natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Adequate positive and negative controls and sequence amplicons shall therefore be included to avoid any doubts.
Tsükleerimistingimused (pärast RT-etappi): 2 minutit 50 °C juures; 10 minutit 95 °C juures; seejärel 40 tsüklit: 15 sekundit 95 °C juures ja 1 minut 60 °C juures; vajaduse korral neid tingimusi kohandatakse.
For the VHSV primers, special care shall be taken when using BF-2 cells, as the primers may react with the cell line DNA/RNA producing false-positive results of similar size.
Üksikasjalikud diagnostikameetodid ja nende kohaldamise kord VHSi ja/või IHNi kahtluse kinnitamiseks või ümberlükkamiseks haiguspuhangu kahtluse korral
When testing supernatant from BF-2 cells, any amplified PCR fragments shall be sequenced.
Kui IHNi ja/või VHSi esinemise või puudumise kinnitamiseks on vaja teha direktiivi 2006/88/EÜ artikli 57 punkti b kohane laborianalüüs, mille puhul kasutatakse I lisa 1. osa punktis II.3 sätestatud diagnostikameetodeid, järgitakse järgmisi üksikasjalikke diagnostikameetodeid ja nende kohaldamise korda:
RT-qPCR for VHSV
tavapärane viiruse eraldamine ja sellele järgnev viiruse immunokeemiline, molekulaarne või seerumiga neutraliseerimise teel tuvastamine;
For VHSV, amplification shall be performed using the following primers and probe:
viiruse tuvastamine RT-PCRi või RT-qPCRi abil;
Forward primer: 5′-AAA-CTC-GCA-GGA-TGT-GTG-CGT-CC-3′;
muu diagnostikameetod, näiteks kaudne immunofluorestsentsanalüüs, ELISA, RT-PCR või immunohistokeemiline analüüs.
Reverse primer: 5′-TCT-GCG-ATC-TCA-GTC-AGG-ATG-AA-3′;
Tavapärane viiruse eraldamine ja sellele järgnev viiruse tuvastamine
and probe: 5′-FAM-TAG-AGG-GCC-TTG-GTG-ATC-TTC-TG-BHQ1.
Proovide võtmine
One-step RT-qPCR:
Analüüsimiseks valitakse vähemalt 10 kala, kellel täheldatakse tüüpilisi IHNi või VHSi sümptomeid.
Negative template controls and positive controls shall be included on each plate run.
Viiruse tavapärase eraldamise puhul järgitakse proovide ettevalmistamisel ja saatmisel punktis I.2 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
Cycling conditions: 50 °C for 30 minutes, 95 °C for 15 minutes, 40 cycles of 94 °C for 15 seconds, 60 °C for 40 seconds, 72 °C for 20 seconds; adjust if necessary.
Viiruse tavapärase eraldamise puhul järgitakse täiendava diagnostilise materjali kogumisel punktis I.3 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
Other RT-PCR or RT-qPCR versions of proven similar efficacy may be used instead.
Proovide ettevalmistamine rakukultuuris analüüsimiseks
RT-qPCR for IHNV
Viiruse tavapärase eraldamise puhul järgitakse rakukultuuris analüüsimiseks ette nähtud proovide ettevalmistamisel punktis I.4 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
For IHNV, amplification shall be performed using the following primers and probe:
Viiruse tavapärase eraldamise puhul järgitakse viroloogilise analüüsi tegemisel punktis I.5 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
Forward primer: 5′- AGA-GCC-AAG-GCA-CTG-TGC-G-3′;
Viiruse tavapärase eraldamise puhul järgitakse viiruse tuvastamisel punktis I.6 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
Reverse primer: 5′- TTCTTTGCGGCTTGGTTGA - 3′;
Viiruse tuvastamine RT-qPCRi abil
and probe: 5′ 6FAM-TGAGACTGAGCGGGACA-NFQ/MGB.
RT-qPCRi abil viiruse tuvastamise puhul järgitakse proovide võtmisel punktis I.1.2 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
Two-step RT-qPCR:
RT-qPCRi abil viiruse tuvastamise puhul järgitakse proovide ettevalmistamisel ja saatmisel punktis I.2 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
As the following assay depends on a two-step amplification, extra care shall be taken when handling the tubes from one reaction to the other in order to prevent contamination.
RT-qPCRi abil viiruse tuvastamise puhul järgitakse täiendava diagnostilise materjali kogumisel punktis I.3 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
Cycling conditions (after RT-step): 50 °C for 2 minutes, 95 °C for 10 minutes, followed by 40 cycles of 95 °C for 15 seconds and 60 °C for 1 minutes; adjustments shall be made if necessary.
