natgillin/translations-raw huggingface dataset:
UDS-testen med pattedyrleverceller in vivo viser dna-reparationssyntese efter udskæring og fjernelse af en dna-streng, der indeholder en region, der er beskadiget af kemiske stoffer eller fysiske påvirkninger.
The UDS test with mammalian liver cells in vivo indicates DNA repair synthesis after excision and removal of a stretch of DNA containing a region of damage induced by chemical substances or physical agents.
Testen baseres sædvanligvis på indsætning af 3H-TdR i dna'et i leverceller, hvor der er lav forekomst af celler i cellecyklussens S-fase.
The test is usually based on the incorporation of 3H-TdR into the DNA of liver cells which have a low frequency of cells in the S-phase of the cell cycle.
Optagelse af 3H-TdR bestemmes normalt ved autoradiografi, eftersom denne teknik, i modsætning til f.eks. væskescintillation, ikke er følsom over for interferens fra celler i S-fase.
The uptake of 3H-TdR is usually determined by autoradiography, since this technique is not as susceptible to interference from S-phrase cells as, for example, liquid scintillation counting.
Der benyttes sædvanligvis rotter, selv om andre egnede pattedyrarter kan benyttes.
Rats are commonly used, although any appropriate mammalian species may be used.
Ved undersøgelsens begyndelse bør vægtvariationen mellem dyrene være mindst mulig og ikke over ± 20 % af gennemsnitsvægten for hvert køn.
At the commencement of the study the weight variation of animals should be minimal and not exceed ± 20 % of the mean weight for each sex.
Positive kontrolstoffer bør være stoffer, der vides at fremkalde UDS, når de indgives i en dosis, der forventes at give en påviselig forøgelse i forhold til baggrundsværdierne.
Positive controls should be substances known to produce UDS when administered at exposure levels expected to give a detectable increase over background.
Positive kontrolstoffer, der kræver metabolismeaktivering, bør benyttes i doser, der frembringer moderat reaktion (4).
Positive controls needing metabolic activation should be used at doses eliciting a moderate response (4).
Doserne kan vælges på en sådan måde, at virkningerne er tydelige, uden dog at de kodede objektglas' identitet umiddelbart afsløres for den, der aflæser dem.
The doses may be chosen so that the effects are clear but do not immediately reveal the identity of the coded slides to the reader.
Prøveudtagningstidspunkt
Sampling Times
Tidlig prøveudtagning (2-4 timer)
Early sampling times (2-4 hours)
Sen prøveudtagning
Late sampling times (12-16 hours)
N-2-fluorenylacetamid
N-2-Fluorenylacetamide (2-AAF)
Det kan accepteres, at den positive kontrol indgives på anden måde end teststoffet.
It is acceptable that the positive control should be administered by a route different from the test substance.
Der anvendes tilstrækkelig mange dyr til, at der er taget hensyn til den naturlige variation i reaktionerne på testen.
An adequate number of animals should be used, to take account of natural biological variation in test response.
Der skal være mindst tre analyserbare dyr i hver gruppe.
The number of animals should be at least three analysable animals per group.
Er der indsamlet en betydelig historisk database, kræves der kun et eller to dyr i sideløbende negative og positive kontrolgrupper.
Where a significant historical database has been accumulated, only one or two animals are required for the concurrent negative and positive control groups.
Hvis der på det tidspunkt, hvor undersøgelsen foretages, foreligger data fra undersøgelser med samme dyreart og med samme indgiftsmåde, som viser, at der ikke er nogen væsentlig toksicitetsforskel mellem de to køn, er test med kun et køn, helst hanner, tilstrækkeligt.
If at the time of the study there are data available from studies in the same species and using the same route of exposure that demonstrate that there are no substantial differences in toxicity between sexes, then testing in a single sex, preferably males, will be sufficient.
Teststofferne indgives normalt i en enkelt behandling.
Test substances are generally administered as a single treatment.
Normalt benyttes der to dosisniveauer.
Normally, at least two dose levels are used.
Normalt bør laveste dosis være mellem 50 % og 25 % af den højeste dosis.
