natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The chemical selection is based on the following criteria: (i) the chemicals are commercially available; (ii) they are representative of the full range of Draize irritancy scores (from non-irritant to strong irritant); (iii) they have a well-defined chemical structure; (iv) they are representative of the chemical functionality used in the validation process; and (v) they are not associated with an extremely toxic profile (e.g. carcinogenic or toxic to the reproductive system) and they are not associated with prohibitive disposal costs.
Kemikaalid on valitud järgmiste kriteeriumide põhjal: i) kemikaalid on müügil; ii) kemikaalid esindavad kogu Draize ärritavusskaalat (mitteärritavatest ainetest kuni tugevat ärritust põhjustavate aineteni); iii) nende kõigi keemiline ehitus on hästi teada; iv) nad esindavad samade funktsionaalrühmadega kemikaaliklasse, mida kasutati valideerimisel, ning v) nad ei ole äärmiselt mürgised (näiteks kantserogeensed või viljakust kahjustavad) ja nende kõrvaldamine ei ole seotud ülemääraste kuludega.
Chemicals that are irritant in the rabbit but for which there is reliable evidence that they are non-irritant in humans (31) (32) (33).
Kemikaalid, mis on ärritavad küüliku jaoks, kuid mille kohta on usaldusväärsed tõendid, et nad ei ole ärritavad inimese jaoks (31, 32, 33).
Under the UN GHS, not in the EU CLP
ÜRO GHS-süsteemi, kuid mitte ELi CLP-määruse kohaselt.
The following Chapters are added:
Lisatakse järgmised peatükid:
IN VITRO MAMMALIAN CELL MICRONUCLEUS TEST
IN VITRO IMETAJARAKKUDE MIKROTUUMA KATSE
The in vitro micronucleus (MNvit) assay is a genotoxicity test for the detection of micronuclei (MN) in the cytoplasm of interphase cells.
In vitro mikrotuuma katse (micronucleus, MNvit) on genotoksilisuskatse, milles uuritakse mikrotuumade (MN) esinemist interfaasis olevate rakkude tsütoplasmas.
Micronuclei may originate from acentric chromosome fragments (i.e. lacking a centromere), or whole chromosomes that are unable to migrate to the poles during the anaphase stage of cell division.
Mikrotuum võib tekkida atsentrilisest kromosoomifragmendist (st milles ei ole tsentromeeri) või tervest kromosoomist, mis ei suuda migreeruda pooluseni raku jagunemise anafaasietapil.
The assay detects the activity of clastogenic and aneugenic chemicals (substances and mixtures) (1) (2) in cells that have undergone cell division during or after exposure to the test substance.
Katsega määratakse klastogeensete ja aneugeensete kemikaalide (ainete ja segude) aktiivsus (1, 2) rakkudes, mis on uuritava ainega kokkupuute ajal või pärast seda jagunenud.
This Test Method (TM) allows the use of protocols with and without the actin polymerisation inhibitor cytochalasin B (cytoB).
Käesolev katsemeetod võimaldab kasutada nii aktiini polümerisatsiooni inhibiitori tsütohalasiin B (tsütoB) kasutamisel põhinevaid katse-eeskirju kui ka selliseid, milles tsütoB-d ei kasutata.
The addition of cytoB prior to the targeted mitosis allows for the identification and selective analysis of micronucleus frequency in cells that have completed one mitosis because such cells are binucleate (3) (4).
TsütoB lisamine enne valitud mitoosi võimaldab kindlaks teha ja selektiivselt analüüsida mikrotuumade esinemise sagedust rakkudes, mis on lõpetanud ühe mitoosi, kuna sellised rakud on kahetuumsed (3, 4).
This TM also allows the use of protocols without cytokinesis block, provided there is evidence that the cell population analysed has undergone mitosis.
Käesolev katsemeetod võimaldab kasutada ka tsütokineesiblokiga katse-eeskirju, kui on tõendatud, et uuritud rakupopulatsioon on läbinud mitoosi.
Micronuclei represent damage that has been transmitted to daughter cells, whereas chromosome aberrations scored in metaphase cells may not be transmitted.
Mikrotuumad kujutavad endast kahjustust, mis on edasi antud tütarrakkudele, samal ajal kui metafaasis olevates rakkudes kogunenud kromosoomihälbeid edasi ei anta.
