natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Forward mutation: a gene mutation from the parental type to the mutant form which gives rise to an alteration or a loss of the enzymatic activity of the function of the encoded protein.
Forward-mutaatio: geenin mutaatio parentaalisesta tyypistä mutanttimuotoon, minkä seurauksena geenin koodittama valkuaisaine menettää entsymaattisen aktiivisuutensa tai sen entsyymiaktiivisuus muuttuu.
Base pair substitution mutagens: substances, which cause substitution of one or several base pairs in the DNA.
Emäsparien korvautumista aiheuttavat mutageenit: aineita, jotka aiheuttavat yhden tai useamman emäsparin substituution DNA:ssa.
Frameshift mutagens: Substances, which cause the addition or deletion of single or multiple base pairs in the DNA molecule.
Lukukehyksensiirtomutageenit: aineita, jotka aiheuttavat yhden tai useamman emäsparin ylimäärän tai vajauksen DNA-molekyylissä.
Phenotypic expression time: a period during which unaltered gene products are depleted from newly mutated cells.
Fenotyypin ilmentymisaika: ajanjakso, jonka aikana muuttumattomat geenituotteet poistuvat hiljattain mutatoituneista soluista.
Mutant frequency: the number of mutant cells observed divided by the number of viable cells.
Mutaatiotaajuus: todettu mutanttien solujen lukumäärä jaettuna elinkykyisten solujen määrällä.
Relative total growth: increase in cell number over time compared to a control population of cells; calculated as the product of suspension growth relative to the negative control times cloning efficiency relative to negative control.
Suhteellinen kokonaiskasvu: solumäärän suureneminen tietyssä ajassa verrattuna kontrollina käytettävään solupopulaatioon; lasketaan tulona, joka saadaan kertomalla keskenään suspensiokasvu suhteessa negatiiviseen kontrolliin ja kloonaustehokkuus suhteessa negatiiviseen kontrolliin.
Relative suspension growth: increase in cell number over the expression period relative to the negative control.
Suhteellinen suspensiokasvu: solujen lukumäärän suureneminen ilmentymisajan kuluessa verrattuna negatiiviseen kontrolliin.
Viability: the cloning efficiency of the treated cells at the time of plating in selective conditions after the expression period.
Elinkykyisyys: tutkittavalle aineelle altistettujen solujen kloonaustehokkuus maljausajankohtana selektiivisissä olosuhteissa ilmentymisajan jälkeen.
Survival: the cloning efficiency of the treated cells when plated at the end of the treatment period; survival is usually expressed in relation to the survival of the control cell population.
Eloonjääneisyys: tutkittavalle aineelle altistettujen solujen kloonaustehokkuus maljattaessa altistusjakson lopussa; eloonjääneisyys ilmoitetaan yleensä suhteessa kontrollina käytetyn solupopulaation eloonjääneisyyteen.
Cells deficient in thymidine kinase (TK) due to the mutation TK+/- -> TK-/- are resistant to the cytotoxic effects of the pyrimidine analogue trifluorothymidine (TFT).
Solut, joista TK+/- → TK-/- -mutaation seurauksena puuttuu tymidiinikinaasi (TK), ovat resistenttejä pyrimidiinianalogitrifluorotymidiinin (TFT) sytotoksisille vaikutuksille.
Thymidine kinase proficient cells are sensitive to TFT, which causes the inhibition of cellular metabolism and halts further cell division.
Tymidiinikinaasin läsnä ollessa solut ovat herkkiä TFT:lle, joka estää solun aineenvaihduntaa ja pysäyttää solunjakautumisen.
Thus mutant cells are able to proliferate in the presence of TFT, whereas normal cells, which contain thymidine kinase, are not.
Mutantit solut kykenevät siis lisääntymään TFT:n läsnä ollessa, kun taas normaalit, tymidiinikinaasia sisältävät, solut eivät kykene.
Similarly, cells deficient in HPRT or XPRT are selected by resistance to 6-thioguanine (TG) or 8-azaguanine (AG).
Vastaavasti solut, joista puuttuu HPRT- tai XPRT-entsyymi, ovat resistenttejä 6-tioguaniinille (TG) tai 8-atsaguaniinille (AG).
The properties of the test substance should be considered carefully if a base analogue or a compound related to the selective agent is tested in any of the mammalian cell gene mutation tests.
