natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Der indsamles 0,5-1 kg jord pr. prøve på 60 steder pr. 0,3 ha i en dybde af 10-20 cm (eller i et kvadratnet på 7 × 7 m). Hvis der er mistanke om, at patogenet er til stede, øges antallet af indsamlingssteder til 120 pr. 0,3 ha.
Collect 0,5 to 1 kg of soil per sample from 60 sites per 0,3 ha from a depth of 10 to 20 cm (or in a grid of 7 x 7 metres) If the pathogen is suspected to be present, increase the number of collection points to 120 per 0,3 ha.
Prøverne opbevares ved 12-15 °C, indtil de skal analyseres.
Maintain samples at 12 to 15 °C prior to testing.
Til prøver af affald fra kartoffelforarbejdning og kloakslam indsamles i alt 1 kg materiale fra forskellige steder, som repræsenterer den samlede mængde slam, der skal analyseres.
Sample potato processing and sewage sludges by collecting a total of 1 kg from sites representing the total volume of sludge to be tested.
Hver prøve blandes grundigt inden testen.
Mix each sample well before testing.
Delprøver på 10-25 g jord eller slam dispergeres med orbitalryster (250 rpm) i 60-150 ml ekstraktionsbuffer (tillæg 4) i op til 2 timer.
Disperse sub-samples of 10 to 25 g of soil or sludge by rotary shaking (250 rpm) in 60 to 150 ml extraction buffer (Appendix 4) for up to two hours.
Om nødvendigt kan der tilsættes 0,02 % sterilt Tween 20 og 10-20 g sterilt grus for at fremme dispersionen.
If required, addition of 0,02 % sterile Tween-20 and 10 to 20 g sterile gravel may assist dispersion.
Suspensionen holdes på 4 °C under testen.
Maintain the suspension at 4 °C during testing.
OPTIMEREDE PROTOKOLLER TIL PÅVISNING OG IDENTIFIKATION AF R. SOLANACEARUM
OPTIMISED PROTOCOLS FOR DETECTION AND IDENTIFICATION OF R. SOLANACEARUM
DIAGNOSTICERINGS- OG PÅVISNINGSTEST
DIAGNOSTIC AND DETECTION TESTS
Tilstedeværelsen af R. solanacearum i stængler af visnende kartoffel- eller tomatplanter eller andre værtsplanter kan påvises ved følgende enkle test: Stænglen overskæres lige over jorden.
The presence of R. solanacearum in stems of wilting potato, tomato or other host plants can be indicated by the following simple presumptive test: Cut the stem just above the soil level.
Den overskårne stængel anbringes i et glas med rent vand.
Suspend the cut surface in a tube of clean water.
Det observeres, om de karakteristiske tråde af bakterieslim spontant strømmer ud af de overskårne karstrenge efter et par minutter.
Observe for characteristic spontaneous streaming of threads of bacterial slime from the cut vascular bundles after a few minutes.
Der tilberedes et udstrygningspræparat af bakteriesekret fra inficeret væv eller af en 48-timers kultur på YPGA- eller SPA-medie (tillæg 2) på et objektglas.
Prepare a smear of bacterial ooze from infected tissue or from a 48-hour culture on YPGA or SPA medium (Appendix 2) on a microscope slide.
Som kontrol tilberedes positive udstrygningspræparater af en biovar 2-stamme af R. solanacearum og om nødvendigt et negativt udstrygningspræparat af en kendt PHB-negativ stamme.
Prepare positive control smears of a biovar 2 strain of R. solanacearum and, if considered useful, a negative control smear of a known PHB negative sp.
Prøven lufttørres, og undersiden af hvert objektglas føres hurtigt hen over en flamme, indtil præparaterne er fikseret.
Allow to air dry and pass the lower surface of each slide rapidly above a flame to fix the smears.
Prøven farves med enten Nile Blue eller Sudan Black og undersøges i mikroskop som beskrevet nedenfor.
Stain preparation with either Nile Blue or Sudan Black and observe microscopically as described below:
Nile Blue-test
Nile blue test:
Hvert objektglas overhældes med en vandig 1 % Nile Blue A-opløsning og inkuberes i 10 min. ved 55 °C.
