natgillin/translations-raw huggingface dataset:
If peripheral blood is used, a pre-treatment sample is acceptable instead of a concurrent negative control for short-term studies when the resulting data are consistent with the historical control database for the testing laboratory.
BCOP-katsemeetodi puhul kasutatakse värskelt tapetud veise silmast eraldatud sarvkesta.
It has been shown for rats that pre-treatment sampling of small volumes (e.g. below 100 μl/day) has minimal impact on micronucleus background frequency (25).
Sarvkesta hägusust mõõdetakse kvantitatiivselt sarvkesta läbinud valgushulga alusel.
In general, the micronucleus response is similar between male and female animals and, therefore, most studies could be performed in either sex (26).
Läbilaskvust mõõdetakse kvantitatiivselt värvaine naatriumfluorestseiini kogusena, mis on läbinud kogu sarvkesta paksuse ja jõudnud tagumises kambris olevasse söötmesse.
Data demonstrating relevant differences between males and females (e.g. differences in systemic toxicity, metabolism, bioavailability, bone marrow toxicity, etc. including e.g. in a range-finding study) would encourage the use of both sexes.
Uuritavad kemikaalid kantakse sarvkesta epiteliaalsele pinnale sel teel, et need lisatakse sarvkestahoidiku eesmisesse kambrisse.
As a guide to maximum typical animal requirements, a study in bone marrow conducted according to the parameters established in paragraph 37 with three dose groups and concurrent negative and positive controls (each group composed of five animals of a single sex) would require between 25 and 35 animals.
liites on esitatud BCOP-katsemeetodi sarvkestahoidiku kirjeldus ja skeem.
If a preliminary range-finding study is performed because there are no suitable data already available to aid in dose selection, it should be performed in the same laboratory, using the same species, strain, sex, and treatment regimen to be used in the main study (27).
Sarvkestahoidikuid võib osta mitmelt firmalt või ehitada ise.
The study should aim to identify the maximum tolerated dose (MTD), defined as the highest dose that will be tolerated without evidence of study-limiting toxicity, relative to the duration of the study period (for example, by inducing body weight depression or hematopoietic system cytotoxicity, but not death or evidence of pain, suffering or distress necessitating humane euthanasia (28)).
Veisesilmade hankimine, loomade vanus ja valimine
The highest dose may also be defined as a dose that produces toxicity in the bone marrow (e.g. a reduction in the proportion of immature erythrocytes among total erythrocytes in the bone marrow or peripheral blood of more than 50 %, but to not less than 20 % of the control value).
Tapamajja saadetavad veised tapetakse harilikult kas inimtoiduks või muul kaubanduslikul eesmärgil.
However, when analysing CD71-positive cells in peripheral blood circulation (i.e., by flow cytometry), this very young fraction of immature erythrocytes responds to toxic challenges more quickly than the larger RNA-positive cohort of immature erythrocytes.
BCOP-katseks sobib üksnes sarvkest, mis on võetud tervelt loomalt, keda peetakse sobivaks inimtoidus kasutamiseks.
Therefore, higher apparent toxicity may be evident with acute exposure designs examining the CD71-positive immature erythrocyte fraction as compared to those that identify immature erythrocytes based on RNA content.
Kuna veised on tõust, vanusest ja soost olenevalt väga erineva kaaluga, ei ole looma soovitatavat kaalu tapmise ajal määratletud.
For this reason, when experiments utilise five or fewer days of treatment, the highest dose level for test chemicals causing toxicity may be defined as the dose that causes a statistically significant reduction in the proportion of CD71-positive immature erythrocytes among total erythrocytes but not to less than 5 % of the control value (29).
Eri vanuses loomade silmade kasutamise korral võivad sarvkesta mõõtmed olla erinevad.
Chemicals that exhibit saturation of toxicokinetic properties, or induce detoxification processes that may lead to a decrease in exposure after long-term administration may be exceptions to the dose-setting criteria and should be evaluated on a case-by-case basis.