In general, the lower dose should be 50 % to 25 % of the high dose.
Hvis der gennemføres en forprøve til bestemmelse af dosisinterval, fordi der ikke foreligger nogen egnede data, bør den udføres i samme laboratorium med samme art, stamme, køn og behandlingsmåde, som agtes benyttet i hovedundersøgelsen.
If a range finding study is performed because there are no suitable data available, it should be performed in the same laboratory, using the same species, strain, sex, and treatment regimen to be used in the main study.
Højeste dosis kan også defineres som en dosis, der i nogen grad udviser tegn på toksicitet i leveren (f.eks. pyknotiske kerner).
The highest dose may also be defined as a dose that produces some indication of toxicity in the liver (e.g. pyknotic nuclei).
Hvis der ved en test med én dosis på mindst 2000 mg pr. kg legemsvægt indgivet på én gang eller i to omgange samme dag ikke kan iagttages nogen toksiske virkninger, og hvis man på grundlag af data om strukturmæssigt beslægtede stoffer ikke forventer gentoksicitet, er en fuldstændig undersøgelse muligvis ikke nødvendig.
If a test at one dose level of at least 2000 mg/kg body weight, applied in a single treatment, or in two treatments on the same day, produces no observable toxic effects, and if genotoxicity would not be expected, based upon data from structurally related substances, then a full study may not be necessary.
Teststoffet indgives normalt ved tvangsfodring med sonde eller en passende intubationskanyle.
The test substance is usually administered by gavage using a stomach tube or a suitable intubation cannula.
Intraperitoneal injektion anbefales ikke, da leveren derved kan udsættes for teststoffet direkte og ikke via kredsløbet.
However, the intraperitoneal route is not recommended as it could expose the liver directly to the test substance rather than via the circulatory system.
Præparering af leverceller
Preparation of liver cells
Leverceller fra behandlede dyr præpareres normalt 12-16 timer efter indgiften.
Liver cell are prepared from treated animals normally 12-16 hours after dosing.
Medmindre reaktionen på dette tidspunkt er tydeligt positiv, er desuden yderligere en tidlig prøveudtagning (normalt to-fire timer efter indgiften) sædvanligvis påkrævet.
An additional earlier sampling time (normally two to four hours post-treatment) is generally necessary unless there is a clear positive response at 12-16 hours.
Andre tidspunkter for prøveudtagning kan benyttes, når de kan begrundes med toksikokinetiske data.
However, alternative sampling times may be used when justified on the basis of toxicokinetic data.
Korttidskulturer af pattedyrleverceller etableres sædvanligvis ved perfusion af leveren in situ med collagenase, idet man lader frisk dissocierede leverceller sætte sig fast på en egnet flade.
Short-term cultures of mammalian liver cells are usually established by perfusing the liver in situ with collagenase and allowing freshly dissociated liver cells to attach themselves to a suitable surface.
Leverceller fra negative kontroldyr skal have en levedygtighed (5) på mindst 50 %.
Liver cells from negative control animals should have a viability (5) of at least 50 %.
Bestemmelse af UDS
Determination of UDS
Nyligt isolerede pattedyrleverceller inkuberes normalt i et medium, der indeholder 3H-TdR i et passende tidsrum, f.eks. tre-otte timer.
Freshly isolated mammalian liver cells are incubated usually with medium containing 3H-TdR for an appropriate length of time, e.g. 3-8 hours.
Når inkubationstiden er afsluttet, fjernes mediet fra cellerne, som dernæst kan inkuberes i et medium, der indeholder overskud af umærket thymidin, så ikke-indbygget radioaktivitet (»cold chase«) bliver mindst mulig.
At the end of the incubation period, medium should be removed from the cells, which may then be incubated with medium containing excess unlabelled thymidine to diminish unincorporated radioactivity (‘cold chase’).
Cellerne skylles, fikseres og tørres.
The cells are then rinsed, fixed and dried.
Ved længere inkuberingstider er »cold chase« ikke altid nødvendigt.
For more prolonged incubation times, cold chase may not be necessary.
