natgillin/translations-raw huggingface dataset:
solubility and stability of the test substance in solvent/vehicle, if known,
uuritava aine lahustuvus ja püsivus lahustis/kandjaaines, kui on teada.
individual weight of the animals at the start of the test, including body weight range, mean and standard deviation for each group,
loomade individuaalne kaal katse alustamisel, sh kehakaalu vahemik, keskväärtus ja standardhälve iga rühma kohta;
positive and negative (vehicle/solvent) controls,
positiivsed ja negatiivsed (kandjaaine/lahusti) kontrollkatsed;
data from range-finding study, if conducted,
annuse määramise katse tulemused, kui need on läbi viidud;
details of test substance preparation,
uuritava aine ettevalmistamise üksikasjad;
rationale for route of administration,
manustamistee;
methods for verifying that the test substance reached the general circulation or target tissue, if applicable,
meetodid, mis verifitseerivad, et uuritav aine jõuab üldisesse vereringesse või sihtkoesse, vajaduse korral;
details of food and water quality,
üksikasjad toidu ja vee kvaliteedi kohta;
detailed description of treatment and sampling schedules,
manustamis- ja proovivõtukavade detailne kirjeldus;
methods for measurements of toxicity,
toksilisuse mõõtmise meetodid;
identity of metaphase arresting substance, its concentration and duration of treatment,
metafaasi peatav aine, selle kontsentratsioon ja manustamise kestus;
number of cells analysed per animal,
analüüsitud rakkude arv looma kohta;
signs of toxicity,
toksilisuse tunnused;
mitotic index,
mitootiline indeks;
type and number of aberrations, given separately for each animal,
aberratsioonide tüüp ja arv, antud iga looma kohta eraldi;
total number of aberrations per group with means and standard deviations,
aberratsioonide üldarv rühma kohta ning keskväärtused ja standardhälbed;
number of cells with aberrations per group with means and standard deviations,
aberratsioone sisaldavate rakkude arv rühma kohta ning keskväärtused ja standardhälbed;
changes in ploidy, if seen,
ploidsuse muutused, kui neid esineb;
concurrent negative control data,
paralleelsed negatiivse kontrolli tulemused;
historical negative control data with ranges, means and standard deviations,
varasemad negatiivsest kontrollist saadud tulemused ning vahemikud, keskväärtused ja standardhälbed;
concurrent positive control data.
paralleelsed positiivsed kontrollandmed.
Discussion of the results.
Tulemuste arutelu.
Part I revised.
Part I revised, Cambridge University Press, Cambridge, New York, Port Chester, Melbourne, Sydney, pp.
Tice, R.R., Hayashi, M., MacGregor, J.T., Anderson, D., Blakey, D.H., Holden, H.E., Kirsch-Volders, M., Oleson Jr., F.B., Pacchierotti, F., Preston, R.J., Romagna, F., Shimada, H., Sutou, S. and Vannier, B., (1994) Report from the Working Group on the In Vivo Mammalian Bone Marrow Chromosomal Aberration Test.
Tice, R. R., Hayashi, M., MacGregaro, J. T., Anderson, D., Blakey, D. H., Holden, H. E., Kirsch-Volders, M., Oleson Jr., F. B., Pacchierotti, F., Preston, R. J., Romagna, F., Shimada, H., Sutou, S. and Vannier, B. (1994), Report from the Working Group on the in Vivo Mammalian Bone Marrow Chromosomal Aberration Test, Mutation Res., 312, pp.
This method is a replicate of the OECD TG 474, Mammalian Erythrocyte Micronucleus Test (1997).
Käesolev meetod lähtub juhendist OECD TG 474, Mammalian Erythrocyte Micronucleus Test (1997).
The mammalian in vivo micronucleus test is used for the detection of damage induced by the test substance to the chromosomes or the mitotic apparatus of erythroblasts by analysis of erythrocytes as sampled in bone marrow and/or peripheral blood cells of animals, usually rodents.
Imetajate pisituuma katset in vivo kasutatakse uuritava aine põhjustatud kromosoomikahjustuse või mitoosiaparaadi kahjustuse avastamiseks erütroblastides, analüüsides loomade, tavaliselt näriliste luuüdist ja/või perifeersetest vererakkudest võetud erütrotsüüte.