Tutkittavan aineen ominaisuuksiin on kiinnitettävä erityistä huomiota, jos selektiivisen aineen emäsanalogia tai sille kemiallisesti sukua olevaa ainetta testataan millä tahansa nisäkässoluissa tehtävällä geenimutaatiotestillä.
For example, any suspected selective toxicity by the test substance for mutant and non-mutant cells should be investigated.
Esimerkiksi tutkittavan aineen mahdollinen epäilty selektiivinen myrkkyvaikutus mutantteihin ja ei-mutantteihin soluihin on selvitettävä.
Thus, performance of the selection system/agent must be confirmed when testing chemicals structurally related to the selective agent (8).
Selektiivisen järjestelmän/aineen toimintakyky on sen vuoksi vahvistettava testattaessa kemiallisia aineita, jotka ovat rakenteeltaan selektiivisen aineen kaltaisia (8).
Cells in suspension or monolayer culture are exposed to the test substance, both with and without metabolic activation, for a suitable period of time and subcultured to determine cytotoxicity and to allow phenotypic expression prior to mutant selection (9)(10)(11)(12)(13).
Suspensiossa tai yksikerrosviljelmässä olevat solut altistetaan sopivaksi ajaksi testattavalle aineelle sekä metabolisen aktivaatiojärjestelmän läsnä ollessa että ilman sitä ja jatkoviljellään sytotoksisuuden toteamiseksi ja fenotyypin ilmentymisen aikaansaamiseksi ennen mutanttien selektiota (9) (10) (11) (12) (13).
Cytotoxicity is usually determined by measuring the relative cloning efficiency (survival) or relative total growth of the cultures after the treatment period.
Sytotoksisuus määritetään yleensä mittaamalla viljelmien suhteellinen kloonaustehokkuus (eloonjääneisyys) tai suhteellinen kokonaiskasvu altistusjakson jälkeen.
The treated cultures are maintained in growth medium for a sufficient period of time, characteristic of each selected locus and cell type, to allow near-optimal phenotypic expression of induced mutations.
Altistettuja viljelmiä pidetään kasvatusväliaineessa riittävän pitkä aika, joka on jokaiselle valitulle lokukselle ja solutyypille ominainen, jotta aikaansaatujen mutanttien fenotyypin ilmentyminen olisi lähellä optimaalista.
Mutant frequency is determined by seeding known numbers of cells in medium containing the selective agent to detect mutant cells and in medium without selective agent to determine the cloning efficiency (viability).
Mutaatiotaajuus lasketaan siten, että tunnettu lukumäärä soluja kylvetään toisaalta mutanttien toteamiseksi selektiivistä ainetta sisältävälle alustalle, toisaalta kloonaustehokkuuden (elinkykyisyyden) määrittämiseksi alustalle, joka ei sisällä selektiivistä ainetta.
After a suitable incubation time, colonies are counted.
Sopivan inkubaatioajan kuluttua lasketaan pesäkkeet.
The mutant frequency is derived from the number of mutant colonies in selective medium and the number of colonies in non-selective medium.
Mutaatiotaajuus lasketaan selektiivisellä alustalla todettujen mutanttipesäkkeiden lukumäärän ja ei-selektiivisellä alustalla todettujen pesäkkeiden lukumäärän perusteella.
A variety of cell types are available for use in this test including subclones of L5178Y, CHO, CHO-AS52, V79 or TK6 cells.
Tässä testissä voidaan käyttää useita eri solutyyppejä, kuten L5178Y-, CHO-, CHO-AS52-, V79- tai TK6-solulinjojen subklooneja.
Cell types used in this test should have a demonstrated sensitivity to chemical mutagens, a high cloning efficiency and a stable spontaneous mutant frequency.
Tässä testissä on käytettävä solutyyppejä, joiden on osoitettu olevan herkkiä kemiallisille mutageeneille ja joilla on hyvä kloonaustehokkuus ja stabiili spontaanimutaatiotaajuus.
Cells should be checked for mycoplasma contamination and should not be used if contaminated.
Solujen mahdollinen mykoplasmakontaminaatio on tutkittava. Kontaminoituneita soluja ei saa käyttää.
The test should be designed to have a predetermined sensitivity and power.
Testi on suunniteltava siten, että sillä on tietty herkkyys ja teho.
The number of cells, cultures and concentrations of test substance used should reflect these defined parameters (14).