Because micronuclei in interphase cells can be assessed relatively objectively, laboratory personnel need only determine whether or not the cells have undergone division and how many cells contain a micronucleus.
Kuna interfaasis olevate rakkude mikrotuumi võib küllalt objektiivselt hinnata, peab katse tegija üksnes määrama, kas rakud on läbinud jagunemise või ei ole ning kui paljudes rakkudes on mikrotuum.
As a result, the preparations can be scored relatively quickly and analysis can be automated.
Selle tulemusel saab preparaate hinnata suhteliselt kiiresti ja analüüsi saab automatiseerida.
This makes it practical to score thousands instead of hundreds of cells per treatment, increasing the power of the assay.
Seepärast tasub iga töötlemisega seoses hinnata tuhandeid rakke, mitte sadu; see suurendab katse tõhusust.
Finally, as micronuclei may arise from lagging chromosomes, there is the potential to detect aneuploidy-inducing agents that are difficult to study in conventional chromosomal aberration tests, e.g. OECD Test Guideline 473 (Chapter B.10 of this Annex) (17).
Lõpuks, kuna mikrotuumad võivad tekkida mahajäänud kromosoomidest, avaneb võimalus kindlaks teha aneuploidsust tekitavaid mõjureid, mida on raske uurida tavaliste kromosoomihälbekatsetega, näiteks OECD katsejuhendiga 473 (käesoleva lisa peatükk B.10) (17).
However, the MNvit assay does not allow for the differentiation of chemicals inducing polyploidy from those inducing clastogenicity without special techniques such as FISH described under paragraph 2.
Kuid MNvit-katse ei võimalda eristada polüploidsust tekitavaid kemikaale klastogeensetest kemikaalidest, kui ei kasutata selliseid erimeetodeid nagu punktis 2 kirjeldatud FISH.
The MNvit assay is an in vitro method that typically uses cultured human or rodent cells.
MNvit-katse on in vitro meetod, milles tavaliselt kasutatakse inimese või näriliste kultuuris kasvatatud rakke.
It provides a comprehensive basis for investigating chromosome damaging potential in vitro because both aneugens and clastogens can be detected.
Meetod võimaldab kromosoomikahjustuste tekitamise võimet igakülgselt in vitro uurida, kuna sellega saab määrata nii aneugeene kui ka klastogeene.
The MNvit assay is robust and effective in a variety of cell types, and in the presence or absence of cytoB.
MNvit-katse on töökindel ja tõhus paljude rakutüüpide puhul ja nii tsütoB juuresolekul kui ka puudumisel.
There are extensive data to support the validity of the MNvit assay using various rodent cell lines (CHO, V79, CHL/IU, and L5178Y) and human lymphocytes (18) (19) (20) (21) (22) (23) (24) (25) (26) (27) (28) (29) (30) (31).
MNvit-katse kehtivus on tõendatud paljude andmetega, mis on saadud näriliste mitme rakuliiniga (CHO, V79, CHL/IU ja L5178Y) ja inimese lümfotsüütidega (18, 19, 20, 21, 22, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29, 30, 31).
These include, in particular, the international validation studies coordinated by the Société Française de Toxicologie Génétique (SFTG) (18) (19) (20) (21) (22) and the reports of the International Workshop on Genotoxicity Testing (4) (16).
Need hõlmavad eelkõige rahvusvahelisi valideerimisuuringuid, mida koordineeris Société Française de Toxicologie Génétique (SFTG) (18, 19, 20, 21, 22), ja rahvusvahelise genotoksilisuse määramise rahvusvahelise seminari ettekandeid (4, 16).
The available data have also been re-evaluated in a weight-of-evidence retrospective validation study by the European Centre for the Validation of Alternative Methods (ECVAM) of the European Commission, and the test method has been endorsed as scientifically valid by the ECVAM Scientific Advisory Committee (ESAC) (32) (33) (34).
Euroopa Komisjoni alternatiivmeetodite valideerimise Euroopa keskus (ECVAM) on tõendite kaalukusel põhineva tagasihaarava valideerimisuuringuga olemasolevaid andmeid ka uuesti hinnanud ning katsemeetodi teaduslikku õigsust on toetanud ECVAMi teadusnõustajate komitee (ESAC) (32, 33, 34).
The use of the human TK6 lymphoblastoid cell line (35), HepG2 cells (36) (37) and primary Syrian Hamster Embryo cells (38) has been described, although they have not been used in validation studies.
