natgillin/translations-raw huggingface dataset:
I henhold til kapitel IX, afsnit 2 og 3, i direktiv 2005/94/EF kan der på visse betingelser anvendes nødvaccination og forebyggende vaccination.
Sections 2 and 3 of Chapter IX, of Directive 2005/94/EC allow the use of emergency and preventive vaccination under certain conditions.
En af betingelserne er, at der anvendes en DIVA-strategi (DIVA = Differentiating Infected from Vaccinated Animals = differentiering mellem inficerede og vaccinerede dyr).
One of those conditions is that a ‘DIVA’ (Differentiating Infected from Vaccinated Animals) strategy is employed.
Vaccination skal tage sigte på at forebygge infektion og efterfølgende spredning af virus mellem flokke.
Vaccination must be aimed at preventing the infection and subsequent spreading of virus between flocks.
Der foreligger klar dokumentation for, at vaccination indebærer, at der skal en større mængde virus til at inficere fugle, og at der udskilles en mindre mængde virus.
There is indisputable evidence to show vaccination increases the amount of virus needed to infect birds and decreases the amount of virus excreted.
Skønt vaccinerede fugle ikke længere udviser kliniske tegn, kan de imidlertid fortsat sprede virus under bestemte forhold.
However, although vaccinated birds do no longer develop clinical signs they can still spread virus when challenged.
HPAI-vira af subtype H5 og H7 kan således cirkulere ubemærket i nogen tid i en flok med suboptimale immunitetsniveauer, på samme måde som LPAI-vira kan det i en uvaccineret flok.
Thus HPAI viruses of H5 and H7 subtypes could circulate unnoticed for some time in a flock with suboptimal levels of immunity in the same way that LPAI viruses could do in an unvaccinated flock.
Der er derfor behov for at kunne identificere viruspositive vaccinerede flokke, der er blevet inficeret med naturligt forekommende virus, så andre bekæmpelsesforanstaltninger, f.eks. nedslagning (stamping out), kan gennemføres.
There is therefore a need to be able to identify virus positive vaccinated flocks that have become infected with field virus so that other control measures, such as stamping out, can be implemented.
Anvendelse af kontroldyr til overvågning af infektion
Use of sentinels for monitoring infection
På flokniveau udgør regelmæssig overvågning af kontroldyr, der efterlades uvaccinerede i de vaccinerede flokke, en enkel metode, men der er visse styringsproblemer forbundet med denne fremgangsmåde, navnlig med hensyn til at identificere kontroldyrene, især i store flokke.
At the flock level, a simple method is to regularly monitor sentinel birds left unvaccinated in each vaccinated flock, but this approach does have some management problems, particularly in identifying the sentinels especially in large flocks.
Det skal sikres, at der er kontakt mellem kontroldyrene og de vaccinerede fugle.
The contact between the sentinels and the vaccinated birds must be ensured.
DIVA-laboratorietest til overvågning af infektion
DIVA laboratory test for monitoring infection
Som et alternativ eller et supplement hertil kan der gennemføres test til påvisning af naturlig eksponering på selve de vaccinerede fugle ved anvendelse af DIVA-laboratorietest.
As an alternative or in addition, testing for field exposure may be performed on the vaccinated birds itself by using DIVA laboratory tests.
Der er i de seneste år blevet udviklet en række testsystemer, som også muliggør påvisning af naturlig påvirkning af vaccinerede fugle.
Several test systems have been developed in recent years that also allow the detection of field challenge of vaccinated birds.
En af de metoder, der fungerer i praksis, er anvendelse af en vaccine, der indeholder et virus af samme hæmagglutininsubtype (H), men en anden neuraminidasetype (N) end det fremherskende naturligt forekommende virus.
One method that has proved workable is the use of a vaccine containing a virus of the same haemagglutinin (H) subtype but a different neuraminidase (N) from the prevailing field virus.
Antistoffer over for det naturligt forekommende virus' N fungerer som naturlige infektionsmarkører.
