natgillin/translations-raw huggingface dataset:
A positive result from the UDS test with mammalian liver cells in vivo indicate that a test substance induces DNA damage in mammalian liver cells in vivo that can be repaired by unscheduled DNA synthesis in vitro.
UDS-katse imetajate maksarakkudega in vivo positiivne tulemus viitab sellele, et uuritav aine põhjustab DNA kahjustuse imetajate maksarakkudes in vivo, mida saab parandada plaanivälise DNA sünteesi in vitro abil.
A negative result indicates that, under the test conditions, the test substance does not induce DNA damage that is detectable by this test.
Negatiivne tulemus viitab sellele, et uuritav aine ei põhjusta katsetingimustes DNA kahjustust, mis oleks käesolevas katses avastatav.
The likelihood that the test substance reaches the general circulation or specifically the target tissue (e.g. systemic toxicity) should be discussed.
Tõenäosust, et uuritav aine jõuab üldisesse vereringesse või eriti sihtkoesse (nt süsteemne toksilisus), tuleks arutada.
positive and negative vehicle/solvent controls,
positiivsed ja negatiivsed (kandjaaine/lahus) kontrollid;
methods for verifying that test agent reached the general circulation or target tissue, if applicable,
meetodid, mis kinnitavad, et uuritav aine jõuab üldvereringesse või sihtkoesse, vajaduse korral;
method of liver cell preparation and culture,
maksarakkude preparaatide ja kultuuride valmistamise meetod;
number of slides prepared and numbers of cells scored,
prepareeritud objektiklaaside arv ja loendatud rakkude arv;
evaluation criteria,
hindamiskriteeriumid;
criteria for considering studies as positive, negative or equivocal,
kriteeriumid, mille alusel uurimusi liigitatakse positiivseteks, negatiivseteks või ebaselgeteks.
individual slide, animal and group mean values for nuclear grains, cytoplasmic grains, and net nuclear grains,
tuumas olevate osakeste, tsütoplasmas olevate osakeste ja osakeste koguarvu tuumas keskväärtused üksikute objektiklaaside, loomade ja rühma kohta;
dose-response relationship, if available,
doosi ja toime suhe, võimaluse korral;
statistical evaluation if any,
võimalikud statistilised analüüsid;
historical negative (solvent/vehicle) and positive control data with range, means and standard deviations,
varasemate negatiivsete (lahusti/kandjaaine) ja positiivsete kontrollide andmed, sh vahemikud, keskväärtused ja standardhälbed;
number of ‘cells in repair’ if determined,
„parandatavate rakkude” arv, kui see on määratud;
number of S-phase cells if determined,
S-faasi rakkude arv, kui see on määratud;
viability of the cells.
rakkude elujõulisus.
Ashby, J., Lefevre, P.A., Burlinson, B. and Penman, M.G., (1985) An Assessment of the In Vivo Rat Hepatocyte DNA Repair Assay.
Ashby, J. Lefevre, P. A., Burlinson, B. and Penman, M. G. (1985), An Assessment of the In Vivo Rat.
Mutation Res., 156, p. 1-18.
Hepatocyte DNA Repair Assay, Mutation Res., 156, pp. 1-18.
Butterworth, B.E., Ashby, J., Bermudez, E., Casciano, D., Mirsalis, J., Probst, G. and Williams, G., (1987) A Protocol and Guide for the In Vivo Rat Hepatocyte DNA-Repair Assay.
Butterworth, B. E., Ashby, J., Bermudez, E., Casciano, D., Mirsalis, J., Probst, G. and Williams, G. (1987), A Protocol and Guide for the In Vivo Rat Hepatocyte DNA Repair Assay, Mutation Res., 189, pp.
Madle, S., Dean, S.W., Andrae, U., Brambilla, G., Burlinson, B., Doolittle, D.J., Furihata, C., Hertner, T., McQueen, C.A. and Mori, H., (1993) Recommendations for the Performance of UDS Tests In Vitro and In Vivo.
Madle, S., Dean, S. W., Andrac, U., Brambilla.
Mutation Res., 312, p. 263-285.
G., Burlinson, B., Doolittle, D. J., Furihata, C, Hertner, T., McQueen, C. A. and Mori, H. (1993), Recommendations for the Performance of UDS Tests In Vitro and In Vivo, Mutation Res., 312, pp. 263-285.
