natgillin/translations-raw huggingface dataset:
This solution can be stored but it should only be freeze-thawed once.
Liuos voidaan varastoida, mutta sitä ei saisi jäädyttää ja sulattaa yhtä kertaa useammin.
Cover each sample well with approximately 50 µl of lysozyme solution and incubate for 10 minutes at room temperature.
Peitetään jokainen näytesyvennys noin 50 μl:lla lysotsyymiliuosta ja inkuboidaan 10 minuutin ajan huoneenlämmössä.
Then dip the slides in demineralised water, once only and dry with filter paper.
Kastetaan objektilevyt sitten demineralisoituun veteen yhden kerran ja kuivataan suodatinpaperilla.
Alternatively, instead of lysozyme add 50 µl of 40 to 400µg ml–1 proteinase K in buffer (20 mM Tris-HCl, 2 mM CaCl2, pH 7,4) to each well and incubate at 37 °C for 30 minutes.
Lysotsyymin sijasta voidaan vaihtoehtoisesti lisätä 50 μl 40–400μg ml-1 proteinaasi-K:ta puskurissa (20 mM Tris-HCl, 2 mM CaCl2, pH 7,4) kuhunkin syvennykseen ja inkuboida 37 °C:ssa 30 minuutin ajan.
Dehydrate the cells in a graded ethanol series of 50 %, 80 % and 96 % for one minute each.
Poistetaan soluista vesi vaiheittain 50, 80 ja 96 % etanolissa minuutin ajan kussakin.
Air dry the slides in a slide-holder.
Ilmakuivataan objektilevyt levytelineessä.
Prepare a moist incubation chamber by covering the bottom of an air-tight box with tissue or filter paper soaked in 1x hybmix (Appendix 7).
Valmistellaan kostea inkubaatiokammio peittämällä ilmatiiviin laatikon pohja kasvopaperilla tai suodatinpaperilla, joka on kastettu 1x hybmix-seokseen (lisäys 7).
Pre-incubate the box in the hybridisation oven at 55 °C for at least 10 minutes.
Esi-inkuboidaan laatikko hybridisaatiouunissa 55 °C:ssa vähintään 10 minuutin ajan.
Prepare the hybridisation solution (Appendix 7) allowing 45 µl per slide, and preincubate for five minutes at 55 °C.
Valmistetaan hybridisaatioliuos (lisäys 7) siten, että joka objektilevylle tulee 45 μl, ja esi-inkuboidaan 5 minuutin ajan 55 °C:ssa.
Place slides on a hot plate at 45 °C and apply 10 µl of hybridization solution to each of the four wells on the slide(s).
Sijoitetaan objektilevyt lämpölevylle (45 °C) ja 10 μl hybridisaatioliuosta pipetoidaan levyn (levyjen) kuhunkin neljään syvennykseen.
Apply two coverslips (24 × 24 mm) to each slide without trapping air.
Asetetaan 2 peitelasia (24 x 24 mm) kullekin objektilevylle siten, että väliin ei jää ilmaa.
Place the slides in the pre-warmed moist chamber and hybridise overnight in the oven at 55 °C in the dark.
Laitetaan levyt esilämmitettyyn kosteaan kammioon ja hybridisoidaan yön yli pimeässä uunissa 55 °C:ssa.
Prepare three beakers containing 1 l of Ultra pure water (UPW), 1 l of 1x hybmix (334 ml 3x hybmix and 666 ml UPW) and 1 l of 1/2x hybmix (167 ml 3x hybmix and 833 ml UPW).
Valmistetaan 3 dekantterilasia seuraavasti: 1 l ultrapuhdasta vettä (UPW), 1 l 1x hybmix-seosta (334 ml 3x hybmix-seosta ja 666 ml UPW) ja 1 l 1/2x hybmix-seosta (167 ml 3x hybmix-seosta ja 833 ml UPW).
Pre-incubate each in a waterbath at 55 °C.
Esi-inkuboidaan kukin vesihauteessa 55 °C:ssa.
Remove the coverslips from the slides and place the slides in a slide holder.
Poistetaan peitelasit objektilevyiltä ja asetetaan levyt levytelineeseen.
Wash away excess probe by incubation for 15 mins. in the beaker with 1x hybmix at 55 °C.
Poistetaan ylimääräinen koetin inkuboimalla 15 minuutin ajan 55 °C:ssa dekantterilasissa, jossa on 1x hybmix-seosta.
Transfer the slide holder to 1/2 hybmix washing solution and incubate for a further 15 mins.
