natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Take precautions to avoid aerosol generation or spillage during the extraction process.
Tuleb võtta ettevaatusabinõusid, et vältida aerosooli tekkimist või proovi lekkimist ekstraktsiooni käigus.
If excessively cloudy, clarify either by slow speed centrifugation (at not more than 180 g for 10 minutes at a temperature between 4 to 10 °C) or by vacuum filtration (40 to 100 µm), washing the filter with additional (approximately 10 ml) extraction buffer.
Kui lahus on liiga hägune, selitatakse see madalal kiirusel tsentrifuugides (mitte üle 180 g 10 minutit jooksul temperatuuril 4–10 °C) või vaakumfiltreerimisega (40–100 µm), pestes filtrit täiendava ektraktsioonipuhvriga (10 ml).
Concentrate the bacterial fraction by centrifugation at 7000 g for 15 minutes (or 10000 g for 10 minutes) at a temperature between 4 to 10 °C and discard the supernatant without disturbing the pellet.
Bakterifraktsioon kontsentreeritakse, tsentrifuugides 7000 g juures 15 minutit (või 10000 g juures 10 minutit) temperatuuril 4–10 °C, ning supernatant eemaldatakse bakterisadet segamata.
Resuspend the pellet in 1.5 ml pellet buffer (Appendix 4).
Bakterisade resuspendeeritakse 1,5 ml bakterisademe puhvris (4. liide).
Use 500 µl to test for R. solanacearum, 500 µl for Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus and 500 µl for reference purposes.
Haigusetekitaja R. solanacearum kontrollimise jaoks kasutatakse 500 µl, haigusetekitaja Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus jaoks 500 µl ja võrdluseesmärgil 500 µl.
Add sterile glycerol to final concentration of 10 to 25 % (v/v) to the 500 µl of the reference aliquot and to the remaining test aliquot, vortex and store at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months).
500 µl võrdlusalikvoodile ja ülejäänud analüüsialikvoodile lisatakse steriilset glütserooli lõppkontsentratsiooni 10–25 % (v/v) saamiseks, loksutatakse ja säilitatakse temperatuuril –16 kuni –24 °C (nädalaid) või –68 kuni –86 °C (kuid).
Repeated freezing and thawing is not advisable.
Korduv külmutamine ja sulatamine ei ole soovitav.
It is imperative that all R. solanacearum positive controls and samples are treated separately to avoid contamination.
Kõiki R. solanacearum’i positiivseid kontrolle ja proove tuleb käsitleda eraldi, et vältida saastumist.
This applies to IF slides and to all tests.
Seda tuleb järgida IF-objektiklaaside ja kõigi analüüside korral.
See Flow chart and description of the tests and optimised protocols in the relevant appendices:
Vaata diagramme ja analüüsikirjeldusi ja optimeeritud protokolle vastavates liidetes.
Selective isolation (see Section VI.A.4.)
Selektiivne isoleerimine (vt VI jao punkt A.4.)
IF test (see Section VI.A.5.)
IF-analüüs (vt VI jao punkt A.5.)
PCR tests (see Section VI.A.6.)
PCR-analüüs (vt VI jao punkt A.6.)
FISH test (see Section VI.A.7.)
FISH-analüüs (vt VI jao punkt A.7.)
ELISA tests (see Section VI.A.8.)
ELISA-analüüs (vt VI jao punkt A.8.)
Bioassay (see Section VI.A.9.)
Biotest (vt VI jao punkt A.9.).
Detailed methods for detection and identification of R. solanacearum in samples of asymptomatic potato, tomato or other host plants
Haigusetekitaja R. solanacearum üksikasjalikud avastamis- ja kindlaksmääramismeetodid asümptomaatiliste kartuli, tomati ja teiste peremeestaimede proovides
Note: For detection of latent R. solanacearum populations it is advised to test composite samples.
Märkus: haigusetekitaja R. solanacearum latentsete populatsioonide avastamiseks on soovitav kasutada liitproove.
Where surveys are performed they should be based on a statistically representative sample of the plant population under investigation.
Seirete läbiviimisel peaksid seired põhinema uuritavat taimepopulatsiooni statistiliselt esindaval proovil.
Collect 1 to 2 cm stem segments in a closed sterile container according to the following sampling procedures:
1–2 cm pikkused varreosad kogutakse suletud streriilsesse mahutisse järgmise proovivõtumenetluse kohaselt.
