natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Slides are dipped in autoradiographic emulsion, exposed in the dark (e.g. refrigerated for 7-14 days), developed, stained, and exposed silver grains are counted.
Objektilasit kastetaan autoradiografiemulsioon, valotetaan pimeässä (esim. säilytetään jääkaapissa 7–14 päivää), kehitetään, värjätään ja lasketaan valottuneet hopeajyväset.
Two to three slides are prepared from each animal.
Jokaisesta eläimestä valmistetaan 2–3 objektilasia.
The slide preparations should contain sufficient cells of normal morphology to permit a meaningful assessment of UDS.
Objektilasipreparaattien tulisi sisältää riittävästi soluja, joiden morfologia on normaali, jotta luotettava UDS-analyysi voidaan tehdä.
Preparations are examined microscopically for signs of overt cytotoxicity (e.g. pyknosis, reduced levels of radiolabelling).
Preparaateista tehdään mikroskooppitutkimus selvän sytotoksisuuden merkkien havaitsemiseksi (esim. pyknoosi, radioaktiivisuuden väheneminen).
Slides should be coded before grain counting.
Objektilasit on koodattava ennen jyvästen laskemista.
Normally 100 cells are scored from each animal from at least two slides; the scoring of less than 100 cells/animal should be justified.
Normaalisti jokaisesta eläimestä lasketaan 100 solua vähintään kahdesta objektilasista; jos lasketaan alle 100 solua/eläin, tämä on perusteltava.
Grain counts are not scored for S-phase nuclei, but the proportion of S-phase cells may be recorded.
Jyvästen määrää ei lasketa S-vaiheessa olevista tumista, mutta S-vaiheessa olevien solujen suhteellinen osuus voidaan rekisteröidä.
The amount of 3H-TdR incorporation in the nuclei and the cytoplasm of morphologically normal cells, as evidenced by the deposition of silver grains, should be determined by suitable methods.
Morfologisesti normaalien solujen tumaan ja sytoplasmaan inkorporoituneen 3H-TdR:n määrä, joka näkyy hopeajyvästen kertymänä, on määritettävä soveltuvilla menetelmillä.
Grain counts are determined over the nuclei (nuclear grains, NG) and nucleus equivalent areas over the cytoplasm (cytoplasmic grains, CG).
Hopeajyvästen määrä määritetään tumien kohdalta (tumassa esiintyvät jyväset, NG) ja tumaa vastaavilta alueilta sytoplasman kohdalta (sytoplasmiset jyväset, CG).
CG counts are measured by either taking the most heavily labelled area of cytoplasm, or by taking an average of two to three random cytoplasmic grain counts adjacent to the nucleus.
CG-määrät mitataan joko valitsemalla sytoplasmasta kaikkein eniten radioaktiivisesti merkittyä ainetta sisältävä alue tai valitsemalla keskimäärin kaksi tai kolme satunnaisesti valittua tuman vierestä laskettua sytoplasmisten jyvästen määrää.
Other counting methods (e.g. whole cell counting) may be used if they can be justified (6).
Myös muita laskentamenetelmiä (esim. kokosolulaskentaa) voidaan käyttää, jos ne voidaan perustella (6).
Individual slide and animal data should be provided.
Jokaisen objektilasin ja jokaisen eläimen tiedot on esitettävä erikseen.
Net nuclear grain (NNG) counts should be calculated for each cell, for each animal and for each dose and time by subtracting CG counts from NG counts.
Tumassa esiintyvien jyvästen nettomäärät (NNG) on laskettava jokaisesta solusta, jokaisesta eläimestä ja jokaisesta annoksesta ja ajankohdasta erikseen vähentämällä CG-lukemat NG-lukemista.
If ‘cells in repair’ are counted, the criteria for defining ‘cells in repair’ should be justified and based on historical or concurrent negative control data.
Jos ’korjautuvat solut’ lasketaan, käsitteen ’korjautuvat solut’ kriteerit on perusteltava ja niiden on perustuttava negatiivisista kontrolleista aikaisemmin tai tämän tutkimuksen yhteydessä saatuihin tietoihin.
Numerical results may be evaluated by statistical methods.
Numeeriset tulokset voidaan arvioida tilastollisin menetelmin.
If used, statistical tests should be selected and justified prior to conducting the study.
Jos tilastollisia testejä käytetään, ne on valittava ja perusteltava ennen tutkimusta.
