natgillin/translations-raw huggingface dataset:
se punkt 49.
The calculation methods are only applicable to partly or fully ionised substances when the necessary correction factors are taken into account.
Kriteriet gælder for gennemsnitsværdien af variationskoefficienterne for kontrolkulturreplikater.
If the existence of intramolecular hydrogen bonds can be assumed, the corresponding correction terms (approx. + 0,6 to + 1,0 log Pow units) must be added (1).
Variationskoefficienten for de gennemsnitlige specifikke væksthastigheder i hele testperioden i kontrolkulturreplikater må ikke være over 7 % i test med Pseudokirchneriella subcapitata og Desmodesmus subspicatus.
Indications on the presence of such bonds can be obtained from stereo models or spectroscopic data.
For andre, mindre hyppigt benyttede testarter må værdien ikke være over 10 %.
If several tautomeric forms are possible, the most likely form should be used as the basis of the calculation.
REFERENCEKEMIKALIE
The revisions of lists of fragment constants should be followed carefully.
Til kontrol af testmetoden kan der testes et eller flere referencekemikalier, f.eks. 3,5-dichlorphenol, som er anvendt i den internationale ringtest (1).
LITERATURE ON CALCULATION METHODS
Kaliumdichromat kan ligeledes anvendes som referencekemikalie for grønalger.
Chapter C.3 is replaced by the following:
Det er ønskeligt, at der et referencekemikalie testes mindst to gange årligt.
FRESHWATER ALGA AND CYANOBACTERIA, GROWTH INHIBITION TEST
TESTMETODENS ANVENDELIGHED
This test method is equivalent to OECD test guideline (TG) 201 (2006, annex corrected in 2011).
Metoden er bedst anvendelig på vandopløselige kemikalier, som under testbetingelserne forventes at forblive i vandet.
The need to extend the test method to include additional species and update it to meet the requirements for hazard assessment and classification of chemicals has been identified.
Til testning af kemikalier, der er flygtige, stærkt adsorberende, farvede eller tungtopløselige i vand, eller som kan ændre tilgængeligheden af næringsstoffer eller mineraler i testsubstratet, kan visse ændringer af den beskrevne fremgangsmåde være nødvendige (f.eks. lukket system eller konditionering af testbeholderne).
This revision has been completed on the basis of extensive practical experience, scientific progress in the field of algal toxicity studies, and extensive regulatory use, which has occurred since the original adoption.
Anvisninger for sådanne ændringer er givet i (2), (3) og (4).
Definitions used are given in Appendix 1.
BESKRIVELSE AF TESTMETODEN
PRINCIPLE OF THE TEST
Bægerglas og andet apparatur, der kommer i kontakt med testopløsningerne, skal være fremstillet af rent glas eller andet kemisk inert materiale.
The purpose of this test is to determine the effects of a chemical on the growth of freshwater microalgae and/or cyanobacteria.
Det pågældende udstyr skal være omhyggeligt vasket, for at sikre at ingen organiske eller uorganiske kontaminanter kan forstyrre algevæksten eller testopløsningernes sammensætning.
Exponentially growing test organisms are exposed to the test chemical in batch cultures over a period of normally 72 hours.
Som testbeholdere anvendes sædvanligvis glaskolber af en størrelse, der giver tilstrækkeligt kulturvolumen til målingerne under testen og tilstrækkelig masseoverførsel af CO2 fra atmosfæren (se punkt 30).
In spite of the relatively brief test duration, effects over several generations can be assessed.
Bemærk, at der skal være tilstrækkeligt væskevolumen til de analytiske bestemmelser (se punkt 37).
The system response is the reduction of growth in a series of algal cultures (test units) exposed to various concentrations of a test chemical.
