kompleksoimalla testattavaa ainetta) tai haitallisesti siitoskalakannan vointiin, näytteitä olisi otettava säännöllisin väliajoin määrityksiä varten.
Measurements of heavy metals (e.g. Cu, Pb, Zn, Hg, Cd and Ni), major anions and cations (e.g. Ca, Mg, Na, K, Cl and SO4), pesticides (e.g. total organophosphorus and total organochlorine pesticides), total organic carbon and suspended solids should be made, for example, every three months, where a dilution water is known to be relatively constant in quality.
Raskasmetallit (esim. Cu, Pb, Zn, Hg, Cd, Ni), tärkeimmät anionit ja kationit (esim. Ca, Mg, Na, K, Cl, SO4), torjunta-aineet (esim. orgaanista fosforia ja orgaanista klooria sisältävien torjunta-aineiden kokonaispitoisuudet), orgaanisiin yhdisteisiin sitoutuneen hiilen kokonaispitoisuus ja suspendoituneet kiinteät aineet olisi määritettävä esimerkiksi kolmen kuukauden välein, jos laimennusveden laatu tiedetään suhteellisen vakioksi.
The stock solution should preferably be prepared by simply mixing or agitating the test substance in the dilution water by using mechanical means (e.g. stirring and ultrasonication).
Varastoliuos valmistetaan sekoittamalla testattava aine laimennusveteen käyttäen mieluiten mekaanisia menetelmiä tai ultraääntä.
As far as possible, the use of solvents or dispersants (solubilising agents) should be avoided; however, such compounds may be required in some cases in order to produce a suitably concentrated stock solution.
Liuottimien tai dispergointiaineiden (liuotusapuaineiden) käyttöä on vältettävä, jos mahdollista. Ne voivat kuitenkin olla joskus välttämättömiä riittävän väkevän varastoliuoksen valmistamiseksi.
Examples of suitable solvents are acetone, ethanol, methanol, dimethylformamide and triethyleneglycol.
Sopivia liuottimia ovat esimerkiksi asetoni, etanoli, metanoli, dimetyyliformamidi ja trietyleeniglykoli.
Examples of suitable dispersants are Cremophor RH40, Tween 80, methylcellulose 0,01 % and HCO-40.
Sopivia dispergointiaineita ovat esimerkiksi Cremophor RH40, Tween 80, 0,01-prosenttinen metyyliselluloosa ja HCO-40.
Care should be taken when using readily biodegradable agents (e.g. acetone) and/or highly volatile as these can cause problems with bacterial built-up in flow-through tests.
Helposti biohajoavia aineita (kuten asetonia) ja/tai helposti haihtuvia aineita käytettäessä on oltava varovainen, koska ne voivat aiheuttaa ongelmia bakteerikasvuston takia läpivirtaustesteissä.
When a solubilising agent is used it must have no significant effect on survival nor visible adverse effect on the early-life stages as revealed by a solvent-only control.
Jos käytetään liuotusapuaineita, niillä ei saa olla merkittävää vaikutusta eloonjäämiseen eikä näkyviä haitallisia vaikutuksia varhaisiin kehitysvaiheisiin. Tämä on osoitettava pelkkää liuotinta sisältävällä kontrollilla.
For the semi-static technique, two different renewal procedures may be followed; either (i) new test solutions are prepared in clean vessels and surviving eggs and larvae gently transferred into the new vessels in a small volume of old solution, avoiding exposure to air, or (ii) the test organisms are retained in the vessels whilst a proportion (at least three-quarters) of the test water is changed.
Puolistaattisessa testissä voidaan käyttää kahta eri liuoksenvaihtomenetelmää: i) uudet testiliuokset valmistetaan puhtaissa astioissa ja elossa pysyneet munat ja toukat siirretään varovasti uusiin astioihin pienessä määrässä vanhaa liuosta välttäen kosketusta ilman kanssa tai ii) testieliöt pidetään astioissa ja osa (vähintään kolme neljäsosaa) testivedestä vaihdetaan.
The frequency of medium renewal will depend on the stability of the test substance, but a daily water renewal is recommended.
Kasvatusnesteen vaihtoväli riippuu testiaineen stabiilisuudesta, mutta vaihtoa suositellaan kerran päivässä.
In any case, care should be taken to avoid stressing the larvae during the water renewal operation.
Joka tapauksessa olisi varottava stressaamasta toukkia veden vaihdon yhteydessä.
The flow rates of stock solutions and dilution water should be checked at intervals, preferably daily, and should not vary by more than 10 % throughout the test.
Varastoliuosten ja laimennusveden virtausnopeudet on tarkistettava säännöllisin väliajoin, mieluiten kerran päivässä, ja virtausnopeus saisi vaihdella enintään 10 % koko testin aikana.
A flow rate equivalent to at least five test chamber volumes per 24 hours has been found suitable (2).
Virtausnopeus, joka on vähintään viisi kertaa testiastian tilavuus 24 tunnissa, on havaittu sopivaksi (2).