Examples of criteria for positive/negative responses include:
Esimerkkejä positiivisten/negatiivisten vasteiden kriteereistä:
positive
positiivinen
NNG values above a pre-set threshold which is justified on the basis of laboratory historical data; or
NNG-arvot ovat aikaisemmin asetettujen, laboratoriokohtaisiin vertailuarvoihin perustuvien kynnysarvojen yläpuolella; tai
NNG values significantly greater than concurrent control;
NNG-arvot ovat merkitsevästi suurempia kuin rinnakkaisessa kontrollissa;
negative
negatiivinen
NNG values within/below historical control threshold; or
NNG-arvot ovat laboratoriokohtaisiin vertailuarvoihin perustuvan kynnysarvon tasalla tai sen alapuolella; tai
NNG values not significantly greater than concurrent control.
NNG-arvot eivät ole merkitsevästi suuremmat kuin rinnakkaisessa kontrollissa.
The biological relevance of data should be considered: i.e. parameters such as inter-animal variation, dose-response relationship and cytotoxicity should be taken into account.
Tulosten biologista merkitystä on pohdittava: huomioitavia parametreja ovat eläinten väliset erot, annos-vastesuhde ja sytotoksisuus.
A positive result from the UDS test with mammalian liver cells in vivo indicate that a test substance induces DNA damage in mammalian liver cells in vivo that can be repaired by unscheduled DNA synthesis in vitro.
Nisäkkäiden maksasoluissa in vivo tehdyssä UDS-testissä saadut positiiviset tulokset osoittavat, että tutkittava aine aiheuttaa nisäkkäiden maksasoluissa in vivo DNA-vaurioita, jotka S-vaiheen ulkopuolinen DNA-synteesi (unscheduled DNA synthesis) voi korjata in vitro.
A negative result indicates that, under the test conditions, the test substance does not induce DNA damage that is detectable by this test.
Negatiivinen tulos osoittaa, ettei tutkittava aine aiheuta koeolosuhteissa sellaisia DNA-vaurioita, jotka voidaan todeta tällä testillä.
The likelihood that the test substance reaches the general circulation or specifically the target tissue (e.g. systemic toxicity) should be discussed.
Tutkittavan aineen tai sen metaboliittien todennäköistä pääsyä yleiseen verenkiertoon tai erityisesti kohdekudokseen on pohdittava.
positive and negative vehicle/solvent controls,
positiiviset ja negatiiviset (kantaja-aine/liuotin) kontrollit,
methods for verifying that test agent reached the general circulation or target tissue, if applicable,
menetelmät, joilla on vahvistettu tutkittavan aineen pääsy yleiseen verenkiertoon tai kohdekudokseen tarvittaessa,
method of liver cell preparation and culture,
maksasolujen preparointi- ja viljelymenetelmä,
number of slides prepared and numbers of cells scored,
preparoitujen objektilasien lukumäärä ja laskettujen solujen lukumäärät,
evaluation criteria,
arviointikriteerit,
criteria for considering studies as positive, negative or equivocal,
kriteerit, joiden perusteella tutkimukset luokiteltiin positiivisiksi, negatiivisiksi tai epäselviksi.
individual slide, animal and group mean values for nuclear grains, cytoplasmic grains, and net nuclear grains,
tumassa esiintyvien jyvästen määrien, sytoplasmisten jyvästen määrien ja tumassa esiintyvien jyvästen nettomäärien keskiarvot yksittäistä objektilasia, eläintä ja ryhmää kohti,
dose-response relationship, if available,
mahdollinen annos-vastesuhde,
statistical evaluation if any,
mahdolliset tilastolliset analyysit,
historical negative (solvent/vehicle) and positive control data with range, means and standard deviations,
aikaisemmat negatiivisilla (liuotin/kantaja-aine) ja positiivisilla kontrolleilla saadut tutkimustulokset sekä vaihteluvälit, keskiarvot ja keskihajonnat,
number of ‘cells in repair’ if determined,
’korjautuvien solujen’ lukumäärä, jos määritetty,
number of S-phase cells if determined,
S-vaiheessa olevien solujen lukumäärä, jos määritetty,
viability of the cells.
solujen elinkykyisyys.
Madle, S., Dean, S.W., Andrae, U., Brambilla, G., Burlinson, B., Doolittle, D.J., Furihata, C., Hertner, T., McQueen, C.A. and Mori, H., (1993) Recommendations for the Performance of UDS Tests In Vitro and In Vivo.
