natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The Community reference laboratory must receive all haemagglutinating viruses from the National reference laboratories for further antigenic and genetic studies to enable a greater understanding of the epizootiology of the disease(s) within the Community in accordance with the functions and duties of the Community reference laboratory as set out in Annex VII to Directive 2005/94/EC.
Direktiivin 2005/94/EY liitteessä VII esitettyjen yhteisön vertailulaboratorion toimien ja tehtävien mukaisesti kansallisten vertailulaboratorioiden on toimitettava yhteisön vertailulaboratoriolle kaikki hemagglutinaatiota aiheuttavat virukset täydentäviä antigeeni- ja geenitutkimuksia varten, joiden avulla voidaan saada tarkempi käsitys taudin tai tautien leviämisestä yhteisössä.
In addition to those functions and duties, the Community reference laboratory must carry out full antigenic typing for all influenza viruses received.
Edellä mainittujen toimien ja tehtävien lisäksi yhteisön vertailulaboratorion on suoritettava kaikille sille toimitetuille influenssaviruksille täydellinen antigeenien tyyppimääritys.
For H5 and H7 viruses that do not have intravenous pathogenicity indices greater than 1,2, nucleotide sequencing of the haemagglutinin gene to determine whether or not there are multiple basic amino acids at the cleavage site of the haemagglutinin precursor protein must also be carried out immediately and the national reference laboratory and the competent authority in the country of origin must be informed as soon as the results are available so that control measures for HPAI can be fully implemented.
Suonensisäiseltä patogeenisuusindeksiltään enintään 1,2 olevien H5- ja H7-alatyypin virusten osalta on myös välittömästi tehtävä hemagglutiniinigeenin nukleotidien sekvenssianalyysi sen määrittämiseksi, onko hemagglutiniinin prekursoriproteiinin katkaisukohdassa useita emäksisiä aminohappoja, ja kansalliselle vertailulaboratoriolle ja alkuperämaan toimivaltaiselle viranomaiselle on ilmoitettava asiasta heti, kun tulokset ovat saatavilla, jotta HPAI:n torjuntatoimet voidaan toteuttaa täydessä laajuudessaan.
Given the changing epidemiological situation in relation to HPAI/LPAI, it may be possible by agreement with both the Commission and the Community reference laboratory for a derogation to be given to laboratories with full capabilities for rapid virus characterisation, to submit a subset of these viruses following inspection of data and for the Community reference laboratory to make a relevant selection.
Ottaen huomioon HPAI:n/LPAI:n muuttuvan epidemiologisen tilanteen komission ja yhteisön vertailulaboratorion suostumuksella saattaa olla mahdollista myöntää poikkeus laboratorioille, joilla on täydet valmiudet virusten nopeaa kuvaamista varten, jotta ne voisivat toimittaa tällaisten virusten osajoukon tietojen tutkimisen jälkeen; yhteisön vertailulaboratorion olisi sitten tehtävä valinta.
This derogation must only be permitted where data can be rapidly generated by the national reference laboratory and shared with the Community reference laboratory.
Poikkeus voidaan sallia ainoastaan silloin, kun kansallinen vertailulaboratorio voi tuottaa tiedot nopeasti ja jakaa ne yhteisön vertailulaboratorion kanssa.
Molecular tests and evaluation of results
Molekyylitestit ja tulosten arviointi
Conventional RT-PCR techniques on clinical specimens could, with the correctly defined primers, result in rapid detection and subtype (at least of H5 and H7) identification, plus a PCR amplicon product that could be used for nucleotide sequencing and have been demonstrated to have an important application by rapidly identifying subsequent outbreaks once the primary infected premises has been detected and the virus characterised.
Viime aikoina on kehitetty näistä menetelmistä sovellutuksia lintuinfluenssavirusten osoittamiseen ja karakterisointiin, ja nykyisin niitä voidaan käyttää suoraan tartunnan saaneista linnuista otettuja kliinisiä näytteitä tutkittaessa. Kliinisiin näytteisiin käytetyillä perinteisillä RT-PCR-menetelmillä voidaan, jos alukkeet on valittu oikein, todeta virus nopeasti ja tunnistaa alatyyppi (ainakin H5 ja H7).
‘Real time’ single-step RT-PCR using primer/fluorogenic probe systems (rRT-PCR) allow even more rapid and sensitive diagnosis with detection of AI viruses and determination of subtype H5 or H7 in clinical samples.