Derudover kan der være brug for følgende udstyr eller en del deraf:
The response is evaluated as a function of the exposure concentration in comparison with the average growth of replicate, unexposed control cultures.
dyrkningsapparatur:
For full expression of the system response to toxic effects (optimal sensitivity), the cultures are allowed unrestricted exponential growth under nutrient sufficient conditions and continuous light for a sufficient period of time to measure reduction of the specific growth rate.
Det anbefales at benytte et kabinet eller kammer med mulighed for fastholdelse af den valgte inkubationstemperatur inden for ± 2 °C.
Growth and growth inhibition are quantified from measurements of the algal biomass as a function of time.
instrumenter til lysmåling:
Algal biomass is defined as the dry weight per volume, e.g. mg algae/litre test solution.
Man må være opmærksom på, at den anvendte metode til lysintensitetsmåling, specielt den anvendte type detektor (kollektor), kan påvirke måleværdien.
However, dry weight is difficult to measure and therefore surrogate parameters are used.
Til målingerne skal fortrinsvis benyttes en sfærisk detektor (4 π-detektor) (som reagerer på direkte og reflekteret lys fra alle vinkler over og under måleplanet) eller en 2 π-detektor (som reagerer på lys fra alle vinkler over måleplanet).
Of these surrogates, cell counts are most often used.
apparatur til bestemmelse af algebiomasse:
Other surrogate parameters include cell volume, fluorescence, optical density, etc.
Celletal, der er den oftest anvendte surrogatparameter for algebiomasse, kan bestemmes med en elektronisk partikeltæller, et mikroskop med tællekammer eller et flowcytometer.
A conversion factor between the measured surrogate parameter and biomass should be known.
Andre biomassesurrogater kan måles med flowcytometer, fluorimeter, spektrofotometer eller kolorimeter.
The test endpoint is inhibition of growth, expressed as the logarithmic increase in biomass (average specific growth rate) during the exposure period.
Det er hensigtsmæssigt at beregne en omregningsfaktor fra celletal til tørvægt.
From the average specific growth rates recorded in a series of test solutions, the concentration bringing about a specified x % inhibition of growth rate (e.g. 50 %) is determined and expressed as the ErCx (e.g. ErC50).
Ved spektrofotometrisk bestemmelse af lave biomassekoncentrationer kan det være nødvendigt at bruge kuvetter med en lysvej på mindst 4 cm for at få brugbare målinger.
An additional response variable used in this test method is yield, which may be needed to fulfil specific regulatory requirements in some countries.
Testorganismer
It is defined as the biomass at the end of the exposure period minus the biomass at the start of the exposure period.
Der kan anvendes forskellige arter af ikke-fastsiddende mikroalger og cyanobakterier.
From the yield recorded in a series of test solutions, the concentration bringing about a specified x % inhibition of yield (e.g., 50 %) is calculated and expressed as the EyCx (e.g. EyC50).
De i tillæg 2 opførte stammer har vist sig velegnede ved brug af fremgangsmåden i denne testmetode.
In addition, the lowest observed effect concentration (LOEC) and the no observed effect concentration (NOEC) may be statistically determined.
Benyttes andre arter, skal stamme og/eller oprindelse angives.
INFORMATION ON THE TEST CHEMICAL
Det kontrolleres, at der kan opretholdes eksponentiel vækst af de valgte testalger i hele testperioden under de givne betingelser.
Information on the test chemical which may be useful in establishing the test conditions includes structural formula, purity, stability in light, stability under the conditions of the test, light absorption properties, pKa, and results of studies of transformation including biodegradability in water.
Næringssubstrat
The water solubility, octanol water partition coefficient (Pow) and vapour pressure of the test chemical should be known and a validated method for the quantification of the chemical in the test solutions with reported recovery efficiency and limit of detection should be available.
To alternative næringssubstrater, OECD-substratet og AAP-substratet, anbefales.
VALIDITY OF THE TEST
Substraternes sammensætning er angivet i tillæg 3.
