natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Pelleten resuspenderes i 1,5 ml pelletbuffer (tillæg 3).
Resuspend the pellet in 1,5 ml pellet buffer (Appendix 3).
Der anvendes 500 µl til test for C. m. subsp. sepedonicus, 500 µl til test for Ralstonia solanacearum og 500 µl til referenceformål.
Use 500 µl to test for C. m. subsp. sepedonicus, 500 µl for Ralstonia solanacearum and 500 µl for reference purposes.
Der tilsættes steril glycerol, til der opnås en slutkoncentration 10-25 % (v/v), til 500 µl af referencedelprøven og til den resterende testdelprøve, der vortexes, og prøverne opbevares ved –16 til –24 °C (uger) eller ved –68 til –86 °C (måneder).
Add sterile glycerol to final concentration of 10 to 25 % (v/v) to the 500 µl of the reference aliquot and to the remaining test aliquot, vortex and store at –16 to –24 °C (weeks) or at 68 to –86 °C (months).
Testdelprøverne opbevares ved 4-10 °C under testen.
Preserve the test aliquots at 4 to 10 °C during testing.
Gentagen nedfrysning og optøning frarådes.
Repeated freezing and thawing is not advisable.
Hvis det er nødvendigt at transportere ekstraktet, skal levering foregå i en køleboks inden 24-48 timer.
If transport of the extract is required, ensure delivery in a cool box within 24 to 48 hours.
Det er nødvendigt, at alle positive C. m. subsp. sepedonicus-kontroller og prøver behandles for sig for at undgå kontaminering.
It is imperative that all C. m. subsp. sepedonicus positive controls and samples are treated separately to avoid contamination.
Dette gælder IF-glas og alle test.
This applies to IF slides and to all tests.
Med henblik på påvisning af latente populationer af C. m. subsp. sepedonicus anbefales det at teste sammensatte prøver.
For detection of latent C. m. subsp. sepedonicus populations it is advised to test composite samples.
Proceduren kan anvendes til sammensatte prøver af op til 200 stængeldele.
The procedure can be conveniently applied for composite samples of up to 200 stem parts.
(Undersøgelser af en given plantepopulation bør baseres på en statistisk repræsentativ prøve af plantepopulationen.)
(Where surveys are performed they should be based on a statistically representative sample of the plant population under investigation.)
Med en ren, desinficeret kniv eller beskæresaks fjernes et stykke på 1-2 cm forneden af hver stængel lige over jorden.
With a clean disinfected knife or pruning shears, remove a 1 to 2 cm segment from the base of each stem, just above the soil level.
Stængelstykkerne desinficeres kortvarigt med 70 % ethanol og tørres straks på filtrerpapir.
Disinfect stem segments briefly with ethanol 70 % and immediately blot dry on tissue paper.
Stængelstykkerne samles i en lukket steril beholder i overensstemmelse med følgende procedurer:
Collect stem segments in a closed sterile container according to the following sampling procedures:
Stængelstykkerne behandles på en af nedenstående måder:
Process the stem segments by one of the following procedures: either,
Stykkerne behandles straks ved knusning i en kraftig pose til macerering (f.eks. Stomacher- eller Bioreba-pose) med en passende mængde ekstraktionsbuffer (tillæg 3) ved hjælp af en gummihammer eller egnet formalingsudstyr (f.eks. Homex).
process immediately. By crushing the segments in a strong maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba) with an appropriate volume of extraction buffer (Appendix 3) using a rubber mallet or appropriate grinding apparatus (e.g. Homex).
Hvis dette ikke er muligt, opbevares stængelstykkerne i højst 72 timer på køl eller højst 24 timer ved stuetemperatur.
If this is not possible, store the stem segments refrigerated for not longer than 72 hours or for not longer than 24 hours at room temperature.
Supernatanten dekanteres fra, efter at prøven har fået lov at bundfælde i 15 min.
Decant the supernatant after settling for 15 minutes.
Yderligere klaring af ekstraktet eller opkoncentrering af bakteriefraktionen er normalt ikke nødvendig, men kan foretages ved filtrering og/eller centrifugering som beskrevet i afsnit 3.1.4-3.1.6.
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in section 3.1.4 to 3.1.6.
Det rene eller koncentrerede prøveekstrakt deles i 2 lige store dele.
Divide the neat or concentrated sample extract into 2 equal parts.
