natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Fremadmutation: En genmutation fra forældretypen til mutanten, som medfører ændring i eller tab af det kodede proteins enzymaktivitet.
Forward mutation: a gene mutation from the parental type to the mutant form which gives rise to an alteration or a loss of the enzymatic activity of the function of the encoded protein.
Basesubstitutionsmutagen: Et stof, der fremkalder substitution af et eller flere DNA-basepar.
Base pair substitution mutagens: substances, which cause substitution of one or several base pairs in the DNA.
Læserammemutagen: Et stof, der fremkalder addition eller deletion af et eller flere basepar i DNA-molekylet.
Frameshift mutagens: Substances, which cause the addition or deletion of single or multiple base pairs in the DNA molecule.
Fænotypeekspressionsperiode: Et tidsrum, hvorunder uændrede genprodukter gradvis forsvinder fra nylig muterede celler.
Phenotypic expression time: a period during which unaltered gene products are depleted from newly mutated cells.
Mutanthyppighed: Antallet af observerede mutantceller divideret med antallet af levedygtige celler.
Mutant frequency: the number of mutant cells observed divided by the number of viable cells.
Relativ total vækst: Forøgelsen af celleantallet i et tidsrum, sammenlignet med en kontrolpopulation af celler: beregnes som produktet af suspensionsvæksten i forhold til den negative kontrol og klondannelseseffektiviteten i forhold til den negative kontrol.
Relative total growth: increase in cell number over time compared to a control population of cells; calculated as the product of suspension growth relative to the negative control times cloning efficiency relative to negative control.
Relativ suspensionsvækst: Forøgelsen af celleantallet i ekspressionsperioden i forhold til den negative kontrol.
Relative suspension growth: increase in cell number over the expression period relative to the negative control.
Levedygtighed: De behandlede cellers klondannelseseffektivitet på tidspunktet for selektiv udpladning efter ekspressionsperioden.
Viability: the cloning efficiency of the treated cells at the time of plating in selective conditions after the expression period.
Overlevelse: De behandlede cellers klondannelseseffektivitet ved udpladningen efter behandlingsperioden; overlevelsen udtrykkes normalt i forhold til overlevelsen i kontrolcellepopulationen.
Survival: the cloning efficiency of the treated cells when plated at the end of the treatment period; survival is usually expressed in relation to the survival of the control cell population.
Celler, som mangler thymidinkinase TK på grund af fremadmutationen TK+/– → TK–/–, er resistente over for de cytotoksiske virkninger af pyridinanalogen trifluorthymidin (TFT).
Cells deficient in thymidine kinase (TK) due to the mutation TK+/- -> TK-/- are resistant to the cytotoxic effects of the pyrimidine analogue trifluorothymidine (TFT).
Celler, som har thymidinkinase, er følsomme over for TFT, som inhiberer cellemetabolismen og standser den videre celledeling.
Thymidine kinase proficient cells are sensitive to TFT, which causes the inhibition of cellular metabolism and halts further cell division.
Det betyder, at mutantceller kan formere sig under tilstedeværelse af TFT, mens normale celler, der indeholder thymidinkinase, ikke kan.
Thus mutant cells are able to proliferate in the presence of TFT, whereas normal cells, which contain thymidine kinase, are not.
På tilsvarende måde kan celler, der mangler HPRT eller XPRT, udvælges ved deres modstandsdygtighed over for henholdsvis 6-thioguanin (TG) og 8-azaguanin (AG).
Similarly, cells deficient in HPRT or XPRT are selected by resistance to 6-thioguanine (TG) or 8-azaguanine (AG).
Hvis der i en af genmutationstestene med pattedyrceller testes et stof, der er baseanalogt med det selektive stof eller beslægtet hermed, må der først ses nøje på teststoffets egenskaber.
The properties of the test substance should be considered carefully if a base analogue or a compound related to the selective agent is tested in any of the mammalian cell gene mutation tests.
