natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The highest dose level should be chosen with the aim of inducing toxic effects, preferably delayed neurotoxicity, but not death nor obvious suffering.
Tuleks valida kõrgeim doositase, mille eesmärgiks oleks toksilise toime esilekutsumine, eelistatult viivistoimega neurotoksilisus, kuid vältida tuleks doositaset, mis kutsub esile surma või tõsised kannatused.
Thereafter, a descending sequence of dose levels should be selected with a view to demonstrate any dose-related response and no-observed-adverse effects at the lowest dose level.
Seejärel tuleks valida aste-astmelt vähenevad doositasemed doosist tuleneva reaktsiooni ja madalaimal doositasemel täheldatava kahjuliku toimeta doosi (NOAEL) demonstreerimiseks.
If a test at a dose level of at least 1000 mg/kg body weight/day, using the procedures described for this study, produces no observable toxic effects and if toxicity would not be expected based upon data from structurally related substances, then a study using a higher dose may not be considered necessary.
Kui katses ei tuvastata käesolevas uuringus kirjeldatud menetlusega päevadoosil 1000 mg kehakaalu kg kohta täheldatavat toksilist toimet ja kui toksilisus ei ole samalaadse struktuuriga ainete osas saadud andmete põhjal ootuspärane, ei loeta suurema doosiga uuringut vajalikuks.
The limit test applies except when expected human exposure indicates the need for a higher dose level to be used.
Teha võib piirsisalduskatse, välja arvatud juhul, kui inimese eeldatav kokkupuude viitab vajadusele kasutada suuremat doositaset.
All the animals should be observed at least daily during the exposure period and 14 days after, unless scheduled necropsy.
Kõiki loomi tuleks kokkupuuteperioodi ajal vaadelda vähemalt kord päevas ja pärast seda 14 päeva jooksul kuni kavandatava lahkamiseni.
Animals are dosed with the test substance on seven days per week for a period of 28 days.
Loomadele doseeritakse uuritavat ainet seitsmel päeval nädalas ja 28 päeva jooksul.
Observations should start immediately after treatment begins.
Vaatlused peaksid algama kohe pärast katse algust.
All hens should be carefully observed at least once daily on each of the 28 days of treatment, and for 14 days after dosing or until scheduled kill.
Kõiki kanu tuleks põhjalikult vaadelda 28päevase katseaja jooksul vähemalt kord päevas ja seejärel 14 päeva jooksul pärast manustamist või kuni kavandatava tapmiseni.
All signs of toxicity should be recorded including their time of onset, type, severity and duration.
Kõik toksilisuse märgid tuleks üles märkida, sealhulgas ilmnemise aeg, liik, raskusaste ja kestus.
Observations should include, but not be limited to, behavioural abnormalities.
Vaatluste käigus tuleks vaadelda lisaks muule kõrvalekaldeid käitumises.
At least twice a week the hens should be taken outside the cages and subjected to a period of forced motor activity, such as ladder climbing, in order to facilitate the observation of minimal toxic effects.
Kanad tuleks vähemalt kaks korda nädalas puurist välja lasta ning neid tuleks väiksemate toksiliste mõjude hindamise hõlbustamiseks liikuma sundida (näiteks redelil ronimine).
Moribund animals in severe distress or pain should be removed when noticed, humanely killed and necropsied.
Haigestunud loomad, kellel esineb suurt stressi või valu, eemaldatakse katsest, tapetakse humaanselt ja lahatakse.
All hens should be weighed just prior to the first administration of the test substance and at least once a week thereafter.
Kõiki kanu tuleks kaaluda vahetult enne uuritava aine esmakordset manustamist ning seejärel iga nädala järel.
Six hens randomly selected from each of the treatment and vehicle control groups should be killed within a few days after the last dose, and the brain and lumbar spinal cord prepared and assayed for neuropathy target esterase (NTE) inhibition activity.
Kuus juhuslikult valitud kana igast katserühmast ja võrdlusrühmast, millele antakse vehiikelit, tuleks tappa mõne päeva jooksul pärast viimase doosi manustamist ning ajust ja nimmelülidest valmistatud valmistist hinnatakse neuropaatia sihtesteraasi (NTE) pidurdamisaktiivsuse osas.