Den ene halvdel opbevares ved 4-10 °C under testen, mens den anden halvdel opbevares i 10-25 % (v/v) steril glycerol ved –16 til –24 °C (uger) eller ved –68 til –86 °C (måneder) med henblik på et evt. behov for yderligere testning.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months) in case further testing is required.
Det anbefales, at IF-testen anvendes som den primære screeningtest på grund af dens dokumenterede robusthed i forbindelse med de tærskelværdier.
The use of the IF test as the principal screening test is recommended because of its proven robustness to achieve the required thresholds.
Når IF-testen anvendes som den primære screeningtest og IF-resultatet er positivt, skal PCR-testen eller FISH-testen gennemføres som anden screeningtest.
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Når IF-testen anvendes som anden screeningtest og IF-resultatet er positivt, skal der gennemføres yderligere test i henhold til flowdiagrammet for at komplettere analysen.
When the IF test is used as the second screening test and the IF reading is positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the analysis.
Der skal altid anvendes et polyklonalt antistof, når IF-testen anvendes som den primære screeningtest.
Always use a polyclonal antibody, when the IF test is used as the principal screening test.
I tilfælde af et positivt IF-resultat med et polyklonalt antistof kan en supplerende screening med et monoklonalt antistof give større specificitet, men den kan være mindre følsom.
In case of a positive IF reading with a polyclonal antibody further screening of the sample with a monoclonal antibody may provide more specificity but can be less sensitive.
Der anvendes antistoffer over for en referencestamme af C. m. subsp. sepedonicus.
Use antibodies to a reference strain of C. m. subsp. sepedonicus.
Det anbefales, at titeren bestemmes for enhver ny antistofbatch.
It is recommended that the titre is determined for each new batch of antibodies.
Titeren defineres som den største fortynding, ved hvilken der opstår optimal reaktion ved test af en suspension af 105 til 106 celler/ml fra den homologe stamme af C. m. subsp. sepedonicus. Der benyttes en passende fortynding af fluoresceinisothiocyanatkonjugatet (FITC-konjugatet) ifølge producentens anbefalinger.
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of C. m. subsp. sepedonicus and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer's recommendations.
De ubehandlede polyklonale eller monoklonale antistoffer bør have en IF-titer på mindst 1:2000.
The crude polyclonal or monoclonal antibodies should have an IF titre of at least 1:2000.
Under testen bør antistofferne anvendes som en arbejdsfortynding (WD), der er den samme som eller tæt på titeren.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) (WD) close to or at the titre.
Der anvendes validerede antistoffer (jf. webstedet http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Use validated antibodies (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Testen bør gennemføres på frisklavede prøveekstrakter.
The test should be performed on freshly-prepared sample extracts.
Om nødvendigt kan testen udmærket gennemføres på ekstrakter, der er opbevaret ved –68 til –86 °C under glycerol.
If necessary, it can be successfully performed on extracts stored at –68 to –86 °C under glycerol.
Glycerol kan fjernes fra prøven ved tilsætning af 1 ml pelletbuffer (tillæg 4), ny centrifugering i 15 min. ved 7000 g og resuspension i en tilsvarende mængde pelletbuffer.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and resuspension in an equal volume of pellet buffer.
Dette er ofte unødvendigt, særlig hvis prøverne er fikseret til objektglassene ved flambering (jf. 2.2).
This is often not necessary, especially if slides samples are fixed to the slides by flaming (see 2.2).
Der forberedes særskilte, positive kontrolglas fra den homologe stamme eller en anden referencestamme af C. m. subsp. sepedonicus suspenderet i kartoffelekstrakt, som angivet i tillæg 2, og evt. i buffer.
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2, and optionally in buffer.
Naturligt inficeret væv (opbevaret evt. efter frysetørring eller ved frysning ved –16 til –24 °C) bør anvendes, når det er muligt, som en lignende kontrol på samme glas.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilization or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Som negative kontroller anvendes delprøver af prøveekstrakt, som tidligere er testet negativt.
As negative controls, use aliquots of sample extract which previously tested negative.
Der benyttes objektglas med flere brønde og helst med ti vinduer med en diameter på mindst 6 mm.
Use multiwell microscope slides with preferably 10 windows of at least 6 mm diameter.
Test af kontrolmateriale foretages som for prøvernes vedkommende.
Test control material in an identical manner as the sample(s).