Other hosts: With a clean disinfected knife or pruning shears, remove a 1 cm segment from the base of each stem, just above the soil level.
Teised peremeestaimed. Iga varre alaosast, maapinna kohalt, eemaldatakse puhta desinfitseeritud noa või oksakääridega 1 cm pikkune osa.
Pathogen detection will be most reliable during late spring, summer and autumn seasons, although natural infections can be detected all year round in the perennial Solanum dulcamara growing in watercourses.
Patogeeni avastamine on kõige usaldusväärsem hiliskevadel, suvel ja sügisel, vooluveekogudes kasvava mitmeaastase taime Solanum dulcamara looduslikku nakatumist saab määrata aasta ringi.
Known hosts include volunteer potato plants (groundkeepers), Solanum dulcamara, S. nigrum, Datura stramonium and other members of the family Solanaceae.
Teadaolevateks peremeestaimedeks on isekülvanud kartulitaimed, harilik maavits Solanum dulcamara, must maavits S. nigrum, harilik ogaõun Datura stramonium ja teised sugukonna maavitsalised (Solanaceae) liigid.
Further hosts are Pelargonium spp. and Portulaca oleracea.
Peremeestaimedeks on ka pelargoon Pelargonium spp. ja harilik portulak Portulaca oleracea.
Some European weed spp. which may potentially harbour R. solanacearum biovar 2/Race 3 populations in roots and/or rhizospheres under specific environmental conditions include Atriplex hastata, Bidens pilosa, Cerastium glomeratum, Chenopodium album, Eupatorium cannabinum, Galinsoga parviflora, Ranunculus scleratus, Rorippa spp, Rumex spp., Silene alba, S. nutans., Tussilago farfarra and Urtica dioica.
Mõned Euroopas levinud umbrohuliigid, nagu odalehine malts Atriplex hastata, karvane ruse Bidens pilosa, kera-kadakkaer Cerastium glomeratum, valge hanemalts Chenopodium album, harilik vesikanep Eupatorium cannabinum, paljas võõrkakar Galinsoga parviflora, mürktulikas Ranunculus scleratus, kerss Rorippa spp, oblikas Rumex spp., valge põisrohi Silene alba, longus põisrohi S. nutans., paiseleht Tussilago farfara ja kõrvenõges Urtica dioica, võivad varjata teatavate keskkonnatingimuste puhul juurtes ja/või risosfääris R. solanacearum’i biotüübi 2 / rassi 3 populatsioone.
Note: Visual examination for internal symptoms (vascular staining or bacterial ooze) can be done at this stage.
Märkus: selles etapis saab teha sisemiste sümptomite (vaskulaarne värvumine või bakterilima) visuaalse vaatluse.
Set aside any stem segments with symptoms and test separately (See Section II).
Iga sümptomitega varreosa pannakse kõrvale ja sellega tehakse eraldi analüüsid (vt II jagu).
Then process the stem segments by one of the following procedures: either,
Seejärel töödeldakse varreosasid, kasutades üht järgmistest meetoditest.
Cover the segments with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 4) and agitate on a rotary shaker (50 to 100 rpm) for four hours below 24 °C or for 16 to 24 hours refrigerated, or
Varreosad kaetakse piisava koguse (umbes 40 ml) ekstraktsioonipuhvriga (4. liide) ja segatakse pöörleval loksutil (50–100 pööret minutis) 4 tundi alla 24 °C juures või 16–24 tundi jahutatult.
Process immediately by crushing the segments in a strong maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba) with an appropriate volume of extraction buffer (Appendix 4) using a rubber mallet or appropriate grinding apparatus (e.g. Homex).
Töödeldakse kohe, purustades osad tugevas matseratsioonikotis (näiteks Stomacher või Bioreba) koos sobiva koguse ekstratsioonipuhvriga (4. liide) kas kummivasara või kohase peenestusseadmega (näiteks Homex).
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in Section III.1.1.3 – 1.1.5.
Ekstrakti täiendavat selitamist või bakterifraktsiooni kontsentreerimist tavaliselt ei nõuta, kuid seda võib filtreerida ja/või tsentrifuugida vastavalt III jao punktidele 1.1.3–1.1.5.
Divide the neat or concentrated sample extract into two equal parts.
Lahjendamata või kontsentreeritud proov jagatakse kahte võrdsesse ossa.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (month) in case further testing is required.
