natgillin/translations-raw huggingface dataset:
The first readily identifiable symptom is one whereby the vascular ring has a yellowish coloration and when the tuber is gently squeezed, pillars of cheese-like material emerge from the vessels.
Esimene kindlalt identifitseeritav sümptom on see, kui juhtkoering on kollaka värvusega ning kui mugula kergel pigistamisel ilmuvad soontest juustulaadse aine sambad.
This exudation contains millions of bacteria.
See eritis sisaldab miljoneid baktereid.
Browning of the vascular tissue may develop and tuber symptoms at this stage are similar to those of brown rot caused by Ralstonia solanacearum.
Juhtkude võib muutuda pruunikaks ning selles etapis sarnanevad sümptomid mugulal pruunmädaniku sümptomitega, mida põhjustab Ralstonia solanacearum.
At first, these symptoms may be restricted to one part of the ring, not necessarily close to the heel end and may gradually extend to the whole ring.
Esialgu võivad need sümptomid olla üksnes ühes juhtkoeringi osas ning ei pruugi olla basaalse tipu lähedal ning võivad järk-järgult laieneda kogu ringile.
As the infection progresses, destruction of the vascular tissue occurs; the outer cortex may become separated from the inner cortex.
Haiguse süvenedes juhtkude hävib; koore välimine osa võib eralduda sisemisest.
In advanced stages of infection, cracks appear on the surface of the tuber, which are often reddish-brown at their margins.
Haiguse lõppjärgus ilmuvad mugula pinnale praod, mis on sageli äärtest punakaspruunid.
Recently in Europe several cases have occurred where the central cortex rots at the same time as the vascular ring resulting in secondary invasion with internal hollowing and necrosis.
Hiljuti on Euroopas olnud mitu juhtumit, kus koore keskosa mädaneb juhtkoeringiga üheaegselt, mille tulemuseks on sekundaarne invasioon koos sisemuse õõnsaks muutumise ja nekroosiga.
Secondary fungal or bacterial invasion may mask the symptoms and it may be difficult, if not impossible, to distinguish advanced ring rot symptoms from other tuber rots.
Sekundaarse seenhaiguse või bakteri levik võib sümptomeid varjata ning lõppjärgus võib olla raske või isegi võimatu eristada ringmädaniku sümptomeid teistest mugulamädanikest.
Atypical symptoms may be possible.
Võib esineda ebatüüpilisi sümptomeid.
SAMPLE PREPARATION
PROOVI ETTEVALMISTAMINE
The standard sample size is 200 tubers per test.
Standardproovi suurus on 200 mugulat analüüsi kohta.
More intensive sampling requires more tests on samples of this size.
Intensiivsem proovivõtmine eeldab rohkem analüüse, kuid proovi suurus jääb samaks.
Larger numbers of tubers in the sample will lead to inhibition or difficult interpretation of the results.
Suurem mugulate arv proovis põhjustab tulemuste inhibeerimise või nende tõlgendamise keerukuse.
However, the procedure can be conveniently applied for samples with less than 200 tubers where fewer tubers are available.
Siiski saab meetodit kasutada ka alla 200 mugulaga proovi puhul, kui rohkem mugulaid ei ole.
Validation of all detection methods described below is based on testing of samples of 200 tubers.
Kõigi allpool kirjeldatud avastamismeetodite valideerimine põhineb analüüsidel, mis on tehtud 200 mugulast koosneva prooviga.
The potato extract described below can also be used for detection of the potato brown rot bacterium, Ralstonia solanacearum.
Allpool kirjeldatud kartuliekstrakti saab kasutada ka kartuli pruun-baktermädaniku bakteri Ralstonia solanacearum avastamiseks.
Optional pre-treatment in advance to sample preparation:
Vabatahtlik eeltöötlemine enne proovi valmistamist:
Wash the tubers.
Mugulad pestakse.
Use appropriate disinfectants (chlorine compounds when PCR-test is to be used in order to remove eventual pathogen DNA) and detergents between each sample.
