natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Where egg containers, grids or meshes have been used to hold eggs within the main test vessel, these restraints should be removed after the larvae hatch [13] OECD, Paris, 1992, Test Guideline 210, ‘Fish, Early-life Stage Toxicity Test’.
Kui peamises katseanumas on marjaterade hoidmiseks kasutatud marjaterade konteinereid, reste ja võrke, tuleb need piirangud eemaldada pärast vastsete koorumist, välja arvatud see, et võrgud tuleks säilitada kalade põgenemise vältimiseks.
The timing of this transfer varies with the species and transfer may not always be necessary.
Selle ümberpaigutamise ajastamine erineb liigiti ja ümberpaigutamine ei pea alati olema vajalik.
For the semi-static technique, beakers or shallow containers may be used, and, if necessary, equipped with a mesh screen slightly elevated above the bottom of the beaker.
Poolstaatilise meetodi korral võib kasutada mõõteklaase või madalaid anumaid ja vajaduse korral võib asetada võrksõela mõõteklaasi põhjast natuke kõrgemale.
If the volume of these containers is sufficient to comply with loading requirements, (see 1.7.1.2) no transfer of embryo or larvae may be necessary.
Kui nende konteinerite ruumala on piisav, et vastata laadimisnõuetele (vt 1.7.1.2), ei ole embrüote või vastsete ümberpaigutamine vajalik.
The pH should remain within a range of ±0,5 pH units.
See peab olema katseperioodi jooksul püsiva kvaliteediga. pH peab jääma konstantseks vahemikus ±0,5 pH-ühikut.
In order to ensure that the dilution water will not unduly influence the test result (for example by complexation of test substance), or adversely affect the performance of the brood stock, samples should be taken at intervals for analysis.
Selle tagamiseks, et lahjendamiseks kasutatav vesi ei mõjutaks liigselt katse tulemusi (näiteks moodustades uuritava ainega kompleksi) ega mõjutaks negatiivselt sugukarja võimet, tuleb vaheaegade järel võtta analüüsimiseks proove.
Measurements of heavy metals (e.g. Cu, Pb, Zn, Hg, Cd and Ni), major anions and cations (e.g. Ca, Mg, Na, K, Cl and SO4), pesticides (e.g. total organophosphorus and total organochlorine pesticides), total organic carbon and suspended solids should be made, for example, every three months, where a dilution water is known to be relatively constant in quality.
Raskmetallid (nt Cu, Pb, Zn, Hg, Cd ja Ni), enamik anioone ja katioone (nt Ca, Mg, Na, K, Cl ja SO4), pestitsiidid (nt fosfororgaaniliste ja kloororgaaniliste pestitsiidide kogusisaldus), kogu orgaanilise süsiniku ja heljuva tahke aine sisaldus tuleks määrata näiteks iga kolme kuu järel, kui lahjendamiseks kasutatav vesi teatakse olevat suhteliselt püsiva kvaliteediga.
The stock solution should preferably be prepared by simply mixing or agitating the test substance in the dilution water by using mechanical means (e.g. stirring and ultrasonication).
Põhilahus tuleks eelistatavalt valmistada lihtsalt uuritava aine segamise või loksutamisega lahjendamiseks kasutatavas vees, kasutades selleks mehaanilisi vahendeid (nt segamist või ultraheli).
As far as possible, the use of solvents or dispersants (solubilising agents) should be avoided; however, such compounds may be required in some cases in order to produce a suitably concentrated stock solution.
Lahustite või dispergantide (solubiliseerivate ainete) kasutamist tuleks vältida nii palju kui võimalik; siiski võib teatud juhtudel neid ühendeid olla tarvis sobiva kontsentratsiooniga põhilahuse valmistamiseks.
Examples of suitable solvents are acetone, ethanol, methanol, dimethylformamide and triethyleneglycol.
Sobivad lahustid on näiteks atsetoon, etanool, metanool, dimetüülformamiid ja trietüleenglükool.
Examples of suitable dispersants are Cremophor RH40, Tween 80, methylcellulose 0,01 % and HCO-40.
Sobivad dispergandid on näiteks Cremophor RH40, Tween 80, 0,01 % metüültselluloos ja HCO-40.