On kirjeldatud inimese TK6-lümfoblastoidrakuliini (35), HepG2-rakkude (36, 37) ja primaarsete Süüria hamstri looterakkude (38) kasutamist, kuid valideerimisuuringutes neid ei kasutatud.
Tests conducted in vitro generally require the use of an exogenous source of metabolic activation unless the cells are metabolically competent with respect to the substances being tested.
In vitro tehtavad katsed nõuavad üldjuhul välist metaboolse aktiveerimise allikat, kui rakud ei ole uuritavate kemikaalide suhtes metaboolselt kompetentsed.
The exogenous metabolic activation system does not entirely mimic in vivo conditions.
Välise metaboolse aktiveerimise süsteem ei ole täielikult sarnane in vivo tingimustega.
Care should also be taken to avoid conditions that would lead to artefactual positive results which do not reflect intrinsic mutagenicity, and may arise from such factors as marked changes in pH or osmolality, or by high levels of cytotoxicity (39) (40) (41).
Tuleb hoolitseda, et välditaks valepositiivseid tulemusi põhjustavaid tingimusi, mis ei peegelda looduslikku mutageensust ja võivad tuleneda pH või osmolaalsuse suurtest muutustest või tsütotoksilisuse kõrgest tasemest (39, 40, 41).
If the test chemical causes a change in the pH of the medium at the time of addition, the pH should be adjusted, preferably by buffering the stock solution so that all the volumes at all test concentrations, and for all controls, remain the same.
Kui uuritav kemikaal tekitab lisamisel keskkonna pH muutuse, tuleb pH õigeks seada, eelistatult varulahusesse puhvri lisamisega, nii et kõik ruumalad kõikides katsetingimustes ja kõikide kontrollproovidega jääksid samaks.
To analyse the induction of micronuclei, it is essential that mitosis has occurred in both treated and untreated cultures.
Mikrotuumade tekkimise induktsiooni analüüsimiseks on väga tähtis, et mitoos oleks toimunud nii uuritava kemikaaliga töödeldud kultuurides kui ka töötlemata kultuurides.
The most informative stage for scoring micronuclei is in cells that have completed one mitosis during or after treatment with the test substance.
Kõige informatiivsem mikrotuumade tekke hindamise seisukohast on olukord, kus rakud on lõpetanud ühe mitoosi uuritava kemikaaliga töötlemise ajal või pärast seda.
Cell cultures of human or mammalian origin are exposed to the test substance both with and without an exogenous source of metabolic activation unless cells with an adequate metabolising capability are used.
Inimpäritoluga või imetajast saadud rakukultuurid viiakse kokkupuutesse uuritava ainega nii metaboolse aktivatsiooni välise allika juuresolekul kui ka puudumisel, kui ei kasutata vajaliku metaboliseerimisvõimega rakke.
Concurrent solvent/vehicle (VC) and positive control chemicals (PC) are included in all tests.
Igas katses tehakse paralleelsed katsed ka lahusti/pealekandmisvahendi kontrolli ja positiivse kontrolli kemikaalidega.
During or after exposure to the test substance, the cells are grown for a period sufficient to allow chromosome or spindle damage to lead to the formation of micronuclei in interphase cells.
Uuritava kemikaaliga kokkupuute ajal või pärast seda kasvatatakse rakke piisavalt kaua, et kromosoomi- või värtnakahjustus võiks viia mikrotuumade tekkimiseni interfaasis olevates rakkudes.
For induction of aneuploidy, the test substance should ordinarily be present during mitosis.
Aneuploidsuse tekitamiseks peaks uuritav aine tavaliselt olema mitoosi ajal juures.
Harvested and stained interphase cells are analysed for the presence of micronuclei.
Kogutud ja värvitud interfaasirakke uuritakse mikrotuumade olemasolu kindlakstegemiseks.
Ideally, micronuclei should only be scored in those cells that have completed mitosis during exposure to the test substance or during the post-exposure period, if one is used.
Ideaaljuhul tuleks mikrotuumad arvesse võtta üksnes sellistes rakkudes, mis on lõpetanud mitoosi kas uuritava ainega kokkupuute ajal või kokkupuutejärgse aja jooksul, kui seda kasutatakse.
In cultures that have been treated with a cytokinesis blocker, this is achieved by scoring only binucleate cells.
