natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The quality and uniformity of the plants used for the test will have a significant influence on the outcome of the test and should therefore be selected with care.
Testissä käytettävät kasvit on valittava huolellisesti, koska niiden laatu ja yhtenäisyys vaikuttavat merkittävästi testin tulokseen.
Young, rapidly growing plants without visible lesions or discoloration (chlorosis) should be used.
Testissä on käytettävä nuoria, nopeasti kasvavia kasveja, joissa ei ole näkyviä vaurioita tai värimuutoksia (kloroosia).
Good quality cultures are indicated by a high incidence of colonies comprising at least two fronds.
Hyvälaatuisen viljelmän tunnistaa siitä, että siinä esiintyy runsaasti vähintään kahdesta versosta koostuvia kolonioita.
A large number of single fronds is indicative of environmental stress, e.g. nutrient limitation, and plant material from such cultures should not be used for testing.
Jos viljelmässä on monia yksittäisiä versoja, se on merkki ympäristörasituksesta, kuten ravinteiden puutteesta, eikä testissä saa käyttää tällaisista viljelmistä peräisin olevaa kasvimateriaalia.
Cultivation
Viljely
To reduce the frequency of culture maintenance (e.g. when no Lemna tests are planned for a period), cultures can be held under reduced illumination and temperature (4-10 °C).
Viljelmien ylläpidon helpottamiseksi (esimerkiksi silloin, kun Lemna-testejä ei aiota tehdä tiettynä aikana) niitä voidaan säilyttää normaalia heikommassa valaistuksessa ja alhaisemmassa lämpötilassa (4–10 °C).
Details of culturing are given in Appendix 2.
Viljelyä käsitellään tarkemmin lisäyksessä 2.
Obvious signs of contamination by algae or other organisms will require surface sterilisation of a sub-sample of Lemna fronds, followed by transfer to fresh medium (see Appendix 2).
Jos viljelmässä näkyy merkkejä levien ja muiden eliöiden aiheuttamasta kontaminaatiosta, Lemna-versoista on otettava osanäyte, jolle tehdään pintasterilointi, jonka jälkeen se siirretään tuoreeseen viljelyaineeseen (ks. lisäys 2).
In this eventuality, the remaining contaminated culture should be discarded.
Jäljelle jäävä kontaminoitunut viljelmä on heitettävä pois.
At least seven days before testing, sufficient colonies are transferred aseptically into fresh sterile medium and cultured for 7-10 days under the conditions of the test.
Riittävä määrä kolonioita siirretään aseptisesti vähintään seitsemän päivää ennen testausta tuoreeseen steriiliin viljelyaineeseen, ja kolonioita viljellään 7–10 päivän ajan testiolosuhteissa.
Test medium
Testiviljelyaine
Different media are recommended for Lemna minor and Lemna gibba, as described below.
Lemna minor- ja Lemna gibba -lajia varten suositetaan erilaisia viljelyaineita, joita kuvataan jäljempänä.
Careful consideration should be given to the inclusion of a pH buffer in the test medium (MOPS (4-morpholinepropane sulphonic acid, CAS No: 1132-61-2; EINECS No: 214-478-5) in L. minor medium and NaHCO3 in L. gibba medium) when it is suspected that it might react with the test substance and influence the expression of its toxicity.
On syytä harkita huolellisesti pH-puskurin lisäämistä testiviljelyaineeseen (MOPS (4-morfoliinipropaanisulfonihappo, CAS-numero: 1132-61-2; EINECS-numero: 214-478-5) L. minor -lajin viljelyaineeseen ja NaHCO3L. gibba -lajin viljelyaineeseen), jos testiviljelyaineen epäillään voivan reagoida testiaineen kanssa ja vaikuttaa sen myrkyllisyyden ilmentymiseen.
Steinberg Medium (12) is also acceptable as long as the validity criteria are met.
Steinbergin viljelyainetta (12) voidaan käyttää, jos validiteettivaatimukset täyttyvät.
A modification of the Swedish standard (SIS) Lemna growth medium is recommended for culturing and testing with L. minor.
Ruotsalaisen standardin (SIS) mukaisen Lemna-viljelyaineen muunnosta suositetaan käytettäväksi testauksessa, jossa viljellään ja käytetään L. minor -lajia.
The composition of this medium is given in Appendix 3.