Sarvkestad, mille horisontaalläbimõõt on üle 30,5 mm ja paksus keskosas vähemalt 1100 μm, on tavaliselt pärit üle kaheksa aasta vanustelt veistelt, samas kui sarvkestad horisontaalläbimõõduga alla 28,5 mm ja paksusega keskosas alla 900 μm on tavaliselt veistelt, kelle vanus on alla viie aasta (14).
If the test chemical does not produce toxicity in a range-finding study or based on existing data, the highest dose for an administration period of 14 days or more should be 1000 mg/kg body weight/day, or for administration periods of less than 14 days, 2000 mg/kg/body weight/day.
Seepärast ei kasutata tavaliselt üle 60 kuu vanuste veiste silmi.
When administration occurs for 14 days or more, the limit dose is 1000 mg/kg body weight/day.
Alla 12 kuu vanuste veiste silmi ei ole tavaliselt kasutatud, sest nende silmad alles arenevad ning sarvkesta paksus ja läbimõõt on oluliselt väiksemad kui täiskasvanud veistel.
For administration periods of less than 14 days, the limit dose is 2000 mg/kg/body weight/day.
Noorloomade (vanus 6–12 kuud) sarvkestade kasutamine on siiski lubatav, sest on ka teatavaid eeliseid, nagu suurem kättesaadavus, kitsas vanusevahemik ja väiksem oht, et töötajad võivad kokku puutuda veiste spongiformse entsefalopaatiaga (15).
Therefore, routes of exposure such as dietary, drinking water, topical subcutaneous, intravenous, oral (by gavage), inhalation, intratracheal, or implantation may be chosen as justified.
Kuna oleks kasulik hinnata söövitavate või ärritavate kemikaalide suhtes avalduva sarvkesta tundlikkuse sõltuvust sarvkesta suurusest või paksusest, palutakse kasutajatel teatada, mis vanuses ja/või millise kaaluga loomadelt pärinesid uuringus kasutatud sarvkestad.
If the test chemical is admixed in diet or drinking water, especially in case of single dosing, care should be taken that the delay between food and water consumption and sampling should be sufficient to allow detection of the effects (see paragraph 37).
Silmade eemaldamine ja transport laborisse
Preferably, 2 or more treatments are performed, administered at 24-hour intervals, especially when integrating this test into other toxicity studies.
Silmad eemaldatakse tapamaja töötajate poolt.
In the alternative, single treatments can be administered, if scientifically justified (e.g. test chemicals known to block cell cycle).
Selleks et viia miinimumini silmade mehaanilised ja muud tüüpi vigastused, tuleb silmad eemaldada võimalikult kiiresti pärast looma surma, jahutada kohe pärast eemaldamist ning hoida jahutatult transpordi ajal.
Test chemicals also may be administered as a split dose, i.e., two or more treatments on the same day separated by no more than 2-3 hours, to facilitate administering a large volume.
Et vältida silmade kokkupuudet ärritust põhjustada võivate kemikaalidega, ei tohi tapamaja töötajad looma pea loputamisel kasutada detergente.
The test may be performed in mice or rats in one of three ways:
Silmad tuleks paigutada sobiva suurusega anumasse nii, et need oleksid üleni kaetud Hanki tasakaalustatud soolalahusega (Hank's Balanced Salt Solution, HBSS), ja transportida laborisse nii, et nende kahjustumise või bakteriaalse saastumise oht oleks minimaalne.
Animals are treated with the test chemical once.
Kuna silmad võetakse tapmisprotsessi ajal, võivad need kokku puutuda vere ja muude bioloogiliste materjalidega, sealhulgas bakterite ja muude mikroorganismidega.
Samples of bone marrow are taken at least twice (from independent groups of animals), starting not earlier than 24 hours after treatment, but not extending beyond 48 hours after treatment with appropriate interval(s) between samples, unless a test chemical is known to have an exceptionally long half-life.
Seepärast on oluline tagada, et silmade saastumise risk viidaks miinimumini (näiteks silmi sisaldava anuma hoidmisega jääl silmade võtmise ja transportimise ajal ning antibiootikumide lisamisega HBSS-le, milles silmi säilitatakse transportimise ajal [näiteks penitsilliin kontsentratsioonis 100 IU/ml ja streptomütsiin kontsentratsioonis 100 μg/ml]).