Flood each slide with 1 % aquous solution of Nile Blue A and incubate for 10 minutes at 55 °C.
Farvningsopløsningen afdrænes.
Drain off the staining solution.
Prøven vaskes kort i langsomt rindende ledningsvand.
Wash briefly in gently running tap water.
Overskydende vand fjernes med filtrerpapir.
Remove excess water with tissue paper.
Udstrygningspræparatet overhældes med en vandig 8 % eddikesyreopløsning og inkuberes i 1 min. ved stuetemperatur.
Flood the smear with 8 % aqueous acetic acid and incubate for one minute at ambient temperature.
Prøven genfugtes med en dråbe vand, og der sættes dækglas på.
Re-moisten with a drop of water and apply a coverslip.
Det farvede udstrygningspræparat undersøges under et epifluorescensmikroskop ved 450 nm i immersionsolie ved 600-1000 ganges forstørrelse (der anvendes et olie- eller vandimmersionsobjektiv).
Examine the stained smear with an epifluorescence microscope at 450 nm under oil immersion at a magnification of 600 to 1000 using an oil- or water-immersion objective.
Der observeres for klart orange fluorescens fra PHB-korn.
Observe for bright orange fluorescence of PHB granules.
Desuden foretages observation i gennemfaldende normalt lys for at sikre, at kornene er intracellulære, og at cellemorfologien er typisk for R. solanacearum.
Also observe under transmitted normal light to ensure that the granules are intracellular and that cell morphology is typical of R. solanacearum.
Sudan Black-test
Sudan Black test:
Hvert objektglas overhældes med 0,3 % Sudan Black B-opløsning i 70 % ethanol og inkuberes i 10 min. ved stuetemperatur.
Flood each slide with 0,3 % Sudan Black B solution in 70 % ethanol and incubate for 10 minutes at ambient temperature.
Farvningsopløsningen afdrænes og vaskes hurtigt i ledningsvand, idet overskydende vand fjernes med filtrerpapir.
Drain off the staining solution and wash briefly in tap water, removing excess water with tissue paper.
Glassene neddyppes kort i xylen og tørres på filtrerpapir.
Dip the slides briefly in xylol and blot dry on tissue paper.
NB: Xylen er et sundhedsskadeligt produkt. Træf alle nødvendige sikkerhedsforanstaltninger og arbejd i stinkskab!
Caution: Xylol is harmful, take necessary safety precautions and work in a fume cupboard.
Objektglassene overhældes med 0,5 % (w/v) vandig safranin og henstår 10 sek. ved stuetemperatur.
Flood the slides with 0,5 % (w/v) aqueous safranin and leave for 10 seconds at ambient temperature.
NB: Safranin er et sundhedsskadeligt produkt. Træf alle nødvendige sikkerhedsforanstaltninger og arbejd i stinkskab!
Caution: Safranin is harmful, take necessary safety precautions and work in a fume cupboard.
Prøven vaskes i langsomt rindende vand og tørres på filtrerpapir, og der sættes dækglas på.
Wash in gently running tap water, blot dry on tissue paper and apply a coverslip.
De farvede udstrygningspræparater undersøges under et lysmikroskop med gennemfaldende lys i immersionsolie ved 1000 ganges forstørrelse (der anvendes et olieimmersionsobjektiv).
Examine stained smears with a light microscope using transmitted light under oil immersion at a magnification of 1000 using an oil-immersion objective.
Der observeres for blåsort farvning af PHB-korn i celler af R. solanacearum med lyserøde cellevægge.
Observe for blue-black staining of PHB granules in cells of R. solanacearum with pink-stained cell walls.
Agglutination af R. solanacearum-celler i bakteriesekret eller ekstrakter fra væv, der udviser symptomer, observeres bedst, hvis der anvendes validerede antistoffer (jf. tillæg 3) mærket med de rigtige farvede markører, såsom røde Staphylococcus aureus-celler eller farvede latex-partikler.
Agglutination of R. solanacearum cells in bacterial ooze or symptomatic tissue extracts is best observed using validated antibodies (see Appendix 3) labelled with appropriate coloured markers such as red Staphylococcus aureus cells or coloured latex particles.