Üht osa säilitatakse 4–10 °C juures katsete tegemise ajal ja teist osa 10–25 % (v/v) steriilse glütserooliga temperatuuril –16 kuni –24 °C (nädalaid) või –68 kuni –86 °C (kuid) juhuks, kui on vaja teha täiendavaid katseid.
Sample of water (1)
Veeproov (1)
Concentration of the pathogen (2)
Patogeeni kontsentreerimine (2)
CORE SCREENING TEST
SÕELKATSE
Selective isolation (3)
Selektiivne eraldamine (3)
optional auxiliary tests: bioassay (4) / enrichment PCR (5) / enrichment ELISA (6)
Valikulised täiendavad testid: biotest (4) / rikastamis-PCR (5) / rikastamis-ELISA (6)
Colonies with typical morphology (7) after isolation
Tüüpilise koloonia morfoloogia (7) pärast eraldamist
IDENTIFICATION TESTS (9)
IDENTIFITSEERIMISANALÜÜSID (9)
PATHOGENICITY TEST (10)
PATOGEENSUSANALÜÜS (10)
See Section IV.2.1. for recommended sampling procedures.
Soovitatav proovivõtumenetlus on IV jao punktis 2.1.
Pathogen concentration methods are described in Section IV.2.1.
Patogeeni kontsentreerimismeetodeid kirjeldatakse IV jao punktis 2.1.
Concentration increases populations of both pathogen and competing saprophytic bacteria and is recommended only if it does not result in inhibition of the isolation test.
Kontsentreerimine suurendab nii patogeeni kui ka võistlevate saprofüütbakterite populatsioone ning on soovitav vaid juhul, kui see ei põhjusta isoleerimisanalüüsi inhibeerimist.
The bioassay test is described in Section VI.A.9.
Biotesti kirjeldatakse VI jao punktis A.9.
Enrichment PCR methods are described in Section VI.A.4.2 and Section VI.A.6.
PCR rikastamismeetodeid kirjeldatakse VI jao punktis A.4.2 ja VI jao punktis A.6.
Enrichment ELISA methods are described in Section VI.A.4.2 and Section VI.A.8.
ELISA rikastamismeetodeid kirjeldatakse VI jao punktis A.4.2 ja VI jao punktis A.8.
Culturing can fail due to competition or inhibition by saprophytic bacteria.
Saprofüütbakterid võivad olla konkurendiks või inhibiitoriks ja selle tõttu võib kasvatamine ebaõnnestuda.
If high saprophyte populations are suspected to affect the reliability of the isolation, then repeat the isolation tests after dilution of the sample in sterile water.
Kui tekib kahtlus, et kõrged saprofüütbakterite populatsioonid võivad mõjutada eraldamise usaldusväärsust, korratakse isoleerimisanalüüsi pärast proovi lahjendamist steriilses vees.
The validated detection scheme, described in this section, is applicable for pathogen detection in samples of surface water and can also be applied for testing samples of potato processing or sewage effluents.
Käesolevas jaos kirjeldatud valideeritud avastusmeetodeid kasutatakse patogeeni avastamiseks pinnavee proovides ning seda võib kohaldada ka kartulitöötlemise heitvee ja reovee proovides.
However, it is important to note that the expected sensitivity of detection will vary with the substrate.
Oluline on märkida, et eeldatav avastustundlikkus sõltub substraadist.
Sensitivity of the isolation test is affected by populations of competing saprophytic bacteria which are generally much higher in potato processing and sewage effluents than in surface water.
Isoleerimisanalüüsi tundlikkust mõjutavad võistlevate saprofüütbakterite populatsioonid, mille sisaldus on üldiselt palju suurem kartulitöötlemisheitvees ja reovees kui pinnavees.
Whereas the scheme below is expected to detect as few as 103 cells per litre in surface water the sensitivity of detection in potato processing or sewage effluents is likely to be significantly lower.
Allpool esitatud metoodika avastab pinnavees eeldatavalt 103 rakku liitri kohta, kartulitöötlemise heitvees ja reovees on tundlikkus tõenäoliselt märgatavalt madalam.
For this reason, it is recommended to test effluents after any purification treatments (e.g. sedimentation or filtration) during which saprophytic bacterial populations are reduced.
Seetõttu on soovitav analüüsida heit- ja reovett pärast puhastustoiminguid (nt sadestamist ja filtreerimist), mille käigus vähendatakse saprofüütbakterite populatsioone.
