natgillin/translations-raw huggingface dataset:
method used to enumerate viable and transformed cells,
eluvõimeliste ja mutantsete rakkude loendamise meetod;
Dominant lethal effects cause embryonic or foetal death.
Dominantsed letaalsed toimed põhjustavad loote surma.
Induction of dominant lethals by exposure to a chemical substance indicates that the substance has affected germinal tissue of the test species.
Dominantsete letaalide indutseerimine keemiliste ainetega töötlemisel näitab, et see aine on mõjutanud uuritava liigi lootekudet.
It is generally accepted that dominant lethals are due to chromosomal damage (structural and numerical anomalies).
Üldiselt aktsepteeritakse, et dominantne letaalsus tekib kromosoomide kahjustumise tõttu (struktuurilised ja arvulised anomaaliad).
Embryonic death if females are treated may also be the result of toxic effects.
Loodete suremine ravitud emasloomal võib olla ka toksilise mõju tulemuseks.
Generally, male animals are exposed to the test compound and mated to untreated virgin females.
Üldiselt eksponeeritakse uuritavale ainele isasloomi ning neid paaritatakse ravimata ja seni paaritamata emastega.
The various germ cell stages can be tested separately by the use of sequential mating intervals.
Erinevaid iduraku staadiume võib testida eraldi, kasutades järjestikuseid paarituste intervalle.
The increase of dead implants per female in the treated group over the dead implants per female in the control group reflects the post-implantational loss.
Ühe emase kohta tulevate surnud implanteerunud loodete arvu suurenemine töödeldud grupis võrrelduna surnud implantaatide arvuga kontrollgrupi emastel peegeldab implantatsioonijärgset loodete surma.
Pre-implantational loss can be estimated based on corpora lutea counts or by comparing the total implants per female in treated and control groups.
Enne implantatsiooni toimunud loodete hävimist saab hinnata kollaskehade (corpora lutea) arvu järgi või võrreldes ühe emase kohta tulevat implantaatide koguarvu ravi saanute ja kontrollgrupis.
The total dominant lethal effect is the sum of pre- and post-implantational loss.
Dominantne letaalne üldtoime on implantatsioonieelsete ja -järgsete kadude summa.
The calculation of the total dominant lethal effect is based on comparison of the live implants per female in the test group to the live implants per female in the control group.
Dominantse letaalsuse kogutoime arvutatakse välja, võrreldes omavahel elusate implantaatide arvu ühe emase kohta testgrupis elusate implantaatide arvuga ühe emase kohta kontrollgrupis.
A reduction in the number of implants at certain intervals may be the result of cell killing (i.e. of spermatocytes and/or spermatogonia).
Implantaatide arvu vähenemine teatud ajavahemikes võib olla rakkude hävimise tulemuseks (s.o kas spermatotsüütide ja/või spermatogoonide).
When possible, test substances should be dissolved or suspended in isotonic saline.
Kui võimalik, tuleb uuritavad ained lahustada või suspendeerida isotoonilises soolalahuses.
Chemicals insoluble in water may be dissolved or suspended in appropriate vehicles.
Vees mittelahustuvad ained võib lahustada või suspendeerida vastavates lahustites.
The vehicle used should neither interfere with the test chemical nor produce toxic effects.
Kasutatav lahusti ei tohi omada koostoimet uuritava kemikaaliga ega avaldada toksilist toimet.
Fresh preparations of the test chemical should be employed.
Uuritav kemikaal tuleb ette valmistada vahetult enne kasutamist.
The test compound should generally be administered only once.
Testitavat ühendit tuleb üldjuhul manustada ainult üks kord.
Based on toxicological information a repeated treatment schedule can be employed.
Vajaduse korral võib rakendada korduvaid manustamisi, olenevalt toksikoloogilisest informatsioonist.
The usual routes of administration are oral intubation or intraperitoneal injection.
Tavalisteks manustamisviisideks on suukaudselt sondi teel või intraperitoneaalne süstimine.
Other routes of administration may be appropriate.
Sobida võivad ka teised manustamisviisid.
Rats or mice are recommended as the test species.
