natgillin/translations-raw huggingface dataset:
If this is not possible, store the stem segments refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Jos tämä ei ole mahdollista, varastoidaan varren palaset jäähdytettyinä enintään 72 tunnin ajan tai huoneenlämmössä enintään 24 tunnin ajan.
Decant the supernatant after settling for 15 minutes.
Dekantoidaan supernatantti, kun seos on saanut seistä 15 minuuttia.
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in section 3.1.4 to 3.1.6.
Uutteen lisäkirkastaminen tai bakteerifraktion konsentrointi ei yleensä ole tarpeen mutta voidaan tehdä suodattamalla ja/tai sentrifugoimalla, kuten 3.1.4–3.1.6 kohdassa kuvataan.
Divide the neat or concentrated sample extract into 2 equal parts.
Jaetaan laimentamaton tai konsentroitu näyteuute kahteen yhtä suureen osaan.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months) in case further testing is required.
Pidetään yhtä osaa 4–10 °C:n lämpötilassa testauksen ajan ja varastoidaan toinen puolisko 10–25 %:ssa (v/v) steriilissä glyserolissa –16 ja –24 °C:n väliseen lämpötilaan (viikoiksi) tai –68 ja –86 °C:n väliseen lämpötilaan (kuukausiksi), mikäli lisätestaus on tarpeen.
The use of the IF test as the principal screening test is recommended because of its proven robustness to achieve the required thresholds.
IF-testin käyttö pääasiallisena seulontatestinä on suositeltavaa, koska se on todistetusti riittävän herkkä vaadittavien kynnysarvojen saavuttamiseksi.
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Kun IF-testiä käytetään pääasiallisena seulontatestinä ja IF-testin tulos on positiivinen, toisena seulontatestinä on tehtävä PCR- tai FISH-testi.
When the IF test is used as the second screening test and the IF reading is positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the analysis.
Jos IF-testiä käytetään toisena seulontatestinä ja IF-testin tulos on positiivinen, vuokaavion mukainen lisätestaus on tarpeen analyysin suorittamiseksi.
Always use a polyclonal antibody, when the IF test is used as the principal screening test.
Aina kun IF-testiä käytetään pääasiallisena seulontatestinä, on käytettävä polyklonaalista vasta-ainetta.
In case of a positive IF reading with a polyclonal antibody further screening of the sample with a monoclonal antibody may provide more specificity but can be less sensitive.
Jos polyklonaalisella vasta-aineella tehdystä IF-testistä saadaan positiivinen tulos, monoklonaalisella vasta-aineella tehtävä näytteen lisäseulonta saattaa lisätä testin spesifisyyttä mutta heikentää herkkyyttä.
Use antibodies to a reference strain of C. m. subsp. sepedonicus.
Käytetään C. m. subsp. sepedonicus -vertailukannan vasta-aineita.
It is recommended that the titre is determined for each new batch of antibodies.
On suositeltavaa määrittää titteri kullekin uudelle vasta-aine-erälle.
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of C. m. subsp. sepedonicus and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer's recommendations.
Titteri määritellään korkeimmaksi laimennokseksi, jolla optimaalinen reaktio tapahtuu, kun testataan suspensiota, joka sisältää C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin homologisesta kannasta saatuja soluja (105–106/ml), sopivalla fluoreseiini-isotiosyanaattikonjugaatilla (FITC) valmistajan suositusten mukaisesti.
The crude polyclonal or monoclonal antibodies should have an IF titre of at least 1:2000.
Puhdistamattomien polyklonaalisten tai monoklonaalisten vasta-aineiden IF-titterin olisi oltava vähintään 1:2000.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) (WD) close to or at the titre.
Vasta-aineita olisi testeissä käytettävä lähellä titteriä olevassa tai titterin suuruisessa työskentelylaimennoksessa (tai -laimennoksissa).
Use validated antibodies (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Käytetään validoituja vasta-aineita (ks. www-sivusto osoitteessa http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The test should be performed on freshly-prepared sample extracts.
Testi olisi tehtävä vasta valmistetuista näyteuutteista.
