natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Udvikler haletudserne sig ikke til stadium 51 inden for 17 dage efter befrugtning, må for høj stress betragtes som en potentiel årsag.
In that case, the remaining body will be cut off between anterior region of anal fin and anal using razor (red bar), and the head side of fish body will be put into the fixing solution for gonad and the tail side of the fish body will be put into the 10 % neutral buffered formalin.
Larvedyrkning og -fodring
Papillary processes normally appear only in adult males and are found on fin rays from the second to the seventh or eighth counting from the posterior end of the anal fin (Fig.1 and 2).
Haletudser fodres med f.eks. det kommercielle haletudsefoder, som anvendes i valideringsundersøgelserne (se også bilag 1), i hele præeksponeringsperioden (efter Nieuwkoop og Faber (NF) stadium 45/46 (8)) og i hele testperioden på 21 dage eller anden diæt, som har vist sig at give samme resultat af Amphibian Metamorphosis Assay.
However, processes rarely appear on the first fin ray from the posterior end of the anal fin.
Overskydende foder bør undgås for at i) bevare vandkvaliteten og ii) undgå tilstopning af gællefiltre med fødepartikler og affald.
This SOP covers the measurement of processes on the first fin ray (the fin ray number refers to the order from the posterior end of the anal fin in this SOP).
De daglige rationer af det haletudsefoder, der bruges i valideringsundersøgelserne, øges i takt med haletudsens vækst til ca. 30 mg/dyr/dag kort før indledningen af testen.
Recommended procedures for sample collection for vitellogenin analysis
Dette kommercielt tilgængelige foder har i valideringsundersøgelserne vist sig at understøtte X. laevis-haletudsernes korrekte vækst og udvikling og er et finpartikulært produkt, som bliver hængende i vandsøjlen i lang tid og udvaskes med strømmen.
Care should be taken to avoid cross-contamination between VTG samples of males and females.
Derfor bør den samlede daglige fodermængde opdeles i mindre portioner og gives mindst to gange dagligt.
Procedure 1A:
Fodringshyppigheden for dette foder er anført i tabel 1.
Fathead Minnow, Blood Collection from the Caudal Vein/Artery
Fodermængden registreres.
After anaesthetisation, the caudal peduncle is partially severed with a scalpel blade and blood is collected from the caudal vein/artery with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Foderet kan gives tørt eller som en stamopløsning fremstillet i fortyndingsvand.
After the blood has been collected, the plasma is quickly isolated by centrifugation for 3 min at 15000 g (or alternatively for 10 min. at 15000 g at 4 °C).
En sådan stamopløsning fremstilles frisk hver anden dag og opbevares ved 4 °C, når den ikke er i brug.
If desired, percent hematocrit can be determined following centrifugation.
Fodring med kommercielt haletudsefoder anvendt i valideringsundersøgelserne for X. laevis-haletudser i in vivo-delen af AMA under gennemstrømningsbetingelser.
The plasma portion is then removed from the microhematocrit tube and stored in a centrifuge tube with 0,13 units of aprotinin (a protease inhibitor) at – 80 °C until determination of vitellogenin can be made.
Undersøgelsesdag
Depending on the size of the fathead minnow (which is sex-dependent), collectable plasma volumes generally range from 5 to 60 microlitres per fish (Jensen et al.
Foderration (mg foder/dyr/dag)
2001).
Analytisk kemi
Procedure 1B:
Før gennemførelsen af en undersøgelse vurderes stabiliteten af testkemikaliet på grundlag af eksisterende information om dets opløselighed, nedbrydelighed og flygtighed.
Fathead Minnow, Blood Collection from Heart
Testopløsninger fra hver replikatbeholder for hver enkelt koncentration udtages til kemiske analyser ved testens påbegyndelse (dag 0) og ugentligt under testen for mindst fire prøver.
Alternatively, blood may also be collected by cardiac puncture using a heparinized syringe (1000 units of heparin per ml).
Det anbefales også, at hver testkoncentration analyseres under klargøring af systemet, før testen påbegyndes, for at kontrollere systemets effektivitet.
The blood is transferred into Eppendorf tubes (held on ice) and then centrifuged (5 min, 7000 g, room temperature).
Endvidere anbefales det, at stamopløsningerne analyseres, når de skiftes, især hvis mængden af stamopløsning ikke giver tilstrækkelige kemikaliemængder, der kan udstrækkes til rutineprøvetagningsperiodernes varighed.