For the test to be valid, the following performance criteria should be met:
Bemærk, at de to substraters initiale pH-værdi og bufferkapacitet (som regulerer pH-stigningen) er forskellige.
The biomass in the control cultures should have increased exponentially by a factor of at least 16 within the 72-hour test period.
Testen kan derfor give forskelligt resultat afhængigt af substratet, specielt ved testning af ioniserende kemikalier.
This corresponds to a specific growth rate of 0,92 day– 1.
Initial biomassekoncentration
For the most frequently used species the growth rate is usually substantially higher (see Appendix 2).
Den initiale biomasse i testkulturerne skal være ens i alle testkulturer og tilstrækkelig lav til at muliggøre eksponentiel vækst i hele inkubationsperioden, uden risiko for at næringsstofferne opbruges.
This criterion may not be met when species that grow slower than those listed in Appendix 2 are used.
Den initiale biomasse må ikke udgøre mere end 0,5 mg/l som tørvægt.
In this case, the test period should be extended to obtain at least a 16-fold growth in control cultures, while the growth has to be exponential throughout the test period.
Følgende initiale cellekoncentrationer anbefales:
The test period may be shortened to at least 48 hours to maintain unlimited, exponential growth during the test as long as the minimum multiplication factor of 16 is reached.
5 × 103 – 104 celler/ml
The mean coefficient of variation for section-by-section specific growth rates (days 0-1, 1-2 and 2-3, for 72-hour tests) in the control cultures (See Appendix 1 under “coefficient of variation”) must not exceed 35 %.
2-5 × 103 celler/ml
See paragraph 49 for the calculation of section-by-section specific growth rate.
104 celler/ml
This criterion applies to the mean value of coefficients of variation calculated for replicate control cultures.
5 × 104 – 105 celler/ml
The coefficient of variation of average specific growth rates during the whole test period in replicate control cultures must not exceed 7 % in tests with Pseudokirchneriella subcapitata and Desmodesmus subspicatus.
Testkemikaliekoncentrationer
For other less frequently tested species, the value should not exceed 10 %.
Der kan udføres indledende test til at fastlægge det koncentrationsområde, hvor der kan forventes en effekt.
REFERENCE CHEMICAL
Til den endelige test skal der vælges mindst fem koncentrationer, der er ordnet i en geometrisk serie med en faktor på højst 3,2.
Reference chemical(s), such as 3,5-dichlorophenol used in the international ring test (1), may be tested as a means of checking the test procedure.
For testkemikalier med flad koncentrationsresponskurve kan en højere faktor være berettiget.
Potassium dichromate can also be used as a reference chemical for green algae.
Koncentrationsserien skal fortrinsvis dække det område, der medfører 5-75 % hæmning af algevæksthastigheden.
It is desirable to test a reference chemical at least twice a year.
Replikater og kontroller
APPLICABILITY OF THE TEST
Testens design skal indeholde tre replikater ved hver testkoncentration.
This test method is most easily applied to water-soluble chemicals which, under the conditions of the test, are likely to remain in the water.
Hvis der ikke kræves bestemmelse af NOEC, kan testens design ændres, så der anvendes flere forskellige koncentrationer og færre replikater for hver koncentration.
For testing of chemicals that are volatile, strongly adsorbing, coloured, having a low solubility in water or chemicals that may affect the availability of nutrients or minerals in the test medium, certain modifications of the described procedure may be required (e.g., closed system, conditioning of the test vessels).
Der skal være mindst tre replikater af kontrollerne, og ideelt dobbelt så mange som antallet af replikater for hver testkoncentration.
Guidance on some appropriate modifications is given in (2) (3) and (4).
Der kan fremstilles et separat sæt testopløsninger til analytisk bestemmelse af testkemikaliekoncentrationerne (se punkt 36 og 38).
DESCRIPTION OF THE TEST METHOD
Anvendes der et opløsningsmiddel til at bringe testkemikaliet i opløsning, skal testen omfatte ekstra kontroller indeholdende opløsningsmidlet i samme koncentration som i testkulturerne.