PCR-amplikonituotetta voidaan käyttää nukleotidien sekvenssianalyysiin. Näiden tekniikoiden on osoitettu sopivan myöhempien tautipesäkkeiden tunnistamiseen nopeasti, sitten kun primäärisesti saastuneet tilat on todettu ja virus kuvattu.
An important problem with RT-PCR and rRT-PCR systems is that, to date, different laboratories have developed different systems, which, although perfectly legitimate, have not been validated or subjected to tests with large numbers of samples in different laboratories.
Reaaliaikainen yksivaiheinen RT-PCR-menetelmä, jossa käytetään aluketta / fluorogeenistä koetinjärjestelmää (rRT-PCR), mahdollistaa vieläkin nopeamman ja herkemmän taudinmäärityksen ja alatyyppien H5 ja H7 osoittamisen kliinisistä näytteistä. RT-PCR- ja rRT-PCR-menetelmiin liittyy se merkittävä ongelma, että eri laboratoriot ovat kehittäneet erilaisia järjestelmiä, jotka tosin ovat täysin päteviä mutta joita ei ole validoitu, eikä niitä ole testattu käyttäen laajaa määrää näytteitä eri laboratorioissa.
The Community reference laboratory and specified national reference laboratories have been addressing this problem as part of an Community-funded project (EU AVIFLU) to produce ratified protocols for conventional RT-PCR and rRT-PCR that could be adopted by other national reference laboratories.
Yhteisön vertailulaboratorio ja tietyt kansalliset vertailulaboratoriot ovat käsitelleet tätä ongelmaa yhteisön rahoittaman hankkeen (EU AVIFLU) yhteydessä tarkoituksenaan tuottaa perinteisiä RT-PCR- ja rRT-PCR-menetelmiä, jotka muutkin kansalliset vertailulaboratoriot voisivat ottaa käyttöön.
If test parameters, such as cycling and ramp times, are varied from those recommended in the specified protocols they must be demonstrated as fit for purpose prior to use in accordance with point 6 of Chapter I of this diagnostic manual.
Jos testimuuttujat, kuten reaktiosyklit ja lämpötilanvaihtoajat, poikkeavat tietyissä testausprotokollissa suositelluista, niiden on ennen käyttöä osoitettava soveltuvan käyttötarkoitukseensa tämän taudinmäärityskäsikirjan I luvun 6 kohdan mukaisesti.
The standard protocols for those molecular tests and their evaluation as applied by the Community reference laboratory can be found on the following website:
Yhteisön vertailulaboratorion soveltamat näitä molekyylitestejä ja niiden arviointia koskevat vakioprotokollat löytyvät seuraavalta www-sivustolta:
In vivo pathogenicity test and the evaluation of results
In vivo patogeenisuustesti ja tulosten arviointi
The virulence for chickens of influenza A viruses isolated from birds must be estimated using the intravenous pathogenicity index (IVPI) test which must be carried out as follows:
Linnuista eristettyjen A-tyypin influenssavirusten virulenssi kanojen kannalta on arvioitava käyttäen suonensisäistä patogeenisuusindeksiä (IVPI) koskevaa testiä, joka on toteutettava seuraavasti:
Fresh infective allantoic fluid with a HA titre >1/16 (>24 or >log2 4 when expressed as the reciprocal) from the lowest passage level available, preferably from the initial isolation without any selection is diluted 1/10 in sterile isotonic saline.
Laimennetaan steriilillä isotonisella suolaliuoksella kymmenkertaiseksi tuoretta infektoitunutta allantoisnestettä, joka on mahdollisimman vähän siirrostettu, mieluiten ensimmäisestä eristyksestä saatua ja valikoimatonta (HA-titteri on > 1/16 (> 24 tai > log2 4 käänteisarvona ilmaistuna)).
0,1 ml of the diluted virus is injected intravenously into each of ten six-week-old SPF or SAN chickens.
Injektoidaan suonensisäisesti 0,1 ml laimennettua virusta 10:een kuuden viikon ikäiseen kananpoikaan (käytettävissä linnuissa ei saa esiintyä erityisiä patogeenisiä organismeja (SPF) tai niiden on oltava seerumivasta-ainenegatiivisia (SAN)).