Fautz, R., Hussain, B., Efstathiou, E. and Hechenberger-Freudl, C., (1993) Assessment of the Relation Between the Initial Viability and the Attachment of Freshly Isolated Rat Hepatocytes Used for the In Vivo/In Vitro DNA Repair Assay (UDS).
Fautz, R., Hussain, B., Efstathiou, E. and Hechenberger-Freudl.
Mutation Res., 291, p. 21-27.
(1993), Assessment of the Relation Between the Initial Viability and the Attachment of Freshly Isolated Rat Hepatocytes Used for the In Vivo/In Vitro DNA Repair Assay (UDS), Mutation Res., 291, pp. 21-27.
Mutagen, 4, p. 553-562.
Mutagen, 4, pp. 553-562.
This testing method is equivalent to the OECD TG 430 (2004).
Käesolev katsemeetod vastab suunisele OECD TG 430 (2004).
Skin corrosion refers to the production of irreversible tissue damage in the skin following the application of a test material (as defined by the Globally Harmonised System for the Classification and Labelling of Chemical Substances and Mixtures (GHS)) (1).
Nahasöövitus tähendab pöördumatu koekahjustuse tekitamist nahas uuritava ainega (vastavalt keemiliste ainete ja segude liigitamise ja märgistamise ülemaailmselt harmoneeritud süsteemi (GHS) määratlusele) (1).
This method provides a procedure by which the assessment of corrosivity is not carried out in live animals.
Käesoleva meetodi puhul ei kasutata söövitava toime hindamiseks elusloomi.
The assessment of skin corrosivity has typically involved the use of laboratory animals (2).
Nahka söövitava toime hindamisel on tavaliselt kasutatud laboriloomi (2).
Concern for the pain and suffering of animals involved with this procedure has been addressed in the revision of testing method B.4 that allows for the determination of skin corrosion by using alternative, in vitro, methods, avoiding pain and suffering.
Kuna selline määramine põhjustas loomadele valu ja kannatusi, töötati välja katsemeetodi B.4 uus versioon, mille kohaselt on nahka söövitavat toimet võimalik hinnata alternatiivsete in vitro meetoditega, vältides valu ja kannatusi.
A first step towards defining alternative tests that could be used for skin corrosivity testing for regulatory purposes was the conduct of prevalidation studies (3).
Esimene samm muude katsete määratlemisel, mida saaks kasutada nahka söövitava toime uurimiseks õigusliku reguleerimise eesmärgil, oli eelvalideerimisuuring (3).
Following this, a formal validation study of in vitro methods for assessing skin corrosion (4)(5) was conducted (6)(7)(8).
Seejärel viidi läbi nahasöövituse hindamise in vitro meetodite (4 ja 5) vormikohane valideerimine (6, 7 ja 8).
The outcome of these studies and other published literature led to the recommendation that the following tests could be used for the assessment of in vivo skin corrosivity (9)(10)(11): the human skin model test (see tesing method B.40bis) and the transcutaneous electrical resistance test (this method).
Kõnealuste uuringute ja muude kirjandusandmete alusel soovitatakse in vivo nahka söövitava toime määramiseks kasutada järgmisi katseid (9, 10 ja 11): katse inimnaha mudeliga (vt katsemeetod B.40a) ja transkutaanse elektritakistuse mõõtmine (käesolev meetod).
A validation study and other published studies have reported that the rat skin transcutaneous electrical resistance (TER) assay (12)(13) is able to reliably discriminate between known skin corrosives and non-corrosives (5)(9).
Valideerimisuuring ja muud avaldatud uuringud on näidanud, et rotinaha transkutaanse elektritakistuse (TER) mõõtmisega (12 ja 13) saab usaldusväärselt eristada teadaolevaid nahka söövitavaid ja mittesöövitavaid aineid (5 ja 9).
The test described in this method allows the identification of corrosive chemical substances and mixtures.
Käesolevas metoodikas kirjeldatud katse võimaldab kindlaks teha söövitavad keemilised ained ja segud.
It further enables the identification of non-corrosive substances and mixtures when supported by a weight of evidence determination using other existing information (e.g. pH, structure-activity-relationships, human and/or animal data) (1)(2)(11)(14).
Samuti võimaldab see kindlaks määrata mittesöövitavad ained ja segud, kui seejuures arvestatakse ka muid kaalukaid tõendeid (nt pH, struktuuri-aktiivsuse seos, inim- ja/või loomkatsete andmed) (1, 2, 11 ja 14).