Tsütokineesiblokkeriga töödeldud kultuurides saavutatakse see ainult kahetuumsete rakkude arvessevõtmisega.
In the absence of a cytokinesis blocker, it is important to demonstrate that the cells analysed are likely to have undergone cell division during or after exposure to the test substance.
Tsütokineesiblokkeri puudumise korral on oluline tõendada, et uuritud rakud tõenäoliselt läbisid raku jagunemise uuritava ainega kokkupuute ajal või pärast seda.
For all protocols, it is important to demonstrate that cell proliferation has occurred in both the control and treated cultures, and the extent of test substance-induced cytotoxicity or cytostasis should be assessed in the cultures (or in parallel cultures) that are scored for micronuclei.
Kõigi katse-eeskirjade puhul on oluline tõendada, et rakkude paljunemine on toimunud nii kontrollkultuurides kui ka uuritava ainega töödeldud kultuurides, ning vaja on hinnata ainest tingitud tsütotoksilisust või tsütostaasi kultuurides (või paralleelkultuurides), mida uuritakse mikrotuumade esinemise suhtes.
Cultured primary human peripheral blood lymphocytes (5) (19) (42) (43) and a number of rodent cell lines such as CHO, V79, CHL/IU, and L5178Y cells may be used (18) (19) (20) (21) (22) (25) (26) (27) (28) (30).
Võib kasutada primaarsete inimese perifeerse vere lümfotsüütide rakukultuuri (5, 19, 42, 43) ja mitmeid näriliste rakuliine nagu CHO, V79, CHL/IU ja L5178Y (18, 19, 20, 21, 22, 25, 26, 27, 28, 30).
The use of other cell lines and types should be justified based on their demonstrated performance in the assay, as described in the Acceptability Criteria section.
Muude rakuliinide ja -tüüpide kasutamist tuleb põhjendada, nagu on kirjeldatud katse kehtivuse kriteeriumide punktis, tõendades, et katse annab nendega usaldusväärseid tulemusi.
Because the background frequency of micronuclei will influence the sensitivity of the assay, it is recommended that cell types with a low, stable background frequency of micronucleus formation be used.
Kuna mikrotuumade esinemise taustsagedus mõjutab katse tundlikkust, soovitatakse kasutada rakutüüpe, millel mikrotuumade moodustumise taustsagedus on madal ja stabiilne.
Human peripheral blood lymphocytes should be obtained from young (approximately 18-35 years of age), healthy, non-smoking individuals with no known recent exposures to genotoxic chemicals or radiation.
Inimese perifeerse vere lümfotsüüdid tuleb saada noorelt (ligikaudu 18–35-aastaselt), tervelt mittesuitsetavalt isikult, kes teadaolevalt ei ole hiljuti genotoksiliste kemikaalide ega radiatsiooniga kokku puutunud.
If cells from more than one donor are pooled for use, the number of donors should be specified.
Kui eri doonoritelt kogutud rakud kasutamiseks ühendatakse, tuleb esitada doonorite arv.
The micronucleus frequency increases with age and this trend is more marked in females than in males (44) and this should be taken into account in the selection of donor cells for pooling.
Mikrotuumade esinemise sagedus suureneb vanusega; see tendents on märgatavam naiste kui meeste puhul (44) ning seda tuleks ühendatavate doonorirakkude valimisel arvesse võtta.
Appropriate culture medium and incubation conditions (culture vessels, CO2 concentration, temperature, and humidity) should be used for maintaining cultures.
Rakukultuuride säilitamiseks tuleks kasutada sobivat kasvukeskkonda ja inkubeerimistingimusi (kasvunõud, CO2 kontsentratsioon, temperatuur ja niiskus).
Established cell lines and strains should be checked routinely for the stability of the modal chromosome number and the absence of mycoplasma contamination, and should not be used if contaminated or if the modal chromosome number has changed.
Püsivaid rakuliine ja -tüvesid tuleb korrapäraselt kontrollida modaalse kromosoomiarvu stabiilsuse ning mükoplasmaga saastumise puudumise suhtes; ei tohiks kasutada rakuliine või -tüvesid, mis on saastunud või mille modaalne kromosoomide arv on muutunud.
The normal cell cycle time for the culture conditions used in the testing laboratory should be known.