Tämän viljelyaineen koostumus esitetään lisäyksessä 3.
The growth medium, 20X — AAP, as described in Appendix 3, is recommended for culturing and testing with L. gibba.
Lisäyksessä 3 kuvattua 20X-AAP-viljelyainetta suositetaan käytettäväksi testauksessa, jossa viljellään ja käytetään L. gibba -lajia.
Steinberg medium, as described in Appendix 3, is also suitable for L. minor, but may also be used for L. gibba as long as the validity criteria are met.
minor -lajille soveltuu myös lisäyksessä 3 kuvattu Steinbergin viljelyaine, mutta sitä voidaan käyttää myös L. gibba -lajin viljelyssä, jos validiteettivaatimukset täyttyvät.
Test solutions are usually prepared by dilution of a stock solution.
Testiliuokset valmistetaan yleensä laimentamalla kantaliuosta.
Stock solutions of the test substance are normally prepared by dissolving the substance in growth medium.
Testiaineen kantaliuokset valmistetaan tavallisesti liuottamalla testiaine viljelyaineeseen.
The highest tested concentration of the test substance should not normally exceed the water solubility of the substance under the test conditions.
Testiaineen suurin testattu pitoisuus ei yleensä saa ylittää kyseisen aineen vesiliukoisuutta testiolosuhteissa.
It should be noted however that Lemna spp. float on the surface and may be exposed to substances that collect at the water-air interface (e.g. poorly water-soluble or hydrophobic substances or surface-active substances).
On kuitenkin huomattava, että Lemna-suvun lajit kelluvat pinnalla ja voivat altistua aineille, jotka kerääntyvät veden ja ilman rajapintaan (esimerkiksi huonosti veteen liukenevat tai hydrofobiset aineet taikka pinta-aktiiviset aineet).
Under such circumstances, exposure will result from material other than in solution and test concentrations may, depending on the characteristics of the test substance, exceed water solubility.
Tällaisissa olosuhteissa kasvit altistuvat muille kuin liuoksessa olevalle aineille, ja testipitoisuudet voivat testiaineen ominaisuuksista riippuen ylittää vesiliukoisuuden.
For test substances of low water solubility it may be necessary to prepare a concentrated stock solution or dispersion of the substance using an organic solvent or dispersant in order to facilitate the addition of accurate quantities of the test substance to the test medium and aid in its dispersion and dissolution.
Jos testiaine liukenee huonosti veteen, voi olla tarpeen valmistaa kyseisestä aineesta väkevä kantaliuos tai dispersio käyttämällä orgaanista liuotinta tai dispergointiainetta, joilla voidaan helpottaa tarkkojen testiainemäärien lisäämistä testiviljelyaineeseen sekä testiaineen dispersiota ja liukenemista.
Every effort should be made to avoid the use of such materials.
Tällaisten aineiden käyttöä on vältettävä mahdollisimman pitkälle.
There should be no phytotoxicity resulting from the use of auxiliary solvents or dispersants.
Jos liuottimia tai dispergointiaineita käytetään apuna testiliuosten valmistuksessa, niistä ei saa aiheutua fytotoksisuutta.
For example, commonly used solvents which do not cause phytotoxicity at concentrations up to 100 μl·l–1 include acetone and dimethylformamide.
Asetoni ja dimetyyliformamidi ovat esimerkkejä yleisesti käytetyistä liuottimista, jotka eivät aiheuta fytotoksisuutta pitoisuuden ollessa enintään 100 μ1·l–1.
If a solvent or dispersant is used, its final concentration should be reported and kept to a minimum (≤ 100 μl·l–1), and all treatments and controls should contain the same concentration of solvent or dispersant.
Jos liuotinta tai dispergointiainetta käytetään, sen lopullinen pitoisuus on ilmoitettava ja pidettävä mahdollisimman pienenä (≤ 100 μl·l–1), ja liuoksen tai dispergointiaineen pitoisuuden on oltava sama kaikissa käsitellyissä ja kontrolliliuoksissa.
Further guidance on the use of dispersants is given in (11).
Dispergointiaineiden käytöstä annetaan lisäohjeita kirjallisuusviitteessä (11).
Prior knowledge of the toxicity of the test substance to Lemna, e.g. from a range-finding test, will help in selecting suitable test concentrations.
