natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Laboratoriet skal vælge den passende koncentration af cytoB for hver celletype for at opnå den optimale forekomst af binukleære celler i kontrolkulturerne med opløsningsmiddel/bærestof.
The appropriate concentration of cytoB should be determined by the laboratory for each cell type to achieve the optimal frequency of binucleated cells in the solvent/vehicle control cultures.
Den passende koncentration af cytoB ligger normalt mellem 3 og 6 μg/ml.
The appropriate concentration of cytoB is usually between 3 and 6 μg/ml.
Måling af celleproliferation og cytotoksicitet og valg af eksponeringskoncentrationer
Measuring cell proliferation and cytotoxicity and choosing exposure concentrations
Ved valg af højeste koncentration af teststoffet, der skal testes, bør man undgå koncentrationer, der kan frembringe artefakt positiv respons, f.eks. koncentrationer, der frembringer for høj cytotoksicitet, udfældning i et dyrkningssubstrat og væsentlige ændringer i pH eller osmolalitet (39) (40) (41).
When determining the highest test substance concentration to be tested, concentrations that have the capability of producing artefactual positive responses, such as those producing excessive cytotoxicity, precipitation in the culture medium, and marked changes in pH or osmolality (39) (40) (41), should be avoided.
Målinger af celleproliferation foretages for at sikre, at de behandlede celler har undergået mitose under assayet, og at behandlingerne udføres med passende cytotoksicitet (se punkt 29).
Measurements of cell proliferation are made to ensure that the treated cells have undergone mitosis during the assay and that the treatments are conducted at appropriate levels of cytotoxicity (see Paragraph 29).
Cytotoksiciteten bestemmes med og uden metabolisk aktivering i celler, der kræver metabolisk aktivering, ved hjælp af relativ forøgelse af celletal (RICC) eller relativ populationsfordobling (RPD) (se formlerne i tillæg 2), medmindre cytoB anvendes.
Cytotoxicity should be determined with and without metabolic activation in cells that require metabolic activation using the relative increase in cell counts (RICC) or relative population doubling (RPD) (see Appendix 2 for formulas) unless cytoB is used.
Ved anvendelse af cytoB kan cytotoksiciteten bestemmes ved hjælp af replikationsindekset (RI) (se formlen i tillæg 2).
When cytoB is used, cytotoxicity can be determined using the replication index (RI) (see Appendix 2 for formula).
Behandling af kulturer med cytoB og måling af de relative forekomster af mononukleære, binukleære og multinukleære celler i kulturen er en nøjagtig metode til kvantificering af indvirkningen på celleproliferationen og en behandlings cytotoksiske eller cytostatiske virkning (5) og sikrer, at der udelukkende bedømmes celler, som delte sig under eller efter behandling.
Treatment of cultures with cytoB, and measurement of the relative frequencies of mononucleate, binucleate, and multi-nucleate cells in the culture, provides an accurate method of quantifying the effect on cell proliferation and the cytotoxic or cytostatic activity of a treatment (5), and ensures that only cells that divided during or after treatment are scored.
I undersøgelser med cytoB kan cytostase/cytotoksicitet kvantificeres ved hjælp af proliferationsindekset for cytokineseblokerende stof (CBPI) (5) (26) (56) eller udledes af RI fra mindst 500 celler pr. kultur (se formlerne i tillæg 2).
In studies with cytoB, cytostasis/cytotoxicity can be quantified from the cytokinesis-block proliferation index (CBPI) (5) (26) (56) or may be derived from the RI from at least 500 cells per culture (see Appendix 2 for formulas).
Når cytoB anvendes til vurdering af celleproliferationen, bestemmes CBPI eller RI ud fra mindst 500 celler pr. kultur.
When cytoB is used to assess cell proliferation, a CBPI or RI should be determined from at least 500 cells per culture.
Disse målinger kan indgå i vurderingen af cytotoksiciteten ved at sammenligne værdier i de behandlede kulturer og kontrolkulturerne.