Antibodies to the N of the field virus act as natural markers of infection.
Det system blev anvendt i Italien, efter at LPAI H7N1-virus forekom på ny i 2000.
That system was used in Italy following the re-emergence of a LPAI H7N1 virus in 2000.
Som et supplement til direkte bekæmpelsesforanstaltninger blev der gennemført en DIVA-strategi, hvor man anvendte en vaccine, der indeholdt H7N3, til at bekæmpe en naturligt forekommende H7N1-infektion.
In order to supplement direct control measures, a DIVA strategy was implemented using a vaccine containing H7N3 to combat an H7N1 field infection.
Vaccinerede fugle og naturligt eksponerede fugle blev differentieret ved anvendelse af en serologisk test til påvisning af specifikke anti-N1-antistoffer.
Vaccinated and field exposed birds were differentiated using a serological test to detect specific anti-N1 antibodies.
Samme strategi blev anvendt til at bekæmpe LPAI forårsaget af H7N3 i Italien i 2002-2003, denne gang med en H7N1-vaccine og en serologisk test til specifik påvisning af antistoffer mod N3.
The same strategy was used to control LPAI caused by H7N3 in Italy in 2002 to 2003, in this case with an H7N1 vaccine and a serological test detecting antibodies against N3 specifically.
I begge tilfælde medførte vaccination kombineret med stamping out og anvendelse af DIVA-strategien udryddelse af det naturligt forekommende virus.
In both cases vaccination with stamping out using this DIVA strategy resulted in eradication of the field virus.
Der opstår problemer i forbindelse med systemet, hvis der opstår et naturligt forekommende virus, der har samme N-antigen som det eksisterende naturligt forekommende virus, men som er af en anden H-subtype end H5 eller H7, eller hvis subtyper med samme N-antigener allerede er i omløb.
Problems with that system arise if a field virus emerges that has the same N antigen as the existing field virus but are of another H subtype than H5 or H7 or if subtypes with the same N antigens are already circulating in the field.
Det vides, at navnlig ænder kan være bærere af mere end én subtype.
Particularly ducks are known to be carriers of more than one subtype.
Der var endvidere behov for at udvikle en egnet test, der ville muliggøre rutineovervågning af flokke med hensyn til anti-neuraminidase-antistoffer.
There was also a need to develop a suitable test that would allow the routine monitoring of flocks for anti-neuraminidase antibodies.
I Italien blev der udviklet og anvendt en serologisk ad hoc-test, der var baseret på en indirekte fluorescensantistoftest, hvor man som et antigen anvendte N-proteiner udtrykt ved baculovirus-rekombinanter.
In Italy an ‘ad hoc’ serological test based on an indirect fluorescent antibody assay, using as an antigen N proteins expressed by baculovirus recombinants was developed and used.
Anvendelsen af systemet bliver måske mere udbredt og lettere, når der er udviklet en ELISA-test.
That may have wider and easier application when an ELISA test is developed.
Anvendelse af vacciner, der udelukkende indeholder HA, f.eks. rekombinante vektorvacciner, muliggør klassiske AGID-test eller ELISA-test på basis af nukleoprotein, non-strukturelle proteiner eller matrixproteiner, der skal anvendes til at påvise infektioner hos vaccinerede fugle.
The use of vaccines containing only HA, such as recombinant vector vaccines, allows classical AGID tests or ELISA tests based on nucleoprotein, non-structural protein or matrix proteins to be used to detect infection in vaccinated birds.
Hvad angår inaktiverede vacciner foreligger der beskrivelse af en test, der påviser antistoffer over for non-strukturelt virusprotein, som kun dannes ved en naturlig infektion.
For inactivated vaccines, a test that detects antibodies to the non-structural virus protein that are only produced during natural infection has been described.
Et sådant system er endnu ikke blevet valideret ved anvendelse i praksis, men det har den begrænsning, at naturlig infektion af en flok med en influenzavirus, uanset subtype, medfører dannelse af antistoffer over for det non-strukturelle protein.