Solujen lukumäärän, viljelmien ja käytettyjen tutkittavan aineen pitoisuuksien tulee olla näiden määriteltyjen parametrien mukaisia (14).
However, it is recommended to utilise at least 106 cells.
Yleisohje on. että solujen lukumäärän on oltava vähintään kymmenen kertaa spontaanimutaatiotaajuuden käänteisluvun suuruinen, vähimmäismääräksi suositellaan kuitenkin 106 solua.
Adequate historical data on the cell system used should be available to indicate consistent performance of the test.
Käytetystä solujärjestelmästä on oltava riittävästi aikaisempaa tutkimustietoa, joka osoittaa, että testillä saadaan pysyvästi päteviä tuloksia.
Appropriate culture media, and incubation conditions (culture vessels, temperature, CO2 concentration, and humidity) should be used.
Testissä on käytettävä soveltuvia kasvatusväliaineita ja inkubaatio-olosuhteita (kasvatusastiat, lämpötila, CO2-pitoisuus ja kosteus).
Media should be chosen according to the selective systems and cell type used in the test.
Kasvatusväliaineet on valittava käytettävän selektiojärjestelmän ja solutyypin mukaan.
It is particularly important that culture conditions should be chosen that ensure optimal growth of cells during the expression period and colony forming ability of both mutant and non-mutant cells.
On erityisen tärkeää valita viljelyolosuhteet, jotka takaavat optimaalisen solukasvun ilmentymisaikana ja sekä mutanttien että ei-mutanttien solujen optimaalisen pesäkkeenmuodostuskyvyn.
Cell are propagated from stock cultures, seeded in culture medium and incubated at 37 oC.
Solut kasvatetaan varastoviljelmistä, kylvetään kasvatusväliaineeseen ja inkuboidaan 37 oC:ssa.
Prior to use in this test, cultures may need to be cleansed of pre-existing mutant cells.
Viljelmät on ehkä puhdistettava aikaisemmista mutanteista soluista, ennen kuin niitä käytetään tässä testissä.
The most commonly used system is a cofactor-supplemented post-mitochondrial fraction (S9) prepared from the livers of rodents treated with enzyme-inducing agents such as Aroclor 1254 (15)(16)(17)(18) or a combination of phenobarbitone and ß–naphthoflavone (19)(20).
Yleisimmin käytetty aktivaatiojärjestelmä on entsyymejä indusoivilla aineilla, kuten Aroclor 1254:llä (15) (16) (17) (18) tai fenobarbitonin ja ß-naftoflavonin (19) (20) yhdistelmällä, käsiteltyjen jyrsijöiden maksasta eristetty postmitokondriaalinen jae (S9), johon on lisätty kofaktoria.
Cytotoxicity should be determined with and without metabolic activation in the main experiment using an appropriate indication of cell integrity and growth, such as relative cloning efficiency (survival) or relative total growth.
Sytotoksisuus on määritettävä pääasiallisessa kokeessa sekä metabolisen aktivaatiojärjestelmän läsnä ollessa että ilman sitä käyttäen asianmukaisia solujen eheyden ja solukasvun indikaattoreita, kuten suhteellista kloonaustehokkuutta (eloonjääneisyyttä) tai suhteellista kokonaiskasvua.
At least four analysable concentrations should be used.
Vähintään neljää analysoitavissa olevaa pitoisuutta on käytettävä.
Where there is cytotoxicity, these concentrations should cover a range from the maximum to little or no toxicity; this will usually mean that the concentration levels should be separated by no more than a factor between 2 and √10.
Mikäli sytotoksisuutta esiintyy, näiden pitoisuuksien on katettava alue, jossa suurimmalla pitoisuudella on maksimaalinen myrkkyvaikutus ja pienimmällä vähäinen tai ei lainkaan myrkkyvaikutusta, mikä tarkoittaa yleensä sitä, että pitoisuudet voivat poiketa toisistaan enintään kertoimella 2–√10.
If the maximum concentration is based on cytotoxicity then it should result in approximately 10-20 % (but not less than 10 %) relative survival (relative cloning efficiency) or relative total growth.
Mikäli suurin pitoisuus perustuu sytotoksisuuteen, siihen liittyvän suhteellisen eloonjääneisyyden (suhteellisen kloonaustehokkuuden) tai suhteellisen kokonaiskasvun tulisi olla noin 10–20 % (mutta ei alle 10 %).