If necessary, it can be successfully performed on extracts stored at –68 to –86 °C under glycerol.
Testi voidaan tarvittaessa tehdä uutteista, joita on säilytetty –68 ja –86 °C:n välisessä lämpötilassa glyserolissa.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and resuspension in an equal volume of pellet buffer.
Glyseroli voidaan poistaa näytteestä lisäämällä 1 ml sakkapuskuria (lisäys 4), sentrifugoimalla uudelleen 15 minuutin ajan 7000 x g ja suspendoimalla uudelleen yhtä suureen tilavuuteen sakkapuskuria.
This is often not necessary, especially if slides samples are fixed to the slides by flaming (see 2.2).
Tämä ei ole useinkaan välttämätöntä erityisesti, jos näytteet kiinnitetään objektilevyihin liekittämällä (ks. 2.2).
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2, and optionally in buffer.
Valmistetaan erilliset positiiviset kontrollilevyt C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin homologisesta kannasta tai mistä tahansa muusta vertailukannasta, joka on suspendoitu perunauutteeseen, kuten lisäyksessä 2 täsmennetään, tai vaihtoehtoisesti puskuriliuokseen.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilization or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Luonnollisesti saastunutta solukkoa (jäädytyskuivaamalla tai pakastamalla –16 ja –24 °C:n välisessä lämpötilassa säilytettyä) olisi mahdollisuuksien mukaan käytettävä vertailua varten samalla objektilevyllä.
As negative controls, use aliquots of sample extract which previously tested negative.
Negatiivisina kontrolleina käytetään sellaisia näyteuutteen määräosia, jotka on aiemmin testattu negatiivisiksi.
Use multiwell microscope slides with preferably 10 windows of at least 6 mm diameter.
Käytetään kuoppalevyjä, joissa on mieluiten 10 halkaisijaltaan vähintään 6 mm:n syvennystä.
Test control material in an identical manner as the sample(s).
Kontrollimateriaali testataan samalla tavalla kuin näyte (näytteet).
Prepare the test slides by one of the following procedures:
Käsitellään testilevyt yhdellä seuraavista menettelyistä:
For pellets with relatively little starch sediment:
Pelletit, joissa on suhteellisen vähän tärkkelystä:
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Pipetoidaan mitattu vakiomäärä (15 µl on sopiva halkaisijaltaan 6 mm:n syvennykseen – lisätään määrää samassa suhteessa suuremmille syvennyksille) suhteessa 1:100 laimennettua, uudelleen suspendoitua sakkaa ensimmäiseen syvennykseen.
Subsequently pipette a similar volume of undiluted pellet (1/1) onto the remaining windows on the row.
Pipetoidaan samanlainen määrä laimentamatonta sakkaa (1:1) rivin muihin syvennyksiin.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 1.
Jäljellä olevaa riviä voidaan käyttää toisintona tai toiselle näytteelle kuten kuvassa 1 on esitetty.
For other pellets:
Muut pelletit:
Prepare decimal dilutions (1/10 and 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
Valmistetaan kymmenkertaisia laimennoksia (1:10 ja 1:100) uudelleen suspendoidusta sakasta sakkapuskuriin.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Pipetoidaan mitattu vakiomäärä (15 µl on sopiva halkaisijaltaan 6 mm:n syvennykseen – lisätään määrää samassa suhteessa suuremmille syvennyksille) uudelleen suspendoitua sakkaa ja kutakin laimennosta riville syvennyksiä.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 2.
Jäljellä olevaa riviä voidaan käyttää toisintona tai toiselle näytteelle kuten kuvassa 2 on esitetty.
Dry the droplets at ambient temperatures or by warming at temperature of 40 to 45 °C.
Annetaan pisaroiden kuivua huoneenlämmössä tai lämmittämällä 40–45 °C:n lämpötilassa.
Fix the bacterial cells to the slide either by heating (15 minutes at 60 °C), flaming, with 95 % ethanol or according to specific instructions from the suppliers of the antibodies.
