natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Relatively water-insoluble substances should be tested up to the limit of solubility using appropriate procedures.
Huonosti veteen liukenevilla aineilla pitoisuus määräytyy liukoisuuden mukaan.
For freely water-soluble non-toxic substances the upper test substance concentration should be determined on a case-by-case basis.
Vesiliukoisten myrkyttömien aineiden korkein tutkittava pitoisuus on päätettävä tapauskohtaisesti.
Established cell lines are generated from stock cultures (e.g. by trypsinisation or by shaking off), seeded in culture vessels at appropriate density and incubated at 37 oC.
Testissä käytettävät pysyvät solulinjat erotetaan kantaviljelmistä esim. trypsiinin avulla tai ravistelemalla, kylvetään kasvatusastioihin sopivaan tiheyteen ja inkuboidaan 37 oC:ssa.
For monolayer cultures, the number of cells per culture vessel should be adjusted so that the cultures are not much more than 50 % confluent at the time of harvest.
Yksikerrosviljelmissä solujen lukumäärä kasvatusastiaa kohti on säädettävä siten, että viljelmien konfluenttisuus ei juuri ylitä 50 prosenttia solujen keräyshetkellä.
Alternatively, cells may be used in suspension culture.
Vaihtoehtoisesti voidaan käyttää suspensioviljelmiä.
Human lymphocyte cultures are set up from heparinized blood, using appropriate techniques, and incubated at 37 oC.
Ihmisen lymfosyyttiviljelmät perustetaan heparinisoidusta verestä soveltuvin menetelmin, ja viljelmiä inkuboidaan 37 oC:ssa.
Treatment
Altistus
Cells in an exponential stage of growth are exposed to the test substance for a suitable period of time; in most cases one to two hours may be effective, but the treatment time may be extended up to two complete cell cycles in certain cases.
Eksponentiaalisessa kasvuvaiheessa olevat solut altistetaan sopivaksi ajaksi tutkittavalle aineelle; useimmissa tapauksissa 1–2 tuntia voi olla riittävä, mutta tietyissä tapauksissa altistusaikaa voidaan pidentää aina kahteen täyteen solunjakautumissykliin saakka.
Cells without sufficient instrinsic metabolic activity should be exposed to the test chemical in the presence and absence of an appropriate metabolic activation system.
Solut, joilla ei itsessään ole riittävää kykyä metaboloida vierasaineita, on altistettava tutkittavalle aineelle sekä ilman metabolista aktivaatiota että soveltuvan metabolisen aktivaatiojärjestelmän läsnäollessa.
At the end of the exposure period, cells are washed free of test substance and cultured for two rounds of replication in the presence of BrdU.
Altistuksen jälkeen solut huuhdellaan puhtaiksi tutkittavasta aineesta ja niitä viljellään kahden solunjakautumissyklin ajan bromodeoksiuridiinin läsnäollessa.
As an alternative procedure cells may be exposed simultaneously to the test chemical and BrdU for the complete culture time of two cell cycles.
Vaihtoehtoisesti solut voidaan altistaa samanaikaisesti tutkittavalle aineelle ja bromodeoksiuridiinille siten, että kokonaisviljelyaika on kaksi solunjakautumissykliä.
Human lymphocyte cultures are treated while they are in a semisynchronous condition.
Ihmisen lymfosyytit altistetaan niiden ollessa semisynkronisessa kasvuvaiheessa.
Cells are analysed in their second post-treatment division, ensuring that the most sensitive cell cycle stages have been exposed to the chemical.
Solut analysoidaan niiden ollessa toisessa altistuksen alkamisen jälkeisessä jakautumisvaiheessa, kun on varmistettu, että solunjakautumissyklin herkimmät vaiheet ovat altistuneet tutkittavalle aineelle.
All cultures to which BrdU is added should be handled in darkness or in dim light from incandescent lamps up to the harvesting of cells in order to minimise photolysis of BrdU-containing DNA.
Bromodeoksiuridiinia sisältävän DNA:n fotolysoitumisen minimoimiseksi kaikkia bromodeoksiuridiinia sisältäviä soluviljelmiä on käsiteltävä pimeässä tai heikossa hehkulampun valossa solujen keräämiseen saakka.