Siirretään levyteline 1/2 hybmix-seos -pesuliuokseen ja inkuboidaan vielä 15 minuutin ajan.
Dip the slides briefly in UPW and place them on filter paper.
Kastetaan objektilevyt pikaisesti ultrapuhtaaseen veteen ja asetetaan ne suodatinpaperille.
Remove excess moisture by covering the surface gently with filter paper.
Poistetaan liiallinen kosteus peittämällä pinta kevyesti suodatinpaperilla.
Pipette 5 to 10 μl of anti-fading mountant solution (e.g. Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA or equivalent) on each window and apply a large coverslip (24 × 60 mm) over the whole slide.
Pipetoidaan 5–10 μl haalistumiselta suojaavaa peittausainetta (esim. Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA tai vastaavaa) jokaiseen syvennykseen ja asetetaan iso peitelasi (24 x 60 mm) koko levyn päälle.
Reading the FISH test
FISH-testin lukeminen
Observe the slides immediately with a microscope fitted for epifluorescence microscopy at 630 or 1000x magnification under immersions oil.
Tutkitaan objektilevyt välittömästi mikroskoopilla, joka on varustettu epifluoresoivalla valonlähteellä öljyimmersio-objektiivin 630–1000-kertaisella suurennoksella.
With a filter suitable for fluorescein isothiocyanate (FITC) eubacterial cells (including most gram negative cells) in the sample are stained fluorescent green.
FITC:hen sopivilla suodattimilla näytteen eubakteerisolut (mukaan luettuina useimmat gram-negatiiviset solut) fluoresoivat vihreinä.
Using a filter for tetramethylrhodamine-5-isothiocyanate, Cy3-stained cells of C. m. subsp. sepedonicus appear fluorescent red.
Kun käytetään tetrametyylirodamiini-5-isotiosyanaatille tarkoitettua suodatinta, Cy3-värjätyt C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin solut näkyvät fluoresoivan punaisina. Verrataan solujen morfologiaa positiivisten kontrollien morfologiaan.
Compare cell morphology with that of the positive controls.
Solujen on oltava kirkkaasti fluoresoivia ja täysin värjäytyneitä.
Cells must be bright fluorescent and completely stained The FISH test (section 9.4) must be repeated if the staining is aberrant.
FISH-testi (9.4 jakso) on toistettava, jos värjäytyminen ei ole täydellistä.
The fluorescence intensity must be equivalent or better than that of the positive control strain.
Fluoresenssin intensiteetin on vastattava vähintään positiivisen kontrollikannan fluoresenssin intensiteettiä.
There are several problems inherent to the specificity of the FISH test.
FISH-testin spesifisyyteen liittyy useita ongelmia.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. subsp. sepedonicus may occur, although much less frequent than in the IF test, in potato heel end core and stem segment pellets.
Perunan napapäiden ja varren palasten sakassa saattaa esiintyä morfologisesti epätyypillisiä fluoresoivien solujen ja C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin kanssa kooltaan ja morfologialtaan samanlaisten ristiin reagoivien saprofyyttisten bakteerien populaatioita vaikkakin huomattavasti harvemmin kuin IF-testissä.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology, see in 5.3.2.
Tarkastellaan ainoastaan fluoresoivia soluja, joilla on tyypillinen koko ja morfologia, ks. 5.3.2 kohta.
Interpretation of the FISH test result:
FISH-testin tulosten tulkinta:
Valid FISH test results are obtained if bright green fluorescent cells of size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are observed using the FITC filter and if bright red fluorescent cells using the rhodamine filter in all positive controls and not in any of the negative controls.
FISH-testistä saadaan validit tulokset, jos FITC-suodatinta käyttäen havaitaan kirkkaan vihreitä fluoresoivia soluja, joiden koko ja morfologia on C. m. subsp. sepedonicus -bakteerille tyypillinen, ja jos rodamiinisuodatinta käyttäen havaitaan kirkkaan punaisia fluoresoivia soluja kaikissa positiivissa kontrolleissa muttei yhdessäkään negatiivisessa kontrollissa.
Samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered potentially contaminated.
Näytteitä, joissa on vähintään 5 x 103 tyypillistä solua uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden, pidetään mahdollisesti saastuneina.
Further testing is required.
Lisätestaus on tarpeen.
Samples with less than 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered negative.
Näytteitä, joissa on vähemmän kuin 5 x 103 tyypillistä solua uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden, pidetään negatiivisina.