Proovide ettevalmistamine RT-qPCRi jaoks
Detailed diagnostic methods and procedures for the confirmation of or to rule out the suspicion of VHS or IHN or both in suspected outbreaks
RT-qPCRi abil viiruse tuvastamise puhul järgitakse proovide ettevalmistamisel punktis I.6.4.1 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
When a laboratory examination is required to confirm or rule out the presence of IHN or VHS or both in accordance with Article 57(b) of Directive 2006/88/EC using the diagnostic methods set out in point II.3 of Part 1 of Annex I, the following detailed diagnostic methods and procedures shall apply:
Viiruse tuvastamisel RT-qPCRi abil järgitakse punktides I.6.4.1, I.6.4.3 ja I.6.4.4 sätestatud meetodeid ja nende kohaldamise korda.
conventional virus isolation with subsequent seroneutralisation, immune-chemical or molecular virus identification;
Muud diagnostikameetodid
virus detection by RT-PCR or RT-qPCR;
Punktis I.4.3 kirjeldatud viisil saadud supernatanti võib kooskõlas punktidega I.6.1, I.6.2 ja I.6.4 kasutada vastavalt ELISA, kaudse immunofluorestsentsanalüüsi või RT-PCRi jaoks.
other diagnostic techniques such as IFAT, ELISA, RT-PCR, IHC.
Koematerjali puhul võib kasutada muid diagnostikameetodeid, näiteks külmutatud koe lõikude kaudset immunofluorestsentsanalüüsi või formaliinis fikseeritud koematerjali immunohistokeemilist analüüsi.
Conventional virus isolation with subsequent virus identification
Lisaks kõnealustele kiirmeetoditele tuleb 48 tunni jooksul pärast proovide võtmist teha viroloogiline analüüs kooskõlas II jao alapunktiga a või b, kui:
Selection of samples
saadakse negatiivne tulemus või
At least 10 fish showing typical signs of IHN or VHS shall be selected for examination.
saadakse positiivne tulemus materjaliga, mille puhul on tegu IHNi või VHSi esmajuhuga.
The preparation and shipment for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.2.
Tiitrimismeetod rakukultuuride nakkusele vastuvõtlikkuse kontrollimiseks
The collection of supplementary material for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.3.
Punktis I.5.3 osutatud tiitrimise puhul, millega kontrollitakse rakukultuuride vastuvõtlikkust nakkusele, järgitakse käesoleva jao allpool esitatud lõikudes sätestatud korda.
Preparation of samples for cell culture examination
Kasutatakse vähemalt kahte VHSi viiruse isolaati ja ühte IHNi viiruse isolaati.
The preparation of samples for cell culture examination for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.4.
Isolaadid peavad esindama peamisi Euroopa Liidus levinud viiruserühmi: VHSi viiruse puhul kasutatakse ühte vikerforellist eraldatud magevees levivat patogeenset isolaati ja ühte harilikust kammeljast eraldatud meres levivat patogeenset isolaati ning IHNi viiruse puhul ühte Euroopa Liidus vikerforellil esinevat patogeenset tüve.
The virological examination for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.5.
Kasutatakse liikmesriikides põhjalikult kirjeldatud isolaate.
The virus identification for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.6.
Viirusepartiisid kasvatatakse rakukultuuripudelites väikese passaažide arvuga rakukultuurides: VHSi viiruse puhul kasutatakse BF-2 või RTG-2 rakke ja IHNi viiruse puhul EPC või FHMi rakke.
Virus detection by RT-qPCR
Kasutatakse rakukultuurisöödet, mille seerumisisaldus on vähemalt 10 %.
The selection of samples for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.1.2.
Nakatamisel kasutatakse väikest nakatamiskordajat (MOI < 1).
The preparation and shipment for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.2.
Viiruse kogumiseks pärast täieulatusliku tsütopaatilise efekti ilmnemist tsentrifuugitakse rakukultuuri supernatanti 15 minutit 2000 g juures, filtritakse see steriliseerimiseks läbi 0,45 μm suuruste pooridega membraanfiltri ja jaotatakse märgistatud krüokatsutitesse.
The collection of supplementary diagnostic material for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.3.
Viirust säilitatakse – 80 °C juures.
Sample preparation for RT-qPCR
Üks nädal pärast külmutamist sulatatakse külma vee all kolm iga viiruse paralleelproovi ja tiitritakse neid sobiva rakuliini kultuuris.