Hvis der anvendes udstyr, som fås i handelen (jf. tillæg 3), følges fabrikantens anvisninger.
If using a commercially available kit (see Appendix 3), follow the manufacturers instructions.
Ellers anvendes følgende procedure:
Otherwise perform the following procedure:
Dråber af en suspension af mærkede antistoffer og bakteriesekret (ca. 5 µl af hver) blandes i vinduerne på objektglas med flere brønde.
Mix drops of a suspension of labelled antibody and bacterial ooze (approximately 5 µl each) on windows of multiwell test slides.
Positive og negative kontroller tilberedes med suspensioner af biovar 2-stamme af R. solanacearum og en heterolog stamme.
Prepare positive and negative controls using suspensions of R. solanacearum biovar 2 and a heterologous strain.
Der observeres for agglutination i positive prøver efter forsigtig blanding heraf i 15 sekunder.
Observe for agglutination in positive samples after gentle mixing for 15 seconds.
NB: Inden denne metode anvendes første gang, gennemføres indledende test for at sikre reproducerbar påvisning af 103-104 kolonidannende celler af R. solanacearum pr. ml tilsat til prøveekstrakter, som tidligere er testet negative.
Note: Before using this method for the first time, perform preliminary tests to ensure reproducible detection of 103 to 104 colony-forming units of R. solanacearum per ml added to extracts from samples which previously tested negative.
Der anvendes korrekt valideret selektivt medie såsom SMSA (som ændret ved Elphinstone et al., 1996; jf. tillæg 2).
Use an appropriately validated selective medium such as SMSA (as modified by Elphinstone et al., 1996; see Appendix 2).
Der kræves omhu for at differentiere R. solanacearum fra andre bakterier, som er i stand til at danne kolonier på mediet.
Care is required to differentiate R. solanacearum from other bacteria able to develop colonies on the medium.
Kolonier af R. solanacearum kan desuden udvise atypisk morfologi, hvis pladerne er overfyldte, eller hvis også antagonistiske bakterier er til stede.
Furthermore, colonies of R. solanacearum may show atypical morphology if plates are overcrowded or antagonistic bacteria are also present.
Hvis der er formodning om konkurrence eller antagonisme, bør prøven analyseres igen med en anden test.
Where effects of competition or antagonism are suspected, the sample should be re-tested using a different test.
Der kan forventes den højeste påvisningsfølsomhed med denne metode, når der anvendes frisklavede prøveekstrakter.
Highest sensitivity of detection by this method can be expected when using freshly prepared sample extracts.
Metoden kan dog også anvendes til ekstrakter, der er blevet opbevaret i glycerol ved –68 til –86 °C.
However, the method is also applicable for use with extracts which have been stored under glycerol at –68 to –86 °C.
Til anvendelse som positive kontroller forberedes tifoldsfortyndinger af en suspension af 106 cfu pr. ml af en virulent biovar 2-stamme af R. solanacearum (f.eks. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857).
As positive controls, prepare decimal dilutions from a suspension of 106 cfu per ml of a virulent biovar 2 strain of R. solanacearum (e.g. NCPPB 4156 = PD 2762 = CFBP 3857).
For at være sikker på at undgå kontaminering forberedes positive kontroller helt adskilt fra de prøver, der skal testes.
To avoid any possibility of contamination, prepare positive controls totally separately from samples to be tested.
Der anvendes en passende fortyndings- og udstrygningsmetode for at sikre, at eventuelle kolonidannende baggrundspopulationer af blødrådsakterier fortyndes væk.
Perform an appropriate dilution plating technique aiming to ensure that any background saprophytic colony-forming populations are diluted out.
Spred 50-100 µl pr. plade med prøveekstrakt og hver fortynding.
Spread 50 - 100 µl per plate of sample extract and each dilution.
Pladerne inkuberes ved 28 °C.
Incubate plates at 28 °C.
Pladerne aflæses efter 48 timer og derefter dagligt i op til 6 dage.
Read plates after 48 hours and daily thereafter up to six days.