For relatively non-cytotoxic substances, the maximum test concentration should be 5 mg/ml 5 μl/ml, or 0,01 M, whichever is the lowest.
Suhteellisen ei-sytotoksisia aineita testattaessa suurimman testattavan pitoisuuden tulisi olla 5 mg/ml, 5 μl/ml tai 0,01 M sen mukaan, mikä näistä on pienin.
Relatively insoluble substances should be tested up to or beyond their limit of solubility under culture conditions.
Huonosti liukenevia aineita on testattava viljelyolosuhteissa liukoisuusrajaan asti tai sen yli.
Evidence of insolubility should be determined in the final treatment medium to which cells are exposed.
Liukenemattomuuteen viittaavat muutokset on määritettävä lopullisessa kasvatusväliaineessa, jolle solut altistetaan.
It may be useful to assess solubility at the beginning and the end of the treatment, as solubility can change during the course of exposure in the test system due to presence of cells, S9, serum, etc. Insolubility can be detected by using the unaided eye.
Liukoisuus kannattaa arvioida sekä käsittelyn alussa että lopussa, sillä se voi muuttua koejärjestelmässä altistuksen aikana esimerkiksi solujen, S9:n, seerumin ym. vaikutuksesta. Liukenemattomuus voidaan havaita paljaalla silmällä.
Concurrent positive and negative (solvent or vehicle) controls, both with and without metabolic activation should be included in each experiment.
Jokaisessa kokeessa on käytettävä rinnakkaisia positiivisia ja negatiivisia (liuotin tai kantaja-aine) kontrolleja, sekä metabolisen aktivaatiojärjestelmän läsnä ollessa että ilman sitä.
Metabolic activation condition
Metabolinen aktivaatio
Locus
Lokus
Absence of exogenous metabolic activation
Ei eksogeenista metabolista aktivaatiota
TK (small and large colonies)
TK (pienet ja suuret pesäkkeet)
Presence of exogenous metabolic activation
Eksogeeninen metabolinen aktivaatio
3-Methylcholanthrene
3-metyylikolantreeni
N-Nitrosodimethylamine
N-nitrosodimetyyliamiini
7,12-Dimethylbenzanthracene
7,12-dimetyylibentsantraseeni
N-Nitrosodimethylamine (for high levels of S-9)
N-nitrosodimetvyliamiini (suurilla S-9-pitoisuuksilla)
Other appropriate positive control reference substances may be used, e.g. if a laboratory has a historical data base on 5-Bromo 2'-deoxyuridine (CAS n. 59-14-3, Einecs n. 200-415-9), this reference substance could be used as well.
Muita sopivia positiivisia kontrolliaineita voidaan käyttää, esim. jos käytettävissä on laboratoriokohtainen tietokanta 5-bromo-2'-deoksiuridiinista (CAS-nro 59-14-3, Einecs-nro 200-415-9), myös tätä vertailuainetta voidaan käyttää.
Negative controls, consisting of solvent or vehicle alone in the treatment medium, and treated in the same way as the treatment groups, should be included.
Mukana on oltava myös negatiivisia kontrolleja, jotka koostuvat liuottimesta tai pelkästä kantaja-aineesta kasvatusväliaineessa ja joita on käsitelty samalla tavoin kuin altistettuja ryhmiä.
Proliferating cells should be exposed to the test substance both with and without metabolic activation.
Lisääntyvät solut on altistettava testattavalle aineelle sekä metabolisen aktivaatiojärjestelmän läsnä ollessa että ilman sitä.
Exposure should be for a suitable period of time (usually three to six hours is effective).
Altistusajan on oltava sopiva (tehokas aika on yleensä 3–6 tuntia).
Exposure time may be extended over one or more cell cycles.
Altistusta voidaan jatkaa yhden tai useamman solusyklin ajan.
Either duplicate or single treated cultures may be used at each concentration tested.
Kullekin testattavalle pitoisuudelle voidaan altistaa kaksi rinnakkaista viljelmää tai vain yksi viljelmä.
When single cultures are used, the number of concentrations should be increased to ensure an adequate number of cultures for analysis (e.g. at least eight analysable concentrations).
Yksittäisiä viljelmiä käytettäessä pitoisuuksien määrää on suurennettava, jotta saadaan riittävä määrä viljelmiä analyysiä varten (esim. vähintään 8 analysoitavissa olevaa pitoisuutta).
Duplicate negative (solvent) control cultures should be used.