Kiinnitetään bakteerisolut objektilevylle joko kuumentamalla (15 minuuttia 60 °C:n lämpötilassa), liekittämällä tai 95 % etanolilla tai vasta-aineiden toimittajien nimenomaisten ohjeiden mukaisesti.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of 3 months) prior to further testing.
Kiinnitettyjä objektilevyjä voidaan tarvittaessa säilyttää jäädytettyinä kuivatusainetta sisältävässä laatikossa mahdollisimman lyhyen aikaa (enintään 3 kuukautta) ennen lisätestejä.
IF procedure:
IF-menettely:
According to test slide preparation in 4.1(i):
Testilevyn valmistaminen 4 kohdan 1 alakohdan i alakohdan mukaisesti:
Prepare a set of twofold dilutions of the antibody in IF buffer.
Valmistetaan sarja kaksinkertaisia vasta-aineen laimennoksia IF-puskuriin.
The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Ensimmäisen syvennyksen olisi oltava 1/2 titteriä (T/2), ja muiden 1/4 titteriä (T/4), 1/2 titteriä (T/2), titteri (T) ja titteri kaksinkertaisena (2T).
According to test slide preparation in 4.1(ii):
Testilevyn valmistaminen 4 kohdan 1 alakohdan ii alakohdan mukaisesti:
Prepare the working dilution (WD) of the antibody in IF buffer.
Valmistetaan työskentelylaimennos vasta-aineesta IF-puskuriin.
The working dilution affects the specificity.
Työskentelylaimennos vaikuttaa spesifisyyteen.
Figure 1.
Kuva 1.
Preparation of the test slide according to 4.1(i) and 4.3(i)
Testilevyn valmistaminen 4 kohdan 1 alakohdan i alakohdan ja 4 kohdan 3 alakohdan i alakohdan mukaisesti
Dilutions of resuspended pellet
Laimennokset uudelleen suspendoidusta sakasta
Dilution of resuspended pellet
Uudelleen suspendoidun sakan laimennos
(T = titre)
(T = titteri) T/2 T/4
Arrange the slides on moist paper.
Järjestetään objektilevyt kostean paperin päälle.
Cover each test window completely with the antibody dilution(s).
Täytetään testisyvennykset kokonaisuudessaan vasta-aineen laimennoksella tai laimennoksilla.
The volume of antibody applied on each window must be at least the volume of extract applied.
Syvennyksiin lisättävän vasta-aineen tilavuuden on vastattava levitetyn uutteen tilavuutta.
The following procedure should be carried out in the absence of specific instructions from the suppliers of the antibodies:
Seuraava menettely olisi toteutettava, jos vasta-aineiden toimittajilta ei ole saatu nimenomaisia ohjeita:
Incubate the slides on moist paper under a cover for 30 minutes at ambient temperature (18 to 25 °C).
Objektilevyjä inkuboidaan kannen alla kostean paperin päällä 30 minuutin ajan huoneenlämmössä (18–25 °C).
Shake the droplets off each slide and rinse carefully with IF buffer.
Ravistetaan pisarat pois kaikilta objektilevyiltä ja huuhdellaan levyt varovasti IF-puskurilla.
Wash by submerging for 5 minutes in IF buffer-Tween (Appendix 3) and subsequently for 5 minutes in IF buffer.
Pestään 5 minuutin ajan IF-puskuri-Tweenillä (lisäys 3) ja sen jälkeen 5 minuutin ajan IF-puskurissa.
Avoid causing aerosols or droplet transfer that could result in cross-contamination.
Vältetään roiskeita tai pisaroiden kulkeutumista, joista saattaa olla seurauksena ristikontaminaatio.
Carefully remove excess moisture by blotting gently.
Poistetaan ylimääräinen kosteus varovasti paperipyyhkeellä.
Cover the test windows with the dilution of FITC conjugate used to determine the titre.
Täytetään testisyvennykset FITC-konjugaatin laimennoksella, jota on käytetty titterin määrittämiseen.
The volume of conjugate applied on the windows must be identical to the volume of antibody applied.