Soovitatavateks loomaliikideks on rotid ja hiired.
Healthy fully sexually mature animals are randomised and assigned to treatment and control groups.
Terved täielikult suguküpsed loomad jagatakse juhuslikkuse alusel töötlemisele kuuluva ja kontrollgrupi vahel ära.
An adequate number of treated males should be used, taking into account the spontaneous variation of the biological character being evaluated.
Uuritava aine manustamiseks tuleb kasutada piisavat arvu isaseid loomi, võttes arvesse hinnatava bioloogilise tunnuse iseeneslikku varieerumist.
The number chosen should be based on the pre-determined sensitivity of detection and power of significance.
Loomade arvu valik peaks põhinema eelnevalt kindlaks tehtud määramise tundlikkusel ja olulisuse määral.
For example in a typical test, the number of males in each dose group should be sufficient to provide between 30 and 50 pregnant females per mating interval.
Näiteks ühes tüüpilises testis peaks olema isaste arv igas erineva annusega ravitavas grupis piisav, et saada 30–50 tiinet emaslooma ühe paaritusintervalli kohta.
Generally concurrent positive and negative (vehicle) controls should be included in each experiment.
Tavaliselt peavad igas eksperimendis olema korraga nii positiivsed kui ka negatiivsed (lahusti) kontrollid.
When acceptable positive control results are available from experiments conducted recently in the same laboratory these results can be used instead of a concurrent positive control.
Kui on olemas aktsepteeritavad hiljuti samas laboris tehtud eksperimentide positiivsete kontrollide tulemused, siis võib kasutada neid andmeid ja jätta positiivsed kontrollid käesolevast testist välja.
Positive control substances should be used at an appropriate low dose (e.g. MMS, intraperitoneally, at 10 mg/kilogram) to demonstrate the test sensitivity.
Positiivseid kontrollaineid tuleb kasutada vastavas madalas annuses (nt MMS, intraperitoneaalselt annuses 10 mg/kg), et näidata testi sensitiivsust.
Normally, three dose levels should be used.
Tavaliselt tuleb kasutada kolme annust.
The high dose should produce signs of toxicity or reduced fertility in the treated animals.
Kõrge annus peaks avaldama toksilist toimet või vähendama uuritavat ainet saanud loomade viljakust.
In certain cases a single high dose level may be sufficient.
Teatud juhtudel võib olla piisav ühe suure annuse kasutamine.
Non-toxic substances should be tested at 5 g/kilogram on a single administration or at 1 g/kilogram/day on repeated administration.
Mittetoksilisi aineid tuleb testida annuses 5 g/kg ühekordsel manustamisel või 1 g/kg päevas korduval manustamisel.
Several treatment schedules are available.
Kasutusel on mitmesugused uuritava aine manustamise skeemid.
Single administration of the test substance is the most widely used.
Kõige enam kasutatakse uuritava aine ühekordset manustamist.
Other treatment schedules may be used.
Võib kasutada ka teisi skeeme.
Individual males are mated sequentially to one or two untreated virgin females at appropriate intervals after treatment.
Ühte isaslooma paaritatakse manustamisjärgselt ettenähtud aja möödudes järgemööda ühe või kahe ainet mittesaanud ja paaritamata emasega.
Females should be left with the males for at least the duration of one oestrous cycle or until mating has occurred as determined by the presence of sperm in the vagina or by the presence of a vaginal plug.
Emased tuleb jätta isastega kokku vähemalt ühe östraaltsükli ajaks või seniks, kuni paaritumine on toimunud. Seda hinnatakse sperma leidumise alusel tupes või vaginaalkorgi olemasolu järgi.
The number of matings following treatment is governed by the treatment schedule and should ensure that all germ cell stages are sampled after treatment.
Aine manustamise järgsete paarituste arvu määrab manustamise ajaline skeem, mis peab võimaldama kõigi idurakustaadiumide mõjutamise uurimist.
Females are sacrificed in the second half of pregnancy and uterine contents are examined to determine the number of dead and live implants.
Emased lahatakse tiinuse teisel poolel ja emaka sisaldist uuritakse surnud ja elusate implanteerunud loodete arvu kindlakstegemiseks.
