natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Measure the liver weight with 1,5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
Taimi kultiveeritakse 500 ml Erlenmeyeri kolbides ja 2000 ml Fernbachi kolbides jahutusega inkubaatoris 20 ± 2 °C juures muutumatul valgustihedusel umbes 100–150 μE m–2 s–1 (6000–9000 luksi); kambri valguse värvustemperatuur peaks vastama soevalge valguse spektrile.
Record the value on the worksheet (read: 0,1 mg).
Taimede kultiveerimine valgustuse ja jahutusega inkubaatoris
Close the cap of the microtube containing the liver.
Tüvikultuuri saastumisel näiteks vetikate, seente ja/või bakteritega tuleks luua uus kultuur või kasutada kultuuri uuendamiseks mõne muu labori tüvikultuuri.
Store it in a cooling rack (or ice rack).
Carl von Linné (sünd.
Following the excision of one liver, clean the dissection instruments or replace them with clean ones.
23. mail 1707 Råshultis/Älmhultis, surn.
Remove livers from all of the fish in the transport container as described above.
10. jaanuaril 1778 Uppsalas).
After the livers have been excised from all of the fish in the transport container (i.e., all males or females in a test chamber), place all liver specimens in a tube rack with a label for identification and store it in a freezer.
EELKULTUURI KASVATAMINE JA KATSEORGANISMIDE ETTEVALMISTAMINE KATSEKS
When the livers are donated for pre-treatment shortly after the excision, the specimens are carried to the next workstation in a cooling rack (or ice rack).
Eelkultuuri saamiseks lõigatakse tüvikultuuri võrsed kahe männasega segmentideks ning segmendid viiakse Fernbachi kolbidesse, mis on täidetud muudetud Andrewsi söötmega (sisaldab 3 % sahharoosi).
Following liver excision, the fish carcass is available for gonad histology and measurement of secondary sex characteristics.
Igasse kolbi võib viia kuni 50 võrsesegmenti.
Specimen
Tuleks siiski jälgida, et kõnealused segmendid oleksid elujõulised ja neil ei esineks juuri, külgharusid ega nende pungasid (vt 3. liite joonis 1).
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Eelkultuuri organisme kasvatatakse 14–21 päeva kasvukambris steriilsetes tingimustes valgustusrežiimil 16 tundi valgust ja 8 tundi pimedust.
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors
Valitud valgustihedus peaks jääma vahemikku 100–150 μE m– 2 s– 1.
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus
Kuna muudetud Andrewsi sööde sisaldab sahharoosi (mis soodustab vetikate, seente ja bakterite kasvu), tuleks kasutada uuritava kemikaaliga lahuste valmistamisel ja kultiveerimise ajal steriilseid tingimusi.
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs
Selleks töödeldakse neid 4 tunni vältel kuuma õhuga (210 °C) või autoklaavitakse 20 minutit 121 °C juures.
(Alternatively, the abdominal walls may be pinned laterally).
Peale selle töödeldakse kõiki kolbe, nõusid, kausse jms ning muid seadmeid vahetult enne kasutamist steriilsel töölaual leegiga.
Arrow shows liver
Võrsed eemaldatakse puhaskultuurina eelkultiveerimiskolbidest; valitav materjal peaks olema võimalikult homogeenne.
The liver is bluntly dissected and excised using forceps
Iga katse jaoks on vaja vähemalt 60 katseorganismi (kaheksal uuritava kemikaali kontsentratsioonil tehtava katse puhul).
Figure 5
Eelkultuurist võetakse katse jaoks noored külgharud, lõigatakse need otsast joonlauaga mõõdetuna 2,5 cm pikkuseks ja viiakse steriilset muudetud Andrewsi söödet sisaldavasse keeduklaasi.
The intestines are gently retracted using forceps
Neid noori külgharusid võib kasutada settevabas mürgisuskatses Myriophyllum spicatum'iga.
Figure 6
Eelkultuuri taimede lõikamine Myriophyllum spicatum'iga tehtava settevaba mürgisuskatse jaoks
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors
Noored külgharud katse jaoks
Figure 7 (female)
Kõrvaldamiseks või edasikasvatamiseks
The procedure is identical for the female
C.51.
