natgillin/translations-raw huggingface dataset:
For så vidt angår VHSV-primerne skal der udvises særlig forsigtighed, når der anvendes BF-2-celler, da primerne kan reagere med cellelinjens DNA/RNA og give falsk positive resultater af lignende størrelse.
pool of antisera against the indigenous serotypes of IPNV at a 1:50 (vol:vol) dilution;
Når supernatant fra BF-2-celler testes, skal alle amplificerede PCR-fragmenter sekventeres.
medium alone (positive control).
RT-qPCR til VHSV
From each virus supernatant-serum mixture, at least two cell cultures shall be inoculated with 50 μl each and then incubated at 15 °C.
For VHSV skal amplificering foretages med følgende primere og probe:
The development of CPE shall be checked as described in point I.5.4.
Reverse primer: 5′-TCT-GCG-ATC-TCA-GTC-AGG-ATG-AA-3′
Other neutralisation tests of proven similar efficacy may be used instead.
og probe: 5′-FAM-TAG-AGG-GCC-TTG-GTG-ATC-TTC-TG-BHQ1.
RT-PCR/RT-qPCR
Ettrins-RT-qPCR:
Preparation of viral RNA
Cyklusbetingelser: 50 °C i 3 minutter, 95 °C i 15 minutter, 40 cyklusser ved 94 °C i 15 sekunder, 60 °C i 40 sekunder og 72 °C i 20 sekunder.
RNA shall be extracted using the phenol-chloroform method or by RNA affinity spin columns, according to the manufacturer's instructions.
Justeres om nødvendigt.
Commercially available RNA extraction kits that will produce high quality RNA suitable for use with the RT-PCR protocols detailed in the points below may be used.
Andre RT-PCR- eller RT-qPCR-versioner med dokumenteret tilsvarende effektivitet kan også anvendes.
RNA shall be re-suspended in distilled RNAse-free water, (namely water treated with 0,1 % diethyl pyrocarbonate) or an appropriate elution buffer.
RT-qPCR til IHNV
The following primers shall be used for detection of IHNV:
For IHNV skal amplificering foretages med følgende primere og probe:
Forward Primer 5′-AGA-GAT-CCC-TAC-ACC-AGA-GAC-3′;
Forward primer: 5′- AGA-GCC-AAG-GCA-CTG-TGC-G-3′
Reverse Primer 5′-GGT-GGT-GTT-GTT-TCC-GTG-CAA-3′.
Reverse primer: 5′- TTCTTTGCGGCTTGGTTGA — 3′
The following cycles shall be used (one-step RT-PCR): 1 cycle: 50 °C for 30 minutes; 1 cycle: 95 °C for 2 minutes; 30 cycles: 95 °C for 30 seconds, 50 °C for 30 seconds, 72 °C for 60 seconds; 1 cycle: 72 °C for 7 minutes and soak at 4 °C.
og probe: 5′ 6FAM-TGAGACTGAGCGGGACA-NFQ/MGB.
The following primers shall be used for detection of VHSV:
Totrins-RT-qPCR:
VN For 5′-ATG-GAA-GGA-GGA-ATT-CGT-GAA-GCG-3′;
Da følgende analyse afhænger af en totrins-amplificering, skal der for at undgå kontaminering udvises særlig stor forsigtighed ved håndtering af rør mellem første og anden reaktion.
VN Rev 5′-GCG-GTG-AAG-TGC-TGC-AGT-TCC-C-3′.
Cyklusbetingelser (efter RT-trinnet): 50 °C i 2 minutter, 95 °C i 10 minutter efterfulgt af 40 cyklusser ved 95 °C i 15 sekunder og 60 °C i 1 minut; om nødvendigt foretages justeringer.
The following cycles shall be used (one-step RT-PCR): 50 °C for 30 minutes, 95 °C for 15 minutes, 35 cycles at 94 °C for 30 seconds, 55 °C for 30 seconds, and 68 °C for 60 seconds.
Detaljerede diagnosemetoder og -procedurer for at bekræfte eller udelukke mistanke om VHS eller IHN eller begge ved mistanke om udbrud
Subsequently, the reaction shall be held at 68 °C for 7 minutes.