Testglassene tilberedes på en af nedenstående måder:
Prepare the test slides by one of the following procedures:
For pellets med forholdsvis lidt bundfældet stivelse:
For pellets with relatively little starch sediment:
En afmålt standardmængde (15 µl er passende for 6 mm vinduesdiameter — mængden øges forholdsmæssigt for større vinduer) af en fortynding på 1:100 af den resuspenderede kartoffelpellet afpipetteres på det første vindue.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Derefter afpipetteres en lignende mængde ufortyndet pellet (1:1) på de øvrige vinduer i rækken.
Subsequently pipette a similar volume of undiluted pellet (1/1) onto the remaining windows on the row.
Den anden række kan anvendes som duplikat eller til en anden prøve som beskrevet i figur 1.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 1.
For andre pellets:
For other pellets:
Der laves tifoldsfortyndinger (1:10 og 1:100) af den resuspenderede pellet i pelletbuffer.
Prepare decimal dilutions (1/10 and 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
En afmålt standardmængde (15 µl er passende for 6 mm vinduesdiameter — mængden øges forholdsmæssigt for større vinduer) af den resuspenderede pellet og hver fortynding afpipetteres på en række vinduer.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter-scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Den anden række kan anvendes som duplikat eller til en anden prøve som beskrevet i figur 2.
The second row can be used as duplicate or for a second sample as presented in Figure 2.
Dråberne tørres ved stuetemperatur eller ved opvarmning til 40-45 °C.
Dry the droplets at ambient temperatures or by warming at temperature of 40 to 45 °C.
Bakteriecellerne fikseres på glasset ved opvarmning (15 min. ved 60 °C), ved flambering, med 95 % ethanol eller ifølge særlige anvisninger fra antistofleverandørerne.
Fix the bacterial cells to the slide either by heating (15 minutes at 60 °C), flaming, with 95 % ethanol or according to specific instructions from the suppliers of the antibodies.
Glas med fikseret materiale kan om nødvendigt derefter opbevares frosset i en udtørret beholder så kort tid som nødvendigt (højst 3 måneder) inden yderligere test.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of 3 months) prior to further testing.
IF-procedure
IF procedure:
Forberedelse af testglas som beskrevet ovenfor i punkt 4.1, nr. i):
According to test slide preparation in 4.1(i):
Der laves en række tofoldsfortyndinger af antistoffet i IF-buffer.
Prepare a set of twofold dilutions of the antibody in IF buffer.
Den første brønd bør have 1/2 af titeren (T/2), de øvrige 1/4 af titeren (T/4), 1/2 af titeren (T/2), titeren (T) og det dobbelte af titeren (2T).
The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Forberedelse af testglas som beskrevet ovenfor i punkt 4.1, nr. ii):
According to test slide preparation in 4.1(ii):
Der laves en arbejdsfortynding (WD) af antistoffet i IF-buffer.
Prepare the working dilution (WD) of the antibody in IF buffer.
Arbejdsfortyndingen påvirker specificiteten.
The working dilution affects the specificity.
Forberedelse af objektglas som beskrevet i punkt 4.1, nr. i), og punkt 4.3, nr. i)
Preparation of the test slide according to 4.1(i) and 4.3(i)
Fortyndinger af resuspenderet pellet
Dilutions of resuspended pellet
Fortynding af resuspenderet pellet
Dilution of resuspended pellet
(T = titer)
(T = titre)
Tofoldsfortyndinger af antiserum/antistof
Twofold dilutions of antiserum/antibody
Prøve 1
Sample 1
Duplikat af prøve 1 eller prøve 2
Duplicate of sample 1 or sample 2
Forberedelse af testglas som beskrevet i punkt 4.1, nr. ii), og punkt 4.3, nr. ii)
Preparation of the test slide according to 4.1(ii) and 4.3(ii)
Arbejdsfortynding af antiserum/antistof
Working dilution of antiserum/antibody
tom
empty
Tifoldsfortynding af resuspenderet pellet
Decimal dilution of resuspended pellet
Objektglassene placeres på fugtigt filtrerpapir.
Arrange the slides on moist paper.
Testvinduerne dækkes hver især helt med antistoffortyndingen(-erne).
Cover each test window completely with the antibody dilution(s).
Den mængde antistof, der anbringes på de enkelte vinduer, skal mindst svare til den tilsatte mængde ekstrakt.
The volume of antibody applied on each window must be at least the volume of extract applied.
Følgende procedure følges, hvis der ikke foreligger særlige anvisninger fra antistofleverandørerne.