It does not provide information on skin irritation, nor does it allow the sub-categorisation of corrosive substances as permitted in the Globally Harmonised Classification System (GHS) (1).
Katse ei anna teavet nahaärrituse kohta, samuti ei võimalda see söövitavate ainete liigitamist ülemaailmselt harmoneeritud liigitus süsteemi (GHS) (1) lubatavuskriteeriumide alusel alamkategooriatesse.
For a full evaluation of local skin effects after a single dermal exposure, it is recommended to follow the sequential testing strategy as appended to testing method B.4 (2) and provided in the Globally Harmonised System (1).
Lokaalse nahatoime põhjalikuks hindamiseks pärast naha ühekordset kokkupuudet ainega on soovitatav järgida järjestikuste katsete strateegiat, mis on esitatud katsemeetodi B.4 (2) lisas ja ülemaailmselt harmoneeritud süsteemis (1).
This testing strategy includes the conduct of in vitro tests for skin corrosion (as described in this method) and skin irritation before considering testing in live animals.
Nimetatud strateegia hõlmab in vitro katsete läbiviimist nahasöövituse (nagu kirjeldatud käesolevas meetodis) ja nahaärrituse uurimiseks, enne kui hakatakse kaaluma katsete läbiviimist elusloomadega.
Skin corrosionin vivo: is the production of irreversible damage of the skin: namely, visible necrosis through the epidermis and into the dermis, following the application of a test subsance for up to four hours.
Nahasöövitusin vivo – pöördumatu kahjustuse tekitamine nahas: läbi epidermise pärisnahka (dermasse) ulatuv nähtav nekroos, mis tekib kuni neljatunnisel kokkupuutel katseainega.
Corrosive reactions are typified by ulcers, bleeding, bloody scabs, and, by the end of the observation at 14 days, by discolouration due to blanching of the skin, complete areas of alopecia, and scars.
Söövitusreaktsioonide tüüpilised avaldumisvormid on haavandid, verejooks, verised kärnad ning 14päevase vaatlusperioodi lõpuks värvimuutus naha valastumise tõttu, täielikult karvavabad alad ja armid.
Transcutaneous Electrical Resistance (TER): is a measure of the electrical impendance of the skin, as a resistance value in kilo Ohms.
Transkutaanne elektritakistus (TER) – naha elektrilise impedantsi mõõt, takistuse väärtus väljendatuna kilo-oomides.
A simple and robust method of assessing barrier function by recording the passage of ions through the skin using a Wheatstone bridge apparatus.
Lihtne ja töökindel meetod kaitsefunktsiooni hindamiseks, salvestades Wheatstone’i silla abil nahka läbivad ioonivood.
Reference chemicals
Etalonkemikaalid
1,2-Diaminopropane
1,2-diaminopropaan
Severely corrosive
tugevalt söövitav
Acrylic Acid
akrüülhape
Severely Corrosive
tugevalt söövitav
2-tert. Butylphenol
2-tert-butüülfenool
Corrosive
söövitav
Potassium hydroxide (10 %)
kaaliumhüdroksiid (10 %)
Sulfuric acid (10 %)
väävelhape (10 %)
Octanoic acid (caprylic acid)
oktaanhape (kaprüülhape)
4-Amino-1,2,4-triazole
4-amino-1,2,4-triasool
Not corrosive
mittesöövitav
Phenethyl bromide
fenetüülbromiid
Tetrachloroethylene
tetrakloroetüleen
Isostearic acid
isosteariinhape
4-(Methylthio)-benzaldehyde
4-(metüültio)-bensaldehüüd
Most of the chemicals listed are taken from the list of chemicals selected for the ECVAM international validation study (4).
Enamik loetletud kemikaale on võetud ECVAMi rahvusvahelise valideerimisuuringu (4) jaoks valitud kemikaalide loetelust.
Their selection is based on the following criteria:
Nende valimine põhineb järgmistel kriteeriumidel:
equal number of corrosive and non-corrosive substances;
söövitavate ja mittesöövitavate ainete võrdne arv;
commercially available substances covering most of the relevant chemical classes;
kaubanduslikult kättesaadavad ained, millega on hõlmatud olulisemad keemiliste ainete klassid;
inclusion of severely corrosive as well as less corrosive substances in order to enable discrimination based on corrosive potency;
tugevalt söövitavate ja vähem söövitavate ainete lisamine loetellu, et võimaldada vahetegemist söövitusvõime alusel;
choice of chemicals that can be handled in a laboratory without posing other serious hazards than corrosivity.
kemikaalid, mis ei kujuta laboris kasutamisel muud tõsist ohtu peale söövitava toime.