Hvis der i overensstemmelse med artikel 57, litra b), i direktiv 2006/88/EF kræves laboratorieundersøgelser for at bekræfte eller udelukke forekomst af IHN eller VHS eller begge ved hjælp af diagnosemetoderne i bilag I, del 1, punkt II.3, anvendes følgende detaljerede diagnosemetoder og -procedurer:
Quantity and specificity of the RT-PCR reactions shall be evaluated by gel electrophoresis in 1,5 % agarose gel with ethidium bromide and observed using UV transillumination.
konventionel virusisolation med efterfølgende seroneutralisation, immunkemisk eller molekylær virusidentifikation
A 693 bp PCR amplicon may be observed for IHNV.
viruspåvisning ved hjælp af RT-PCR eller RT-qPCR
For VHSV, the size shall be 505 bp.
andre diagnoseteknikker som f.eks. IFAT, ELISA, RT-PCR eller IHC.
The results of the PCR may vary depending on the conditions under which it is performed, namely the thermal protocols might need optimisation, depending on the thermal cycler in use.
Konventionel virusisolation med efterfølgende virusidentifikation
Furthermore, false-positive results may occur because of false primer annealing or laboratory contamination.
Udvælgelse af prøver
Adequate positive and negative controls and sequence amplicons shall therefore be included to avoid any doubts.
Der udvælges mindst 10 fisk med typiske symptomer på IHN eller VHS til undersøgelse.
For the VHSV primers, special care shall be taken when using BF-2 cells, as the primers may react with the cell line DNA/RNA producing false-positive results of similar size.
Præparation og forsendelse med henblik på konventionel virusisolation skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.2.
When testing supernatant from BF-2 cells, any amplified PCR fragments shall be sequenced.
Indsamling af supplerende materiale med henblik på konventionel virusisolation skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.3.
RT-qPCR for VHSV
Præparation af prøver til cellekulturundersøgelse
For VHSV, amplification shall be performed using the following primers and probe:
Præparation af prøver til cellekulturundersøgelse henblik på konventionel virusisolation skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.4.
Forward primer: 5′-AAA-CTC-GCA-GGA-TGT-GTG-CGT-CC-3′;
Den virologiske undersøgelse med henblik på konventionel virusisolation skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.5.
Reverse primer: 5′-TCT-GCG-ATC-TCA-GTC-AGG-ATG-AA-3′;
Virusidentifikation med henblik på konventionel virusisolation skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.6.
and probe: 5′-FAM-TAG-AGG-GCC-TTG-GTG-ATC-TTC-TG-BHQ1.
Viruspåvisning ved hjælp af RT-qPCR
One-step RT-qPCR:
Udvælgelse af prøver med henblik på viruspåvisning ved hjælp af RT-qPCR skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.1.2.
Negative template controls and positive controls shall be included on each plate run.
Præparation og forsendelse med henblik på viruspåvisning ved hjælp af RT-qPCR skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.2.
Cycling conditions: 50 °C for 30 minutes, 95 °C for 15 minutes, 40 cycles of 94 °C for 15 seconds, 60 °C for 40 seconds, 72 °C for 20 seconds; adjust if necessary.
Indsamling af supplerende diagnostisk materiale med henblik på viruspåvisning ved hjælp af RT-qPCR skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.3.
Other RT-PCR or RT-qPCR versions of proven similar efficacy may be used instead.
Præparation af prøver til RT-qPCR
RT-qPCR for IHNV
Præparation af prøver med henblik på viruspåvisning ved hjælp af RT-qPCR skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.6.4.1.
For IHNV, amplification shall be performed using the following primers and probe:
Viruspåvisning ved hjælp af RT-qPCR skal følge de metoder og procedurer, der er fastsat i punkt I.6.4.1, I.6.4.3 og I.6.4.4.
Forward primer: 5′- AGA-GCC-AAG-GCA-CTG-TGC-G-3′;
Andre diagnosemetoder
Reverse primer: 5′- TTCTTTGCGGCTTGGTTGA - 3′;
Supernatanten, præpareret som beskrevet i punkt I.4.3, kan analyseres ved ELISA, IFAT eller RT-PCR i overensstemmelse med henholdsvis punkt I.6.1, punkt I.6.2 eller punkt I.6.4.
and probe: 5′ 6FAM-TGAGACTGAGCGGGACA-NFQ/MGB.
