natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Incubate the slides on moist paper under a cover for 30 minutes at ambient temperature (18 to 25 °C).
Objektiklaase inkubeeritakse niiskel paberil katte all 30 minutit ümbritseva õhu temperatuuril (18–25 °C).
Shake the droplets off each slide and rinse carefully with IF buffer.
Igalt objektiklaasilt raputatakse piisad ära ja need loputatakse hoolikalt IF-puhvriga.
Wash by submerging for 5 minutes in IF buffer-Tween (Appendix 3) and subsequently for 5 minutes in IF buffer.
Pestakse 5 minutit IF Tween-puhvris (3. liide) ning seejärel 5 minutit IF-puhvris.
Avoid causing aerosols or droplet transfer that could result in cross-contamination.
Välditakse aerosoolide tekkimist ja piiskade ülekandmist, mis võiks põhjustada ristsaastumise.
Carefully remove excess moisture by blotting gently.
Kuivatuspaberiga kergelt kuivatades eemaldatakse ettevaatlikult liigne niiskus.
Cover the test windows with the dilution of FITC conjugate used to determine the titre.
Aknaväljad kaetakse FITC-konjugaadi lahjendusega, mida kasutati tiitri määramisel.
The volume of conjugate applied on the windows must be identical to the volume of antibody applied.
Aknaväljadele lisatud konjugaadi kogus peab olema sama, mis on kasutatud antikeha kogus.
Shake the droplets of conjugate off the slide.
Konjugaadi tilgad raputatakse objektiklaasilt maha.
Rinse and wash as before (4.3.3).
Loputatakse ja pestakse nagu eespool kirjeldatud (punkt 4.3.3).
Carefully remove excess moisture.
Eemaldatakse ettevaatlikult liigne niiskus.
Pipette 5 to 10 µl of 0,1M phosphate-buffered glycerol (Appendix 3) or a commercially antifading mountant on each window and apply a coverslip.
Igasse aknavälja pipetitakse 5–10 µl 0,1 M fosfaatpuhverdatud glütserooli (3. liide) või müügil olevat fluorestseerumise tuhmumise vastast kattevedelikku ning objektiklaas kaetakse katteklaasiga.
Reading the IF test:
IF-analüüsi tulemused
Examine test slides on an epifluorescence microscope with filters suitable for excitation of FITC, under oil or water immersion at a magnification of 500 to 1000.
Objektiklaase vaadeldakse mikroskoobis, millele on paigaldatud epifluorestsentsvalgusallikas ja sobilikud filtrid tööks FITCga, ning kasutatakse õli- või vesiimmersiooni suurendusel 500 – 1000 korda.
Scan windows across two diameters at right angles and around the perimeter.
Aknavälju vaadeldakse risti läbi kahe diameetri täisnurga suhtes ja ümber aknavälja välisääre.
For samples showing no or low number of cells observe at least 40 microscope fields.
Proovide puhul, kus ei paista üldse või paistab ainult väga vähe rakke, vaadeldakse vähemalt 40 mikroskoobi vaatevälja.
Check the positive control slide first.
Esialgu kontrollitakse positiivset kontrollobjektiklaasi.
Cells must be bright fluorescent and completely stained at the determined antibody titre or working dilution.
Rakud peavad eredalt fluorestseeruma ja olema täielikult värvunud kindlaksmääratud antikehade tiitris või töölahjenduses.
The IF test (section 4) must be repeated if the staining is aberrant.
Kui värvumine ei ole täielik, tuleb IF-analüüsi (punkt 4) korrata.
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of C. m. subsp. sepedonicus in the test windows of the test slides (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Vaadeldakse bakteri C. m. subsp. sepedonicus iseloomuliku morfoloogiaga eredalt fluorestseeruvaid rakke objektiklaaside aknaväljades (vt veebilehekülge http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
The fluorescence intensity must be equivalent or better to the positive control strain at the same antibody dilution.
Fluorestseerumise intensiivsus peaks olema sama antikeha lahjenduse juures positiivse kontrolltüve fluorestseerumise intensiivsusega võrdne või sellest parem.
Cells with incomplete staining or with weak fluorescence must be disregarded.
Lõplikult värvumata või nõrgalt fluorestseeruvad rakud jäetakse kõrvale.
If any contamination is suspected the test must be repeated.