Test vessels and other apparatus which will come into contact with the test solutions should be made entirely of glass or other chemically inert material.
Fremstilling af podekultur
The items should be thoroughly washed to ensure that no organic or inorganic contaminants may interfere with the algal growth or composition of the test solutions.
For at lade de testede alger tilpasse sig til testbetingelserne og sikre, at algerne er i den eksponentielle vækstfase, når de benyttes til podning af testopløsningerne, fremstilles en podekultur i testsubstratet, 2-4 dage før testen begynder.
The test vessels will normally be glass flasks of dimensions that allow a sufficient volume of culture for measurements during the test and a sufficient mass transfer of CO2 from the atmosphere (see paragraph 30).
Mængden af algebiomasse skal tilpasses, så der bliver eksponentiel vækst i podekulturen, indtil testen begynder.
Note that the liquid volume must be sufficient for analytical determinations (see paragraph 37).
Podekulturen skal inkuberes under samme betingelser som testkulturerne.
In addition some or all of the following equipment may be required:
Stigningen i biomasse i podekulturen skal måles, for at sikre at væksten er inden for normalområdet for den pågældende teststamme under dyrkningsbetingelserne.
Culturing apparatus:
Et eksempel på fremgangsmåden ved dyrkning af alger er beskrevet i tillæg 4.
a cabinet or chamber is recommended, in which the chosen incubation temperature can be maintained at ± 2 °C.
For at undgå synkrone celledelinger under testen kan et ekstra trin til formering af podekulturen være nødvendigt.
Light measurement instruments:
Fremstilling af testopløsninger
it is important to note that the method of measurement of light intensity, and in particular the type of receptor (collector), may affect the measured value.
Alle testopløsninger skal indeholde samme koncentration af næringssubstrat og initial biomasse af testalger.
Measurements should preferably be made using a spherical (4 π) receptor (which responds to direct and reflected light from all angles above and below the plane of measurement), or a 2 π receptor (which responds to light from all angles above the measurement plane).
Testopløsningerne af de valgte koncentrationer fremstilles sædvanligvis ved, at en stamopløsning af testkemikaliet opblandes med næringssubstrat og podekultur.
Apparatus to determine algal biomass.
Stamopløsningerne fremstilles normalt ved opløsning af testkemikaliet i testsubstrat.
Cell count, which is the most frequently used surrogate parameter for algal biomass, may be made using an electronic particle counter, a microscope with counting chamber, or a flow cytometer.
Opløsningsmidler, f.eks. acetone, t-butylalkohol og dimethylformamid, kan bruges som bæremedier, når kemikalier med ringe vandopløselighed skal tilsættes testsubstratet (2)(3).
Other biomass surrogates can be measured using a flow cytometer, fluorimeter, spectrophotometer or colorimeter.
Koncentrationen af opløsningsmiddel må ikke være over 100 μl/l, og det skal tilsættes i samme koncentration til alle kulturer (også kontrollerne) i testserien.
A conversion factor relating cell count to dry weight is useful to calculate.
Inkubation
In order to provide useful measurements at low biomass concentrations when using a spectrophotometer, it may be necessary to use cuvettes with a light path of at least 4 cm.
Testbeholderne lukkes med luftgennemtrængelige propper.
Test organisms
Testbeholderne omrystes og anbringes i dyrkningsapparatet.
Several species of non-attached microalgae and cyanobacteria may be used.
Under testen skal algerne holdes opslæmmet og CO2-overførslen lettes.
The strains listed in Appendix 2 have been shown to be suitable using the test procedure specified in this test method.
Kontinuerlig omrystning eller omrøring er derfor nødvendig.
If other species are used, the strain and/or origin should be reported.
Kulturerne skal være reguleret til en temperatur i området 21 til 24 °C, og den fastsatte temperatur skal holdes inden for ± 2 °C.