Objektglassene dyppes i autoradiografiemulsion, eksponeres i mørke (f.eks. i køleskab i 7-14 dage), fremkaldes og farves, og de eksponerede sølvkorn tælles.
Slides are dipped in autoradiographic emulsion, exposed in the dark (e.g. refrigerated for 7-14 days), developed, stained, and exposed silver grains are counted.
Der fremstilles to-tre objektglas pr. dyr.
Two to three slides are prepared from each animal.
De præparede objektglas skal indeholde tilstrækkelig mange celler med normal morfologi til, at der kan foretages en meningsfyldt vurdering af UDS.
The slide preparations should contain sufficient cells of normal morphology to permit a meaningful assessment of UDS.
Præparaterne undersøges mikroskopisk for tegn på åbenlys cytotoksicitet (f.eks. pyknose eller nedsat radioaktiv mærkning).
Preparations are examined microscopically for signs of overt cytotoxicity (e.g. pyknosis, reduced levels of radiolabelling).
Objektglassene kodes, inden kornene tælles.
Slides should be coded before grain counting.
Normalt bedømmes der 100 celler fra hvert dyr på mindst to objektglas; bedømmelse af mindre end 100 celler pr. dyr skal begrundes.
Normally 100 cells are scored from each animal from at least two slides; the scoring of less than 100 cells/animal should be justified.
Der tælles ikke korn for celler i S-fase, men andelen af celler i S-fase kan registreres.
Grain counts are not scored for S-phase nuclei, but the proportion of S-phase cells may be recorded.
Den mængde 3H-TdR, der indbygges i kerner og cytoplasma i morfologisk normale celler, og som giver sig udtryk i afsættelse af sølvkorn, bestemmes med egnede metoder.
The amount of 3H-TdR incorporation in the nuclei and the cytoplasm of morphologically normal cells, as evidenced by the deposition of silver grains, should be determined by suitable methods.
Der foretages korntælling over kernerne (kernekorn, NG) og kerneækvivalente områder over cytoplasmaet (cytoplasmakorn, CG).
Grain counts are determined over the nuclei (nuclear grains, NG) and nucleus equivalent areas over the cytoplasm (cytoplasmic grains, CG).
CG-tallene fremkommer enten ved at tage de kraftigst mærkede cytoplasmaområder eller ved at tage gennemsnittet af to-tre tilfældigt foretagne tællinger af cytoplasmakorn i nærheden af kernerne.
CG counts are measured by either taking the most heavily labelled area of cytoplasm, or by taking an average of two to three random cytoplasmic grain counts adjacent to the nucleus.
Der kan benyttes andre tællemetoder (f.eks. helcelletælling), hvis de kan begrundes (6).
Other counting methods (e.g. whole cell counting) may be used if they can be justified (6).
Dataene præsenteres for hvert enkelt objektglas og hvert enkelt dyr.
Individual slide and animal data should be provided.
For hver celle, hvert dyr og hver dosis og tidspunkt beregnes tallet for nettokernekorn (NNG) ved at trække CG-tallene fra NG-tallene.
Net nuclear grain (NNG) counts should be calculated for each cell, for each animal and for each dose and time by subtracting CG counts from NG counts.
Hvis der tælles »celler under reparation«, skal de kriterier, der benyttes til definering af »celler under reparation«, begrundes og underbygges med tidligere og sideløbende negative kontroldata.
If ‘cells in repair’ are counted, the criteria for defining ‘cells in repair’ should be justified and based on historical or concurrent negative control data.
Talresultater kan evalueres ved statistiske metoder.
Numerical results may be evaluated by statistical methods.
Eventuelt benyttede statistiske test skal vælges og begrundes, inden undersøgelsen gennemføres.
If used, statistical tests should be selected and justified prior to conducting the study.