The sample preparation for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.6.4.1.
Vähemalt iga kuue kuu järel või kui kahtlustatakse konkreetse rakuliini vastuvõtlikkuse vähenemist, sulatatakse iga viirusisolaat ja tiitritakse seda.
The virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in points I.6.4.1, I.6.4.3 and I.6.4.4.
Tiitrimismeetodit tuleb üksikasjalikult kirjeldada ja iga kord tuleb kasutada sama meetodit.
Other diagnostic techniques
Kui tiitrimine lõpp-punkti määramiseks toimub lahjendamise teel, kasutatakse igal lahjendusastmel vähemalt kuut paralleeli.
Supernatant prepared as described in point I.4.3 may be submitted to ELISA, Indirect fluorescent antibody test (IFAT), or RT-PCR in accordance with point I.6.1, point I.6.2 or point I.6.4 respectively.
Tiitreid võrreldakse varem saadud tiitritega.
Tissue material may be subjected to other diagnostic techniques, such as IFAT on frozen sections, immunohistochemistry on formalin fixed tissue material.
Kui kolmest viirusisolaadist ükskõik millise tiiter langeb algtiitriga võrreldes 2 suurusjärgu võrra või rohkem, ei kasutata asjaomast rakuliini enam seire tegemisel.
Those rapid techniques shall be supplemented with a virological examination in accordance with either point II(a) or point II(b) within 48 hours after sampling, if:
Kui laboris kasvatatakse eri rakuliine, analüüsitakse iga rakuliini eraldi.
a negative result is obtained; or
Kui KHV esinemise või puudumise kinnitamiseks on vaja teha direktiivi 2006/88/EÜ artikli 57 punkti b kohane laborianalüüs, mille puhul kasutatakse I lisa 2. osa III jaos sätestatud diagnostikameetodeid, järgitakse käesoleva osa punktides I.1–I.2 sätestatud üksikasjalikke diagnostikameetodeid ja nende kohaldamise korda.
a positive result is obtained with material representing the first case of IHN or VHS.
Kaladelt proovide võtmine
1 week after freezing, three replicate vials with each virus shall be thawed under cold water and titrated on their respective cell lines.
KHV tuvastamiseks qPCRi abil kasutatakse järgmist qPCRi meetodit.
At least every 6 months, or if it is suspected that the susceptibility of a cell line has decreased, each virus isolate shall be thawed and titrated.
Päripidine praimer (KHV-86f): 5′-GACGCCGGAGACCTTGTG-3′;
Titration procedures must be described in detail and the same procedure followed each time.
äraspidine praimer (KHV-163r): 5′-CGGGTTCTTATTTTTGTCCTTGTT-3′;
Titration by end point dilution shall include at least six replicates at each dilution step.
sond (KHV-109p): 5′-FAM-CTTCCTCTGCTCGGCGAGCACG-3′.
The titres shall be compared with previously obtained titres.
Tsükleerimistingimused: üks tsükkel: 15 minutit 95 °C juures; seejärel 40 tsüklit: 15 sekundit 94 °C juures ja 60 sekundit 60 °C juures.
If the titre of any of the three virus isolates drops by a factor of 2 logs or more, compared with the initial titre, the cell line shall no longer be used for surveillance purposes.
Eespool kirjeldatu asemel võib siiski kasutada ka mõnda muud sarnase tõendatud tõhususega qPCRi meetodit.
If different cell lines are kept in the laboratory each line shall be examined separately.
KHV tuvastamiseks kasutatav tavapärane PCR
Records shall be kept for a period of at least 10 years.
Kasutatakse käesolevas punktis kirjeldatud meetodit, mille puhul sihtjärjestus on KHV tümidiini kinaasi (TK) geen.
DETAILED DIAGNOSTIC METHODS AND PROCEDURES FOR THE SURVEILLANCE AND CONFIRMATION OF KHV DISEASE (KHVD)
Kirjeldatud meetodi asemel võib siiski kasutada ka mõnda muud sarnase tõendatud tundlikkuse ja spetsiifilisusega PCRi meetodit.
I. Detailed diagnostic methods and procedures for the confirmation of the presence of or to rule out the suspicion of KHVD
Päripidine praimer (KHV-TKf): 5′-GGGTTACCTGTACGAG-3′;
When a laboratory examination is required for the purpose of confirmation of the presence of or to rule out the suspicion of KHVD in accordance with Article 57(b) of Directive 2006/88/EC, using the diagnostic methods set out in Section III of Part 2 of Annex I, the detailed diagnostic methods and procedures set out in points I.1 – I.2 of this Part shall apply.