The use of sampling times earlier than 24 hours after treatment should be justified.
Ajavahemik silmade eemaldamise ja sarvkestade BCOP-katses kasutamise vahel peaks olema võimalikult lühike (tavaliselt eemaldatakse ja kasutatakse samal päeval), kusjuures tuleks tõendada, et see ei mõjuta katsetulemusi.
Samples of peripheral blood are taken at least twice (from the same group of animals), starting not earlier than 36 hours after treatment, with appropriate interval(s) following the first sample, but not extending beyond 72 hours.
Nende tulemuste aluseks on silmade valimise kriteeriumid ning positiivse ja negatiivse kontrolliga saadud tulemused.
When a positive response is detected at one sampling time, additional sampling is not required unless quantitative dose-response information is needed.
Kõik katses kasutatud silmad peavad olema ühest ja samast silmade rühmast, mis on võetud ühel konkreetsel päeval.
The described harvest times are a consequence of the kinetics of appearance and disappearance of the micronuclei in these 2 tissue compartments.
Silmade valimise kriteeriumid BCOP-katsemeetodi puhul
If 2 daily treatments are used (e.g. two treatments at 24 hour intervals), samples should be collected once between 18 and 24 hours following the final treatment for the bone marrow or once between 36 and 48 hours following the final treatment for peripheral blood (30).
Silmi uuritakse pärast laborisse saabumist hoolikalt, et neil ei esineks defekte, sealhulgas suurenenud hägusust, kriimustusi ega neovaskularisatsiooni.
If three or more daily treatments are used (e.g. three or more treatments at approximately 24 hour intervals), bone marrow samples should be collected no later than 24 hours after the last treatment and peripheral blood should be collected no later than 40 hours after the last treatment (31).
Kasutatakse ainult sellistest silmadest pärit sarvkesti, milles selliseid defekte ei ole.
This treatment option accommodates combination of the comet assay (e.g. sampling 2-6 hours after the last treatment) with the micronucleus test, and integration of the micronucleus test with repeated-dose toxicity studies.
Iga sarvkesta kvaliteeti hinnatakse ka katse hilisematel etappidel.
Accumulated data suggested that micronucleus induction can be observed over these wider timeframes when 3 or more administrations have occurred (15).
Sarvkestad, mille hägusus on suurem kui seitse hägususe ühikut või selle ekvivalenti katses kasutatud hägususmõõtja ja sarvkestahoidikute puhul pärast esialgset ühe tunni pikkust tasakaalustumisperioodi, visatakse ära (MÄRKUS: hägususmõõtja tuleks kaliibrida hägususe standardiga, mida kasutatakse hägususe ühikute kindlaks tegemiseks, vt 4. liide).
Other dosing or sampling regimens may be used when relevant and scientifically justified, and to facilitate integration with other toxicity tests.
Igas katserühmas (uuritav kemikaal, sellega paralleelselt läbiviidavad positiivse ja negatiivse kontrolli katsed) kasutatakse vähemalt kolme silma.
All animals should be weighed at study initiation, at least once a week during repeated dose studies, and at euthanasia.
BCOP-katsemeetodi puhul kasutatakse negatiivse kontrolli katses kolme sarvkesta.
Animals exhibiting non-lethal indicators of excessive toxicity should be humanely euthanised prior to completion of the test period (28).
Kuna kõik sarvkestad eemaldatakse kogu silmamunalt ja paigutatakse sarvkestakambrisse, võivad üksiku sarvkesta, sealhulgas negatiivse kontrolli katses kasutatud sarvkesta hägususe ja läbilaskvuse väärtusi mõjutada käsitsemisest tekkinud artefaktid.
Under certain circumstances, animal body temperature could be monitored, since treatment-induced hyper- and hypothermia have been implicated in producing spurious results (32) (33) (34).
Lisaks kasutatakse negatiivse kontrolliga töödeldud sarvkestadega saadud väärtusi, et korrigeerida uuritava kemikaali ja positiivse kontrolliga töödeldud sarvkestade hägususe ja läbilaskvuse väärtusi IVIS-tulemuste arvutustes.