Eksempelvis bør enhver mistanke om, at teststoffet har selektiv toksicitet over for mutantceller og ikke-mutantceller, undersøges.
For example, any suspected selective toxicity by the test substance for mutant and non-mutant cells should be investigated.
Det vil sige, at det selektive system/stofs egnethed skal bekræftes, når der testes stoffer, der kemisk er beslægtet med det selektive stof (8).
Thus, performance of the selection system/agent must be confirmed when testing chemicals structurally related to the selective agent (8).
Celler i suspensionskultur eller enkeltlagskultur udsættes for teststoffet både med og uden metabolismeaktivering i et passende tidsrum, hvorefter der ved dyrkning i subkultur påvises cytotoksicitet og gives mulighed for fænotypeekspression, inden mutanterne udvælges (9) (10) (11) (12) (13).
Cells in suspension or monolayer culture are exposed to the test substance, both with and without metabolic activation, for a suitable period of time and subcultured to determine cytotoxicity and to allow phenotypic expression prior to mutant selection (9)(10)(11)(12)(13).
Cytotoksiciteten bestemmes sædvanligvis ved at måle kulturernes relative klondannelseseffektivitet (overlevelse) eller deres relative totale vækst efter behandlingsperioden.
Cytotoxicity is usually determined by measuring the relative cloning efficiency (survival) or relative total growth of the cultures after the treatment period.
De behandlede kulturer holdes så lang tid i vækstmediet, afhængigt af hvert valgt locus og celletype, at fænotypeekspressionen af inducerede mutationer bliver næsten optimal.
The treated cultures are maintained in growth medium for a sufficient period of time, characteristic of each selected locus and cell type, to allow near-optimal phenotypic expression of induced mutations.
Mutanthyppigheden bestemmes ved udsåning af et kendt antal celler i et medium, der indeholder det selektive stof, til påvisning af mutantceller og i et medium uden selektivt stof til bestemmelse af klondannelseseffektiviteten (levedygtigheden).
Mutant frequency is determined by seeding known numbers of cells in medium containing the selective agent to detect mutant cells and in medium without selective agent to determine the cloning efficiency (viability).
Efter en passende inkuberingstid tælles kolonierne.
After a suitable incubation time, colonies are counted.
Mutanthyppigheden afledes af antallet af mutantkolonier i det selektive medium og antallet af kolonier i det ikke-selektive medium.
The mutant frequency is derived from the number of mutant colonies in selective medium and the number of colonies in non-selective medium.
En lang række cellelinjer lader sig anvende i denne test, herunder subkloner af L5178Y, CHO, CHO-AS52, V-79 og TK6-celler.
A variety of cell types are available for use in this test including subclones of L5178Y, CHO, CHO-AS52, V79 or TK6 cells.
For de celletyper, der benyttes i denne test, bør der være påvist følsomhed over for kemiske mutagener, høj klondannelseseffektivitet og stabil spontan mutationshyppighed.
Cell types used in this test should have a demonstrated sensitivity to chemical mutagens, a high cloning efficiency and a stable spontaneous mutant frequency.
Cellerne bør kontrolleres for forurening med mycoplasma og bør ikke anvendes, hvis de er forurenet.
Cells should be checked for mycoplasma contamination and should not be used if contaminated.
Testen bør tilrettelægges med forud fastlagt følsomhed og styrke.
The test should be designed to have a predetermined sensitivity and power.
Antallet af celler, kulturer og koncentrationer af teststof bør afspejle disse valgte parametre (14).
The number of cells, cultures and concentrations of test substance used should reflect these defined parameters (14).
Det mindste antal levedygtige celler, der overlever behandling og benyttes i testens faser, baseres på den spontane mutationshyppighed.
The minimal number of viable cells surviving treatment and used at each stage in the test should be based on the spontaneous mutation frequency.