Care should be taken when using readily biodegradable agents (e.g. acetone) and/or highly volatile as these can cause problems with bacterial built-up in flow-through tests.
Kergesti biolagunduvate ainete (nt atsetoon) ja/või väga lenduvate ainete kasutamisel tuleb olla ettevaatlik, sest need võivad põhjustada probleeme bakterite kasvu tõttu läbivooluga katsetes.
When a solubilising agent is used it must have no significant effect on survival nor visible adverse effect on the early-life stages as revealed by a solvent-only control.
Solubiliseeriva aine kasutamisel ei tohi sellel olla märkimisväärset mõju kalade ellujäämisele ega märgatavat negatiivset mõju varajastele eluetappidele, mida saab täheldada ainult lahustiga läbiviidava kontrollkatse abil.
For the semi-static technique, two different renewal procedures may be followed; either (i) new test solutions are prepared in clean vessels and surviving eggs and larvae gently transferred into the new vessels in a small volume of old solution, avoiding exposure to air, or (ii) the test organisms are retained in the vessels whilst a proportion (at least three-quarters) of the test water is changed.
Poolstaatilise meetodi korral võib järgida kahte erinevat uuendamise menetlust; kas i) uued uuritavad lahused valmistatakse puhastes anumates ja ellujäänud embrüod ja vastsed paigutatakse ettevaatlikult ümber uutesse anumatesse koos väikese koguse vana lahusega, vältides kokkupuudet õhuga, või ii) katsealused organismid hoitakse anumas, sellal kui osa (vähemalt kolmveerand) katses kasutatavast veest vahetatakse välja.
The frequency of medium renewal will depend on the stability of the test substance, but a daily water renewal is recommended.
Keskkonna uuendamine sõltub uuritava aine püsivusest, kuid vett soovitatakse uuendada iga päev.
In any case, care should be taken to avoid stressing the larvae during the water renewal operation.
Igal juhul tuleks vältida vastsetele stressi tekitamist vee uuendamise käigus.
The flow rates of stock solutions and dilution water should be checked at intervals, preferably daily, and should not vary by more than 10 % throughout the test.
Põhilahuste ja lahjendamiseks kasutatava vee voolukiirust tuleb kontrollida katse jooksul kindlate ajavahemike järel, eelistatavalt iga päev ja need ei tohiks varieeruda rohkem kui 10 % kogu uuringu jooksul.
A flow rate equivalent to at least five test chamber volumes per 24 hours has been found suitable (2).
Sobivaks peetakse voolukiirust, mis vastab vähemalt katsekambri viiekordsele ruumalale 24 tunni jooksul (2).
Useful information on the performance of fish embryo and sac-fry toxicity tests is available in the literature, some examples of which are included in the literature section of this text (7)(8)(9).
Kasulik teave kalaembrüote ja rebukotiga vastsetega tehtud toksilisuse katsete kohta on kättesaadav kirjandusest, millest mõned näited on esitatud käesoleva teksti kirjanduse jaos (7, 8, 9).
The test should start preferably within 30 minutes after the eggs have been fertilised.
Katse peaks algama eelistatavalt 30 minuti jooksul pärast marjaterade viljastamist.
The embryos are immersed in the test solution before, or as soon as possible after, commencement of the blastodisc cleavage stage and in any case before the onset of the gastrula stage.
Embrüod viiakse uuritavasse lahusesse enne või võimalikult kohe pärast looteketta jagunemise faasi algust ja kindlasti enne gastrulafaasi algust.
For eggs obtained from commercial supplier, it may not be possible to start the test immediately after fertilisation.
Nende embrüote puhul, mis saadakse kaubandusliku tarnija käest, ei pruugi olla võimalik alustada katset kohe pärast viljastamist.
As the sensitivity of the test may be seriously influenced by delaying the start of the test, the test should be initiated within eight hours after fertilisation.
Kuna katse tundlikkust võib uuringu alguse edasilükkamine tõsiselt mõjutada, tuleks uuringut alustada kaheksa tunni jooksul pärast viljastamist.
As larvae are not fed during the exposure period, the test should be terminated just before the yolk sac of any larvae in any of the test chambers has been completely absorbed or before mortalities by starvation start in controls.