A blood sample should be taken at appropriate time(s) in order to permit investigation of the plasma levels of the test chemicals for the purposes of demonstrating that exposure of the bone marrow occurred, where warranted and where other exposure data do not exist (see paragraph 48).
Silmade ettevalmistamine
Bone marrow / blood preparation
Defektitud sarvkestad eemaldatakse koos 2–3 mm laiuse kõvakestaäärega, mis hõlbustab edasist käsitsemist, kusjuures tuleb vältida sarvkesta epiteeli ja endoteeli kahjustamist.
Bone marrow cells are usually obtained from the femurs or tibias of the animals immediately following humane euthanasia.
Eraldatud sarvkestad kinnitatakse spetsiaalsesse sarvkestahoidikusse, millel on eesmine kamber – selle poole on sarvkesta epiteliaalne külg –, ja tagumine kamber, mille poole on endoteliaalne külg.
Commonly, cells are removed, prepared and stained using established methods.
Mõlemad kambrid täidetakse kuni ülevoolamiseni eelsoojendatud EMEM-söötmega (Eagle's Minimum Essential Medium), mis ei sisalda fenoolpunast, alustades tagumisest kambrist ja jälgides, et ei tekiks mulle.
Small volumes of peripheral blood can be obtained, according to adequate animal welfare standards, either using a method that permits survival of the test animal, such as bleeding from the tail vein or other appropriate blood vessel, or by cardiac puncture or sampling from a large vessel at animal euthanasia.
Seadet tasakaalustatakse seejärel temperatuuril 32 ± 1 °C vähemalt üks tund, et sarvkestad tasakaalustuksid söötmega ja saavutaksid võimalikus ulatuses normaalse metaboolse aktiivsuse (sarvkesta pinna ligikaudne temperatuur in vivo on 32 °C).
For both bone marrow or peripheral blood-derived erythrocytes, depending on the method of analysis, cells may be immediately stained supravitally (16) (17) (18), smear preparations are made and then stained for microscopy, or fixed and stained appropriately for flow cytometric analysis.
Pärast tasakaalustumisperioodi lisatakse mõlemasse kambrisse värsket eelsoojendatud EMEMi, mis ei sisalda fenoolpunast, ja registreeritakse iga sarvkesta hägususe lähteväärtus.
The use of a DNA specific stain [e.g. acridine orange (35) or Hoechst 33258 plus pyronin-Y (36)] can eliminate some of the artifacts associated with using a non-DNA specific stain.
Katsest jäetakse välja kõik sarvkestad, millel esineb makroskoopilisi koekahjustusi (näiteks kriimustusi, pigmentatsiooni, neovaskularisatsiooni) või mille hägusus on suurem kui seitse hägususe ühikut või selle ekvivalenti katses kasutatud hägususmõõtja ja sarvkestahoidikute puhul.
This advantage does not preclude the use of conventional stains (e.g. Giemsa for microscopic analysis).
Negatiivse (või lahusti) kontrolli rühma valitakse vähemalt kolm sarvkesta.
Additional systems [e.g. cellulose columns to remove nucleated cells (37) (38)] also can be used provided that these systems have been demonstrated to be compatible with sample preparation in the laboratory.
Ülejäänud sarvkestad jagatakse seejärel kahte rühma: uuritava kemikaali töödeldavad ja positiivse kontrolli katse sarvkestad.
Where these methods are applicable, anti-kinetochore antibodies (39), FISH with pancentromeric DNA probes (40), or primed in situ labelling with pancentromere-specific primers, together with appropriate DNA counterstaining (41), can be used to identify the nature of the micronuclei (chromosome/chromosomal fragment) in order to determine whether the mechanism of micronucleus induction is due to clastogenic and/or aneugenic activity.
Kuna vee soojusmahtuvus on suurem kui õhul, on inkubeerimise ajal võimalik veega saavutada püsivamaid temperatuuritingimusi.
Other methods for differentiation between clastogens and aneugens may be used if they have been shown to be effective.
Seepärast soovitatakse sarvkestahoidikute ja nende sisu säilitamiseks temperatuuril 32 ± 1 °C kasutada vesivanni.