These measurements among others can be used to estimate cytotoxicity by comparing values in the treated and control cultures.
Vurdering af andre cytotoksicitetsmarkører (f.eks. konfluens, celleantal, apoptose, nekrose, antal metafaser) kan give nyttige oplysninger.
Assessment of other markers of cytotoxicity (e.g. confluency, cell number, apoptosis, necrosis, metaphase counting) can provide useful information.
I undersøgelser uden cytoB er det nødvendigt at påvise, at de bedømte celler i kulturen er blevet delt under eller efter behandling med teststoffet, idet der i modsat fald kan fremkaldes et falsk negativt respons.
In studies without cytoB, it is necessary to demonstrate that the cells scored in the culture have undergone division during or following treatment with the test substance, otherwise false negative responses may be produced.
De metoder, der er blevet anvendt til at sikre, at de celler, som bedømmes, har delt sig, omfatter inkorporering og efterfølgende påvisning af bromdeoxyuridin (BrdU) til identifikation af celler, der har replikeret sig (57), dannelse af kloner, når celler fra etablerede cellelinjer behandles og bedømmes in situ på et mikroskopobjektglas (proliferationsindeks (PI)) (25) (26) (27) (28), eller måling af relativ populationsfordobling (RPD) eller relativ forøgelse af celletal (RICC) eller andre påviste metoder (16) (56) (58) (59) (se formlerne i tillæg 2).
Methods that have been used for ensuring that divided cells are being scored include incorporation and subsequent detection of bromodeoxyuridine (BrdU) to identify cells that have replicated (57), the formation of clones when cells from permanent cell lines are treated and scored in situ on a microscope slide (Proliferation Index (PI)) (25) (26) (27) (28), or the measurement of Relative Population Doubling (RPD) or Relative Increase in Cell Count (RICC) or other proven methods (16) (56) (58) (59) (see Appendix 2 for formulas).
Vurdering af andre cytotoksicitets- eller cytostasemarkører (f.eks. konfluens, celleantal, apoptose, nekrose, antal metafaser) kan give nyttige oplysninger.
Assessment of other markers for cytotoxicity or cytostasis (e.g. confluency, cell number, apoptosis, necrosis, metaphase counting) can provide useful information.
Der benyttes mindst tre analyserbare testkoncentrationer.
At least three analysable test concentrations should be evaluated.
For at opnå dette kan det være nødvendigt at udføre forsøget med et større antal koncentrationer med tætte intervaller og analysere mikrokernedannelsen i disse koncentrationer med passende cytotoksicitet.
In order to achieve this, it may be necessary to perform the experiment using a larger number of closely spaced concentrations and analyse micronucleus formation in those concentrations providing the appropriate range of cytotoxicities.
En alternativ strategi er at udføre en indledende cytotoksicitetstest for at indsnævre koncentrationsområdet for den endelige test.
An alternative strategy is to perform a preliminary cytotoxicity test to narrow the range for the definitive test.
Den højeste koncentration bør frembringe en cytotoksicitet på 55 ± 5 %.
The highest concentration should aim to produce 55 ± 5 % cytotoxicity.
Højere niveauer kan inducere kromosomskade som en bivirkning af cytotoksicitet (60).
Higher levels may induce chromosome damage as a secondary effect of cytotoxicity (60).
Hvis der er tale om cytotoksicitet, skal de valgte koncentrationer dække et interval fra det, der frembringer en cytotoksicitet på 55 ± 5 %, til ringe eller ingen cytotoksicitet.
Where cytotoxicity occurs, the test concentrations selected should cover a range from that producing 55 ± 5 % cytotoxicity, to little or no cytotoxicity.
Hvis der ikke observeres cytotoksicitet eller bundfald, må testkoncentrationen højst være 0,01 M, 5 mg/ml eller 5 μl/ml (den laveste af de tre).
If no cytotoxicity or precipitate is observed, the highest test concentration should correspond to 0,01 M, 5 mg/mL or 5 μl/mL, whichever is the lowest.
De valgte koncentrationer til analyse skal generelt adskilles med en spredning på højst 10.