In addition, it may also be useful to prepare and assay sciatic nerve tissue for neuropathy target esterase (NTE) inhibition activity.
Lisaks sellele tuleks ette valmistada ja analüüsida istmikunärvi kude neuropaatia sihtesteraasi (NTE) pidurdamisaktiivsuse osas.
Normally, three birds of the control and each treatment group are killed after 24 hours and three at 48 hours after the last dose.
Tavaliselt tapetakse kolm võrdlusrühma ja katserühma kuuluvat lindu 24 tunni pärast ja kolm lindu pärast viimase doosi manustamist.
If data from the acute study or other studies (e.g. toxicokinetics) indicate that other times of killing after final dosing are preferable then these times should be used and the rationale documented.
Kui ägeda toksilisuse uuringute või muude uuringute (nt toksikokineetika) andmed osutavad sellele, et loomade tapmine peaks toimuma muul ajal kui pärast viimase doosi andmist, tuleks neid aegu järgida ning põhjendused dokumenteerida.
Sections should include cerebellum (mid longitudinal level), medulla oblongata, spinal cord and peripheral nerves.
Lõiked tuleks võtta väikeajust (keskmiselt pikitasandilt), piklikajust, seljaajust ja perifeersetest närvidest.
Initially, microscopic examination should be carried out on the preserved tissues of all animals in the control and high dose group.
Alguses tuleks kõikide võrdlusrühma ja kõrge doosiga rühmade loomade säilitatud kudesid mikroskoopiliselt uurida.
When there is evidence of effects in the high dose group, microscopic examination should also be carried out in hens from the intermediate and low dose groups.
Kui kõrge doosiga rühmade puhul on toime kohta tõendid olemas, tuleks mikroskoopiline uuring viia läbi ka keskmise ja madala doosiga rühmade puhul.
The findings of this study should be evaluated in terms of the incidence, severity, and correlation of behavioural, biochemical and histopathological effects and any other observed effects in each of the treated and control groups.
Käesoleva uuringu tulemusi tuleks hinnata käitumuslike, biokeemiliste ja histopatoloogiliste mõjude esinemise, raskusastme ja korrelatsiooni põhjal ja katse või võrdlusrühmas täheldatud muude mõjude suhtes.
rationale for choosing other times for biochemical determination, if other than 24 and 48 h.
teiste biokeemiliste määramiste aegade valimise põhjendus, kui selleks ei ole 24 või 48 tundi.
toxic response data by dose level, including mortality,
toksilise reaktsiooni andmed vastavalt doositasemele, sealhulgas suremus;
no-observed adverse effect level,
täheldatava kahjuliku toimeta doos;
This method is analogous to OECD TG 419.
Käesolev meetod on analoogne meetodiga OECD TG 419.
This method is a replicate of the OECD TG 486, Unscheduled DNA Synthesis (UDS) Test with Mammalian Liver Cells In Vivo (1997).
Käesolev meetod lähtub juhendist OECD TG 486, Unscheduled DNA Synthesis (UDS) Test with Mammalian Liver Cells In Vivo (1997).
The purpose of the unscheduled DNA Synthesis (UDS) test with mammalian liver cells in vivo is to identify test substances that induce DNA repair in liver cells of treated animals (see 1,2,3,4).
Plaanivälise DNA sünteesi (UDS) katse imetajate maksarakkudega in vivo eesmärk on identifitseerida katseained, mis põhjustavad DNA parandust katseloomade maksarakkudes (1, 2, 3, 4).
This in vivo test provides a method for investigating genotoxic effects of chemicals in the liver.
Käesolev in vivo katse on meetod keemiliste ainete genotoksiliste mõjude uurimiseks maksas.
The end-point measured is indicative of DNA damage and subsequent repair in liver cells.
Mõõdetud lõpp-punkt ilmneb DNA kahjustuses ja selle hilisemas parandamises maksarakkudes.
The liver is usually the major site of metabolism of absorbed compounds.
Maks on tavaliselt imendunud ühendite ainevahetuse peamine koht.
It is thus an appropriate site to measure DNA damage in vivo.
See on seega sobiv koht DNA kahjustuse mõõtmiseks in vivo.
If there is evidence that the test substance will not reach the target tissue, it is not appropriate to use this test.