Som rettesnor kan der anvendes et celleantal, der er mindst ti gange den reciprokke spontane mutationshyppighed.
A general guide is to use a cell number, which is at least 10 times the inverse of the spontaneous mutation frequency.
Det anbefales dog, at der mindst anvendes106 celler.
However, it is recommended to utilise at least 106 cells.
Der skal foreligge tilstrækkelige historiske data om cellesystemet til at dokumentere, at testen har konstant høj effektivitet.
Adequate historical data on the cell system used should be available to indicate consistent performance of the test.
Der benyttes egnede dyrkningsmedier og inkuberingsbetingelser (dyrkningsbeholdere. temperatur, CO2-koncentration, luftfugtighed).
Appropriate culture media, and incubation conditions (culture vessels, temperature, CO2 concentration, and humidity) should be used.
Medier vælges efter, hvilke selektive systemer og celletyper der benyttes i testen.
Media should be chosen according to the selective systems and cell type used in the test.
Det er især vigtigt at vælge sådanne dyrkningsbetingelser, at både mutantcellers og ikke-mutantcellers vækst og kolonidannelse bliver optimal under ekspressionsperioden.
It is particularly important that culture conditions should be chosen that ensure optimal growth of cells during the expression period and colony forming ability of both mutant and non-mutant cells.
Cellerne opformeres fra stamkulturer, udsås i dyrkningsmedium og inkuberes ved 37 oC.
Cell are propagated from stock cultures, seeded in culture medium and incubated at 37 oC.
Det kan være nødvendigt at rense kulturerne for allerede-eksisterende mutanter, inden de benyttes i denne test.
Prior to use in this test, cultures may need to be cleansed of pre-existing mutant cells.
Det mest almindeligt anvendte system er en cofaktorsuppleret postmitokondriefraktion (S9), der fremstilles af levere fra rotter, der har været behandlet med enzyminducerende stoffer såsom Aroclor 1254 (15) (16) (17) (18) eller en blanding af phenobarbiton og β-naphthoflavon (19) (20).
The most commonly used system is a cofactor-supplemented post-mitochondrial fraction (S9) prepared from the livers of rodents treated with enzyme-inducing agents such as Aroclor 1254 (15)(16)(17)(18) or a combination of phenobarbitone and ß–naphthoflavone (19)(20).
Cytotoksiciteten bestemmes med og uden metabolismeaktivering i hovedforsøget ved hjælp af en passende indikator for celleintegritet og -vækst, f.eks. relativ klondannelseseffektivitet (overlevelse) eller relativ total vækst.
Cytotoxicity should be determined with and without metabolic activation in the main experiment using an appropriate indication of cell integrity and growth, such as relative cloning efficiency (survival) or relative total growth.
Der benyttes mindst fire analyserbare koncentrationer.
At least four analysable concentrations should be used.
Hvis der er tale om cytotoksicitet, skal koncentrationerne dække et interval fra største toksicitet til ringe eller ingen toksicitet; det betyder normalt, at koncentrationerne højst er adskilt med en faktor mellem 2 og √10.
Where there is cytotoxicity, these concentrations should cover a range from the maximum to little or no toxicity; this will usually mean that the concentration levels should be separated by no more than a factor between 2 and √10.
Hvis den højeste koncentration er baseret på cytotoksicitet, bør den føre til en relativ overlevelse (relativ klondannelseseffektivitet) eller relativ total vækst på ca. 10-20 % (ikke under 10 %).
If the maximum concentration is based on cytotoxicity then it should result in approximately 10-20 % (but not less than 10 %) relative survival (relative cloning efficiency) or relative total growth.
For stoffer, der er forholdsvis ikke-cytotoksiske, må testkoncentrationen højst være 5 mg/ml, 5 μl/ml eller 0,01 M (den laveste af de tre).
For relatively non-cytotoxic substances, the maximum test concentration should be 5 mg/ml 5 μl/ml, or 0,01 M, whichever is the lowest.