Kolonier af R. solanacearum på SMSA-medie er typisk mælkehvide, flade, uregelmæssige og udflydende og udvikler efter 3 dages inkubation lyserøde til blodrøde centre med indre striber eller hvirvler (jf. webstedet http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Typical R. solanacearum colonies on SMSA medium are milky white, flat, irregular and fluidal and after three days incubation develop pink to blood-red coloration in the centre with internal streaking or whorling. (see website http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
NB: Det kan ske, at der dannes kolonier af R. solanacearum på dette medie.
Note: Atypical colonies of R. solanacearum sometimes form on this medium.
Disse kan være små, runde, dybrøde og ikke eller kun delvist udflydende og er derfor vanskelige at skelne fra kolonidannende blødrådsakterier.
These may be small, round, entirely red in colour and non-fluidal or only partially fluidal and therefore difficult to distinguish from saprophytic colony-forming bacteria.
Formodede kolonier af R. solanacearum oprenses efter udstrygning eller fortynding på et generelt næringsmedie for at opnå isolerede kolonier (jf. tillæg 2).
Purify presumptive R. solanacearum colonies after streaking or dilution plating onto a general nutrient medium to obtain isolated colonies (see Appendix 2).
Kulturer opbevares i sterilt vand (pH 6-8, uden chlorin) ved stuetemperatur og mørkt, når der er tale om kortere opbevaringstid, og i en passende kuldebeskyttende beholder ved –68 til –86 °C eller lyofiliseret ved længere opbevaringstid.
Store cultures short-term in sterile water (pH 6 to 8, chlorine free) at room temperature in the dark, or long term in a suitable cryoprotectant medium at –68 to –86 °C or lyophilised.
Fortolkning af resultaterne af selektiv udstrygning
Interpretation of selective plating test results
Selektiv udstrygning er negativ, hvis der ikke er observeret nogen kolonier efter 6 døgn, eller hvis der ikke er fundet nogen formodede kolonier af R. solanacearum, forudsat at der ikke foreligger mistanke om hæmning som følge af konkurrence eller antagonisme fra andre bakterier, og at karakteristiske kolonier af R. solanacearum er fundet i den positive kontrol.
The selective plating test is negative if no bacterial colonies are observed after six days or if no presumptive colonies typical of R. solanacearum are found, provided that no inhibition is suspected due to competition or antagonism by other bacteria and that typical R. solanacearum colonies are found in the positive controls.
Selektiv udstrygning er positiv, hvis der isoleres formodede kolonier af R. solanacearum.
The selective plating test is positive if presumptive R. solanacearum colonies are isolated.
Der anvendes et valideret berigelsesmedie såsom modificeret Wilbrink-bouillon (jf. tillæg 2).
Use a validated enrichment medium such as modified Wilbrink broth (see Appendix 2).
Denne procedure kan anvendes til selektiv forøgelse af populationer af R. solanacearum i prøveekstrakter og til at øge påvisningsfølsomheden.
This procedure can be used to selectively increase R. solanacearum populations in sample extracts and increase sensitivity of detection.
Proceduren er desuden et effektivt middel til at fortynde inhibitorer for PCR-reaktionen (1:100).
The procedure also effectively dilutes inhibitors of the PCR reaction (1:100).
Det skal dog bemærkes, at berigelsen af R. solanacearum kan mislykkes som følge af konkurrence eller antagonisme fra saprofytiske organismer, som ofte beriges i den samme proces.
It should be noted, however, that enrichment of R. solanacearum can fail due to competition or antagonism by saprophytic organisms which are often simultaneously enriched.
Af samme grund kan isolering af R. solanacearum fra berigede bouillonkulturer være en vanskelig proces.
For this reason, isolation of R.solanacearum from enriched broth cultures may be difficult.
Dertil kommer, at det på grund af sandsynligheden for en forøgelse af populationer af serologisk beslægtede blødrådsakterier anbefales at anvende specifikke monoklonale antistoffer frem for polyklonale antistoffer, når ELISA-testen benyttes.
In addition, since populations of serologically related saprophytes can be increased, the use of specific monoclonal antibodies rather than polyclonal antibodies is recommended where the ELISA test is to be used.