Kui on tõendeid selle kohta, et uuritav aine ei pääse sihtkoesse, siis ei ole vaja kasutada käesolevat katset.
The end-point of unscheduled DNA synthesis (UDS) is measured by determining the uptake of labelled nucleosides in cells that are not undergoing scheduled (S-phase) DNA synthesis.
Plaanivälise DNA sünteesi (UDS) lõpp-punkt mõõdetakse määrates märgistatud nukleosiidide ühinemist S-faasi DNA sünteesi väliste rakkudega.
The most widely used technique is the determination of the uptake of tritium-labelled thymidine (3H-TdR) by autoradiography.
Enimkasutatav meetod on triitiumiga märgistatud tümidiini (3H-TdR) ühinemise määramine autoradiograafiliselt.
Rat livers are preferably used for in vivo UDS tests.
In vivo UDS-katsetes kasutatakse eelistatult rotimaksasid.
Tissues other than the livers may be used, but are not the subject of this method.
Võib kasutada ka muid kudesid peale maksa, kuid neid ei kirjeldata käesolevas meetodis.
The detection of a UDS response is dependent on the number of DNA bases excised and replaced at the site of the damage.
UDS-vastuse avastamine sõltub väljalõigatud ja asendatud DNA aluste arvust kahjustuse kohas.
Therefore, the UDS test is particularly valuable to detect substance-induced ‘longpatch repair’ (20-30 bases).
Seega on UDS-katse eriti väärtuslik ainetest põhjustatud „pikkade DNA osade paranduse” (longpatch repair) avastamiseks (20–30 alust).
In contrast, ‘shortpatch repair’ (1-3 bases) is detected with much lower sensitivity.
„Lühikeste osade parandus” (shortpatch repair) (1–3 alust) avastatakse palju väiksema tundlikkusega.
Furthermore, mutagenic events may result because of non-repair, misrepair or misreplication of DNA lesions.
Lisaks võivad mutageensed muutused aset leida DNA kahjustuste parandamata jätmisel, parandamisvigade või replikatsioonivigade tegemisel.
The extent of the UDS response gives no indication of the fidelity of the repair process.
UDS-vastuse ulatus ei viita parandusprotsessi usaldusväärsusele.
In addition, it is possible that a mutagen reacts with DNA but the DNA damage is not repaired via an excision repair process.
Lisaks on võimalik, et mutageen reageerib DNAga, aga DNA kahjustust ei parandata lõikamis-parandamisprotsessi kaudu.
The lack of specific information on mutagenic activity provided by the UDS test is compensated for by the potential sensitivity of this endpoint because it is measured in the whole genome.
Kuna lõpp-punkt mõõdetakse kogu genoomist, siis potentsiaalne tundlikkus korvab selle, et UDS-katse ei anna spetsiifilist teavet mutageense aktiivsuse kohta.
Cells in repair: a net nuclear grain (NNG) higher than a preset value, to be justified at the laboratory conducting the test.
Parandatavad rakud – osakeste netoarv tuumas ehk NNG-väärtus on suurem kui arvestuslik väärtus, mida on põhjendatud katset tegevas laboris.
Net nuclear grains (NNG): quantitative measure for UDS activity of cells in autoradiographic UDS tests, calculated by subtracting the average number of cytoplasmic grains in nucleus-equivalent cytoplasmic areas (CG) from the number of nuclear grains (NG): NNG = NG - CG.
NNG-väärtus (net nuclear grains) – rakkude UDS-aktiivsuse kvantitatiivne mõõtmine autoradiograafilistes UDS-katsetes, arvutatuna tuumale vastavatel tsütoplasma aladel (CG) tsütoplasma osakeste keskmise arvu mahaarvamisel tuumaosakeste arvust (NG): NNG = NG – CG.
NNG counts are calculated for individual cells and then pooled for cells in a culture, in parallel cultures, etc.
NNG-arvud arvutatakse üksikute rakkude kohta ja seejärel pannakse rakud kultuuris, paralleelsetes kultuurides jm kokku.
Unscheduled DNA Synthesis (UDS): DNA repair synthesis after excision and removal of a stretch of DNA containing a region of damage induced by chemical substances or physical agents.