Madle, S., Dean, S. W., Andrae, U., Brambilla, G., Burlinson, B., Doolittle, D. J., Furihata, C, Hertner, T., McQueen, C. A. and Mori, H. (1993), Recommendations for the Performance of UDS Tests In Vitro and In Vivo.
Mutation Res., 312, p. 263-285.
Mutation Res., 312, s. 263–285.
Mutagen, 4, p. 553-562.
Mutagen, 4, s. 553–562.
This testing method is equivalent to the OECD TG 430 (2004).
Tämä menetelmä vastaa OECD:n testiohjetta nro TG 430 (2004)
Skin corrosion refers to the production of irreversible tissue damage in the skin following the application of a test material (as defined by the Globally Harmonised System for the Classification and Labelling of Chemical Substances and Mixtures (GHS)) (1).
Ihosyövyttävyydellä tarkoitetaan palautumattoman kudosvaurion ilmenemistä ihossa testiaineen aplikaation jälkeen [määritelmä sisältyy GHS-järjestelmään (Globally Harmonised System for the Classification and Labelling of Chemical Substances and Mixtures)] (1).
This method provides a procedure by which the assessment of corrosivity is not carried out in live animals.
Seuraavassa kuvatulla testimenetelmällä voidaan arvioida syövyttävyys tarvitsematta käyttää eläviä koe-eläimiä.
The assessment of skin corrosivity has typically involved the use of laboratory animals (2).
Ihosyövyttävyyden arviointi on tyypillisesti edellyttänyt koe-eläinten käyttöä (2).
Concern for the pain and suffering of animals involved with this procedure has been addressed in the revision of testing method B.4 that allows for the determination of skin corrosion by using alternative, in vitro, methods, avoiding pain and suffering.
Huoli testissä käytettäville eläimille aiheutuvasta kärsimyksestä on otettu huomioon testimenetelmän B.4 tarkistetussa versiossa, jossa ihosyövyttävyys voidaan määrittää käyttämällä vaihtoehtoisia in vitro -menetelmiä, joissa eläimille ei aiheuteta kipua tai kärsimystä.
A first step towards defining alternative tests that could be used for skin corrosivity testing for regulatory purposes was the conduct of prevalidation studies (3).
Sääntelytarkoituksiin käytettävien vaihtoehtoisten ihosyövyttävyystestien kehittäminen aloitettiin validointia edeltävillä tutkimuksilla (3).
Following this, a formal validation study of in vitro methods for assessing skin corrosion (4)(5) was conducted (6)(7)(8).
Tämän jälkeen tehtiin ihosyövyttävyyden arviointiin käytettävien in vitro -menetelmien (4) (5) virallinen validointitutkimus (6) (7) (8).
The outcome of these studies and other published literature led to the recommendation that the following tests could be used for the assessment of in vivo skin corrosivity (9)(10)(11): the human skin model test (see tesing method B.40bis) and the transcutaneous electrical resistance test (this method).
Näiden tutkimusten tulokset ja muu julkaistu kirjallisuus johtivat siihen suositukseen, että ihosyövyttävyyden arviointiin in vivo voitaisiin käyttää seuraavia testejä (9) (10) (11): ihmisihomallitesti (testimenetelmä B.40 a) ja sähkövastusmääritystesti (tässä kuvattu menetelmä).
A validation study and other published studies have reported that the rat skin transcutaneous electrical resistance (TER) assay (12)(13) is able to reliably discriminate between known skin corrosives and non-corrosives (5)(9).
Validointitutkimus ja muut julkaistut tutkimukset osoittivat, että rotan ihon sähkövastusmäärityksellä (TER) (12) (13) voidaan luotettavasti erottaa tunnetut ihoa syövyttävät kemikaalit sellaisista kemikaaleista, jotka eivät syövytä ihoa (5) (9).
The test described in this method allows the identification of corrosive chemical substances and mixtures.
Tässä kuvatulla testimenetelmällä voidaan tunnistaa syövyttävät kemialliset aineet ja seokset.
It further enables the identification of non-corrosive substances and mixtures when supported by a weight of evidence determination using other existing information (e.g. pH, structure-activity-relationships, human and/or animal data) (1)(2)(11)(14).
Sillä voidaan tunnistaa myös sellaiset aineet ja seokset, jotka eivät syövytä ihoa, kunhan tukena on muista käytettävissä olevista tiedoista saatua näyttöä (esim. pH, rakenne-aktiivisuussuhteet, koehenkilöillä ja/tai -eläimillä tehdyistä kokeista saadut tiedot) (1) (2) (11) (14).