Sopivat testipitoisuudet on helpompi valita, jos testiaineen myrkyllisyydestä Lemna-lajeille on saatavilla aiempia tietoja esimerkiksi alustavista pitoisuusalueen määrityskokeista.
In the definitive toxicity test, there should normally be at least five test concentrations arranged in a geometric series.
Lopullisessa myrkyllisyystestissä on yleensä oltava vähintään viisi testipitoisuutta, jotka muodostavat geometrisen sarjan.
Preferably the separation factor between test concentrations should not exceed 3,2, but a larger value may be used where the concentration-response curve is flat.
Testipitoisuuksien suhdeluvun ei tulisi olla suurempi kuin 3,2, mutta suurempikin suhdeluku sallitaan, jos pitoisuus-vastekäyrä on laakea.
Justification should be provided if fewer than five concentrations are used.
Vähemmän kuin viiden pitoisuuden käyttö on perusteltava.
At least three replicates should be used at each test concentration.
Jokaisesta testipitoisuudesta on tehtävä vähintään kolme toistoa.
In setting the range of test concentrations (for range-finding and/or for the definitive toxicity test), the following should be considered:
Valittaessa testin pitoisuusaluetta (pitoisuusalueen määritystä ja/tai lopullista myrkyllisyystestiä varten) on otettava huomioon seuraavat näkökohdat:
To determine an ECx, test concentrations should bracket the ECx value to ensure an appropriate level of confidence.
ECx-pitoisuuden määrittämiseksi testipitoisuudet on valittava siten, että ECx-arvo on kyseisellä pitoisuusalueella, jotta saavutettaisiin riittävä luottamustaso.
For example, if estimating the EC50, the highest test concentration should be greater than the EC50 value.
Esimerkiksi EC50-pitoisuutta arvioitaessa suurimman testipitoisuuden on ylitettävä EC50-arvo.
If the EC50 value lies outside the range of test concentrations, associated confidence intervals will be large and a proper assessment of the statistical fit of the model may not be possible.
Jos EC50-arvo on testin pitoisuusalueen ulkopuolella, vastaavat luottamusvälit ovat suuria, jolloin voi olla mahdotonta arvioida mallin tilastollista sopivuutta.
If the aim is to estimate the LOEC/NOEC, the lowest test concentration should be low enough so that growth is not significantly less than that of the control.
Jos tavoitteena on arvioida LOEC- tai NOEC-pitoisuus, pienimmän testipitoisuuden on oltava niin pieni, että kasvu ei ole merkittävästi vähäisempää kuin kontrolliryhmässä.
In addition, the highest test concentration should be high enough so that growth is significantly lower than that in the control.
Suurimman testipitoisuuden on myös oltava niin suuri, että kasvu on huomattavasti vähäisempää kuin kontrolliryhmässä.
If this is not the case, the test will have to be repeated using a different concentration range (unless the highest concentration is at the limit of solubility or the maximum required limit concentration, e.g. 100 mg·l–1).
Muussa tapauksessa testi on toistettava käyttämällä toista pitoisuusaluetta (jollei suurin pitoisuus ole liukoisuusrajalla tai jollei se ole suurin vaadittu rajapitoisuus, esimerkiksi 100 mg·l–1).
Every test should include controls consisting of the same nutrient medium, number of fronds and colonies, environmental conditions and procedures as the test vessels but without the test substance.
Jokaiseen testiin on kuuluttava kontrolliryhmä, jossa ravinneliuos, versojen ja kolonioiden lukumäärä, ympäristöolosuhteet ja menettelyt ovat samat kuin testiryhmässä mutta ilman testiainetta.
If an auxiliary solvent or dispersant is used, an additional control treatment with the solvent/dispersant present at the same concentration as that in the vessels with the test substance should be included.
Jos apuna käytetään liuotinta tai dispergointiainetta, testiin on kuuluttava ylimääräinen kontrollikäsittely, jossa liuottimen tai dispergointiaineen pitoisuus on sama kuin testiainetta sisältävissä astioissa.
The number of replicate control vessels (and solvent vessels, if applicable) should be at least equal to, ideally twice, the number of vessels used for each test concentration.