Plaaniväline DNA süntees (UDS) – DNA parandussüntees pärast seda, kui keemiliste ainete või füüsikaliste mõjurite põhjustatud kahjustuse alal sisalduva DNA osa on lahti lõigatud ja eemaldatud kromosoomist.
The UDS test with mammalian liver cells in vivo indicates DNA repair synthesis after excision and removal of a stretch of DNA containing a region of damage induced by chemical substances or physical agents.
UDS-katse imetajate maksarakkudega in vivo viitab DNA parandussünteesile pärast seda, kui keemiliste ainete või füüsikaliste mõjurite põhjustatud kahjustuse alal sisalduva DNA osa on lahti lõigatud ja eemaldatud kromosoomist.
The test is usually based on the incorporation of 3H-TdR into the DNA of liver cells which have a low frequency of cells in the S-phase of the cell cycle.
Katse põhineb enamasti 3H-TdR lisamisel maksarakkude DNA-sse, millel on üksnes väike rakutsükli S-faasis olevate rakkude esinemissagedus.
The uptake of 3H-TdR is usually determined by autoradiography, since this technique is not as susceptible to interference from S-phrase cells as, for example, liquid scintillation counting.
3H-TdR lisamine määratakse tavaliselt autoradiograafiliselt, kuna kõnealune tehnika ei ole vastuvõtlik S-faasis olevatele rakkudele, nagu nt vedeliktsintsillatsiooniloendus.
Rats are commonly used, although any appropriate mammalian species may be used.
Tavaliselt kasutatakse rotte, kuigi võib kasutada mis tahes sobivaid imetajate liike.
At the commencement of the study the weight variation of animals should be minimal and not exceed ± 20 % of the mean weight for each sex.
Uuringut alustades peaks loomade kaalumuutus olema minimaalne ja ei tohiks ületada ± 20 % iga soo keskmisest kaalust.
Positive controls should be substances known to produce UDS when administered at exposure levels expected to give a detectable increase over background.
Positiivsed kontrollid peaksid olema ained, mis teatavasti põhjustavad UDS-i, kui neid antakse annustena, mis ootuspäraselt põhjustavad avastatavat suurenemist taustaga võrreldes.
Positive controls needing metabolic activation should be used at doses eliciting a moderate response (4).
Metaboolset aktiveerimist vajavaid positiivseid kontrolle tuleks kasutada annustena, mis annavad mõõduka vastuse (4).
The doses may be chosen so that the effects are clear but do not immediately reveal the identity of the coded slides to the reader.
Annused valitakse nii, et mõjud on selged, kuid need ei paljasta lugejale koheselt kodeeritud objektiklaaside identiteeti.
Sampling Times
Proovivõtuaeg
Early sampling times (2-4 hours)
Varane proovivõtuaeg (2–4 tundi)
Late sampling times (12-16 hours)
Hiline proovivõtuaeg (12–16 tundi)
N-2-Fluorenylacetamide (2-AAF)
N-2-atsetamiidfluor (2-AAF)
It is acceptable that the positive control should be administered by a route different from the test substance.
Positiivseid kontrollaineid võib manustada uuritavast ainest erineva manustamistee kaudu.
An adequate number of animals should be used, to take account of natural biological variation in test response.
Katseloomade arv peaks olema piisav katsevastuses loodusliku bioloogilise varieerumise arvessevõtmiseks.
The number of animals should be at least three analysable animals per group.
Analüüsitavaid loomi peaks olema vähemalt kolm rühma kohta.
Where a significant historical database has been accumulated, only one or two animals are required for the concurrent negative and positive control groups.
Kui märkimisväärne andmebaas on kogutud juba varem, paralleelsete negatiivsete või positiivsete kontrollrühmade jaoks on vaja üksnes üks või kaks looma.
If at the time of the study there are data available from studies in the same species and using the same route of exposure that demonstrate that there are no substantial differences in toxicity between sexes, then testing in a single sex, preferably males, will be sufficient.
Üksnes üht sugupoolt, eelistatult isasloomasid, võidakse kasutada, kui uurimuse ajal on kättesaadavad tulemused samas liigis ja sama vastuvõtlikkuse liini kasutades tehtud uurimuste kohta, mille tulemused näitavad, et toksilisuse osas ei ole märkimisväärseid erinevusi sugupoolte vahel.
Test substances are generally administered as a single treatment.
