natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The water solubility and the vapour pressure of the test substance should be known and a reliable analytical method for the quantification of the substance in the test solutions with reported recovery efficiency and limit of determination should be available.
Teada peaksid olema uuritava aine lahustuvus vees ja aururõhk ning olemas peaks olema usaldusväärne analüütiline meetod, mille abil määrata kindlaks aine kogus uuritavas lahuses ja mille kohta on teada tulemuslikkus ja määramispiir.
Information on the test substance which may be useful in establishing the test conditions includes the structural formula, purity of the substance, stability in light, stability under the conditions of the test, pKa, Pow and results of the test for ready biodegradability (see Method C.4).
Katsetingimuste kindlaksmääramisel võib olla kasulik järgmine uuritavat ainet puudutav teave: struktuurivalem, aine puhtus, püsivus valguse käes, püsivus katsetingimustes, pKa, Pow ja katse tulemused seoses biolagunduvusega (vt meetod C.4).
For a test to be valid, the following performance criteria should be met in the control(s):
Katse valiidsuse kohta kehtivad järgmised tingimused (kontrollrühmades):
the mortality of the parent animals (female Daphnia) does not exceed 20 % at the end of the test,
vanemate (emaste kiivrike) suremus ei ületa katse lõpus 20 %;
the mean number of live offspring produced per parent animal surviving at the end of the test is ≥ 60.
katse lõpus elus oleva vanema kohta saadud elusate järglaste keskmine arv on ≥ 60.
Test vessels and other apparatus which will come into contact with the test solutions should be made entirely of glass or other chemically inert material.
Katseanumad ja muud seadmed, mis puutuvad kokku uuritava lahustega, peaksid olema üleni klaasist või muust keemiliselt inertsest materjalist.
The test vessels will normally be glass beakers.
Katseanumad on tavaliselt klaasist keeduklaasid.
In addition, some or all of the following equipment will be required:
Lisaks võib vaja minna veel järgmisi vahendeid:
oxygen meter (with microelectrode or other suitable equipment for measuring dissolved oxygen in low volume samples),
hapnikumõõtja (mikroelektroodi või muu sobiva seadmega, mis võimaldaks mõõta lahustunud hapnikku väikese ruumalaga proovides);
equipment for the determination of the hardness of water,
seadmed vee kareduse määramiseks;
equipment for the determination of the total organic carbon concentration (TOC) of water or equipment for the determination of the chemical oxygen demand (COD),
seadmed vee summaarse orgaanilise süsiniku sisalduse määramiseks või seadmed keemilise hapnikutarbe määramiseks;
adequate apparatus for the control of the lighting regime and the measurement of light intensity.
sobivad seadmed valgusrežiimi kontrollimiseks ja valguse intensiivsuse mõõtmiseks.
The species to be used in the test is Daphnia magna Straus.
Katses kasutatav liik on Daphnia magna Straus.
Other Daphnia species may be used providing they meet the validity criteria as appropriate (the validity criterion relating to the reproductive output in the controls should be relevant for the Daphnia species).
Muid Daphnia liike võib kasutada tingimusel, et nad vastavad vajalikele valiidsuskriteeriumidele (kontrollrühma sigivusega seotud valiidsuskriteerium peaks olema Daphnia liikidele iseloomulik).
If other species of Daphnia are used they must be clearly identified and their use justified.
Kui kasutatakse muid Daphnia liike, tuleb nad selgelt identifitseerida ja nende kasutamine põhjendada.
Preferably, the clone should have been identified by genotyping.
Eelistatavalt tuleks kloon identifitseerida genotüübi määramise teel.
Research (1) has shown that the reproductive performance of Clone A (which originated from IRCHA in France) (3) consistently meets the validity criterion of a mean of ≥ 60 offspring per parent animal surviving when cultured under the conditions described in this method.
Teadusuuringud (1) on näidanud, et klooni A (pärit IRCHAst Prantsusmaalt) (3) sigivuse puhul on keskmine valiidsuskriteerium järjekindlalt ≥ 60 järglast ellujäänud vanema kohta, kui kultiveerimine toimub käesoleva meetodi tingimuste kohaselt.