äraspidine praimer (KHV-TKr): 5′-CACCCAGTAGATTATGC-3′.
Preparation of samples from fish
Tsükleerimistingimused: üks tsükkel: 5 minutit 95 °C juures; seejärel 35 tsüklit: 30 sekundit 95 °C juures, 30 sekundit 52 °C juures ja 1 minut 72 °C juures; üks tsükkel: 10 minutit 72 °C juures.
For diagnostic purposes the fish (sent alive or killed and packed separately in sealed aseptic containers) or alternatively frozen organs or organ pieces preserved in 80 % to absolute ethanol or viral transport medium (to be processed within 48 hours after collection) may be used for testing with conventional PCR or qPCR based methods.
Saadava fragmendi eeldatav pikkus on 409 bp.
For the detection of KHV, gill and kidney shall be collected; in addition spleen, encephalon and intestine may be included in an additional separated sample.
Peale selle võidakse praimerite ebaõige anniilimise või saastumise tõttu saada valepositiivsed tulemused.
In acute cases, tissue material of up to five fish may be pooled.
Eespool kirjeldatu asemel võib siiski kasutada ka mõnda muud sarnase tõendatud tõhususega PCRi meetodit.
Furthermore, non-lethal samples such as blood, gill swabs, gill biopsy, mucus scrape may be used in certain cases (namely very valuable fish may be used in the case of the suspicion of the presence of KHV).
Konkreetses piirkonnas esmajuhu tuvastamise korral tehakse tulemuste kinnitamiseks sekveneerimine või saadetakse proovid kalahaigustega tegelevasse direktiivi 2006/88/EÜ VI lisas osutatud riiklikku referentlaborisse või ELi referentlaborisse.
DNA extraction
KHV nakkuse seireks kasutatavad üksikasjalikud diagnostikameetodid ja nende kohaldamise kord
DNA shall be extracted in accordance with standard procedures.
Proovivõtmisel ja laborianalüüsi tegemisel vastavalt I lisa 2. osa II või III jaos sätestatud diagnostikameetoditele järgitakse nimetatud lisa 2. osa I jao kohaseks KHV nakkuse suhtes taudivaba staatuse saamiseks või säilitamiseks järgmisi käesoleva osa punktides II.1 ja II.2 sätestatud üksikasjalikke diagnostikameetodeid ja nende kohaldamise korda.
The commercially available DNA extraction kits that produce high quality DNA suitable for use with the PCR protocols referred to in point I.2 may be used.
Võimaluse korral tuleks proovid võtta kaladelt, keda on pikemat aega – kaks kuni kolm nädalat – hoitud viirusega nakatumist võimaldavas temperatuurivahemikus 15–26 °C.
Agent detection and identification by Polymerase chain reaction (PCR) based methods
KHV tuvastamise tõenäosuse suurendamiseks kogutakse proovid võimaluse korral 24 tundi, kuid mitte hiljem kui 72 tundi pärast käitlemistoimingut, millega võib kaasneda viiruse taasaktiveerumine viirusekandja staatusega kalades, näiteks pärast võrguga väljapüüdmist või transporti.
I.2.1. qPCR for KHV detection
KHV nakkuse seireks võib PCRil põhinevate meetoditega analüüsimiseks kasutada kas kalu (mis on saadetud elusana või surmatuna, aga sel juhul eraldi aseptilisse suletud nõusse pakitult) või külmutatud elundeid või elunditükke, mida säilitatakse 80–100 % alkoholis või viiruste transportimise söötmes (neid tuleb analüüsida 48 tunni jooksul pärast proovide kogumist).
For qPCR detection of KHV, the following qPCR assay shall be used:
KHV nakkuse seireks kogutakse lõpuse- ja neerukude.
Forward primer (KHV-86f): 5′- GACGCCGGAGACCTTGTG -3′;
KHV nakkuse seire puhul hoidutakse võimaluse korral proovide koondamisest.
Reverse primer (KHV-163r): 5′- CGGGTTCTTATTTTTGTCCTTGTT -3′;
Kui koondproovi moodustamine on vajalik, võib ühte koondada kuni kahelt kalalt saadud koematerjali.
and probe (KHV-109p): 5′-FAM- CTTCCTCTGCTCGGCGAGCACG -3′.