Toistoissa kontrolliastioiden (ja liuotinta käytettäessä liuotinta sisältävien astioiden) lukumäärän on oltava vähintään yhtä suuri kuin kunkin testipitoisuuden testaamiseen käytettyjen astioiden lukumäärä ja mielellään kaksinkertainen.
If determination of NOEC is not required, the test design may be altered to increase the number of concentrations and reduce the number of replicates per concentration.
Jos NOEC-pitoisuutta ei tarvitse määrittää, testimenetelmää voidaan muuttaa lisäämällä pitoisuuksien määrää ja vähentämällä toistojen määrää pitoisuutta kohden.
However, the number of control replicates must be at least three.
Kontrollitoistoja on kuitenkin oltava vähintään kolme.
Colonies consisting of 2 to 4 visible fronds are transferred from the inoculum culture and randomly assigned to the test vessels under aseptic conditions.
Koloniat, jotka koostuvat 2–4 näkyvästä versosta, siirretään siirrosviljelmästä ja jaetaan satunnaisesti koeastioihin aseptisissa olosuhteissa. Jokaisessa koeastiassa on oltava yhteensä 9–12 versoa. Versoja ja kolonioita on oltava yhtä monta kaikissa koeastioissa.
Each test vessel should contain a total of 9 to 12 fronds.
Tästä testimenetelmästä saadut kokemukset ja yhteistutkimusten (ring tests) tulokset ovat osoittaneet, että jos jokaista käsittelyä kohden tehdään kolme toistoa, joissa kaikissa on aluksi 9–12 versoa, käsittelyjen välillä voidaan jo havaita kasvueroja, jotka vastaavat 4–7 prosentin inhibitiota, jos se lasketaan kasvunopeuden perusteella (ja 10–15 prosentin inhibitiota, jos se lasketaan tuotoksen perusteella) (10). Koeastiat on sijoitettava inkubaattoriin satunnaistetusti, jotta valon voimakkuuden ja lämpötilan spatiaalisista eroista johtuvat vaikutukset olisivat mahdollisimman pienet.
The number of fronds and colonies should be the same in each test vessel.
Vaatimuksena on myös, että jokaisella havainnointikerralla käytetään lohkoittaista järjestystä tai astioiden satunnaistettua uudelleensijoittelua (joka voidaan tehdä useamminkin).
In this case, the colonies should be exposed to freshly prepared test and control solutions on at least two occasions during the test (e.g. days 3 and 5).
Siinä tapauksessa koloniat on altistettava vasta valmistetuille testi- ja kontrolliliuoksille ainakin kahdesti testin aikana (esimerkiksi päivinä 3 ja 5).
The frequency of exposure to fresh medium will depend on the stability of the test substance; a higher frequency may be needed to maintain near-constant concentrations of highly unstable or volatile substances.
Testiaineen stabiiliudesta riippuu, kuinka usein koloniat on altistettava vastavalmistetulle viljelyaineelle. Testattaessa hyvin epästabiileja tai haihtuvia aineita pitoisuuksien pitäminen lähes vakioina voi vaatia useampia altistuskertoja.
In some circumstances, a flow-through procedure may be required (11)(13).
Joissakin tapauksissa voi olla tarpeen käyttää läpivirtausmenetelmää (11)(13).
The exposure scenario through a foliar application (spray) is not covered in this Testing Method, instead see (14).
Tähän testimenetelmään ei kuulu versojen altistaminen ruiskuttamalla, mutta sitä käsitellään kirjallisuusviitteessä (14).
Continuous warm or cool white fluorescent lighting should be used to provide a light intensity selected from the range of 85-135 μE·m–2·s–1 when measured in a photosynthetically active radiation (400-700 nm) at points the same distance from the light source as the Lemna fronds (equivalent to 6500-10000 lux).
Testissä käytetään tasaista lämpimän- tai kylmänvalkoista loistevaloa, jotta valon voimakkuudeksi saadaan 85–135 μE·m–2·s–1, kun se mitataan fotosyynteesille suotuisalla aallonpituusalueella (400–700 nm) pisteissä, jotka ovat samalla etäisyydellä valolähteestä kuin Lemna-versot (tämä vastaa voimakkuusaluetta 6500–10000 luksia).
Any differences from the selected light intensity over the test area should not exceed ± 15 %.
Valon voimakkuus ei saa vaihdella enempää kuin ± 15 prosenttia testialueen yläpuolella.