Iga proovi järel kasutatakse kohaseid desinfektsioonivahendeid (klooriühendeid, kui kasutatakse PCR-analüüsi, et eemaldada võimalik patogeenne DNA) ja pesuaineid.
Air dry the tubers.
Mugulad kuivatatakse õhu käes.
This washing procedure is particularly useful (but not required) for samples with excess soil and if a PCR-test or direct isolation procedure is to be performed.
Eriti on pesemine kasulik (kuid mitte kohustuslik) nende proovide puhul, millel on liiga palju mulda, ning kui tehakse PCR-analüüsi või bakterite otsest isoleerimist.
Remove with a clean and disinfected scalpel or vegetable knife the skin at the heel end of each tuber so that the vascular tissue becomes visible.
Puhta ja desinfitseeritud skalpelli või juurviljanoa abil eemaldatakse koor mugula basaalse tipu juurest nii, et juhtkude tuleb nähtavale.
Carefully cut out a small core of vascular tissue at the heel end and keep the amount of non-vascular tissue to a minimum (see web site: http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main)
Basaalse tipu juures lõigatakse väike juhtkoe südamik ettevaatlikult välja nii, et muid kudesid tuleks kaasa võimalikult vähe (vt veebilehekülge http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Set aside any tubers with suspected ring rot symptoms and test separately.
Iga kahtlaste ringmädaniku sümptomitega mugul pannakse kõrvale ja analüüsitakse eraldi.
If during removal of the heel end core suspect symptoms of ring rot are observed, the tuber should be visually inspected after cutting near the heel end.
Kui basaalse tipusüdamiku eemaldamisel ilmneb kahtlaseid sümptomeid, tuleks teha selle mugula visuaalne kontroll pärast mugula lõikamist basaalse tipu juurest.
Any cut tuber with suspected symptoms should be suberised at room temperature for two days and stored under quarantine (at 4 to 10 °C) until all tests have been completed.
Kõiki kahtlaste sümptomitega lõigatud mugulaid tuleks hoida korgistumiseks vähemalt kaks päeva toatemperatuuril ning seejärel säilitada jahutatud mugulad (4–10 °C) kohastes karantiinitingimustes, kuni kõik analüüsid on tehtud.
All tubers in the sample (including those with suspicious symptoms) should be kept according to Annex II.
Kõiki proovideks võetud mugulaid (sealhulgas kahtlaste sümptomitega mugulad) tuleks säilitada vastavalt II lisale.
If this is not possible, store them in the container, without addition of buffer, refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Kui see ei ole võimalik, hoitakse neid mahutis puhvrit lisamata, jahutatult mitte üle 72 tunni või toatemperatuuril mitte üle 24 tunni.
Drying and suberisation of cores, and growth of saprophytes during storage may hinder detection of the ring rot bacterium.
Ringmädaniku bakteri avastamist võivad takistada südamike kuivamine ja korgistumine ning saprofüütide kasv ladustamise ajal.
Process the heel end cores by one of the following procedures: either,
Basaalseid tipusüdamikke töödeldakse, kasutades ühte järgmistest meetoditest.
homogenise the cores with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 3), either in a blender (e.g. Waring or Ultra Thurax) or by crushing in a sealed disposable maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba strong guage polythene, 150 mm × 250 mm; radiation sterilised) using a rubber mallet or suitable grinding apparatus (e.g. Homex).
Südamikud homogeenitakse piisava koguse (umbes 40 ml) ekstraktsioonipuhvriga (3. liide) kas segistis (näiteks Waring või Ultra Thurax) või purustatakse need suletud ühekordse kasutusega matseratsioonikotis (näiteks Stomacheri või Bioreba tugev kilekott mõõtudega 150 mm × 250 mm; kiirgussteriilne), kasutades kummivasarat või sobivat peenestusseadet (näiteks Homex).
The risk of cross-contamination of samples is high when samples are homogenized using a blender.
Kui proovid homogeenitakse segistis, on suur proovide ristsaastumise oht.
Take precautions to avoid aerosol generation or spillage during the extraction process.