Figure 8
Mürgisuse hindamise katse Myriophyllum spicatum'iga süsteemis vesi/sete
The completed procedure
Käesolev katsemeetod on samaväärne OECD katsejuhendiga nr 239 (2014).
Procedure 2 B:
On olemas katsemeetodid üheiduleheliste ujutaimede perekonna Lemna liikide jaoks (1) ja vetikaliikide jaoks (2).
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
Neid meetodeid kasutatakse igapäevaselt selliste andmete saamiseks, mis võimaldavad hinnata uuritavatest kemikaalidest, eriti herbitsiidse toimega kemikaalidest tulenevat riski muudele veetaimedele kui sihtliigid.
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4°C).
Mõnel juhul võib siiski olla vaja andmeid teistegi makrofüüdiliikide kohta.
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
Keskkonnatoksikoloogia ja -keemia Ühingu (SETAC) seminari põhjal, kus käsitleti pestitsiididest tuleneva makrofüütidele avalduva riski hindamist, avaldati hiljuti suunised, mille kohaselt võib olla vaja esitada mõnda juurdunud makrofüüdiliiki käsitlevad andmed selliste kemikaalide kohta, mille toimemehhanismi suhtes Lemna ja vetikad ei ole teadaolevalt tundlikud või mille puhul teeb muret kemikaali kogunemine settesse ja sellest tulenev kokkupuude juurte kaudu omastamisel (3).
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight).
Praeguste teadmiste ja kogemuste põhjal valiti eelistatud liikideks Myriophyllum'i liigid, mida tuleks kasutada juhul, kui on vaja andmeid juurdunud veesisese kaheidulehelise liigi kohta (4–6).
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Käesolev süsteemis vesi/sete kasutatav Myriophyllum spicatum'il põhinev katsemeetod täiendab settevabas süsteemis Myriophyllum spicatum'ile avalduva mürgisuse hindamise meetodit (7).
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
Käesolevas dokumendis on kirjeldatud katsemeetodit, mis võimaldab hinnata uuritava kemikaali mõju juurdunud veetaimele Myriophyllum spicatum, mis kasvab süsteemis vesi/sete.
Preparation of the liver for pre-treatment
Meetod põhineb osaliselt olemasolevatel meetoditel (1, 2, 8) ja selles võetakse arvesse veetaimedele avalduva riski hindamisega seotud hiljutisi teadusuuringuid (3).
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
Süsteemile vesi/sete tuginev meetod on valideeritud rahvusvahelise võrdlusuuringuga, kus staatilistes tingimustes kasvatatud Myriophyllum'i liigid viidi uuritava kemikaaliga kokkupuutesse kemikaali veesambasse lisamise teel (9).
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
Seda katsesüsteemi saab aga hõlpsalt kohandada rikastatud sette kaudu kokkupuute jaoks, samuti veefaasi kaudu kokkupuute jaoks poolstaatilises või impulssdoseerimise režiimis, ehkki nende režiimide puhul ei ole tehtud ametlikku võrdlusuuringut.
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Peale selle võib kõnealust üldmeetodit kasutada muude juurdunud veesiseste ja üle veepinna ulatuvate liikide, sealhulgas teiste Myriophyllum'i liikide (nt Myriophyllum aquaticum'i) ja Glyceria maxima puhul (10).
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
Muude liikide kasutamise korral võib olla vaja muuta katsetingimusi, katseplaani ja katse kestust.
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Eelkõige on vaja teha tööd asjakohase metoodika määratlemiseks Myriophyllum aquaticum'i jaoks.
Operation of the pre-treatment
Käesolevas katsemeetodis ei käsitleta üksikasjalikult neid lisavõimalusi, vaid kirjeldatakse standardset lähenemisviisi, mis põhineb Myriophyllum spicatum'i kokkupuutel staatilises süsteemis veefaasi kaudu.
Addition of the homogenate buffer
Käesolevat katsemeetodit kohaldatakse ainete puhul, mille jaoks see on valideeritud (üksikasjalik teave on esitatud võrdlusuuringu aruandes (9)), ning valmististe ja teadaolevate segude puhul.
Check the list for the volume of the homogenate buffer to be used for a particular sample of liver and adjust the micropipette (volume range: 100-1000 μl) to the appropriate volume.