However, other clones are acceptable provided that the Daphnia culture is shown to meet the validity criteria for a test.
Vastuvõetav on ka muude kloonide kasutamine, kui tõendatakse, et kiivrike kultuur vastab katse valiidsuskriteeriumidele.
At the start of the test, the animals should be less than 24 hours old and must not be first brood progeny.
Katse alguses ei tohi loomad olla üle 24 tunni vanad ning nad ei tohi olla esimese haudme järglased.
They should be derived from a healthy stock (i.e. showing no signs of stress such as high mortality, presence of males and ephippia, delay in the production of the first brood, discoloured animals etc.).
Loomad peaksid olema terved (st neil ei tohi olla selliseid stressi tunnuseid nagu kõrge suremus, isaste ja rüpjade esinemine, esimese haudme saamise viibimine, loomade värvuse muutumine jms).
The stock animals must be maintained in culture conditions (light, temperature, medium, feeding and animals per unit volume) similar to those to be used in the test.
Loomi tuleks säilitada katsetingimustega sarnastes kultiveerimistingimustes (valgus, temperatuur, katsevedelik, söötmine ja loomade arv ühikuruumala kohta).
If the Daphnia culture medium to be used in the test is different from that used for routine Daphnia culture, it is good practice to include a pre-test acclimation period of normally about 3 weeks (i.e. one generation) to avoid stressing the parent animals.
Kui katses kasutatav kiivriku kultiveerimise keskkond erineb keskkonnast, mida kasutatakse kiivriku rutiinse kultiveerimise puhul, on hea tava kasutada vanemate stressi vältimiseks enne katset tavaliselt umbes kolme nädala pikkust (st üks põlvkond) aklimatiseerimisperioodi.
It is recommended that a fully defined medium be used in this test.
Kõnealuses katses on soovitatav kasutada täielikult määratletud keskkonda.
This can avoid the use of additives (e.g. seaweed, soil extract etc.), which are difficult to characterise, and therefore improves the opportunities for standardisation between laboratories.
See aitab vältida raskesti iseloomustatavate lisaainete (nt merevetikad, mullaekstraktid jms) kasutamist ja parandab seega laboritevahelise standardimise võimalusi.
Elendt M4 (4) and M7 media (see Appendix 1) have been found to be suitable for this purpose.
On leitud, et selleks otstarbeks sobivad keskkonnad on Elendt M4 (4) ja M7 (vt 1. liidet).
However, other media (e.g. (5) (6)) are acceptable providing the performance of the Daphnia culture is shown to meet the validity criteria for the test.
Eeldusel, et kiivrikukultuur vastab katse valiidsuskriteeriumidele, on vastuvõetavad siiski ka muud keskkonnad (nt 5, 6).
If media are used which include undefined additives, these additives should be specified clearly and information should be provided in the test report on composition, particularly with regard to carbon content as this may contribute to the diet provided.
Kui kasutatakse määratlemata lisaaineid sisaldavat keskkonda, tuleb need lisaained selgelt määratleda ning katsearuandes tuleks esitada teave koostise ja eelkõige süsinikusisalduse kohta, sest see võib toetada toiduvalikut.
It is recommended that the total organic carbon (TOC) and/or chemical oxygen demand (COD) of the stock preparation of the organic additive is determined and an estimate of the resulting contribution to the TOC/COD in the test medium made.
Soovitav on kindlaks määrata orgaanilise lisaaine põhilahuse summaarne orgaanilise süsiniku sisaldus ja/või keemiline hapnikutarve ja hinnata sellest tulenev panus summaarses orgaanilises süsiniku sisalduses/keemilises hapnikutarbes katsekeskkonnas.
It is recommended that TOC levels in the medium (i.e. before addition of the algae) be below 2 mg/l (7).
Keskkonna summaarse orgaanilise süsiniku sisalduse tase (enne vetikate lisamist) võiks olla madalam kui 2 mg/l (7).
When testing substances containing metals, it is important to recognise that the properties of the test medium (e.g. hardness, chelating capacity) may have a bearing on the toxicity of the test substance.
Kui uuringud tehakse metalle sisaldavate ainetega, on oluline meeles pidada, et katsekeskkonna omadused (nt karedus, kelaatimisvõime) võivad mõjutada uuritava aine toksilisust.