Harvesting of cells
Solujen kerääminen
Cell cultures are treated with a spindle inhibitor (e.g. colchicine) one to four hours prior to harvesting.
Soluja käsitellään tumasukkulan muodostumisen inhibiittorilla (esim. kolkisiinilla) 1–4 tuntia ennen solujen keräämistä.
Each culture is harvested and processed separately for the preparation of chromosomes.
Jokaisen viljelmän solut kerätään ja käsitellään erikseen kromosomipreparaattien valmistamiseksi.
Chromosome preparation and staining
Kromosomipreparaattien valmistus ja värjäys
Chromosome preparations are made by standard cytogenetic techniques.
Kromosomipreparaatit valmistetaan normaalein sytogeneettisin menetelmin.
Staining of slides to show SCEs can be performed by several techniques, (e.g. the fluorescence plus Giemsa method).
Objektilasien värjäys sisarkromatidivaihdosten osoittamiseksi voidaan tehdä useilla eri menetelmillä (esim. fluoresenssi + Giemsa-värjäys).
The number of cells analysed should be based on the spontaneous control frequency of SCE.
Analysoitavien solujen lukumäärä perustuu kontrolliviljelmien spontaaniin sisarkromatidivaihdosfrekvenssiin.
Usually, at least 25 well-spread metaphases per culture are analysed for SCEs.
Yleensä kustakin viljelmästä lasketaan ainakin 25 hyvin levinneen metafaasin sisarkromatidivaihdokset.
Slides are coded before analysis.
Objektilasit koodataan ennen analyysiä.
In human lymphocytes only metaphases containing 46 centromeres are analysed.
Ihmisen lymfosyyteistä analysoidaan ainoastaan 46 sentromeeriä sisältävät metafaasit.
In established cell lines only metaphases containing ± 2 centromeres of the modal number are analysed.
Pysyvistä solulinjoista analysoidaan ainoastaan metafaasit, joiden sentromeerien lukumäärä on moodi ± 2.
It should be stated whether or not centromeric switch of label is, scored as an SCE.
Tuloksissa on ilmaistava, onko sentromeerin kohdalla havaittu leiman vaihtuminen tulkittu sisarkromatidivaihdokseksi vai ei.
The results should be confirmed in an independent experiment.
Tulokset on varmistettava erillisellä kokeella.
The number of SCEs for each metaphase and the number of SCEs per chromosome for each metaphase should be listed separately for all treated and control cultures.
Sisarkromatidivaihdosten lukumäärä kussakin metafaasissa ja sisarkromatidivaihdosten keskimääräinen lukumäärä kromosomia kohti kussakin metafaasissa on kirjattava erikseen kunkin altistetun viljelmän ja kontrolliviljelmän osalta.
cells used, methods of maintenance of cell culture,
käytetyt solut, soluviljelmien ylläpitomenetelmät,
test conditions: composition of media, CO2 concentration, concentration of test substance, vehicle used, incubation temperature, treatment time, spindle inhibitor used, its concentration and the duration of treatment with it, type of mammalian activation system used, positive and negative controls,
koeolosuhteet: kasvatusalustojen koostumus, CO2-pitoisuus, tutkitun aineen pitoisuus, käytetty kantaja-aine, inkubaatiolämpötila, altistusaika, käytetty tumasukkulan muodostumisen inhibiittori ja sen pitoisuus sekä käsittelyaika, käytetty nisäkäsperäinen aktivaatiojärjestelmä, positiiviset ja negatiiviset kontrollit,
number of cell cultures per experimental point,
viljelmien lukumäärä parametriyhdistelmää kohti,
details of the technique used for slide preparation,
kromosomipreparaattien valmistusmenetelmän yksityiskohtainen kuvaus,
number of metaphases analysed (data given separately for each culture),
analysoitujen metafaasien lukumäärä (erikseen kustakin soluviljelmästä),
mean number of SCE per cell and per chromosome (data given separately for each culture),
sisarkromatidivaihdosten keskimääräinen lukumäärä solua kohti ja kromosomia kohti (erikseen kustakin soluviljelmästä),
criteria for scoring SCE,
sisarkromatidivaihdosten laskentaperusteet,
rationale for dose selection,
annosvalintojen perustelut,
dose-response relationship, if applicable,
annos/vastesuhde mikäli mahdollista,
PRINCIPLES OF THE TEST METHOD
TESTIN PERIAATE
The sex-linked recessive lethal (SLRL) test using Drosophila melanogaster detects the occurrence of mutations, both point mutations and small deletions, in the germ line of the insect.