Vævsmateriale kan analyseres efter andre diagnosticeringsmetoder såsom IFAT på frysesnit eller immunhistokemi på formalinfikseret vævsmateriale.
Two-step RT-qPCR:
Disse hurtige teknikker skal suppleres med en virologisk undersøgelse i overensstemmelse med enten punkt II, litra a), eller punkt II, litra b), senest 48 timer efter prøveudtagningen, hvis:
As the following assay depends on a two-step amplification, extra care shall be taken when handling the tubes from one reaction to the other in order to prevent contamination.
resultatet er negativt, eller
Cycling conditions (after RT-step): 50 °C for 2 minutes, 95 °C for 10 minutes, followed by 40 cycles of 95 °C for 15 seconds and 60 °C for 1 minutes; adjustments shall be made if necessary.
resultatet er positivt med materiale fra det første tilfælde af IHN eller VHS.
Detailed diagnostic methods and procedures for the confirmation of or to rule out the suspicion of VHS or IHN or both in suspected outbreaks
Titreringsprocedure til kontrol af cellekulturers modtagelighed for infektion
When a laboratory examination is required to confirm or rule out the presence of IHN or VHS or both in accordance with Article 57(b) of Directive 2006/88/EC using the diagnostic methods set out in point II.3 of Part 1 of Annex I, the following detailed diagnostic methods and procedures shall apply:
Når titreringen til kontrol af cellekulturers modtagelighed for infektion, jf. punkt I.5.3, foretages, skal procedurerne i følgende afsnit følges.
conventional virus isolation with subsequent seroneutralisation, immune-chemical or molecular virus identification;
Der anvendes mindst to VHSV-isolater og ét IHNV-isolat.
virus detection by RT-PCR or RT-qPCR;
Isolaterne skal repræsentere den vigtigste virusgruppe i Den Europæiske Union, dvs. for VHSV ét patogent isolat fra regnbueørred i ferskvand og ét marint isolat, der er patogent for pighvar, og for IHNV en EU-stamme, som er patogen for regnbueørred.
other diagnostic techniques such as IFAT, ELISA, RT-PCR, IHC.
Der anvendes veldefinerede isolater fra medlemsstaterne.
Conventional virus isolation with subsequent virus identification
Batcher af virus i cellekulturer med lavt passagetal dyrkes i celledyrkningsglas på BF-2- eller RTG-2-celler for VHSV og på EPC- eller FHM-celler for IHNV.
Selection of samples
Der anvendes celledyrkningsmedium med mindst 10 % serum.
At least 10 fish showing typical signs of IHN or VHS shall be selected for examination.
Der anvendes en lav MOI til podning (< 1).
The preparation and shipment for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.2.
Ved fuld CPE skal der høstes virus ved centrifugering af cellekultursupernatanten ved 2000 × g i 15 minutter; derefter filtersteriliseres det gennem et 0,45 μm membranfilter og fordeles i mærkede fryserør.
The collection of supplementary material for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.3.
Virusset skal opbevares ved – 80 °C. En uge efter frysning optøs tre glas med hvert virus i koldt vand, og det titreres på deres respektive cellelinjer.
Preparation of samples for cell culture examination
Mindst hver sjette måned, eller hvis der er mistanke om, at cellelinjernes modtagelighed for infektion er mindsket, optøs og titreres hvert virusisolat.
The preparation of samples for cell culture examination for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.4.
Titreringsprocedurerne skal nøje beskrives, og der anvendes samme metode hver gang.
The virological examination for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.5.
Titrering indtil fortyndingsslutpunktet gentages seks gange på hvert fortyndingstrin.
The virus identification for the purpose of conventional virus isolation shall follow the methods and procedures laid down in point I.6.
Titerne sammenlignes med tidligere titere.
Virus detection by RT-qPCR
Hvis titeren af et af de tre virusisolater er mindst to logaritmer lavere end den oprindelige titer, må cellelinjen ikke længere anvendes til overvågningsformål.
The selection of samples for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.1.2.
Hvis der anvendes flere cellelinjer i laboratoriet, skal hver cellelinje undersøges for sig.
The preparation and shipment for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.2.