Uuritavaid ained tuleb üldiselt anda ühekordse annusena.
Normally, at least two dose levels are used.
Normaalselt kasutatakse vähemalt kaht erinevat annust.
In general, the lower dose should be 50 % to 25 % of the high dose.
Üldiselt peaksid väiksemad annused olema 50–25 % suurest annusest.
If a range finding study is performed because there are no suitable data available, it should be performed in the same laboratory, using the same species, strain, sex, and treatment regimen to be used in the main study.
Kui tehakse annuse määramiseks uurimus sobivate andmete puudumisel, siis tehakse uurimus samas laboris, kasutades samu liike, tüvesid, sugu ja manustamiskava, mida kasutatakse põhiuurimuses.
The highest dose may also be defined as a dose that produces some indication of toxicity in the liver (e.g. pyknotic nuclei).
Suurim annus võidakse samuti määratleda annusena, mis viitab toksilisusele maksas (nt püknootiline tuum).
If a test at one dose level of at least 2000 mg/kg body weight, applied in a single treatment, or in two treatments on the same day, produces no observable toxic effects, and if genotoxicity would not be expected, based upon data from structurally related substances, then a full study may not be necessary.
Kui katse ühe annusega, milleks on vähemalt 2000 mg/kg kehakaalu kohta päevas ja mida manustatakse ühekordse annusena või kahe annusena samal päeval, ei põhjusta täheldatavaid toksilisi mõjusid ja kui genotoksilisus ootuspäraselt põhineb struktuurselt seotud ainete andmetel, siis ei peeta kolme annuse taset käsitlevat täielikku uurimust vajalikuks.
The test substance is usually administered by gavage using a stomach tube or a suitable intubation cannula.
Uuritavat ainet manustatakse tavaliselt söögitoru kaudu või sobiva intubeerimise kanüüli abil.
However, the intraperitoneal route is not recommended as it could expose the liver directly to the test substance rather than via the circulatory system.
Kõhukelmesisest teed siiski ei soovitata, kuna maks on sel juhul uuritavale ainele vahetult vastuvõtlikum kui vereringe kaudu.
Preparation of liver cells
Maksarakkude preparaadid
Liver cell are prepared from treated animals normally 12-16 hours after dosing.
Maksarakud prepareeritakse uuritavat ainet saanud loomadelt tavaliselt 12–16 tundi pärast annustamist.
An additional earlier sampling time (normally two to four hours post-treatment) is generally necessary unless there is a clear positive response at 12-16 hours.
Täiendav varasem proovivõtuaeg (tavaliselt kaks kuni neli tundi manustamisjärgselt) on üldiselt vajalik, välja arvatud juhul, kui on saadud selge positiivne vastus 12–16 tunni jooksul.
However, alternative sampling times may be used when justified on the basis of toxicokinetic data.
Muid proovivõtuaegasid võib kasutada, kui need on põhjendatud toksokineetiliste andmete põhjal.
Short-term cultures of mammalian liver cells are usually established by perfusing the liver in situ with collagenase and allowing freshly dissociated liver cells to attach themselves to a suitable surface.
Imetajate maksarakkude lühiajalised kultuurid tehakse tavaliselt selleks, et perforeerida maksa kollagenaa-siga in situ ja võimaldada värskelt eraldunud maksarakkudel end kinnitada sobivale pinnasele.
Liver cells from negative control animals should have a viability (5) of at least 50 %.
Negatiivsetelt kontroll-loomadelt pärit maksarakkudel peaks olema elujõulisus (5) vähemalt 50 %.
Determination of UDS
UDS-määramine
Freshly isolated mammalian liver cells are incubated usually with medium containing 3H-TdR for an appropriate length of time, e.g. 3-8 hours.
Värskelt isoleeritud imetajate maksarakud inkubeeritakse tavaliselt keskkonnas, mis sisaldab 3H-TdR-i, sobiva pikkusega aja jooksul, nt kolm kuni kaheksa tundi.
At the end of the incubation period, medium should be removed from the cells, which may then be incubated with medium containing excess unlabelled thymidine to diminish unincorporated radioactivity (‘cold chase’).
Inkubatsiooniperioodi lõpus tuleks sööde eraldada rakkudest, mida võidakse seejärel inkubeerida söötmes, mis sisaldab liiga palju märgistamata tümidiini inkorporeerimata radioaktiivsuse vähendamiseks (cold chase).