Kuna vastseid ei söödeta kokkupuuteperioodi kestel, tuleks katse lõpetada vahetult enne seda, kui mis tahes vastsete rebukott ükskõik millises katsekambris on täielikult imendunud, või enne nälga suremise algust kontrollikatsetes.
The duration will depend upon the species used.
Kestus sõltub kasutatavast liigist.
Some recommended durations are given in Appendices 2 and 3.
Mõned soovitatavad kestused on toodud 2. ja 3. liites.
The number of fertilised eggs at the start of the test should be sufficient to meet statistical requirements.
Viljastatud marjaterade arv katse alguses peaks olema piisav, et vastata statistilistele nõuetele.
They should be randomly distributed among treatments, and at least 30 fertilised eggs, divided equally (or as equally as possible since it can be difficult to obtain equal batches when using some species) between at least three replicate test chambers, should be used per concentration.
Marjaterad tuleks jagada juhuvaliku alusel põhimõttel erinevate käitlusrühmade vahel ja ühe kontsentratsiooni kohta tuleks kasutada vähemalt 30 viljastatud marjatera, võrdselt jagatuna (või võimalikult võrdselt, kuna teatud liikide korral on raske saada võrdseid partiisid) vähemalt kolme dubleeriva katsekambri vahel.
The loading rate (biomass per volume of test solution) should be low enough in order that a dissolved oxygen concentration of at least 60 % ASV can be maintained without aeration.
Laadimisnorm (biomass uuritava lahuse ruumala kohta) peaks olema piisavalt väike, et õhustamiseta säilitada lahustunud hapniku kontsentratsioon, mis moodustab vähemalt 60 % õhuga küllastamisel saadavast väärtusest.
For flow-through tests, a loading rate not exceeding 0,5 g/l per 24 hours and not exceeding 5 g/l of solution at any time has been recommended (2).
Läbivooluga katsetes soovitatakse laadimisnormi, mis ei ületa 0,5 g/l 24 tunni kohta ega 5 g/l lahust mis tahes ajal (2).
The photoperiod and test water temperature should be appropriate for the test species (Appendix 2 and 3).
Fotoperiood ja katses kasutatava vee temperatuur peaksid olema sobivad katseliigile (2. ja 3. liide).
For the purpose of temperature monitoring, it may be appropriate to use an additional test vessel.
Temperatuuri monitooringuks võib olla vajalik kasutada täiendavat katseanumat.
Normally, five concentrations of the test substance spaced by a constant factor not exceeding 3,2 are required.
Tavaliselt vajatakse uuritava aine viit kontsentratsiooni, mis erinevad konstantse kordaja võrra, mis ei ole suurem kui 3,2.
The curve relating LC50 to period of exposure in the acute study should be considered when selecting the range of test concentrations.
Uuritavate kontsentratsioonide vahemiku valikul tuleks arvesse võtta LC50 ja kokkupuuteperioodi vahelist sõltuvust akuutsuse uuringu käigus.
The use of fewer than five concentrations, for example in limit tests, and a narrower concentration interval may be appropriate in some circumstances.
Teatud juhtudel võib olla sobiv kasutada vähem kui viit kontsentratsiooni, näiteks piirsisalduskatsete korral, või kasutada kitsamat kontsentratsioonivahemikku.
Concentrations of the substance higher than the 96 hour LC50 or 100 mg/l, whichever is the lower, need not be tested.
Aine kontsentratsioone, mis on suuremad kui 96 tunnile vastav LC50 või 100 mg/l, ükskõik kumb neist on madalam, ei ole tarvis uurida.
Substances should not be tested above their solubility limit in the test water.
Aineid ei peaks uuringus kasutama kogustes, mis ületavad nende lahustuvuspiiri katses kasutatavas vees.
When a solubilising agent is used to aid preparation of test solutions (see Section 1.6.6), its final concentration in the test vessels should not be greater than 0,1 ml/l and should be the same in all test vessels.
Kui uuritava lahuse valmistamisel kasutatakse solubiliseerivat ainet (vt punkti 1.6.6), ei tohiks selle lõplik kontsentratsioon katseanumas olla suurem kui 0,1 ml/l ja see peaks olema sama kõikides katseanumates.