Kasutatavate rakkude normaalse rakutsükli kestus katselabori kasvutingimustes peaks olema teada.
If the cytokinesis-block method is used then the concentration of the cytokinesis inhibitor should be optimised for the particular cell type and should be shown to produce a good yield of binucleate cells for scoring.
Kui kasutatakse blokeeritud tsütokineesi meetodit, tuleb tsütokineesi inhibiitori kontsentratsioon konkreetse rakutüübi jaoks optimeerida ja näidata, et see annab hindamiseks vajalike kahetuumsete rakkude hea saagise.
Established cell lines and strains: cells are propagated from stock cultures, seeded in culture medium at a density such that the cultures will not reach confluency in monolayers, and suspension cultures will not reach excessive density before the time of harvest, and incubated at 37 °C.
Püsivad rakuliinid ja -tüved: rakud paljundatakse tüvikultuuridest, mis on külvatud kasvukeskkonda sellise tihedusega, et rakukultuur ei jõua monokihi puhul söödet täielikult katta enne kogumisaega ning suspensioonkultuuri puhul ei muutu liiga tihedaks, ja inkubeeritakse 37 °C juures.
Lymphocytes: whole blood treated with an anti-coagulant (e.g. heparin), or separated lymphocytes, are cultured in the presence of a mitogen e.g. phytohaemagglutinin (PHA) prior to exposure to the test substance and cytoB.
Lümfotsüüdid: antikoagulandiga (näiteks hepariiniga) töödeldud täisverd või eraldatud lümfotsüüte kasvatatakse enne uuritava aine ja tsütoB-ga kokkupuudet mitogeeni, näiteks fütohemaglutiniini juuresolekul.
Exogenous metabolising systems should be used when using cells with inadequate endogenous metabolic capacity.
Kui kasutatakse puuduliku endogeense metabolismivõimega rakke, tuleks kasutada välist metaboliseerivat süsteemi.
The most commonly used system is a co-factor-supplemented post-mitochondrial fraction (S9) prepared from the livers of rodents treated with enzyme-inducing agents such as Aroclor 1254 (45) (46) or a combination of phenobarbitone and β-naphthoflavone (46) (47) (48) (49).
Enimkasutatav süsteem on näriliste ensüüme indutseerivate ainete, nt Aroclor 1254-ga (45, 46) või fenobarbitooni ja β-naftoflavooniga (46, 47, 48, 49), töödeldud maksa postmitokondriaalne fraktsioon (S9), mida on täiendatud kofaktoritega.
The latter combination does not conflict with the Stockholm Convention on Persistent Organic Pollutants (50) and Regulation (EC) No 850/2004 on Persistent Organic Pollutants (66) and has been shown to be as effective as Aroclor 1254 for inducing mixed-function oxidases (46) (47) (48) (49).
Fenobarbitooni ja β-naftoflavooni kasutamine ei ole vastuolus püsivate orgaaniliste saasteainete Stockholmi konventsiooniga (50) ega määrusega (EÜ) nr 850/2004 (püsivate orgaaniliste saasteainete kohta) (66) ning on tõendatud, et see on segafunktsiooniga oksüdaaside indutseerimisel sama tõhus kui Aroclor 1254 (46, 47, 48, 49).
The S9 fraction typically is used at concentrations ranging from 1-10 % (v/v) in the final test medium.
Postmitokondriaalset fraktsiooni kasutatakse tavaliselt kontsentratsioonis 1–10 mahuprotsenti lõplikus katsekeskkonnas.
The condition of a metabolic activation system may depend upon the class of chemical being tested and in some cases it may be appropriate to utilise more than one S9 concentration.
Metaboolse aktivatsiooni süsteemi tingimuste valik võib sõltuda uuritava aine keemilisest aineklassist ja mõnel juhul võib olla sobiv kasutada rohkem kui ühte S9 kontsentratsiooni.
Genetically engineered cell lines expressing specific human or rodent activating enzymes may eliminate the need for an exogenous metabolic activation system, and may be used as the test cells.
Katse tegemiseks võib kasutada geneetiliselt muundatud rakuliine, milles töötavad konkreetsed inimese või närilise aktiveerivad ensüümid; sel juhul ei ole välist metaboolse aktivatsiooni süsteemi vaja.
In such cases the choice of the cell lines used should be scientifically justified, e.g. by relevance of the mixed function oxidases for the metabolism of the test substance (51), and their responsiveness to known clastogens and aneugens (see separate section on Acceptability Criteria).