Nedenfor følger nogle eksempler på kriterier for positiv/negativ reaktion:
Examples of criteria for positive/negative responses include:
NNG-værdier, der er højere end en forud fastsat tærskelsværdi, som er begrundet med udgangspunkt i laboratoriets tidligere data eller
NNG values above a pre-set threshold which is justified on the basis of laboratory historical data; or
NNG-værdier, der er signifikant større end sideløbende kontrol
NNG values significantly greater than concurrent control;
NNG-værdier, der er inden for eller under en kontroltærskelværdi, der bygger på tidligere resultater eller
NNG values within/below historical control threshold; or
NNG-værdier, der ikke er signifikant større end sideløbende kontrol
NNG values not significantly greater than concurrent control.
Dataenes biologiske relevans skal tages i betragtning, f.eks. sådanne parametre som variation mellem dyr, sammenhæng mellem dosis og respons og cytotoksicitet.
The biological relevance of data should be considered: i.e. parameters such as inter-animal variation, dose-response relationship and cytotoxicity should be taken into account.
Et positivt resultat af en test for unscheduled DNA-syntese (UDS) med pattedyrleverceller in vivo viser, at teststoffet inducerer dna-skader i pattedyrleverceller in vivo, som kan repareres ved unscheduled DNA-syntese in vivo.
A positive result from the UDS test with mammalian liver cells in vivo indicate that a test substance induces DNA damage in mammalian liver cells in vivo that can be repaired by unscheduled DNA synthesis in vitro.
Et negativt resultat viser, at teststoffet under testbetingelserne ikke inducerer dna-skader, der kan påvises ved denne test.
A negative result indicates that, under the test conditions, the test substance does not induce DNA damage that is detectable by this test.
Sandsynligheden for, at teststoffet eller dets metabolitter når frem til målvævet (f.eks. systemisk toksicitet), bør diskuteres.
The likelihood that the test substance reaches the general circulation or specifically the target tissue (e.g. systemic toxicity) should be discussed.
positive og negative (bærestof/opløsningsmiddel) kontrolgrupper
positive and negative vehicle/solvent controls,
eventuelle metoder til kontrol af, at teststoffet er nået frem til det almindelige kredsløb eller målvævet
methods for verifying that test agent reached the general circulation or target tissue, if applicable,
metoder til præparering og dyrkning af leverceller
method of liver cell preparation and culture,
antal præparerede objektglas og antal bedømte celler
number of slides prepared and numbers of cells scored,
evalueringskriterier
evaluation criteria,
kriterier for bedømmelse af undersøgelsen som positiv, negativ eller tvetydig
criteria for considering studies as positive, negative or equivocal,
gennemsnitsværdier af kernekorn, cytoplasmakorn og nettokernekorn for hvert enkelt objektglas, dyr og gruppe
individual slide, animal and group mean values for nuclear grains, cytoplasmic grains, and net nuclear grains,
dosis/respons-sammenhæng, når det er muligt
dose-response relationship, if available,
eventuelle statistiske analyser
statistical evaluation if any,
data for tidligere negative (opløsningsmiddel/bærestof) og positive kontrolprøver med angivelse af intervaller, gennemsnit og standardafvigelser
historical negative (solvent/vehicle) and positive control data with range, means and standard deviations,
antal »celler under reparation«, hvis det er bestemt
number of ‘cells in repair’ if determined,
antal celler i S-fase, hvis det er bestemt
number of S-phase cells if determined,
cellernes levedygtighed
viability of the cells.
Ashby, J., Lefevre, P.A., Burlinson, B. and Penman, M.G.
Ashby, J., Lefevre, P.A., Burlinson, B. and Penman, M.G., (1985) An Assessment of the In Vivo Rat Hepatocyte DNA Repair Assay.
(1985), An Assessment of the In Vivo Rat Hepatocyte DNA Repair Assay, Mutation Res., 156, pp. 1-18.
Mutation Res., 156, p. 1-18.
Butterworth, B.E., Ashby, J., Bermudez, H., Casciano, D., Mirsalis, J., Probst G. and Williams, G. (1987), A Protocol and Guide for the In Vivo Rat Hepatocyte DNA-Repair Assay, Mutation Res., 189, pp.
Butterworth, B.E., Ashby, J., Bermudez, E., Casciano, D., Mirsalis, J., Probst, G. and Williams, G., (1987) A Protocol and Guide for the In Vivo Rat Hepatocyte DNA-Repair Assay.
