natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Følgende kemiske forbindelser kan f.eks. anvendes til positiv kontrol:
The following are examples of substances, which might be used as positive controls:
direkte virkende forbindelser:
Direct-acting chemicals:
etylmetansulfonat
Ethylmethanesulphonate,
β-propiolacton
β-propiolactone,
forbindelser som kræver metabolisk aktivering:
Compounds requiring metabolic activation:
2-acetylaminofluoren
2-acetylaminofluorene,
4-dimetylaminoazobenzen
4-dimethylaminoazobenzene,
7,12-dimetylbenzanthracen.
7,12-dimethylbenzanthracene.
Når det skønnes relevant, bør der foretages supplerende positiv kontrol med anvendelse af en forbindelse af samme kemiske stofklasse som teststoffet.
When appropriate, an additional positive control of the same chemical class as the compound under test should be included.
Der anvendes en række forskellige koncentrationer af teststoffet, således at der frembringes koncentrationsafhængige toksiske virkninger.
Several concentrations of the test substance should be used.
Den højeste koncentration bør medføre en lav overlevelsesgrad, og overlevelsesgraden ved den laveste koncentration bør være af samme størrelsesorden som ved det negative kontrolforsøg.
These concentrations should yield a concentration-related toxic effect, the highest concentration producing a low level of survival and the survival in the lowest concentration being approximately the same as that in the negative control.
Cellerne eksponeres i en passende periode afhængig af det anvendte testsystem. Dette kan indebære gentagne doseringer med udskiftning af medium (og om nødvendigt ny metabolisk aktivering), hvis der er tale om langvarig eksponering.
Cells should be exposed for a suitable period of time depending on the test system in use, and this may involve re-dosing accompanied by a change of medium (and if necessary, fresh metabolic activation mixture) if exposure is prolonged.
Celler, hvis endogene metaboliske aktivering er utilstrækkelig, testes både med og uden et passende metabolisk aktiveringssystem.
Cells without sufficient intrinsic metabolic activity should be exposed to the test substance in the presence and absence of an appropriate metabolic activation system.
Efter eksponeringen vaskes cellerne frie for teststof, hvorefter de dyrkes med henblik på at lade den transformerede fænotype, testen bygger på, komme til udtryk og med henblik på bestemmelse af transformationsfrekvensen.
At the end of the exposure period, cells are washed free of test substance and cultured under conditions appropriate for the appearance of the transformed phenotype being monitored and the incidence of transformation determined.
Alle resultater efterprøves i et uafhængigt forsøg.
All results are confirmed in an independent experiment.
Data opstilles i tabelform og kan foreligge i forskellige former afhængigt af den anvendte test. Der kan f.eks. være tale om optælling på plader, registrering af positive plader eller antal transformerede celler.
Data should be presented in tabular form and may take a variety of forms according to the assay being used e.g. plate counts, positive plates or numbers of transformed cells.
Når det er relevant, udtrykkes overlevelsesgraden som en procentdel af overlevelsen i kontrolforsøgene, og transformationsfrekvensen udtrykkes som antal transformerede celler pr. overlevende.
Where appropriate, survival should be expressed as a percentage of control levels and transformation frequency expressed as the number of transformants per number of survivors.
den anvendte celletype, antal cellekulturer, metoder til opretholdelse af cellekulturer
cell type used, number of cell cultures, methods for maintenance of cell cultures,
forsøgsbetingelser: teststofkoncentration, anvendt vehikel, inkubationstemperatur, inkubationstid, eksponeringens varighed og frekvens, celletæthed under eksponeringen, det anvendte eksogene metaboliske aktiveringssystem, positive og negative kontroller, specifikation af den fænotype testen bygger på, det anvendte selektive system (hvis et sådant er anvendt), begrundelse for valget af doser
test conditions: concentration of test substance, vehicle used, incubation time, duration and frequency of treatment, cell density during treatment, type of exogenous metabolic activation system used, positive and negative controls, specification of phenotype being monitored, selective system used (if appropriate), rational for dose selection,
metoder til registrering af levedygtige og transformerede celler
method used to enumerate viable and transformed cells,
Dominante letale virkninger forårsager, at fostret dør.
Dominant lethal effects cause embryonic or foetal death.
Nå der ved eksponering for kemiske forbindelser induceres dominante letale mutationer, er dette et tegn pi, at forsøgsdyreartens kønscellevæv er blevet afficeret.
Induction of dominant lethals by exposure to a chemical substance indicates that the substance has affected germinal tissue of the test species.