The FISH test is negative if bright red fluorescent cells with size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are not observed using the rhodamine filter, provided that typical bright red fluorescent cells are observed in the positive control preparations when using the rhodamine filter.
FISH-testin tulos on negatiivinen, jos rodamiinisuodatinta käyttäen ei havaita kirkkaan punaisia fluoresoivia soluja, joiden koko ja morfologia on C. m. subsp. sepedonicus -bakteerille tyypillinen edellyttäen, että tyypillisiä kirkkaan punaisia fluoresoivia soluja havaitaan positiivisissa kontrollivalmisteissa silloin, kun käytetään rodamiinisuodatinta.
When the PCR test is used as the principal screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Kun PCR-testiä käytetään pääasiallisena seulontatestinä ja siitä saadaan positiivinen tulos, toisena pakollisena seulontatestinä on tehtävä IF-testi.
When the PCR test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Kun PCR-testiä käytetään toisena seulontatestinä ja siitä saadaan positiivinen tulos, vuokaavion mukainen lisätestaus on tarpeen diagnoosin tekemiseksi.
Full exploitation of this method as principal screening test is only recommended when specialised expertise has been acquired.
Tätä menetelmää on suositeltavaa käyttää pääasiallisena seulontatestinä ainoastaan, jos käytettävissä on sen tekemiseen vaadittavaa erityisasiantuntemusta.
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Alustavan testauksen tällä menetelmällä pitäisi mahdollistaa se, että voidaan todeta aiemmin negatiivisiksi testattuihin näyteuutteisiin lisätyt C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin solut (103–104/ml).
Optimisation experiments may be required to achieve maximum levels of sensitivity and specificity in all laboratories.
Testi on voitava toistaa. Optimointikokeet saattavat olla tarpeen herkkyyden ja spesifisyyden maksimoimiseksi kaikissa laboratorioissa.
Use validated PCR reagents and protocols.
Käytetään validoituja PCR-reagensseja ja -testausprotokollia.
Preferably select a method with an internal control.
Olisi mielellään valittava menetelmä, johon kuuluu sisäinen kontrolli.
Use appropriate precautions to avoid contamination of sample with target DNA.
On toteutettava tarkoituksenmukaisia varotoimia, jotta vältetään näytteen kontaminaatio kohde-DNA:lla.
The PCR test should be performed by experienced technicians, in dedicated molecular biology laboratories, in order to minimise the possibility of contamination with target DNA.
PCR-testi olisi annettava kokeneiden teknikoiden toteutettavaksi erikoistuneissa molekyylibiologian laboratorioissa, jotta minimoidaan näytteen mahdollinen kontaminaatio kohde-DNA:lla.
Negative controls (for DNA extraction and PCR procedures) should always be handled as final samples in the procedure, to make evident whether any carry over of DNA has occurred.
Negatiivisia kontrolleja (DNA:n uuttamis- ja PCR-menettelyjen osalta) olisi aina käsiteltävä menettelyn lopullisina näytteinä, jotta voitaisiin osoittaa selvästi, onko DNA:n siirtymistä tapahtunut.
The following negative controls should be included in the PCR test:
PCR-testiin olisi sisällytettävä seuraavat negatiiviset kontrollit:
sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. Sepedonicus,
näyteuute, joka on aiemmin testattu C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin suhteen negatiiviseksi,
buffer controls used for extracting the bacterium and the DNA from the sample,
kontrollipuskurit, joita käytetään bakteerin ja DNA:n uuttamiseksi näytteestä,
PCR-reaction mix.
PCR-reaktioseos.
The following positive controls should be included:
Testissä olisi käytettävä seuraavia positiivisia kontrolleja:
aliquots of resuspended pellets to which C. m. subsp. sepedonicus has been added (preparation see Appendix 2),
uudelleen suspendoitujen sakkojen määräosat, joihin C. m. subsp. sepedonicus -bakteeri on lisätty (valmistus ks. lisäys 2),
a suspension of 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus in water from a virulent isolate (e.g. NCPPB 2140 or NCPPB 4053),
vesisuspensio C. m. subsp. sepedonicus -bakteerin virulentista isolaatista (esim. NCPPB 2140 tai NCPPB 4053) saaduista soluista (106/ml),
if possible also use DNA extracted from positive control samples in the PCR test.
jos mahdollista, PCR-testissä käytetään myös positiivisista kontrollinäytteistä saatua DNA:ta.
To avoid potential contamination prepare positive controls in a separate environment from samples to be tested.
Mahdollisen kontaminaation välttämiseksi positiiviset kontrollit valmistetaan erillään testinäytteistä.