It does not provide information on skin irritation, nor does it allow the sub-categorisation of corrosive substances as permitted in the Globally Harmonised Classification System (GHS) (1).
Se ei tarjoa tietoa ihoärsytyksestä, eikä sen perusteella ole mahdollista luokitella syövyttäviä aineita GHS-järjestelmän (Globally Harmonised Classification System) mukaisiin alaluokkiin (1).
For a full evaluation of local skin effects after a single dermal exposure, it is recommended to follow the sequential testing strategy as appended to testing method B.4 (2) and provided in the Globally Harmonised System (1).
Haluttaessa arvioida kattavasti ihoaltistuksen jälkeiset paikalliset ihovaikutukset suositellaan käytettäväksi testimenetelmän B.4 liitteessä esitettyä monivaiheista testausta (2), joka on esitetty GHS-järjestelmässä (1).
This testing strategy includes the conduct of in vitro tests for skin corrosion (as described in this method) and skin irritation before considering testing in live animals.
Kyseiseen testaukseen kuuluu ihosyövyttävyystestien (tässä kuvattu testimenetelmä) ja ihoärsytystestien suorittaminen in vitro ennen testauksen harkitsemista elävillä eläimillä.
Skin corrosionin vivo: is the production of irreversible damage of the skin: namely, visible necrosis through the epidermis and into the dermis, following the application of a test subsance for up to four hours.
Ihosyövyttävyysin vivo: korjautumattoman ihovaurion eli orvaskeden läpi verinahkaan ulottuvan näkyvän kuolion ilmaantuminen enintään neljä tuntia kestäneen testiaineen annostelun jälkeen.
Corrosive reactions are typified by ulcers, bleeding, bloody scabs, and, by the end of the observation at 14 days, by discolouration due to blanching of the skin, complete areas of alopecia, and scars.
Tyypillisiä syöpymisreaktioita ovat haavaumat, verenvuoto, veriset ruvet sekä 14 päivän tarkkailujakson lopussa ihon vaalenemisen aiheuttama värinmuutos, kokonaan kaljuuntuneet alueet ja arvet.
Transcutaneous Electrical Resistance (TER): is a measure of the electrical impendance of the skin, as a resistance value in kilo Ohms.
Ihon sähkövastus (TER) on ihon sähköisen impedanssin mittayksikkö (kilo-ohmeina).
A simple and robust method of assessing barrier function by recording the passage of ions through the skin using a Wheatstone bridge apparatus.
Kyseessä on ihon suojaavan vaikutuksen arviointiin käytettävä yksinkertainen ja luotettava menetelmä, jossa rekisteröidään ihon läpi kulkevat ionit Wheatstone-siltamittauksella.
Reference chemicals
Vertailukemikaalit
1,2-Diaminopropane
1,2-Diaminopropaani
Severely corrosive
Erittäin syövyttävä
Acrylic Acid
Akryylihappo
Severely Corrosive
Erittäin syövyttävä
2-tert. Butylphenol
2-tert-Butyylifenoli
Corrosive
Syövyttävä
Potassium hydroxide (10 %)
Kaliumhydroksidi (10 %)
Sulfuric acid (10 %)
Rikkihappo (10 %)
Octanoic acid (caprylic acid)
Oktaanihappo (kapryylihappo)
4-Amino-1,2,4-triazole
4-Amino-1,2,4-triatsoli
Not corrosive
Ei syövyttävä
Phenethyl bromide
Fenetyylibromidi
Isostearic acid
Isosteariinihappo
4-(Methylthio)-benzaldehyde
4-(Metyylitio)-bentsaldehydi
Most of the chemicals listed are taken from the list of chemicals selected for the ECVAM international validation study (4).
Useimmat taulukossa mainituista kemikaaleista on valittu ECVAM:in kansainvälisessä validointitutkimuksessa käytettyjen kemikaalien joukosta (4).
Their selection is based on the following criteria:
Ne valittiin seuraavilla perusteilla:
equal number of corrosive and non-corrosive substances;
Syövyttäviä ja ei-syövyttäviä aineita on oltava yhtä paljon.
commercially available substances covering most of the relevant chemical classes;
Niiden on oltava kaupallisesti saatavilla olevia aineita, jotka kattavat useimmat relevantit kemikaaliluokat.
inclusion of severely corrosive as well as less corrosive substances in order to enable discrimination based on corrosive potency;
Mukana on oltava sekä erittäin syövyttäviä että vähemmän syövyttäviä aineita, jotta mahdollistettaisiin syövyttävyysvoimakkuuden mukainen luokittelu.
choice of chemicals that can be handled in a laboratory without posing other serious hazards than corrosivity.