Der er bred enighed om, at dominante letale gener opstår på grund af kromosomskader (strukturelle og numeriske anomalier).
It is generally accepted that dominant lethals are due to chromosomal damage (structural and numerical anomalies).
Hvis eksponerede hunners afkom dør på det embryonale stade, kan dette også skyldes toksiske virkninger.
Embryonic death if females are treated may also be the result of toxic effects.
Normalt eksponeres hanner for teststoffet, hvorefter de parres med ueksponerede jomfruelige hunner.
Generally, male animals are exposed to the test compound and mated to untreated virgin females.
Kønscellernes forskellige stadier kan undersøges separat ved anvendelse af på hinanden følgende parringsperioder.
The various germ cell stages can be tested separately by the use of sequential mating intervals.
Forøgelsen af antallet af døde implantater pr. hun i den eksponerede gruppe i forhold til antallet af døde implantater pr. hun i kontrolgruppen er udtryk for den letale virkning efter implantation.
The increase of dead implants per female in the treated group over the dead implants per female in the control group reflects the post-implantational loss.
Den letale virkning før implantation kan vurderes på grundlag af optælling af corpora lutea eller ved sammenligning af det totale antal implantater pr. hun i de eksponerede grupper og kontrolgruppen.
Pre-implantational loss can be estimated based on corpora lutea counts or by comparing the total implants per female in treated and control groups.
Den totale dominante letale virkning er summen af de letale virkninger før og efter implantation.
The total dominant lethal effect is the sum of pre- and post-implantational loss.
Beregningen af den totale dominante letale virkning baseres på sammenligning af antallet af levende implantater pr. hun i forsøgsgruppen og antallet af levende implantater pr. hun i kontrolgruppen.
The calculation of the total dominant lethal effect is based on comparison of the live implants per female in the test group to the live implants per female in the control group.
Fald i antallet af implantater i bestemte tidsperioder kan skyldes celledrab (af spermatocytter og/eller spermatogonier).
A reduction in the number of implants at certain intervals may be the result of cell killing (i.e. of spermatocytes and/or spermatogonia).
Hvis det er muligt, opløses eller suspenderes teststoffet i fysiologisk saltvand.
When possible, test substances should be dissolved or suspended in isotonic saline.
Kemiske forbindelser, som er uopløselige i vand, opløses eller suspenderes i egnede vehikler.
Chemicals insoluble in water may be dissolved or suspended in appropriate vehicles.
Det anvendte vehikel må ikke indvirke på teststoffet eller forårsage toksiske effekter.
The vehicle used should neither interfere with the test chemical nor produce toxic effects.
Testopløsningen anvendes umiddelbart efter fremstillingen.
Fresh preparations of the test chemical should be employed.
Normalt gives hele dosis på en gang.
The test compound should generally be administered only once.
Der kan også anvendes dosering ad flere gange, når der er toksikologisk begrundelse herfor.
Based on toxicological information a repeated treatment schedule can be employed.
Sædvanligvis indgives teststoffet ved oral intubering eller intraperitoneal injektion.
The usual routes of administration are oral intubation or intraperitoneal injection.
Andre administrationsmåder kan være hensigtsmæssige.
Other routes of administration may be appropriate.
Rotter eller mus anbefales som forsøgsdyr.
Rats or mice are recommended as the test species.
Sunde og fuldt kønsmodne dyr fordeles randomiseret i forsøgs- og kontrolgrupper.
Healthy fully sexually mature animals are randomised and assigned to treatment and control groups.
Der anvendes et passende antal hanner under hensyntagen til den spontane variation i den biologiske egenskab, der danner grundlag for testen.
An adequate number of treated males should be used, taking into account the spontaneous variation of the biological character being evaluated.
Det valgte antal baseres på den på forhånd fastlagte testfølsomhed og signifikansstyrke.
The number chosen should be based on the pre-determined sensitivity of detection and power of significance.
I et typisk forsøg vil antallet af hanner være tilstrækkeligt til, at mellem 30 og 50 hunner bliver drægtige i hver parringsperiode.
For example in a typical test, the number of males in each dose group should be sufficient to provide between 30 and 50 pregnant females per mating interval.
Normalt foretages sideløbende positiv og negativ (vehikel) kontrol i hvert forsøg.
Generally concurrent positive and negative (vehicle) controls should be included in each experiment.
Når der foreligger acceptable positive kontrolresultater fra undersøgelser foretaget for nyligt i det samme laboratorium, kan disse anvendes i stedet for en sideløbende positiv kontrol.