Such a system is yet to be validated in the field, but has the limitation that natural infection of a flock with any influenza virus, irrespective of subtype results in the production of antibodies directed against the non-structural protein.
Udvikling af hurtige og følsomme viruspåvisningsmetoder, navnlig metoder, der kan automatiseres, f.eks. real-time RT-PCR, indebærer, at de kan anvendes til enkel, omfattende og regelmæssigt testning af vaccinerede fugle for forekomst af naturligt forekommende virus.
The development of rapid and sensitive virus-detection methods, especially those that can be automated, such as real time RT-PCR, means that these could be used for simple widespread and regular testing of vaccinated birds for the presence of field virus.
Påvisning af agens vil imidlertid kun omfatte et kort moment i denne akutte infektionsfase og kan ikke anvendes til at konkludere, at en flok ikke tidligere har været eksponeret for virusset.
Agent detection, however, will be limited to a short window in the acute phase of the infection and cannot be used to conclude that a flock was not exposed to the virus in the past.
Denne fremgangsmåde er bedst egnet til at teste vaccinerede fugle, inden de flyttes, for at påvise, at de er fri for aktiv infektion.
This approach is most appropriate to the testing of vaccinated birds prior to movement to demonstrate freedom from active infection.
Antallet af prøver, der skal testes ved anvendelse af disse systemer, skal medføre, at man kan udelukke prævalens af AI-virusinfektion i en flok på over 15 % med en konfidens på 95 %.
The number of samples to be tested by the systems of choice must enable the exclusion of a prevalence of AI virus infection in a flock of more than 15 % with confidence level of 95 %.
Strategier ved AI-diagnosticering
Strategies in the diagnosis of AI
Som fastsat i bilag IV til direktiv 2005/94/EF kan beslutninger om at anvende foranstaltninger i bestemte områder eller på kontaktbedrifter og foranstaltningernes strenghed i høj grad variere afhængigt af risikoens størrelse.
As set out in Annex IV to Directive 2005/94/EC, decisions to apply measures in specific areas or contact holdings and the severity of those measures may vary greatly with the magnitude of the risk.
På lignende vis vil den krævede diagnostiske bekræftelse af sygdommen normalt blive afvejet i forhold til de fremherskende forhold, farens størrelse og graden af risiko.
Similarly, the required diagnostic confirmation of disease is likely to be balanced against the prevailing situation, the magnitude of the hazard and the degree of risk.
Veterinærmyndighederne skal træffe beslutning om diagnostiske kendsgerninger, hvor hurtig sygdomsbekæmpelse og -udryddelse afvejes over for de potentielle konsekvenser af en fejldiagnose.
Veterinary authorities need to make decisions on diagnostic evidence that balance the rapid control and eradication of disease against the potential impact of misdiagnosis.
Sådanne vurderinger skal foretages under samtidig hensyntagen til mange faktorer, men visse situationer kan forudses.
Such judgements have to be made against the background of many factors at the time, but certain situations can be predicted.
Sygdomssituation
Disease situation
Potentielt problem
Potential problem
Diagnostiske kriterier
Diagnostic criteria
Ikke-specifikke symptomer, ingen officiel mistanke
Non specific signs, no official suspicion
Isoleret bedrift
Isolated holding
Der foretages hurtig påvisning baseret på M-gen-RT-PCR.
Carry out rapid detection based on M gene RT-PCR.
Differentialdiagnosticering i fornødent omfang.
Differential diagnosis as required
Mistanke om primærudbrud
Primary suspected outbreak
Der gennemføres komplet diagnostisk test, virusisolation og karakterisering.
Carry out full diagnostic testing, virus isolation and characterisation
Bedrift i område med høj fjerkræbelægningsgrad
Holding in densely populated poultry area
Der gennemføres komplet diagnostisk test, virusisolation og karakterisering, men med fokus på hurtige påvisnings- og karakteriseringsmetoder, navnlig metoder baseret på RT-PCR og sekventering [1].