Sample extracts should be as free as possible from soil.
Näyteuutteiden olisi oltava mahdollisimman puhtaita mullasta.
It could therefore in certain cases advisible to prepare extractions from washed potatoes if PCR protocols are to be used.
Joissakin tapauksissa saattaisi siksi olla suositeltavaa valmistaa uutteet pestyistä perunoista, mikäli aiotaan käyttää PCR-testausprotokollia.
DNA purification methods
DNA:n puhdistusmenetelmät
Use positive and negative control samples as described above.
Käytetään edellä kuvattuja negatiivisia ja positiivisia kontrollinäytteitä.
Prepare control material in an identical manner as the sample(s).
Valmistetaan kontrollimateriaali samalla tavalla kuin näyte (näytteet).
A variety of methods are available for purification of target DNA from complex sample substrates, thus removing inhibitors of PCR and other enzymatic reactions and concentrating target DNA in the sample extract.
Kohde-DNA:n eristämiseksi kompleksisista näytemateriaaleista on käytettävissä useita eri menetelmiä, joilla voidaan poistaa PCR:n ja muiden entsyymireaktioiden inhibiittorit ja konsentroida kohde-DNA näyteuutteessa.
The following method has been optimised for use with the validated PCR method shown in Appendix 6.
Seuraava DNA:n puhdistusmenetelmä on optimoitu käytettäväksi lisäyksessä 6 kuvatun validoidun PCR-menetelmän yhteydessä.
6.1.(a) Method according to Pastrik (2000)
Pastrikin menetelmä (2000)
Pipette 220 µl of lysis buffer (100 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl [pH 8,0], 1 mM EDTA [pH 8,0]) into a 1,5 ml Eppendorf tube.
Pipetoidaan 220 µl lyysipuskuria (100 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl [pH 8,0], 1 mM EDTA [pH 8,0]) 1,5 ml:n Eppendorf-putkeen.
Add 100 µl sample extract and place in a heating block or waterbath at 95 °C for 10 minutes.
Lisätään 100 µl näyteuutetta ja asetetaan kuumentimelle tai vesihauteeseen 95 °C:ssa 10 minuutin ajaksi.
Put tube on ice for five minutes.
Siirretään putki jäihin 5 minuutiksi.
Add 80 µl Lysozyme stock solution (50 mg lysozyme per ml in 10 mM Tris HCl, pH 8,0) and incubate at 37 °C for 30 minutes.
Lisätään 80 µl lysotsyymikantaliuosta (50 mg lysotsyymia/ml 10 mM Tris HCl:ssa, pH 8,0) ja inkuboidaan 37 °C:ssa 30 minuutin ajan.
Add 220 µl of Easy DNA® solution A (Invitrogen), mix well by vortexing and incubate at 65 °C for 30 minutes.
Lisätään 220 µl Easy DNA® -liuosta A (Invitrogen), sekoitetaan hyvin vorteksoimalla ja inkuboidaan 65 °C:ssa 30 minuutin ajan.
Add 100 µl of Easy DNA® solution B (Invitrogen), vortex vigorously until the precipitate runs freely in the tube and the sample is uniformly viscous.
Lisätään 100 µl Easy DNA® -liuosta B (Invitrogen), vorteksoidaan voimakkaasti, kunnes sakka valuu putkessa vapaasti ja näyte on kauttaaltaan yhtäläisen viskoosi.
Add 500 µl of chloroform and vortex until the viscosity decreases and the mixture is homogeneous.
Lisätään 500 µl kloroformia ja vorteksoidaan, kunnes viskositeetti vähenee ja seos on homogeeninen.
Centrifuge at 15000 g for 20 minutes at 4 °C to separate phases and form the interphase.
Sentrifugoidaan 15000 x g 20 minuutin ajan 4 °C:ssa faasien erottamiseksi ja interfaasin muodostamiseksi.
Transfer the upper phase into a fresh Eppendorf tube.
Siirretään yläfaasi puhtaaseen Eppendorf-putkeen.
Add 1 ml of 100 % ethanol (–20 °C) vortex briefly and incubate on ice for 10 minutes.
Lisätään 1 ml 100 % etanolia (–20 °C), vorteksoidaan pikaisesti ja inkuboidaan jäissä 10 minuutin ajan.
Centrifuge at 15000 g for 20 minutes at 4 °C and remove ethanol from pellet.
Sentrifugoidaan 15000 x g 20 minuutin ajan 4 °C:ssa ja poistetaan etanoli pelletistä.