The test material is applied for up to 24 hours to the epidermal surfaces of skin discs in a two-compartment test system in which the skin discs function as the separation between the compartments.
Uuritav aine kantakse kuni 24 tunniks nahaliistakute epidermisele kahekambrilises katsesüsteemis, milles nahaliistakud toimivad vaheseinana kambrite vahel.
The skin discs are taken from humanely killed rats aged 28-30 days.
Nahaliistakud võetakse humaansel viisil surmatud 28–30 päeva vanustelt rottidelt.
Corrosive materials are identified by their ability to produce a loss of normal stratum corneum integrity and barrier function, which is measured as a reduction in the TER below a threshold level (12).
Söövitavad ained tehakse kindlaks nende võime järgi põhjustada normaalse sarvkihi (stratum corneum) terviklikkuse ja kaitsefunktsiooni kadumist, mida näitab TERi vähenemine allapoole läviväärtust (12).
For rat TER, a cut-off value of 5 kΏ has been selected based on extensive data for a wide range of chemicals where the vast majority of values were either clearly well above (often > 10 kΩ), or well below (often < 3 kΩ) this value (12).
Roti TERi kriitiliseks väärtuseks on valitud 5 kΩ, selle valiku aluseks on suur hulk andmeid mitmesuguste kemikaalide kohta, kus enamik väärtusi olid kas tuntavalt üle (sageli rohkem kui 10 kΩ) või alla (sageli vähem kui 3 kΩ) selle väärtuse (12).
Generally, materials which are non-corrosive in animals but are irritating or non-irritating do not reduce the TER below this cut-off value.
Ained, mis ei ole loomadele mittesöövitavad, kuid on ärritavad või mitteärritavad, üldiselt ei vähenda TERi sedavõrd, et see langeb alla kõnealuse kriitilise väärtuse.
Furthermore, use of other skin preparations or other equipment may alter the cut-off value, necessitating further validation.
Muude nahapreparaatide või muu aparatuuri kasutamine võib seejuures muuta seda kriitilist väärtust ning sel juhul on vajalik täiendav valideerimine.
A dye-binding step is incorporated into the test procedure for confirmation testing of positive results in the TER including values around 5 kΩ.
Meetodile on lisatud värvaine sidumise etapp, et kinnitada katsetamisel saadavaid TERi positiivseid tulemusi, sealhulgas 5 kΩ lähedal olevaid väärtusi.
The dye-binding step determines if the increase in ionic permeability is due to physical destruction of the stratum corneum.
Värvaine sidumisega määratakse kindlaks, kas ioonilise läbitavuse suurenemine on tingitud sarvkihi füüsilisest hävimisest.
The TER method utilising rat skin has shown to be predictive of in vivo corrosivity in the rabbit assessed under Testing Method B.4 (2).
TERi meetodiga suudeti rotinahka kasutades prognoosida in vivo söövitavat toimet jänesel, mida hinnati katsemeetodiga B.4 (2).
It should be noted that the in vivo rabbit test is highly conservative with respect to skin corrosivity and skin irritation when compared with the human skin patch test (15).
Tuleb märkida, et in vivo katse jänesega on äärmiselt konservatiivne, nii naha söövitamise kui ka nahaärrituse seisukohast, võrreldes inimnaha tükikese katsega (15).
Animals
Katseloomad
Rats are the species of choice because the sensitivity of their skin to chemicals in this test has been previously demonstrated (10).
Valitud liigiks on rott, kuna eelnevalt on tõendatud roti naha tundlikkus kemikaalide suhtes selles katses (viide 10).
The age (when the skin is collected) and strain of the rat is particularly important to ensure that the hair follicles are in the dormant phase before adult hair growth begins.
Roti vanus (naha võtmise hetkel) ja aretusliin on eriti tähtsad, kuna peab olema tagatud, et karvanääpsud on uinuvas faasis enne täiskasvanu karvakasvu algust.
The dorsal and flank hair from young, approximately 22 day-old, male or female rats (Wistar-derived or a comparable strain), is carefully removed with small clippers.
Väikeste kääridega eemaldatakse hoolikalt noorte, umbes 22päevaste (Wistar-päritolu või võrreldava aretusliiniga) emas- või isasrottide selja- ja küljekarv.