Mis tahes saastumiskahtluse korral tuleb analüüsi korrata.
This may be the case when all slides in a batch show positive cells due to the contamination of buffer or if positive cells are found (outside of the slide windows) on the slide coating.
Näiteks siis, kui partii kõigil objektiklaasidel on positiivseid rakke puhvri saastumise tõttu või kui leitakse positiivseid rakke objektiklaasi pinnal (väljaspool aknavälju).
There are several problems inherent to the specificity of the immunofluorescence test.
Immunofluorestsentsanalüüsi spetsiifilisuse tõttu on mitmeid probleeme.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. sepedonicus are likely to occur in potato heel end core and stem segment pellets.
Kartuli basaalse tipusüdamiku ja varreosa bakterisademetes ilmuvad tõenäoliselt ebatüüpilise morfoloogiaga fluorestseeruvate rakkude taustpopulatsioonid ning bakteriga C. m. ssp. sepedonicus sama suuruse ja morfoloogiaga ristuvalt reageerivad saprofüütbakterid.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology at the titre or working dilution of the antibodies as in 4.3.
Arvesse võetakse ainult tüüpilise suuruse ja morfoloogiaga fluorestseeruvaid rakke punktis 4.3 esitatud antikeha tiitris või töölahjenduses.
Interpretation of the IF reading:
IF-tulemuste tõlgendamine:
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 4).
Kui objektiklaasi aknaväljal esineb morfoloogiliselt tüüpilisi eredalt fluorestseeruvaid rakke, määratakse keskmine rakkude arv mikroskoobi vaatevälja kohta ja arvutatakse tüüpiliste rakkude arv (N) resuspendeeritud bakterisademe milliliitris (4. liide).
The IF reading is positive for samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet.
Proovi IF-tulemus on positiivne, kui seal on vähemalt 5 × 103 tüüpilist rakku resuspendeeritud bakterisademe milliliitris.
The sample is considered potentially contaminated. and further testing is required.
Proovi loetakse saastumiskahtlusega prooviks ning tuleb teha lisaanalüüse.
The IF reading is negative for samples with less than 5 × 103 cells per ml resuspended pellet and the sample is considered negative.
Proovi IF-tulemus on negatiivne, kui seal on alla 5 × 103 rakku resuspendeeritud bakterisademe milliliitris, ning proov loetakse negatiivseks.
Further testing is not required.
Lisaanalüüse ei ole vaja teha.
FISH TEST
FISH-ANALÜÜS
When the FISH test is used as the first screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Kui esimese sõelkatsena kasutatakse FISH-analüüsi ja tulemus on positiivne, tuleb teise kohustusliku sõelkatsena teha IF-analüüs.
When the FISH test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Kui FISH-analüüsi kasutatakse teise sõelkatsena ja tulemus on positiivne, tuleb lõpliku diagnoosi panemiseks teha vastavalt diagrammile täiendavaid analüüse.
Use validated C. m. subsp. sepedonicus-specific oligo-probes (Appendix 7).
Kasutatakse ainult valideeritud bakteri C. m. subsp. sepedonicus spetsiifilisi oligoproove (7. liide).
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of at least 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Eelanalüüsid sellel meetodil peaksid võimaldama reprodutseeritavalt avastada varem negatiivse tulemuse andnud prooviekstraktidele lisatud vähemalt 103 kuni 104 bakteri C. m. subsp. sepedonicus rakku milliliitris.
The following procedure should preferably be performed on freshly prepared sample extract but can also be successfully performed on sample extract that has been stored under glycerol at –16 to –24 °C or –68 to –86 °C.
Järgmist meetodit tuleks eelistatavalt kasutada äsja valmistatud prooviekstraktiga, kuid seda võib edukalt kasutada ka prooviekstraktiga, mida on säilitatud glütserooli all temperatuuril –16 kuni –24 °C või –68 kuni –86 °C.
As negative controls, use aliquots of sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. sepedonicus.
Negatiivse kontrollina kasutatakse sama proovi alikvoote, mis andsid varem bakteri C. m. subsp. sepedonicus osas negatiivse tulemuse.
As positive controls prepare suspensions containing 105 to 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus (e.g. strain NCPPB 4053, or PD 406) in 0,01M phosphate buffer (PB) from a three to five day culture (preparation see Appendix 2).