Analysis (manual and automated)
Kuid kasutada võib ka õhktermostaate, võttes vajalikud meetmed temperatuuri stabiilsuse säilitamiseks (näiteks sarvkestahoidikute ja söötmete eelsoojendamine).
All slides or samples for analysis, including those of positive and negative controls, should be independently coded before any type of analysis and should be randomised so the manual scorer is unaware of the treatment condition; such coding is not necessary when using automated scoring systems which do not rely on visual inspection and cannot be affected by operator bias.
Uuritava kemikaaliga töötlemine
The proportion of immature among total (immature + mature) erythrocytes is determined for each animal by counting a total of at least 500 erythrocytes for bone marrow and 2000 erythrocytes for peripheral blood (42).
Kasutatakse kaht töötlemismeetodit, millest üks on vedelike ja (tahkete või vedelate) pindaktiivsete ainete jaoks ning teine on selliste tahkete kemikaalide jaoks, mis ei ole pindaktiivsed.
At least 4000 immature erythrocytes per animal should be scored for the incidence of micronucleated immature erythrocytes (43).
Vedelikke katsetatakse ilma lahjendamata.
If the historical negative control database indicates the mean background micronucleated immature erythrocyte frequency is < 0,1 % in the testing laboratory, consideration should be given to scoring additional cells.
Pooltahkeid kemikaale, kreeme ja vahasid uuritakse tavaliselt nagu vedelikke.
When analysing samples, the proportion of immature erythrocytes to total erythrocytes in treated animals should not be less than 20 % of the vehicle/solvent control proportion when scoring by microscopy and not less than approximately 5 % of the vehicle/solvent control proportion when scoring CD71+ immature erythrocytes by cytometric methods (see paragraph 31) (29).
Puhtaid pindaktiivseid aineid katsetatakse kontsentratsioonis 10 % (w/v) 0,9 % naatriumkloriidi lahuses, destilleeritud vees või muus lahustis, mille kohta on tõendatud, et sel ei ole kahjulikku toimet katsesüsteemile.
For example, for a bone marrow assay scored by microscopy, if the control proportion of immature erythrocytes in the bone marrow is 50 %, the upper limit of toxicity would be 10 % immature erythrocytes.
Muude lahjenduskontsentratsioonide kasutamist tuleb asjakohaselt põhjendada.
Because the rat spleen sequesters and destroys micronucleated erythrocytes, to maintain high assay sensitivity when analysing rat peripheral blood, it is preferable to restrict the analysis of micronucleated immature erythrocytes to the youngest fraction.
Pindaktiivseid aineid sisaldavaid segusid võib katsetada kas lahjendamata või sobiva kontsentratsioonini lahjendatult, olenevalt vastavast kokkupuutestsenaariumist in vivo.
When using automated analysis methods, these most immature erythrocytes can be identified based on their high RNA content, or the high level of transferrin receptors (CD71+) expressed on their surface (31).
Muu uuritud lahjenduskontsentratsiooni kasutamist tuleb asjakohaselt põhjendada.
However, direct comparison of different staining methods has shown that satisfactory results can be obtained with various methods, including conventional acridine orange staining (3) (4).
Sarvkestadel lastakse vedelike ja pindaktiivsete ainetega kokku puutuda 10 minutit.
The number of immature erythrocytes scored, the number of micronucleated immature erythrocytes, and the proportion of immature among total erythrocytes should be listed separately for each animal analysed.
Muu kokkupuuteaja kasutamise korral tuleb esitada piisav teaduslik põhjendus.
The concurrent negative control data are considered acceptable for addition to the laboratory historical control database (see paragraphs 15-18).
Tahkeid kemikaale, mis ei ole pindaktiivsed, katsetatakse lahuste või suspensioonidena kontsentratsioonis 20 % (w/v) 0,9 % naatriumkloriidi lahuses, destilleeritud vees või muus lahustis, mille kohta on tõendatud, et sel ei ole kahjulikku toimet katsesüsteemile.
The concurrent positive controls or scoring controls should induce responses that are compatible with those generated in the historical positive control database and produce a statistically significant increase compared with the concurrent negative control (see paragraphs 24-25).