The plasma should be transferred into clean Eppendorf tubes (in aliquots if the volume of plasma makes this feasible) and promptly frozen at – 80 °C, until analyzed (Panter et al., 1998).
I tilfælde af kemikalier, som ikke kan påvises ved nogle eller alle de i testen anvendte koncentrationer, bør stamopløsninger måles og systemgennemstrømningshastigheder registreres med henblik på at beregne nominelle koncentrationer.
Procedure 2A:
Kemikalietilførsel
Japanese Medaka, Excision of the Liver in Medaka
Den anvendte metode til at indføre testkemikaliet i systemet kan variere alt efter dets fysisk-kemiske egenskaber.
Removal of the test fish from the test chamber
Vandopløselige kemikalier kan opløses i aliquoter af testvandet ved en koncentration, der giver mulighed for tilførsel ved måltestkoncentrationen i et gennemstrømningssystem.
Test fish should be removed from the test chamber using the small spoon-net.
Kemikalier, der er flydende ved stuetemperatur og tungtopløselige i vand, kan indføres ved hjælp af væske: væskemætningsmetoder.
Be careful not to drop the test fish into other test chambers.
Kemikalier, der er faste ved stuetemperatur og tungtopløselige i vand, kan indføres ved hjælp af mætningskolonner med glasuld (7).
In principle, the test fish should be removed in the following order:
Der skal helst benyttes et testsystem uden bærestof.
control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Forskellige testkemikalier vil dog have forskellige fysisk-kemiske egenskaber, der sandsynligvis vil kræve forskellige tilgange til fremstilling af vand til kemikalieeksponering.
In addition, all males should be removed from one test chamber before the remaining females are removed.
Der skal helst gøres en indsats for at undgå opløsningsmidler eller bærestoffer, fordi:
The sex of each test fish is identified on the basis of external secondary sex characteristics (e.g. the shape of the anal fin).
visse opløsningsmidler selv kan føre til toksicitet og/eller uønskede eller uventede endokrinologiske reaktioner, ii) test af kemikalier over deres vandopløselighed (som det ofte sker gennem brug af opløsningsmidler) kan resultere i unøjagtige bestemmelser af effektive koncentrationer, og iii) brugen af opløsningsmidler i længerevarende test kan resultere i dannelse af en betydelig mængde biofilm i forbindelse med mikrobiel aktivitet.
Place the test fish in a container for transport and carry it to the workstation for excision of the liver.
For kemikalier, som er vanskelige at teste, kan der anvendes et opløsningsmiddel som sidste udvej, og det beskrives i OECD's Guidance Document on aquatic toxicity testing of difficult substances and mixtures (4), hvordan den bedste metode bestemmes.
Check the labels of the test chamber and the transport container for accuracy and to confirm that the number of fish that have been removed from the test chamber and that the number of fish remaining in the test chamber are consistent with expectation.
Opløsningsmidler, som er konstateret effektive til toksicitetstest i vandmiljø, omfatter acetone, ethanol, methanol, dimethylformamid og triethylenglycol.
If the sex cannot be identified by the fish's external appearance, remove all fish from the test chamber.
Såfremt der benyttes et opløsningsmiddel som bærestof, skal opløsningsmidlets koncentrationer ligge under den kroniske nuleffektkoncentration (NOEC).
In this case, the sex should be identified by observing the gonad or secondary sex characteristics under a stereoscopic microscope.
Bruges der opløsningsmidler som bærestoffer, bør passende opløsningsmiddelkontroller evalueres ud over ikkeopløsningsmiddelkontroller (rent vand).
Excision of the liver
Hvis det ikke er muligt at administrere et kemikalie via vandet enten på grund af fysisk-kemiske egenskaber (lav opløselighed) eller begrænset kemisk tilgængelighed, kan det overvejes at indføre det gennem ernæringen.
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Valget af metode dokumenteres og kontrolleres gennem analyse.
After the test fish is anaesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
Fastsættelse af den høje teststofkoncentration
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
MTC defineres som kemikaliets højeste testkoncentration, der resulterer i en akut dødelighed på under 10 %.
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
Brugen af denne tilgang forudsætter, at der foreligger empiriske data om akut dødelighed, som kan danne grundlag for et skøn over MTC.
Then make a small transverse incision partway between the ventral neck region and the mid-abdominal region using dissection scissors.