The limitations in sensitivity of the test scheme should be considered when assessing the reliability of any negative results obtained.
Negatiivsete tulemuste usaldusväärsuse hindamisel tuleb arvesse võtta analüüsimeetodite tundlikkuspiiranguid.
Whereas this scheme has been successfully used in survey work to determine presence or absence of the pathogen in surface water, its limitations should be realised when used in similar surveys of potato processing or sewage effluents.
Käesolevat metoodikat on edukalt kasutatud pinnavees patogeeni olemasolu või puudumise kindlakstegemiseks läbi viidaval seirel, kartulitöötlemise heitvee ja reovee seirel tuleb arvestada selle piiratust.
Detection of R. solanacearum in surface water is most reliable during late spring, summer and autumn seasons when water temperatures exceed 15 °C.
Haigusetekitaja R. solanacearum’i avastamine pinnavees on kõige usaldusväärsem hiliskevadel, suvel ja sügisel, kui veetemperatuur on üle 15 °C.
Repeated sampling at different times in the above mentioned period at designated sampling points will increase the reliability of detection by reducing the effects of climatic variation.
Korduv proovivõtt määratud proovivõtukohtades eri aegadel eespool nimetatud perioodil vähendab ilmastikutingimuste mõju ja suurendab avastamise usaldusväärsust.
Take into account the effects of heavy rainfall and the geography of the watercourse to avoid extensive dilution effects that may obscure presence of the pathogen.
Arvesse tuleb võtta tugeva vihmasaju ja vooluveekogu geograafia mõju, et vältida patogeeni avastamist segavat ulatuslikku lahjendumist.
Take surface water samples in the vicinity of host plants if these hosts are present.
Veeproove tuleb võtta peremeestaimede läheduses, kui need on olemas.
At selected sampling points, collect water samples by filling disposable sterile tubes or bottles at a depth if possible below 30 cm and within 2 m from the bank.
Kõigis valitud proovivõtukohtades võetakse veeproove ühekordse kasutusega steriilsetesse katseklaasidesse või pudelitesse võimaluse korral sügavamalt kui 30 cm ja 2 m raadiuses kaldast.
For processing and sewage effluents, collect samples from the point of effluent discharge.
Töötlemisheitvee ja reovee proove võetakse ärajuhtimiskohas.
Sample sizes up to 500 ml per sampling point are recommended.
Soovitav proovisuurus on kuni 500 ml proovivõtukoha kohta.
If smaller samples are preferred, it is advisable to take samples on at least three occasions per sampling point, each sample consisting of two replicated sub-samples of at least 30 ml.
Väiksemate proovide puhul on soovitav võtta proove proovivõtukohast vähemalt 3 korda, kusjuures iga proov koosneb 2 dubleeritud vähemalt 30 ml suurusest alaproovist.
For intensive survey work, select at least three sampling points per 3 km of watercourse and ensure that tributaries entering the watercourse are also sampled.
Tõhusaks seireks valitakse vähemalt 3 proovivõtukohta vooluveekogu iga 3 km kohta ning võetakse proove ka vooluveekokku suubuvatest haruveekogudest.
Transport samples in cool dark conditions (4 to 10 °C) and test within 24 hours.
Proove transporditakse jahedas (4–10 °C) ja pimedas ning analüüsitakse 24 tunni jooksul.
If required, the bacterial fraction may be concentrated using one of the following methods:
Vajaduse korral võib bakterifraktsiooni kontsentreerida, kasutades üht järgmistest meetoditest.
Centrifuge 30 to 50 ml sub-samples at 10000 g for 10 minutes (or 7000 g for 15 minutes) preferably at 4 to 10 °C, discard the supernatant and resuspend the pellet in 1 ml pellet buffer (Appendix 4).
Tsentrifuugitakse 30–50 ml alaproovi 10000 g juures 10 minutit (või 7000 g juures 15 minutit), eelistatavalt temperatuuril 4–10 °C, eemaldatakse supernatant ja bakterisade resuspendeeritakse 1 ml fosfaatpuhvris (4. liide).
Membrane filtration (minimum pore size 0,45 µm) followed by washing the filter in 5 to 10 ml pellet buffer and retention of the washings.
Membraanfiltreerimine (pooride läbimõõt vähemalt 0,45 µm), mille järel pestakse filter 5–10 ml fosfaatpuhvris ja pesuvesi säilitatakse.
This method is suitable for larger volumes of water containing low numbers of saprophytes.