The following procedure should be carried out in the absence of specific instructions from the suppliers of the antibodies:
Glassene inkuberes tildækket på fugtigt papir i 30 min. ved stuetemperatur (18-25 °C).
Incubate the slides on moist paper under a cover for 30 minutes at ambient temperature (18 to 25 °C).
Dråberne rystes af de enkelte glas, og glassene skylles forsigtigt med IF-buffer.
Shake the droplets off each slide and rinse carefully with IF buffer.
De vaskes ved nedsænkning i 5 min. i IF-buffer-Tween (tillæg 3) og efterfølgende i 5 min. i IF-buffer.
Wash by submerging for 5 minutes in IF buffer-Tween (Appendix 3) and subsequently for 5 minutes in IF buffer.
Aerosoldannelse eller overførsel af dråber, der kan medføre krydskontaminering, skal undgås.
Avoid causing aerosols or droplet transfer that could result in cross-contamination.
Overskydende fugt fjernes omhyggeligt ved at duppe dem forsigtigt.
Carefully remove excess moisture by blotting gently.
Testvinduerne dækkes med den fortynding af FITC-konjugatet, der er brugt til at bestemme titeren.
Cover the test windows with the dilution of FITC conjugate used to determine the titre.
Den mængde konjugat, der anbringes på vinduerne, skal svare til den tilsatte mængde antistof.
The volume of conjugate applied on the windows must be identical to the volume of antibody applied.
Konjugatdråberne rystes af glasset.
Shake the droplets of conjugate off the slide.
Glassene skylles og vaskes som ovenfor (4.3.3).
Rinse and wash as before (4.3.3).
Overskydende fugt fjernes forsigtigt.
Carefully remove excess moisture.
5-10 µl af 0,1 M fosfatbufferet glycerol (tillæg 3) eller et tilsvarende indlejringsmiddel, der modvirker falmning, og som kan fås i handelen, afpipetteres på hvert vindue, og der sættes dækglas på.
Pipette 5 to 10 µl of 0,1M phosphate-buffered glycerol (Appendix 3) or a commercially antifading mountant on each window and apply a coverslip.
Aflæsning af IF-testen:
Reading the IF test:
Testglassene undersøges i et epifluorescensmikroskop med et filter, som er egnet til arbejdet med FITC, i immersionsolie eller -vand ved 500-1000 ganges forstørrelse.
Examine test slides on an epifluorescence microscope with filters suitable for excitation of FITC, under oil or water immersion at a magnification of 500 to 1000.
Vinduerne gennemsøges langs to diametre vinkelret på hinanden og langs omkredsen.
Scan windows across two diameters at right angles and around the perimeter.
Ved prøver, hvor der ikke konstateres nogen eller kun få celler, undersøges mindst 40 mikroskopfelter.
For samples showing no or low number of cells observe at least 40 microscope fields.
Glasset med den positive kontrol undersøges først.
Check the positive control slide first.
Cellerne skal være stærkt fluorescerende og fuldstændigt farvede ved den antistoftiter eller arbejdsfortynding, der er bestemt.
Cells must be bright fluorescent and completely stained at the determined antibody titre or working dilution.
IF-testen (tillæg 4) gentages, hvis farvningen er unormal.
The IF test (section 4) must be repeated if the staining is aberrant.
Dernæst observeres, om der er stærkt fluorescerende celler med den karakteristiske morfologi for C. m. subsp. sepedonicus i testvinduerne på glassene (jf. webstedet http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Observe for bright fluorescing cells with characteristic morphology of C. m. subsp. sepedonicus in the test windows of the test slides (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Fluorescensens intensitet skal mindst svare til den positive kontrolstammes ved samme antistoffortynding.
The fluorescence intensity must be equivalent or better to the positive control strain at the same antibody dilution.
Celler med ufuldstændig farvning eller med svag fluorescens ses der bort fra.
Cells with incomplete staining or with weak fluorescence must be disregarded.
Hvis der er mistanke om kontaminering, gentages testen.
If any contamination is suspected the test must be repeated.
Det kan være tilfælde, hvis alle objektglas i en batch har positive celler som følge af kontaminering af buffer, eller hvis der konstateres positive celler (uden for vinduerne på objektglasset) på glassets belægning.
This may be the case when all slides in a batch show positive cells due to the contamination of buffer or if positive cells are found (outside of the slide windows) on the slide coating.