Kemikaaleja on voitava käsitellä laboratoriossa aiheuttamatta vakavia riskejä (syövyttävyyttä lukuun ottamatta).
The test material is applied for up to 24 hours to the epidermal surfaces of skin discs in a two-compartment test system in which the skin discs function as the separation between the compartments.
Testiainetta aplikoidaan enintään 24 tunnin ajan ihonäytteiden orvaskesipinnalle kaksikammioisessa testijärjestelmässä, jossa ihonäytelevyt toimivat kammioiden välisenä erotusseinänä.
The skin discs are taken from humanely killed rats aged 28-30 days.
Ihonäytteet otetaan inhimillisellä tavalla lopetetuista 28–30 päivän ikäisistä rotista.
Corrosive materials are identified by their ability to produce a loss of normal stratum corneum integrity and barrier function, which is measured as a reduction in the TER below a threshold level (12).
Aineen katsotaan olevan syövyttävä, jos marraskesi tulee läpäiseväksi, mikä mitataan ihon sähkövastuksen pienenemisenä tietyn raja-arvon alapuolelle (12).
For rat TER, a cut-off value of 5 kΏ has been selected based on extensive data for a wide range of chemicals where the vast majority of values were either clearly well above (often > 10 kΩ), or well below (often < 3 kΩ) this value (12).
Rotan ihon sähkövastuksen raja-arvoksi valittiin 5 kΏ. Valinta perustui laajoihin tietoihin useista kemikaaleista, joiden osalta arvot olivat (valtaenemmistössä) selvästi yli kyseisen arvon (usein > 10 kΩ) tai ali sen (usein < 3 kΩ).
Generally, materials which are non-corrosive in animals but are irritating or non-irritating do not reduce the TER below this cut-off value.
Yleensä materiaalit, jotka eivät ole syövyttäviä eläimissä (mutta voivat olla joko ärsyttäviä tai ei-ärsyttäviä), eivät laske ihon sähkövastusta alle kyseisen erottavan arvon.
Furthermore, use of other skin preparations or other equipment may alter the cut-off value, necessitating further validation.
Lisäksi muiden ihonäytteiden tai muiden laitteiden käyttö voi muuttaa raja-arvoa, mikä edellyttää lisävalidointia.
A dye-binding step is incorporated into the test procedure for confirmation testing of positive results in the TER including values around 5 kΩ.
Testimenetelmään lisätään väriaineensitomisvaihe, jotta voidaan vahvistaa positiiviset tulokset tapauksissa, joissa arvo on lähellä 5 kΩ:ia.
The dye-binding step determines if the increase in ionic permeability is due to physical destruction of the stratum corneum.
Väriaineensitomisvaiheessa voidaan määrittää, johtuuko ionien läpäisykyvyn lisääntyminen marraskeden rakenteen tuhoutumisesta.
The TER method utilising rat skin has shown to be predictive of in vivo corrosivity in the rabbit assessed under Testing Method B.4 (2).
Rotan ihoa käyttävän menetelmän on osoitettu kykenevän ennustamaan syövyttävyyttä in vivo kanissa, jota käytettiin koe-eläimenä testimenetelmän B.4 mukaisessa testissä (2).
It should be noted that the in vivo rabbit test is highly conservative with respect to skin corrosivity and skin irritation when compared with the human skin patch test (15).
On huomattava, että in vivo -kanitesti on karkea ihosyövyttävyyden ja -ärsytyksen suhteen verrattuna ihmisiholla suoritettavaan lapputestiin (15).
Rats are the species of choice because the sensitivity of their skin to chemicals in this test has been previously demonstrated (10).
Testiä varten valittu laji on rotta, koska rottien ihon herkkyys testattaville kemikaaleille on osoitettu aikaisemmissa tutkimuksissa (10).
The age (when the skin is collected) and strain of the rat is particularly important to ensure that the hair follicles are in the dormant phase before adult hair growth begins.
Rotan iällä (jossa ihonäyte otetaan) ja kannalla on erityinen merkitys, sillä testi edellyttää, että rottien karvatupet ovat vielä uinuvassa tilassa ennen aikuisen yksilön karvankasvun alkua.