See meetod on sobiv suurte veekoguste puhul, mis sisaldavad vähe saprofüütbaktereid.
Concentration is usually not advisable for samples of potato processing or sewage effluent since increased populations of competing saprophytic bacteria will inhibit detection of Ralstonia solanacearum.
Kontsentreerimine ei ole tavaliselt soovitav kartulitöötlemise heitvee ja reovee proovide puhul, sest võistlevate saprofüütbakterite suurenenud populatsioonid inhibeerivad Ralstonia solanacearum’i avastamist.
See flow chart and description of the tests in the relevant appendices.
Vaata diagrammi ja analüüsikirjeldusi vastavates liidetes.
Soil sample (1)
Mullaproov (1)
Extraction of the pathogen
Patogeeni ekstraheerimine
selective isolation (2)
Selektiivne isoleerimine (2)
optional auxiliary test: enrichment PCR (3) / bioassay (4)
Valikuline täiendav analüüs: rikastamis-PCR (3) / biotest (4)
Colonies with typical morphology (5) after isolation
Tüüpilise morfoloogiaga kolooniad (5) pärast isoleerimist
IDENTIFICATION TESTS (7)
IDENTIFITSEERIMISANALÜÜSID (7)
PATHOGENICITY TEST (8)
PATOGEENSUSANALÜÜS (8)
See Section V.2.1. for recommended sampling procedures.
Soovitatav proovivõtumenetlus on V jao punktis 2.1.
If high saprophyte populations are suspected to affect the reliability of the isolation, then repeat the isolation tests after further dilution of the sample.
Kui tekib kahtlus, et kõrged saprofüütbakterite populatsioonid võivad mõjutada isoleerimise usaldusväärsust, korratakse isoleerimisanalüüsi pärast proovi edasist lahjendamist.
The validated detection scheme, described in this section, is applicable for pathogen detection in soil samples but can also be used to test samples of solid potato processing waste or sewage sludge.
Käesolevas jaos kirjeldatud valideeritud avastusmeetodeid kohaldatakse patogeeni avastamiseks mullaproovides, kuid seda võib kasutada ka kartuli tahkete töötlemisjäätmete või reoveesetete proovides.
However, it should be noted that these methods are insufficiently sensitive to guarantee detection of low and/or irregularly dispersed populations of Ralstonia solanacearum that may occur in naturally infested samples of these substrates.
Tuleb siiski märkida, et need meetodid ei ole piisavalt tundlikud, et tagada haigusetekitaja Ralstonia solanacearum madalate ja/või ebaühtlaselt hajunud populatsioonide avastamine, mis võivad esineda nende substraatide loomulikult saastunud proovides.
The limitations in sensitivity of this test scheme should be considered when assessing the reliability of any negative results obtained and also when used in surveys to determine presence or absence of the pathogen in soils or sludges.
Negatiivsete tulemuste usaldusväärsuse hindamisel ja seire käigus patogeeni olemasolu või puudumise kindlakstegemisel mullas või setteis tuleb arvesse võtta käesoleva metoodika piiratud tundlikkust.
The most reliable test for presence of the pathogen in a field soil is to plant a susceptible host and monitor it for infection, but even with this method low levels of contamination will escape detection.
Kõige usaldusväärsem analüüs patogeeni olemasolu kindlakstegemiseks põllumullas on vastuvõtliku peremeestaime istutamine ja selle nakatumise jälgimine, ent isegi selle meetodiga ei avastata madalat nakkustaset.
Sampling of field soil should follow standard principals used for nematode sampling.
Põllumullaproovide võtmisel tuleks järgida nematoodiproovi võtmise üldpõhimõtteid.
Collect 0,5 to 1 kg of soil per sample from 60 sites per 0,3 ha from a depth of 10 to 20 cm (or in a grid of 7 x 7 metres) If the pathogen is suspected to be present, increase the number of collection points to 120 per 0,3 ha.
Kogutakse 0,5–1 kg mulda proovi kohta 60 kohast 0,3 ha kohta 10–20 cm sügavuselt (või võrgustikul 7 × 7 meetrit). Kui kahtlustatakse patogeeni olemasolu, suurendatakse kogumiskohtade arvu 120ni 0,3 ha kohta.
Maintain samples at 12 to 15 °C prior to testing.
Enne analüüsimist hoitakse proove temperatuuril 12–15 °C.