Positiivseteks kontrollideks valmistatakse 3–5 päeva vanusest kultuurist (valmistamist vt 2. liitest) bakteri C. m. subsp. sepedonicus (näiteks tüvi NCPPB 4053 või PD 406) suspensioonid, mis sisaldavad 105 kuni 106 rakku milliliitri kohta 0,01 M fosfaatpuhvris.
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2.
Valmistatakse vastavalt 2. liitele kartuliekstraktis suspendeeritud bakteri C. m. subsp. sepedonicus homoloogse tüve või mis tahes muu referenttüve eraldi positiivsed kontrollobjektiklaasid.
The use of the FITC-labelled eubacterial oligo-probe offers a control for the hybridisation process, since it will stain all eubacteria that are present in the sample.
FITC-värvainega konjugeeritud eubakteriaalsete oligoproovide kasutamine võimaldab kontrollida hübridisatsiooniprotsessi, sest see värvib kõik proovis olevad eubakterid.
Potato extract fixation
Kartuliekstrakti fikseerimine
Prepare fixative solution (see Appendix 7).
Valmistatakse kinnitilahus (vt 7. liidet).
Pipette 100 µl of each sample extract into an Eppendorf tube and centrifuge for eight min at 7000 g.
Igast prooviekstraktist pipetitakse 100 µl Eppendorfi topsi ja tsentrifuugitakse 8 minutit 7000 g juures.
Remove the supernatant and dissolve the pellet in 500 µl of fixative prepared < 24 hours previously.
Eemaldatakse supernatant ja bakterisade vedeldatakse 500 µl kinnitis, mis valmistati kuni 24 tundi varem.
Vortex and incubate overnight at 4 °C.
Loksutatakse vorteksil ja inkubeeritakse öö jooksul 4 °C juures.
An alternative fixative is 96 % ethanol.
Alternatiivseks kinnitiks on 96 % etanool.
To use this dissolve the pellet from step 5.1.2 in 50 µl 0,01M PB and 50 µl 96 % ethanol.
Selle kasutamiseks vedeldatakse punkti 5.1.2 bakterisade 50 µl 0,01 M fosfaatpuhvris ja 50 µl 96 % etanoolis.
Vortex mix and incubate at 4 °C for 30 to 60 minutes.
Loksutatakse vorteksil ja inkubeeritakse 4 °C juures vähemalt 30–60 minutit.
Centrifuge for 8 min. at 7000 g, remove the supernatant and resuspend the pellet in 75 µl 0,01M PB (see Appendix 3).
Tsentrifuugitakse 8 minutit 7000 g juures, eemaldatakse supernatant ja bakterisade resuspendeeritakse 75 µl 0,01 M fosfaatpuhvris (vt 3. liidet).
Layout for FISH slide
FISH-objektiklaasi joonis
Sample 2
Proov 2
window 1
aknaväli 1
window 2
aknaväli 2
window 3
aknaväli 3
window 4
aknaväli 4
window 5
aknaväli 5
window 6
aknaväli 6
window 7
aknaväli 7
window 8
aknaväli 8
window 9
aknaväli 9
window 10
aknaväli 10
Coverslip 1
Katteklaas 1
Coverslip 2
Katteklaas 2
Air-dry the slides (or on slide dryer at 37 °C) and fix them by flaming.
Objektiklaasid kuivatatakse õhu käes (või objektiklaaside kuivatis 37 °C juures) ja fikseeritakse, kuumutades klaase läbi leegi.
At this stage the procedure may be interrupted and the hybridisation continued the following day.
Selles etapis võib menetluse katkestada ja jätkata hübridiseerimist järgmisel päeval.
Slides should be stored dust-free and dry at room temperature.
Objektiklaase tuleb hoida tolmuvabas ja kuivas kohas toatemperatuuril.
Pre-hybridisation and hybridisation
Eelhübridisatsioon ja hübridisatsioon
Prepare a lysozyme solution containing 10 mg lysozyme (Sigma L–6876) in 10 ml buffer (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH8.0).
Valmistatakse lüsosüümilahus, mis sisaldab 10 mg lüsosüümi (Sigma L-6876) 10 ml puhvris (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH 8,0).
This solution can be stored but it should only be freeze-thawed once.