The purpose of the micronucleus test is to identify substances that cause cytogenetic damage, which results in the formation of micronuclei containing lagging chromosome fragments or whole chromosomes.
Pisituuma katse eesmärk on identifitseerida ained, mis põhjustavad tsütogeenset kahjustust, mille tulemuseks on kromosoomiloive fragmente või terveid kromosoome sisaldava pisituuma moodustamine.
When a bone marrow erythroblast develops into a polychromatic erythrocyte, the main nucleus is extruded; any micronucleus that has been formed may remain behind in the otherwise anucleated cytoplasm.
Kui luuüdi erütroblast areneb polükromaatseks erütrotsüüdiks, siis põhituum lükatakse välja; mis tahes moodustatud pisituum võib jääda muul viisil tuumata tsütoplasmasse.
Visualisation of micronuclei is facilitated in these cells because they lack a main nucleus.
Põhituuma puudumine hõlbustab pisituumade avastamist neis rakkudes.
An increase in the frequency of micronucleated polychromatic erythrocytes in treated animals is an indication of induced chromosome damage.
Pisituumsete polükromaatsete erütrotsüütide sageduse suurenemine katseloomade puhul on indutseeritud kromosoomikahjustuse indikaatoriks.
The bone marrow of rodents is routinely used in this test since polychromatic erythrocytes are produced in that tissue.
Tavaliselt kasutatakse näriliste luuüdi käesolevas katses kuni polükromaatsete erütrotsüütide moodustumiseni kõnealuses koes.
The measurement of micronucleated immature (polychromatic) erythrocytes in peripheral blood is equally acceptable in any species in which the inability of the spleen to remove micronucleated erythrocytes has been demonstrated, or which has shown an adequate sensitivity to detect agents that cause structural or numerical chromosome aberrations.
Ebaküpsete mikrotuumsete (polükromaatsete) erütrotsüütide mõõtmine perifeerses veres on võrdselt vastuvõetav mis tahes liigi puhul, mille põrn ei suuda hävitada pisituumseid erütrotsüüte või mis on piisavalt tundlikud selleks, et avastada struktuurseid või numbrilisi kromosoomaberratsioone põhjustavaid aineid.
Micronuclei can be distinguished by a number of criteria.
Pisituuma saab eristada erinevate kriteeriumide alusel.
These include identification of the presence or absence of a kinetochore or centromeric DNA in the micronuclei.
Nende hulka kuulub kinetohoori või tsentromeerse DNA olemasolu või puudumise tõendamine pisituumas.
The frequency of micronucleated immature (polychromatic) erythrocytes is the principal endpoint.
Ebaküpsete (polükromaatsete) pisituumsete erütrotsüütide esinemissagedus on peamine lõpp-punkt.
The number of mature (normochromatic) erythrocytes in the peripheral blood that contain micronuclei among a given number of mature erythrocytes can also be used as the endpoint of the assay when animals are treated continuously for four weeks or more.
Küpsete (normokromaatsete) erütrotsüütide arvu perifeerses veres, mis sisaldab pisituuma küpsete erütrotsüütide hulgas, saab samuti kasutada katse lõpp-punktina, kui loomadele manustatakse uuritavat ainet nelja või enama nädala jooksul.
This mammalian in vivo micronucleus test is especially relevant to assessing mutagenic hazard in that it allows consideration of factors of in vivo metabolism, pharmacokinetics and DNA-repair processes although these may vary among species, among tissues and among genetic endpoints.
Käesolev imetajate in vivo pisituuma katse on eriti vajalik mutageensuse ohu hindamiseks, kuna selles võidakse arvesse võtta in vivo metabolismi, farmakokineetika ja DNA parandusprotsesside tegureid, kuigi need võivad liigiti, kudede vahel ja geneetiliste lõpp-punktide osas erineda.
An in vivo assay is also useful for further investigation of a mutagenic effect detected by an in vitro system.
In vivo katset võidakse samuti kasutada in vitro katses avastatud mutageense mõju täiendaval uurimisel.
Centromere (Kinetochore): region(s) of a chromosome with which spindle fibers are associated during cell division, allowing orderly movement of daughter chromosomes to the poles of the daughter cells.