Resessiivi letaali -testillä voidaan todeta pistemutaatiot ja pienet deleetiot banaanikärpäsen ituradan soluissa.
This test is a forward mutation assay capable of screening for mutations at about 800 loci on the X-chromosome; this represents about 80 % of all X-chromosal loci.
Testillä havaitaan mutaatiot noin 800:ssa X-kromosomin lokuksessa, jotka muodostavat noin 80 % kaikista X-kromosomin lokuksista.
The X-chromosome represents approximately one-fifth of the entire haploid genome.
X-kromosomi puolestaan edustaa noin yhtä viidesosaa banaanikärpäsen koko haploidisesta perintöaineksesta.
Mutations in the X-chromosome of Drosophila melanogaster are phenotypically expressed in males carrying the mutant gene.
Banaanikärpäsen X-kromosomissa tapahtuvat mutaatiot ilmenevät mutanttigeeniä kantavien koiraiden fenotyypissä.
When the mutation is lethal in the hemizygous condition, its presence is inferred from the absence of one class of male offspring out of the two that are normally produced by a heterozygous female.
Jos mutaatio on hemitsygoottisena letaali, mutaation tapahtuminen voidaan päätellä siitä, että jälkeläissukupolvesta puuttuu toinen niistä kahdesta koirastyypistä, jotka normaalisti esiintyvät heterotsygoottisen naaraan jälkeläisten joukossa.
The SLRL test takes advantage of these facts by means of specially marked and arranged chromosomes.
Resessiivi letaali -testissä näitä ilmiöitä hyödynnetään spesifisiä markkereita ja uudelleen järjestynyttä geenimateriaalia sisältävien kromosomien avulla.
Males of a well-defined wild-type stock and females of the Muller-5 stock may be used.
Testissä voidaan käyttää hyvin kuvaillun villikannan koiraita ja Muller-5-kannan naaraita.
Other appropriately marked female stocks with multiple inverted X-chromosomes may also be used.
Myös muita sopivalla tavalla merkittyjä naaraskantoja, joilla on multippeleita inversioita X-kromosomeissa, voidaan käyttää.
Test substances should be dissolved in water.
Tutkittava aine on liuotettava veteen.
Substances, which are insoluble in water may be dissolved or suspended in appropriate vehicles (e.g. a mixture of ethanol and Tween-60 or 80), then diluted in water or saline prior to administration.
Veteen liukenemattomat aineet voidaan liuottaa tai sekoittaa soveltuviin kantaja-aineisiin (esim. etanolin ja Tween-60:n tai Tween-80:n seokseen) ja sen jälkeen laimentaa vedellä tai suolaliuoksella ennen kärpäsille antamista.
Dimethylsulphoxide (Dmso) should be avoided as a vehicle.
Dimetyylisulfoksidin (DMSO:n) käyttöä kantaja-aineena tulee välttää.
The test should be designed with a predetermined sensitivity and power.
Testi on suunniteltava etukäteen määriteltyjen tilastollisten herkkyys- ja tehokkuusvaatimusten mukaisesti.
The spontaneous mutant frequency observed in the appropriate control will influence strongly the number of treated chromosomes that must be analysed.
Sopivalla kontrollikokeella todettu spontaanimutaatiofrekvenssi vaikuttaa suuresti analysoitavien altistettujen kromosomien lukumäärään. Antotapa
Route of administration
Annostelutapa
Feeding of the test substance may be done in sugar solution.
Tutkittava aine voidaan syöttää sokeriliuoksessa.
When necessary, substances may be dissolved in a 0,7 % NaCl solution and injected into the thorax or abdomen.
Tarpeen mukaan aineet voidaan liuottaa 0,7 % NaCl-liuokseen ja injektoida rintakehään tai vatsaan.
Negative (vehicle) and positive controls should be included.
Testiin on sisällytettävä negatiivisia (kantaja-ainekontrolleja) ja positiivisia kontrolleja.
However, if appropriate laboratory historical control data are available, no concurrent controls are needed.
Jos kuitenkin on käytettävissä laboratoriokohtaiset oletusarvot (laboratory historical Control data), samanaikaisia negatiivisia kontrolleja ei tarvita.