Selv om brugen af regressionsmodeller kan være den teknisk set mest forsvarlige metode til at anslå MTC, kan en nyttig tilnærmelse til MTC afledes af eksisterende akutte data ved at anvende 1/3 af den akutte LC50-værdi.
Insert the dissection scissors into the small incision, and incise the abdomen from a point caudal to the branchial mantle to the cranial side of the anus along the midline of the abdomen.
Der kan dog mangle data om akut toksicitet for de arter, der testes.
Be careful not to insert the dissection scissors too deeply so as to avoid damaging the liver and gonad.
Såfremt der ikke foreligger data om artsspecifik akut toksicitet, kan der foretages en 96-timers LC50-test med haletudser, som er repræsentative (dvs. samme stadie) for dem, der testes i AMA.
Conduct the following operations under the stereoscopic microscope.
Hvis data fra andre akvatiske arter er tilgængelige (f.eks. LC50-undersøgelser af fisk eller paddearter), kan der ved et fagligt skøn anslås en sandsynlig MTC på grundlag af ekstrapolering mellem arter.
Place the test fish abdomen side up on the paper towel (glass Petri dish or slide glass are also available).
Er kemikaliet ikke akut toksisk og opløseligt over 100 mg/l, bør 100 mg/l alternativt betragtes som den højeste testkoncentration (HTC), da denne koncentration normalt betragtes som »praktisk talt ikketoksisk«.
Extend the walls of the abdominal cavity with precision tweezers and exteriorise the internal organs.
Selv om det ikke er den anbefalede fremgangsmåde, kan statiske udskiftningsmetoder benyttes, hvis gennemstrømningsmetoder er utilstrækkelige til at nå frem til MTC.
It is also acceptable to exteriorise the internal organs by removing one side of the wall of the abdominal cavity if necessary.
Benyttes der metoder med statisk udskiftning, skal stabiliteten af testkemikaliets koncentration dokumenteres og ligge inden for resultatkravenes grænser.
Expose the connected portion of the liver and gallbladder using another pair of precision tweezers.
Der anbefales udskiftningsperioder på 24 timer.
Then grasp the bile duct and cut off the gallbladder.
Udskiftningsperioder på over 72 timer accepteres ikke.
Be careful not to break the gallbladder.
Desuden bør vandkvalitetsparametre (f.eks. DO, temperatur, pH osv.) måles ved afslutningen af hver udskiftningsperiode, umiddelbart før udskiftning.
Grasp the oesophagus and excise the gastrointestinal tract from the liver in the same way.
Testkoncentrationsområde
Be careful not to leak the contents of the gastrointestinal tract.
Der kræves som minimum tre testkoncentrationer og en kontrolgruppe med rent vand (og om nødvendigt en bærestofkontrolgruppe).
Excise the caudal gastrointestinal tract from the anus and remove the tract from the abdominal cavity.
Testkoncentrationens minimumsdifference mellem den højeste og den laveste bør være omkring en størrelsesorden.
Trim the mass of fat and other tissues from the periphery of the liver.
Den maksimale dosisadskillelse er 0,1, og den minimale er 0,33.
Be careful not to scratch the liver.
Indledning og gennemførelse af test
Grasp the hepatic portal area using the precision tweezers and remove the liver from the abdominal cavity.
Eksponeringen indledes, når et tilstrækkeligt antal haletudser i præeksponeringsbestanden har nået udviklingsstadium 51 ifølge Nieuwkoop og Faber (8) og er 17 dage gamle eller derunder efter befrugtning.
Place the liver on the slide glass.
Ved udvælgelse af forsøgsdyr pooles sunde og normalt udseende haletudser i stampopulationen i en enkelt beholder, der indeholder en passende mængde fortyndingsvand.
Using the precision tweezers, remove any additional fat and extraneous tissue (e.g., abdominal lining), if needed, from the surface of the liver.
Til bestemmelse af udviklingsstadium fjernes haletudser enkeltvis fra poolingbeholderen ved hjælp af et lille net eller en sigte og overføres til et gennemsigtigt målekammer (f.eks. en 100 mm Petriskål) med fortyndingsvand.
Measure the liver weight with 1.5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
Ved bestemmelse af stadium skal der helst ikke bruges bedøvelsesmidler, men haletudserne kan bedøves enkeltvis før håndtering med 100 mg/l tricain methansulfonat (f.eks. MS-222) med en passende buffer af natriumhydrogencarbonat (pH 7,0).
Record the value on the worksheet (read: 0,1 mg).