When acceptable positive control results are available from experiments conducted recently in the same laboratory these results can be used instead of a concurrent positive control.
Positive kontrolstoffer anvendes i tilstrækkeligt lave doser (f.eks. MMS, i.p., 10 mg/kg) til at vise testens følsomhed.
Positive control substances should be used at an appropriate low dose (e.g. MMS, intraperitoneally, at 10 mg/kilogram) to demonstrate the test sensitivity.
Der anvendes normalt tre forskellige dosisniveauer.
Normally, three dose levels should be used.
Den største dosis bør forårsage tegn på toksisk virkning eller nedsætte de eksponerede dyrs fertilitet.
The high dose should produce signs of toxicity or reduced fertility in the treated animals.
I nogle tilfælde vil et enkelt højt dosisniveau være tilstrækkeligt.
In certain cases a single high dose level may be sufficient.
Når der er tale om ikke-toksiske stoffer, testes en enkeltdosis på 5 g/kg eller gentagen indgift af 1 g/kg/dag.
Non-toxic substances should be tested at 5 g/kilogram on a single administration or at 1 g/kilogram/day on repeated administration.
Der kan anvendes flere forskellige doseringsskemaer.
Several treatment schedules are available.
Normalt gives hele dosis på en gang, men andre skemaer lader sig også anvende.
Single administration of the test substance is the most widely used.
Hunnerne placeres hos hannerne i en periode svarende til mindst en ægcyklus, eller indtil parringen har fundet sted, hvilket konstateres ved tilstedeværelse af sperma i vagina eller en vaginalprop.
Females should be left with the males for at least the duration of one oestrous cycle or until mating has occurred as determined by the presence of sperm in the vagina or by the presence of a vaginal plug.
Antallet af parringer efter doseringen fastlægges på grundlag af doseringsskemaet, som skal sikre, at alle kønscellestadier er repræsenteret efter doseringen.
The number of matings following treatment is governed by the treatment schedule and should ensure that all germ cell stages are sampled after treatment.
Hunner aflives i anden halvdel af drægtighedsperioden, og uterus' indhold undersøges med henblik på bestemmelse af antallet af levende og døde implantater.
Females are sacrificed in the second half of pregnancy and uterine contents are examined to determine the number of dead and live implants.
Ovarierne undersøges med henblik på bestemmelse af antallet af corpora lutea.
The ovaries may be examined to determine the number of corpora lutea.
Data opstilles i tabelform med angivelse af antal hanner samt antal drægtige og ikke drægtige hunner.
Data should be tabulated to show the number of males, the number of pregnant females, and the number of non-pregnant females.
Resultaterne af hver enkelt parring, herunder identificering af hver enkelt han og hun anføres individuelt.
Results of each mating, including the identity of each male and female, should be reported individually.
For hver hun anføres parringsuge, hannens dosis og antallet af levende og døde implantater.
For each female, week of mating, dose level received by the males, the frequencies of live implants and of dead implants should be recorded.
Forholdet mellem døde og levende implantater i forsøgsgruppen sammenlignes med forholdet i kontrolgruppen med henblik på bestemmelse af den letale virkning efter implantation.
The ratio of dead to live implants from the treated group compared to the same ratio from the control group is analysed to indicate the post-implantation loss.
Hvis data registreres som tidlige og sene dødsfald, skal dette fremgå af tabellerne.
If the data are recorded as early and late deaths, the tables should make that clear.
Hvis der foretages vurdering af den letale virkning før implantation, anføres denne.
If pre-implantation loss is estimated, it should be reported.
Den letale virkning før implantation kan beregnes som forskellen mellem antallet af corpora lutea og antallet af implantater eller som et lavere gennemsnitligt antal implantationer pr. uterus i forhold til kontrolparringerne.
Pre-implantation loss can be calculated as a discrepancy between the number of corpora lutea and the number of implants or as a reduction in the average number of implants per uterus in comparison with control matings.
Evalueringen af data baseres på passende statistiske metoder.
Data are evaluated using appropriate statistical methods.
dyreart, stamme, de anvendte dyrs alder og vægt, antal dyr af hvert køn i forsøgs- og kontrolgrupperne
species, strain, age and weights of animals used, number of animals of each sex in experimental and control groups,
teststof, bærestof, de anvendte dosisniveauer og begrundelse for valget af disse, negativ og positiv kontrol, toksicitetsdata
test substance, vehicle, dose levels tested and rationale for dose selection, negarive and positive controls, toxicity data,
administrationsmåde og doseringens varighed
route and treatment schedule,
parringsskema
mating schedule,
metode til konstatering af, om parring har fundet sted
method used to determine that mating has occurred,
aflivningstidspunkt
time of sacrifice,
kriterier for registrering af dominante letale gener
criteria for scoring dominant lethals,
om muligt dosis-responsforhold
dose/response relationship, if applicable,
Denne metode er en gengivelse af OECD Test Guideline 48 3 Mammalian Spermatogonial Chromosome Aberration Test (1997).