The method of light detection and measurement, in particular the type of sensor, will affect the measured value.
Valoilmaisin- ja valonmittausmenetelmä ja erityisesti anturityyppi vaikuttavat mittausarvoon.
Spherical sensors (which respond to light from all angles above and below the plane of measurement) and ‘cosine’ sensors (which respond to light from all angles above the plane of measurement) are preferred to unidirectional sensors, and will give higher readings for a multi-point light source of the type described here.
Pallomaiset anturit (jotka reagoivat valoon mistä tahansa kulmasta mittaustason ylä- ja alapuolelta) ja kosinikorjaimella varustetut anturit (jotka reagoivat valoon mistä tahansa kulmasta mittaustason yläpuolelta) ovat suositeltavampia kuin yksisuuntaiset anturit. Ensin mainitut antavat suurempia lukemia mitattaessa tässä kuvatun kaltaista monipisteistä valonlähdettä.
The temperature in the test vessels should be 24 ± 2 °C.
Lämpötilan on oltava koeastioissa 24 ± 2 °C.
However, deviation of more than 1,5 units would not invalidate the test when it can be shown that validity criteria are met.
Tätä suurempi poikkeama ei kuitenkaan mitätöi testiä, jos validiteettivaatimusten voidaan osoittaa täyttyvän.
Additional care is needed on pH drift in special cases such as when testing unstable substances or metals.
Erityistapauksissa, esimerkiksi testattaessa epästabiileja aineita tai metalleja, on kiinnitettävä erityistä huomiota pH:n vaihteluun.
See (11) for further guidance.
Tästä annetaan lisäohjeita kirjallisuusviitteessä (11).
The test is terminated 7 days after the plants are transferred into the test vessels.
Testi päättyy seitsemän päivän kuluttua kasvien siirtämisestä koeastioihin.
At the start of the test, the frond number in the test vessels is counted and recorded, taking care to ensure that protruding, distinctly visible fronds are accounted for.
Testin alussa lasketaan ja kirjataan koeastioissa olevien versojen lukumäärä. Tällöin on laskettava kaikki esiin työntyvät ja selvästi näkyvät versot.
Frond numbers appearing normal or abnormal, need to be determined at the beginning of the test, at least once every 3 days during the exposure period (i.e. on at least 2 occasions during the 7 day period), and at test termination.
Normaaleilta ja epänormaaleilta vaikuttavien versojen määrä lasketaan testin alussa, vähintään joka kolmas päivä altistuksen aikana (eli ainakin kaksi kertaa seitsemän päivän jakson aikana) sekä kokeen päättyessä. Kasvien kehityksessä tapahtuvat muutokset rekisteröidään.
Changes in plant development, e.g. in frond size, appearance, indication of necrosis, chlorosis or gibbosity, colony break-up or loss of buoyancy, and in root length and appearance, should be noted.
Niitä ovat esimerkiksi versojen koossa ja ulkonäössä tapahtuvat muutokset, merkit nekroosista, kloroosista tai kupruisuudesta, kolonian hajoaminen tai kelluvuuden heikkeneminen sekä muutokset juurien pituudessa ja ulkonäössä.
Significant features of the test medium (e.g. presence of undissolved material, growth of algae in the test vessel) should also be noted.
Lisäksi on rekisteröitävä testiviljelyaineen erityiset ominaisuudet (esimerkiksi liukenemattoman materiaalin esiintyminen ja levien kasvu koeastiassa).
In addition to determinations of frond number during the test, effects of the test substance on one (or more) of the following measurement variables are also assessed:
Versojen lukumäärän laskemisen lisäksi testin aikana arvioidaan myös testiaineen vaikutuksia yhteen (tai useampaan) seuraavista mittausmuuttujista:
total frond area;
versojen kokonaispinta-ala;
dry weight;
kuivapaino;
fresh weight.
tuorepaino.
Total frond area has an advantage that it can be determined for each test and control vessel at the start, during, and at the end of the test.
Versojen kokonaispinta-alaan liittyy se etu, että se voidaan määrittää jokaisesta testi- ja kontrolliastiasta testin alussa, sen aikana ja sen lopussa.
Dry or fresh weight should be determined at the start of the test from a sample of the inoculum culture representative of what is used to begin the test, and at the end of the test with the plant material from each test and control vessel.