Add 500 µl 80 % ethanol (–20 °C) and mix by inverting the tube.
Lisätään 500 µl 80 % etanolia (–20 °C) ja sekoitetaan kääntelemällä putkea.
Centrifuge at 15000 g for 10 minutes at 4 °C, save the pellet and remove ethanol.
Sentrifugoidaan 15000 x g 10 minuutin ajan 4 °C:ssa, säästetään pelletti ja poistetaan etanoli.
Allow the pellet to dry in air or in a DNA speed vac.
Annetaan pelletin kuivua ilmassa tai DNA Speed Vac -laitteessa.
Resuspend the pellet in 100 µl sterile UPW and leave at room temperature for at least 20 minutes.
Suspendoidaan pelletti uudelleen 100 µl:aan steriiliä ultrapuhdasta vettä ja jätetään seisomaan huoneenlämpöön vähintään 20 minuutin ajaksi.
Store at –20 °C until required for PCR.
Varastoidaan -20 °C:ssa, kunnes näytettä tarvitaan PCR-testissä.
Spin down any white precipitate by centrifugation and use 5 µl of the supernatant containing DNA for the PCR.
Erotetaan mahdollinen valkea sakka sentrifugoimalla, ja PCR-määritykseen käytetään 5 µl DNA:ta sisältävää liuosta.
PCR
PCR-testi
Prepare test and control templates for PCR according to the validated protocol (Appendix 6).
Valmistetaan PCR-testin testi- ja kontrollitemplaatit validoidun testausprotokollan mukaisesti (lisäys 6).
Prepare one decimal dilution of sample DNA extract (1:10 in UPW).
Valmistetaan kymmenkertainen laimennos DNA-näyteuutetta (1:10 ultrapuhtaaseen veteen).
Prepare the appropriate PCR reaction mix in a contamination-free environment according to the published protocol (Appendix 6).
Valmistetaan tarkoituksenmukainen PCR-reaktioseos julkaistun testausprotokollan mukaisesti (lisäys 6) kontaminaatiolta vapaassa ympäristössä.
The validated PCR protocol is a multiplex reaction that also incorporates an internal PCR control.
Validoidussa PCR-testausprotokollassa määritys perustuu moninkertaiseen, jatkuvasti toistettavaan reaktioon, ja siinä on mukana myös sisäinen PCR-kontrolli.
Add 5 µl of DNA extract per 25 µl PCR reaction in sterile PCR tubes.
Lisätään 5 µl DNA-uutetta 25 µl:aa PCR-reaktioseosta kohden steriileihin PCR-putkiin.
Incorporate a negative control sample containing only PCR reaction mix and add the same source of UPW as used in the PCR mix in place of sample.
Otetaan ainoastaan PCR-reaktioseosta sisältävä negatiivinen kontrollinäyte ja lisätään näytteen paikalle ultrapuhdasta vettä samasta lähteestä, jota käytettiin PCR-seoksessa.
Place tubes in the same thermal cycler which was used in preliminary testing and run the appropriately optimised PCR programme (Appendix 6).
Asetetaan putket samaan lämpösyklilaitteeseen, jota käytettiin esitestauksessa, ja ajetaan asianmukaisesti optimoitu PCR-ohjelma (lisäys 6).
Analysis of the PCR product
PCR-tuotteen määrittäminen
Resolve PCR amplicons by agarose gel electrophoresis.
Erotetaan PCR-amplikonit agaroosigeelielektroforeesilla.
Run at least 12 µl of amplified DNA reaction mixture from each sample mixed with 3 µl loading buffer (Appendix 6) in 2,0 % (w/v) agarose gels in tris-acetate-EDTA (TAE) buffer (Appendix 6) at 5 to 8 V per cm.
Lisätään vähintään 12 µl monistettua DNA-reaktioseosta kustakin näytteestä 3 µl:aan latauspuskuria (lisäys 6) 2,0 % (w/v) agaroosigeelissä trisasetaatti-EDTA-puskurissa (TAE) (lisäys 6) ja ajetaan geelissä 5–8 V/ cm.
Use an appropriate DNA marker, e.g. 100 bp ladder.
Käytetään tarkoituksenmukaista DNA-markkeria, esim. 100 emäsparia.
Reveal DNA bands by staining in ethidium bromide (0,5 mg per L) for 30 to 45 min taking appropriate precautions for handling this mutagen.