This method is a replicate of the OECD TG 483, Mammalian Spermatogonial Chromosome Aberration Test (1997).
Formålet med in vivo-testen for kromosomaberrationer i spermatogonier hos pattedyr er et påvise, om et stof forårsager strukturelle kromosomafvigelser i spermatogonier fra pattedyr (1) (2) (3) (4) (5).
The purpose of the in vivo mammalian spermatogonial chromosome aberration test is to identify those substances that cause structural chromosome aberrations in mammalian spermatogonial cells (1)(2)(3)(4)(5).
Den foreliggende metode er ikke beregnet til at påvise antalsafvigelser og benyttes ikke rutinemæssigt til det formål.
This method is not designed to measure numerical aberrations and is not routinely used for that purpose.
Kromosommutationer og lignende er årsag til mange genetiske sygdomme hos mennesker.
Chromosome mutations and related events are the cause of many human genetic diseases.
Ved denne test måles kromosomhændelser i spermatogonier, og den forventes derfor at kunne forudsige induktion af arvelige mutationer i kimceller.
This test measures chromosome events in spermatogonial germ cells and is, therefore, expected to be predictive of induction of inheritable mutations in germ cells.
Ved denne cytogenetiske in vivo-test påvises kromosomaberrationer ved spermatogoniers mitose.
This in vivo cytogenetic test detects chromosome aberrations in spermatogonial mitoses.
Metoden omfatter ikke andre målceller.
Other target cells are not the subject of this method.
For at påvise aberrationer af kromatidtypen i spermatogonier må den første mitotiske celledeling efter behandlingen undersøges, inden eventuelle skader går tabt ved efterfølgende celledelinger.
To detect chromatid-type aberrations in spermatogonial cells, the first mitotic cell division following treatment should be examined before these lesions are lost in subsequent cell divisions.
Der kan indhentes yderligere information fra behandlede spermatogonstamceller ved meiotisk kromosomanalyse for aberrationer af kromosomtypen ved diakinese-metafase I, når de behandlede celler bliver til spermatocytter.
Additional information from treated spermatogonial stem cells can be obtained by meiotic chromosome analysis for chromosome-type aberrations at diakinesis-metaphase I when the treated cells become spermatocytes.
Denne in vivo-test er tilrettelagt til at vise, om stoffer, der er mutagene over for somatiske celler, også er aktive i kimceller.
This in vivo test is designed to investigate whether somatic cell mutagens are also active in germ cells.
Derudover er spermatogontesten relevant for en vurdering af den reelle mutagenicitetsfare, idet der tages hensyn til sådanne faktorer som in vivo-metabolisme, farmakokinetik og dna-reparationsprocesser.
In addition, the spermatogonial test is relevant to assessing mutagenicity hazard in that it allows consideration of factors of in vivo metabolism, pharmacokinetics and DNA-repair processes.
I testiklerne er der flere generationer af spermatogonier til stede, som udviser forskellig følsomhed over for kemisk behandling.
A number of generations of spermatogonia are present in the testis with a spectrum of sensitivity to chemical treatment.
På denne måde repræsenterer de påviste aberrationer den samlede reaktion fra behandlede spermatogonpopulationer, hvor resultatet domineres af de mere talrige differentierede spermatogonier.
Thus, the aberrations detected represent an aggregate response of treated spermatogonial cell populations, with the more numerous differentiated spermatogonial cells predominating.
Forskellige generationer af spermatogonier er, alt efter deres placering i testiklerne, i varierende grad i berøring med det almindelige kredsløb på grund af den fysiske og fysiologiske Sertoli-cellebarriere og blod-testikelbarrieren.
Depending on their position within the testis, different generations of spermatogonia may or may not be exposed to the general circulation, because of the physical and physiological Sertoli cell barrier and the blood-testis barrier.
Gap: en kromatisk beskadigelse, som er mindre end ét kromatid bred, og hvor misalignment af kromatiderne er minimal.
Gap: an achromatic lesion smaller than the width of one chromatid, and with minimum misalignment of the chromatids.