Hvis der i overensstemmelse med artikel 57, litra b), i direktiv 2006/88/EF kræves laboratorieundersøgelser for at bekræfte forekomst af eller udelukke mistanke om KHV ved hjælp af diagnosemetoderne i bilag I, del 2, afsnit III, anvendes de detaljerede diagnosemetoder og -procedurer i punkt I.1-I.2 nedenfor.
The collection of supplementary diagnostic material for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.3.
Præparation af fiskeprøver
Sample preparation for RT-qPCR
Til diagnostiske formål kan fisken (sendt levende eller død og pakket separat i forseglede aseptiske beholdere) eller alternativt frosne organer eller stykker af organer konserveret i 80 % til absolut ethanol eller transportmedium til virus (skal behandles senest 48 timer efter indsamlingen) anvendes til undersøgelse med konventionel PCR eller qPCR-baserede metoder.
The sample preparation for the purpose of virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in point I.6.4.1.
Til påvisning af KHV indsamles gæller og nyre; desuden kan milt, hjerne og tarm indgå i en yderligere separat prøve.
The virus detection by RT-qPCR shall follow the methods and procedures laid down in points I.6.4.1, I.6.4.3 and I.6.4.4.
I akutte tilfælde kan vævsmateriale fra op til fem fisk udgøre en samleprøve.
Other diagnostic techniques
Endvidere kan prøver, der kan udtages uden at slå dyret ihjel, som f.eks. blod, svaberprøver fra gæller, biopsi fra gæller og skrab fra slimhinder, anvendes i visse tilfælde (således at der kan anvendes meget værdifulde fisk i tilfælde af mistanke om forekomst af KHV).
Supernatant prepared as described in point I.4.3 may be submitted to ELISA, Indirect fluorescent antibody test (IFAT), or RT-PCR in accordance with point I.6.1, point I.6.2 or point I.6.4 respectively.
DNA-ekstraktion
Tissue material may be subjected to other diagnostic techniques, such as IFAT on frozen sections, immunohistochemistry on formalin fixed tissue material.
DNA skal ekstraheres i henhold til standardprocedurerne.
Those rapid techniques shall be supplemented with a virological examination in accordance with either point II(a) or point II(b) within 48 hours after sampling, if:
Der kan anvendes kommercielt tilgængelige DNA-ekstraktionskit, der giver DNA af høj kvalitet, som er egnet til anvendelse med de PCR-protokoller, der er omhandlet i punkt I.2.
a negative result is obtained; or
Agenspåvisning og -identifikation med metoder, der er baseret på polymerasekædereaktion (PCR)
a positive result is obtained with material representing the first case of IHN or VHS.
Forward primer (KHV-TKf): 5′-GGGTTACCTGTAC GAG-3′
1 week after freezing, three replicate vials with each virus shall be thawed under cold water and titrated on their respective cell lines.
Cyklusbetingelser: 1 cyklus ved 95 °C i 5 minutter efterfulgt af 35 cyklusser ved 95 °C i 30 sekunder, 52 °C i 30 sekunder, 72 °C i et minut og 1 cyklus ved 72 °C i 10 minutter.
At least every 6 months, or if it is suspected that the susceptibility of a cell line has decreased, each virus isolate shall be thawed and titrated.
Der anvendes en produktstørrelse på 409 bp.
Titration procedures must be described in detail and the same procedure followed each time.
Endvidere kan der forekomme falsk positive resultater på grund af falsk hybridisering af primer eller kontaminering.
Titration by end point dilution shall include at least six replicates at each dilution step.
Andre PCR-versioner med dokumenteret tilsvarende effektivitet kan dog også anvendes.
The titres shall be compared with previously obtained titres.
Den første påvisning i et område skal bekræftes ved sekventering eller sendes til et nationalt referencelaboratorium eller til EU-referencelaboratoriet for fiskesygdomme, jf. bilag VI til direktiv 2006/88/EF, med henblik på øjeblikkelig identifikation.
If the titre of any of the three virus isolates drops by a factor of 2 logs or more, compared with the initial titre, the cell line shall no longer be used for surveillance purposes.
Detaljerede diagnosemetoder og -procedurer for overvågning af KHVD
If different cell lines are kept in the laboratory each line shall be examined separately.