Teatavatel puhkudel ja asjakohase teadusliku põhjendusega võib tahkeid kemikaale katsetada ka puhtal kujul, kui uuritav kemikaal kantakse otse sarvkesta pinnale, kasutades lahtise kambri meetodit (vt punkt 32).
The appropriate number of doses and cells has been analysed.
Sarvkestad jäetakse tahke kemikaaliga kokkupuutesse neljaks tunniks, kuid nagu ka vedelike ja pindaktiivsete ainete puhul võib asjakohase teadusliku põhjendusega kasutada ka muid kokkupuuteaegu.
The criteria for the selection of highest dose are consistent with those described in paragraphs 30-33.
Pealekandmiseks võib kasutada mitmesuguseid meetodeid, olenevalt uuritava kemikaali füüsikalisest olekust ja keemilistest omadustest (näiteks tahke kemikaal, vedelik, viskoosne või mitteviskoosne vedelik).
At least one of the treatment groups exhibits a statistically significant increase in the frequency of micronucleated immature erythrocytes compared with the concurrent negative control,
Oluline on tagada, et uuritav kemikaal kataks korralikult epiteliaalse pinna ja eemaldataks täielikult loputamistega.
Recommendations for the most appropriate statistical methods can be found in the literature (44) (45) (46) (47).
Mitteviskoosse või väheviskoosse uuritava vedela kemikaali puhul kasutatakse tavaliselt suletud kambri meetodit, samas kui poolviskoosse ja viskoosse vedela uuritava kemikaali või tahke puhta kemikaali uurimiseks kasutatakse tavaliselt lahtise kambri meetodit.
Positive results in the micronucleus test indicate that a test chemical induces micronuclei, which are the result of chromosomal damage or damage to the mitotic apparatus in the erythroblasts of the test species.
Suletud kambri meetodis viiakse eesmisesse kambrisse kambri ülaosas asuvate annustamisavade kaudu piisav kogus uuritavat kemikaali (750 μl), et see kataks sarvkesta epiteliaalse külje; seejärel suletakse avad kokkupuute ajaks korgiga.
In the case where a test was performed to detect centromeres within micronuclei, a test chemical that produces centromere-containing micronuclei (centromeric DNA or kinetochore, indicative of whole chromosome loss) is evidence that the test chemical is an aneugen.
Oluline on tagada, et iga sarvkest oleks uuritava kemikaaliga kokkupuutes vajaliku ajavahemiku jooksul.
Providing that all acceptability criteria are fulfilled, a test chemical is considered clearly negative if, in all experimental conditions examined:
Lahtise kambri meetodis võetakse eesmise kambri akna kinnitusrõngas ja klaasaken enne pealekandmist ära.
None of the treatment groups exhibits a statistically significant increase in the frequency of micronucleated immature erythrocytes compared with the concurrent negative control,
Kontrolli kemikaal või uuritav kemikaal (750 μl või sarvkesta täielikuks katmiseks piisav kogus) kantakse mikropipetiga otse sarvkesta epiteliaalsele pinnale.
Evidence of exposure of the bone marrow to a test chemical may include a depression of the immature to mature erythrocyte ratio or measurement of the plasma or blood levels of the test chemical.
Kui uuritavat kemikaali on raske pipeteerida, võib kemikaali doseerimise hõlbustamiseks viia rõhu all kolbpipetti.
In case of intravenous administration, evidence of exposure is not needed.
Kolbpipeti otsik sisestatakse süstla dosaatorotsikusse, nii et materjali saab rõhu all viia kolbpipeti otsikusse.
Negative results indicate that, under the test conditions, the test chemical does not produce micronuclei in the immature erythrocytes of the test species.
Samaaegselt pipetikolvi tagasitõmbamisega lastakse süstla kolb vabaks.
solubility and stability of the test chemical in the solvent/vehicle, if known;
Vajaduse korral võib kasutada tavalist (ilma nõelata) süstalt, kuna sellega saab uuritava kemikaali ruumala täpselt mõõta, samuti on sellega võimalik kemikaali hõlpsamini kanda sarvkesta epiteliaalsele pinnale.