One dilution-water control (replicated as appropriate) and also, if relevant, one control containing the solubilising-agent (replicated as appropriate) should be run in addition to the test series.
Lisaks katseseeriale tuleks kasutada ka ühte lahuse vee kontrollkatset (vajaduse korral dubleerituna) ning vajaduse korral ka ühte kontrollkatset, kus kasutatakse solubiliseerivat ainet (vajaduse korral dubleerituna).
During the test, the concentrations of the test substance are determined at regular intervals.
Katse jooksul määratakse uuritava aine kontsentratsioonid korrapäraste ajavahemike tagant.
In semi-static tests where the concentration of the test substance is expected to remain within ± 20 % of the nominal (i.e. within the range 80-120 %; see Section 1.4 and 1.6.6), it is recommended that, as a minimum, the highest and lowest test concentrations be analysed when freshly prepared and immediately prior to renewal on at least three occasions spaced evenly over the test (i.e. analyses should be made on a sample from the same solution — when freshly prepared and at renewal).
Poolstaatilistes katsetes, kus eeldatakse, et uuritava aine kontsentratsioon säilib vahemikus ± 20 % nimiväärtusest (st vahemikus 80–120 %; vt punkte 1.4 ja 1.6.6), soovitatakse analüüsida vähemalt kõige suuremaid ja madalamaid uuritavaid kontsentratsioone, nii värskelt valmistatuna kui ka vahetult enne uuendamist vähemalt kolmel korral võrdsete vahedega katse jooksul (st analüüsid tuleks teha samast lahusest saadud proovi põhjal – kui see on värskelt valmistatud ja uuendamisel).
For tests where the concentration of the test substance is not expected to remain within ± 20 % of nominal (on the basis of stability data of the substance), it is necessary to analyse all test concentrations, when freshly prepared and at renewal, but following the same regime (i.e. on at least three occasions spaced evenly over the test).
Katsete puhul, milles ei eeldata, et uuritava aine kontsentratsioon jääb vahemikku ± 20 % nimiväärtusest (uuritava aine püsivusandmete põhjal), on vajalik analüüsida kõik uuritavad kontsentratsioonid nii värskelt valmistatuna kui ka uuendamisel, kuid järgides sama režiimi (st vähemalt kolmel korral võrdsete vahedega katse jooksul).
Determination of test substance concentrations prior to renewal need only be performed on one replicate vessel at each test concentration.
Uuritava aine kontsentratsiooni määramine enne uuendamist tuleks teha ainult ühes dubleerivas anumas iga uuritava kontsentratsiooni korral.
Determinations should be made no more than seven days apart.
Määramiste vahe võib olla kõige rohkem seitse ööpäeva.
However, if evidence is available to demonstrate that the concentration of the test substance in solution has been satisfactorily maintained within ± 20 % of the nominal or measured initial concentration throughout the test, then results can be based on nominal or measured initial values.
Siiski, kui on tõendeid selle kohta, et uuritava aine kontsentratsiooni lahuses on suudetud säilitada rahuldavalt vahemikus ± 20 % nimiväärtusest või esialgsest mõõdetud kontsentratsioonist kogu katse jooksul, võivad tulemused põhineda nimi- või mõõdetud algväärtustel.
For flow-through tests, a similar sampling regime to that described for semi-static tests is appropriate (but measurement of ‘old’ solutions is not applicable in this case).
Läbivooluga katsete puhul sobib kasutada samasugust proovivõturežiimi, mida kirjeldati poolstaatiliste katsete puhul (kuid sellisel juhul ei mõõdeta „vanu” lahuseid).
However, if the test duration is more than seven days, it may be advisable to increase the number of sampling occasions during the first week (e.g. three sets of measurements) to ensure that the test concentrations are remaining stable.
Siiski, kui katse kestus ületab seitset päeva, võib olla soovitav suurendada nädalasi proovivõtmise kordasid (nt kolm mõõtmisseeriat), et kindlustada uuritavate kontsentratsioonide püsivus.
Samples may need to be centrifuged or filtered (e.g. using a 0,45 μm pore size).
Proovid võivad eeldada tsentrifuugimist või filtreerimist (nt kasutades poore suurusega 0,45 μm).