Tsentromeer (kinetohoor) – kromosoomi ala(d), kus kääviniidid kinnituvad raku jagunemise ajal, võimaldades tütarkromosoomide korrapärast liikumist tütarrakkude poolustele.
Micronuclei: small nuclei, separate from and additional to the main nuclei of cells, produced during telophase of mitosis (meiosis) by lagging chromosome fragments or whole chromosomes.
Pisituum – väike tuum, mis on rakkude põhituumast eraldi ja sellega paralleelselt esinev, see on moodustunud mitoosi telofaasi (meioosi) ajal kromosoomiloive fragmentidest või tervetest kromosoomidest.
Normochromatic erythrocyte: mature erythrocyte that lacks ribosomes and can be distinguished from immature, polychromatic erythrocytes by stains selective for ribosomes.
Normokromaatne erütrotsüüt – küps erütrotsüüt, millel puuduvad ribosoomid ja mida saab eristada mitteküpsetest, polükromaatsetest erütrotsüütidest ribosoomide jaoks valikuliste värvainete abil.
Polychromatic erythrocyte: immature erythrocyte, in an intermediate stage of development, that still contains ribosomes and therefore can be distinguished from mature, normochromatic erythrocytes by stains selective for ribosomes.
Polükromaatne erütrotsüüt – ebaküps erütrotsüüt, arengu vahefaasis olev erütrotsüüt, millel on endiselt alles ribosoomid ja seetõttu saab seda eristada küpsetest, normokromaatsetest erütrotsüütidest ribosoomide jaoks valikuliste värvainete abil.
Animals are exposed to the test substance by an appropriate route.
Loomadele manustatakse uuritavat ainet sobiva manustamistee kaudu.
If bone marrow is used, the animals are sacrificed at appropriate times after treatment, the bone marrow extracted, and preparations made and stained (1)(2)(3)(4)(5)(6)(7).
Kui kasutatakse luuüdi, tapetakse loomad pärast manustamist sobival ajal, luuüdi eemaldatakse ning valmistatakse preparaadid ja need värvitakse (1, 2, 3, 4, 5, 6, 7).
When peripheral blood is used, the blood is collected at appropriate times after treatment and smear preparations are made and stained (4)(8)(9)(10).
Kui kasutatakse perifeerset verd, kogutakse veri sobival ajal pärast manustamist ning äigepreparaadid valmistatakse ja värvitakse (4, 8, 9, 10).
For studies with peripheral blood, as little time as possible should elapse between the last exposure and cell harvest.
Perifeerse vere uurimisel peaks jääma võimalikult vähe aega viimase manustamise ja rakkude kogumise vahele.
Preparations are analysed for the presence of micronuclei.
Preparaate analüüsitakse pisituuma avastamiseks.
Mice or rats are recommended if bone marrow is used, although any appropriate mammalian species may be used.
Kui kasutatakse luuüdi, siis on soovitatav kasutada hiiri või rotte, kuigi võib kasutada mis tahes imetajate liike.
When peripheral blood is used, mice are recommended.
Perifeerse vere kasutamise korral soovitatakse hiiri.
However, any appropriate mammalian species may be used provided it is a species in which the spleen does not remove micronucleated erythrocytes or a species, which has shown an adequate sensitivity to detect agents that cause structural or numerical chromosome aberrations.
Siiski võib kasutada mis tahes imetajate liike, kelle põrn ei eemalda pisituumseid erütrotsüüte, või liike, kes on näidanud piisavat tundlikkust struktuursete või numbriliste kromosoomaberratsioonide tekitajate avastamiseks.
At the commencement of the study, the weight variation of animals should be minimal and not exceed ±20 % of the mean weight of each sex.
Uuringut alustades peaks loomade massi muutus olema minimaalne ega tohiks ületada ± 20 % iga soo keskmisest kaalust.
If other than well-known solvents/vehicles are used, their inclusion should be supported with reference data indicating their compatibility.
Kui kasutatakse tuntud lahustist/kandjaainest erinevat, peab selle kasutamine toetuma ühtesobivuse kohta käivatele võrdlusandmetele.
Except for treatment with the test substance, animals in the control groups should be handled in an identical manner to animals of the treatment groups.