The dorsal and flank hair from young, approximately 22 day-old, male or female rats (Wistar-derived or a comparable strain), is carefully removed with small clippers.
Nuorten (noin 22 päivän ikäisten) uros- tai naarasrottien (Wistar tai vastaava kanta) selästä ja kyljistä ajetaan karvat tarkasti pienillä karvaleikkureilla.
Then, the animals are washed by careful wiping, whilst submerging the clipped area in antibiotic solution (containing, for example, streptomycin, penicillin, chloramphenicol, and amphotericin, at concentrations effective in inhibiting bacterial growth).
Eläimet pestään pyyhkimällä huolellisesti, ja aluetta, jolta on poistettu karvat, käsitellään runsaalla määrällä antibioottiliuosta (jossa on bakteerikasvua tehokkaasti estävät pitoisuudet esim. streptomysiiniä, penisilliiniä, kloramfenikolia ja amfoterisiiniä).
Animals are washed with antibiotics again on the third or fourth day after the first wash and are used within three days of the second wash, when the stratum corneum has recovered from the hair removal.
Eläimet pestään jälleen antibioottiliuoksella kolmantena tai neljäntenä päivänä ensimmäisen pesun jälkeen ja käytetään kokeisiin kolmen päivän sisällä toisesta pesusta, kun marraskesi on toipunut karvojen poistosta.
Preparation of the skin discs
Ihonäytteiden valmistus
Animals are humanely killed when 28-30 days old; this age is critical.
Eläimet lopetetaan inhimillisesti 28–30 päivän ikäisinä; ikävaatimus on ehdoton.
The dorso-lateral skin of each animal is then removed and stripped of excess subcutaneous fat by carefully peeling it away from the skin.
Kunkin eläimen selkä- ja kylkinahka poistetaan ja nahasta kuoritaan tarkasti ylimääräinen ihonalainen rasva.
Skin discs, with a diameter of approximately 20 mm each, are removed.
Ihosta otetaan läpimitaltaan noin 20 mm:n suuruiset näytteet.
The skin may be stored before disks are used where it is shown that positive and negative control data are equivalent to that obtained with fresh skin.
Ihonäytteet voidaan varastoida ennen niiden käyttöä, jos voidaan osoittaa, että positiivisilla ja negatiivisilla kontrolleilla saatavat tiedot vastaavat tuoreilla näytteillä saatuja.
Each skin disc is placed over one of the ends of a PTFE (polytetrafluoroethylene) tube, ensuring that the epidermal surface is in contact with the tube.
Kukin ihonäyte asetetaan polytetrafluoroetyleeniputken (PTFE-putken) toisen pään yli siten, että orvaskesipinta on kosketuksissa putken kanssa.
A rubber ‘O’ ring is press-fitted over the end of the tube to hold the skin in place and excess tissue is trimmed away.
Ihonäyte kiristetään paikalleen kumisella O-renkaalla, ja liika nahka leikataan pois.
Tube and ‘O’ ring dimensions are shown in Figure 2.
Kuvassa 2 esitetään putken ja O-renkaan mitat.
The rubber ‘O’ ring is then carefully sealed to the end of the PTFE tube with petroleum jelly.
O-rengas tiivistetään huolellisesti PTFE-putken päähän vaseliinilla.
The tube is supported by a spring clip inside a receptor chamber containing MgSO4 solution (154 mM) (Figure 1).
Putki kiinnitetään jousipidikkeellä koeastian sisälle, jossa on MgSO4-liuosta (154 mM) (kuva 1).
The skin disc should be fully submerged in the MgSO4 solution.
Ihonäyte on kokonaan upotettava MgSO4-liuokseen.
As many as 10-15 skin discs can be obtained from a single rat skin.
Yhdestä rotan nahasta on mahdollista saada 10–15 ihonäytettä.
Before testing begins, the electrical resistance of two skin discs is measured as a quality control procedure for each animal skin.
Ennen testauksen alkua mitataan kahden ihonäytteen sähkövastus kunkin eläimen nahan laadunvarmistusmenettelynä.
Both discs should give resistance values greater than 10 kΩ for the remainder of the discs to be used for the test.
Kummankin näytteen vastusarvon on oltava yli 10 kΩ, jotta muita nahasta saatuja ihonäytteitä voidaan käyttää testissä.
If the resistance value is less than 10 kΩ, the remaining discs from that skin should be discarded.
Jos vastusarvo on alle 10 kΩ, kaikki samasta nahasta saadut näytteet on hylättävä.