Til berigelses-PCR overføres 100 µl prøveekstrakt til 10 ml berigelsesbouillon (tillæg 2), som forinden er blevet inddelt i delprøver i dna-frie glas eller beholdere.
For enrichment-PCR, transfer 100 µl of sample extract into 10 ml of enrichment broth (Appendix 2) previously aliquoted into DNA-free tubes or flasks.
Til berigelses-ELISA kan der anvendes større mængder prøveekstrakt i forhold til bouillonen (f.eks. 100 µl i 1,0 ml berigelsesbouillon).
For enrichment-ELISA, higher proportions of sample extract to broth can be used (e.g. 100 µl in 1,0 ml of enrichment broth).
Der inkuberes i 72 timer ved 27-30 °C i kultur under rystning eller i stillestående kultur med glassets prop sat løst på af hensyn til beluftning.
Incubate for 72 hours at 27 to 30 °C in shaking culture or static culture with caps loosely- fitted to permit aeration.
Blandes grundigt inden brug i ELISA- eller PCR-test.
Mix well before using in ELISA or PCR tests.
Beriget bouillon behandles som beskrevet for prøvernes vedkommende i ovenfor omhandlede test.
Treat enriched broth in an identical manner as the sample(s) in the above tests.
NB: Hvis det forventes, at berigelsen af R. solanacearum vil blive hæmmet på grund af store populationer af bestemte konkurrerende blødrådsakterier, vil berigelse af prøveekstrakterne inden centrifugering eller anden form for opkoncentrering kunne give bedre resultater.
Note: If inhibition of enrichment of R. solanacearum is anticipated, due to high populations of certain competing saprophytic bacteria, enrichment of sample extracts before any centrifugation or other concentration steps may give better results.
IF-test
IF Test
Det anbefales, at IF-testen anvendes som den primære screeningtest på grund af dens dokumenterede robusthed i forbindelse med de fastsatte tærskelværdier.
The use of the IF test as the principal screening test is recommended because of its proven robustness to achieve the required thresholds.
Når IF-testen anvendes som den primære screeningtest, og IF-resultatet er positivt, skal isoleringen, PCR-testen eller FISH-testen gennemføres som anden screeningtest.
When the IF test is used as the principal screening test and the IF reading is positive, the Isolation, PCR or FISH test must be performed as a second screening test.
Når IF-testen anvendes som anden screeningtest, og IF-resultatet er positivt, skal der gennemføres yderligere test i henhold til flowdiagrammet for at fuldende analysen.
When the IF test is used as the second screening test and the IF reading is positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the analysis.
NB: Der skal anvendes en valideret kilde til antistoffer mod R. solanacearum (jf. webstedet http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Note: Use a validated source of antibodies to R. solanacearum (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Titeren defineres som den største fortynding, ved hvilken der opstår optimal reaktion ved test af en suspension af 105-106 celler/ml fra den homologe stamme af R. solanacearum, idet der benyttes et passende fluoresceinisothiocyanatkonjugat (FITC-konjugat) i overensstemmelse med producentens anbefalinger.
The titre is defined as the highest dilution at which optimum reaction occurs when testing a suspension containing 105 to 106 cells per ml of the homologous strain of R. solanacearum and using an appropriate fluorescein isothiocyanate (FITC) conjugate according to the manufacturer’s recommendations.
De validerede polyklonale antisera havde alle en IF-titer på mindst 1:2000.
Validated polyclonal antisera all had an IF titre of at least 1:2000.
Under testen bør antistofferne anvendes som en arbejdsfortynding (WD), der er den samme som eller tæt på titeren.
During testing, the antibodies should be used at a working dilution(s) close to or at the titre.
Om nødvendigt kan testen udmærket gennemføres på ekstrakter, der er opbevaret ved –68 til –86 °C i glycerol.
If necessary, it can be successfully performed on extracts stored at –68 to –86 °C under glycerol.
Glycerol kan fjernes fra prøven ved tilsætning af 1 ml pelletbuffer (tillæg 4), ny centrifugering i 15 min. ved 7000 g og resuspension i en tilsvarende mængde pelletbuffer.
Glycerol can be removed from the sample by addition of 1 ml pellet buffer (Appendix 4), re-centrifugation for 15 minutes at 7000 g and re-suspension in an equal volume of pellet buffer.