Suuremad proovid homogeniseeritakse uhmri ja nuia või stomahheri abil ning enne homogenaadi selgimist võetakse neist osaproovid DNA eraldamiseks.
Cycling conditions: one cycle of 95 °C at 15 minutes, followed by 40 cycles of 94 °C at 15 seconds and 60 °C for 60 seconds.
Teise võimalusena võib osaproovina koguda iga proovis sisalduva koe ja panna selle lüüsimiseks ette nähtud katsutisse.
However, other qPCR versions of proven similar efficacy may be used instead.
Võib kasutada turul kättesaadavat DNA eraldamise komplekti, mille abil saadakse kvaliteetne DNA, mida on võimalik kasutada punktis II.2 sätestatud PCRi meetodite puhul.
Conventional PCR for KHV detection
Vastuvõetav koe massi ja söötme mahu suhe on 1:9.
The assay described in this point targeting the Thymine kinase (TK) gene of KHV shall be used.
Analüüsiks võetakse 20–25 mg koematerjali.
However, other PCR assays with demonstrated similar sensitivities and specificities to the described assay may be used instead.
KHV nakkuse seire PCRil põhinevate meetoditega
Forward primer (KHV-TKf): 5′-GGGTTACCTGTAC GAG-3′;
KHV nakkuse seireks kasutatakse qPCRi.
Reverse primer (KHV-TKr): 5′-CACCCAGTAGATTA TGC-3′.
Kui piirkonnas, kus varem ei ole saadud nakkust kinnitavat positiivset tulemust, leitakse positiivne proov, kinnitatakse katsetulemusi ühel viisil järgmistest:
Cycling conditions: one cycle of 95 °C for 5 minutes followed by 35 cycles of 95 °C for 30 seconds, 52 °C for 30 seconds, 72 °C for one minute and one cycle of 72 °C for 10 minutes.
proovist amplifitseeritud PCRi või mitmeetapilise PCRi saadus sekveneeritakse.
Product size should be 409 bp.
Saadud lõplik konsensusjärjestus peab kattuma olemasolevate võrdlusjärjestustega vähemalt 98 % ulatuses;
Furthermore, false-positive results may occur because of false primer annealing or contamination.
proov saadetakse tulemuste kinnitamiseks riiklikku referentlaborisse.
However, other PCR versions of proven similar efficacy may be used instead.
KHV tuvastamiseks kasutatav qPCR
The first detection in an area shall be confirmed by sequencing or sent to a to a national reference laboratory or to the EU reference laboratory for fish diseases referred to in Annex VI to Directive 2006/88/EC, for immediate identification.
Kasutatakse järgmist qPCRi meetodit.
Detailed diagnostic methods and procedures for the surveillance of KHVD
Tsükleerimistingimused: üks tsükkel: 15 minutit 95 °C juures; seejärel 50 tsüklit: 15 sekundit 94 °C juures ja 60 sekundit 60 °C juures.
When sampling and laboratory examination for the purpose of obtaining or maintaining certain health statuses with regard to KHVD as set out in Section I of Part 2 of Annex I are carried out using the diagnostic methods set out in Sections II or III of Part 2 of that Annex, the detailed diagnostic methods and procedures set out in the following points II.1 and II.2 of this Part shall apply.
Kõnealuse qPCRi tulemus võib olenevalt kasutatud reaktsioonitingimustest varieeruda, kuna võib tekkida vajadus tsükleerimisnäitajaid kasutatava termotsükleri jaoks optimeerida.
If possible, fish that have been kept for a prolonged time period at the virus permissive temperature range (namely, 2 to 3 weeks at 15 °C to 26 °C) shall be sampled.
KHV tuvastamiseks kasutatav tavapärane PCR
If possible, samples shall be collected 24 hours but not later than 72 hours after management practices that may reactivate the virus in fish with a carrier status, such as netting or transport, in order to enhance the chance of KHV detection.
KHV nakkuse kinnitamiseks kasutatakse allpool tabelis 2.1 kirjeldatud üldkasutatavat mitmeetapilist PCRi ja sellele järgnevat amplifitseeritud fragmendi sekveneerimist.
For the purpose of the surveillance of KHVD, the fish may be sent alive or killed and packed separately in sealed aseptic containers or alternatively frozen organs or organ pieces preserved in 80 % to 100 % alcohol or viral transport medium (to be processed within 48 hours after collection) may be used for testing PCR based methods.
Tabel 2.1
For the surveillance of KHVD, gill and kidney tissue shall be collected.