Hvis der foretages prøveudtagning og laboratorieundersøgelse med henblik på at opnå eller opretholde en bestemt sundhedsstatus for så vidt angår KHVD som fastsat i bilag I, del 2, afsnit I, ved hjælp af diagnosemetoderne i del 2, afsnit II og III, i samme bilag, anvendes de detaljerede diagnosemetoder og -procedurer i følgende punkt II.1 og II.2.
Records shall be kept for a period of at least 10 years.
Hvis det er muligt, skal der udtages prøver af fisk, der i en længere periode har været holdt ved temperaturer, ved hvilke virus udvikler sig (dvs. to til tre uger ved 15-26 °C).
DETAILED DIAGNOSTIC METHODS AND PROCEDURES FOR THE SURVEILLANCE AND CONFIRMATION OF KHV DISEASE (KHVD)
Hvis det er muligt, skal der udtages prøver 24 timer, og senest 72 timer, efter driftspraksis, der kan reaktivere virusset i fisk med status som virusbærer, f.eks. brug af net eller transport, for at forbedre chancen for at påvise KHV.
I. Detailed diagnostic methods and procedures for the confirmation of the presence of or to rule out the suspicion of KHVD
Med henblik på overvågning af KHVD kan fisken (sendt levende eller død og pakket separat i forseglede aseptiske beholdere) eller alternativt frosne organer eller stykker af organer konserveret i 80-100 % alkohol eller transportmedium til virus (skal behandles senest 48 timer efter indsamlingen) anvendes til undersøgelse med PCR-baserede metoder.
When a laboratory examination is required for the purpose of confirmation of the presence of or to rule out the suspicion of KHVD in accordance with Article 57(b) of Directive 2006/88/EC, using the diagnostic methods set out in Section III of Part 2 of Annex I, the detailed diagnostic methods and procedures set out in points I.1 – I.2 of this Part shall apply.
Med henblik på overvågning af KHVD udtages væv fra gæller og nyre.
Preparation of samples from fish
Med henblik på overvågning af KHVD undgås så vidt muligt samling af prøverne.
For diagnostic purposes the fish (sent alive or killed and packed separately in sealed aseptic containers) or alternatively frozen organs or organ pieces preserved in 80 % to absolute ethanol or viral transport medium (to be processed within 48 hours after collection) may be used for testing with conventional PCR or qPCR based methods.
Hvis samling af prøver er nødvendig, kan vævsmateriale fra højst to fisk udgøre en samleprøve.
For the detection of KHV, gill and kidney shall be collected; in addition spleen, encephalon and intestine may be included in an additional separated sample.
Større prøver skal homogeniseres med morter og pistil eller stomacher, og delprøver skal udtages til DNA-ekstraktion inden klaring.
In acute cases, tissue material of up to five fish may be pooled.
Alternativt kan delprøver udtages fra hvert væv, som indgår i prøven, og anbringes i »lysisrør«.
Furthermore, non-lethal samples such as blood, gill swabs, gill biopsy, mucus scrape may be used in certain cases (namely very valuable fish may be used in the case of the suspicion of the presence of KHV).
Der kan anvendes kommercielt tilgængelige DNA-ekstraktionskit, der giver DNA af høj kvalitet, som er egnet til anvendelse med PCR-protokollerne i punkt II.2.
DNA extraction
Det acceptable forhold mellem væv og medium er 1:9 w/v.
DNA shall be extracted in accordance with standard procedures.
I prøverne skal indgå 20-25 mg vævsmateriale.
The commercially available DNA extraction kits that produce high quality DNA suitable for use with the PCR protocols referred to in point I.2 may be used.
Overvågning af KHVD med PCR-baserede metoder
Agent detection and identification by Polymerase chain reaction (PCR) based methods
Til overvågning af KHV anvendes qPCR.
I.2.1. qPCR for KHV detection
ved sekventering af et PCR-produkt eller et nested PCR-produkt fra prøverne.