Confirm that exponential growth of the selected test alga can be maintained throughout the test period under the prevailing conditions.
Til andre arter end de i tillæg 2 anførte, f.eks. tropiske arter, kan højere temperaturer være hensigtsmæssigt, forudsat at validitetskriterierne kan opfyldes.
Growth medium
Kontrolsubstratets pH må højst stige med 1,5 enhed under testen.
The compositions of these media are shown in Appendix 3.
For metaller og kemikalier, der kun er delvist ioniseret ved pH-værdier omkring testens pH, kan det være nødvendigt at begrænse pH-afvigelsen for at få reproducerbare og veldefinerede resultater.
Note that the initial pH value and the buffering capacity (regulating pH increase) of the two media are different.
Begrænsning af afvigelsen til < 0,5 pH-enhed er teknisk mulig og kan opnås ved at sikre tilstrækkelig CO2-masseoverførsel fra den omgivende luft til testopløsningen, f.eks. ved at øge omrystningshastigheden.
Therefore the results of the tests may be different depending on the medium used, particularly when testing ionising chemicals.
En anden mulighed er at nedsætte CO2-behovet ved enten at reducere den initiale biomasse eller testens varighed.
Modification of the growth media may be necessary for certain purposes, e.g. when testing metals and chelating agents or testing at different pH values.
Den overflade, som kulturerne inkuberes på, skal have kontinuerlig, ensartet fluorescerende belysning, f.eks. af typen »cool-white« eller »daylight«.
Use of a modified medium should be described in detail and justified (3) (4).
Forskellige stammer af alger og cyanobakterier har forskelligt lysbehov.
Initial biomass concentration
Der skal vælges en passende lysintensitet i forhold til den anvendte organisme.
The initial biomass in the test cultures must be the same in all test cultures and sufficiently low to allow exponential growth throughout the incubation period without risk of nutrient depletion.
Til de anbefalede arter af grønalger skal lysintensiteten i testopløsningernes niveau vælges i området 60-120 μE · m– 2 · s– 1, målt i det fotosyntetisk effektive bølgelængdeområde 400-700 nm med en egnet detektor.
The initial biomass should not exceed 0,5 mg/l as dry weight.
Visse arter, navnlig Anabaena flos-aquae, vokser godt ved lavere lysintensitet og kan tage skade af højere intensitet.
The following initial cell concentrations are recommended:
Til sådanne arter bør vælges en gennemsnitlig lysintensitet i området 40-60 μE · m– 2 · s– 1.
5 × 103 – 104 cells/ml
(For lysmåleinstrumenter kalibreret i lux vil den anbefalede lysintensitet på 60-120 μE · m– 2 · s– 1 med cool-white-lys tilnærmelsesvis svare til området 4440-8800 lux).
2-5 × 103 cells/ml
Lysintensiteten må ikke afvige mere end ± 15 % fra den gennemsnitlige lysintensitet i hele inkubationsområdet.
104 cells/ml
Testens varighed
5 × 104 – 105 cells/ml
Testens varighed er normalt 72 timer.
Concentrations of test chemical
Kortere eller længere varighed kan dog anvendes, forudsat at alle validitetskriterierne i punkt 11 kan opfyldes.
The concentration range in which effects are likely to occur may be determined on the basis of results from range-finding tests.
Målinger og analytiske bestemmelser
For the final definitive test at least five concentrations, arranged in a geometric series with a factor not exceeding 3.2, should be selected.
Algebiomassen i hver kolbe bestemmes mindst en gang dagligt i hele testperioden.
For test chemicals showing a flat concentration response curve a higher factor may be justified.
Hvis målingerne foretages på små volumener, der er udtaget af testopløsningen med pipette, bør disse ikke erstattes.
The concentration series should preferably cover the range causing 5-75 % inhibition of algal growth rate.