Then, the animals are washed by careful wiping, whilst submerging the clipped area in antibiotic solution (containing, for example, streptomycin, penicillin, chloramphenicol, and amphotericin, at concentrations effective in inhibiting bacterial growth).
Seejärel pestakse loomad hoolikalt pühkides ning pügatud piirkond kastetakse üleni antibiootikumilahusesse (mis sisaldab näiteks streptomütsiini, penitsilliini, klooramfenikooli ja amfoteritsiini kontsentratsioonis, mis pidurdab bakterite kasvu).
Animals are washed with antibiotics again on the third or fourth day after the first wash and are used within three days of the second wash, when the stratum corneum has recovered from the hair removal.
Loomi pestakse antibiootikumidega uuesti kolmandal või neljandal päeval pärast esimest puhastust ning kasutatakse kolme päeva jooksul pärast teist puhastust, kui sarvkiht on karvade eemaldamisest paranenud.
Preparation of the skin discs
Nahaliistakute ettevalmistamine
Animals are humanely killed when 28-30 days old; this age is critical.
Loomad surmatakse humaansel viisil 28–30 päeva vanuses; see vanus on väga oluline.
The dorso-lateral skin of each animal is then removed and stripped of excess subcutaneous fat by carefully peeling it away from the skin.
Seejärel eemaldatakse iga looma selja- ja küljenahk ning tõmmatakse sellelt ettevaatlikult maha liigne nahaalune rasvakiht.
Skin discs, with a diameter of approximately 20 mm each, are removed.
Nahast võetakse ümmargused liistakud läbimõõduga umbes 20 mm.
The skin may be stored before disks are used where it is shown that positive and negative control data are equivalent to that obtained with fresh skin.
Nahka võib enne liistakute kasutamist säilitada, kui on tõendatud, et positiivsed ja negatiivsed kontrollandmed on samaväärsed värsket nahka kasutades saadud andmetega.
Each skin disc is placed over one of the ends of a PTFE (polytetrafluoroethylene) tube, ensuring that the epidermal surface is in contact with the tube.
Iga nahaliistak asetatakse polütetrafluoroetüleentoru (edaspidi: PTFE-toru) ühele otsale, nii et toruga on kontaktis epidermisepoolne pind.
A rubber ‘O’ ring is press-fitted over the end of the tube to hold the skin in place and excess tissue is trimmed away.
Toru otsa surutakse naha paigal hoidmiseks kummist rõngastihend ja liigne kude lõigatakse ära.
Tube and ‘O’ ring dimensions are shown in Figure 2.
Toru ja rõngastihendi mõõtmed on esitatud joonisel 2.
The rubber ‘O’ ring is then carefully sealed to the end of the PTFE tube with petroleum jelly.
Seejärel ühendatakse kummist rõngastihendi ja PTFE-toru ühenduskoht hoolikalt vaseliiniga.
The tube is supported by a spring clip inside a receptor chamber containing MgSO4 solution (154 mM) (Figure 1).
Toru kinnitatakse vedruklambriga vastuvõtunõus, mis sisaldab magneesiumsulfaadi (MgSO4) lahust (154 mM) (joonis 1).
The skin disc should be fully submerged in the MgSO4 solution.
Kogu nahaliistak peab asuma MgSO4 lahuses.
As many as 10-15 skin discs can be obtained from a single rat skin.
Ühe roti nahast võib saada 10–15 nahaliistakut.
Before testing begins, the electrical resistance of two skin discs is measured as a quality control procedure for each animal skin.
Enne katse algust mõõdetakse iga looma naha kvaliteedi kontrollimiseks kahe nahaliistaku elektritakistus.
Both discs should give resistance values greater than 10 kΩ for the remainder of the discs to be used for the test.
Mõlema liistaku elektritakistus peaks olema suurem kui 10 kΩ, ainult siis tohib ülejäänud liistakuid kasutada.
If the resistance value is less than 10 kΩ, the remaining discs from that skin should be discarded.
Kui takistus on väiksem kui 10 kΩ, tuleb kõik sellest nahast saadud liistakud ära visata.
Application of the test and control substances
Uuritavate ja kontrollainete pealekandmine
Concurrent positive and negative controls should be used for each study to ensure adequate performance of the experimental model.
