natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The selective plating test is negative if no bacterial colonies are observed after six days or if no presumptive colonies typical of R. solanacearum are found, provided that no inhibition is suspected due to competition or antagonism by other bacteria and that typical R. solanacearum colonies are found in the positive controls.
Laimennussarjatesti on negatiivinen, jos yhtään pesäkettä ei ole havaittu kuuden päivän jälkeen tai jos yhtään R. solanacearum -bakteerille tyypillistä pesäkettä ei löydetä edellyttäen, että ei epäillä muiden bakteerien kilpailevaa tai estävää vaikutusta ja että R. solanacearum -bakteerin tyypillisiä pesäkkeitä löytyy positiivisesta kontrollista.
The selective plating test is positive if presumptive R. solanacearum colonies are isolated.
Laimennussarjatesti on positiivinen, jos oletettuja R. solanacearum -bakteerin pesäkkeitä eristetään.
Use a validated enrichment medium such as modified Wilbrink broth (see Appendix 2).
Käytetään validoitua rikastusalustaa kuten muutettua Wilbrinkin lientä (ks. lisäys 2).
This procedure can be used to selectively increase R. solanacearum populations in sample extracts and increase sensitivity of detection.
Tällä menettelyllä voidaan valikoivasti kasvattaa R. solanacearum -populaatioita näyteuutteissa ja lisätä toteamisherkkyyttä.
The procedure also effectively dilutes inhibitors of the PCR reaction (1:100).
Menettely laimentaa myös tehokkaasti PCR-reaktion inhibiittoreita (1:100).
It should be noted, however, that enrichment of R. solanacearum can fail due to competition or antagonism by saprophytic organisms which are often simultaneously enriched.
On kuitenkin huomattava, että R. solanacearum -bakteerin rikastaminen voi epäonnistua saprofyyttisten organismien kilpailun tai estovaikutuksen vuoksi, sillä nämä rikastuvat usein samanaikaisesti.
For this reason, isolation of R.solanacearum from enriched broth cultures may be difficult.
solanacearum -bakteerin eristäminen rikastetuista liemiviljelmistä voi tämän vuoksi olla vaikeaa.
In addition, since populations of serologically related saprophytes can be increased, the use of specific monoclonal antibodies rather than polyclonal antibodies is recommended where the ELISA test is to be used.
Koska serologisesti samankaltaisten saprofyyttien populaatiot voivat kasvaa, suositellaan spesifisten monoklonaalisten vasta-aineiden käyttämistä polyklonaalisten vasta-aineiden sijaan, kun käytetään ELISA-testiä.
For enrichment-PCR, transfer 100 µl of sample extract into 10 ml of enrichment broth (Appendix 2) previously aliquoted into DNA-free tubes or flasks.
Rikastus-PCR:ää varten siirretään 100 µl näyteuutetta 10 ml:aan rikastuslientä (lisäys 2), joka on aiemmin jaettu DNA-vapaisiin putkiin tai pulloihin.
For enrichment-ELISA, higher proportions of sample extract to broth can be used (e.g. 100 µl in 1,0 ml of enrichment broth).
Rikastus-ELISAa varten näyteuutteen suhde liemeen voi olla suurempi (esim. 100 µl 1,0 ml:ssa rikastuslientä).
Incubate for 72 hours at 27 to 30 °C in shaking culture or static culture with caps loosely- fitted to permit aeration.
Inkuboidaan 72 tuntia 27–30 °C:ssa ravisteltavassa viljelmässä tai staattisessa viljelmässä siten, että korkit ovat löysällä ilmanvaihdon turvaamiseksi.
Mix well before using in ELISA or PCR tests.
Sekoitetaan hyvin ennen ELISA- tai PCR-testeihin käyttämistä.
Treat enriched broth in an identical manner as the sample(s) in the above tests.
Rikastuslientä käytetään edellä mainituissa testeissä samoin kuin näytteitäkin.
Note: If inhibition of enrichment of R. solanacearum is anticipated, due to high populations of certain competing saprophytic bacteria, enrichment of sample extracts before any centrifugation or other concentration steps may give better results.