For this reason, a fully defined medium is desirable.
Seepärast on soovitav kasutada täpselt määratletud keskkonda.
However, at present, the only fully defined media which are known to be suitable for long-term culture of Daphnia magna are Elendt M4 and M7.
Praegu on ainsad täpselt määratletud keskkonnad, mis teadaolevalt sobivad Daphnia magna pikaajaliseks kultiveerimiseks, Elendt M4 ja M7.
Both media contain the chelating agent EDTA.
Mõlemad keskkonnad sisaldavad kelaativat ainet EDTA.
Work has shown (2) that the ‘apparent toxicity’ of cadmium is generally lower when the reproduction test is performed in M4 and M7 media than in media containing no EDTA.
Töö on näidanud (2), et kui sigivust puudutav katse sooritatakse M4 ja M7 keskkonnas, on kaadmiumi „näiline mürgisus” üldiselt madalam katsekeskkonna puhul, milles puudub EDTA.
and M7 are not, therefore, recommended for testing substances containing metals, and other media containing known chelating agents should also be avoided.
Seepärast ei soovitata M4 ja M7 kasutada uuringute tegemiseks metalle sisaldavate ainetega ning vältida tuleks ka muid keskkondi, mis sisaldavad teadaolevaid kelaativaid aineid.
For metal-containing substances it may be advisable to use an alternative medium such as, for example, ASTM reconstituted hard fresh water (7), which contains no EDTA, with added seaweed extract (8).
Metalli sisaldavate ainete puhul on soovitatav kasutada alternatiivset keskkonda, näiteks ASTMi taastatud karedat magedat vett (7), mis ei sisalda EDTA-d ja millele on lisatud vetikaekstrakti (8).
This combination of ASTM reconstituted hard fresh water and seaweed extract is also suitable for long-term culture and testing of Daphnia magna (2), although it still exerts a mild chelating action due to the organic component in the added seaweed extract.
Kõnealune ASTMi taastatud kareda mageda vee ja vetikaekstrakti kombinatsioon on sobiv ka hiidkiivriku pikaajaliseks kultiveerimiseks ja uuringute tegemiseks (2), kuigi lisatud vetikaekstrakti orgaanilise komponendi tõttu võib sellel olla kergelt kelaativ toime.
At the beginning and during the test, the dissolved oxygen concentration should be above 3 mg/l. The pH should be within the range 6-9, and normally it should not vary by more than 1,5 units in any one test.
Katse alguses ja selle jooksul peaks lahustunud hapniku sisaldus olema üle 3 mg/l. pH peaks olema vahemikus 6–9 ning tavaliselt ei tohiks see ühe katse jooksul kõikuda rohkem kui 1,5 ühikut.
Tests at this level and above have demonstrated reproductive performance in compliance with the validity criteria (9) (10).
Kõnealusel tasemel tehtud katsete puhul on sigivus olnud vastavuses valiidsuskriteeriumidega (9, 10).
Stock solutions should preferably be prepared by dissolving the substance in test medium.
Põhilahuse valmistamiseks on soovitatav lahustada aine katsekeskkonnas.
The use of organic solvents or dispersants may be required in some cases in order to produce a suitably concentrated stock solution, but every effort should be made to avoid the use of such materials.
Mõningatel juhtudel tuleb piisava kontsentratsiooniga põhilahuse saamiseks kasutada orgaanilisi lahusteid või dispergaatoreid, kuid selliste materjalide kasutamist tuleks igati vältida.
Examples of suitable solvents are acetone, ethanol, methanol, dimethylformamide and triethylene glycol.
Sobivad lahustid on näiteks atsetoon, etanool, metanool, dimetüülformamiid ja trietüleenglükool.
Examples of suitable dispersants are Cremophor RH40, methylcellulose 0,01 % and HCO-40.
Sobivad dispergaatorid on näiteks Cremophor RH 40, 0,01 % metüültselluloos ja HCO-40.
In any case, the test substance in the test solutions should not exceed the limit of solubility in the test medium.