Uurimismudeli adekvaatsuse tõendamiseks tuleks igas uuringus kasutada paralleelselt nii positiivseid kui ka negatiivseid kontrollaineid.
Skin discs from a single animal should be used.
Tuleks kasutada ühelt ja samalt loomalt saadud nahaliistakuid.
The suggested positive and negative control substances are 10 M hydrochloric acid and distilled water, respectively.
Soovitatavad positiivsed ja negatiivsed kontrollained on vastavalt 10 M soolhape ja destilleeritud vesi.
Liquid test substances (150 μL) are applied uniformly to the epidermal surface inside the tube.
Vedelad katseained (150 μl) kantakse ühtlaselt toru sees olevale epidermisele.
When testing solid materials, a sufficient amount of the solid is applied evenly to the disc to ensure that the whole surface of the epidermis is covered.
Tahke aine uurimisel kantakse piisav kogus tahket ainet ühtlaselt nahaliistakule, nii et kogu epidermise pind on kaetud.
Deionised water (150 μL) is added on top of the solid and the tube is gently agitated.
Tahkele ainele valatakse deioniseeritud vett (150 μl) ja toru raputatakse ettevaatlikult.
In order to achieve maximum contact with the skin, solids may need to be warmed to 30 oC to melt or soften the test substance, or ground to produce a granular material or powder.
Nahaga maksimaalse kontakti saavutamiseks võib tahke aine olla sulamiseks või pehmenemiseks soojendatud kuni 30 oC-ni või peenestatud teralise materjali või pulbri saamiseks.
Three skin discs are used for each test and control substance.
Iga uuritava ja kontrollaine puhul kasutatakse kolme nahaliistakut.
Test substances are applied for 24 hours at 20-23 oC.
Uuritav aine kantakse liistakule 20–23 oC juures 24 tunniks.
The test substance is removed by washing with a jet of tap water at up to 30 oC until no further material can be removed.
Uuritav aine kõrvaldatakse pesemisega kuni 30kraadise kraanivee joa all, kuni täiendavat materjali maha pesta enam ei õnnestu.
TER measurements
TER i mõõtm ine
The skin impedance is measured as TER is measured by using a low-voltage, alternating current Wheatstone databridge (13).
Naha impedantsi – TERi – mõõdetakse madalpingel töötava Wheatstone'i vahelduvvoolusilla abil (13).
General specifications of the bridge are 1-3 Volt operating voltage, a sinus or rectangular shaped alternating current of 50 – 1000 Hz, and a measuring range of at least 0,1 – 30 kΩ.
Mõõtesilla üldised tehnilised näitajad on järgmised: tööpinge 1–3 V, siinus- või ristkülikvahelduvvool sagedusega 50–1000 Hz ja mõõtediapasoon vähemalt 0,1–30 kΩ.
The databridge used in the validation study measureds inductance, capacitance and resistance up to values of 2000 H, 2000 μF, and 2 MΩ, respectively at frequencies of 100 Hz or 1 kHz, using series or parallel values.
Valideerimisel kasutatud mõõtesillaga mõõdetakse induktiivsust, mahtuvust ja takistust kuni väärtusteni vastavalt 2000 H, 2000 μF ja 2 MD sagedustel 100 Hz või 1 kHz, kasutades jada- või rööpühenduse puhul saadud näitusid.
For the purposes of the TER corrosivity assay measurements are recorded in resistance, at a frequency of 100 Hz and using series values.
TERi määramiseks söövitavuskatses registreeritakse takistuse väärtused sagedusel 100 Hz, kasutades jadaühenduse puhul saadud näitusid.
Prior to measuring the electrical resistance, the surface tension of the skin is reduced by adding a sufficient volume of 70 % ethanol to cover the epidermis.
Enne elektritakistuse mõõtmist vähendatakse naha pindpinevust, lisades epidermise katmiseks piisavas koguses 70 %list etanooli.
After a few seconds, the ethanol is removed from the tube and the tissue is then hydrated by the addition of 3 mL MgSO4 solution (154 mM).
Mõne sekundi pärast eemaldatakse etanool torust ja kude niisutatakse 3 ml MgSO4 lahuse (154 mM) lisamisega.
The databridge electrodes are placed on either side of the skin disc to measure the resistance in kΩ/skin disc (Figure 1).
Nahaliistaku mõlemale küljele paigutatakse mõõtesilla elektroodid, et mõõta takistust ühikutes kΩ/nahaliistak (joonis 1).