Madle, S., Dean, S.W., Andrae, U., Brambilla, G., Burlinson, B., Doolittle, D.J., Furihata, C, Hertner, T., McQueen, C.A. and Mori, H. (1993), Recommendations for the Performance of UDS Tests In Vitro and In Vivo, Mutations Res.. 312, pp.
Madle, S., Dean, S.W., Andrae, U., Brambilla, G., Burlinson, B., Doolittle, D.J., Furihata, C., Hertner, T., McQueen, C.A. and Mori, H., (1993) Recommendations for the Performance of UDS Tests In Vitro and In Vivo.
Fautz, R., Hussain, B., Efstathiou, E. and Hechenberger-Freudl, C. (1993), Assessment of the Relation Between the Initital Viability and the Attachment of Freshly Isolated Rat Hepatocytes Used for the In Vivo/InVitro DNA Repair Assay (UDS), Mutation Res., 291, pp.
Fautz, R., Hussain, B., Efstathiou, E. and Hechenberger-Freudl, C., (1993) Assessment of the Relation Between the Initial Viability and the Attachment of Freshly Isolated Rat Hepatocytes Used for the In Vivo/In Vitro DNA Repair Assay (UDS).
(1982), Detection of Genotoxic Carcinogens in the In Vivo/ln Vitro Hepatocyte DNA Repair Assay, Environ Mutagen, 4, pp. 553-562.
Mutagen, 4, p. 553-562.
Denne testmetode er ækvivalent med OECD TG 430 (2004).
This testing method is equivalent to the OECD TG 430 (2004).
Hudætsning defineres som fremkomsten af irreversibel vævsødelæggelse i huden efter påføring af teststof (jf. definitionen i Globally Harmonised System for the Classification and Labelling of Chemical Substances and Mixtures (GHS)) (1).
Skin corrosion refers to the production of irreversible tissue damage in the skin following the application of a test material (as defined by the Globally Harmonised System for the Classification and Labelling of Chemical Substances and Mixtures (GHS)) (1).
Med denne metode opnås der en procedure, hvor ætsning kan vurderes uden brug af levende dyr.
This method provides a procedure by which the assessment of corrosivity is not carried out in live animals.
Vurderingen af hudætsning har typisk omfattet brug af laboratoriedyr (2).
The assessment of skin corrosivity has typically involved the use of laboratory animals (2).
Betænkelighederne ved de smerter og lidelser, der er forbundet med denne fremgangsmåde, er omhandlet i revisionen af testmetode B.4, som muliggør bestemmelse af hudætsning ved hjælp af alternative in vitro-metoder, så dyrene undgår smerter og lidelser.
Concern for the pain and suffering of animals involved with this procedure has been addressed in the revision of testing method B.4 that allows for the determination of skin corrosion by using alternative, in vitro, methods, avoiding pain and suffering.
Første trin mod definitionen af alternative test, der kan anvendes til test af hudætsning, og som kan anvendes i lovgivningsøjemed, var gennemførelsen af prævalideringsundersøgelser (3).
A first step towards defining alternative tests that could be used for skin corrosivity testing for regulatory purposes was the conduct of prevalidation studies (3).
Herefter blev der gennemført (6)(7)(8) en formel valideringsundersøgelse af in vitro-metoder til vurdering af hudætsning (4)(5).
Following this, a formal validation study of in vitro methods for assessing skin corrosion (4)(5) was conducted (6)(7)(8).
På baggrund af resultatet af disse undersøgelser og anden offentliggjort litteratur henstilles det, at følgende test anvendes til vurdering af in vivo-hudætsning (9)(10)(11): test med human hudmodel (se testmetode B.40.A) og test til måling af transkutan elektrisk modstand (denne metode).
The outcome of these studies and other published literature led to the recommendation that the following tests could be used for the assessment of in vivo skin corrosivity (9)(10)(11): the human skin model test (see tesing method B.40bis) and the transcutaneous electrical resistance test (this method).