Birds are examined at 24-hour intervals for 10 days.
Linnut tutkitaan 24 tunnin välein 10 vuorokauden ajan.
At each observation, each bird is scored 0 if normal, 1 if sick, 2 if severely sick, 3 if dead.
Jokaisen tarkastuskerran yhteydessä kullekin linnulle merkitään kerroin: 0 = normaali, 1 = sairastunut, 2 = vakavasti sairastunut, 3 = kuollut.
The judgement of sick and severely sick birds is a subjective clinical assessment.
Lintujen luokitteleminen joko sairastuneiksi tai vakavasti sairastuneiksi on subjektiivinen kliininen arviointi.
Normally, ‘sick’ birds show one of the following signs and ‘severely sick’ more than one of the following signs: respiratory involvement, depression, diarrhoea, cyanosis of the exposed skin or wattles, oedema of the face and/or head, nervous signs.
Tavallisesti ”sairastuneissa” linnuissa on havaittavissa yksi ja ”vakavasti sairastuneissa” linnuissa useampi kuin yksi seuraavista oireista: hengitysvaikeudet, apaattisuus, ripuli, paljaan ihon tai helttojen sinerrys, turvotus naamassa ja/tai päässä, hermostolliset häiriöt.
Dead birds must be scored as 3 at each of the remaining daily observations after death.
Kuolleille linnuille merkitään kertoimeksi 3 jokaisella jäljellä olevalla päivittäisellä tarkastuskerralla kuoleman jälkeen.
On welfare grounds when birds are too sick to eat or drink, they must be killed humanely and scored as dead at the next observation since they will die within 24 hours without intervention.
Kun linnut ovat liian sairaita syödäkseen tai juodakseen, ne on hyvinvointisyistä lopetettava kivuttomasti ja merkittävä kuolleiksi seuraavalla tarkastuskerralla, koska ilman hoitotoimenpiteitä ne kuolisivat 24 tunnin kuluessa.
This approach is acceptable to accreditation authorities.
Akkreditoinnista vastaavat viranomaiset voivat hyväksyä tämän toimintamallin.
The IVPI is the mean score per bird per observation over the 10-day period.
Patogeenisuusindeksi on keskimääräinen arvo lintua ja tarkastuskertaa kohden 10 vuorokauden jaksolla.
An index of 3,00 means that all birds died within 24 hours, and an index of 0,00 means that no bird showed any clinical sign during the 10-day observation period.
Lukuarvo 3,00 tarkoittaa, että kaikki linnut kuolivat 24 tunnin kuluessa, kun taas lukuarvo 0,00 tarkoittaa, ettei yhdessäkään linnussa havaittu mitään kliinisiä oireita 10 vuorokauden tarkastelujaksolla.
A simple method for recording results and calculating indices is shown in the following example:
Seuraavassa esimerkissä esitetään yksinkertainen menetelmä tulosten kirjaamiseksi ja patogeenisuusindeksien laskemiseksi:
Clinical signs
Kliiniset oireet
Day after inoculation
Inokuloinnista kulunut aika vuorokausina
Total score
Yhteensä
Normal
Normaalit
Sick
Sairastuneet
Severely sick
Vakavasti sairastuneet
Dead
Kuolleet
Total = 246
Yhteensä = 246
10 birds observed for 10 days = 100 observations
10 lintua tarkastettu 10 vuorokauden ajan = 100 tarkastuskertaa
Index = mean score per bird per observation = 246/100 = 2,46
Patogeenisuusindeksi = keskimääräinen arvo eläintä ja tarkastuskertaa kohden = 246/100 = 2,46
Any influenza A virus, regardless of subtype, giving a value of greater than 1,2 in an IVPI test is considered to be a HPAI virus.
Alatyypistä riippumatta mitä tahansa A-tyypin influenssavirusta, joka saa IVPI-testissä suuremman arvon kuin 1,2, pidetään HPAI-viruksena.
Serological tests and evaluation of results
Serologiset testit ja tulosten arviointi
The preferred method used to show the presence of influenza A virus is to demonstrate the possession of the nucleoprotein or matrix antigens which are shared by all influenza A viruses.
A-tyypin influenssaviruksen esiintymisen toteamiseksi käytetään ensisijaisesti menetelmää, jolla osoitetaan, että viruksella on nukleoproteiini- tai matriksiantigeenit, jotka on kaikilla A-tyypin influenssaviruksilla.