Myriophyllum'iga katse võib teha esimese taseme andmenõuete täitmiseks tulenevalt võimalikest probleemidest seoses uuritava kemikaali kogunemisega settesse või selle toimemehhanismiga/selektiivsusega.
Attach a clean tip to the micropipette.
Samuti võib laborikatse Myriophyllum'iga olla nõutav osana kõrgema taseme strateegiast, milles käsitletakse veetaimedele avalduva riskiga seotud küsimusi.
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
Kokkupuuteviis (st vee kaudu või sette kaudu) valitakse lähtuvalt katse tegemise konkreetsest eesmärgist.
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
Enne katsemeetodi kasutamist segu analüüsimiseks regulatiivsel eesmärgil tuleks kaaluda, kas ja kuidas see meetod võimaldab saada taotletava eesmärgi jaoks vastuvõetavad tulemused.
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
Katses hinnatakse kemikaaliga seotud mõju standardses keskkonnas (vesi, sete ja toitained) kasvavate Myriophyllum'i isendite vegetatiivsele kasvule.
However, if the tip is contaminated or suspected to be contaminated, the tip should be changed.
Selleks istutatakse tervete mitteõitsevate taimede võrsetipud standarditud kunstlikku settesse, millele on taimede piisava kasvu tagamiseks lisatud täiendavad toitained, ja kasvatatakse neid Smarti ja Barko söötmes (1. liide).
Homogenisation of the liver
Pärast juurte tekkeks vajalikku kohanemisperioodi viiakse taimed kokkupuutesse veesambasse eri kontsentratsioonides lisatud uuritava kemikaaliga.
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
Teise võimalusena võib settekaudse kokkupuute jäljendamiseks rikastada uuritava kemikaaliga kunstlikku setet ja istutada taimed ümber rikastatud settesse.
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
Kummalgi juhul kasvatatakse taimi seejärel kontrollitud keskkonnatingimustes 14 päeva.
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
Kasvule avalduva mõju kindlakstegemiseks hinnatakse kvantitatiivselt võrsete pikkust, märgmassi ja kuivmassi ning tehakse kvalitatiivseid vaatlusi selliste sümptomite nagu kloroosi, nekroosi ja väärarengute tuvastamiseks.
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
Kemikaali mõju kvantitatiivseks hindamiseks võrreldakse kasvu katselahuses kontrolltaimede kasvuga ning tehakse kindlaks kontsentratsioon, mille juures kasv pidurdub teatud kindla protsendi x võrra; seda kontsentratsiooni väljendatakse kujul ECx, kus x võib olla regulatiivsetest nõuetest sõltuvalt mis tahes väärtusega – nt EC10, EC20 või EC50.
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Töödeldud ja töötlemata taimedel tuleks määrata nii keskmine kasvu erikiirus kui ka saagis (kumbagi näitajat hinnatakse võrsete pikkuse, võrsete märgmassi ja võrsete kuivmassi alusel).
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.
Vajaduse korral võib kasvu keskmise erikiiruse ja saagise hinnangulise väärtuse põhjal teha statistiliselt kindlaks vähima täheldatava toime avaldumise kontsentratsiooni ja täheldatava toime puudumise kontsentratsiooni.
Then conduct a visual check of the state of the suspension.
Analüüsimeetod uuritava kemikaali sisalduse määramiseks katsesöötmes peaks olema piisava tundlikkusega.
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Katsetingimuste kindlaksmääramiseks võib uuritava kemikaali kohta olla kasulik teada muu hulgas järgmisi andmeid: struktuurivalem, mitut koostisosa sisaldava aine, UVCB, segu või valmistise puhul koostis, puhtus, lahustuvus vees, püsivus vees ja valguse käes, happe dissotsiatsioonikonstant (pKa), jaotuskoefitsient süsteemis oktanool/vesi (Kow), võimaluse korral settesse kogunemist iseloomustav Kd, aururõhk ja biolagundatavus.
Cool the suspended liver homogenate on the ice rack until centrifugation.
Vees lahustuvuse ja aururõhu põhjal võib arvutada Henry konstandi, mis võimaldab hinnata, kas uuritava kemikaali märkimisväärne kadu katse ajal on tõenäoline.
Change the pestle to the new one for each homogenate.