The ovaries may be examined to determine the number of corpora lutea.
Munasarju võib uurida kollaskehade arvu kindlakstegemiseks.
Data should be tabulated to show the number of males, the number of pregnant females, and the number of non-pregnant females.
Andmed tuleb esitada tabelis, näidates isaste arvu, tiinete ja mittetiinete emaste arvu.
Results of each mating, including the identity of each male and female, should be reported individually.
Iga paarituse tulemused tuleb esitada individuaalselt iga isase ja emase kohta eraldi.
For each female, week of mating, dose level received by the males, the frequencies of live implants and of dead implants should be recorded.
Iga emase kohta tuleb näidata paarituse nädal, isasele manustatud annus, elusate ja surnud loodete esinemine.
The ratio of dead to live implants from the treated group compared to the same ratio from the control group is analysed to indicate the post-implantation loss.
Saadud andmeid – surnud loodete suhe elusatesse ainet saanute grupis võrrelduna sama suhtega kontrollgrupis – analüüsitakse implantatsioonijärgset loodete hävimise näitamiseks.
If the data are recorded as early and late deaths, the tables should make that clear.
Kui andmed pannakse kirja varaste ja hiliste surmadena, peab ka see tabelites kajastuma.
If pre-implantation loss is estimated, it should be reported.
Kui hinnatakse implantatsioonieelset kadu, peab see olema registreeritud.
Pre-implantation loss can be calculated as a discrepancy between the number of corpora lutea and the number of implants or as a reduction in the average number of implants per uterus in comparison with control matings.
Implantatsioonieelset kadu võib arvutada kui erinevust kollaskehade arvu ja implantaatide arvu vahel või kui implantaatide keskmise arvu vähenemist emaka kohta võrrelduna kontrollpaaritustega.
Data are evaluated using appropriate statistical methods.
Andmeid hinnatakse vastavaid statistilisi meetodeid kasutades.
species, strain, age and weights of animals used, number of animals of each sex in experimental and control groups,
kasutatud loomade liik, aretusliin, vanus, kehakaal, isaste ja emaste arv testitavas ja kontrollgrupis;
test substance, vehicle, dose levels tested and rationale for dose selection, negarive and positive controls, toxicity data,
testitav aine, lahusti, testitavad annused ja annuste valiku põhjendus, negatiivsed ja positiivsed kontrollid, andmed toksilisuse kohta;
route and treatment schedule,
töötlemisviis ja töötluste ajakava;
mating schedule,
paarituste ajakava;
method used to determine that mating has occurred,
paarituse toimumise määramiseks kasutatud meetod;
time of sacrifice,
lahangu aeg;
criteria for scoring dominant lethals,
dominantse letaalsuse hindamise kriteeriumid;
dose/response relationship, if applicable,
võimaluse korral anda annuse/vastuse reaktsiooni suhe;
This method is a replicate of the OECD TG 483, Mammalian Spermatogonial Chromosome Aberration Test (1997).
Käesolev meetod lähtub juhendist OECD TG 483, Mammalian Spermatogonial Chromosome Aberration Test (1997).
The purpose of the in vivo mammalian spermatogonial chromosome aberration test is to identify those substances that cause structural chromosome aberrations in mammalian spermatogonial cells (1)(2)(3)(4)(5).
In vivo imetajate spermatogoonide kromosoomaberratsioonide katse eesmärk on ära tunda need ained, mis põhjustavad struktuurseid kromosoomaberratsioone imetajate spermatogoonide rakkudes (1, 2, 3, 4, 5).
This method is not designed to measure numerical aberrations and is not routinely used for that purpose.
Käesolev meetod ei ole siiski mõeldud numbriliste aberratsioonide mõõtmiseks ja seda ei kasutata korrapäraselt sel eesmärgil.
Chromosome mutations and related events are the cause of many human genetic diseases.
Kromosoommutatsioonid ja sellega seotud juhud on paljude inimeste geneetiliste haiguste põhjuseks.