It may be done in immunodoublediffusion tests involving either concentrated virus preparations or extracts from infected chorioallantoic membranes.
Tämä voidaan tehdä kaksoisimmunodiffuusiotesteissä, jotka edellyttävät joko viruskonsentraattipohjaisten valmisteiden tai infektoituneista alkion suoni- ja rakkokalvoista saatujen uutteiden käyttöä.
The preferred methods used for serological tests for AI virus antibodies are haemagglutination (HA) and haemagglutination inhibition (Hl) tests.
Lintuinfluenssaviruksen vasta-aineiden serologisissa testeissä käytetään ensisijaisesti hemagglutinaatiotestiä (HA) ja hemagglutinaation inhibitiotestiä (HI).
Chapter 2.7.12 of the Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals of the World Organisation for Animal Health (OIE) contains detailed information on the laboratory techniques and the evaluation of the results.
Maailman eläintautijärjestön (OIE) maaeläinten diagnostisia testejä ja rokotteita käsittelevän käsikirjan (Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals of the World Organisation for Animal Health) 2.7.12 luvussa esitetään yksityiskohtaisesti laboratoriotekniikat ja tulosten arviointi.
The standard protocols for serological tests and the evaluation of their results as applied by the Community reference laboratory can be found on the following website:
Yhteisön vertailulaboratorion soveltamat serologisia testejä ja niiden tulosten arviointia koskevat vakioprotokollat löytyvät seuraavalta www-sivustolta:
Monitoring systems associated with vaccination
Rokottamiseen liittyvät seurantajärjestelmät
Sections 2 and 3 of Chapter IX, of Directive 2005/94/EC allow the use of emergency and preventive vaccination under certain conditions.
Direktiivissä 2005/94/EY olevan IX luvun 2 ja 3 jaksossa sallitaan hätä- ja ennalta ehkäisevät rokotukset tietyin edellytyksin.
One of those conditions is that a ‘DIVA’ (Differentiating Infected from Vaccinated Animals) strategy is employed.
Yhtenä edellytyksenä on, että käytetään DIVA-strategiaa (tartunnan saaneen ja rokotetun eläimen erottamisdiagnoosi).
Vaccination must be aimed at preventing the infection and subsequent spreading of virus between flocks.
Rokottamisella on pyrittävä ehkäisemään tartunta ja viruksen myöhempi leviäminen parvien välillä.
There is indisputable evidence to show vaccination increases the amount of virus needed to infect birds and decreases the amount of virus excreted.
On olemassa kiistatonta näyttöä siitä, että rokottaminen lisää sitä viruksen määrää, joka tarvitaan linnun tartuttamiseen, ja vähentää eritetyn viruksen määrää.
However, although vaccinated birds do no longer develop clinical signs they can still spread virus when challenged.
Vaikka rokotetuille linnuille ei enää kehity kliinisiä oireita, ne voivat kuitenkin edelleen levittää virusta tartunnan saatuaan.
Thus HPAI viruses of H5 and H7 subtypes could circulate unnoticed for some time in a flock with suboptimal levels of immunity in the same way that LPAI viruses could do in an unvaccinated flock.
Alatyyppiä H5 ja H7 olevat HPAI-virukset saattavat huomaamatta levitä jonkin aikaa parvessa, jonka immuniteetti ei ole optimaalisella tasolla, samalla tavalla kuin LPAI-virukset voivat levitä rokottamattomassa parvessa.
There is therefore a need to be able to identify virus positive vaccinated flocks that have become infected with field virus so that other control measures, such as stamping out, can be implemented.
Tämän vuoksi on voitava tunnistaa viruspositiiviset rokotetut parvet, jotka ovat saaneet tartunnan muusta kannasta kuin rokoteviruskannasta, jotta voidaan toteuttaa muita torjuntatoimenpiteitä, kuten lopettaa koko parvi.
Use of sentinels for monitoring infection
Sentinellilintujen käyttö tartunnan seurannassa
At the flock level, a simple method is to regularly monitor sentinel birds left unvaccinated in each vaccinated flock, but this approach does have some management problems, particularly in identifying the sentinels especially in large flocks.