Forholdsvis uopløselige stoffer testes op til eller over opløselighedsgrænsen ved dyrkningsbetingelserne.
Relatively insoluble substances should be tested up to or beyond their limit of solubility under culture conditions.
Tegn på uopløselighed bør konstateres i det endelige behandlingsmedium, som cellerne udsættes for.
Evidence of insolubility should be determined in the final treatment medium to which cells are exposed.
Det kan være hensigtsmæssigt at bedømme opløseligheden både ved behandlingens begyndelse og afslutning, eftersom opløseligheden kan ændre sig under eksponeringen i testsystemet som følge af, at der er celler, S9, serum mv. til stede. Uopløselighed kan iagttages med det blotte øje.
It may be useful to assess solubility at the beginning and the end of the treatment, as solubility can change during the course of exposure in the test system due to presence of cells, S9, serum, etc. Insolubility can be detected by using the unaided eye.
Metabolismeaktivering
Metabolic activation condition
Ingen exogen metabolismeaktivering
Absence of exogenous metabolic activation
TK (små og store kolonier)
TK (small and large colonies)
Exogen metabolismeaktivering
Presence of exogenous metabolic activation
7,1 2-dimethylbenzanthracen
7,12-Dimethylbenzanthracene
N-nitrosodimethylamin (ved højt indhold af S9)
N-Nitrosodimethylamine (for high levels of S-9)
Der kan benyttes andre egnede stoffer til positiv kontrol, f.eks. kan et laboratorium, der har en historisk database over 5-brom-2'-deoxyuridin (CAS nr. 59-14-3, Einecs nr. 200-415-9), også benytte dette referencestof.
Other appropriate positive control reference substances may be used, e.g. if a laboratory has a historical data base on 5-Bromo 2'-deoxyuridine (CAS n. 59-14-3, Einecs n. 200-415-9), this reference substance could be used as well.
Der skal indgå negative kontrolprøver, hvor behandlingsmediet kun består af opløsningsmiddel eller bærestof, og som behandles på samme måde som de øvrige kulturer.
Negative controls, consisting of solvent or vehicle alone in the treatment medium, and treated in the same way as the treatment groups, should be included.
Celler under formering udsættes for teststoffet både med og uden metabolismeaktivering.
Proliferating cells should be exposed to the test substance both with and without metabolic activation.
Eksponeringen skal vare en passende tid (normalt har tre-fem timer den fornødne virkning).
Exposure should be for a suitable period of time (usually three to six hours is effective).
Eksponeringen kan strække sig over én eller flere cellecyklusser.
Exposure time may be extended over one or more cell cycles.
Ved hver undersøgt koncentration benyttes der enten en eller to behandlede kulturer.
Either duplicate or single treated cultures may be used at each concentration tested.
Benyttes der kun én kultur, øges antallet af koncentrationer, således at der bliver tilstrækkeligt mange kulturer til analyse (dvs. mindst otte analyserbare koncentrationer).
When single cultures are used, the number of concentrations should be increased to ensure an adequate number of cultures for analysis (e.g. at least eight analysable concentrations).
Der bør anvendes to negative kontrolkulturer (opløsningsmiddel).
Duplicate negative (solvent) control cultures should be used.
Gasformige og flygtige stoffer testes ved en egnet metode, f.eks. i forseglede dyrkningsflasker (21) (22).
Gaseous or volatile substances should be tested by appropriate methods, such as in sealed culture vessels (21)(22).
Måling af overlevelse, levedygtighed og mutanthyppighed
Measurement of survival, viability and mutant frequency
Efter eksponeringen vaskes cellerne og dyrkes med henblik på at bestemme overlevelsen og give mulighed for ekspression af mutantfænotypen.
At the end of the exposure period, cells are washed and cultured to determine survival and to allow for expression of the mutant phenotype.