Useful information on the performance of fish embryo and sac-fry toxicity tests is available in the literature, some examples of which are included in the literature section of this text (7)(8)(9).
Joitakin esimerkkejä on tämän ohjeen kirjallisuusluettelossa (7) (8) (9).
The test should start preferably within 30 minutes after the eggs have been fertilised.
Testi olisi aloitettava 30 minuutin kuluessa munien hedelmöityksestä.
The embryos are immersed in the test solution before, or as soon as possible after, commencement of the blastodisc cleavage stage and in any case before the onset of the gastrula stage.
Alkiot upotetaan testiliuokseen ennen alkiolevyn jakaantumisvaihetta tai mahdollisimman pian sen jälkeen, ja joka tapauksessa ennen gastrulavaiheen alkamista.
For eggs obtained from commercial supplier, it may not be possible to start the test immediately after fertilisation.
Jos munat on hankittu kaupalliselta toimittajalta, ei testiä voi ehkä aloittaa heti hedelmöityksen jälkeen.
As the sensitivity of the test may be seriously influenced by delaying the start of the test, the test should be initiated within eight hours after fertilisation.
Koska testin herkkyys voi kärsiä huomattavasti aloituksen viivästymisen johdosta, testi olisi aloitettava 8 tunnin kuluessa hedelmöityksestä.
Some recommended durations are given in Appendices 2 and 3.
Lisäyksissä 2 ja 3 annetaan joitakin suosituksia testin kestosta.
The number of fertilised eggs at the start of the test should be sufficient to meet statistical requirements.
Hedelmöityneiden munien määrän testin alussa pitäisi olla riittävä tilastollista käsittelyä varten.
They should be randomly distributed among treatments, and at least 30 fertilised eggs, divided equally (or as equally as possible since it can be difficult to obtain equal batches when using some species) between at least three replicate test chambers, should be used per concentration.
Munat olisi jaettava satunnaistetusti eri käsittelyryhmiin, ja yhtä pitoisuutta kohti olisi käytettävä vähintään 30 hedelmöitynyttä munaa tasaisesti jaettuina (tai niin tasaisesti kuin mahdollista, koska voi olla vaikeaa saada aikaan yhtä suuria eriä joillakin lajeilla) vähintään kolmeen rinnakkaiseen testiastiaan.
The loading rate (biomass per volume of test solution) should be low enough in order that a dissolved oxygen concentration of at least 60 % ASV can be maintained without aeration.
Kalojen määrän (biomassa testiliuoksen tilavuusyksikköä kohti) pitäisi olla niin pieni, että liuenneen hapen pitoisuus voidaan pitää vähintään arvossa 60 % ilman ilmastusta.
For flow-through tests, a loading rate not exceeding 0,5 g/l per 24 hours and not exceeding 5 g/l of solution at any time has been recommended (2).
On suositeltu, että läpivirtaustesteissä kalojen määrä saa olla enintään 5 g/l per 24 tuntia ja enintään 5 g/l liuosta minä tahansa ajankohtana (2).
The photoperiod and test water temperature should be appropriate for the test species (Appendix 2 and 3).
Valoisan ajan ja testiveden lämpötilan pitäisi olla sopivia käytetylle testilajille (lisäykset 2 ja 3).
For the purpose of temperature monitoring, it may be appropriate to use an additional test vessel.
Lämpötilan seurantaa varten voi olla tarpeen ylimääräinen testiastia.
Normally, five concentrations of the test substance spaced by a constant factor not exceeding 3,2 are required.
Tavallisesti tarvitaan viisi testiaineen pitoisuutta, joiden välinen ero on vakio ja enintään 3,2-kertainen.
The curve relating LC50 to period of exposure in the acute study should be considered when selecting the range of test concentrations.
Käyrää, jossa esitetään LC50 välittömän myrkyllisyystestin altistusajan funktiona, olisi käytettävä apuna valittaessa testipitoisuusaluetta.
The use of fewer than five concentrations, for example in limit tests, and a narrower concentration interval may be appropriate in some circumstances.
Vähemmän kuin viisi pitoisuutta voi olla riittävä määrä esim. raja-arvotesteissä, ja pitoisuuksien väli voi olla pienempi joissakin tapauksissa.
Concentrations of the substance higher than the 96 hour LC50 or 100 mg/l, whichever is the lower, need not be tested.
Pitoisuuksia, jotka ovat suurempia kuin 96 tunnin LC50, tai 100 mg/l (näistä alhaisempi arvo), ei tarvitse testata.
Substances should not be tested above their solubility limit in the test water.
Kemikaaleja ei pitäisi testata niiden liukoisuusrajaa suuremmissa pitoisuuksissa.
When a solubilising agent is used to aid preparation of test solutions (see Section 1.6.6), its final concentration in the test vessels should not be greater than 0,1 ml/l and should be the same in all test vessels.