Yksinkertainen menetelmä parven tasolla on säännöllisesti seurata rokottamatta jätettyjä sentinellilintuja kussakin rokotetussa parvessa, mutta tähän toimintamalliin liittyy joitakin käytännön ongelmia erityisesti sen osalta, miten sentinellilinnut tunnistetaan varsinkin suurissa parvissa.
The contact between the sentinels and the vaccinated birds must be ensured.
Kosketus sentinellilintujen ja rokotettujen lintujen välillä on varmistettava.
DIVA laboratory test for monitoring infection
DIVA-laboratoriotesti tartunnan seurannassa
As an alternative or in addition, testing for field exposure may be performed on the vaccinated birds itself by using DIVA laboratory tests.
Vaihtoehtona tai edellisen lisänä voidaan testata rokotettujen lintujen altistumista muulle kannalle kuin rokoteviruskannalle käyttäen DIVA-laboratoriotestejä.
Several test systems have been developed in recent years that also allow the detection of field challenge of vaccinated birds.
Viime vuosina on kehitetty useita testausjärjestelmiä, joiden avulla on mahdollista todeta myös rokotettujen lintujen altistuminen muulle kuin rokoteviruskannalle.
One method that has proved workable is the use of a vaccine containing a virus of the same haemagglutinin (H) subtype but a different neuraminidase (N) from the prevailing field virus.
Yksi käyttökelpoiseksi osoittautunut menetelmä on sellaisen rokotteen käyttö, joka sisältää vallitsevan kannan kanssa samaa hemagglutiniinin (H) alatyyppiä mutta erilaista neuraminidaasin (N) alatyyppiä olevan viruksen.
Antibodies to the N of the field virus act as natural markers of infection.
Vallitsevan kannan neuraminidaasin vasta-aineet toimivat tartunnan luonnollisina merkkiaineina.
That system was used in Italy following the re-emergence of a LPAI H7N1 virus in 2000.
Tämä järjestelmä oli käytössä Italiassa LPAI H7N1 -viruksen ilmaannuttua uudelleen vuonna 2000.
In order to supplement direct control measures, a DIVA strategy was implemented using a vaccine containing H7N3 to combat an H7N1 field infection.
Välittömien torjuntatoimenpiteiden täydennykseksi toteutettiin DIVA-strategia, jossa käytettiin H7N3-virusta sisältävää rokotetta torjumaan H7N1-luonnonkannan aiheuttamaa tartuntaa.
Vaccinated and field exposed birds were differentiated using a serological test to detect specific anti-N1 antibodies.
Rokotetut linnut erotettiin muulle kannalle kuin rokoteviruskannalle altistuneista linnuista käyttäen serologista testiä spesifisten anti-N1-vasta-aineiden toteamiseksi.
The same strategy was used to control LPAI caused by H7N3 in Italy in 2002 to 2003, in this case with an H7N1 vaccine and a serological test detecting antibodies against N3 specifically.
Samaa strategiaa käytettiin torjumaan H7N3-viruksen Italiassa vuosina 2002–2003 aiheuttamaa LPAI-tautia; tässä tapauksessa käytettiin H7N1-rokotetta ja erityisesti N3:n vasta-aineiden toteamiseksi tehtyä serologista testiä.
In both cases vaccination with stamping out using this DIVA strategy resulted in eradication of the field virus.
Molemmissa tapauksissa rokottaminen ja koko parven lopettaminen käyttäen tätä DIVA-strategiaa johti muun kuin rokoteviruskannan hävittämiseen.
Problems with that system arise if a field virus emerges that has the same N antigen as the existing field virus but are of another H subtype than H5 or H7 or if subtypes with the same N antigens are already circulating in the field.
Tämän järjestelmän kanssa syntyy ongelmia, jos ilmaantuu sellainen muu kanta kuin rokoteviruskanta, jolla on sama N-antigeeni kuin olemassa olevalla muulla kuin rokoteviruskannalla mutta joka on muuta H-alatyyppiä kuin H5 tai H7, tai jos luonnossa leviää jo alatyyppejä, joilla on samat N-antigeenit.
Particularly ducks are known to be carriers of more than one subtype.
Erityisesti ankkojen tiedetään voivan toimia useamman kuin yhden alatyypin tartunnankantajina.
There was also a need to develop a suitable test that would allow the routine monitoring of flocks for anti-neuraminidase antibodies.
Lisäksi oli tarpeen kehittää sopiva testi, jonka avulla voitaisiin rutiiniluonteisesti määrittää, esiintyykö parvissa antineuraminidaasivasta-aineita.