Forward primer (KHV-86f): 5′- GACGCCGGAGACCTTGTG -3′;
Der skal mindst være 98 % match mellem den opnåede rene konsensussekvens og disse referencesekvenser
Reverse primer (KHV-163r): 5′- CGGGTTCTTATTTTTGTCCTTGTT -3′;
eller alternativt ved at sende prøverne til et nationalt referencelaboratorium med henblik på bekræftelse af resultaterne.
and probe (KHV-109p): 5′-FAM- CTTCCTCTGCTCGGCGAGCACG -3′.
qPCR til påvisning af KHV
Cycling conditions: one cycle of 95 °C at 15 minutes, followed by 40 cycles of 94 °C at 15 seconds and 60 °C for 60 seconds.
Følgende qPCR skal anvendes:
However, other qPCR versions of proven similar efficacy may be used instead.
Cyklusbetingelser: 1 cyklus ved 95 °C i 15 minutter efterfulgt af 50 cyklusser ved 94 °C i 15 sekunder og 60 °C i 60 sekunder.
Conventional PCR for KHV detection
Resultaterne af qPCR kan variere afhængigt af de betingelser, den udføres under, dvs. der kan være brug for at optimere de termiske protokoller afhængigt af den anvendte termocykler.
The assay described in this point targeting the Thymine kinase (TK) gene of KHV shall be used.
Konventionel PCR til bekræftelse af KHV-påvisning
However, other PCR assays with demonstrated similar sensitivities and specificities to the described assay may be used instead.
Til bekræftelse af forekomst af infektion med KHV skal den generiske nested PCR, som er beskrevet i tabel 2.1, anvendes efterfulgt af sekventering af det amplificerede produkt.
Forward primer (KHV-TKf): 5′-GGGTTACCTGTAC GAG-3′;
Tabel 2.1
Reverse primer (KHV-TKr): 5′-CACCCAGTAGATTA TGC-3′.
Primere og betingelser for nested PCR-analysen, der er målrettet alle cyprinidherpesvirus (CyHV-1, CyHV-2 og CyHV-3)
Cycling conditions: one cycle of 95 °C for 5 minutes followed by 35 cycles of 95 °C for 30 seconds, 52 °C for 30 seconds, 72 °C for one minute and one cycle of 72 °C for 10 minutes.
Primernavn
Product size should be 409 bp.
Sekvens
Furthermore, false-positive results may occur because of false primer annealing or contamination.
Cyklusbetingelser
However, other PCR versions of proven similar efficacy may be used instead.
Produktstørrelse
The first detection in an area shall be confirmed by sequencing or sent to a to a national reference laboratory or to the EU reference laboratory for fish diseases referred to in Annex VI to Directive 2006/88/EC, for immediate identification.
Første runde PCR
Detailed diagnostic methods and procedures for the surveillance of KHVD
1 cyklus:
When sampling and laboratory examination for the purpose of obtaining or maintaining certain health statuses with regard to KHVD as set out in Section I of Part 2 of Annex I are carried out using the diagnostic methods set out in Sections II or III of Part 2 of that Annex, the detailed diagnostic methods and procedures set out in the following points II.1 and II.2 of this Part shall apply.
95 °C i 2 minutter
If possible, fish that have been kept for a prolonged time period at the virus permissive temperature range (namely, 2 to 3 weeks at 15 °C to 26 °C) shall be sampled.
40 cyklusser:
If possible, samples shall be collected 24 hours but not later than 72 hours after management practices that may reactivate the virus in fish with a carrier status, such as netting or transport, in order to enhance the chance of KHV detection.
95 °C i 30 sekunder
For the purpose of the surveillance of KHVD, the fish may be sent alive or killed and packed separately in sealed aseptic containers or alternatively frozen organs or organ pieces preserved in 80 % to 100 % alcohol or viral transport medium (to be processed within 48 hours after collection) may be used for testing PCR based methods.
55 °C i 30 sekunder
For the surveillance of KHVD, gill and kidney tissue shall be collected.
72 °C i 45 sekunder
For the purpose of surveillance of KHVD, pooling shall be avoided where possible.
72 °C i 10 minutter
If pooling is necessary, tissue material from a maximum of two fish may be pooled.
Anden runde PCR
Larger samples shall be homogenised in mortar and pestle or stomacher, and subsamples retrieved for DNA extraction before clarification.
95 °C i 2 minutter
Alternatively, subsamples may be collected from each tissue included in the sample and placed in ‘lysis-tubes’.