Kuiva- tai tuorepaino on määritettävä testin alussa siirrosviljelmästä otetusta näytteestä, jonka on oltava edustava näyte testin käynnistämiseen käytetystä materiaalista, sekä testin lopussa jokaisesta testi- ja kontrolliastiasta otetusta kasvimateriaalista.
If frond area is not measured, dry weight is preferred over fresh weight.
Jos versojen pinta-alaa ei mitata, on parempi mitata kuivapaino tuorepainon sijasta.
Total frond area, dry weight and fresh weight may be determined as follows:
Versojen kokonaispinta-ala, kuivapaino ja tuorepaino voidaan määrittää seuraavasti:
Total frond area: The total frond area of all colonies may be determined by image analysis.
Versojen kokonaispinta-ala: Kaikkien kolonioiden versojen kokonaispinta-ala voidaan määrittää kuva-analyysillä.
A silhouette of the test vessel and plants can be captured using a video camera (i.e. by placing the vessel on a light box) and the resulting image digitised.
Koeastiasta ja kasveista voidaan ottaa siluettikuva videokameralla (esimerkiksi sijoittamalla koeastia valolaatikon päälle), ja näin saatu kuva digitalisoidaan.
By calibration with flat shapes of known area, the total frond area in a test vessel may then be determined.
Koeastiassa olevien versojen kokonaispinta-ala voidaan määrittää tekemällä kalibrointi tunnetun pinta-alan tasokuvioiden avulla.
Care should be taken to exclude interference caused by the rim of the test vessel.
Tällöin on huolehdittava siitä, että koeastian reunan aiheuttamat vaikutukset eivät vääristä määritystä.
An alternative but more laborious approach is to photocopy test vessels and plants, cut out the resulting silhouette of colonies and determine their area using a leaf area analyser or graph paper.
Vaihtoehtoisena mutta työläämpänä menetelmänä on valokuvata koeastiat ja kasvit, leikata näin saatu kolonioiden siluetti ja määrittää niiden pinta-ala käyttämällä lehtialan analysaattoria.
Other techniques (e.g. paper weight ratio between silhouette area of colonies and unit area) may also be appropriate.
Muutkin tekniikat voivat olla käyttökelpoisia (esimerkiksi kolonioiden siluetin pinta-alan ja tietyn pinta-alayksikön välinen painosuhde paperin painon mukaan laskettuna).
Dry weight: All colonies are collected from each of the test vessels and rinsed with distilled or deionised water.
Kuivapaino: Jokaisesta koeastiasta kerätään kaikki koloniat, jotka huuhdotaan tislatulla tai deionisoidulla vedellä.
They are blotted to remove excess water and then dried at 60 °C to a constant weight.
Kolonioissa oleva ylimääräinen vesi imeytetään paperiin, minkä jälkeen niitä kuivataan 60 °C:ssa, kunnes niiden paino on vakio.
Any root fragments should be included.
Juurenpalaset on otettava mukaan.
The dry weight should be expressed to an accuracy of at least 0,1 mg.
Kuivapaino on ilmoitettava vähintään 0,1 mg:n tarkkuudella.
Fresh weight: All colonies are transferred to pre-weighed polystyrene (or other inert material) tubes with small (1 mm) holes in the rounded bottoms.
Tuorepaino: Kaikki koloniat siirretään ennalta punnittuihin polystyreeniputkiin (tai muihin inerttiä materiaalia oleviin putkiin), joiden pyöreissä pohjissa on pieniä (1 mm) aukkoja.
The tubes are then centrifuged at 3000 rpm for 10 minutes at room temperature.
Putkia sentrifugoidaan kierrosluvulla 3000 rpm huoneenlämmössä 10 minuutin ajan.
Tubes, containing the now dried colonies, are re-weighed and the fresh weight is calculated by subtracting the weight of the empty tube.
Putket, jotka sisältävät näin kuivatut koloniat, punnitaan uudelleen, ja tuorepaino lasketaan vähentämällä punnitustuloksesta tyhjän putken paino.
Frequency of measurements and analytical determinations
Mittausten ja analyyttisten määritysten tiheys
If a static test design is used, the pH of each treatment should be measured at the beginning and end of the test.
Käytettäessä staattista testimenetelmää kunkin käsittelyn liuoksen pH on mitattava testin alussa ja lopussa.