Carry out full diagnostic testing, virus isolation and characterisation, but concentrate on rapid detection and characterisation methods especially those based on RT-PCR and sequencing [1].
Mistanke om udbrud efterfølgende
Second and subsequent suspected outbreaks
Isolerede bedrifter med en epidemiologisk forbindelse til primærudbrud, der er omfattet af mistanke
Isolated holdings, epidemiologically linked to primary suspected outbreak
Der fokuseres på hurtige påvisnings- og karakteriseringsmetoder, navnlig metoder baseret på RT-PCR og sekventering [1].
Concentrate on rapid detection and characterisation methods especially those based on RT-PCR and sequencing [1].
Bedrifter i område med høj fjerkræbelægningsgrad eller med mange epidemiologiske forbindelser
Holdings in densely populated poultry area or with many epidemiological links
Der anvendes hurtige påvisningsmetoder, der giver første dokumentation for forekomst af AI-virus [1].
Rely on rapid detection methods that give the earliest evidence of the presence of any AI virus [1].
Flere tilfælde af mistanke om udbrud eller hurtig sygdomsspredning på trods af overvågning
Multiple suspected outbreaks or disease spreading rapidly including surveillance
Spredning kan ikke holdes under kontrol uden hurtig indgriben
Spread will become uncontrollable without rapid intervention
Der anvendes hurtige påvisningsmetoder, der giver første dokumentation for forekomst af AI-virus, eller der lægges vægt på kliniske tegn [1].
Rely on rapid detection methods that give the earliest evidence of the presence of any AI virus or rely on clinical signs [1].
Diagnosticering af AI-virusinfektion hos svin og andre pattedyr
Diagnosis of infection with AI viruses in pigs and other mammals
AI hos svin
AI in pigs
AI-vira inficerer let svin, og skønt der i de fleste tilfælde kun er relativt begrænset replikation, kan inficerede svin muligvis overføre sygdommen til fjerkræ og andre modtagelige dyr.
AI viruses readily infect pigs and although replication is in most cases relatively restricted, there is a potential that infected pigs could transmit the disease to poultry and other susceptible animals.
Der har ikke hidtil været naturligt forekommende eksempler på, at inficerede svin overfører AI-vira af subtype H5 og H7.
To date, there is no evidence from the field that infected pigs transmit AI viruses of H5 and H7 subtypes.
Erfaringerne fra udbruddet i Nederlandene i 2003 viste, at H7N7-inficerede svin ikke viste kliniske tegn, der kunne tilskrives H7N7-infektionen.
Experience gained during the outbreak in the Netherlands in 2003 indicated that H7N7 infected pigs did not show clinical signs that could be attributed to the H7N7-infection.
Dertil kommer, at der tilsyneladende hidtil ikke er meldt om syge svin under H5N1-udbruddet i Asien og andre steder.
Moreover, apparently no diseased pigs have been reported to date during the H5N1 outbreak in Asia and elsewhere.
Derfor kan man ikke forlade sig på kliniske symptomer som tegn på, om svin er inficerede, selv om infektion af svin med andre influenzavira af aviær oprindelse kan give kliniske symptomer, når et virus har tilpasset sig værten.
Therefore, clinical signs may not be relied upon to indicate whether pigs are infected although clinical presentation due to infection of pigs with other influenza viruses of avian origin, can occur once a virus has become adapted to the host.
Diagnosticering af AI-virusinfektioner hos svin svarer i alt væsentligt til diagnosticering vedrørende fuglearter, idet der anvendes virusisolation, molekylære teknikker og påvisning af specifikke antistoffer ved anvendelse af hæmagglutinations-inhibitionstest.
The diagnosis of AI virus infections of pigs is essentially similar to diagnosis for avian species, relying on virus isolation, molecular techniques and detection of specific antibodies using haemagglutination inhibition tests.
Der er dog visse forskelle, og ingen af testene er fuldt valideret til anvendelse på svin til bekræftelse af AI-virusinfektion.