Huomautus: Jos epäillään, että R. solanacearum -bakteerin rikastaminen voi estyä tiettyjen kilpailevien saprofyyttisten bakteerien suurten populaatioiden vuoksi, parempia tuloksia voidaan saada rikastamalla näyteuutteita ennen sentrifugointia tai muuta konsentrointivaihetta.
IF Test
Immunofluoresenssitesti (IF)
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the Isolation, PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Kun IF-testiä käytetään pääasiallisena seulontatestinä ja IF-testin tulos on positiivinen, toisena seulontatestinä on tehtävä eristämistesti, PCR- tai FISH-testi.
Note: Use a validated source of antibodies to R. solanacearum (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Huomautus: Käytetään validoitua R. solanacearum -vasta-aineiden lähdettä (ks. www-sivusto osoitteessa http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of R. solanacearum and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer’s recommendations.
Titteri määritellään korkeimmaksi laimennokseksi, jolla optimaalinen reaktio tapahtuu, kun testataan suspensiota, joka sisältää R. solanacearum -bakteerin homologisesta kannasta saatuja soluja, 105–106/ml, sopivalla fluoreseiini-isotiosyanaattikonjugaatilla (FITC) valmistajan suositusten mukaisesti.
Validated polyclonal antisera all had an IF titre of at least 1:2000.
Validoidun polyklonaalisen antiseerumin IF-titterin olisi oltava vähintään 1:2000.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) close to or at the titre.
Testauksen aikana vasta-aineita olisi käytettävä lähellä titteriä olevassa tai titterin suuruisessa työskentelylaimennoksessa (tai -laimennoksissa).
If necessary, it can be successfully performed on extracts stored at –68 to –86 °C under glycerol.
Testi voidaan tarvittaessa tehdä uutteista, joita on säilytetty –68––86 °C:ssa glyserolissa.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and re-suspension in an equal volume of pellet buffer.
Glyseroli voidaan poistaa näytteestä lisäämällä 1 ml sakkapuskuria (lisäys 4), sentrifugoimalla uudelleen 15 minuutin ajan 7000 g:ssä ja suspendoimalla uudelleen yhtä suureen määrään puskuriliuosta.
This is often not necessary, especially if samples are fixed to the slides by flaming.
Tämä ei ole useinkaan välttämätöntä erityisesti, jos näytteet kiinnitetään levyihin liekittämällä.
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of R. solanacearum, suspended in potato extract, as specified in Appendix 3 B, and optionally in buffer.
Valmistetaan erilliset positiiviset kontrollilevyt R. solanacearum -bakteerin homologisesta kannasta tai mistä tahansa muusta vertailukannasta, jotka on suspendoitu perunauutteeseen, kuten lisäyksen 3 B kohdassa täsmennetään, ja vaihtoehtoisesti puskuriliuokseen.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilisation or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Luonnollisesti saastunutta solukkoa (joka on säilytetty lyofilisoimalla tai pakastamalla–16––24 °C:ssa) olisi mahdollisuuksien mukaan käytettävä vertailua varten samalla levyllä.
As negative controls, aliquots of sample extract which previously tested negative for R. solanacearum can be used.
Negatiivisina kontrolleina käytetään sellaisia näyteuutteen määräosia, jotka on aiemmin testattu R. solanacearum -bakteerin osalta negatiivisiksi.
Standardised positive and negative control materials available for use with this test are listed in Appendix 3.
Tämän testin yhteydessä käytettäviksi on saatavilla standardoituja positiivisia ja negatiivisia kontrollimateriaaleja, jotka luetellaan lisäyksessä 3.
Use multiwell microscope slides with preferably 10 windows of at least 6 mm diameter.
Käytetään mikroskoopin monisyvennyslevyjä, joissa on mieluiten 10 halkaisijaltaan vähintään 6 mm:n syvennystä.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter – scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Pipetoidaan mitattu vakiomäärä (15 µl on sopiva halkaisijaltaan 6 mm:n syvennykseen – lisätään määrää samassa suhteessa suuremmille syvennyksille) suhteessa 1:100 laimennettua, uudelleen suspendoitua sakkaa ensimmäiseen syvennykseen.