Måling af cytotoksicitet ved bestemmelse af kulturernes relative klondannelseseffektivitet (overlevelse) eller relative totale vækst påbegyndes normalt efter behandlingsperioden.
Measurement of cytotoxicity by determining the relative cloning efficiency (survival) or relative total growth of the cultures is usually initiated after the treatment period.
Hvert locus har et fast mindste tidsrum, som kræves til nær optimal fænotypeekspression af nyligt inducerede mutanter (HPRT og XPRT kræver mindst seks-otte dage og TK mindst to dage).
Each locus has a defined minimum time requirement to allow near optimal phenotypic expression of newly induced mutants (HPRT and XPRT require at least six to eight days, and TK at least two days).
Cellerne dyrkes i medier med og uden selektivt stof med henblik på bestemmelse af henholdsvis antallet af mutanter og klondannelseseffektiviteten.
Cells are grown in medium with and without selective agent(s) for determination of numbers of mutants and cloning efficiency, respectively.
Måling af levedygtigheden (der benyttes til beregning af mutanthyppigheden) påbegyndes efter ekspressionstiden ved udpladning på ikke-selektivt medium.
The measurement of viability (used to calculate mutant frequency) is initiated at the end of the expression time by plating in non-selective medium.
Hvis teststoffet reagerer positivt i L5178Y TK+/–-testen, bestemmes kolonistørrelsen i mindst en af testkulturerne (den højeste positive koncentration) og i de positive og negative kontrolkulturer.
If the test substance is positive in the L5178Y TK+/- test, colony sizing should be performed on at least one of the test cultures (the highest positive concentration) and on the negative and positive controls.
Hvis teststoffet reagerer negativt i L517SY TK+/–-testen, bestemmes kolonistørrelsen i de positive og negative kontrolkulturer.
If the test substance is negative in the L5178Y TK+/- test, colony sizing should be performed on the negative and positive controls.
Også ved undersøgelser med TK6TK+/– kan kolonistørrelsen bestemmes.
In studies using TK6TK+/-, colony sizing may also be performed.
Dataene skal omfatte bestemmelse af cytotoksicitet og levedygtighed, kimtælling og mutanthyppighed for de behandlede kulturer og kontrolkulturerne.
Data should include cytotoxicity and viability determination, colony counts and mutant frequencies for the treated and control cultures.
I tilfælde af positiv reaktion i L5178Y TK+/–-testen, bedømmes kolonierne ud fra kriterier om små og store kolonier ved mindst én koncentration af teststoffet (højeste positive koncentration) og med den negative og positive kontrol.
In the case of a positive response in the L5178Y TK+/- test, colonies are scored using the criteria of small and large colonies on at least one concentration of the test substance (highest positive concentration) and on the negative and positive control.
Den molekylære og cytogenetiske natur af mutanter i både store og små kolonier er udforsket detaljeret (23) (24).
The molecular and cytogenetic nature of both large and small colony mutants has been explored in detail (23)(24).
I TK+/–-testen bedømmes kolonierne efter kriterier for normalt voksende (store) og langsomt voksende (små) kolonier (25).
In the TK+/- test, colonies are scored using the criteria of normal growth (large) and slow growth (small) colonies (25).
De mutantceller, der har de mest alvorlige genetiske skader, har længere fordoblingstider og danner derfor mindre kolonier.
Mutant cells that have suffered the most extensive genetic damage have prolonged doubling times and thus form small colonies.
Sådanne skader ligger typisk fra tab af hele genet til karyotypisk synlige kromosomaberrationer.
This damage typically ranges in scale from the losses of the entire gene to karyotypically visible chromosome aberrations.
Induktion af mutanter i små kolonier har været tilskrevet kemikalier, der fremkalder kromosomaberrationer, der kan ses med det blotte øje (26).
The induction of small colony mutants has been associated with chemicals that induce gross chromosome aberrations (26).