The concentrations selected for analysis should, in general, be separated by a spacing of no more than 10.
I forbindelse med teststoffer med en stejl koncentrations-responskurv kan det være nødvendigt at mindske spredningen af teststofkoncentrationerne, således at kulturer med moderat og lav toksicitet også bedømmes.
For test substances that exhibit a steep concentration-response curve, it may be necessary to more closely space the test substance concentrations so that cultures in the moderate and low toxicity ranges also will be scored.
Når opløselighed er en begrænsende faktor, skal den højeste koncentration, hvis den ikke er begrænset af cytotoksicitet, være den laveste koncentration med synlig udfældning i kulturer, forudsat at bundfaldet ikke har indflydelse på bedømmelsen.
When solubility is a limiting factor, the maximum concentration, if not limited by cytotoxicity, should be the lowest concentration at which minimal precipitate is visible in cultures, provided there is no interference with scoring.
Evalueringen af udfældningen foretages ved hjælp af metoder som lysmikroskopi, og vedvarende bundfald eller bundfald, der fremkommer under dyrkningen (efter behandlingens afslutning), noteres.
Evaluation of precipitation should be done by methods such as light microscopy, noting precipitate that persists, or appears during culture (by the end of treatment).
Kontrolprøver
Controls
Der foretages sideløbende positive kontrolprøver og kontrolprøver med opløsningsmiddel/bærestof med og uden metabolisk aktivering i hvert forsøg.
Concurrent positive and solvent/vehicle controls both with and without metabolic activation should be included in each experiment.
Positive kontrolprøver anvendes til at påvise de anvendte cellers og testprotokollens evne til at identificere klastogener og aneugener og til at bekræfte S9-blandingens metaboliske egenskaber.
PC are needed to demonstrate the ability of the cells used, and the test protocol, to identify clastogens and aneugens, and to affirm the metabolic capability of the S9 preparation.
I positive kontrolprøver benyttes kendte induktorer af mikrokernedannelse i koncentrationer, der forventes at give små, men reproducerbare forøgelser i forhold til baggrundsværdierne, hvorved testsystemets følsomhed godtgøres.
The PC should employ known inducers of micronucleus formation at concentrations expected to give small, but reproducible increases over background, and demonstrate the sensitivity of the test system.
Der vælges sådanne koncentrationer i de positive kontrolprøver, at virkningerne er tydelige, uden dog at de kodede objektglas' identitet umiddelbart afsløres for den, der aflæser dem.
PC concentrations should be chosen so that the effects are clear but do not immediately reveal the identity of the coded slides to the reader.
Et klastogen, der kræver metabolisk aktivering (f.eks. cyclofosfamid, enzo[a]pyren), anvendes til påvisning af den metaboliske evne og testsystemets evne til at påvise klastogener.
A clastogen that requires metabolic activation (e.g. cyclophosphamide; benzo(a)pyrene) should be used to demonstrate both the metabolic competence and the ability of the test system to detect clastogens.
Andre positive kontrolprøver kan anvendes, hvis der er grund til det.
Other PC may be used if justified.
Da nogle positive kontrolprøver, som kræver metabolisk aktivering, kan være aktive uden eksogen metabolisk aktivering i visse behandlingssituationer eller i visse cellelinjer, skal behovet for metabolisk aktivering og S9-blandingens aktivitet testes i de valgte cellelinjer og ved de valgte koncentrationer.
Because some PC that need metabolic activation may be active without exogenous metabolic activation under certain treatment conditions or in certain cell lines, the need for metabolic activation, and the activity of the S9 preparation, should be tested in the selected cell line and at the selected concentrations.
For indeværende er der ingen kendte aneugener, som kræver metabolisk aktivering for at bedømme deres gentoksiske virkninger (16).
At the present time, no aneugens are known that require metabolic activation for their genotoxic activity (16).
Positive kontrolprøver til påvisning af aneugen aktivitet, der accepteres i dag, er f.eks. colchicin og vinblastin.