Kontrollrühma loomi käsitletakse nii nagu katserühma loomi, kuid neid ei töödelda uuritava ainega.
Positive controls should produce micronuclei in vivo at exposure levels expected to give a detectable increase over background.
Positiivsed kontrollkatsed peaksid tekitama pisituuma in vivo toime tasemel, millelt oodatakse fooniga võrreldes märgatava suurenemise põhjustamist.
In addition, the use of chemical class-related positive control chemicals may be considered, when available.
Keemiliste ainete rühmaga seotud positiivsete keemiliste kontrollainete kasutamist tuleks kaaluda, kui sellised ained on kättesaadavad.
N-ethyl-N-nitrosourea
N-etüül-N-nitrosokarbamiid
Negative controls, treated with solvent or vehicle alone, and otherwise treated in the same way as the treatment groups should be included for every sampling time, unless acceptable inter-animal variability and frequencies of cells with micronuclei are demonstrated by historical control data.
Üksnes lahustit või kandjaainet saanud või muul katserühmaga samalaadsel viisil töödeldud negatiivsetest kontrollkatsetest võetakse proovid igal proovivõtukorral, välja arvatud siis, kui varasemad kontrollitulemused näitavad vastuvõetavat loomadevahelist varieerumist ja kromosoomaberratsioone sisaldavate rakkude esinemissagedust.
If peripheral blood is used, a pre-treatment sample may also be acceptable as a concurrent negative control, but only in the short peripheral blood studies (e.g. 1-3 treatment(s)) when the resulting data are in the expected range for the historical control.
Kui kasutatakse perifeerset verd, võib enne töötlemist võetud proov olla samuti aktsepteeritav paralleelse negatiivse kontrollina, kuid üksnes perifeerse verega tehtud lühiajalistel katsetel (nt 1–3 töötlemist), kui saadud tulemused on varasemate kontrollide alusel oodatavas vahemikus.
Each treated and control group must include at least five analysable animals per sex (11).
Nii katse- kui kontrollrühmas on mõlemast soost vähemalt viis analüüsitavat looma (11).
If at the time of the study there are data available from studies in the same species and using the same route of exposure that demonstrate that there are no substantial differences between sexes in toxicity, then testing in a single sex will be sufficient.
Kui uuringu ajal on kättesaadavad tulemused sama liigi korral sama manustamisteed kasutades tehtud uuringute kohta, mille tulemused näitavad, et toksilisuse osas ei ole olulisi erinevusi sugupoolte vahel, siis piisab katsete tegemisest vaid ühe sugupoolega.
No standard treatment schedule (i.e. one, two or more treatments at 24 h intervals) can be recommended.
Ei ole võimalik soovitada ühtegi standardset manustamiskava (nt üks, kaks või enam manustamist 24tunniste intervallidega).
The samples from extended dose regimens are acceptable as long as a positive effect has been demonstrated for this study or, for a negative study, as long as toxicity has been demonstrated or the limit dose has been used, and dosing continued until the time of sampling.
Pikemate manustamisrežiimide ajal kogutud proovid on aktsepteeritavad, kui positiivset mõju on näidatud käesolevas katses või negatiivses katses on näidatud toksilisust või on kasutatud piirannust ja manustamist on jätkatud proovivõtmise ajani.
Test substances may also be administered as a split dose, i.e., two treatments on the same day separated by no more than a few hours, to facilitate administering a large volume of material.
Uuritavaid aineid võib manustada ka jagatud annustena, näiteks kaks annust ühel päeval kuni mõnetunnise vahega, et hõlbustada suurte ainemahtude andmist.
The test may be performed in two ways:
Katset võib sooritada kahel viisil:
animals are treated with the test substance once.
loomadele manustatakse uuritavat ainet ühel korral.
Samples of bone marrow are taken at least twice, starting not earlier than 24 hours after treatment, but not extending beyond 48 hours after treatment with appropriate intervals between samples.
Proove luuüdist võetakse vähemalt kahel korral, alustades mitte varem kui 24 tundi pärast manustamist, kuid mitte hiljem kui 48 tundi pärast manustamist, ning proovide võtmise vahel on sobiv intervall.