Prepare decimal dilutions (1/10, 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
Valmistetaan kymmenkertaisia laimennoksia (1:10, 1:100) uudelleen suspendoidusta sakasta sakkapuskuriin.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter – scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Pipetoidaan mitattu vakiomäärä (15 µl on sopiva halkaisijaltaan 6 mm:n syvennykseen – lisätään määrää samassa suhteessa suuremmille syvennyksille) uudelleen suspendoitua sakkaa ja kutakin laimennosta riville syvennyksiä.
Dry the droplets at ambient temperature or by warming to temperatures of 40 to 45 °C.
Annetaan pisaroiden kuivua huoneenlämmössä tai lämmittämällä 40–45 °C:n lämpötilaan.
Fix the bacterial cells to the slide either by heating (15 minutes at 60 °C), flaming, with 95 % ethanol or according to specific instructions from the suppliers of the antibodies.
Kiinnitetään bakteerisolut levylle joko kuumentamalla (15 minuuttia 60 °C:n lämpötilassa), liekittämällä tai 95 % etanolilla tai vasta-aineiden toimittajien nimenomaisten ohjeiden mukaisesti.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of three months) prior to further testing.
Kiinnitettyjä levyjä voidaan tarvittaessa säilyttää jäädytettyinä kuivatusainetta sisältävässä laatikossa mahdollisimman lyhyen aikaa (enintään 3 kuukautta) ennen lisätestejä.
IF procedure
IF-menettely
According to test slide preparation in 5.1(i):
Testilevyn valmistaminen 5.1 alakohdan i alakohdan mukaisesti: Valmistetaan kaksinkertaisten laimennosten sarja.
Prepare a set of twofold dilutions The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Ensimmäisen syvennyksen olisi oltava 1/2 titteriä (T/2), ja muiden 1/4 titteriä (T/4), 1/2 titteriä (T/2), titteri (T) ja titteri kaksinkertaisena (2T).
According to test slide preparation in 5.1(ii):
Testilevyn valmistaminen 5.1 alakohdan ii alakohdan mukaisesti:
Figure 1.
Kaavio 1.
Preparation of the test slide according to 5.1(i) and 5.3(i)
Testilevyn valmistaminen 5.1 alakohdan i alakohdan ja 5.3 alakohdan i alakohdan mukaisesti
Figure 2.
Kaavio 2.
Duplicate of sample 1 or sample 2
Näytteen 1 toisinto tai näyte 2
Arrange the slides on moist tissue paper.
Järjestetään levyt kostean paperipyyhkeen päälle.
The volume of antibody applied on each window must be at least the volume of extract applied.
Syvennyksiin lisättävän vasta-aineen tilavuuden on vastattava vähintään levitetyn uutteen tilavuutta.
Incubate the slides on moist paper under a cover for 30 minutes at ambient temperature (18 to 25 °C).
Inkuboidaan levyt kannen alla kostealla paperilla 30 minuutin ajan huoneenlämmössä (18–25 °C).
Shake the droplets off each slide and rinse carefully with IF buffer.
Ravistetaan pisarat pois kaikilta levyiltä ja huuhdellaan levyt varovasti IF-puskurilla.
Wash by submerging for five minutes in IF buffer-Tween (Appendix 4) and subsequently in IF buffer.
Pestään 5 minuutin ajan IF-puskuri-Tweenillä (lisäys 4) ja sen jälkeen IF-puskurissa.
Carefully remove excess moisture by blotting gently.
Poistetaan varovasti ylimääräinen kosteus paperipyyhkeellä.
Arrange the slides on moist paper.
Järjestetään levyt kostean paperin päälle.
Rinse and wash as before (5.3.3).
Huuhdellaan ja pestään kuten edellä (5.3.3 alakohta).
Pipette 5 - 10 µl of 0,1M phosphate-buffered glycerol (Appendix 4) or a commercially antifading mountant on each window and apply a coverslip.
Pipetoidaan 5–10 µl 0,1 M fosfaattipuskuroitua glyserolia (lisäys 4) tai vastaavaa kaupallisesti saatavilla olevaa haalistumiselta suojaavaa peittausainetta kuhunkin syvennykseen ja asetetaan peitelasi.
Reading the IF test:
IF-testin lukeminen
Examine test slides on an epifluorescence microscope with filters suitable for excitation of FITC, under oil or water immersion at a magnification of 500-1000.