Currently accepted PC for aneugenic activity are, for example, colchicine and vinblastine.
Der kan anvendes andre kemikalier, hvis de udelukkende eller primært inducerer mikrokerner gennem aneugen aktivitet.
Other chemicals may be used if they induce micronuclei solely, or primarily, through aneugenic activity.
For at undgå behovet for to positive kontrolprøver (for klastogenicitet og aneugenicitet) uden metabolisk aktivering kan aneugenicitetskontrollen fungere som positiv kontrolprøve uden S9, og klastogenicitetskontrollen kan anvendes til at teste tilstrækkeligheden af det anvendte metaboliske aktiveringssystem.
To avoid the need for two PC (for clastogenicity and aneugenicity) without metabolic activation, the aneugenicity control can serve as the PC without S9, and the clastogenicity control can be used to test the adequacy of the metabolic activation system used.
Positive kontrolprøver for både klastogenicitet og aneugenicitet skal anvendes i celler, som ikke kræver S9.
PC for both clastogenicity and aneugenicity should be used in cells that do not require S9.
Anbefalede positive kontrolprøver er angivet i tillæg 3.
Suggested PC are included in Appendix 3.
Hvis der er mulighed for det, bør der anvendes kemisk beslægtede positive kontrolstoffer.
The use of chemical class-related PC may be considered, when suitable chemicals are available.
Alle anvendte positive kontrolstoffer skal være egnet for celletypen og aktiveringsforholdene.
All PC used should be appropriate for the cell type and activation conditions.
Der skal i hver høst indgå negative (opløsningsmiddel eller bærestof) kontrolprøver.
Solvent/vehicle controls should be included for every harvest time.
Desuden skal der anvendes ubehandlede negative kontrolprøver (uden opløsningsmiddel/bærestof), medmindre der foreligger offentliggjorte eller historiske kontroldata fra laboratorieforsøg, der viser, at det valgte opløsningsmiddel ved de anvendte koncentrationer ikke har nogen genotoksiske eller andre skadelige virkninger.
In addition, untreated NC (lacking solvent/vehicle) should also be used unless there are published or laboratory historical control data demonstrating that no genotoxic or other deleterious effects are induced by the chosen solvent at the concentrations used.
Behandlingsplan
Treatment Schedule
For at maksimere sandsynligheden for at påvise aneugeners eller klastogeners aktivitet i en bestemt fase i cellecyklussen er det vigtigt, at et tilstrækkeligt antal celler behandles med teststoffet i alle cellecyklussens faser.
In order to maximise the probability of detecting an aneugen or clastogen acting at a specific stage in the cell cycle, it is important that sufficient numbers of cells are treated with the test substance during all stages of their cell cycles.
Behandlingsplanen for cellelinjer og primære cellekulturer kan derfor være forskellig fra behandlingsplanen for lymfocytter, der kræver stimulering med mitogen for at sætte cellecyklussen i gang, og disse behandles i punkt 41-43 (16).
The treatment schedule for cell lines and primary cell cultures may, therefore, differ somewhat from that for lymphocytes which require mitogenic stimulation to begin their cell cycle and these are considered in Paragraphs 41-43 (16).
Teoretiske overvejelser og offentliggjorte data (18) viser, at de fleste aneugener og klastogener vil blive påvist efter en kortvarig behandlingsperiode på 3-6 timer med eller uden tilsætning af S9, efterfølgende fjernelse af teststoffet og en vækstperiode på 1,5-2 gange en normal cellecyklus (6).
Theoretical considerations, together with published data (18) indicate that most aneugens and clastogens will be detected by a short term treatment period of 3 to 6 hrs in the presence and absence of S9, followed by removal of the test substance and a growth period of 1,5-2,0 cell cycles (6).
Cellerne udtages efter et tidsrum, der svarer til ca. 1,5-2 gange den normale (dvs. ubehandlede) cellecykluslængde, regnet fra behandlingens start eller afslutning (se tabel 1).