Mindre alvorligt berørte mutantceller vokser med omtrent samme hastighed som modercellerne og danner store kolonier.
Less seriously affected mutant cells grow at rates similar to the parental cells and form large colonies.
Overlevelsen (den relative klondannelseseffektivitet) eller den relative totale vækst skal oplyses.
Survival (relative cloning efficiencies) or relative total growth should be given.
Mutanthyppigheden opgives som antallet af mutantceller i forhold til antallet af overlevende celler.
Mutant frequency should be expressed as number of mutant cells per number of surviving cells.
Ved forsøg til opfølgning af tvetydige eller negative resultater bør man overveje at ændre på undersøgelsens parametre, så de bedømte forsøgsbetingelser udvides.
Modification of study parameters to extend the range of conditions assessed should be considered in follow-up experiments for either equivocal or negative results.
Der findes en række kriterier for, om der er opnået et positivt resultat, f.eks. en koncentrationsafhængig eller reproducerbar forøgelse af mutanthyppigheden.
There are several criteria for determining a positive result, such as a concentration-related increase or a reproducible increase in mutant frequency.
Statistiske metoder kan benyttes som hjælpemiddel ved evalueringen af testresultaterne.
Statistical methods may be used as an aid in evaluating the test results.
De fleste forsøg giver klart positivt eller negativt resultat, men i sjældne tilfælde giver dataene ikke mulighed for en endegyldig bedømmelse af teststoffets aktivitet.
Although most studies will give clearly positive or negative results, in rare cases the data set will preclude making a definite judgement about the activity of the test substance.
Et positivt resultat af en in vitro-test for genmutation i pattedyrceller viser, at teststoffet fremkalder genmutationer i de benyttede dyrkede pattedyrceller.
Positive results from the in vitro mammalian cell gene mutation test indicate that the test substance induces gene mutations in the cultured mammalian cells used.
En positiv koncentrationsafhængig reproducerbar respons er mest sigende.
A positive concentration response that is reproducible is most meaningful.
Et negativt resultat viser, at teststoffet under testbetingelserne ikke fremkalder genmutationer i de benyttede dyrkede pattedyrceller.
Negative results indicate that, under the test conditions, the test substance does not induce gene mutations in the cultured mammalian cells used.
begrundelse for valg af opløsningsmiddel/bærestof
justification for choice of vehicle/solvent,
antal cellekulturer
number of cell cultures,
eventuelt antal passager
number of cell passages, if applicable,
fravær af mycoplasma
absence of mycoplasma.
substratsammensætning og eventuel CO2-koncentration
composition of media, CO2 concentration,
celletæthed under behandlingen
cell density during treatment,
ekspressionsperiodens længde (herunder antal udsåede celler, subkulturer og eventuel feeding)
length of expression period (including number of cells seeded, and subcultures and feeding schedules, if appropriate),
selektive agenser
selective agents,
kriterier for bedømmelse af undersøgelsen som positiv, negativ eller tvetydig
criteria for considering tests as positive, negative or equivocal,
metoder til tælling af levedygtige celler og mutantceller
methods used to enumerate numbers of viable and mutant cells.
definition af kolonier, hvor størrelse og type lægges til grund (herunder kriterier for, hvilke kolonier der er »små« og »store«)
definition of colonies of which size and type are considered (including criteria for ‘small’ and ‘large’ colonies, as appropriate).
data om pH og osmolalitet under udsættelsen for teststoffet, hvis disse værdier er målt
data on pH and osmolality during the exposure to the test substance, if determined,
kolonistørrelse, hvis den er bedømt, i hvert fald for negative og positive kontrolkulturer
colony size if scored for at least negative and positive controls,
laboratoriets kapacitet til at påvise mutanter i små kolonier med L 5178Y TK+/–-systemet
laboratory's adequacy to detect small colony mutants with the L5178Y TK+/- system, where appropriate,