Måling af biomasse foretages enten ved manuel celletælling i mikroskop eller med en elektronisk partikeltæller (i celletal og/eller biovolumen).
Replicates and controls
Andre teknikker kan anvendes, f.eks. flowcytometri, in vitro eller in vivo chlorophyl-fluorescens (5)(6) eller optisk densitet, hvis der kan påvises tilfredsstillende korrelation med biomasse i hele det biomasseområde, der forekommer under testen.
The test design should include three replicates at each test concentration.
Opløsningernes pH skal måles ved testens start og slutning.
If determination of the NOEC is not required, the test design may be altered to increase the number of concentrations and reduce the number of replicates per concentration.
Hvis der foreligger en analysemetode til bestemmelse af testkemikaliet i det anvendte koncentrationsområde, skal testopløsningerne analyseres til efterprøvning af startkoncentrationerne og af, at eksponeringskoncentrationerne overholdes under testen.
The number of control replicates must be at least three, and ideally should be twice the number of replicates used for each test concentration.
Hvis eksponeringskoncentrationerne under testen forventes at afvige mindre end 50 % fra de nominelle værdier, kan det være tilstrækkeligt at bestemme en høj og en lav testkemikaliekoncentration og en koncentration omkring den forventede EC50 ved testens begyndelse og slutning.
A separate set of test solutions may be prepared for analytical determinations of test chemical concentrations (see paragraphs 36 and 38).
Når koncentrationen ikke kan forventes at holde sig inden for 80-120 % af den nominelle koncentration, anbefales analytisk bestemmelse af alle testkoncentrationer ved testens begyndelse og slutning.
When a solvent is used to solubilise the test chemical, additional controls containing the solvent at the same concentration as used in the test cultures must be included in the test design.
Til flygtige, ustabile eller stærkt adsorberende testkemikalier anbefales det at udtage supplerende prøver til analyse med 24 timers mellemrum i hele eksponeringsperioden for bedre at bestemme tabet af testkemikaliet.
Preparation of inoculum culture
For disse kemikalier kan der være brug for supplerende replikater.
In order to adapt the test alga to the test conditions and ensure that the algae are in the exponential growth phase when used to inoculate the test solutions, an inoculum culture in the test medium is prepared 2-4 days before start of the test.
I alle tilfælde behøver testkemikaliekoncentrationen kun bestemmes på en testbeholderreplikat ved hver testkoncentration (eller indholdet af de poolede beholdere for hver replikat).
The algal biomass should be adjusted in order to allow exponential growth to prevail in the inoculum culture until the test starts.
Testsubstrater, der er fremstillet specielt til analyse af eksponeringskoncentrationerne under testen, skal behandles på samme måde som dem, der anvendes til testning, dvs. podes med alger og inkuberes ved identiske betingelser.
Incubate the inoculum culture under the same conditions as the test cultures.
Hvis koncentrationen af opløst testkemikalie kræves analyseret, kan det være nødvendigt at separere algerne fra substratet.
Measure the increase in biomass in the inoculum culture to ensure that growth is within the normal range for the test strain under the culturing conditions.
Separationen skal fortrinsvis ske ved centrifugering med lav g-kraft, som er tilstrækkelig til at få algerne til at bundfælde.
An example of the procedure for algal culturing is described in Appendix 4.
Hvis det kan konstateres, at testkemikaliekoncentrationen har været holdt tilfredsstillende inden for ± 20 % af den nominelle eller målte startkoncentration under hele testen, kan analysen af resultaterne baseres på nominelle eller målte startværdier.
To avoid synchronous cell divisions during the test a second propagation step of the inoculum culture may be required.
Er afvigelsen fra den nominelle eller målte startkoncentration større end ± 20 %, skal analysen af resultaterne baseres på den geometriske middelkoncentration under eksponeringen eller på modeller, der beskriver faldet i testkemikaliekoncentrationen (3)(7).
Preparation of test solutions