Karpkalalaste kõikide herpesviiruste (CyHV-1, CyHV-2 ja CyHV-3) tuvastamiseks ette nähtud mitmeetapilise PCRi puhul kasutatavad praimerid ja tingimused
For the purpose of surveillance of KHVD, pooling shall be avoided where possible.
Praimeri nimi
If pooling is necessary, tissue material from a maximum of two fish may be pooled.
Järjestus
Larger samples shall be homogenised in mortar and pestle or stomacher, and subsamples retrieved for DNA extraction before clarification.
Tsükleerimistingimused
Alternatively, subsamples may be collected from each tissue included in the sample and placed in ‘lysis-tubes’.
Amplikoni pikkus
Commercially available DNA extraction kits that produce high quality DNA suitable for use with the PCR protocols set out in point II.2 may be used.
CyHVpol-päripidine
The acceptable tissue medium ratio shall be 1:9 w/v.
PCRi esimene etapp
20 to 25 mg tissue material shall be included in the tests.
1 tsükkel:
Surveillance of KHVD by PCR based methods
2 minutit 95 °C juures
For the surveillance of KHV, a qPCR shall be used.
40 tsüklit:
If positive samples appear in an area not previously confirmed positive, the test results shall be confirmed either:
30 sekundit 95 °C juures
by sequencing of a PCR or nested PCR product from the samples.
30 sekundit 55 °C juures
The obtained clean consensus sequence shall match (by at least 98 %) with these reference sequences.
45 sekundit 72 °C juures
or alternatively, samples may be sent to a national reference laboratory for confirmation.
10 minutit 72 °C juures
qPCR for KHV detection
CyHVpol-äraspidine
The qPCR described as follows shall be used:
CyHVpol-sisemine-päripidine
Cycling conditions: one cycle of 95 °C at 15 minutes, followed by 50 cycles of 94 °C at 15 seconds and 60 °C for 60 seconds.
PCRi teine etapp
The results of the qPCR may vary depending on the conditions under which it is performed, namely the thermal protocols might need optimisation, depending on the thermal cycler in use.
2 minutit 95 °C juures
Conventional PCR for confirmation of KHV detection
CyHVpol-sisemine-äraspidine
For confirmation of the presence of infection with KHV, the generic nested PCR described in the following Table 2.1 shall be used followed by sequencing of the amplified product.
Eespool kirjeldatu asemel võib kasutada mõnda muud sarnase tõendatud tõhususega PCRi meetodit.
Table 2.1
Sekveneerimine võib toimuda asjaomases laboris või sekveneerimisele spetsialiseerunud välises ettevõttes.
Primers and conditions for the nested PCR assay targeting all cyprinid herpesviruses (CyHV-1, CyHV-2 and CyHV-3)
Sekveneerimistulemuste analüüsimiseks võrreldakse saadud järjestusi teadaolevate KHV võrdlusjärjestustega, mis vastavad GenBanki registreerimisnumbritele AP008984, DQ657948 ja DQ177346.
Primer name
Saadud lõplik konsensusjärjestus peab kattuma kõnealuste võrdlusjärjestustega vähemalt 98 % ulatuses.
Sequence
LÕHEDE INFEKTSIOOSSE ANEEMIA (ISA) SEIREKS JA SELLE TAUDI ESINEMISE KINNITAMISEKS KASUTATAVAD ÜKSIKASJALIKUD DIAGNOSTIKAMEETODID JA NENDE KOHALDAMISE KORD
Cycling conditions
I. ISA seireks ja tõrjeks kasutatavad proovivõtumeetodid
Product size
Proovide võtmisel ja laborianalüüside tegemisel I lisa 3. osas sätestatud seire- ja likvideerimisprogrammide kohaldamiseks või selleks, et kinnitada direktiivi 2006/88/EÜ artikli 57 punkti b kohaselt ISA esinemist või puudumist, järgitakse käesoleva jao punktides I.1, I.2 ja I.3 sätestatud üksikasjalikke diagnostikameetodeid ja nende kohaldamise korda.
CyHVpol-forward
ISA esinemise kontrollimiseks tehtava laborianalüüsi jaoks võetavaid kalaproove võimaluse korral ühte ei koondata.
First round PCR
ISA seire puhul on siiski vastuvõetav 2–5 kala proovide koondamine.
1 cycle:
Kõikidelt proovivõtmiseks valitud kaladelt võetakse proovid pöördtranskriptsiooniga polümeraasi ahelreaktsiooni (RT-PCR) abil analüüsimiseks.