Syvennyksiin lisätyn konjugaatin määrän on vastattava lisätyn vasta-aineen määrää.
Shake the droplets of conjugate off the slide.
Ravistetaan konjugaattipisarat pois levyltä.
Rinse and wash as before (4.3.3).
Huuhdellaan ja pestään kuten edellä (4.3.3).
Carefully remove excess moisture.
Poistetaan varovasti ylimääräinen kosteus paperipyyhkeellä.
Pipette 5 to 10 µl of 0,1M phosphate-buffered glycerol (Appendix 3) or a commercially antifading mountant on each window and apply a coverslip.
Pipetoidaan 5–10 µl:ä 0,1 M fosfaattipuskuroitua glyserolia (lisäys 3) tai vastaavaa kaupallisesti saatavilla olevaa haalistumiselta suojaavaa peittausainetta kuhunkin syvennykseen ja asetetaan peitelasi.
Reading the IF test:
IF-testin lukeminen:
Examine test slides on an epifluorescence microscope with filters suitable for excitation of FITC, under oil or water immersion at a magnification of 500 to 1000.
Tutkitaan testilevyjä mikroskoopilla, joka on varustettu epifluoresoivalla valonlähteellä ja FITC:n eksitaatioon sopivilla suodattimilla öljy- tai vesi-immersio-objektiivin 500–1000-kertaisella suurennoksella.
Scan windows across two diameters at right angles and around the perimeter.
Tarkastellaan objektikenttää laidasta laitaan pystysuoraan ja vaakasuoraan ja kiertämällä ulkoreunaa pitkin.
For samples showing no or low number of cells observe at least 40 microscope fields.
Näytteistä, joissa ei näy yhtään tai vain hyvin vähän soluja, tarkastellaan vähintään 40 mikroskooppikenttää.
Check the positive control slide first.
Tutkitaan ensin positiiviset kontrollilevyt.
Cells must be bright fluorescent and completely stained at the determined antibody titre or working dilution.
Solujen on oltava kirkkaasti fluoresoivia ja täydellisesti värjäytyneitä määritellyllä vasta-ainetitterillä tai työskentelylaimennoksella.
The IF test (section 4) must be repeated if the staining is aberrant.
IF-testi (4 jakso) on uusittava, jos värjäytyminen ei ole täydellistä.
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of C. m. subsp. sepedonicus in the test windows of the test slides (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Tarkoituksena on löytää kirkkaasti fluoresoivia soluja, joiden morfologia on tyypillinen C. m. subsp. sepedonicus -bakteerille (ks. www-sivusto osoitteessa http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The fluorescence intensity must be equivalent or better to the positive control strain at the same antibody dilution.
Fluoresenssin intensiteetin on vastattava vähintään positiivisen kontrollikannan fluoresenssin intensiteettiä samassa vasta-ainelaimennoksessa.
Cells with incomplete staining or with weak fluorescence must be disregarded.
Sellaisia soluja, joiden värjäytyminen on epätäydellistä tai joiden fluoresenssi on heikko, ei oteta huomioon.
If any contamination is suspected the test must be repeated.
Jos epäillään kontaminaatiota, testi on toistettava.
This may be the case when all slides in a batch show positive cells due to the contamination of buffer or if positive cells are found (outside of the slide windows) on the slide coating.
Näin saattaa käydä, jos kaikilla erän objektilevyillä on positiivisia soluja puskurin kontaminaation vuoksi tai jos positiivisia soluja löytyy (levyn syvennysten ulkopuolelta) levyn pinnoitteelta.
There are several problems inherent to the specificity of the immunofluorescence test.
Immunofluoresenssitestien spesifisyyteen liittyy useita ongelmia.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. sepedonicus are likely to occur in potato heel end core and stem segment pellets.
Perunan napapäiden ja varren palasten sakassa esiintyy todennäköisesti morfologisesti epätyypillisiä fluoresoivien solujen ja C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin kanssa kooltaan ja morfologialtaan samanlaisten ristiin reagoivien saprofyyttisten bakteerien populaatioita.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology at the titre or working dilution of the antibodies as in 4.3.