Cells are sampled at a time equivalent to about 1,5-2,0 times the normal (i.e. untreated) cell cycle length either after the beginning or at the end of treatment (See Table 1).
Prøveudtagnings- og restitutionsperioden kan udvides, hvis man ved eller har mistanke om, at teststoffet påvirker cellecykluslængden (f.eks. ved test af nucleosidanaloger).
Sampling or recovery times may be extended if it is known or suspected that the test substance affects the cell cycling time (e.g. when testing nucleoside analogues).
På grund af den potentielle cytotoksiske virkning af S9-blandinger til dyrkede pattedyrceller udvides eksponeringsperioden til at dække 1,5-2 gange en normal cellecyklus uden tilsætning af S9.
Because of the potential cytotoxicity of S9 preparations for cultured mammalian cells, an extended exposure treatment of 1,5-2,0 normal cell cycles is used only in the absence of S9.
Udvides eksponeringsperioden er der flere muligheder for behandling af cellerne med testkemikaliet uden og med tilsætning af cytoB.
In the extended treatment, options are offered to allow treatment of the cells with the test chemical in the absence or presence of cytoB.
Med disse valgmuligheder tages der højde for situationer, der kan give anledning til bekymring over risikoen for interaktion mellem teststoffet og cytoB.
These options address situations where there may be concern regarding possible interactions between the test substance and cytoB.
De anbefalede behandlingsplaner fremgår af tabel 1.
The suggested cell treatment schedules are presented in Table 1.
Disse generelle behandlingsplaner kan ændres afhængigt af teststoffets stabilitet eller reaktivitet eller de anvendte cellers særlige vækstegenskaber.
These general treatment schedules may be modified depending on the stability or reactivity of the test substance or the particular growth characteristics of the cells being used.
Alle behandlinger skal indledes og afsluttes, medens cellevæksten stadig er eksponentiel.
All treatments should commence and end while the cells are growing exponentially.
Der redegøres nærmere for denne tidsplan i punkt 41-47 nedenfor.
These schedules are presented in more details in paragraphs 41-47 following.
Tidsplan for cellebehandling og høst for MNvit-assayet
Cell treatment and harvest times for the MNvit assay
Lymfocytter, primærceller og cellelinjer behandlet med cytoB
Lymphocytes, primary cells and cell lines treated with cytoB
Behandles i 3-6 timer med tilsætning af S9
Treat for 3-6 hrs in the presence of S9;
S9 og behandlingsmediet fjernes
remove the S9 and treatment medium;
Friskt medium og cytoB tilsættes
add fresh medium and cytoB;
Høstes efter 1,5-2 gange en normal cellecyklus.
harvest 1,5-2,0 normal cell cycles later.
Kortvarig eksponering
Short exposure
Behandles i 3-6 timer
Treat for 3-6 hrs;
Behandlingsmediet fjernes
remove the treatment medium;
Udvidet eksponering
Extended exposure
Valgmulighed A: Behandles i 1,5-2 gange en normal cellecyklus med tilsætning af cytoB
Option A: Treat for 1,5-2 normal cell cycles in the presence of cytoB;
Høstes ved afslutningen af eksponeringsperioden.
harvest at the end of the exposure period.
Valgmulighed B: Behandles i 1,5-2 gange en normal cellecyklus
Option B: Treat for 1,5-2,0 normal cell cycles;
Teststoffet fjernes
remove the test substance;
Cellelinjer behandlet uden cytoB
Cell lines treated without cytoB
(Samme behandlingsplan som anført ovenfor, bortset fra at der ikke tilsættes cytoB)
(Identical to the treatment schedules outlined above with the exception that no cytoB is added)
Lymfocytter, primærceller og cellelinjer behandlet med cytoB
Lymphocytes, primary cells, and cell lines with cytoB
For lymfocytter er den mest effektive tilgang at indlede eksponeringen for teststoffet 44-48 timer efter PHA-stimuleringen, når synkroniseringen af cyklussen er afsluttet (5).