Lahust võib säilitada, kuid külmutada-sulatada tohiks seda vaid ühe korra.
Cover each sample well with approximately 50 µl of lysozyme solution and incubate for 10 minutes at room temperature.
Iga proov kaetakse hoolikalt umbes 50 µl lüsosüümilahusega ja inkubeeritakse 10 minutit toatemperatuuril.
Then dip the slides in demineralised water, once only and dry with filter paper.
Seejärel kastetakse objektiklaasid ainult ühe korra demineraliseeritud vette ja kuivatatakse filterpaberiga.
Alternatively, instead of lysozyme add 50 µl of 40 to 400µg ml–1 proteinase K in buffer (20 mM Tris-HCl, 2 mM CaCl2, pH 7,4) to each well and incubate at 37 °C for 30 minutes.
Lüsosüümi asemel võib igasse auku lisada 50 µl 40–100 µg ml–1 proteinaas K-d puhvris (20 mM Tris-HCl, 2mM CaCl2, pH 7,4) ja inkubeerida 37 °C juures 30 minutit.
Dehydrate the cells in a graded ethanol series of 50 %, 80 % and 96 % for one minute each.
Rakud veetustatakse 50 %, 80 % ja 96 % etanooli reas, igas etapis 1 minut.
Air dry the slides in a slide-holder.
Objektiklaasid kuivatatakse objektiklaaside hoidikul õhu käes.
Prepare a moist incubation chamber by covering the bottom of an air-tight box with tissue or filter paper soaked in 1x hybmix (Appendix 7).
Valmistatakse ette niiske inkubatsioonikamber, kattes õhukindla kasti põhja kuivatus- või filterpaberiga, mis on kastetud 1x hybmix-lahusesse (7. liide).
Pre-incubate the box in the hybridisation oven at 55 °C for at least 10 minutes.
Kasti eelinkubeeritakse hübridisatsiooniahjus 55 °C juures vähemalt 10 minutit.
Prepare the hybridisation solution (Appendix 7) allowing 45 µl per slide, and preincubate for five minutes at 55 °C.
Valmistatakse hübridisatsioonilahus (7. liide), 45 µl iga objektiklaasi kohta ning seda eelinkubeeritakse 5 minutit 55 °C juures.
Place slides on a hot plate at 45 °C and apply 10 µl of hybridization solution to each of the four wells on the slide(s).
Objektiklaasid asetatakse 45 °C kuumutusplaadile ja lisatakse 10 µl hübridisatsioonilahust igasse nelja auku objektiklaasi(de)l.
Apply two coverslips (24 × 24 mm) to each slide without trapping air.
Igale objektiklaasile asetatakse kaks katteklaasi (24 × 24 mm) nii, et vahele ei jää õhku.
Place the slides in the pre-warmed moist chamber and hybridise overnight in the oven at 55 °C in the dark.
Objektiklaasid pannakse eelsoojendatud niiskesse kambrisse ja hübridiseeritakse öö jooksul ahjus 55 °C juures pimedas.
Prepare three beakers containing 1 l of Ultra pure water (UPW), 1 l of 1x hybmix (334 ml 3x hybmix and 666 ml UPW) and 1 l of 1/2x hybmix (167 ml 3x hybmix and 833 ml UPW).
Valmistatakse ette kolm keeduklaasi, milles on 1 l ultrapuhast vett, 1 l 1x hybmix-lahust (334 ml 3x hybmix-lahust ja 666 ml ultrapuhast vett) ja 1 l 1/2x hybmix-lahust (167 ml 3x hybmix-lahust ja 833 ml ultrapuhast vett).
Pre-incubate each in a waterbath at 55 °C.
Iga keeduklaasi eelinkubeeritakse veevannis 55 °C juures.
Remove the coverslips from the slides and place the slides in a slide holder.
Objektiklaasidelt eemaldatakse katteklaasid ja objektiklaasid pannakse objektiklaaside hoidikule.
Wash away excess probe by incubation for 15 mins. in the beaker with 1x hybmix at 55 °C.
Ülemäärane oligoproov pestakse ära, inkubeerides 15 minutit 55 °C juures keeduklaasis, milles on 1x hybmix-lahus.
Transfer the slide holder to 1/2 hybmix washing solution and incubate for a further 15 mins.