There are, however, certain differences and none of the tests are fully validated for the use in pigs to confirm infection with AI viruses.
Prøver til virusisolation
Samples for virus isolation
AI-virusinfektioner hos svin omfatter sædvanligvis kun luftvejene, og prøverne skal består af væv fra luftvejene, og, hvis det er relevant, svaberprøver fra svælg og næsebor, helst fra svin med tegn på den pågældende sygdom.
AI virus infections in pigs are usually restricted to the respiratory tract and samples must be respiratory tract tissues and, if appropriate, oropharyngeal or nasal swabs, preferably taken from pigs showing signs of that disease.
Vævsprøverne og svaberprøverne kan forberedes til virusisolation eller molekylær påvisning af virus ved anvendelse af de teknikker, der er beskrevet ovenfor vedrørende prøver af fugle.
These samples and swabs may be processed for virus isolation or molecular detection of virus, using the same techniques described above for samples from birds.
Når der anvendes PCR-teknikker, skal man imidlertid sørge for korrekt kontrol for at sikre, af amplifikationen ikke hæmmes af stoffer i svineprøverne.
However, when using PCR techniques, proper controls must be used to ensure that the amplification is not inhibited by substances in the samples from pigs.
Inokulation og rugning af æg
Inoculation and incubation of eggs
For at isolere influenzavira fra pattedyr i 9-11 dage gamle befrugtede hønseæg er det almindelig praksis at inokulere hvert enkelt æg gennem allantoishulen ind i amnionhulen.
To isolate mammalian influenza viruses in 9- to 11-day-old embryonated fowls' eggs it is usual practice to inoculate each egg via the allantoic cavity and into the amniotic cavity.
Hvis man tester svin i kontakt med AI-vira, i tilfælde af at virus har haft ringe mulighed for at tilpasse sig, er det dog sandsynligvis tilstrækkeligt med inokulation af allantoishulen.
However, when testing pigs in contact with AI viruses, when virus has had little opportunity to adapt, allantoic cavity inoculation is probably sufficient.
Ligeledes anbefales normalt 35 °C som rugetemperatur til isolation af influenza A-vira fra pattedyr, men når det drejer sig om vira, der kun i ringe grad har tilpasset sig svin, er 37 °C ikke til skade for virusisolationen.
Similarly, 35 oC is usually recommended for the incubation temperature for isolation of mammalian influenza A viruses, but again for viruses poorly adapted to pigs, 37 oC is not be detrimental to virus isolation.
Test til påvisning af specifikke antistoffer ved HI-test
Test for specific antibodies in HI tests
Virusisolation eller molekylær påvisning er sandsynligvis de mest følsomme metoder til at konstatere AI-virusinfektion hos svin.
Virus isolation or molecular detection are likely to be the most sensitive for determining AI virus infections of pigs.
Der er dog også konstateret serologiske reaktioner hos svin, når der ikke er anvendt virusisolation eller molekylær påvisning.
However, serological responses in pigs have been detected in the absence of virus isolation or detection.
HI-test, hvor der anvendes serum fra svin, forudsætter visse ændringer i forhold til den test, der anvendes til serum fra fugle, jf. kapitel VIII.
HI tests, using pig sera, require some modifications to the test used for avian sera referred to in Chapter VIII.
Svineserum er berygtet for at vise non-specifik inhibition ved HI-test, og de enkelte serumprøver skal derfor behandles med et receptornedbrydende enzym (RDE), så dette ikke sker.
Pig sera are notorious for their property of non-specific inhibition in HI tests and therefore each serum sample must be treated with a receptor destroying enzyme (RDE) to prevent this from occurring.
Følgende metode skal anvendes:
The following method must be used:
Til 100 μl svineantiserum tilsættes 400 μl RDE (forudfastsat arbejdsfortynding), og der blandes grundigt.
To 100 μl of pig antiserum add 400 μl RDE (predetermined working dilution) and mix thoroughly.
Der inkuberes ved 37 °C i en time.