However, since neither centrifuging nor filtration appears always to separate the non-bioavailable fraction of the test substance from that which is bioavailable, samples may not be subjected to those treatments.
Siiski, kuna tsentrifuugimine ega filtreerimine ei tundu alati eraldavat uuritava aine biosaadavat osa mittebiosaadavast, ei tule proovidele ilmtingimata neid toiminguid teha.
Total hardness and salinity (if relevant) should be measured in the controls and one vessel at the highest concentration.
Kontrollkatsetes ja kõige suuremat kontsentratsiooni sisaldavas anumas mõõdetakse vee kogukaredus ja soolsus (kui see on oluline).
In semi-static tests, it is recommended that dissolved oxygen be measured more frequently, preferably before and after each water renewal or at least once at week. pH should be measured at the beginning and end of each water renewal in semi-static test and at least weekly in flow-through tests.
Poolstaatiliste katsete puhul soovitatakse lahustunud hapniku kontsentratsiooni mõõta sagedamini, eelistatavalt enne ja pärast iga vee uuendamist või vähemalt kord nädalas. pH tuleks määrata poolstaatilistes uuendamiskatsetes iga vee uuendamise alguses ja lõpus ning vähemalt kord nädalas läbivooluga katsetes.
Hardness should be measured once each test.
Karedust tuleks mõõta üks kord iga katse vältel.
Temperature should be measured daily and it should preferably be monitored continuously in at least one test vessel.
Temperatuuri tuleks mõõta kord ööpäevas ja seda tuleks eelistatavalt jälgida pidevalt vähemalt ühes katseanumas.
Stage of embryonic development
Embrüonaalse arengu staadium
The embryonic stage (i.e. gastrula stage) at the beginning of exposure to the test substance should be verified as precisely as possible.
Embrüonaalne staadium (st gastrulafaas) uuritava ainega kokkupuute alguses tuleks võimalikult täpselt tõendada.
This can be done using a representative sample of eggs suitably preserved and cleared.
Seda võib teha, kasutades sobivalt säilitatud ja puhastatud esinduslikku marjaterade proovi.
The literature may also be consulted for the description and illustration of embryonic stages (2)(5)(10)(11).
Embrüonaalse staadiumi kirjeldamiseks ja illustreerimiseks võib tutvuda ka kirjandusega (2, 5, 10, 11).
Hatching and survival
Koorumine ja ellujäämine
Observations on hatching and survival should be made at least once daily and numbers recorded.
Koorumise ja ellujäämise vaatlust tuleks teha vähemalt kord päevas ja vastavad arvud tuleks protokollida.
It may be desirable to make more frequent observations at the beginning of the test (e.g. each 30 minutes during the first three hours), since in some cases, survival times can be more relevant than only the number of deaths (e.g. when there are acute toxic effects).
Katse alguses võib olla soovitatav teha sagedasemaid vaatlusi (nt esimese kolme tunni jooksul iga 30 minuti järel), kuna teatud juhtudel võib eluspüsimise aeg olla olulisem kui ainult surmajuhtude arv (nt kui on tegemist akuutse toksilisuse mõjuga).
Dead embryos and larvae should be removed as soon as observed since they can decompose rapidly.
Surnud embrüod ja vastsed tuleks eemaldada kohe, kui neid märgatakse, kuna need võivad kiiresti laguneda.
Extreme care should be taken when removing dead individuals not to knock or physically damage adjacent eggs/larvae, these being extremely delicate and sensitive.
Eriti hoolikas tuleks olla surnud isendite eemaldamisel, et mitte häirida või füüsiliselt kahjustada kõrvalolevaid marjaterasid/vastseid, kuna need on äärmiselt õrnad ja tundlikud.