Võetakse ettevaatusabinõusid, et vältida aerosooli tekkimist või proovi lekkimist ekstraktsiooni käigus.
Ensure that freshly sterilised blender blades and vessels are used for each sample.
Tagatakse äsja steriliseeritud segistiterade ja -anumate kasutamine iga proovi korral.
If the PCR test is to be used, avoid carry-over of DNA on containers or grinding apparatus.
Kui kasutatakse PCR-analüüsi, välditakse DNA ülekandumist mahutites või peenestusseadmes.
Crushing in disposable bags and use of disposable tubes is recommended where PCR is to be used.
PCR-analüüsi tegemisel on soovitav purustada ühekordse kasutusega kottides ja kasutada ühekordse kasutusega katseklaase.
Decant the supernatant.
Supernatant dekanteeritakse.
If excessively cloudy, clarify either by slow speed centrifugation (at not more than 180 g for 10 minutes at a temperature between 4 to 10 °C) or by vacuum filtration (40 to 100 µm), washing the filter with additional (10 ml) extraction buffer (Appendix 3).
Kui lahus on liiga hägune, selitatakse see madalal kiirusel tsentrifuugides (mitte üle 180 g 10 minuti jooksul temperatuuril 4–10 °C) või vaakumfiltreerimisega (40–100 µm), pestes filtrit (10 ml) täiendava ekstraktsioonipuhvriga (3. liide).
Concentrate the bacterial fraction by centrifugation at 7000 g for 15 minutes (or 10000 g for 10 minutes) at a temperature between 4 to 10 °C and discard the supernatant without disturbing the pellet.
Bakterifraktsioon kontsentreeritakse, tsentrifuugides 7000 g juures 15 minutit (või 10000 g juures 10 minutit) temperatuuril 4–10 °C ning supernatant eemaldatakse bakterisadet segamata.
Resuspend the pellet in 1,5 ml pellet buffer (Appendix 3).
Bakterisade resuspendeeritakse 1,5 ml bakterisademe puhvris (3. liide).
Use 500 µl to test for C. m. subsp. sepedonicus, 500 µl for Ralstonia solanacearum and 500 µl for reference purposes.
Bakteri C. m. subsp. sepedonicus analüüsiks kasutatakse 500 µl, bakteri Ralstonia solanacearum analüüsiks 500 µl ja võrdluseesmärgil 500 µl.
Add sterile glycerol to final concentration of 10 to 25 % (v/v) to the 500 µl of the reference aliquot and to the remaining test aliquot, vortex and store at –16 to –24 °C (weeks) or at 68 to –86 °C (months).
500 µl võrdlusalikvoodile ja ülejäänud analüüsialikvoodile lisatakse steriilset glütserooli lõppkontsentratsiooni 10–25 % (v/v) saamiseks, loksutatakse ja säilitatakse temperatuuril –16 kuni –24 °C (nädalaid) või –68 kuni –86 °C (kuid).
Preserve the test aliquots at 4 to 10 °C during testing.
Analüüside tegemise ajal hoitakse analüüsialikvoote 4–10 °C juures.
Repeated freezing and thawing is not advisable.
Korduv külmutamine ja sulatamine ei ole soovitatav.
If transport of the extract is required, ensure delivery in a cool box within 24 to 48 hours.
Kui ekstrakti tuleb transportida, tuleb seda teha külmkastis 24–48 tunni jooksul.
It is imperative that all C. m. subsp. sepedonicus positive controls and samples are treated separately to avoid contamination.
Kõiki bakteri C. m. subsp. sepedonicum positiivseid kontrolle ja proove käsitletakse eraldi, et vältida saastumist.
This applies to IF slides and to all tests.
Seda järgitakse IF-objektiklaaside ja kõigi analüüside korral.
For detection of latent C. m. subsp. sepedonicus populations it is advised to test composite samples.
Bakteri C. m. subsp. sepedonicus latentsete populatsioonide avastamiseks on soovitav kasutada liitproove.
The procedure can be conveniently applied for composite samples of up to 200 stem parts.