Tutkitaan testilevyjä mikroskoopilla, joka on varustettu epifluoresoivalla valonlähteellä, FITC:n eksitaatioon sopivilla suodattimilla öljy- tai vesi-immersio-objektiivin 500–1000-kertaisella suurennoksella.
Scan windows across two diameters at right angles and around the perimeter.
Tutkitaan syvennyksiä tarkasti kohtisuoraan kahden halkaisijan suuntaisesti ja pitkin aukon kehää.
For samples showing no or low number of cells observe at least 40 microscope fields.
Näytteistä, joissa ei näy yhtään tai vain hyvin vähän soluja tarkastellaan vähintään 40 mikroskooppikenttää.
The IF test (Section VI.A.5.) must be repeated if the staining is aberrant.
IF-testi (VI jakson A kohdan 5 alakohta) on uusittava, jos värjäytyminen ei ole täydellistä.
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of R. solanacearum in the test windows of the test slides (see website http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Tarkastellaan testisyvennyksissä kirkkaasti fluoresoivia soluja, joiden morfologia on tyypillinen R. solanacearum -bakteerille (ks. www-sivusto osoitteessa http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The fluorescence intensity must be equivalent to the positive control strain at the same antibody dilution.
Fluoresenssin intensiteetin on vastattava positiivista kontrollikantaa samassa vasta-ainelaimennoksessa.
This may be the case when all slides in a batch show positive cells due to the contamination of buffer or if positive cells are found (outside of the slide windows) on the slide coating.
Näin saattaa käydä, jos kaikilla erän levyillä on positiivisia soluja puskurin kontaminaation vuoksi tai jos positiivisia soluja löytyy (levyn syvennysten ulkopuolelta) levyn kalvolta.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to R. solanacearum are likely to occur in potato heel end core and stem segment pellets.
Perunan napapäiden ja varren palasten sakassa esiintyy todennäköisesti morfologisesti epätyypillisiä fluoresoivien solujen ja R. solanacearum -bakteerin kanssa kooltaan ja morfologialtaan samanlaisten ristiin reagoivien saprofyyttisten bakteerien populaatioita.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology at the titre or working dilution of the antibodies as in 5.3.
Tarkastellaan ainoastaan fluoresoivia soluja, joilla on tyypillinen koko ja morfologia vasta-ainetitterissä tai -työskentelylaimennoksessa, kuten 5.3 alakohdassa kuvattiin.
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 5).
Jos näytteestä löytyy kirkkaasti fluoresoivia soluja, joiden morfologia on tyypillinen, arvioidaan tyypillisten solujen keskimääräinen lukumäärä mikroskooppikenttää kohden ja lasketaan näiden solujen lukumäärä uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden (lisäys 5).
The IF reading is positive for samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet.
IF-testin tulos on positiivinen, jos näytteissä on vähintään 5 × 103 tyypillistä solua uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden.
The sample is considered potentially contaminated and further testing is required.
Näytettä pidetään mahdollisesti saastuneena, ja lisätestaus on tarpeen.
The IF reading is negative for samples with less than 5 × 103 cells per ml of resuspended pellet and the sample is considered negative.
IF-testin tulos on negatiivinen, jos näytteissä on vähemmän kuin 5 × 103 solua uudelleen suspendoidun sakan millilitraa kohden, ja näytettä pidetään negatiivisena.
PCR tests
PCR-testi
When the PCR test is used as the principal screening test and found to be positive, isolation or IF must be performed as a second compulsory screening test.
Kun PCR-testiä käytetään pääasiallisena seulontatestinä ja siitä saadaan positiivinen tulos, toisena pakollisena seulontatestinä on tehtävä eristys- tai IF-testi.
When PCR is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Kun PCR-testiä käytetään toisena seulontatestinä ja siitä saadaan positiivinen tulos, vuokaavion mukainen lisätestaus on tarpeen määrityksen tekemiseksi.
Note: Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 cells of R. solanacearum per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Huomautus: Alustavan testauksen tällä menetelmällä pitäisi mahdollistaa se, että voidaan todeta aiemmin negatiivisiksi testattuihin näyteuutteisiin lisätyt R. solanacearum -bakteerin solut (103–104/ml).