The use of sampling times earlier than 24 hours after treatment should be justified.
Proovide võtmine varem kui 24 tundi pärast manustamist peaks olema põhjendatud.
Samples of peripheral blood are taken at least twice, starting not earlier than 36 hours after treatment, with appropriate intervals following the first sample, but not extending beyond 72 hours.
Perifeerse vere proovid võetakse vähemalt kahel korral, alustades mitte varem kui 36 tundi pärast manustamist, ning esimesele proovile järgneb sobiv intervall, kuid mitte hiljem kui 72 tundi pärast manustamist.
When a positive response is recognised at one sampling time, additional sampling is not required.
Kui positiivne tulemus on tuvastatav ühel proovivõtukorra järel, siis lisaproovide võtmist ei ole vaja;
if two or more daily treatments are used (e.g. two or more treatments at 24 hour intervals), samples should be collected once between 18 and 24 hours following the final treatment for the bone marrow and once between 36 and 48 hours following the final treatment for the peripheral blood (12);
kui kasutatakse kahte või enamat päevaannust (nt kaks või rohkem manustamist 24tunniste intervallidega), kogutakse proovid üks kord 18–24 tundi pärast viimast manustamist luuüdisse ja korra 36–48 tundi pärast viimast manustamist perifeersesse verre (12).
Other sampling times may be used in addition, when relevant.
Vajaduse korral võib lisaproove võtta muul ajal.
If a range finding study is performed because there are no suitable data available, it should be performed in the same laboratory, using the same species, strain, sex, and treatment regimen to be used in the main study (13).
Kui tehakse annuse vahemiku määramiseks uuring sobivate andmete puudumisel, siis tehakse uuring samas laboris, kasutades samu liike, tüvesid, sugu ja manustamisrežiimi, mida kasutatakse põhiuuringus (13).
The highest dose may also be defined as a dose that produces some indication of toxicity in the bone marrow (e.g. a reduction in the proportion of immature erythrocytes among total erythrocytes in the bone marrow or peripheral blood).
Suurimat annust võidakse samuti määratleda annusena, mis põhjustab mõningaid mürgisusele viitavaid muutusi luuüdis (nt ebaküpsete erütrotsüütide hulga vähenemine erütrotsüütide koguarvus luuüdis või perifeerses veres).
If a test at one dose level of at least 2000 mg/kg body weight using a single treatment, or as two treatments on the same day, produces no observable toxic effects, and if genotoxicity would not be expected based upon data from structurally related substances, then a full study using three dose levels may not be considered necessary.
Kui katse ühe annusega, milleks on vähemalt 2000 mg/kehamassi kg kohta ja mida manustatakse ühekordse annusena või kahe annusena samal päeval, ei põhjusta täheldatavaid toksilisi mõjusid ja kui genotoksilisus ootuspäraselt põhineb struktuurselt lähedaste ainete andmetel, siis ei peeta kolme annuse taset käsitlevat täielikku uuringut vajalikuks.
Bone marrow/blood preparation
Luuüdi-/verepreparaat
Bone marrow cells are usually obtained from the femurs or tibias immediately following sacrifice.
Luuüdirakud saadakse tavaliselt reieluudest või sääreluudest vahetult pärast tapmist.
Commonly, cells are removed from femurs or tibias, prepared and stained using established methods.
Rakud eemaldatakse reieluudest või sääreluudest, neist tehakse preparaadid ja värvitakse kindlakskujunenud meetoditel.
Peripheral blood is obtained from the tail vein or other appropriate blood vessel.
Perifeerne veri võetakse sabaveenist või muust sobivast veresoonest.
Blood cells are immediately stained supravitally (8)(9)(10) or smear preparations are made and then stained.
Vererakud värvitakse kohe supravitaalvärvide abil (8, 9, 10) või tehakse äigepreparaadid ja seejärel värvitakse.
The use of a DNA specific stain (e.g. acridine orange (14) or Hoechst 33258 plus pyronin-Y (15)) can eliminate some of the artifacts associated with using a non DNA specific stain.
DNA-spetsiifilise värvaine kasutamine (nt akridiinoranž (14) või Hoechst 33258 + püroniin-Y (15)) võib kõrvaldada mõned mitte-DNA-spetsiifiliste värvainete kasutamisega seotud artefaktid.