Mingil juhul ei tohiks uuritava aine hulk uuritavates lahustes ületada lahustuvuse piiri katsekeskkonnas.
Solvents are used to produce a stock solution which can be dosed accurately into water.
Lahusteid kasutatakse selleks, et saada põhilahus, mida on võimalik täpselt vette annustada.
At the recommended solvent concentration in the final test medium (i.e. ≤ 0,1 ml/l), the solvents listed above will not be toxic and will not increase the water solubility of a substance.
Kui lahusti kontsentratsioon lõplikus katsekeskkonnas on soovitataval tasemel (st ≤ 0,1 ml/l), ei ole eespool loetletud lahustid toksilised ega suurenda aine lahustuvust vees.
Dispersants may assist in accurate dosing and dispersion.
Dispergaatorid võivad kaasa aidata täpsele annustamisele ja dispergeerimisele.
At the recommended concentration in the final test medium (≤ 0,1 ml/l), the dispersants listed above will not be toxic and will not increase the water solubility of a substance.
Kui dispergaatori kontsentratsioon lõplikus katsekeskkonnas on soovitataval tasemel (≤ 0,1 ml/l), ei ole eespool loetletud dispergaatorid toksilised ega suurenda aine lahustuvust vees.
Treatments should be allocated to the test vessels and all subsequent handling of the test vessels should be done in a random fashion.
Uuritava aine jaotamine katseanumatesse ja katseanumate hilisem käitlemine peaks toimuma korrapäratult.
Failure to do this may result in bias that could be construed as being a concentration effect.
Kui nii ei tehta, võib see põhjustada nihke, mida võib tõlgendada kontsentratsiooni mõjuna.
In particular, if experimental units are handled in treatment or concentration order, then some time-related effect, such as operator fatigue or other error, could lead to greater effects at the higher concentrations.
Eelkõige juhul, kui katseühikuid käideldakse jaotamise või kontsentratsiooni järjekorras, võib mõni ajaga seotud tegur, näiteks uuringu läbiviija väsimus või muu viga, põhjustada suurema kontsentratsiooni korral tugevamaid mõjusid.
Furthermore, if the test results are likely to be affected by an initial or environmental condition of the test, such as position in the laboratory, then consideration should be given to blocking the test.
Kui katse tulemusi võivad mõjutada tingimused katse alguses või keskkonnatingimused, näiteks asukoht laboris, tuleks kaaluda katse katkestamist.
Parent animals are maintained individually, one per test vessel, with 50-100 ml of medium in each vessel.
Vanemad jaotatakse ükshaaval katseanumatesse üks loom anuma kohta, kus on 50–100 ml katsevedelikku.
Larger volumes may sometimes be necessary to meet requirements of the analytical procedure used for determination of the test substance concentration, although pooling of replicates for chemical analysis is also allowable.
Vahel võib uuritava aine kontsentratsiooni määramiseks kasutatava analüütilise menetluse nõuete täitmiseks kasutada suuremaid koguseid, kuid lubatud on ka dubleerivate proovide kogumine keemilise analüüsi jaoks.
If volumes greater than 100 ml are used, the ration given to the Daphnia may need to be increased to ensure adequate food availability and compliance with the validity criteria.
Kui kasutatava katsevedeliku ruumala on üle 100 ml, võib kiivrikutele antava toidu hulka suurendada, et tagada piisava toidu olemasolu ja vastavus valiidsuskriteeriumidele.
For flow-through tests, alternative designs may, for technical reasons, be considered (e.g. four groups of 10 animals in a larger test volume), but any changes to the test design should be reported.
Läbivoolukatsete korral võib tehnilistel põhjustel kaaluda teistsugust uuringu kavandamist (nt neli kümnekiivrikulist rühma suuremas katseruumalas), kuid kõigist uuringu plaani muudatustest tuleks teatada.
For semi-static tests, at least 10 animals individually held at each test concentration and at least 10 animals individually held in the control series.
Poolstaatiliste katsete puhul vähemalt 10 eraldi peetavat looma iga uuritava kontsentratsiooni kohta ja vähemalt 10 eraldi peetavat looma kontrollrühmas.
For flow-through tests, 40 animals divided into four groups of 10 animals at each test concentration has been shown to be suitable (1).