Use validated PCR reagents and protocols (see Appendix 6).
Käytetään validoituja PCR-reagensseja ja -testausprotokollia (ks. lisäys 6).
The PCR test should be performed by experienced technicians, in dedicated molecular biology laboratories, in order to minimise the possibility of contamination with target DNA.
PCR-testi olisi annettava kokeneiden teknikoiden tehtäväksi erikoistuneissa molekyylibiologian laboratorioissa, jotta minimoidaan näytteen mahdollinen kontaminaatio kohde-DNA:lla.
Negative controls (for DNA extraction and PCR procedures) should always be handled as final samples in the procedure, to make evident whether any carry over of DNA has occurred.
Negatiivisia kontrolleja (DNA:n uuttamis- ja PCR-menettelyjen osalta) olisi aina käsiteltävä menettelyn viimeisenä näytteenä, jotta voitaisiin osoittaa selvästi, onko DNA:n siirtymistä tapahtunut.
Sample extract that previously tested negative for R. solanacearum,
näyteuute, joka on aiemmin testattu R. solanacearum -bakteerin suhteen negatiiviseksi,
Buffer controls used for extracting the bacterium and the DNA from the sample,
puskurikontrollit, joita käytetään bakteerin ja DNA:n uuttamiseksi näytteestä,
Aliquots of resuspended pellets to which R. solanacearum has been added (preparation see Appendix 3 B).
uudelleen suspendoitujen sakkojen määräosat, joihin R. solanacearum -bakteeri on lisätty (valmistus ks. lisäyksen 3 B kohta),
A suspension of 106 cells per ml of R. solanacearum in water from a virulent isolate (e.g. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857; see Appendix 3 B).
vesisuspensio R. solanacearum -bakteerin virulentista isolaatista (esim. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857; ks. lisäyksen 3 B kohta) saaduista soluista, 106 solua/ml,
If possible use also DNA extracted from positive control samples in the PCR test.
jos mahdollista, PCR-testissä käytetään myös positiivisista kontrollinäytteistä saatua DNA:ta.
It could therefore, in certain cases, be advisible to prepare extracts from washed potatoes if PCR protocols are to be used.
Joissakin tapauksissa saattaisi siksi olla suositeltavaa valmistaa uutteet pestyistä perunoista, mikäli aiotaan käyttää PCR-testausprotokollia.
Standardized positive and negative control material available for use with this test are listed in Appendix 3).
Tämän testin yhteydessä käytettäviksi on saatavilla standardoituja positiivisia ja negatiivisia kontrollimateriaaleja, jotka luetellaan lisäyksessä 3.
Use positive and negative control samples as described above (see Appendix 3).
Käytetään edellä kuvattuja negatiivisia ja positiivisia kontrollinäytteitä (ks. lisäys 3).
A variety of methods are available for purification of target DNA from complex sample substrates, thus removing inhibitors of PCR and other enzymatic reactions and concentrating target DNA in the sample extract.
Kohde-DNA:n eristämiseksi kompleksisista näytealustoista on käytettävissä useita eri menetelmiä, joilla voidaan poistaa PCR:n ja muiden entsyymireaktioiden inhibiittorit ja konsentroida kohde-DNA näyteuutteessa.
The following method has been optimised for use with the validated PCR methods shown in Appendix 6.
Seuraava menetelmä on optimoitu käytettäväksi lisäyksessä 6 kuvatuilla validoiduilla PCR-menetelmillä.
Pipette 220 µl of lysis buffer (100 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl [pH 8,0], 1 mM EDTA [pH 8,0]) into a 1,5 ml Eppendorf tube.
Pipetoidaan 220 µl lyysipuskuria (100 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl [pH 8,0], 1 mM EDTA [pH 8,0]) 1,5 ml:n eppendorfputkeen.
Add 100 µl sample extract and place in a heating block or water bath at 95 °C for 10 min.
Lisätään 100 µl näyteuutetta ja asetetaan kuumentimelle tai vesihauteeseen 95 °C:ssa 10 minuutin ajaksi.
Put tube on ice for 5 min.
Siirretään putki jäihin 5 minuutiksi.