This test measures chromosome events in spermatogonial germ cells and is, therefore, expected to be predictive of induction of inheritable mutations in germ cells.
Käesolev katse mõõdab kromosoomaberratsioone spermatogoonide idurakkudes ja seetõttu oodatakse, et need ennustaksid idurakkudes pärinevaid mutatsioone.
This in vivo cytogenetic test detects chromosome aberrations in spermatogonial mitoses.
Käesolev in vivo tsütogeneetiline katse avastab kromosoomaberratsioonid spermatogoonide mitoosides.
Other target cells are not the subject of this method.
Käesolevat meetodit ei kasutata muudes sihtkudedes.
To detect chromatid-type aberrations in spermatogonial cells, the first mitotic cell division following treatment should be examined before these lesions are lost in subsequent cell divisions.
Et avastada kromatiidaberratsioone spermatogoonide rakkudes, tuleks uurida esimest mitoosiraku jagunemist manustamise järel enne, kui need kahjustused kaovad järgmistes raku jagunemistes.
Additional information from treated spermatogonial stem cells can be obtained by meiotic chromosome analysis for chromosome-type aberrations at diakinesis-metaphase I when the treated cells become spermatocytes.
Lisateavet manustatud spermatogoonide tüverakkudest saadakse meiootilise kromosoomi analüüsil kromosoomaberratsioonide suhtes diakineesi-metafaasis I, kui manustatud rakud muutuvad spermatotsüütideks.
This in vivo test is designed to investigate whether somatic cell mutagens are also active in germ cells.
Käesolev in vivo katse on määratud uurima, kas keharakkude mutageenid on ka aktiivsed idurakkudes.
In addition, the spermatogonial test is relevant to assessing mutagenicity hazard in that it allows consideration of factors of in vivo metabolism, pharmacokinetics and DNA-repair processes.
Lisaks sobib spermatogoonidega tehtav katse ka mutageensuse ohu hindamiseks, kuna see võimaldab in vivo metabolismi, farmakokineetika ja DNA parandusprotsesside tegurite arvessevõtmist.
A number of generations of spermatogonia are present in the testis with a spectrum of sensitivity to chemical treatment.
Munandites on mitu spermatogoonide põlvkonda, mille tundlikkus keemiliste ainete mõjule vaheldub.
Thus, the aberrations detected represent an aggregate response of treated spermatogonial cell populations, with the more numerous differentiated spermatogonial cells predominating.
Seetõttu esindavad avastatud aberratsioonid töödeldud spermatogoonide rakupopulatsioonide koguvastust, milles domineerib suurem hulk eristunud spermatogoonide rakke.
Depending on their position within the testis, different generations of spermatogonia may or may not be exposed to the general circulation, because of the physical and physiological Sertoli cell barrier and the blood-testis barrier.
Eri põlvkondadesse kuuluvate spermatogoonide kuulumine üldvereringesse sõltub nende asukohast munandites.
Gap: an achromatic lesion smaller than the width of one chromatid, and with minimum misalignment of the chromatids.
Tühik – akromaatiline kahjustus, mis on väiksem kui kromatiidi laius ja millel on minimaalne kromatiidide üleminek.
Numerical aberration: a change in the number of chromosomes from the normal number characteristic of the animals utilised.
Numbriline aberratsioon – kasutatud rakkude tüüpilisest normaalsest kromosoomiarvust erinev kromosoomide arv.
Structural aberration: a change in chromosome structure detectable by microscopic examination of the metaphase stage of cell division, observed as deletions, intrachanges or interchanges.
Struktuurne aberratsioon – kromosoomistruktuuri muutus, mis on avastatud rakujaotuse metafaasi faasi mikroskoopilisel uurimisel ja mida täheldatakse deletsiooni ja fragmentidena, kromosoomisiseste või -väliste muutustena.
Prior to sacrifice, animals are treated with a metaphase-arresting substance (e.g. Colcemid® or colchicine).
Enne tapmist antakse loomadele metafaasi peatavat ainet (nt kolhitsiini või ainet Colcemid®).
Chromosome preparations are then made from germ cells and stained, and metaphase cells are analysed for chromosome aberrations.
