natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Testbeholderne skal være tilstrækkeligt vide til, at blade fra forskellige kolonier i kontrolbeholderne kan vokse uden at overlappe hinanden ved testens slutning.
The test vessels should be wide enough for the fronds of different colonies in the control vessels to grow without overlapping at the end of the test.
Rødderne må gerne røre bunden af testbeholderen, men en mindste dybde på 20 mm og et mindste rumfang på 100 ml i hver testbeholder tilrådes.
It does not matter if the roots touch the bottoms of the test vessels, but a minimum depth of 20 mm and minimum volume of 100 ml in each test vessel is advised.
Valget af testbeholder er ikke afgørende, når blot disse krav er opfyldt.
The choice of test vessels is not critical as long as these requirements are met.
Bægerglas, krystallisationsskåle eller petriskåle af glas med passende mål har alle vist sig velegnede.
Glass beakers, crystallising dishes or glass petri dishes of appropriate dimensions have all proved suitable.
Testbeholderne skal have låg, der nedsætter fordampning og utilsigtet kontaminering til et minimum og samtidig tillader det nødvendige luftskifte.
Test vessels must be covered to minimise evaporation and accidental contamination, while allowing necessary air exchange.
Testbeholderne, og især disses låg, må ikke skygge eller ændre lysets spektrale sammensætning.
Suitable test vessels, and particularly covers, must avoid shadowing or changes in the spectral characteristics of light.
Kulturerne og testbeholderne må ikke opbevares sammen.
The cultures and test vessels should not be kept together.
Dette opnås bedst ved, at klimakamre, inkubatorer eller lokaler er separate.
This is best achieved using separate environmental growth chambers, incubators, or rooms.
Belysning og temperatur skal kunne reguleres og holdes på et konstant niveau (se punkt 1.7.8).
Illumination and temperature must be controllable and maintained at a constant level (see section 1.7.8).
Som testorganisme anvendes i denne test enten Lemna gibba eller Lemna minor.
The organism used for this test is either Lemna gibba or Lemna minor.
Tillæg 1 indeholder en kort beskrivelse af de arter af andemad, der er blevet anvendt til toksicitetstestning.
Short descriptions of duckweed species that have been used for toxicity testing are given in Appendix 1.
Plantemateriale kan fås fra en kultursamling, fra et andet laboratorium eller i felten.
Plant material may be obtained from a culture collection, another laboratory or from the field.
Er planterne indsamlet i felten, skal de opbevares i mindst otte uger i kultur i samme substrat, som benyttes til testningen, før de anvendes.
If collected from the field, plants should be maintained in culture in the same medium as used for testing for a minimum of eight weeks prior to use.
Indsamlingssteder for startkulturer i felten skal være fri for åbenbare forureningskilder.
Field sites used for collecting starting cultures must be free of obvious sources of contamination.
Hvis de leveres fra et andet laboratorium eller fra en kultursamling, skal de opbevares på tilsvarende måde i mindst tre uger.
If obtained from another laboratory or from a culture collection they should be similarly maintained for a minimum of three weeks.
Kilden til plantematerialet og den testede art og klon (hvis denne kendes) skal altid rapporteres.
The source of plant material and the species and clone (if known) used for testing should always be reported.
Der skal anvendes monokulturer, som er fri for synlig kontaminering med andre organismer såsom alger og protozoer.
Monocultures, that are visibly free from contamination by other organisms such as algae and protozoa, should be used.
Sunde planter af L. minor består af kolonier på mellem to og fem blade, mens sunde kolonier af L. gibba kan bestå af op til syv blade.
Healthy plants of L. minor will consist of colonies comprising between two and five fronds, whilst healthy colonies of L. gibba may contain up to seven fronds.
De testede planters kvalitet og ensartethed har stor indflydelse på testresultatet, hvorfor de bør udvælges nøje.
The quality and uniformity of the plants used for the test will have a significant influence on the outcome of the test and should therefore be selected with care.
Der skal anvendes unge, hurtigtvoksende planter uden synlige forandringer eller misfarvning (chlorose).
Young, rapidly growing plants without visible lesions or discoloration (chlorosis) should be used.
Kulturer af god kvalitet er kendetegnet af en høj andel af kolonier med mindst to blade.
Good quality cultures are indicated by a high incidence of colonies comprising at least two fronds.
Et stort antal enkeltblade er tegn på miljøbelastning som f.eks. begrænset adgang til næringsstoffer, og plantemateriale fra sådanne kulturer bør ikke anvendes til testning.
A large number of single fronds is indicative of environmental stress, e.g. nutrient limitation, and plant material from such cultures should not be used for testing.