Objektiklaaside alus pannakse 1/2 hybmix-pesulahusesse ja inkubeeritakse veel 15 minutit.
Dip the slides briefly in UPW and place them on filter paper.
Objektiklaasid kastetakse lühidalt ultrapuhtasse vette ja pannakse filterpaberile.
Remove excess moisture by covering the surface gently with filter paper.
Eemaldatakse liigne niiskus, kattes pinna õrnalt filterpaberiga.
Pipette 5 to 10 μl of anti-fading mountant solution (e.g. Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA or equivalent) on each window and apply a large coverslip (24 × 60 mm) over the whole slide.
Igale aknaväljale pipetitakse 5–10 μl fluorestseerumise tuhmumise vastast kattevedelikku (näiteks Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA või samaväärne) ja üle terve objektiklaasi pannakse suur katteklaas (24 × 60 mm).
Reading the FISH test
FISH-analüüsi tulemused
Observe the slides immediately with a microscope fitted for epifluorescence microscopy at 630 or 1000x magnification under immersions oil.
Objektiklaase vaadeldakse viivitamatult mikroskoobis, millele on paigaldatud epifluorestsentsvalgusallikas, ja kasutatakse õliimmersiooni suurendusel 630 või 1000 korda.
With a filter suitable for fluorescein isothiocyanate (FITC) eubacterial cells (including most gram negative cells) in the sample are stained fluorescent green.
Fluorestseiinisotiotsüanaadile (FITC) sobiva filtriga värvuvad proovis olevad eubakterite rakud (sealhulgas enamik gramnegatiivseid rakke) fluorestseeruvroheliseks.
Using a filter for tetramethylrhodamine-5-isothiocyanate, Cy3-stained cells of C. m. subsp. sepedonicus appear fluorescent red.
Kasutades tetrametüülrodamiin-5-isotiotsüanaadile sobivat filtrit, paistavad bakteri C. m. subsp. sepedonicus Cy3-ga värvunud rakud fluorestseeruvpunastena. Raku morfoloogiat võrreldakse positiivsete kontrollidega.
Compare cell morphology with that of the positive controls.
Rakud peavad eredalt fluorestseeruma ja olema täielikult värvunud.
Cells must be bright fluorescent and completely stained The FISH test (section 9.4) must be repeated if the staining is aberrant.
Kui fluorestseerumine ei ole täielik, tuleb FISH-analüüsi (punkt 9.4) korrata.
The fluorescence intensity must be equivalent or better than that of the positive control strain.
Fluorestseerumise intensiivsus peab olema positiivse kontrolli fluorestseerumise intensiivsusega võrdne või sellest parem.
There are several problems inherent to the specificity of the FISH test.
FISH-analüüsi spetsiifilisuse tõttu on mitmeid probleeme.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. subsp. sepedonicus may occur, although much less frequent than in the IF test, in potato heel end core and stem segment pellets.
Kartuli basaalse tipusüdamiku ja varreosa bakterisademetes võib esineda ebatüüpilise morfoloogiaga fluorestseeruvate rakkude taustpopulatsioone ning bakteriga C. m. subsp. sepedonicus sama suuruse ja morfoloogiaga ristuvalt reageerivaid saprofüütbaktereid, kuigi palju harvem kui IF-analüüsis.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology, see in 5.3.2.
Arvesse võetakse üksnes tüüpilise suuruse ja morfoloogiaga fluorestseeruvaid rakke, vt punkti 5.3.2.
Interpretation of the FISH test result:
FISH-analüüsi tulemuse tõlgendamine
Valid FISH test results are obtained if bright green fluorescent cells of size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are observed using the FITC filter and if bright red fluorescent cells using the rhodamine filter in all positive controls and not in any of the negative controls.
FISH-analüüsi valiidsed tulemused saadakse siis, kui FITC-filtrit kasutades vaadeldakse bakterile C. m. subsp. sepedonicus omase suuruse ja tüüpilise morfoloogiaga ererohelisi fluorestseeruvaid rakke ja rodamiinfiltrit kasutades erepunaseid fluorestseeruvaid rakke kõigis positiivsetes kontrollides ja mitte üheski negatiivses kontrollis.
Samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered potentially contaminated.
Saastumiskahtlusega proovideks loetakse proove, milles on vähemalt 5 × 103 tüüpilist rakku resuspendeeritud bakterisademe milliliitris.