Rinnakkaisia negatiivisia (liuotin) kontrolliviljelmiä on käytettävä.
Gaseous or volatile substances should be tested by appropriate methods, such as in sealed culture vessels (21)(22).
Kaasumaisia tai haihtuvia aineita on testattava asianmukaisin menetelmin, esimerkiksi suljetuissa kasvatusastioissa (21) (22).
Measurement of survival, viability and mutant frequency
Eloonjääneisyyden, elinkykyisyyden ja mutaatiotaajuuden mittaaminen
At the end of the exposure period, cells are washed and cultured to determine survival and to allow for expression of the mutant phenotype.
Altistusajan päätyttyä solut pestään ja viljellään eloonjääneisyyden määrittämiseksi ja mutanttifenotyypin ilmentymisen aikaansaamiseksi.
Measurement of cytotoxicity by determining the relative cloning efficiency (survival) or relative total growth of the cultures is usually initiated after the treatment period.
Sytotoksisuuden mittaus aloitetaan yleensä altistusajan jälkeen määrittämällä viljelmien suhteellinen kloonaustehokkuus (eloonjääneisyys) tai suhteellinen kokonaiskasvu.
Each locus has a defined minimum time requirement to allow near optimal phenotypic expression of newly induced mutants (HPRT and XPRT require at least six to eight days, and TK at least two days).
Jokainen lokus vaatii määrätyn minimiajan, jotta hiljattain aiheutettujen mutanttien fenotyypin ilmentyminen olisi lähellä optimaalista (HPRT ja XPRT vaativat vähintään 6–8 vuorokautta ja TK vähintään 2 vuorokautta).
Cells are grown in medium with and without selective agent(s) for determination of numbers of mutants and cloning efficiency, respectively.
Soluja kasvatetaan selektiivistä ainetta (aineita) sisältävillä alustoilla mutanttien lukumäärän määrittämiseksi ja ilman selektiivisiä aineita kloonaustehokkuuden määrittämiseksi.
The measurement of viability (used to calculate mutant frequency) is initiated at the end of the expression time by plating in non-selective medium.
Elinkykyisyyden mittaaminen (käytetään mutaatiotaajuuden laskemiseen) aloitetaan altistusajan päätyttyä maljaamalla soluja ei-selektiivisessä kasvatusväliaineessa.
If the test substance is positive in the L5178Y TK+/- test, colony sizing should be performed on at least one of the test cultures (the highest positive concentration) and on the negative and positive controls.
Jos tutkittavalla aineella saadaan positiivinen tulos L5178Y TK+/- -testissä, pesäkkeiden koko on määritettävä ainakin yhdessä koeviljelmässä (suurin positiivinen pitoisuus) ja negatiivisissa ja positiivisissa kontrolleissa.
If the test substance is negative in the L5178Y TK+/- test, colony sizing should be performed on the negative and positive controls.
Jos tutkittavalla aineella saadaan negatiivinen tulos L5178Y TK+/- -testissä, pesäkkeiden koko on määritettävä negatiivisissa ja positiivisissa kontrolleissa.
In studies using TK6TK+/-, colony sizing may also be performed.
Pesäkkeiden koon määritys voidaan tehdä myös tutkimuksissa, joissa käytetään TK6TK+/- -testiä.
Data should include cytotoxicity and viability determination, colony counts and mutant frequencies for the treated and control cultures.
Tulosten tulee sisältää tiedot sytotoksisuuden ja elinkykyisyyden määrityksistä, pesäkkeiden lukumäärästä ja mutaatiotaajuudesta altistetuissa viljelmissä ja kontrolliviljelmissä.
In the case of a positive response in the L5178Y TK+/- test, colonies are scored using the criteria of small and large colonies on at least one concentration of the test substance (highest positive concentration) and on the negative and positive control.
Mikäli vaste on positiivinen L5178Y TK+/- -testissä, pesäkkeet lasketaan pienten ja suurten pesäkkeiden kriteeriä käyttäen vähintään yhdestä testattavan aineen pitoisuudesta (suurin positiivinen pitoisuus) ja negatiivisista ja positiivisista kontrolleista.
The molecular and cytogenetic nature of both large and small colony mutants has been explored in detail (23)(24).
Sekä suurten että pienten mutaatiopesäkkeiden molekulaarinen ja sytogeneettinen luonne on selvitetty yksityiskohtaisesti (23) (24).