The cells are then rinsed, fixed and dried.
Seejärel rakud loputatakse, fikseeritakse ja kuivatatakse.
For more prolonged incubation times, cold chase may not be necessary.
Pikema inkubatsiooniaja jooksul ei pruugi märgistamata tümidiiniga töötlemine olla vajalik.
Slides are dipped in autoradiographic emulsion, exposed in the dark (e.g. refrigerated for 7-14 days), developed, stained, and exposed silver grains are counted.
Objektiklaasid kastetakse autoradiograafilise emulsiooni sisse, valgustatakse pimedas (säilitatakse külmkapis 7–14 päeva), ilmutatakse, värvitakse ning arvutatakse valgustatud hõbeosakesed.
Two to three slides are prepared from each animal.
Kaks kuni kolm objektiklaasi valmistatakse iga looma kohta.
The slide preparations should contain sufficient cells of normal morphology to permit a meaningful assessment of UDS.
Objektiklaasi preparaadid peaksid sisaldama piisavalt rakke, mille morfoloogia on normaalne, milles võimaldatakse teha UDSi tähendusrikast hindamist.
Preparations are examined microscopically for signs of overt cytotoxicity (e.g. pyknosis, reduced levels of radiolabelling).
Preparaate uuritakse mikroskoopiliselt ilmsete tsütotoksiliste tunnuste suhtes (nt püknoos, radiomärgistuse vähenemine).
Slides should be coded before grain counting.
Objektiklaasid kodeeritakse enne osakeste kokkulugemist.
The amount of 3H-TdR incorporation in the nuclei and the cytoplasm of morphologically normal cells, as evidenced by the deposition of silver grains, should be determined by suitable methods.
Vähem kui 100 rakku/loom loendamine peab olema põhjendatud.
Grain counts are determined over the nuclei (nuclear grains, NG) and nucleus equivalent areas over the cytoplasm (cytoplasmic grains, CG).
Osakeste arvu ei arvutata S-faasis olevast tuumast, kuid S-faasi rakkude osa registreeritakse.
Individual slide and animal data should be provided.
Tuleb esitada individuaalsed objektiklaasi ja loomade andmed.
Net nuclear grain (NNG) counts should be calculated for each cell, for each animal and for each dose and time by subtracting CG counts from NG counts.
NNG-arvud arvutatakse iga raku, iga looma, iga annuse ja aja kohta CG-arvude mahaarvamisel NG-arvudest.
If ‘cells in repair’ are counted, the criteria for defining ‘cells in repair’ should be justified and based on historical or concurrent negative control data.
Kui arvutatakse „parandatavate rakkude” arvu, peaks „parandatavate rakkude” määratlemine olema põhjendatud ja põhinema varasemate ja paralleelsete negatiivsete kontrollide andmetel.
Numerical results may be evaluated by statistical methods.
Numbrilisi tulemusi hinnatakse statistiliste meetodite abil.
If used, statistical tests should be selected and justified prior to conducting the study.
Kui statistilisi katseid kasutatakse, valitakse ja põhjendatakse neid enne uurimuse läbiviimist.
Examples of criteria for positive/negative responses include:
Positiivsete/negatiivsete vastuste kriteeriumide näited hõlmavad:
NNG values above a pre-set threshold which is justified on the basis of laboratory historical data; or
NNG-väärtused on suuremad kui arvestuslik lävi, mis on õigustatud varasemate laboriandmete põhjal; või
NNG values significantly greater than concurrent control;
NNG väärtused on oluliselt suuremad kui paralleelsetes kontrollkatsetes;
NNG values within/below historical control threshold; or
NNG väärtused on varasema kontroll-läve piires või sellest väiksemad; või
NNG values not significantly greater than concurrent control.
NNG väärtused ei ole oluliselt suuremad kui paralleelsetes kontrollkatsetes.
The biological relevance of data should be considered: i.e. parameters such as inter-animal variation, dose-response relationship and cytotoxicity should be taken into account.
Tulemuste bioloogilist olulisust arutatakse: nt loomade väliste varieerumiste, doosi ja toime suhte ja tsütotoksilisuse parameetreid tuleks arvesse võtta.