I henhold til valideringsundersøgelserne og andre offentliggjorte undersøgelser kan målingen af transkutan elektrisk modstand (TER) i rottehud (12)(13) på pålidelig vis skelne mellem stoffer, der er hudætsende, og stoffer, der ikke er hudætsende.
A validation study and other published studies have reported that the rat skin transcutaneous electrical resistance (TER) assay (12)(13) is able to reliably discriminate between known skin corrosives and non-corrosives (5)(9).
Den test, der er beskrevet i denne metode, muliggør identifikation af ætsende kemiske stoffer og blandinger.
The test described in this method allows the identification of corrosive chemical substances and mixtures.
Den muliggør endvidere identifikation af stoffer og blandinger, der ikke er hudætsende, med støtte af væsentlig dokumentation om bestemmelse ved hjælp af andre eksisterende oplysninger (f.eks. pH, forholdet mellem struktur og aktivitet samt human- og/eller dyredata) (1)(2)(11)(14).
It further enables the identification of non-corrosive substances and mixtures when supported by a weight of evidence determination using other existing information (e.g. pH, structure-activity-relationships, human and/or animal data) (1)(2)(11)(14).
Den giver ikke tilstrækkelige oplysninger om hudirritation og muliggør heller ikke underinddeling af ætsende stoffer som tilladt i henhold til GHS-systemet (Globally Harmonised Classification System) (1).
It does not provide information on skin irritation, nor does it allow the sub-categorisation of corrosive substances as permitted in the Globally Harmonised Classification System (GHS) (1).
For fuldt ud at kunne vurdere de lokale virkninger på huden efter en enkelt dermal eksponering anbefales det at følge den sekventielle teststrategi, der fremgår af testmetode B.4 (2) og GHS-systemet (Globally Harmonised System) (1).
For a full evaluation of local skin effects after a single dermal exposure, it is recommended to follow the sequential testing strategy as appended to testing method B.4 (2) and provided in the Globally Harmonised System (1).
Denne teststrategi omfatter gennemførelse af in vitro-test for hudætsning (som beskrevet i forbindelse med denne metode) og hudirritation, inden test i levende dyr overvejes.
This testing strategy includes the conduct of in vitro tests for skin corrosion (as described in this method) and skin irritation before considering testing in live animals.
In vivo-hudætsning: er fremkomsten af irreversibel ødelæggelse af huden, nemlig synlig nekrose gennem epidermis til dermis, efter applikation af et teststof i op til fire timer.
Skin corrosionin vivo: is the production of irreversible damage of the skin: namely, visible necrosis through the epidermis and into the dermis, following the application of a test subsance for up to four hours.
Typiske eksempler på ætsende reaktioner er ulcera, blødning, blodige sår og ved slutningen af observationsperioden på 14 dage misfarvning som følge af afblegning af huden, hele områder af alopecia og ar.
Corrosive reactions are typified by ulcers, bleeding, bloody scabs, and, by the end of the observation at 14 days, by discolouration due to blanching of the skin, complete areas of alopecia, and scars.
Transkutan elektrisk modstand (TER): er et mål for hudens elektriske impedans som en modstand i kiloohm.
Transcutaneous Electrical Resistance (TER): is a measure of the electrical impendance of the skin, as a resistance value in kilo Ohms.
En simpel og robust metode til vurdering af barrierefunktion, hvor passagen af ioner gennem hud registreres ved hjælp af en Wheatstone-målebro.
A simple and robust method of assessing barrier function by recording the passage of ions through the skin using a Wheatstone bridge apparatus.
Referencestoffer
Reference chemicals
1,2-diaminopropan
1,2-Diaminopropane
Stærkt ætsende
Severely corrosive
acrylsyre
Acrylic Acid
Stærkt ætsende
Severely Corrosive
2-tert-butylphenol
2-tert. Butylphenol
Ætsende
Corrosive
kaliumhydroxid (10 %)
Potassium hydroxide (10 %)
svovlsyre (10 %)
Sulfuric acid (10 %)
octansyre (kaprylsyre)
Octanoic acid (caprylic acid)
4-amino-1,2,4-triazol
4-Amino-1,2,4-triazole