Sample potato processing and sewage sludges by collecting a total of 1 kg from sites representing the total volume of sludge to be tested.
Kartuli töötlemis- ja reoveesetete proove võetakse kokku 1 kg kohtadest, mis esindavad analüüsitavate setete kogumahtu.
Mix each sample well before testing.
Iga proov segatakse enne analüüsimist hoolikalt.
Disperse sub-samples of 10 to 25 g of soil or sludge by rotary shaking (250 rpm) in 60 to 150 ml extraction buffer (Appendix 4) for up to two hours.
10–25grammised mulla või sette alaproovid dispergeeritakse pöörleval loksutil (250 pööret minutis) kuni 2 tundi 60–150 milliliitris ekstraktsioonipuhvris (4. liide).
If required, addition of 0,02 % sterile Tween-20 and 10 to 20 g sterile gravel may assist dispersion.
0,02 % Tween-20 ja 10–20 grammi steriilse kruusa lisamine võib vajaduse korral dispersiooni hõlbustada.
Maintain the suspension at 4 °C during testing.
Analüüsimise ajal hoida suspensiooni temperatuuril 4 °C.
OPTIMISED PROTOCOLS FOR DETECTION AND IDENTIFICATION OF R. SOLANACEARUM
HAIGUSETEKITAJA R. SOLANACEARUM AVASTAMISE JA KINDLAKSMÄÄRAMISE OPTIMEERITUD PROTOKOLLID
DIAGNOSTIC AND DETECTION TESTS
DIAGNOSTILISED JA AVASTAMISANALÜÜSID
The presence of R. solanacearum in stems of wilting potato, tomato or other host plants can be indicated by the following simple presumptive test: Cut the stem just above the soil level.
Haigusetekitaja R. solanacearum olemasolu närbuvates kartuli-, tomati- ja teiste peremeestaimede vartes saab määrata järgmise lihtsa eelanalüüsiga. Taimevars lõigatakse läbi kohe ülalpool mullapinda.
Suspend the cut surface in a tube of clean water.
Lõikepind suspendeeritakse puhta veega katseklaasis.
Observe for characteristic spontaneous streaming of threads of bacterial slime from the cut vascular bundles after a few minutes.
Jälgitakse iseloomulikku bakterilima niitide iseeneslikku eritumist lõigatud juhtkimpudest mõne minuti pärast.
Prepare a smear of bacterial ooze from infected tissue or from a 48-hour culture on YPGA or SPA medium (Appendix 2) on a microscope slide.
Mikroskoobi objektiklaasil valmistatakse äie YPGA- või SPA-söötmel (2. liide) kasvatatud nakatunud koe või 48tunnise kultuuri bakterilimast.
Prepare positive control smears of a biovar 2 strain of R. solanacearum and, if considered useful, a negative control smear of a known PHB negative sp.
Valmistatakse positiivsed kontrolläiged haigusetekitaja R. solanacearum’i biotüübi 2 tüvega ning vajaduse korral negatiivne kontrolläie teadaoleva PHB negatiivse liigiga.
Allow to air dry and pass the lower surface of each slide rapidly above a flame to fix the smears.
Lastakse kuivada õhu käes ja klaaside alumine pool tõmmatakse kiiresti läbi leegi, et äie fikseeruks.
Stain preparation with either Nile Blue or Sudan Black and observe microscopically as described below:
Preparaat värvitakse kas Niiluse sinisega või Sudaani mustaga ning vaadeldakse mikroskoobis järgmiselt.
Nile blue test:
Värvimine Niiluse sinisega
Flood each slide with 1 % aquous solution of Nile Blue A and incubate for 10 minutes at 55 °C.
Klaasid ujutatakse üle Niiluse sinise A 1 % vesilahusega ja inkubeeritakse 10 minutit 55 °C juures.
Drain off the staining solution.
Värvilahus valatakse pealt ära.
Wash briefly in gently running tap water.
Loputatakse korraks tasaselt voolava kraanivee all.
Remove excess water with tissue paper.
Liigne vesi eemaldatakse kuivatuspaberiga.
Flood the smear with 8 % aqueous acetic acid and incubate for one minute at ambient temperature.
Äie ujutatakse üle äädikhappe 8 % vesilahusega ja inkubeeritakse 1 minut toatemperatuuril.
Re-moisten with a drop of water and apply a coverslip.
Niisutatakse uuesti veetilgaga ja asetatakse peale katteklaas.