Kui kemikaali kadu on tõenäoline, tuleks kadu kvantifitseerida ja dokumenteerida järgnevad sammud kao vähendamiseks.
Homogenise all livers with homogenate buffer according to the procedure described above.
Kui puuduvad kindlad andmed uuritava kemikaali lahustuvuse ja püsivuse kohta, soovitatakse hinnata neid omadusi katses kasutatavates tingimustes, st samas söötmes ning sama temperatuuri ja valgusrežiimi juures.
Centrifugation of the suspended liver homogenate
Märkus: kui katses uuritakse valguse toimel peroksüdeerivat herbitsiidi, peaks laboris kasutatava valguse spekter hõlmama ultraviolettkiirgust samal määral, nagu seda esineb looduslikus päikesekiirguses.
Confirm the temperature of the refrigerated centrifuge chamber at ≤ 5 °C.
Tuleks mõõta katsesöötme pH ja seda vastavalt vajadusele reguleerida.
Insert the 1,5 ml microtubes containing the suspended liver homogenate in refrigerated centrifuge (adjust the balance if necessary).
Katsesöötme pH reguleerimine on eriti oluline näiteks juhul, kui analüüsitakse metalle või kergesti hüdrolüüsuvaid kemikaale.
Centrifuge the suspended liver homogenate at 13000 g for 10 min at ≤ 5 °C.
Täiendavad juhised selliste kemikaalide mõju hindamiseks, mille füüsikalis-keemilised omadused raskendavad nende uurimist, on esitatud asjaomases OECD juhenddokumendis (11).
However, if the supernatants are adequately separated, centrifugal force and time may be adjusted as needed.
Katsetulemused vastavad nõuetele, kui kontrolltaimede võrsete keskmine summaarne pikkus ja keskmine summaarne märgmass suurenevad katse kokkupuuteperioodi jooksul vähemalt kaks korda.
Following centrifugation, check that the supernatants are adequately separated (surface: lipid, intermediate: supernatant, bottom layer: liver tissue).
Peale selle ei tohi kontrolltaimedel olla näha mingeid kloroosi sümptomeid ning taimed, sette pind ja katsesööde ei tohi olla nähtavalt saastunud muude organismidega, näiteks vetikatega ja/või bakterite kihiga.
If the separation is not adequate, centrifuge the suspension again under the same conditions.
Võrsete märgmassi (st katse alguses ja katse lõpus saadud väärtuste) alusel arvutatud saagise keskmine paralleelkultuuride vaheline variatsioonikordaja ei tohi kontrollrühmas olla suurem kui 35 %.
Remove all specimens from the refrigerated centrifuge and arrange them in the order of specimen number on the ice rack.
Katsemeetodi töökindluse perioodiliseks kontrollimiseks tuleks kasutada ühte või mitut võrdluskemikaali, näiteks võrdlusuuringus (9) kasutatud 3,5-diklorofenooli.
Be careful not to resuspend each separated layer after the centrifugation.
Võrdlusuuringu andmete põhjal jäävad 3,5-diklorofenooli EC50 keskväärtused eri uuritavate muutujate puhul vahemikku 4,7–6,1 mg/l (üksikasjalik teave nende väärtuste eeldatava usaldusvahemiku kohta on esitatud võrdlusuuringu aruandes).
Collection of the supernatant
Võrdluskemikaaliga kontrollimist soovitatakse teha vähemalt kaks korda aastas või kui katseid tehakse harva, siis mürgisuse hindamise lõpliku katsega samaaegselt.
Place four 0,5 ml microtubes for storage of the supernatant into the tube rack.
Juhised seoses 3,5-diklorofenooli eeldatavate EC50 väärtustega on esitatud rahvusvahelise võrdlusuuringu statistikaaruandes (9).
Collect 30 μl of each supernatant (separated as the intermediate layer) with the micropipette and dispense it to one 0,5 ml microtube.
Katseseadmed
Be careful not to collect the lipid on the surface or the liver tissue in the bottom layer.
Katse tuleks läbi viia kontrollitavates keskkonnatingimustes, st reguleeritava valgustuse, päeva pikkuse ja temperatuuriga kasvukambris, kasvatusruumis või laboris (vt jaotis „Katsetingimused“: punktid 56–58).