For lymphocytes, the most efficient approach is to start the exposure to the test substance at 44-48 hrs after PHA stimulation, when cycle synchronisation will have disappeared (5).
I det første assay behandles cellerne i 3-6 timer med teststoffet uden og med tilsætning af S9.
In the initial assay, cells are treated for 3 to 6 hrs with the test substance in the absence and presence of S9.
Behandlingsmediet fjernes og erstattes af et friskt medium med cytoB, og cellerne høstes efter 1,5-2 gange en normal cellecyklus.
The treatment medium is removed and replaced with fresh medium containing cytoB, and the cells are harvested 1,5-2,0 normal cell cycles later.
Hvis de to første test med kortvarig (3-6 timer) behandling er negative eller tvetydige, udvides eksponeringsperioden uden tilsætning af S9.
If both initial tests of the short (3-6 hrs) treatment are negative or equivocal, a subsequent, extended exposure treatment without S9 is used.
Der findes to behandlingsmuligheder, som er lige brugbare.
Two treatment options are available and are equally acceptable.
Det kan imidlertid være mere hensigtsmæssigt at vælge valgmulighed A i forbindelse med stimulerede lymfocytter, hvor den eksponentielle vækst kan være faldende 96 timer efter stimulering.
However, it might be more appropriate to follow Option A for stimulated lymphocytes where exponential growth may be declining at 96 hrs following stimulation.
Desuden vil cellekulturerne ikke have konflueret på tidspunktet for den endelige prøveudtagning ved anvendelse af valgmulighed B.
Also, cultures of cells should not have reached confluence by the final sampling time in Option B.
Valgmulighed A: Cellerne behandles med teststoffet i 1,5-2 gange en normal cellecyklus og høstes ved afslutningen af eksponeringsperioden.
Option A: The cells are treated with the test substance for 1,5-2,0 normal cell cycles, and harvested at the end of the treatment time.
Valgmulighed B: Cellerne behandles med teststoffet i 1,5-2 gange en normal cellecyklus.
Option B: The cells are treated with the test substance for 1,5-2,0 normal cell cycles.
Behandlingsmediet fjernes og erstattes af et friskt medium, og cellerne høstes efter yderligere 1,5-2 gange en normal cellecyklus.
The treatment medium is removed and replaced with fresh medium, and the cells are harvested after additional 1,5-2,0 normal cell cycles.
Primærceller og cellelinjer behandles på samme måde som lymfocytter, bortset fra at det ikke er nødvendigt at stimulere dem med PHA i 44-48 timer.
Primary cells and cell lines should be treated in a similar manner to lymphocytes except that it is not necessary to stimulate them with PHA for 44-48 hrs.
Andre celler end lymfocytter skal eksponeres på en sådan måde, at cellerne ved afslutningen af eksponeringsperioden fortsat er i den logaritmiske vækstfase.
Cells other than lymphocytes should be exposed such that at the time of study termination, the cells are still in log-phase growth.
Cellelinjer uden cytoB
Cell lines without cytoB
Celler behandles i 3-6 timer med og uden tilsætning af S9.
Cells should be treated for 3-6 hrs in the presence and absence of S9.
Behandlingsmediet fjernes og erstattes af et friskt medium, og cellerne høstes efter 1,5-2 gange en normal cellecyklus.
The treatment medium is removed and replaced with fresh medium, and the cells are harvested 1,5-2,0 normal cell cycles later.
Hvis de to første test med kortvarig (3-6 timer) behandling er negative eller tvetydige, udvides eksponeringsperioden (uden tilsætning af S9).
If both initial tests of the short (3-6 hrs) treatment are negative or equivocal, a subsequent, extended exposure treatment (without S9) is used.
Der findes to behandlingsmuligheder, som er lige brugbare.
Two treatment options are available, both of which are equally acceptable:
I encellede lag kan der være mitotiske celler (runde celler, der er løsrevet fra overfladen) til stede efter eksponeringen på 3-6 timer.
In monolayers, mitotic cells (identifiable as being round and detaching from the surface) may be present at the end of the 3-6 hr treatment.