Meetodit saab mugavalt kasutada kuni 200 varreosast koosnevate liitproovide puhul.
(Where surveys are performed they should be based on a statistically representative sample of the plant population under investigation.)
(Seirete läbiviimisel peaksid seired põhinema uuritavat taimepopulatsiooni statistiliselt esindaval proovil.)
With a clean disinfected knife or pruning shears, remove a 1 to 2 cm segment from the base of each stem, just above the soil level.
Iga varre alaosast, maapinna kohalt, eemaldatakse desinfitseeritud noa või oksakääridega 1–2 cm pikkune osa.
Disinfect stem segments briefly with ethanol 70 % and immediately blot dry on tissue paper.
Varreosad desinfitseeritakse kergelt 70 % etanooliga ja kuivatakse kohe kuivatuspaberiga.
Collect stem segments in a closed sterile container according to the following sampling procedures:
Varreosad kogutakse suletud steriilsesse mahutisse järgmise proovivõtumenetluse kohaselt.
Process the stem segments by one of the following procedures: either,
Varreosasid töödeldakse, kasutades ühte järgmistest meetoditest.
process immediately. By crushing the segments in a strong maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba) with an appropriate volume of extraction buffer (Appendix 3) using a rubber mallet or appropriate grinding apparatus (e.g. Homex).
Töödeldakse kohe, purustades osad tugevas matseratsioonikotis (näiteks Stomacher või Bioreba) koos sobiva koguse ekstraktsioonipuhvriga (3. liide) kas kummivasara või kohase peenestusseadmega (näiteks Homex).
If this is not possible, store the stem segments refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Kui see ei ole võimalik, säilitatakse varreosasid jahutatult mitte üle 72 tunni või toatemperatuuril mitte üle 24 tunni.
Decant the supernatant after settling for 15 minutes.
Kui lahus on seisnud 15 minutit, dekanteeritakse supernatant.
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in section 3.1.4 to 3.1.6.
Ekstrakti täiendavat selitamist või bakterifraktsiooni kontsentreerimist tavaliselt ei nõuta, kuid seda võib teha, filtreerides või tsentrifuugides vastavalt punktidele 3.1.4–3.1.6.
Divide the neat or concentrated sample extract into 2 equal parts.
Lahjendamata või kontsentreeritud proov jagatakse kahte võrdsesse ossa.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months) in case further testing is required.
Ühte osa säilitatakse 4–10 °C juures analüüside tegemise ajal ja teist osa 10–25 % (v/v) steriilse glütserooliga temperatuuril –16 kuni –24 °C (nädalaid) või –68 kuni –86 °C (kuid) juhuks, kui on vaja teha täiendavaid analüüse.
The use of the IF test as the principal screening test is recommended because of its proven robustness to achieve the required thresholds.
IF-analüüsi tegemist peamise sõelkatsena soovitatakse sellepärast, et see annab stabiilseid tulemusi nõutavate piirväärtuste raames.
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Kui peamise sõelkatsena kasutatakse IF-analüüsi ja IF-tulemus on positiivne, tuleb teise sõelkatsena teha PCR- või FISH-analüüs.
When the IF test is used as the second screening test and the IF reading is positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the analysis.
Kui IF-analüüsi kasutatakse teise sõelkatsena ja IF-tulemus on positiivne, tuleb analüüsi lõpuleviimiseks teha vastavalt diagrammile täiendavaid analüüse.
Always use a polyclonal antibody, when the IF test is used as the principal screening test.
Kui peamise sõelkatsena kasutatakse IF-analüüsi, kasutatakse alati polükloonset antikeha.
In case of a positive IF reading with a polyclonal antibody further screening of the sample with a monoclonal antibody may provide more specificity but can be less sensitive.
Positiivse IF-tulemuse korral polükloonse antikehaga võib proovi täiendav analüüsimine monokloonse antikehaga anda täpsemaid tulemusi, kuid need võivad olla vähem tundlikud.
Use antibodies to a reference strain of C. m. subsp. sepedonicus.
Kasutatakse bakteri C. m. subsp. sepedonicus referenttüve antikehasid.