In Italy an ‘ad hoc’ serological test based on an indirect fluorescent antibody assay, using as an antigen N proteins expressed by baculovirus recombinants was developed and used.
Italiassa kehitettiin ja otettiin käyttöön erityinen epäsuoraan fluoresenssivasta-ainetestiin perustuva serologinen testi, jossa käytetään antigeeninä baculovirusrekombinanttien ilmaisemia N-proteiineja.
That may have wider and easier application when an ELISA test is developed.
Tämän soveltaminen voi laajeta ja helpottua, kunhan kehitetään ELISA-testi.
The use of vaccines containing only HA, such as recombinant vector vaccines, allows classical AGID tests or ELISA tests based on nucleoprotein, non-structural protein or matrix proteins to be used to detect infection in vaccinated birds.
Ainoastaan HA:ta sisältävien rokotteiden, kuten rekombinanttivektorirokotteiden, käyttö mahdollistaa sen, että nukleoproteiineihin, muihin kuin rakenneproteiineihin tai matriksiproteiineihin perustuvia klassisia AGID- tai ELISA-testejä voidaan käyttää tartunnan toteamiseen rokotetuissa linnuissa.
For inactivated vaccines, a test that detects antibodies to the non-structural virus protein that are only produced during natural infection has been described.
Inaktivoitujen rokotteiden osalta on kuvattu testi, jolla todetaan muiden kuin viruksen rakenneproteiinien vasta-aineet, joita syntyy ainoastaan luonnollisen tartunnan aikana.
Such a system is yet to be validated in the field, but has the limitation that natural infection of a flock with any influenza virus, irrespective of subtype results in the production of antibodies directed against the non-structural protein.
Tällainen järjestelmä on vielä validoitava kentällä, mutta sen rajoituksena on, että jos jokin parvi saa minkä tahansa influenssaviruksen (alatyypistä riippumatta) luonnollisen tartunnan, tuloksena on kyseisen muun kuin rakenneproteiinin vasta-aineiden muodostuminen.
The development of rapid and sensitive virus-detection methods, especially those that can be automated, such as real time RT-PCR, means that these could be used for simple widespread and regular testing of vaccinated birds for the presence of field virus.
Nopeiden ja herkkien virustentodentamismenetelmien — erityisesti reaaliaikaisen RT-PCR-menetelmän kaltaisten automatisoitavissa olevien menetelmien — kehittäminen tarkoittaa, että näitä menetelmiä voidaan käyttää yksinkertaisten, laajojen ja säännöllisten testien tekemiseen rokotetuille linnuille muun kannan kuin rokoteviruskannan esiintymisen toteamiseksi.
Agent detection, however, will be limited to a short window in the acute phase of the infection and cannot be used to conclude that a flock was not exposed to the virus in the past.
Taudinaiheuttajien toteaminen kuitenkin rajoittuu lyhyeen ajankohtaan infektion akuutissa vaiheessa, eikä sen avulla voida päätellä, etteikö parvi olisi altistunut virukselle aiemmin.
This approach is most appropriate to the testing of vaccinated birds prior to movement to demonstrate freedom from active infection.
Tämä toimintamalli sopii parhaiten rokotettujen lintujen testaamiseen ennen niiden siirtämistä sen osoittamiseksi, ettei niillä ole aktiivista infektiota.
The number of samples to be tested by the systems of choice must enable the exclusion of a prevalence of AI virus infection in a flock of more than 15 % with confidence level of 95 %.
Valitulla järjestelmällä testattavien näytteiden lukumäärän on mahdollistettava lintuinfluenssavirustartunnan yli 15 prosentin esiintyvyyden poissulkeminen parvessa 95 prosentin varmuudella.
Strategies in the diagnosis of AI
Lintuinfluenssan taudinmäärityksen strategiat
As set out in Annex IV to Directive 2005/94/EC, decisions to apply measures in specific areas or contact holdings and the severity of those measures may vary greatly with the magnitude of the risk.
Kuten direktiivin 2005/94/EY liitteessä IV esitetään, päätökset soveltaa toimenpiteitä tietyillä alueilla tai kontaktitiloilla sekä näiden toimenpiteiden ankaruus voivat vaihdella suuresti riskin suuruuden mukaan.