Incubate at 37 oC for one hour.
Der inkuberes dernæst i 30 minutter ved 56 °C.
Then incubate for 30 minutes at 56 oC.
Prøverne nedkøles ved 4 °C i mindst 15 minutter.
Cool samples at 4 oC for a minimum of 15 minutes.
Der tilsættes 10 μl 30 % (v/v pakkede celler) røde blodlegemer fra celler, og der blandes kraftigt.
Add 10 μl of 30 % (v/v packed cells) chick red blood cells and mix vigorously.
Det behandlede serum anvendes dernæst til HI-test som beskrevet vedrørende fugleserum i punkt [..], idet den første fortynding er 1:10.
The treated serum is then used in HI tests as described for avian sera in paragraph [..], the initial dilution is 1:10.
Der skal anvendes et sæt svinesera med en kendt sero-negativ-status med hensyn til AI til at vurdere HI-testens specificitet i forbindelse med den virusstamme, der skal benyttes (se anvendelse af virusstamme fra udbruddet til serologisk undersøgelse; kapitel VIII).
A set of sera of pigs with a known sero-negative status regarding AI must be used to assess the specificity of the HI test for the virus strain to be used (see use of virus strain for serology derived from the outbreak; Chapter VIII).
Under udbruddet i Nederlandene i 2003 blev der påvist op til 2,6 % non-specifikke reaktorer ved den HI-test, hvor man anvender svinesera, der var indsamlet uafhængigt af udbruddet.
During the outbreak in the Netherlands in 2003 up to 2,6 % non-specific reactors were detected in the HI test using pig sera that were collected independently of the outbreak
Udtagning af prøver fra svin
Sampling of pigs
Navnlig på bedrifter, hvor der holdes både svin og fjerkræ, enten blandet eller i separate stalde, er der risiko for, at svin inficeres med AI direkte eller indirekte via kontakt med fjerkræ eller fjerkræprodukter.
Particularly on farms that keep both pigs and poultry, either mixed or in separate houses, pigs are at risk of becoming infected with AI directly or indirectly via contact with poultry or poultry products.
For at udelukke infektion tages der svaberprøver fra svælg og næsebor og blodprøver i henhold til de procedurer, der er beskrevet i kapitel IV, punkt 8.21.
To exclude such infection, oropharyngeal or nasal swabs and blood samples must be collected according to the procedures described in point 8.21 of Chapter IV.
Prøverne tages fra svin, der udviser kliniske tegn på sygdommen.
Samples must be obtained from pigs that show clinical signs of the disease.
Hvis de imidlertid ikke udviser nogen kliniske tegn, kan prøverne tages tilfældigt alle steder i stalden.
However, when they do not show any clinical signs, samples may be collected at random over all sections of the house.
Hvis laboratoriet har mulighed for det, testes svaberprøverne med hurtige molekylære test og/eller virusisolation.
If available in the laboratory, swabs must be tested in rapid molecular tests and/or virus isolation.
RT-PCR skal i forvejen være korrekt valideret og have en følsomhed, der mindst svarer til virusisolation i æg til påvisning af influenza A-vira.
The RT-PCR must have been appropriately validated and have a sensitivity at least equivalent to virus isolation in eggs for influenza A viruses.
2-4 uger efter aflivning af det AI-inficerede fjerkræ tages der mindst 60 blodprøver fra svin, således at i hvert fald nogle af prøverne tages fra grupper af svin, der er i direkte kontakt med hinanden.
Two to four weeks after culling of the AI infected poultry, at least 60 blood samples must be collected from pigs in such a way that at least some samples are obtained from groups of pigs that are in direct contact with each other.
Prøverne testes med HI-test med anvendelse af virus fra det pågældende udbrud hos fjerkræ.
Samples must be tested in the HI test using virus derived from the poultry outbreak.
I samme test skal der testes prøver fra såvel den akutte fase som rekonvalescensfasen.
Samples from both the acute and convalescent phases must be tested in the same test.