Add 80 µl Lysozyme stock solution (50 mg Lysozyme per ml in 10 mM Tris HCl, pH 8,0) and incubate at 37 °C for 30 min.
Lisätään 80 µl lysotsyymikantaliuosta (50 mg lysotsyymia/ml 10 mM Tris HCl:ssa, pH 8,0) ja inkuboidaan 37 °C:ssa 30 minuutin ajan.
Add 220 µl of Easy DNA® solution A (Invitrogen), mix well by vortexing and incubate at 65 °C for 30 min.
Lisätään 220 µl Easy DNA® -liuosta A (Invitrogen), sekoitetaan hyvin vorteksoimalla ja inkuboidaan 65 °C:ssa 30 minuutin ajan.
Centrifuge at 15000 g for 20 min at 4 °C to separate phases and form the interphase.
Sentrifugoidaan 15000 g 20 minuutin ajan 4 °C:ssa faasien erottamiseksi ja interfaasin muodostamiseksi.
Transfer the upper phase into a fresh Eppendorf tube.
Siirretään yläfaasi puhtaaseen eppendorfputkeen.
Add 1 ml of 100 % ethanol (–20 °C) vortex briefly and incubate on ice for 10 min.
Lisätään 1 ml 100 % etanolia (-20 °C), vorteksoidaan pikaisesti ja inkuboidaan jäissä 10 minuutin ajan.
Centrifuge at 15000 g for 20 min at 4 °C and remove ethanol from pellet.
Sentrifugoidaan 15000 g 20 minuutin ajan 4 °C:ssa ja poistetaan etanoli pelletistä.
Add 500 µl 80 % ethanol (–20 °C) and mix by inverting the tube.
Lisätään 500 µl 80 % etanolia (-20 °C) ja sekoitetaan kääntelemällä putkea.
Centrifuge at 15000 g for 10 min at 4 °C, save the pellet and remove ethanol.
Sentrifugoidaan 15000 g 10 minuutin ajan 4 °C:ssa, säästetään pelletti ja poistetaan etanoli.
Other DNA extraction methods, e.g. Qiagen DNeasy Plant Kit, could be applied providing that they are proven to be equally as effective in purifying DNA from control samples containing 103 to 104 pathogen cells per ml.
Muita DNA:n uuttamismenetelmiä (esim. Qiagen Dneasy Plant Kit) voidaan käyttää, jos niiden on osoitettu olevan yhtä tehokkaita DNA:n puhdistamisessa kontrollinäytteistä, jotka sisältävät 103–104 taudinaiheuttajasolua/ml.
Prepare test and control templates for PCR according to the validated protocols (Section VI.A.6.).
Valmistetaan PCR-testin testi- ja kontrollitemplaatit validoitujen testausprotokollien mukaisesti (VI jakson A kohdan 6 alakohta).
Prepare one decimal dilution of sample DNA extract (1:10 in UPW).
Valmistetaan yksi kymmenkertainen laimennos DNA-näyteuutetta (1:10 ultrapuhtaaseen veteen).
Prepare the appropriate PCR reaction mix in a contamination-free environment according to the published protocols (Appendix 6).
Valmistetaan tarkoituksenmukainen PCR-reaktioseos julkaistujen testausprotokollien mukaisesti (lisäys 6) kontaminaatiolta vapaassa ympäristössä.
Where possible, it is recommended to use a multiplex PCR protocol that also incorporates an internal PCR control.
Jos mahdollista, on suositeltavaa käyttää moninkertaisista PCR-protokollaa, johon sisältyy myös sisäinen PCR-kontrolli.
Add 2-5 µl of DNA extract per 25 µl PCR reaction in sterile PCR tubes according to the PCR protocols, (see Appendix 6).
Lisätään 2–5 µl DNA-uutetta 25 µl:aan PCR-reaktioseosta steriileihin PCR-putkiin PCR-protokollien mukaisesti (ks. lisäys 6).
Incorporate a negative control sample containing only PCR reaction mix and add the same source of UPW as used in the PCR mix in place of sample.
Otetaan ainoastaan PCR-reaktioseosta sisältävä negatiivinen kontrollinäyte ja lisätään näytteen sijasta ultrapuhdasta vettä samasta lähteestä, jota käytettiin PCR-seoksessa.