Exposure levels
Altistustasot
Three exposure levels should be used.
Testissä on käytettävä kolmea eri altistustasoa.
For a preliminary assessment one exposure level of the test substance may be used, that exposure level being either the maximum tolerated concentration or that producing some indication of toxicity.
Alustavassa tutkimuksessa voidaan tutkittavasta aineesta käyttää yhtä altistustasoa, jonka on oltava suurin siedetty pitoisuus tai pitoisuus, jolla on joitakin myrkkyvaikutuksia.
For non-toxic substances exposure to the maximum practicable concentration should be used.
Myrkyttömien aineitten kohdalla on käytettävä suurinta pitoisuutta, joka on käytännössä mahdollinen.
Wild-type males (three to five days old) are treated with the test substance and mated individually to an excess of virgin females from the Muller-5 stock or from another appropriately marked (with multiple inverted X-chromosomes) stock.
Villikoiraat (ikä 3–5 vrk) altistetaan tutkittavalle aineelle, minkä jälkeen niiden kunkin annetaan pariutua useiden Muller-5-kannan tai jonkin muun asianmukaisesti (multippeleilla X-kromosomi-inversioilla) merkityn kannan nuorten naaraiden kanssa.
The females are replaced with fresh virgins every two to three days to cover the entire germ cell cycle.
Naaraat vaihdetaan uusiin joka toinen tai kolmas vuorokausi koko sukusolusyklin kattamiseksi.
The offspring of these females are scored for lethal effects corresponding to the effects on mature sperm, mid or late-stage spermatids, early spermatids, spermatocytes and spermatogonia at the time of treatment.
Naaraiden jälkeläisten laskennalla havaittavat letaalivaikutukset voidaan luokitella valmiisiin siittiöihin, keski- tai myöhäisasteen spermatideihin, varhaisasteen spermatideihin, spermatosyytteihin ja spermatogonioihin kohdistuneista altistusvaikutuksista johtuviksi.
Heterozygous F1 females from the above crosses are allowed to mate individually (i.e. one female per vial) with their brothers.
Edellä kuvatusta risteytyksestä saatujen heterotsygoottisten F1-polven naaraiden annetaan kunkin pariutua (so. yksi naaras kussakin kasvatuspullossa) saman jälkeläisparven koiraiden kanssa.
In the F2 generation, each culture is scored for the absence of wild-type males.
F2-polvessa kukin kärpäsviljelmä tarkastetaan villikoiraiden puuttumisen toteamiseksi.
If a culture appears to have arisen from an F1 female carrying a lethal in the parental X-chromosome (i.e. no males with the treated chromosome are observed) daughters of that female with the same genotype should be tested to ascertain whether the lethality is repeated in the next generation.
Jos jokin viljelmä näyttää saaneen alkunsa sellaisesta F1-naaraasta, joka on edellisestä polvesta saanut letaalimutaation sisältävän X-kromosomin (eli viljelmässä ei havaita lainkaan koiraita, joilla olisi altistettu X-kromosomi), tällaisen naaraan naaraspuoliset, saman genotyypin omaavat jälkeläiset on testattava, jotta nähdään, toistuuko letaalivaikutus seuraavassa sukupolvessa.
Data should be tabulated to show the number of X-chromosomes tested, the number of non-fertile males and the number of lethal chromosomes at each exposure concentration and for each mating period for each male treated.
Tulokset on taulukoitava siten, että niistä ilmenee testattujen X-kromosomien lukumäärä, steriilien koiraiden lukumäärä sekä kullakin altistuspitoisuudella ja pariutumisjaksolla havaittujen letaalikromosomien lukumäärä kullakin altistetulla koiraalla.
Numbers of clusters of different sizes per male should be reported.
Tuloksissa on ilmaistava myös letaalimutaatioiden lukumäärien jakautuma koirasta kohti.
These results should be confirmed in a separate experiment.
Nämä tulokset on varmistettava erillisellä kokeella.
Appropriate statistical methods should be used in evaluation sex-linked recessive lethal tests.
Resessiivinen letaali -testien tulosten merkitsevyys on arvioitava soveltuvin tilastollisin menetelmin.
Clustering of recessive lethals originating from one male should be considered and evaluated in an appropriate statistical manner.