Sel juhul peab rakuliini valik olema teaduslikult põhjendatud, näiteks sellega, et segafunktsiooniga oksüdaasid on seotud uuritava aine metabolismiga (51) ja on tundlikud teadaolevate klastogeenide ja aneugeenide toime suhtes (vt katse kehtivuse kriteeriume käsitlev punkt).
It should be recognised that the substance being tested may not be metabolised by the expressed mixed function oxidase(s); in this case, the negative results would not indicate that the test substance cannot induce micronuclei.
Tuleb endale aru anda, et rakus töötav(ad) segafunktsiooniga oksüdaas(id) ei tarvitse uuritavat ainet metaboliseerida; sellisel juhul katse negatiivne tulemus ei tõenda, et uuritav aine ei suuda tekitada mikrotuumi.
Test substance preparation
Uuritava aine ettevalmistamine
Solid chemicals should be dissolved in appropriate solvents or vehicles and diluted, if appropriate, prior to treatment of the cells.
Tahke uuritav aine tuleb lahustada sobivas lahustis või kandeaines ja vajaduse korral lahjendada enne rakkude töötlemist.
Liquid chemicals may be added directly to the test systems and/or diluted prior to treatment.
Vedelat kemikaali võib lisada otse katsesüsteemi ja/või lahjendada enne töötlemist.
Gases or volatile chemicals should be tested by appropriate modifications to the standard protocols, such as treatment in sealed vessels (52) (53).
Gaasi või lenduva kemikaali uurimiseks tuleks tavalist katse-eeskirja sobivalt muuta, näiteks töödelda suletud anumas (52, 53).
Fresh preparations of the test substance should be used unless stability data demonstrate the acceptability of storage.
Tuleks kasutada uuritava aine värskeid preparaate, välja arvatud siis, kui andmed püsivuse kohta näitavad, et säilitamine on aktsepteeritav.
Solvents/vehicles
Lahusti/kandeaine
The solvent/vehicle should not react with the test substance, or be incompatible with the survival of the cells or with the maintenance of S9 activity at the concentration used.
Lahusti/kandeaine ei tohiks uuritava ainega reageerida ega kasutatavas kontsentratsioonis oluliselt kahjustada rakkude eluvõimet või S9 aktiivsust.
If other than well established solvent/vehicles (e.g. water, cell culture medium, dimethyl sulfoxide) are used, their use should be supported by data indicating their compatibility with the test substance and their lack of genetic toxicity.
Kui kasutatakse muid aineid peale tunnustatud lahustite/kandeainete (vesi, rakukultuuri kasvukeskkond, dimetüülsulfoksiid), tuleb esitada tõendavad andmed, et aine sobib uuritava ainega kasutamiseks ega ole genotoksiline.
It is recommended that, wherever possible, the use of an aqueous solvent/vehicle should be considered first.
Soovitatav on võimaluse korral alati kõigepealt kaaluda vee kui lahusti/kandeaine kasutamist.
Use of cytoB as a cytokinesis blocker
TsütoB kui tsütokineesi blokeerija kasutamine
One of the most important considerations in the performance of the MNvit assay is ensuring that the cells being scored have completed mitosis during the treatment or the post-treatment incubation period, if one is used.
Üks olulisemaid asju MNvit-katse tegemisel on tagada, et loendatud rakud oleksid uuritava ainega töötlemise või töötlemisjärgse inkubeerimise ajal (kui rakke pärast töötlemist inkubeeritakse) lõpetanud mitoosi.
CytoB is the agent that has been most widely used to block cytokinesis because it inhibits actin assembly, and thus prevents separation of daughter cells after mitosis, leading to the formation of binucleated cells (5) (54) (55).
Tsütokineesi blokeerimiseks on kõige rohkem kasutatud tsütoB-d, kuna see inhibeerib aktiini polümerisatsiooni, hoiab sellega ära tütarrakkude eraldumise pärast mitoosi, mille tagajärjel tekivad kahetuumsed rakud (5, 54, 55).
Micronucleus scoring, therefore, can be limited to cells that have gone through mitosis during or after treatment.
Mikrotuumade loendamise saab seepärast piirata üksnes selliste rakkudega, mis on töötlemise ajal või pärast seda läbinud mitoosi.