Dyrkning
Cultivation
For at undgå at skulle vedligeholde kulturerne så ofte (f.eks. når Lemna-test ikke påtænkes anvendt i en periode) kan kulturerne opbevares ved reduceret belysning og temperatur (4-10 °C).
To reduce the frequency of culture maintenance (e.g. when no Lemna tests are planned for a period), cultures can be held under reduced illumination and temperature (4-10 °C).
En nærmere beskrivelse af dyrkningen er givet i tillæg 2.
Details of culturing are given in Appendix 2.
Hvis der er tydelige tegn på kontaminering med alger eller andre organismer, udtages en delprøve af Lemna-blade, som overfladesteriliseres og derefter overføres til friskt substrat (se tillæg 2).
Obvious signs of contamination by algae or other organisms will require surface sterilisation of a sub-sample of Lemna fronds, followed by transfer to fresh medium (see Appendix 2).
I så fald kasseres resten af den kontaminerede kultur.
In this eventuality, the remaining contaminated culture should be discarded.
Mindst syv dage før testning overføres et tilstrækkeligt antal kolonier aseptisk til friskt, sterilt substrat og dyrkes i 7-10 dage under testbetingelserne.
At least seven days before testing, sufficient colonies are transferred aseptically into fresh sterile medium and cultured for 7-10 days under the conditions of the test.
Testsubstrat
Test medium
Der anbefales forskellige substrater til Lemna minor og Lemna gibba som beskrevet nedenfor.
Different media are recommended for Lemna minor and Lemna gibba, as described below.
Det må nøje overvejes, om der skal anvendes pH-buffer i testsubstratet (MOPS (4-morpholinpropan sulfonsyre, CAS-nr.: 1132-61-2, Einecs-nr.: 214-478-5) i L. minor-substrat og NaHCO3 i L. gibba-substrat), hvis det mistænkes for at kunne reagere med teststoffet og påvirke tegnene på dets toksicitet.
Careful consideration should be given to the inclusion of a pH buffer in the test medium (MOPS (4-morpholinepropane sulphonic acid, CAS No: 1132-61-2; EINECS No: 214-478-5) in L. minor medium and NaHCO3 in L. gibba medium) when it is suspected that it might react with the test substance and influence the expression of its toxicity.
Steinberg-substrat (12) er ligeledes acceptabelt, når blot validitetskriterierne er opfyldt.
Steinberg Medium (12) is also acceptable as long as the validity criteria are met.
Til dyrkning af og testning med L. minor anbefales en modificeret version af Lemna-næringssubstratet efter svensk standard (SIS).
A modification of the Swedish standard (SIS) Lemna growth medium is recommended for culturing and testing with L. minor.
Sammensætningen af dette substrat er givet i tillæg 3.
The composition of this medium is given in Appendix 3.
Til dyrkning af og testning med L. gibba anbefales næringssubstratet 20X AAP, som er beskrevet i tillæg 3.
The growth medium, 20X — AAP, as described in Appendix 3, is recommended for culturing and testing with L. gibba.
Steinberg-substratet, som beskrives i tillæg 3, er også velegnet til L. minor og kan desuden bruges til L. gibba, når blot validitetskriterierne er opfyldt.
Steinberg medium, as described in Appendix 3, is also suitable for L. minor, but may also be used for L. gibba as long as the validity criteria are met.
Testopløsninger fremstilles sædvanligvis ved fortynding af en stamopløsning.
Test solutions are usually prepared by dilution of a stock solution.
Stamopløsningerne af teststoffet fremstilles normalt ved opløsning af stoffet i næringssubstrat.
Stock solutions of the test substance are normally prepared by dissolving the substance in growth medium.
Den højeste testede koncentration af teststoffet skal sædvanligvis ikke være større end stoffets vandopløselighed under testbetingelserne.
The highest tested concentration of the test substance should not normally exceed the water solubility of the substance under the test conditions.
Det skal dog bemærkes, at Lemna spp. flyder ovenpå og kan blive eksponeret for stoffer, som samler sig i vand-luft-grænsefladen (f.eks. stoffer, der er tungtopløselige i vand, hydrofobe eller overfladeaktive).
It should be noted however that Lemna spp. float on the surface and may be exposed to substances that collect at the water-air interface (e.g. poorly water-soluble or hydrophobic substances or surface-active substances).
Under sådanne omstændigheder vil eksponeringen skyldes andet materiale end det opløste materiale, og alt efter teststoffets egenskaber kan testkoncentrationerne være større end opløseligheden i vand.