Further testing is required.
Tuleb teha täiendavaid analüüse.
Samples with less than 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered negative.
Proove, milles on alla 5 × 103 tüüpilise raku resuspendeeritud bakterisademe milliliitris, loetakse negatiivseteks.
The FISH test is negative if bright red fluorescent cells with size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are not observed using the rhodamine filter, provided that typical bright red fluorescent cells are observed in the positive control preparations when using the rhodamine filter.
FISH-analüüs on negatiivne siis, kui rodamiinfiltrit kasutades ei vaadelda bakterile C. m. subsp. sepedonicus omase suuruse ja tüüpilise morfoloogiaga erepunaseid fluorestseeruvaid rakke, tingimusel et rodamiinfiltrit kasutades vaadeldakse erepunaseid fluorestseeruvaid rakke positiivsete kontrollide preparaatides.
When the PCR test is used as the principal screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Kui peamise sõelkatsena kasutatakse PCR-analüüsi ja tulemus on positiivne, tuleb teise kohustusliku sõelkatsena teha IF-analüüs.
When the PCR test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Kui PCR-analüüsi kasutatakse teise sõelkatsena ja tulemus on positiivne, tuleb lõpliku diagnoosi panemiseks teha vastavalt diagrammile täiendavaid analüüse.
Full exploitation of this method as principal screening test is only recommended when specialised expertise has been acquired.
Selle meetodi kasutamist peamise sõelkatsena soovitatakse ainult siis, kui on olemas eriteadmised.
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Eelanalüüsid sellel meetodil peaksid võimaldama reprodutseeritavalt avastada varem negatiivse tulemuse andnud prooviekstraktidele lisatud 103 kuni 104 bakteri C. m. subsp. sepedonicus rakku milliliitris.
Optimisation experiments may be required to achieve maximum levels of sensitivity and specificity in all laboratories.
Maksimaalse tundlikkuse ja spetsiifilisuse saavutamiseks kõigis laborites võib olla vajalik teha optimeerimisanalüüse.
Use validated PCR reagents and protocols.
Kasutatakse valideeritud PCR-reaktiive ja -protokolle.
Preferably select a method with an internal control.
Eelistatavalt valitakse sisekontrolliga meetod.
Use appropriate precautions to avoid contamination of sample with target DNA.
Proovi saastumise vältimiseks sihtmärk-DNAga kasutatakse kohaseid ettevaatusabinõusid.
The PCR test should be performed by experienced technicians, in dedicated molecular biology laboratories, in order to minimise the possibility of contamination with target DNA.
PCR-analüüsi peaksid tegema kogenud tehnikud spetsiaalsetes molekulaarbioloogia laborites, et minimeerida sihtmärk-DNAga saastumise võimalust.
Negative controls (for DNA extraction and PCR procedures) should always be handled as final samples in the procedure, to make evident whether any carry over of DNA has occurred.
Negatiivseid kontrolle (DNA ekstraheerimise ja PCR-protseduurid) tuleks alati käsitleda menetluses viimaste proovidena, et kontrollida, kas on toimunud DNA ülekandmist.
The following negative controls should be included in the PCR test:
PCR-analüüsis peaksid olema järgmised negatiivsed kontrollid:
sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. Sepedonicus,
prooviekstrakt, mis andis varem bakteri C. m. subsp. sepedonicus osas negatiivse tulemuse,
buffer controls used for extracting the bacterium and the DNA from the sample,
kontrollpuhvrid, mida kasutati bakterite ja DNA eraldamisel proovist,
PCR-reaction mix.
PCR-reaktsioonisegu.
The following positive controls should be included:
Tuleks kasutada järgmisi positiivseid kontrolle:
aliquots of resuspended pellets to which C. m. subsp. sepedonicus has been added (preparation see Appendix 2),
resuspendeeritud bakterisademete alikvoodid, millele on lisatud bakterit C. m. subsp. sepedonicus (valmistamist vt 2. liitest),
a suspension of 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus in water from a virulent isolate (e.g. NCPPB 2140 or NCPPB 4053),
virulentsest isolaadist (näiteks NCPPB 2140 või NCPPB 4053) bakteri C. m. subsp. sepedonicus vesisuspensioon (106 rakku milliliitris),