Seejärel tehakse idurakkudest kromosoomipreparaadid ja need värvitakse ning metafaasi rakkude kromosoomaberratsioone analüüsitakse.
At the commencement of the study the weight variation of animals should be minimal and not exceed ± 20 % of the mean weight.
Uuringut alustades peaks loomade kaalumuutus olema minimaalne ja ei tohiks ületada ± 20 % keskmisest kaalust.
Healthy young adult males are randomly assigned to the control and treatment groups.
Terved noored täiskasvanud isasloomad määratakse juhuvaliku alusel kontroll- ja katserühmadesse.
The animals are acclimated to the laboratory conditions for at least five days prior to the start of the study.
Loomi harjutatakse laboritingimustega vähemalt viis päeva enne uuringu alustamist.
The solvent/vehicle should not produce toxic effects at the dose levels used and should not be suspected of chemical reaction with the test substance.
Lahusti/kandjaaine ei tohi avaldada toksilist mõju kasutatavate annuste korral ja ei tohi astuda keemilisse reaktsiooni uuritava ainega.
If other than well-known solvents/vehicles are used, their inclusion should be supported by data indicating their compatibility.
Kui kasutatakse muid kui tuntud lahusteid/kandjaaineid, peab nende kasutamine toetuma ühtesobivuse kohta käivatele andmetele.
Concurrent positive and negative (solvent/vehicle) controls should be included in each test.
Käesolevasse katsesse kaasatakse paralleelsed positiivsed ja negatiivsed (lahusti/kandjaaine) kontrollid.
Except for treatment with the test substance, animals in the control groups should be handled in an identical manner to animals in the treated groups.
Kontrollrühma loomi käsitletakse sarnaselt katserühma loomadega, kuid neile ei anta uuritavat ainet.
Positive controls should produce structural chromosome aberrations in vivo in spermatogonial cells when administered at exposure levels expected to give a detectable increase over background.
Positiivsed kontrollid ei tohiks põhjustada struktuurseid aberratsioone in vivo spermatogoonide rakkudes manustamistasemetel, mis peaksid põhjustama avastatavat suurenemist taustaga võrreldes.
Monomeric acrylamide
Akrüülamiidmonomeer
Negative controls, treated with solvent or vehicle alone, and otherwise treated in the same way as the treatment groups, should be included for every sampling time, unless acceptable inter-animal variability and frequency of cells with chromosome aberrations are demonstrated by historical control data.
Üksnes lahustit või kandjaainet saanud või muul katserühmaga samalaadsel viisil töödeldud negatiivsetest kontrollidest võetakse proovid igal proovivõtukorral, välja arvatud siis, kui varasemad kontrollitulemused näitavad loomade väliste varieerumiste ja kromosoomaberratsioone sisaldavate rakkude esinemissageduste tunnustamist.
Each treated and control group must include at least five analysable males.
Nii katse- kui ka kontrollrühmas on vähemalt viis analüüsitavat looma.
Test substances are preferably administered once or twice (i.e. as a single treatment or as two treatments).
Uuritavaid aineid manustatakse eelistatult ühel või kahel korral (nt ühekordse annusena või kahekordsete annustena).
In the highest dose group two sampling times after treatment are used.
Suurimat annust saavas rühmas võetakse manustamise järel proove kahel korral.
Since cell cycle kinetics can be influenced by the test substance, one early and one late sampling time are used around 24 and 48 hours after treatment.
Kuna uuritav aine saab mõjutada rakutsükli kineetikat, siis võetakse proove üks kord varajasel ja teine kord hilisemal ajal ligikaudu 24–48 tunni jooksul pärast manustamist.
For doses other than the highest dose, a sampling time of 24 hours or 1,5 cell cycle length after treatment should be taken, unless another sampling time is known to be more appropriate for detection of effects (6).
Muude annuste, v.a suurim annus, puhul on proovide võtmise ajaks 24 tundi või 1,5 rakutsüklit pärast manustamist, välja arvatud siis, kui muu proovivõtuaeg on sobivam mõjude avastamiseks (6).
In addition, other sampling times may be used.