Resessiivisten letaalimutaatioiden kasaantuminen yhden koiraan kohdalle on otettava huomioon ja käsiteltävä soveltuvin tilastollisin menetelmin.
stock: Drosophila stocks or strains used, age of insects, number of males treated, number of sterile males, number of F2 cultures established, number of F2 cultures without progeny, number of chromosomes carrying a lethal detected at each germ cell stage,
kanta: käytetyt banaanikärpäskannat, hyönteisten ikä, altistettujen koiraiden lukumäärä, steriilien koiraiden lukumäärä, perustettujen F2-viljelmien lukumäärä, jälkeläisiä tuottamattomien F2-viljelmien lukumäärä, kussakin sukusolusyklin vaiheessa letaalimutaation saaneiden kromosomien lukumäärä,
criteria for establishing the size of treated groups,
altistettavien ryhmien koon määrittelyssä käytetyt perusteet,
test conditions. detailed description of treatment and sampling schedule, exposure levels, toxicity data, negative (solvent) and positive controls, if appropriate,
koeolosuhteet: altistus- ja näytteenotto-ohjelman yksityiskohtainen kuvaus, altistustasot, tiedot myrkyllisyydestä, negatiiviset (liuotinkontrollit) ja mahdolliset positiiviset kontrollit,
criteria for scoring lethal mutations,
käytetyt letaalimutaation kriteerit,
exposure/effect relationship where possible,
altistus/vastesuhde, jos mahdollista,
evaluation of data,
tulosten tilastollinen käsittely,
Mammalian cell culture systems may be used to detect phenotypic changes in vitro induced by chemical substances associated with malignant transformation in vivo.
Nisäkässoluviljelmillä voidaan tutkia in vitro sellaisten aineitten aikaansaamia fenotyyppisiä muutoksia, jotka in vivo aiheuttavat pahanlaatuista transformaatiota.
Widely used cells include C3H10T1/2, 3T3, SHE, Fischer rat and the tests rely on changes in cell morphology, focus formation or changes in anchorage dependence in semi-solid agar.
Laajassa käytössä olevia soluja ovat mm. C3H10T1/2, 3T3, SHE ja Fischer rotan solut. Testit perustuvat solujen morfologian muutoksiin, fokusten muodostukseen tai muutoksiin kasvukyvyn pehmytagarissa.
Less widely used systems exist which detect other physiological or morphological changes in cells following exposure to carcinogenic chemicals.
On olemassa myös vähäisemmässä käytössä olevia testejä, joilla voidaan tutkia muita, karsinogeenisille aineille altistumisen aiheuttamia fysiologisia tai morfologisia muutoksia soluissa.
None of the in vitro test endpoints has an established mechanistic link with cancer.
Millään in vitro -testeissä havainnoidulla tulostapahtumalla ei ole osoitettu olevan suoraa mekaanista yhteyttä syövän syntyyn.
Some of the test systems are capable of detecting tumour promotors.
Joillakin testeillä voidaan havaita tuumoripromoottoreiden muodostuminen.
Cytotoxicity may be determined by measuring the effect of the test material on colony-forming abilities (cloning efficiency) or growth rates of the cultures.
Sytomyrkyllisyys voidaan todeta havainnoimalla tutkittavan aineen vaikutusta soluviljelmien pesäkkeenmuodostuskykyyn (kloonaustehokkuuteen) tai kasvunopeuteen.
The measurement of cytotoxicity is to establish that exposure to the test chemical has been toxicologically relevant but cannot be used to calculate transformation: frequency in all assays since some may involve prolonged incubation and/or replating.
Sytotoksisuuden mittauksen tarkoituksena on varmistaa, että altistustaso on toksikologisesti mielekäs, mutta kaikissa testeissä tätä mittausta ei voida käyttää transformaatiofrekvenssin laskemiseen, sillä eräät testit edellyttävät pitkää inkubaatiota ja/tai jatkomaljausta.
A variety of cell lines or primary cells are available depending on the transformation test being used.
Testeissä voidaan käyttää useita erilaisia solulinjoja tai primaarisoluja transformaatiotestistä riippuen.
The investigator must ensure that the cells in the test being performed exhibit the appropriate phenotypic change after exposure to known carcinogens and that the test, in the investigator's laboratory, is of proven and documented validity and reliability.