Under such circumstances, exposure will result from material other than in solution and test concentrations may, depending on the characteristics of the test substance, exceed water solubility.
For teststoffer med lav vandopløselighed kan det være nødvendigt at fremstille en koncentreret stamopløsning eller -dispersion af stoffet ved hjælp af et organisk opløsnings- eller dispergeringsmiddel for at lette tilsætning af nøjagtige mængder teststof til testsubstratet og medvirke til, at det dispergeres eller opløses.
For test substances of low water solubility it may be necessary to prepare a concentrated stock solution or dispersion of the substance using an organic solvent or dispersant in order to facilitate the addition of accurate quantities of the test substance to the test medium and aid in its dispersion and dissolution.
Brug af sådanne midler bør på enhver måde søges undgået.
Every effort should be made to avoid the use of such materials.
Brug af sådanne hjælpeopløsnings- og dispergeringsmidler må ikke medføre fytotoksisk virkning.
There should be no phytotoxicity resulting from the use of auxiliary solvents or dispersants.
Som eksempler på almindeligt anvendte opløsningsmidler, der er uden fytotoksisk virkning i koncentrationer op til 100 µl·l–1, kan nævnes acetone og dimethylformamid.
For example, commonly used solvents which do not cause phytotoxicity at concentrations up to 100 μl·l–1 include acetone and dimethylformamide.
Hvis der anvendes et opløsnings- eller dispergeringsmiddel, skal dets slutkoncentration rapporteres og skal holdes så lav som muligt (≤ 100 µl·l–1), og der skal være samme koncentration af opløsnings- eller dispergeringsmiddel i alle behandlings- og kontrolgrupper.
If a solvent or dispersant is used, its final concentration should be reported and kept to a minimum (≤ 100 μl·l–1), and all treatments and controls should contain the same concentration of solvent or dispersant.
Nærmere anvisninger kan findes i (11).
Further guidance on the use of dispersants is given in (11).
Behandlings- og kontrolgrupper
Test and control groups
Det vil lette valget af passende teststofkoncentrationer, hvis man på forhånd kender til teststoffets toksicitet over for Lemna, f.eks. fra et indledende forsøg.
Prior knowledge of the toxicity of the test substance to Lemna, e.g. from a range-finding test, will help in selecting suitable test concentrations.
I den endelige toksicitetstest skal der normalt være mindst fem teststofkoncentrationer, der danner en geometrisk række.
In the definitive toxicity test, there should normally be at least five test concentrations arranged in a geometric series.
Kvotienten mellem testkoncentrationerne skal helst ikke være over 3,2, men kan dog være større, når koncentrations-responskurven er flad.
Preferably the separation factor between test concentrations should not exceed 3,2, but a larger value may be used where the concentration-response curve is flat.
Anvendes færre end fem koncentrationer, skal dette begrundes.
Justification should be provided if fewer than five concentrations are used.
Der skal anvendes mindst tre replikater for hver testkoncentration.
At least three replicates should be used at each test concentration.
Ved fastsættelse af området for testkoncentrationerne (i det indledende forsøg og/eller i den endelige toksicitetstest) skal følgende tages i betragtning:
In setting the range of test concentrations (for range-finding and/or for the definitive toxicity test), the following should be considered:
Ved bestemmelse af en ECx-værdi skal denne ligge i det område, testkoncentrationerne dækker, for at den skal blive bestemt med et tilstrækkeligt konfidensniveau.
To determine an ECx, test concentrations should bracket the ECx value to ensure an appropriate level of confidence.
Ved beregning af en EC50-værdi skal den højeste testkoncentration således være større end EC50-værdien.
For example, if estimating the EC50, the highest test concentration should be greater than the EC50 value.
Ligger EC50-værdien uden for testkoncentrationernes område, bliver de tilhørende konfidensintervaller store, så det kan blive umuligt at foretage en pålidelig vurdering af modellens statistiske fit.
If the EC50 value lies outside the range of test concentrations, associated confidence intervals will be large and a proper assessment of the statistical fit of the model may not be possible.
Hvis målet er at bestemme en LOEC/NOEC-værdi, skal den laveste testkoncentration være så lav, at væksten ikke er væsentligt lavere end i kontrolprøven.
If the aim is to estimate the LOEC/NOEC, the lowest test concentration should be low enough so that growth is not significantly less than that of the control.
Desuden skal den højeste testkoncentration være så høj, at væksten er væsentligt mindre end i kontrolprøven.
In addition, the highest test concentration should be high enough so that growth is significantly lower than that in the control.