Kun testiliuosten valmistuksessa käytetään jotakin liuotusapuainetta (ks. kohta 1.6.6), sen lopputilavuus testiastioissa ei saisi olla suurempi kuin 0,1 ml/1, ja tilavuuden pitäisi olla sama kaikissa testiastioissa.
One dilution-water control (replicated as appropriate) and also, if relevant, one control containing the solubilising-agent (replicated as appropriate) should be run in addition to the test series.
Testisarjan lisäksi on määritettävä yksi laimennusvesikontrolli (ja rinnakkaiset) sekä tapauksen mukaan yksi kontrolli, jossa on liuotusapuainetta (ja asianmukaiset rinnakkaiset).
During the test, the concentrations of the test substance are determined at regular intervals.
Testiaineen pitoisuudet on määritettävä määräajoin testin aikana.
In semi-static tests where the concentration of the test substance is expected to remain within ± 20 % of the nominal (i.e. within the range 80-120 %; see Section 1.4 and 1.6.6), it is recommended that, as a minimum, the highest and lowest test concentrations be analysed when freshly prepared and immediately prior to renewal on at least three occasions spaced evenly over the test (i.e. analyses should be made on a sample from the same solution — when freshly prepared and at renewal).
Suositellaan, että puolistaattisissa testeissä, joissa testiainepitoisuuden odotetaan pysyvän 20 prosentin sisällä nimellisarvosta (ts. välillä 80-120 %; ks. kohta 1.4 ja 1.6.6), analysoidaan vähintään suurin ja pienin pitoisuus juuri valmistetusta liuoksesta ja juuri ennen liuoksen vaihtoa vähintään kolme kertaa testin aikana tasaisin väliajoin (ts. samasta liuoksesta otetaan näyte, kun liuos on juuri valmistettu ja liuosta vaihdettaessa).
For tests where the concentration of the test substance is not expected to remain within ± 20 % of nominal (on the basis of stability data of the substance), it is necessary to analyse all test concentrations, when freshly prepared and at renewal, but following the same regime (i.e. on at least three occasions spaced evenly over the test).
Jos testiaineen pitoisuuden ei odoteta pysyvän 20 prosentin sisällä nimellisarvosta (aineen stabiilisuutta koskevien tietojen perusteella), on analysoitava kaikki pitoisuudet tuoreesta liuoksesta ja liuosta vaihdettaessa noudattaen samanlaista järjestelmää (eli vähintään kolme kertaa testin aikana tasaisin väliajoin).
Determination of test substance concentrations prior to renewal need only be performed on one replicate vessel at each test concentration.
Ennen liuoksen vaihtoa tehtävä määritys tarvitsee tehdä vain yhdestä rinnakkaisnäytteestä kullakin testipitoisuudella.
Determinations should be made no more than seven days apart.
Määritysten väli saa olla enintään seitsemän vuorokautta.
However, if evidence is available to demonstrate that the concentration of the test substance in solution has been satisfactorily maintained within ± 20 % of the nominal or measured initial concentration throughout the test, then results can be based on nominal or measured initial values.
Jos kuitenkin on näyttöä siitä, että testiaineen pitoisuus pysyy tyydyttävästi 20 prosentin sisällä nimellispitoisuudesta tai mitatusta alkupitoisuudesta koko testin ajan, tulosten perustana voidaan käyttää nimellispitoisuutta tai mitattua alkupitoisuutta.
For flow-through tests, a similar sampling regime to that described for semi-static tests is appropriate (but measurement of ‘old’ solutions is not applicable in this case).
Läpivirtaustesteille sopii samanlainen näytteenottojärjestelmä kuin puolistaattisille testeille (vaikka ”vanhoja” liuoksia ei mitata).
However, if the test duration is more than seven days, it may be advisable to increase the number of sampling occasions during the first week (e.g. three sets of measurements) to ensure that the test concentrations are remaining stable.
Jos testi kuitenkin kestää yli seitsemän vuorokautta, voi olla suositeltavaa lisätä näytteiden lukumäärää ensimmäisen viikon aikana (esim. kolme sarjaa määrityksiä) sen varmistamiseksi, että testipitoisuudet ovat pysyneet stabiileina.
Samples may need to be centrifuged or filtered (e.g. using a 0,45 μm pore size).
Näytteet voivat edellyttää sentrifugointia tai suodatusta (esim. 0,45 μm:n huokoskoon suotimella).
However, since neither centrifuging nor filtration appears always to separate the non-bioavailable fraction of the test substance from that which is bioavailable, samples may not be subjected to those treatments.
Koska sen enempää sentrifugoimalla kuin suodattamallakaan ei aina pystytä erottamaan testiaineen biologisesti hyödyntämiskelvotonta osaa biologisesti hyödynnettävästä osasta, näytteille ei tarvitse välttämättä tehdä kyseisiä toimenpiteitä.
Total hardness and salinity (if relevant) should be measured in the controls and one vessel at the highest concentration.
Veden kokonaiskovuus ja suolapitoisuus, jos se on merkityksellinen, mitataan kontrolleista ja yhdestä astiasta, jossa on suurin pitoisuus.