Collect the supernatant and dispense it to other two 0,5 ml microtubes in the same manner as described above.
Tüvikultuure tuleks hoida katsenõudest eraldi.
Collect the rest of the supernatant with the micropipette (if feasible: ≥ 100 μl).
Katses tuleks kasutada klaasist katsenõusid, näiteks akvaariume või keeduklaase; tavapäraselt kasutatakse 2-liitriseid keeduklaase (kõrgusega umbes 24 cm ja läbimõõduga umbes 11 cm).
Then dispense the supernatant to the remaining 0,5 ml microtube.
Võivad sobida ka muud (st suuremad) nõud, kui vesi on neis piisavalt sügav, et võimaldada taimedel katse vältel piiramatult kasvada, ilma et need veest välja ulatuksid.
Close the cap of the 0,5 ml microtube and write the volume of the supernatant on the label.
Taimede settesse istutamise jaoks võib kasutada plastist või klaasist taimepotte (kõrgusega umbes 9 cm, läbimõõduga umbes 8 cm ja mahuga umbes 500 ml).
Then immediately cool the microtubes on the ice rack.
Teise võimalusena võib kasutada keeduklaase, mis on mõnel juhul (nt hüdrofoobsete või suure Kow-ga kemikaalide puhul) soovitatavad.
Change the tip of the micropipette to the new one for each supernatant.
Katsenõude ja eelistatud katseplaani (vt allpool) valimise kõrval on vaja pöörata tähelepanu ka õige suurusega poti või keeduklaasi valimisele.
If a large amount of lipid becomes attached to the tip, change it to the new one immediately to avoid contamination of the liver extract with fat.
Katseplaani A puhul (üks võrse poti kohta ja kolm potti nõu kohta) võib olla vaja kasutada väiksemaid potte.
Dispense all of the centrifuged supernatant to four 0,5 ml microtubes according to the procedure described above.
Katseplaani B puhul (kolm võrset poti kohta ja üks pott nõu kohta) peaksid sobima eespool nimetatud suurusega potid ja nõud.
After dispensing the supernatant to the 0,5 ml microtubes, place all of them in the tube rack with the identification label, and then freeze them in the freezer immediately.
Sette kohal oleva vee minimaalne sügavus peaks kõikidel juhtudel olema 12 cm ning tuleks registreerida sette pindala/ruumala ja vee pindala/ruumala suhe.
If the VTG concentrations are measured immediately after the pre-treatment, keep one 0,5 ml microtube (containing 30 μl of supernatant) cool in the tube rack and transfer it to the workstation where the ELISA assay is conducted.
Käesolevas katsemeetodis kirjeldatud üldist lähenemisviisi saab kasutada mitme eri veetaimede liigi puhul.
In such case, place the remaining microtubes in the tube racks and freeze them in the freezer.
Meetodis sätestatud tingimused on aga välja töötatud vesikuuse liigi Myriophyllum spicatum'i jaoks.
After the collection of the supernatant, discard the residue adequately.
Nimetatud liik kuulub kaheiduleheliste taimede sugukonda Haloragaceae.
Storage of the specimen
Myriophyllum spicatum (tähk-vesikuusk) on veesisene juurdunud liik, mis talub väga erinevaid tingimusi ja mida leidub nii staatilistes kui ka voolava veega veekogudes.
Store the 0,5 ml microtubes containing the supernatant of the liver homogenate at ≤ – 70 °C until they are used for the ELISA.
M. spicatum on mitmeaastane taim, millest säilivad ületalve vaid juured.
Procedure 3A:
Taimed õitsevad ja nende seemned valmivad vabalt, kuid sageli toimub levimine eelkõige vegetatiivse paljunemise teel kaenlapungade abil või varretükkidega, mis eralduvad loomulikul teel või häirimise järgselt.
Zebrafish, Blood Collection from the Caudal Vein / Artery
Katseorganismi kultiveerimine
Immediately following anaesthesia, the caudal peduncle is severed transversely, and the blood is removed from the caudal artery/vein with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Taimed võib saada looduslikust populatsioonist või veetaimede tarnija kaudu.
Blood volumes range from 5 to 15 microliters depending on fish size.