Der er flere problemer forbundet med immunofluorescens-testens specificitet.
There are several problems inherent to the specificity of the immunofluorescence test.
Baggrundsflora af fluorescerende celler med atypisk morfologi og krydsreagerende blødrådsbakterier, som i størrelse og morfologi ligner C. m. subsp. sepedonicus vil sandsynligvis forekomme i pellets af navleende og stængelstykker fra kartofler.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. sepedonicus are likely to occur in potato heel end core and stem segment pellets.
Kun fluorescerende celler med typisk størrelse og morfologi ved den antistoftiter eller arbejdsfortynding, der er beskrevet i punkt 4.3, tages i betragtning.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology at the titre or working dilution of the antibodies as in 4.3.
Fortolkning af IF-resultatet:
Interpretation of the IF reading:
Hvis der findes stærkt fluorescerende celler med karakteristisk morfologi, anslås det gennemsnitlige antal typiske celler pr. mikroskopfelt, og antal typiske celler pr. ml resuspenderet pellet beregnes (tillæg 4).
If bright fluorescing cells with characteristic morphology are found, estimate the average number of typical cells per microscope field and calculate the number of typical cells per ml of resuspended pellet (Appendix 4).
IF-resultatet er positivt for prøver med mindst 5 × 103 typiske celler pr. ml resuspenderet pellet.
The IF reading is positive for samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet.
Prøven betragtes som potentielt kontamineret, og der skal gennemføres supplerende test.
The sample is considered potentially contaminated. and further testing is required.
IF-resultatet er negativt for prøver med under 5 × 103 celler pr. ml resuspenderet pellet, og prøven anses for negativ.
The IF reading is negative for samples with less than 5 × 103 cells per ml resuspended pellet and the sample is considered negative.
Det er ikke nødvendigt med yderligere test.
Further testing is not required.
FISH-TEST
FISH TEST
Når FISH-testen anvendes som den første screeningtest og resultatet er positivt, skal IF-testen gennemføres som anden obligatoriske screeningtest.
When the FISH test is used as the first screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Når FISH-testen anvendes som anden screeningtest og resultatet er positivt, skal der gennemføres yderligere test i henhold til flowdiagrammet for at komplettere diagnosen.
When the FISH test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Der skal anvendes validerede C. m. subsp. sepedonicus-specifikke oligo-prober (tillæg 7).
Use validated C. m. subsp. sepedonicus-specific oligo-probes (Appendix 7).
Indledende test med denne metode skulle muliggøre reproducerbar påvisning af mindst 103-104 celler af C. m. subsp. sepedonicus pr. ml tilsat til prøveekstrakter, som tidligere er testet negative.
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of at least 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Følgende procedure bør gennemføres på frisklavet prøveekstrakt, men kan også udmærket gennemføres på prøveekstrakt, der er opbevaret under glycerol ved –16 til –24 °C eller –68 til –86 °C.
The following procedure should preferably be performed on freshly prepared sample extract but can also be successfully performed on sample extract that has been stored under glycerol at –16 to –24 °C or –68 to –86 °C.
Som negative kontroller anvendes delprøver af prøveekstrakt, som tidligere er testet negativt for C. m. subsp. sepedonicus.
As negative controls, use aliquots of sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. sepedonicus.
Til anvendelse som positive kontroller forberedes suspensioner med 105 til 106 celler pr. ml C. m. subsp. sepedonicus (f.eks. stamme NCPPB 4053 eller PD 406) i 0,01 M fosfatbuffer fra en 3-5 dage gammel dyrkning (forberedelse, se tillæg 2).
As positive controls prepare suspensions containing 105 to 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus (e.g. strain NCPPB 4053, or PD 406) in 0,01M phosphate buffer (PB) from a three to five day culture (preparation see Appendix 2).
Der forberedes særskilte glas med positive kontroller fra den homologe stamme eller en anden referencestamme af C. m. subsp. sepedonicus suspenderet i kartoffelekstrakt, som angivet i tillæg 2.
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of C. m. subsp. sepedonicus, suspended in potato extract, as specified in Appendix 2.
Ved at anvende den FITC-mærkede eubakterielle oligo-probe kan hybridiseringsprocessen kontrolleres, da den farver alle eubakterier, der forekommer i prøven.
The use of the FITC-labelled eubacterial oligo-probe offers a control for the hybridisation process, since it will stain all eubacteria that are present in the sample.