Criteria for death vary according to life stage:
Kriteeriumid surma kohta varieeruvad vastavalt eluetapile:
for eggs: particularly in the early stages, a marked loss of translucency and change in colouration, caused by coagulation and/or precipitation of protein, leading to a white opaque appearance,
marjaterade puhul: eriti varastes etappides, märkimisväärne läbipaistvuse kadumine ja värvuse muutus, mis on põhjustatud valkainete koagulatsioonist ja/või sadestamisest, millele järgneb valge läbipaistmatu välimus;
for embryos: absence of body movement and/or absence of heart beat and/or opaque discoloration in species whose embryos are normally translucent,
embrüote puhul: kehaliigutuste puudumine ja/või südamelöökide puudumine ja/või värvuse muutumine läbipaistmatuks sellisel liigil, mille embrüod on normaalselt läbipaistvad;
for larvae: immobility and/or absence of respiratory movement and/or absence of heart-beat and/or white opaque colouration of central nervous system and/or lack of reaction mechanical stimulus.
vastsete puhul: liikumatus ja/või hingamise puudumine ja/või südamelöökide puudumine ja/või kesknärvisüsteemi värvumine valgeks ja läbipaistmatuks ja/või reaktsiooni puudumine mehaanilisele ärritajale.
Abnormal appearance
Kõrvalekalded välimuses
The number of larvae showing abnormality of body form and/or pigmentation, and the stage of yolk-sac absorption, should be recorded at adequate intervals depending on the duration of the test and the nature of the abnormality described.
Vastsete arv, kelle kehakujus täheldatakse kõrvalekaldeid ja/või pigmentatsiooni, ja rebukoti imendumise etapp tuleks dokumenteerida võrdsete vaheaegade järel sõltuvalt katse kestusest ja kirjeldatud kõrvalekallete iseloomust.
It should be noted that abnormal embryos and larvae occur naturally and can be of the order of several per cent in the control(s) in some species.
Tuleks märkida, et embrüote ja vastsete kõrvalekalded esinevad loomuliku arengu käigus ja nende osakaal võib teatud liikidel olla mitmeid protsente kontrollkatse(te) suhtes.
Abnormal animals should only be removed from the test vessels on death.
Kõrvalekaldega loomad tuleb lihtsalt eemaldada katseanumast, kui need surevad.
Abnormal behaviour
Kõrvalekalded käitumises
Abnormalities, e.g. hyperventilation, uncoordinated swimming, and atypical quiescence should be recorded at adequate intervals depending on the duration of the test.
Kõrvalekalded käitumises, nt hingeldamine, koordineerimata ujumine ja ebatüüpiline liikumatus tuleks registreerida piisavate vaheaegade järel sõltuvalt katse kestusest.
These effects, although difficult to quantify, can, when observed, aid in the interpretation of mortality data, i.e. provide information on the mode of toxic action of the substance.
Need mõjud, kuigi neid on raske kvantifitseerida, võivad jälgimise korral aidata tõlgendada suremuse andmeid, st nendest võib saada teavet aine toksilisuse toimimisviisi kohta.
At the end of the test, measurement of individual lengths is recommended; standard, fork or total length may be used.
Katse lõpus on soovitatav mõõta individuaalsed pikkused; kasutada võib standardpikkust, pikkust ninamiku tipust kuni sabauime keskmiste kiirte alguseni või kogupikkust.
If however, caudal fin rot or fin erosion occurs, standard lengths should be used.
Kui siiski esineb sabapoolset uimemädanikku või uimede erosiooni, tuleks kasutada standardpikkusi.
Generally, in a well-run test, the coefficient of variation for length among replicates in the controls should be ≤ 20 %.
Üldiselt peaks hästi läbiviidud katses pikkuse variatsioonikoefitsient dubleerivates kontrollkatsetes olema ≤ 20 %.
These observations will result in some or all of the following data being available for statistical analysis:
Nendest vaatlustest saadakse andmeid järgneva statistilise analüüsi jaoks:
cumulative mortality,
kumulatiivne suremus;
numbers of healthy larvae at end of test,
tervete vastsete arv katse lõpus;
time to start of hatching and end of hatching (i.e. 90 % hatching in each replicate),
koorumise alguse ja lõppemise aeg (st 90 % koorumine igas dubleerivas proovis);
numbers of larvae hatching each day,
igal päeval kooruvate vastsete arv;
length (and weight) of surviving animals at end of the test,
ellujäänud loomade pikkus (ja kaal) katse lõpus;
numbers of larvae that are deformed or of abnormal appearance,
deformeerunud või ebatavalise välimusega vastsete arv;
numbers of larvae exhibiting abnormal behaviour.
ebatavaliselt käituvate vastsete arv.