Hvis der bruges bedøvelse, bør metoden til korrekt brug af f.eks. MS-222 tilvejebringes fra erfarne laboratorier og anføres sammen med testresultaterne.
Confirm the identification information on the microtube label.
Dyrene håndteres forsigtigt under denne overførsel for at minimere håndteringsstress og undgå skader.
Close the cap of the microtube containing the liver.
Dyrenes udviklingsstadium bestemmes ved hjælp af et binokulært dissektionsmikroskop.
Store it in a cooling rack (or ice rack).
For at reducere den endelige variabilitet i udviklingsstadium er det vigtigt, at denne stadieinddeling foretages så nøjagtigt som muligt.
Following the excision of one liver, clean the dissection instruments or replace them with clean ones.
Ifølge Nieuwkoop og Faber (8) er baglemsmorfologi det primære udviklingsmæssige kendetegn ved udvælgelse af stadium 51-organismer.
Remove livers from all of the fish in the transport container as described above.
Baglemmernes morfologiske karakteristika undersøges under mikroskop.
After the livers have been excised from all of the fish in the transport container (i.e., all males or females in a test chamber), place all liver specimens in a tube rack with a label for identification and store it in a freezer.
Selv om Nieuwkoop og Fabers (8) fuldstændige vejledning bør konsulteres for at få omfattende information om stadieinddeling af haletudser, kan man pålideligt bestemme stadier gennem fremtrædende morfologiske kendetegn.
When the livers are donated for pre-treatment shortly after the excision, the specimens are carried to the next workstation in a cooling rack (or ice rack).
Følgende tabel kan bruges til at forenkle og standardisere stadieinddelingsprocessen under hele undersøgelsen ved at identificere de fremtrædende morfologiske kendetegn i forbindelse med de forskellige stadier, under antagelse af at udviklingen er normal.
Following liver excision, the fish carcass is available for measurement of secondary sex characteristics.
Fremtrædende morfologiske kendetegn til stadieinddeling i henhold til Neuwkoop og Fabers vejledning
Specimen
Fremtrædende morfologiske kendetegn
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Udviklingsstadie
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors.
Baglem
Figure 2
Forlem
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus.
Kraniofacial struktur
Figure 3
Lugtenervemorfologi
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs.
Halelængde
(Alternatively, the abdominal walls may be pinned laterally).
Alle haletudser skal være på stadium 51 for at indlede testen.
Figure 4
Det mest fremtrædende morfologiske kendetegn i forbindelse med stadieinddeling er for det stadium baglemsmorfologien, som vises i figur 1.
The liver is bluntly dissected and excised using forceps.
Baglemsmorfologi i stadium 51 hos en X. laevis-haletudse.
Figure 5
Ud over udvælgelse efter stadium kan der anvendes en valgfri udvælgelse af forsøgsdyr efter størrelse.
The intestines are gently retracted using forceps.
Til det formål måles hele kropslængden (ikke snude til gat) på dag 0 for en delprøve på ca. 20 haletudser på stadium 51 efter Nieuwkoop og Faber.
Testis 6
Efter beregning af gennemsnittet af den fulde kropslængde for denne gruppe dyr kan der fastsættes minimums- og maksimumsgrænser for hele forsøgsdyrenes kropslængde, således at gennemsnitsværdien kan svinge ± 3 mm (gennemsnitsværdier af hele kropslængden svinger 24,0-28,1 mm for stadium 51-haletudser).
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors.
Inddelingen i udviklingsstadier er dog den primære parameter for at bestemme, om hvert forsøgsdyr er klar.
Testis 7 (female)
Haletudser med meget synlige misdannelser eller skader udelukkes fra assayet.
The procedure is identical for the female.
Haletudser, som opfylder de ovenfor beskrevne stadiekriterier, opbevares i en beholder med rent dyrkningsvand, indtil stadieinddelingen er afsluttet.
Testis 8
Når stadieinddelingen er afsluttet, fordeles larverne vilkårligt i eksponeringsbehandlingsbeholdere, indtil hver beholder indeholder 20 larver.
The completed procedure.
Hver behandlingsbeholder inspiceres for dyr med et abnormt udseende (f.eks. skader, abnorm svømmeadfærd osv.).
Procedure 2 B:
Åbenlyst usundt udseende haletudser fjernes fra behandlingsbeholderne og erstattes af nyudvalgte larver fra poolingbeholderen.