Antalsafvigelse: ændring i kromosomtallet i forhold til det for de pågældende dyr normale antal.
Numerical aberration: a change in the number of chromosomes from the normal number characteristic of the animals utilised.
Strukturel ændring: ændring i kromosomstrukturen, som kan iagttages ved mikroskopi i celledelingens metafase i form af deletioner, intrachange og interchange.
Structural aberration: a change in chromosome structure detectable by microscopic examination of the metaphase stage of cell division, observed as deletions, intrachanges or interchanges.
Inden aflivningen behandles dyrene med et metafasestandsende stof (f.eks. colchicin eller Colcemid®).
Prior to sacrifice, animals are treated with a metaphase-arresting substance (e.g. Colcemid® or colchicine).
Der fremstilles derefter præparater af kimceller, som farves, og metafasecellerne undersøges for kromosomaberrationer.
Chromosome preparations are then made from germ cells and stained, and metaphase cells are analysed for chromosome aberrations.
Der benyttes sædvanligvis hanmus og -hamstere, selv om hanner af andre egnede pattedyrarter kan benyttes.
Male Chinese hamsters and mice are commonly used. However, males of other appropriate mammalian species may be used.
Ved undersøgelsens begyndelse bør vægtvariationen mellem dyrene være mindst mulig og ikke over ± 20 % af gennemsnitsvægten.
At the commencement of the study the weight variation of animals should be minimal and not exceed ± 20 % of the mean weight.
Der udvælges tilfældigt sunde unge voksne handyr til kontrol- og behandlingsgruppen.
Healthy young adult males are randomly assigned to the control and treatment groups.
Dyrene tilvænnes laboratorieforholdene i mindst fem dage.
The animals are acclimated to the laboratory conditions for at least five days prior to the start of the study.
Opløsningsmiddel/bærestof må ikke have toksiske virkninger ved de benyttede doser og må ikke mistænkes for at reagere kemisk med teststoffet.
The solvent/vehicle should not produce toxic effects at the dose levels used and should not be suspected of chemical reaction with the test substance.
Benyttes der andre opløsningsmidler/bærestoffer end de velkendte, skal brugen af dem underbygges med kompatibilitetsdata.
If other than well-known solvents/vehicles are used, their inclusion should be supported by data indicating their compatibility.
I alle forsøg medtages der sideløbende både positive og negative (opløsningsmiddel eller bærestof) kontrolgrupper.
Concurrent positive and negative (solvent/vehicle) controls should be included in each test.
Bortset fra behandling med teststof skal dyrene i kontrolgrupperne behandles på samme måde som dyrene i behandlingsgrupperne.
Except for treatment with the test substance, animals in the control groups should be handled in an identical manner to animals in the treated groups.
Positive kontrolprøver skal frembringe strukturelle ændringer i spermatogonier in vivo ved en dosis, der forventes at give en påviselig forøgelse i forhold til baggrundsværdierne.
Positive controls should produce structural chromosome aberrations in vivo in spermatogonial cells when administered at exposure levels expected to give a detectable increase over background.
Einecs nr.
Einecs No
Monomer acrylamid
Monomeric acrylamide
Der skal ved hver prøveudtagning indgå negative kontroldyr, som kun er behandlet med opløsningsmiddel eller bærestof og ellers behandlet på samme måde som behandlingsgrupperne, medmindre tidligere kontroldata har vist en acceptabel variation mellem dyr indbyrdes og acceptabel hyppighed af celler med kromosomafvigelser.
Negative controls, treated with solvent or vehicle alone, and otherwise treated in the same way as the treatment groups, should be included for every sampling time, unless acceptable inter-animal variability and frequency of cells with chromosome aberrations are demonstrated by historical control data.
Hver behandlet gruppe og kontrolgruppe skal bestå af mindst fem analyserbare handyr.
Each treated and control group must include at least five analysable males.
Teststofferne indgives fortrinsvis ad én eller to gange (dvs. som én behandling eller to behandlinger).
Test substances are preferably administered once or twice (i.e. as a single treatment or as two treatments).
I gruppen med højeste dosis udtages der prøver på to tidspunkter efter behandling.
In the highest dose group two sampling times after treatment are used.
Da teststoffet kan indvirke på cellecyklussens kinetik, udtages der er tidlig og en sen prøve, nemlig ca. 24 timer og ca. 48 timer efter behandlingen.
Since cell cycle kinetics can be influenced by the test substance, one early and one late sampling time are used around 24 and 48 hours after treatment.