Tarkastellaan ainoastaan fluoresoivia soluja, joilla on tyypillinen koko ja morfologia vasta-ainetitterissa tai -työskentelylaimennoksessa, kuten 4.3 kohdassa kuvattiin.
Interpretation of the IF reading:
IF-testin tulosten tulkinta:
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 4).
Jos näytteestä löytyy kirkkaasti fluoresoivia soluja, joiden morfologia on tyypillinen, tyypillisten solujen keskimääräinen lukumäärä arvioidaan mikroskooppikenttää kohden ja lasketaan näiden solujen lukumäärä uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden (lisäys 4).
The IF reading is positive for samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet.
IF-testin tulos on positiivinen, jos näytteissä on vähintään 5x103 tyypillistä solua uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden.
The sample is considered potentially contaminated. and further testing is required.
Näytettä pidetään mahdollisesti saastuneena, ja lisätestaus on tarpeen.
The IF reading is negative for samples with less than 5 × 103 cells per ml resuspended pellet and the sample is considered negative.
IF-testin tulos on negatiivinen, jos näytteissä on vähemmän kuin 5x103 solua uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden, ja näytettä pidetään negatiivisena.
Further testing is not required.
Lisätestausta ei vaadita.
FISH TEST
FISH-TESTI
When the FISH test is used as the first screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Kun FISH-testiä käytetään ensimmäisenä seulontatestinä ja siitä saadaan positiivinen tulos, toisena pakollisena seulontatestinä on tehtävä IF-testi.
When the FISH test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Kun FISH-testiä käytetään toisena seulontatestinä ja siitä saadaan positiivinen tulos, vuokaavion mukainen lisätestaus on tarpeen diagnoosin tekemiseksi.
Use validated C. m. subsp. sepedonicus-specific oligo-probes (Appendix 7).
Käytetään validoituja C. m. subsp. sepedonicus -spesifisiä oligokoettimia (lisäys 7).
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of at least 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Alustavan testauksen tällä menetelmällä pitäisi mahdollistaa se, että voidaan todeta aiemmin negatiivisiksi testattuihin näyteuutteisiin lisätyt C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin solut (vähintään 103–104/ml). Testi on voitava toistaa.
The following procedure should preferably be performed on freshly prepared sample extract but can also be successfully performed on sample extract that has been stored under glycerol at –16 to –24 °C or –68 to –86 °C.
Seuraava menettely olisi mielellään tehtävä vasta valmistetuille näyteuutteille. Menettely voidaan tarvittaessa kuitenkin tehdä näyteuutteille, joita on säilytetty glyserolissa –16 ja –24 °C:n välisessä lämpötilassa tai –68 ja –86 °C:n välisessä lämpötilassa.
As negative controls, use aliquots of sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. sepedonicus.
Negatiivisina kontrolleina käytetään sellaisia näyteuutteen osia, jotka on aiemmin testattu C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin osalta negatiivisiksi.
As positive controls prepare suspensions containing 105 to 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus (e.g. strain NCPPB 4053, or PD 406) in 0,01M phosphate buffer (PB) from a three to five day culture (preparation see Appendix 2).
Positiivisiksi kontrolleiksi valmistetaan suspensioita, jotka sisältävät 105–106 solua/ml C. m. subsp. sepedonicus -bakteerista (esim. kanta NCPPB 4053 tai PD 406), 0,01 M fosfaattipuskurissa (PB) 3–5 vuorokauden viljelmästä (valmistus ks. lisäys 2).
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2.
Valmistetaan erilliset positiiviset kontrollilevyt C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin homologisesta kannasta tai mistä tahansa muusta vertailukannasta, joka on suspendoitu perunauutteeseen, kuten lisäyksessä 2 täsmennetään.
The use of the FITC-labelled eubacterial oligo-probe offers a control for the hybridisation process, since it will stain all eubacteria that are present in the sample.
FITC-leimatun eubakteriaalisen oligokoettimen käyttö toimii kontrollina hybridisaatioprosessia varten, sillä se värjää kaikki näytteessä olevat eubakteerit.