Saatetaan DNA-fragmentit näkyviin värjäämällä näyte etidiumbromidiliuoksessa (0,5 mg/L) 30–45 minuutin ajan huolehtien asianmukaisista varotoimista tämän mutageenin käsittelyssä.
Observe stained gel under short wave UV transillumination (e.g. λ = 302 nm) for amplified PCR products of the expected size (Appendix 6) and document.
Tarkastellaan värjäytynyttä geeliä UV-läpivalaisulla (esim. λ = 302 nm) odotetunkokoisten monistettujen PCR-tuotteiden (lisäys 6) löytämiseksi ja dokumentoidaan tiedot.
For all new findings/cases verify authenticity of the PCR amplicon by performing restriction enzyme analysis on a sample of the remaining amplified DNA by incubating at the optimum temperature and time with an appropriate enzyme and buffer (see Appendix 6).
Kaikkien uusien löydösten/tapausten osalta varmistetaan PCR-amplikonin autenttisuus tekemällä restriktioentsyymianalyysi jäljellä olevan monistetun DNA:n näytteelle inkuboimalla optimilämpötilassa ja -ajassa tarkoituksenmukaisella entsyymillä ja puskurilla (ks. lisäys 6).
Resolve the digested fragments by agarose gel electrophoresis as before and observe characteristic restriction fragment pattern under UV transillumination after ethidium bromide staining and compare with the undigested and digested positive control.
Erotetaan pilkotut fragmentit agaroosigeelielektrofereesillä kuten edellä ja tarkkaillaan tyypillistä restriktiofragmenttikuviota UV-läpivalaisulla etidiumbromidivärjäyksen jälkeen ja verrataan pilkkoutumattomiin ja pilkottuihin positiivisiin kontrolleihin.
Interpretation of the PCR test result:
PCR-testin tulosten tulkinta:
The PCR test is negative if the C. m. subsp. sepedonicus-specific PCR amplicon of expected size is not detected for the sample in question but is detected for all positive control samples (in case of multiplex PCR with plant specific internal control primers: a second PCR-product of expected size must be amplified with the sample in question).
PCR-testin tulos on negatiivinen, jos odotetunkokoista C. m. subsp. sepedonicus -spesifistä PCR-amplikonia ei todeta kyseisestä näytteestä, mutta se todetaan kaikista positiivisista kontrollinäytteistä (kun on kyse moninkertaisista PCR-tuotteista, joilla on kasveille spesifiset sisäiset kontrollialukkeet: toinen odotetunkokoinen PCR-tuote on monistettava kyseisellä näytteellä).
The PCR test is positive if the C. m. subsp. sepedonicus-specific PCR amplicon of expected size and restriction pattern (when required) is detected, providing that it is not amplified from any of the negative control samples.
PCR-testin tulos on positiivinen, jos odotetunkokoinen C. m. subsp. sepedonicus -spesifinen PCR-amplikoni ja odotettu restriktiokuvio (jos sellaista vaaditaan) todetaan edellyttäen, että sitä ei ole monistettu mistään negatiivisesta kontrollinäytteestä.
Reliable confirmation of a positive result can also be obtained by repeating the test with a second set of PCR primers (section 9.3).
Positiivisen tuloksen luotettava varmistus voidaan saada myös toistamalla testi toisilla PCR-alukkeilla (9.3 jakso).
Inhibition of the PCR may be suspected if the expected amplicon is obtained from the positive control sample containing C. m. subsp. sepedonicus in water but negative results are obtained from positive controls with C. m. subsp. sepedonicus in potato extract.
PCR:n inhibitiota voidaan epäillä, jos odotettu amplikoni saadaan positiivisesta kontrollinäytteestä, joka sisältää C. m. subsp. sepedonicus -bakteeria vedessä, mutta negatiiviset tulokset saadaan positiivisista kontrolleista, jotka sisältävät C. m. subsp. sepedonicus -bakteeria perunauutteessa.
In multiplex PCR protocols with internal PCR controls, inhibition of the reaction is indicated when neither of the two amplicons are obtained.
Moninkertaisten reaktioiden määritykseen perustuvissa PCR-testausprotokollissa, joissa on mukana sisäinen PCR-kontrolli, reaktion inhibitio näyttää olevan kyseessä silloin, jos ei saada kumpaakaan näistä kahdesta amplikonista.
Contamination may be suspected if the expected amplicon is obtained from one or more of the negative controls.
Saastuntaa voidaan epäillä, jos odotettua amplikonia ei saada yhdestä tai useammasta negatiivisesta kontrollista.
BIOASSAY TEST
BIOLOGINEN MÄÄRITYS