Lisaks võib kasutada muid proovivõtuaegasid.
For example in the case of chemicals, which may induce chromosome lagging, or may exert S-independent effects, earlier sampling times may be appropriate (1).
Näiteks keemiliste ainete puhul, mis võivad põhjustada kromosoomi aeglustumist või võivad esile tuua S-faasist sõltumatuid mõjusid, on sobivam varajasem proovide võtmise aeg (1).
The appropriateness of a repeated treatment schedule needs to be identified on a case-by-case basis.
Kordusmanustamiste sobivus tuleb määrata iga üksikjuhtumi puhul eraldi.
Following a repeated treatment schedule the animals should then be sacrificed 24 hours (1,5 cell cycle length) after the last treatment.
Kordusmanustamise järel tuleb loomad tappa 24 tunni (1,5 rakutsükli) jooksul pärast viimast manustamist.
Additional sampling times may be used where appropriate.
Täiendavaid proovivõtuaegasid võib kasutada vajaduse korral.
Prior to sacrifice, animals are injected intraperitoneally with an appropriate dose of a metaphase arresting substance (e.g. Colcemid® or colchicine).
Enne tapmist süstitakse loomade kõhukelmesse metafaasi peatavat ainet (nt ainet Colcemid® või kolhitsiini).
For mice this interval is approximately three to five hours, for Chinese hamsters this interval is approximately four to five hours.
Hiirte puhul on see intervall ligikaudu 3–5 tundi, hiina hamstritel ligikaudu 4–5 tundi.
If a range finding study is performed because there are no suitable data available, it should be performed in the same laboratory, using the same species, strain and treatment regimen to be used in the main study (7).
Kui tehakse annuste vahemiku määramiseks uuring sobivate andmete puudumisel, siis tehakse uurimus samas laboris, kasutades samu liike, tüvesid, sugu ja manustamiskava, mida kasutatakse põhiuurimuses (7).
The highest dose may also be defined as a dose that produces some indication of toxicity in the spermatogonial cells (e.g. a reduction in the ratio of spermatogonial mitoses to first and second meiotic metaphases; this reduction should not exceed 50 %).
Suurim annus võib samuti põhjustada toksilisuse nähte spermatogoonide rakkudes (nt spermatogoonide mitooside suhe esimese ja teise meiootilisse metafaasi on vähenenud; kõnealune vähenemine ei tohi ületada 50 %).
If a test at one dose level of at least 2000 mg/kg body weight/day using a single treatment, or as two treatments on the same day, produces no observable toxic effects, and if genotoxicity would not be expected based upon data from structurally related substances, then a full study using three dose levels may not be considered necessary.
Kui katse ühe annusega, milleks on vähemalt 2000 mg/kg kehakaalu kohta päevas ja mida manustatakse ühekordse annusena või kahe annusena samal päeval, ei põhjusta täheldatavaid toksilisi mõjusid ja kui genotoksilisus ootuspäraselt põhineb struktuurselt seotud ainete andmetel, siis ei peeta kolme annuse taset käsitlevat täielikku uurimust vajalikuks.
Immediately after sacrifice, cell suspensions are obtained from one or both testes, exposed to hypotonic solution and fixed.
Kohe pärast tapmist võetakse rakususpensioonid ühest või mõlemast munandist, mis pannakse hüpotoonilisse lahusesse ja fikseeritakse.
For each animal at least 100 well-spread metaphase should be analysed (i.e. a minimum of 500 metaphases per group).
Iga looma puhul analüüsitakse vähemalt 100 väga levinud metafaasi (vähem kui 500 metafaasi rühma kohta).
Since fixation procedures often result in the breakage of a proportion of metaphases with loss of chromosomes, the cells scored should contain a number of centromeres equal to the number 2n ± 2.
Kui fikseerimise menetlused viivad tihti metafaasis olevate rakkude katkemise ja kromosoomide kaotamiseni, peaksid arvutatud rakud sisaldama tsentromeeride hulka, mis vastab arvule 2n ± 2.
Individual animal data should be presented in a tabular form.
Üksikute loomade andmed esitatakse tabelis.