Tutkijan on varmistettava, että testissä käytettävissä soluissa ilmenee haluttu fenotyyppinen muutos tunnetuille karsinogeeneille altistamisen jälkeen ja että testin kelpoisuus ja luotettavuus on osoitettu ja kirjattu tutkijan omassa laboratoriossa.
Media and experimental conditions should be used that are appropriate to the transformation assay in use.
Kasvatusalustojen ja koeolosuhteiden on sovelluttava käytettävälle transformaatiotestille.
Test substances may be prepared in culture media or dissolved or suspended in appropriate vehicles prior to treatment of the cells.
Tutkittavat aineet voidaan sekoittaa kasvatusalustaan tai liuottaa tai sekoittaa soveltuvaan kantaja-aineeseen ennen solujen altistamista.
The final concentration of the vehicle in the culture system should not affect cell viability, growth rate or transformation incidence.
Kantaja-aineen loppupitoisuus kasvatusalustassa ei saa vaikuttaa solujen elinkykyyn, kasvunopeuteen tai transformaatiofrekvenssiin.
Alternatively, when cell types are used that possess intrinsic metabolic activity, the nature of the activity should be known to be appropriate to the chemical class being tested.
Jos käytetään solutyyppejä, joilla on itsessään kyky metaboloida vierasaineita, tämän metabolisen aktiivisuuden on oltava luonteeltaan tunnetusti soveltuva tutkittavalle aineryhmälle.
Positive controls, using both a direct-acting compound and a compound requiring metabolic activation should be included in each experiment; a negative (vehicle) control should also be used.
Kuhunkin kokeeseen on sisällyttävä sekä suoraan vaikuttavia että metabolista aktivaatiota vaativia positiivisia kontrolleja; myös negatiivista kontrollia (kantaja-ainekontrollia) on käytettävä.
The following are examples of substances, which might be used as positive controls:
Seuraavassa esimerkkejä aineista, joita voidaan käyttää positiivisina kontrolleina:
Direct-acting chemicals:
suoraan vaikuttavat aineet:
Ethylmethanesulphonate,
etyylimetaanisulfonaatti,
β-propiolactone,
μ-propiolaktoni,
Compounds requiring metabolic activation:
metabolista aktivaatiota vaativat aineet:
2-acetylaminofluorene,
2-asetyyliaminofluoreeni,
4-dimethylaminoazobenzene,
4-dimetyyliaminoatsobentseeni,
7,12-dimethylbenzanthracene.
7,12-dimetyylibentsantraseeni.
When appropriate, an additional positive control of the same chemical class as the compound under test should be included.
Tarvittaessa kokeessa voidaan lisäksi käyttää ylimääräistä positiivista kontrollia, joka kuuluu samaan kemiallisten aineitten ryhmään kuin tutkittava yhdiste.
Cells should be exposed for a suitable period of time depending on the test system in use, and this may involve re-dosing accompanied by a change of medium (and if necessary, fresh metabolic activation mixture) if exposure is prolonged.
Solujen altistusajan on oltava käytettävään testiin sopiva; jos altistusaika on pitkä, saattaa olla välttämätöntä sen kuluessa vaihtaa soluille tuore kasvatusalusta (ja mahdollisesti tuore metabolinen aktivaatioseos) sekä annostella tutkittava aine uudelleen.
Cells without sufficient intrinsic metabolic activity should be exposed to the test substance in the presence and absence of an appropriate metabolic activation system.
Solut, joilla ei itsessään ole riittävää kykyä metaboloida vierasaineita, on altistettava tutkittavalle aineelle sekä ilman metabolista aktivaatiota että soveltuvan metabolisen aktivaatiojärjestelmän läsnäollessa.
At the end of the exposure period, cells are washed free of test substance and cultured under conditions appropriate for the appearance of the transformed phenotype being monitored and the incidence of transformation determined.
Altistuksen jälkeen solut huuhdellaan puhtaiksi tutkittavasta aineesta ja niitä viljellään olosuhteissa, jotka mahdollistavat tarkasteltavana olevan transformoituneen fenotyypin ilmaantumisen ja transformaatiofrekvenssin määrittämisen.
All results are confirmed in an independent experiment.
Kaikki tulokset varmistetaan erillisellä kokeella.