Läbivoolukatsete korral on osutunud sobivaks 40 looma kasutamine, kes on jagatud nelja kümneliikmelisse rühma iga uuritava kontsentratsiooni kohta (1).
A smaller number of test organisms may be used and a minimum of 20 animals per concentration divided into two or more replicates with an equal number of animals (e.g. four replicates each with five daphnids) is recommended.
Kasutada võib ka väiksemat katsealuste organismide hulka ning soovitatav on kontsentratsiooni kohta vähemalt 20 looma, kes on jagatud kahe või enama võrdse loomade arvuga dubleeriva proovi vahel (nt neli dubleerivat proovi, igas neist viis kiivrikut).
Note that for tests where animals are held in groups, it will not be possible to express the reproductive output as the total number of living offspring produced per parent animal alive at the end of the test, if parent animals die.
Tuleb märkida, et kui loomi peetakse rühmadena, ei saa sigivust väljendada iga katse lõpus elus oleva vanema kohta saadud elus järglaste koguarvuna, juhul kui vanemad surevad.
In these cases reproductive output should be expressed as ‘total number of living offspring produced per parent present at the beginning of the test’.
Sellistel juhtudel tuleks sigivust väljendada katse alguses elus olnud iga vanema kohta saadud elus järglaste koguarvuna.
For semi-static tests, feeding should preferably be done daily, but at least three times per week (i.e. corresponding to media changes).
Poolstaatiliste katsete puhul peaks kiivrikke söötma iga päev ning soovitatavalt vähemalt kolm korda nädalas (st vastavalt katsekeskkonna vahetusele).
Deviations from this (e.g. for flow-through tests) should be reported.
Kõrvalekalletest (nt läbivoolukatsete korral) tuleks teatada.
During the test the diet of the parent animals should preferably be living algal cells of one or more of the following: Chlorella sp, Selenastrum capricornutum (now Pseudokirchneriella subcapitata (11)) and Scenedesmus subspicatus.
Katse jooksul peaksid vanemate söödavaliku moodustama peamiselt ühe või mitme järgmise vetikaliigi elusad rakud: Chlorella sp., Selenastrum capricornutum (nüüd Pseudokirchneriella subcapitata (11)) ja Scenedesmus subspicatus.
The supplied diet should be based on the amount of organic carbon (C) provided to each parent animal.
Söödavaliku aluseks peaks olema igale vanemale pakutava orgaanilise süsiniku (C) kogus.
Research (12) has shown that, for Daphnia magna, ration levels of between 0,1 and 0,2 mg C/Daphnia/day are sufficient for achieving the required number of offspring to meet the test validity criteria.
Teadusuuringud (12) on näidanud, et hiidkiivrikute puhul on annus 0,1–0,2 mg süsinikku kiivriku kohta päevas piisav, et saada katse valiidsuskriteeriumide täitmiseks vajalik arv järglasi.
The ration can be supplied either at a consistent rate throughout the period of the test, or, if desired, a lower rate can be used at the beginning and then increased during the test to take account of growth of the parent animals.
Sööta võib anda püsiva kogusena kogu katseperioodi jooksul või soovi korral võib alguses kasutada väiksemat kogust, mida siis katse käigus suurendatakse, et võtta arvesse vanemate kasvamist.
In this case, the ration should still remain within the recommended range of 0,1-0,2 mg C/Daphnia/day at all times.
Sellisel juhul peaks sööda kogus jääma siiski soovitatava annuse piiresse 0,1–0,2 mg süsinikku kiivriku kohta päevas kogu katse vältel.
If surrogate measures, such as algal cell number or light absorbance, are to be used to feed the required ration level (i.e. for convenience since measurement of carbon content is time consuming), each laboratory must produce its own nomograph relating the surrogate measure to carbon content of the algal culture (see Appendix 2 for advice on nomograph production).
Kui nõutava annuse söötmisel kasutatakse asendusmeetmeid, näiteks vetikarakkude arvu või valguse neeldumist (näiteks lihtsustamise huvides, kuna süsinikusisalduse mõõtmine on aeganõudev), peab iga laboratoorium koostama oma nomogrammi, millelt oleks näha asendusmeetme ja vetikakultuuri süsinikusisalduse seos (nõuandeid nomogrammi koostamise kohta vt 2. liidet).