This advantage does not preclude the use of conventional stains (e.g. Giemsa).
See eelis ei välista tavaliste värvainete (nt Giemsa) kasutamist.
Additional systems (e.g. cellulose columns to remove nucleated cells (16)) can also be used provided that these systems have been shown to adequately work for micronucleus preparation in the laboratory.
Täiendavaid süsteeme (nt tsellulooskolonne tuumsete rakkude eemaldamiseks (16)) saab samuti kasutada, kui kõnealused süsteemid on piisavalt toimivad laboris pisituumapreparaatide valmistamiseks.
The proportion of immature among total (immature + mature) erythrocytes is determined for each animal by counting a total of at least 200 erythrocytes for bone marrow and 1000 erythrocytes for peripheral blood (17).
Ebaküpsete erütrotsüütide osa kõikide (ebaküpsete + küpsete) erütrotsüütide hulgas määratakse iga looma puhul eraldi, loendades kokku vähemalt 200 erütrotsüüti luuüdist ja 1000 erütrotsüüti perifeersest verest (17).
At least 2000 immature erythrocytes per animal are scored for the incidence of micronucleated immature erythrocytes.
Ebaküpsete pisituumsete erütrotsüütide esinemissageduse määramiseks loendatakse looma kohta vähemalt 2000 ebaküpset erütrotsüüti.
Additional information may be obtained by scoring mature erythrocytes for micronuclei.
Lisateavet võidakse saada, loendades pisituumasid küpsetes erütrotsüütides.
When analysing slides, the proportion of immature erythrocytes among total erythrocytes should not be less than 20 % of the control value.
Objektiklaase analüüsides ei tohiks ebaküpsete erütrotsüütide osa kõikide erütrotsüütide hulgas olla väiksem kui 20 % kontrollväärtusest.
When animals are treated continuously for four weeks or more, at least 2000 mature erythrocytes per animal can also be scored for the incidence of micronuclei.
Kui loomadele manustatakse uuritavat ainet pidevalt nelja või enama nädala jooksul, saab loendada vähemalt 2000 küpset erütrotsüüti looma kohta pisituumade esinemissageduse määramiseks.
Systems for automated analysis (image analysis and cell suspensions flow cytometry) are acceptable alternatives to manual evaluation if appropriately justified and validated.
Automaatsed analüüsisüsteemid (kujutise analüüs ja rakususpensioonide voolutsütomeetria) on vastuvõetavad alternatiivid manuaalsele hindamisele, kui see on asjakohaselt põhjendatud ja valideeritud.
The number of immature erythrocytes scored, the number of micronucleated immature erythrocytes, and the number of immature among total erythrocytes should be listed separately for each animal analysed.
Ebaküpsete erütrotsüütide arv, pisituumsete ebaküpsete erütrotsüütide arv ja ebaküpsete erütrotsüütide osa kõikidest erütrotsüütidest tuleks iga analüüsitava looma kohta loetleda eraldi.
When animals are treated continuously for four weeks or more, the data on mature erythrocytes should also be given if it is collected.
Kui loomadele manustatakse uuritavat ainet pidevalt nelja või enama nädala jooksul, tuleks samuti esitada teave küpsete erütrotsüütide kohta, kui seda on kogutud.
The proportion of immature among total erythrocytes and, if considered applicable, the percentage of micronucleated erythrocytes is given for each animal.
Ebaküpsete erütrotsüütide osa kõikidest erütrotsüütidest ja, vajaduse korral, pisituumsete erütrotsüütide protsendimäär esitatakse iga looma kohta.
There are several criteria for determining a positive result, such as a dose-related increase in the number of micronucleated cells or a clear increase in the number of micronucleated cells in a single dose group at a single sampling time.
Positiivse tulemuse saamiseks on mitmeid kriteeriume, nt pisituumsete rakkude arvu suurenemine annusest tingituna või pisituumsete rakkude arvu selge suurenemine ühes annuse rühmas ühel proovivõtuajal.
Statistical methods may be used as an aid in evaluating the test results (18)(19).
Statistilisi meetodeid võidakse kasutada abivahendina katsetulemuste hindamisel (18, 19).