Er det ikke tilfældet, må testen gentages med et andet koncentrationsområde (medmindre den højeste koncentration svarer til opløselighedsgrænsen eller til den maksimalt krævede grænsekoncentration, f.eks. 100 mg·l–1).
If this is not the case, the test will have to be repeated using a different concentration range (unless the highest concentration is at the limit of solubility or the maximum required limit concentration, e.g. 100 mg·l–1).
Hver test skal omfatte kontroller med samme næringssubstrat, samme antal blade og kolonier og samme miljøbetingelser og procedurer som testbeholderne, men uden teststof.
Every test should include controls consisting of the same nutrient medium, number of fronds and colonies, environmental conditions and procedures as the test vessels but without the test substance.
Hvis der anvendes et opløsnings- eller dispergeringsmiddel, skal der indgå en ekstra kontrolbehandling med samme koncentration af opløsnings/dispergeringsmiddel som i testbeholderne med teststof.
If an auxiliary solvent or dispersant is used, an additional control treatment with the solvent/dispersant present at the same concentration as that in the vessels with the test substance should be included.
Antallet af replikate kontrolprøver (og, i givet fald, prøver med opløsningsmiddel) skal mindst være lig antallet af beholdere for hver testkoncentration, og ideelt skal der være dobbelt så mange.
The number of replicate control vessels (and solvent vessels, if applicable) should be at least equal to, ideally twice, the number of vessels used for each test concentration.
Hvis der ikke kræves bestemmelse af NOEC, kan testens design ændres, så der er flere forskellige koncentrationer og færre replikater for hver koncentration.
If determination of NOEC is not required, the test design may be altered to increase the number of concentrations and reduce the number of replicates per concentration.
Der skal dog være mindst tre replikater af kontrolprøverne.
However, the number of control replicates must be at least three.
Kolonier bestående af 2 til 4 synlige blade overføres fra podekulturen i tilfældig orden til testbeholderne under aseptiske betingelser.
Colonies consisting of 2 to 4 visible fronds are transferred from the inoculum culture and randomly assigned to the test vessels under aseptic conditions.
Hver testbeholder skal indeholde i alt 9 til 12 blade.
Each test vessel should contain a total of 9 to 12 fronds.
Der skal være samme antal blade og kolonier i hver testbeholder.
The number of fronds and colonies should be the same in each test vessel.
Erfaringerne med brugen af metoden og oplysninger fra ringtest har vist, at tre replikater pr. behandling med 9 til 12 blade som startværdi i hver replikat er tilstrækkeligt til at påvise vækstforskelle mellem behandlingerne svarende til en hæmning på 4 til 7 %, beregnet som væksthastighed (10 til 15 %, beregnet som udbytte) (10).
Experience gained with this method and ring-test data have indicated that using three replicates per treatment, with each replicate containing 9 to 12 fronds initially, is sufficient to detect differences in growth of approximately 4 to 7 % of inhibition calculated by growth rate (10 to 15 % calculated by yield) between treatments (10).
Testbeholdernes placering i inkubatoren skal være randomiseret for at minimere indflydelsen af rumlige forskelle i lysintensitet eller temperatur.
A randomised design for location of the test vessels in the incubator is required to minimise the influence of spatial differences in light intensity or temperature.
Desuden skal testen enten have blokdesign, eller også skal testbeholderne omplaceres tilfældigt ved hver observation (eller hyppigere).
A blocked design or random repositioning of the vessels when observations are made (or repositioning more frequently) is also required.
Hvis en indledende stabilitetstest viser, at teststofkoncentrationen ikke kan opretholdes (dvs. den målte koncentration kommer ned under 80 % af den målte initialkoncentration) gennem hele testperioden (7 dage), anbefales et semistatisk testregime.
If a preliminary stability test shows that the test substance concentration cannot be maintained (i.e. the measured concentration falls below 80 % of the measured initial concentration) over the test duration (7 days), a semi-static test regime is recommended.
Dette gennemføres ved, at kolonierne eksponeres for friskfremstillede test- og kontrolopløsninger mindst to gange i løbet af testen (f.eks. på dag 3 og 5).
In this case, the colonies should be exposed to freshly prepared test and control solutions on at least two occasions during the test (e.g. days 3 and 5).
Hyppigheden af eksponeringen for friskt substrat afhænger af teststoffets stabilitet. Meget ustabile eller flygtige stoffer kan kræve hyppigere eksponering, for at koncentrationerne kan holdes tilnærmelsesvis konstante.
The frequency of exposure to fresh medium will depend on the stability of the test substance; a higher frequency may be needed to maintain near-constant concentrations of highly unstable or volatile substances.