It is recommended that the titre is determined for each new batch of antibodies.
On soovitav määrata iga uue antikehapartii tiiter.
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of C. m. subsp. sepedonicus and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer's recommendations.
Tiiter on kõrgeima kontsentratsiooniga lahus, mille juures toimub optimaalne reaktsioon, kui tehakse analüüsi suspensiooniga, mis sisaldab 105 kuni 106 bakteri C. m. subsp. sepedonicus homoloogse tüve rakku milliliitris, ja kasutatakse kohast fluorestseiinisotiotsüanaadi (FITC) konjugaati vastavalt tootja soovitustele.
The crude polyclonal or monoclonal antibodies should have an IF titre of at least 1:2000.
Lahjendamata polükloonsete või monokloonsete antikehade IF-tiiter peaks olema vähemalt 1: 2000.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) (WD) close to or at the titre.
Analüüside käigus tuleks kasutada antikehade töölahjendust (töölahjendusi), mis on tiitri lähedal või sellega võrdsed.
Use validated antibodies (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Kasutatakse valideeritud antikehasid (vt veebilehekülge http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The test should be performed on freshly-prepared sample extracts.
Analüüs tuleks teha äsja valmistatud prooviekstraktidega.
If necessary, it can be successfully performed on extracts stored at –68 to –86 °C under glycerol.
Vajaduse korral saab seda edukalt teha ekstraktidega, mida on säilitatud –68 kuni –86 °C juures glütserooli all.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and resuspension in an equal volume of pellet buffer.
Glütserooli saab proovist eemaldada nii, et lisatakse 1 ml bakterisademe puhvrit (4. liide), tsentrifuugitakse uuesti 15 minutit 7000 g juures ja resuspendeeritakse bakterisademe puhvriga võrdesse mahtu.
This is often not necessary, especially if slides samples are fixed to the slides by flaming (see 2.2).
Seda ei ole tihti tarvis, eriti siis, kui proovid fikseeritakse objektiklaasidele, kuumutades klaase läbi leegi (vt punkti 2.2).
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2, and optionally in buffer.
Valmistatakse vastavalt 2. liitele kartuliekstraktis ja soovi korral puhvris suspendeeritud bakteri C. m. subsp. sepedonicus homoloogse tüve või mis tahes muu referenttüve eraldi positiivsed kontrollobjektiklaasid.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilization or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Võimaluse korral tuleks kasutada looduslikult nakatunud kudet (mida on säilitatud lüofiliseerituna või külmutatuna –16 kuni –24 °C juures) samalaadseks kontrolliks samal objektiklaasil.
As negative controls, use aliquots of sample extract which previously tested negative.
Negatiivsete kontrollidena kasutatakse sama proovi alikvoote, mis andsid varem negatiivse tulemuse.
Use multiwell microscope slides with preferably 10 windows of at least 6 mm diameter.
Kasutatakse mitmeaknalisi mikroskoobi objektiklaase, millel on eelistatult kümme vähemalt 6 mm läbimõõduga aknavälja.
Test control material in an identical manner as the sample(s).
Kontrollainet analüüsitakse samamoodi kui proovi (proove).
Prepare the test slides by one of the following procedures:
Valmistatakse ette objektiklaasid, kasutades üht järgmistest meetoditest.
For pellets with relatively little starch sediment:
Bakterisademete puhul, mille tärklisesade on suhteliselt väike:
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Pipetitakse standardne kogus (6 mm läbimõõduga aknavälja jaoks on piisav kogus 15 µl, suuremate aknaväljade puhul suurendatakse kogust) resuspendeeritud kartuli bakterisademe 1/100 lahjendust esimesele aknale.
Subsequently pipette a similar volume of undiluted pellet (1/1) onto the remaining windows on the row.
Seejärel pipetitakse samasugune kogus lahjendamata bakterisadet (1/1) rea ülejäänud akendele.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 1.
Teist rida võib kasutada duplikaadina või teise proovi jaoks, nagu on näidatud joonisel 1.