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
For mere tilbundsgående information om testafslutningsprocedurer og behandling af haletudser henvises til OECD's Guidance Document on Amphibian Thyroid Histology (9).
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4 °C).
Dag 7-målinger
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
På dag 7 fjernes fem tilfældigt valgte haletudser pr. replikat fra hver forsøgsbeholder.
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight for homogenate).
Den tilfældige udvælgelse bør give hver testet organisme lige stor sandsynlighed for at blive valgt.
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Dette kan opnås ved at benytte en randomiseringsmetode, men kræver, at alle haletudser fanges og tages op.
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
Haletudser, der ikke udvælges, returneres til oprindelsesbeholderen, og udvalgte haletudser aflives humant i 150-200 mg/l f.eks. MS-222 med en passende buffer af natriumhydrogencarbonat for at komme op på en pH-værdi på 7,0.
Preparation of the liver for pre-treatment
De aflivede haletudser skylles i vand og duppes tørre, hvorefter kropsvægten bestemmes til nærmeste milligram.
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
Baglemslængde, snude-til-gat-længde og udviklingsstadium (ved hjælp af binokulært dissektionsmikroskop) bestemmes for hver haletudse.
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
Dag 21-målinger (testafslutning)
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order:
Ved testens afslutning (dag 21) fjernes de resterende haletudser fra forsøgsbeholderne og aflives humant i 150-200 mg/l f.eks. MS-222 med en passende buffer af natriumhydrogencarbonat, jf. ovenfor.
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
Haletudserne skylles i vand og duppes tørre, hvorefter kropsvægten bestemmes til nærmeste milligram.
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Udviklingsstadie, SVL og baglemslængder måles for hver haletudse.
Operation of the pre-treatment
Alle larver anbringes i Davidson's fiksativ i 48-72 timer enten som helkropsprøver eller som trimmede hovedvævsprøver med underkæbe til histologiske bedømmelser.
Addition of the homogenization buffer
Til histopatologi udtages i alt fem haletudser fra hver replikatbeholder.
Check the list for the volume of the homogenate buffer to be used for a particular sample of liver and adjust the micropipette (volume range: 100-1000 μl) to the appropriate volume.
Da follikelcellehøjde afhænger af stadium (10), er den mest egnede stikprøvemetode til histologiske analyser at anvende individer i tilsvarende stadie, når det er muligt.
Attach a clean tip to the micropipette.
For at udvælge individer i samme stadium inddeles alle larver først i stadier før udvælgelsen og efterfølgende behandling til dataindsamling og opbevaring.
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
Dette er nødvendigt, fordi en normal divergens i udvikling vil resultere i forskellige fordelinger på stadier i hver enkelt replikatbeholder.
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
Dyr, som udvælges til histopatologisk undersøgelse (n = 5 fra hvert replikat), matches i forhold til kontrollernes medianstadium (poolede replikater), når det er muligt.
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
Hvis der er replikatbeholdere med over fem larver på det rette stadie, udvælges fem larver tilfældigt.
However, if the tip is contaminated or suspected to be contaminated, the tip should be changed.
Hvis der er replikatbeholdere med under fem larver på det rette stadie, udtages tilfældigt udvalgte individer fra det næste lavere eller højere udviklingsstadium for at nå op på den samlede prøvestørrelse på fem larver pr. replikat.
Homogenisation of the liver
Beslutningen om at udtage ekstra larver fra det næste enten lavere eller højere udviklingsstadium træffes på grundlag af en samlet vurdering af stadiefordelingen i kontrol- og kemikaliebehandlingerne.
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
Dvs. hvis den kemiske behandling er forbundet med en udviklingshæmning, udtages der ekstra larver fra det næste lavere stadium.
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
Hvis den kemiske behandling er forbundet med en fremskyndelse af udviklingen, udtages der ekstra larver fra det næste højere stadium.
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
I tilfælde af alvorlige forandringer i haletudsernes udvikling på grund af behandling med et testkemikalie er der muligvis ingen overlapning i stadiefordeling i de kemiske behandlinger med udviklingsstadiet i den beregnede kontrolmedian.
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
Kun i disse tilfælde bør udvælgelsesprocessen ændres ved at anvende et andet stadium end kontrolmedianstadiet til at nå en udtagning af larver på matchende stadier til histopatologisk undersøgelse af skjoldbruskkirtlen.
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Er stadierne endvidere ubestemte (dvs. asynkronicitet), vælges fem haletudser fra hvert replikat tilfældigt ud til histologisk analyse.
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.