In the TK+/- test, colonies are scored using the criteria of normal growth (large) and slow growth (small) colonies (25).
TK+/- -testissä pesäkkeet lasketaan käyttäen kriteereinä normaalin kasvun (suuri) ja hitaan kasvun (pieni) pesäkkeitä (25).
Mutant cells that have suffered the most extensive genetic damage have prolonged doubling times and thus form small colonies.
Mutanteilla soluilla, joissa geneettinen vaurio on kaikkein suurin, on pitkittynyt kahdentumisaika, joten ne muodostavat pieniä pesäkkeitä.
This damage typically ranges in scale from the losses of the entire gene to karyotypically visible chromosome aberrations.
Tällaiset vauriot ulottuvat tyypillisesti kokonaisen geenin puuttumisesta karyotyypissä näkyviin kromosomipoikkeavuuksiin.
The induction of small colony mutants has been associated with chemicals that induce gross chromosome aberrations (26).
Pienten mutaatiopesäkkeiden muodostuminen on yhdistetty suuria kromosomipoikkeavuuksia aiheuttaviin kemiallisiin aineisiin (26).
Less seriously affected mutant cells grow at rates similar to the parental cells and form large colonies.
Lievemmin vaurioituneet mutantit solut kasvavat yhtä nopeasti kuin parentaalisetkin solut ja muodostavat suuria pesäkkeitä.
Survival (relative cloning efficiencies) or relative total growth should be given.
Eloonjääneisyys (suhteelliset kloonaustehokkuudet) tai suhteellinen kokonaiskasvu on ilmoitettava.
Mutant frequency should be expressed as number of mutant cells per number of surviving cells.
Mutaatiotaajuus on ilmoitettava mutanttien solujen lukumäärän suhteena eloonjääneiden solujen lukumäärään.
Modification of study parameters to extend the range of conditions assessed should be considered in follow-up experiments for either equivocal or negative results.
Tutkimusparametrien muuttamista on harkittava epäselvien tai negatiivisten tulosten seurantakokeissa arvioitavien koeolosuhteiden monipuolistamiseksi.
There are several criteria for determining a positive result, such as a concentration-related increase or a reproducible increase in mutant frequency.
Positiivisille tuloksille on useita kriteerejä, kuten pitoisuuteen liittyvä tai toistettavissa oleva mutaatiotaajuuden suureneminen.
Statistical methods may be used as an aid in evaluating the test results.
Tilastollisia menetelmiä voidaan käyttää apuna testitulosten arvioinnissa.
Although most studies will give clearly positive or negative results, in rare cases the data set will preclude making a definite judgement about the activity of the test substance.
Useimmissa testeissä saadaan selvästi positiivisia tai negatiivisia tuloksia, mutta joissakin harvinaisissa tapauksissa saatujen tietojen pohjalta ei voida tehdä varmoja päätelmiä tutkittavan aineen vaikutuksesta.
Positive results from the in vitro mammalian cell gene mutation test indicate that the test substance induces gene mutations in the cultured mammalian cells used.
Nisäkässoluilla tehtävässä in vitro -geenimutaatiotestissä saadut positiiviset tulokset osoittavat, että tutkittava aine aiheuttaa geenimutaatioita käytetyissä viljellyissä nisäkässoluissa.
A positive concentration response that is reproducible is most meaningful.
Toistettavissa oleva positiivinen pitoisuus-vastesuhde on kaikkein merkityksellisin.
Negative results indicate that, under the test conditions, the test substance does not induce gene mutations in the cultured mammalian cells used.
Negatiiviset tulokset osoittavat, ettei tutkittava aine aiheuta koeolosuhteissa geenimutaatioita testatuissa viljellyissä nisäkässoluissa.
justification for choice of vehicle/solvent,
kantaja-aineen valintaperusteet,
number of cell cultures,
soluviljelmien lukumäärä,
number of cell passages, if applicable,
siirrostusten lukumäärä tarvittaessa,
absence of mycoplasma.
mykoplasman puuttuminen.
composition of media, CO2 concentration,
kasvatusväliaineen koostumus, CO2-pitoisuus,
cell density during treatment,
solutiheys altistuksen aikana,
length of expression period (including number of cells seeded, and subcultures and feeding schedules, if appropriate),
ilmentymisajan pituus (myös kylvettyjen solujen lukumäärä ja jatkoviljelmät ja kasvatusväliaineen vaihtoajat tarvittaessa),