For other pellets:
Muude bakterisademete korral:
Prepare decimal dilutions (1/10 and 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
Resuspendeeritud bakterisademest valmistatakse kümnekordsed lahjendused (1/10 ja 1/100) kartulisademe puhvrisse.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Pipetitakse standardne kogus (6 mm läbimõõduga aknavälja jaoks on piisav kogus 15 µl, suuremate aknaväljade puhul suurendatakse kogust) resuspendeeritud bakterisadet ja iga lahjendust aknaväljade reale.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 2.
Teist rida võib kasutada duplikaadina või teise proovi jaoks, nagu on näidatud joonisel 2.
Dry the droplets at ambient temperatures or by warming at temperature of 40 to 45 °C.
Piisad kuivatakse ümbritseva õhu temperatuuril või neid soojendades temperatuuril 40–45 °C.
Fix the bacterial cells to the slide either by heating (15 minutes at 60 °C), flaming, with 95 % ethanol or according to specific instructions from the suppliers of the antibodies.
Bakterirakud fikseeritakse objektiklaasile kuumutades (15 minutit 60 °C juures), läbi leegi tõmmates, 95 % etanooliga või vastavalt antikehade tarnijate konkreetsetele juhistele.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of 3 months) prior to further testing.
Vajaduse korral võib fikseeritud objektiklaase säilitada külmutatult kuivatusainet sisaldavas karbis võimalikult vähe aega (kuni kolm kuud) enne järgmist analüüsi.
IF procedure:
IF-meetod
According to test slide preparation in 4.1(i):
Vastavalt punkti 4.1 alapunktis i kirjeldatud objektiklaasi valmistamisele:
Prepare a set of twofold dilutions of the antibody in IF buffer.
valmistatakse rida kahekordseid antikehade lahjendusi IF-puhvris.
The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Esimeses augus peaks olema 1/2 tiitrist (T/2), teistes 1/4 tiitrist (T/4), 1/2 tiitrist (T/2), tiiter (T) ja kahekordne tiiter (2T).
According to test slide preparation in 4.1(ii):
Vastavalt punkti 4.1 alapunktis ii kirjeldatud objektiklaasi valmistamisele:
Prepare the working dilution (WD) of the antibody in IF buffer.
valmistatakse antikehade töölahjendus IF-puhvris.
The working dilution affects the specificity.
Töölahjendus mõjutab spetsiifilisust.
Preparation of the test slide according to 4.1(i) and 4.3(i)
Analüüsi objektiklaaside valmistamine vastavalt punkti 4.1 alapunktile i ja punkti 4.3 alapunktile i.
Dilutions of resuspended pellet
Resuspendeeritud bakterisademe lahjendused
Dilution of resuspended pellet
Resuspendeeritud bakterisademe lahjendus
(T = titre)
(T = tiiter)
Twofold dilutions of antiserum/antibody
Antiseerumi/anti-keha kahekordsed lahjendused
Sample 1
Proov 1
Duplicate of sample 1 or sample 2
Proovi 1 duplikaat või proov 2
Preparation of the test slide according to 4.1(ii) and 4.3(ii)
Analüüsi objektiklaaside valmistamine vastavalt punkti 4.1 alapunktile ii ja punkti 4.3 alapunktile ii.
Working dilution of antiserum/antibody
Antiseerumi/antikeha töölahjendused
empty
tühi
Decimal dilution of resuspended pellet
Resuspendeeritud bakterisademe kümnendlahjendused
Arrange the slides on moist paper.
Objektiklaasid asetatakse niiskele paberile.
Cover each test window completely with the antibody dilution(s).
Iga aknaväli kaetakse täielikult antikeha lahjendus(t)ega.
The volume of antibody applied on each window must be at least the volume of extract applied.
Igale aknaväljale lisatud antikeha kogus peab olema vähemalt võrdne objektiklaasile lisatud ekstrakti kogusega.
The following procedure should be carried out in the absence of specific instructions from the suppliers of the antibodies:
Kui antikehade tarnijatelt ei ole konkreetseid juhiseid, tuleks kasutada järgmist meetodit.