I visse tilfælde kan det være nødvendigt at bruge en gennemstrømningsmetode (11)(13). Eksponeringsscenariet ved påføring på bladene (spray) er ikke omhandlet i denne metode.
In some circumstances, a flow-through procedure may be required (11)(13).
Der henvises i stedet til (14).
The exposure scenario through a foliar application (spray) is not covered in this Testing Method, instead see (14).
Inkubationsbetingelser
Incubation conditions
Belysningen skal være konstant og komme fra lysstofrør med »warm« eller »cool white« lys med en styrke, der vælges i området 85-135 μE·m–2·s–1, målt i det fotosyntetisk aktive spektrum (400-700 nm) i punkter med samme afstand fra lyskilden som bladene af Lemna (svarende til 6500-10000 lux).
Continuous warm or cool white fluorescent lighting should be used to provide a light intensity selected from the range of 85-135 μE·m–2·s–1 when measured in a photosynthetically active radiation (400-700 nm) at points the same distance from the light source as the Lemna fronds (equivalent to 6500-10000 lux).
Lysstyrken over testområdet må ikke afvige mere end ± 15 % fra den valgte lysstyrke.
Any differences from the selected light intensity over the test area should not exceed ± 15 %.
Den anvendte metode til lysdetektion og -måling, specielt den anvendte type sensor, vil påvirke måleværdien.
The method of light detection and measurement, in particular the type of sensor, will affect the measured value.
Sfæriske sensorer (som reagerer på lys fra alle vinkler over og under måleplanet) og cosinus-sensorer (som reagerer på lys fra alle vinkler over måleplanet) må foretrækkes frem for retningsbestemte sensorer og vil give højere aflæsninger fra en lyskilde bestående af mange punkter som den her beskrevne.
Spherical sensors (which respond to light from all angles above and below the plane of measurement) and ‘cosine’ sensors (which respond to light from all angles above the plane of measurement) are preferred to unidirectional sensors, and will give higher readings for a multi-point light source of the type described here.
Temperaturen i testbeholderne skal være 24 ± 2 °C.
The temperature in the test vessels should be 24 ± 2 °C.
Dog vil en afvigelse på mere end 1,5 enhed ikke gøre testen ugyldig, når det kan vises, at validitetskriterierne er opfyldt.
However, deviation of more than 1,5 units would not invalidate the test when it can be shown that validity criteria are met.
I særlige tilfælde, f.eks. testning af ustabile stoffer eller metaller, må der udvises ekstra opmærksomhed over for pH-afvigelse.
Additional care is needed on pH drift in special cases such as when testing unstable substances or metals.
Nærmere vejledning er givet i (11).
See (11) for further guidance.
Testen afsluttes 7 dage efter, at planterne er overført til testbeholderne.
The test is terminated 7 days after the plants are transferred into the test vessels.
Ved testens begyndelse tælles og registreres antallet af blade i testkarrene, idet der sørges for, at fremstående, klart synlige blade medtages.
At the start of the test, the frond number in the test vessels is counted and recorded, taking care to ensure that protruding, distinctly visible fronds are accounted for.
Antal blade med normalt og unormalt udseende bestemmes ved testens begyndelse, mindst hvert tredje døgn i løbet af eksponeringsperioden (dvs. mindst to gange i løbet af testperioden på syv dage) samt ved testens slutning.
Frond numbers appearing normal or abnormal, need to be determined at the beginning of the test, at least once every 3 days during the exposure period (i.e. on at least 2 occasions during the 7 day period), and at test termination.
Ændringer i planternes udvikling, f.eks. i bladstørrelse, udseende, tegn på nekrose, chlorose eller opsvulmethed, opbrydning af kolonierne eller tab af disses flydeevne, samt i røddernes længde og udseende, skal registreres.
Changes in plant development, e.g. in frond size, appearance, indication of necrosis, chlorosis or gibbosity, colony break-up or loss of buoyancy, and in root length and appearance, should be noted.
Særlige kendetegn ved testsubstratet (f.eks. ikke-opløst materiale i testbeholderen eller algevækst på denne) skal ligeledes registreres.
Significant features of the test medium (e.g. presence of undissolved material, growth of algae in the test vessel) should also be noted.
Foruden at bladantallet registreres under testen, vurderes teststoffets virkninger på en (eller flere) af følgende målevariabler:
In addition to determinations of frond number during the test, effects of the test substance on one (or more) of the following measurement variables are also assessed:
totalt bladareal
total frond area;
tør vægt
dry weight;
frisk vægt.
fresh weight.