Potato extract fixation
Perunauutteen fiksointi
Prepare fixative solution (see Appendix 7).
Valmistetaan kiinniteliuos (ks. lisäys 7).
Pipette 100 µl of each sample extract into an Eppendorf tube and centrifuge for eight min at 7000 g.
Pipetoidaan 100 µl kustakin näyteuutteesta Eppendorf-putkeen ja sentrifugoidaan 8 minuuttia 7000 x g.
Remove the supernatant and dissolve the pellet in 500 µl of fixative prepared < 24 hours previously.
Poistetaan supernatantti ja liuotetaan sakka 500 µl:aan kiinniteliuosta, joka on valmistettu < 24 tuntia aiemmin.
Vortex and incubate overnight at 4 °C.
Sekoitetaan vorteksilla ja inkuboidaan yön yli 4 °C:ssa.
An alternative fixative is 96 % ethanol.
Vaihtoehtoisena kiinniteliuoksena voidaan käyttää 96 % etanolia.
To use this dissolve the pellet from step 5.1.2 in 50 µl 0,01M PB and 50 µl 96 % ethanol.
Sitä käytettäessä liuotetaan sakka vaiheesta 5.1.2 50 μl:aan 0,01 M fosfaattipuskuria ja 50 μl:aan 96 % etanolia.
Vortex mix and incubate at 4 °C for 30 to 60 minutes.
Sekoitetaan vorteksilla ja inkuboidaan 4 °C:ssa 30–60 minuutin ajan.
Centrifuge for 8 min. at 7000 g, remove the supernatant and resuspend the pellet in 75 µl 0,01M PB (see Appendix 3).
Sentrifugoidaan 8 minuutin ajan 7000 x g, poistetaan supernatantti ja suspendoidaan sakka uudelleen 75 µl:aan 0,01 M fosfaattipuskuria (ks. lisäys 3).
The remaining sample solution (49 µl) can be stored at –20 °C after addition of 1 volume of 96 % ethanol.
Jäljellä oleva näyteliuos (49 µl) voidaan varastoida –20 °C:ssa, kun siihen on lisätty 1 tilavuus 96 % etanolia.
In case the FISH assay requires repeating, remove the ethanol by centrifugation and add an equal volume of 0,01M PB (mix by vortexing).
Jos FISH-testi on toistettava, poistetaan etanoli sentrifugoimalla ja lisätään yhtä suuri tilavuus 0,01 M fosfaattipuskuria (sekoitetaan vorteksilla).
Figure 3.
Kuva 3.
Layout for FISH slide
Piirros FISH-levystä
Sample 1
Näyte 1
Sample 2
Näyte 2
window 1
syvennys 1
window 2
syvennys 2
window 3
syvennys 3
window 4
syvennys 4
window 5
syvennys 5
window 6
syvennys 6
window 7
syvennys 7
window 8
syvennys 8
window 9
syvennys 9
window 10
syvennys 10
Coverslip 1
Peitelasi 1
Coverslip 2
Peitelasi 2
Air-dry the slides (or on slide dryer at 37 °C) and fix them by flaming.
Ilmakuivataan objektilevyt (tai kuivataan ne levyn kuivaajalla 37 °C:ssa) ja kiinnitetään ne liekittämällä.
At this stage the procedure may be interrupted and the hybridisation continued the following day.
Tässä vaiheessa menettely voidaan keskeyttää, ja hydridisaatiota voidaan jatkaa seuraavana päivänä.
Slides should be stored dust-free and dry at room temperature.
Levyt olisi säilytettävä pölyltä suojassa ja kuivassa paikassa huoneenlämmössä.
Pre-hybridisation and hybridisation
Pre-hybridisaatio ja hybridisaatio
Prepare a lysozyme solution containing 10 mg lysozyme (Sigma L–6876) in 10 ml buffer (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH8.0).
Valmistetaan lysotsyymiliuos, joka sisältää 10 mg lysotsyymia (Sigma L-6876) 10 ml:ssa puskuria (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH 8,0).