Dette er ofte unødvendigt, særlig hvis prøverne er fikseret til objektglassene ved flambering.
This is often not necessary, especially if samples are fixed to the slides by flaming.
Der forberedes særskilte, positive kontrolglas fra den homologe stamme eller en anden referencestamme af R. solanacearum suspenderet i kartoffelekstrakt, som angivet i tillæg 3, del B, og evt. i buffer.
Prepare separate positive control slides of the homologous strain or any other reference strain of R. solanacearum, suspended in potato extract, as specified in Appendix 3 B, and optionally in buffer.
Naturligt inficeret væv (opbevaret evt. ved frysetørring eller ved frysning ved –16 til –24 °C) bør anvendes, når det er muligt, som en lignende kontrol på samme glas.
Naturally infected tissue (maintained by lyophilisation or freezing at –16 to –24 °C) should be used where possible as a similar control on the same slide.
Som negative kontroller kan anvendes delprøver af prøveekstrakt, som tidligere er testet negativt for R. solanacearum.
As negative controls, aliquots of sample extract which previously tested negative for R. solanacearum can be used.
Standardiseret positivt og negativt kontrolmateriale, som kan anvendes til denne test, er angivet i tillæg 3.
Standardised positive and negative control materials available for use with this test are listed in Appendix 3.
En afmålt standardmængde (15 µl er passende for 6 mm vinduesdiameter — mængden øges forholdsmæssigt for større vinduer) af en fortynding på 1:100 af den resuspenderede kartoffelpellet afpipetteres på det første vindue.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter – scale up volume for larger windows) of a 1/100 dilution of the resuspended potato pellet onto the first window.
Der laves tifoldsfortyndinger (1:10, 1:100) af den resuspenderede pellet i pelletbuffer.
Prepare decimal dilutions (1/10, 1/100) of the resuspended pellet in pellet buffer.
En afmålt standardmængde (15 µl er passende for 6 mm vinduesdiameter — mængden øges forholdsmæssigt for større vinduer) af den resuspenderede pellet og hver fortynding afpipetteres på en række vinduer.
Pipette a measured standard volume (15 µl is appropriate for 6 mm window diameter – scale up volume for larger windows) of the resuspended pellet and each dilution on a row of windows.
Dråberne tørres ved stuetemperatur eller ved opvarmning til 40-45 °C.
Dry the droplets at ambient temperature or by warming to temperatures of 40 to 45 °C.
Glas med fikseret materiale kan om nødvendigt derefter opbevares frosset i en udtørret beholder så kort tid som nødvendigt (højst 3 måneder) inden yderligere test.
If necessary, fixed slides may then be stored frozen in a desiccated box for as little time as necessary (up to a maximum of three months) prior to further testing.
IF-procedure
IF procedure
Forberedelse af testglas som beskrevet ovenfor i punkt 5.1, nr. i): Der laves en række tofoldsfortyndinger.
According to test slide preparation in 5.1(i):
Den første brønd bør have 1/2 af titeren (T/2), de øvrige 1/4 af titeren (T/4), 1/2 af titeren (T/2), titeren (T) og det dobbelte af titeren (2T).
Prepare a set of twofold dilutions The first well should have 1/2 of the titre (T/2), the others 1/4 of the titre (T/4), 1/2 of the titre (T/2), the titre (T) and twice the titre (2T).
Forberedelse af testglas som beskrevet ovenfor i punkt 5.1, nr. ii):
According to test slide preparation in 5.1(ii):
Forberedelse af testglas som beskrevet i punkt 5.1, nr. i), og punkt 5.3, nr. i)
Preparation of the test slide according to 5.1(i) and 5.3(i)
Objektglassene placeres på fugtigt filtrerpapir.
Arrange the slides on moist tissue paper.
De vaskes ved nedsænkning i 5 min. i IF-buffer-Tween (tillæg 4) og efterfølgende i IF-buffer.
Wash by submerging for five minutes in IF buffer-Tween (Appendix 4) and subsequently in IF buffer.
Glassene skylles og vaskes som ovenfor (5.3.3).
Rinse and wash as before (5.3.3).