Nomographs should be checked at least annually and more frequently if algal culture conditions have changed.
Nomogramme tuleks kontrollida vähemalt kord aastas ja juhul, kui vetikakultuuri tingimused on muutunud, siis tihemini.
Light absorbance has been found to be a better surrogate for carbon content than cell number (13).
On leitud, et süsinikusisalduse puhul on parem kasutada valguse neeldumist kui rakkude arvu (13).
A concentrated algal suspension should be fed to the Daphnia to minimise the volume of algal culture medium transferred to the test vessels.
Selleks, et minimeerida vetikakultuuri keskkonna sattumine katseanumatesse, tuleks kiivrikuid sööta kontsentreeritud vetikasuspensiooniga.
Concentration of the algae can be achieved by centrifugation followed by resuspension in distilled water, deionised water or Daphnia culture medium.
Vetikaid saab kontsentreerida tsentrifuugimisega, millele järgneb resuspensioon destilleeritud vees, deioniseeritud vees või kiivrikute kasvukeskkonnas..
Light
Valgus
16 hours light at an intensity not exceeding 15-20 μE· m-2·s-1.
16 tundi valgust, mille intensiivsus ei ole suurem kui 15–20 μE· m–2 · s-1.
The temperature of the test media should be within the range 18-22 oC.
Katsekeskkonna temperatuur peaks olema vahemikus 18–22 oC.
However, for any one test, the temperature should not, if possible, vary by more than 2 oC within these limits (e.g. 18-20, 19-21 or 20-22 oC).
Ühe individuaalse katse puhul ei tohiks temperatuur nimetatud piirides võimaluse korral siiski kõikuda rohkem kui 2 oC (st 18–20, 19–21 või 20–22 oC).
It may be appropriate to use an additional test vessel for the purposes of temperature monitoring.
Temperatuuri jälgimiseks võib olla otstarbekas kasutada täiendavat katseanumat.
Aeration
Õhustus
Test concentration
Uuritav kontsentratsioon
Normally, there should be at least five test concentrations arranged in a geometric series with a separation factor preferably not exceeding 3.2, and the appropriate number of replicates for each test concentration should be used (see Section 1.8.1.3).
Tavaliselt peaks kasutama vähemalt viit uuritavat kontsentratsiooni geomeetrilises jadas, mille eraldustegur ei tohiks soovitatavalt olla suurem kui 3,2, ning iga uuritava kontsentratsiooni puhul tuleks kasutada sobivat arvu dubleerivaid proove (vt punkti 1.8.1.3).
Substances should not be tested above their solubility limit in the test medium.
Aineid ei tohiks uurida, kui kontsentratsioon katsekeskkonnas on kõrgem kui nende lahustuvuse piir.
In setting the range of concentrations, the following should be borne in mind:
Kontsentratsioonivahemike määratlemisel tuleks meeles pidada järgmist:
If the aim is to obtain the LOEC/NOEC, the lowest test concentration must be low enough so that the fecundity at that concentration is not significantly lower than that in the control.
kui eesmärk on määrata kindlaks LOEC/NOEC, peab madalaim uuritav kontsentratsioon olema piisavalt madal, et sigivus sellise kontsentratsiooni juures ei oleks märkimisväärselt madalam kui kontrollrühmas.
If this is not the case, the test will have to be repeated with a reduced lowest concentration.
Vastupidisel juhul tuleb katset korrata väiksema madalaima kontsentratsiooniga;
If the aim is to obtain the LOEC/NOEC, the highest test concentration must be high enough so that the fecundity at that concentration is significantly lower than that in the control.
kui eesmärk on määrata kindlaks LOEC/NOEC, peab kõrgeim katsekontsentratsioon olema piisavalt kõrge, et sigivus sellise kontsentratsiooni juures oleks märkimisväärselt madalam kui kontrollrühmas.
If this is not the case, the test will have to be repeated with an increased highest concentration.
Vastupidisel juhul tuleb katset korrata suurema kõrgeima kontsentratsiooniga;