Kummalgi juhul tuleks taimede päritolu dokumenteerida ja viia läbi liigi kinnitav määramine.
An equal volume of aprotinin buffer (6 micrograms/ml in PBS) is added to the microcapillary tube, and plasma is separated from the blood via centrifugation (5 minutes at 600 g).
Kahtluse korral soovitatakse kasutada teadaoleva päritolu ja tõendatud liigilise kuuluvusega laborikultuure.
Plasma is collected in the test tubes and stored at – 20 °C until analysed for VTG or other proteins of interest.
Katses ei tohiks kasutada taimi, mis on olnud kokkupuutes mis tahes keemilise saasteainega või mille kogumiskoht on teadaolevalt saastunud.
Procedure 3B:
Piirkonnas, kus M. spicatum ei ole talvekuudel hõlpsalt kättesaadav, võib olla vaja säilitada tüvikultuuri pikaajaliselt kasvuhoones või laboritingimustes.
Zebrafish, Blood Collection by Cardiac Puncture
Tüvikultuure tuleks säilitada tingimustes, mis sarnanevad katsetingimustele, kuid kiirgustihedus võib olla väiksem ja temperatuur madalam, et vähendada kultuuri hooldamissagedust (nt kui teatava perioodi jooksul ei ole kavandatud katseid Myriophyllum'iga).
To avoid coagulation of blood and degradation of protein the samples are collected within Phosphate-buffered saline (PBS) buffer containing heparin (1000 units/ml) and the protease inhibitor aprotinin (2 TIU/ml).
Kasvuruumi jätmiseks soovitatakse kasutada suuremaid akvaariume ja taimepotte kui katses.
As ingredients for the buffer, heparin, ammonium-salt and lyophilised aprotinin are recommended.
Sette ja veekeskkonna koostis peaks olema sama kui katses, kuid sette väetamiseks võib rakendada teistsugust meetodit (nt kasutada kaubanduslikku aeglase vabanemisega väetist).
For blood sampling, a syringe (1ml) with a fixed thin needle (e.g. Braun Omnikan-F) is recommended.
Tüvikultuuri taimed ei tohiks olla nähtavalt saastunud ühegi muu organismiga, sealhulgas tigude, niitvetikate, seente või putukatega, näiteks ööliblika Paraponyx stratiotata munade või vastsetega või kärsaklase Eubrychius velutus'e täiskasvanud isenditega.
The syringe should be prefilled with buffer (approximately 100 microliter) to completely elute the small blood volumes from each fish.
Nähtava saastuse kõrvaldamiseks võib olla vaja taimset materjali puhta veega loputada.
The blood samples are taken by cardiac puncture.
Peale selle tuleks teha jõupingutusi üherakuliste vetikate ja bakteritega saastumise ulatuse minimeerimiseks, ehkki taimne materjal ei pea olema täielikult steriilne.
At first the fish should be anesthetized with MS-222 (100 mg/l).
Tüvikultuuri tuleks jälgida ja seda vastavalt vajadusele ümber istutada, et hoida ära vetikatest ja bakteritest põhjustatud saastuse levikut.
The proper plane of anaesthesia allows the user to distinguish the heartbeat of the zebrafish.
Kui vetikate või bakteritega saastumine muutub probleemiks, võib olla kasulik tüvikultuuri aereerida.
While puncturing the heart, keep the syringe piston under weak tension.
Kõikidel juhtudel kultiveeritakse/kohandatakse taimi enne katses kasutamist piisava ajavahemiku vältel (st üle 2 nädala) tingimustes, mis on sarnased, kuid mitte tingimata identsed katses kasutatavate tingimustega.
Collectable blood volumes range between 20 - 40 microliters.
Katse jaoks ei tohiks kasutada õitsevat tüvikultuuri, kuna vegetatiivse kasvu kiirus on õitsemise ajal ja järel üldjuhul väiksem.
After cardiac puncture, the blood/buffer-mixture should be filled into the test tube.
Sete
Plasma is separated from the blood via centrifugation (20 min; 5000 g) and should be stored at – 80°C until required for analysis.
Käesoleva meetodi kohases katses soovitatakse kasutada järgmist valmistatud setet, mis põhineb käesoleva lisa peatükis C.28 (8) kirjeldatud kunstlikul settel.