natgillin/translations-raw huggingface dataset:
På Kelmans tetrazolium-medie og på SMSA-medier er hvirvlerne blodrøde.
On Kelman’s tetrazolium and SMSA media, the whorls are blood red in colour.
Avirulente former af Ralstonia solanacearum udvikler små, runde, udflydende og smørlignende kolonier, som er fuldstændig dybrøde.
Avirulent forms of Ralstonia solanacearum form small round non-fluidal, butyrous colonies which are entirely deep red.
Test til bekræftelse af identiteten af formodede isolater af R. solanacearum er vist i afsnit VI, del B.
Tests to confirm identity of presumptive isolates of R. solanacearum are shown in Section VI.B.
Detaljerede metoder til påvisning og identifikation af Ralstonia solanacearum i prøver af symptomfrie kartoffelknolde
Detailed methods for detection and identification of Ralstonia solanacearum in samples of asymptomatic potato tubers
Proceduren kan dog også anvendes med prøver på under 200 knolde, hvis der kun er færre knolde til rådighed.
However, the procedure can be conveniently applied for samples with less than 200 tubers where fewer tubers are available.
Det nedenfor beskrevne kartoffelekstrakt kan desuden anvendes til påvisning af Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus., der forårsager kartoffelringbakteriose.
The potato extract described below can also be used for detection of the potato ring rot bacterium, Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus.
Valgfri forbehandling forud for prøveforberedelse:
Optional pre-treatment in advance to sample preparation:
Prøverne inkuberes ved 25-30 °C i op til to uger før testen for at fremme formeringen af eventuelle populationer af R. solanacearum.
Incubation of samples at 25 to 30 °C, for up to two weeks before testing, to encourage multiplication of any R. solanacearum populations.
Der anvendes passende desinfektionsmidler (chlorforbindelser, når der skal udføres PCR-test, for at fjerne dna fra patogenet) og rengøringsmidler mellem hver prøve.
Use appropriate disinfectants (chlorine compounds when PCR-test is to be used in order to remove pathogen DNA) and detergents between each sample.
Denne vaskning er især nyttig (men ikke obligatorisk) for prøver med for meget jord, og hvis der skal gennemføres en PCR-test eller direkte isolering.
This washing procedure is particularly useful (but not required) for samples with excess soil and if a PCR-test or direct isolation procedure is to be performed.
Med en ren, desinficeret skalpel eller grøntsagskniv fjernes huden fra de enkelte knoldes navleende (stolon), således at ledningsvævet bliver synligt.
Remove with a clean and disinfected scalpel or vegetable knife the skin at the heel (stolon) end of each tuber so that the vascular tissues become visible.
Et lille stykke ledningsvæv (kartoffelprop) fra navleenden udskæres omhyggeligt, idet mængden af andet plantevæv begrænses til et minimum (jf. webstedet http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
Carefully cut out a small core of vascular tissue at the heel end and keep the amount of non-vascular tissue to a minimum. (see web site http://forum.europa.eu.int/Public/irc/sanco/Home/main).
NB: Eventuelle knolde (med råd) med mistænkelige symptomer på brunbakteriose anbringes og undersøges for sig.
Note: Set aside any (rotting) tubers with suspected brown rot symptoms and test separately.
Alle knolde, herunder knolde med mistænkelige symptomer, bør opbevares i overensstemmelse med bilag III.
All tubers including those with suspicioussymptoms should be kept according to Annex III.
Kernerne fra navleenderne skal helst tages i arbejde med det samme.
Preferably, the heel end cores should be processed immediately.
Navleenderne homogeniseres med en tilstrækkelig mængde (ca. 40 ml) ekstraktionsbuffer (tillæg 4) enten i en blender (f.eks. Waring eller Ultra Thurax) eller ved knusning i en forseglet engangspose til udblødning (f.eks. Stomacher- eller Bioreba-pose af polyethylen med stor trækstyrke, 150 mm × 250 mm; steriliseret ved bestråling) ved hjælp af en gummihammer eller egnet formalingsudstyr (f.eks. Homex).
Homogenise the cores with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 4), either in a blender (e.g. Waring or Ultra Thurax) or by crushing in a sealed disposable maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba strong guage polythene, 150 mm × 250 mm; radiation sterilised) using a rubber mallet or suitable grinding apparatus (e.g. Homex).
NB: Der er stor risiko for krydskontaminering af prøver, når prøverne homogeniseres ved hjælp af en blender.
Note: The risk of cross-contamination of samples is high when samples are homogenized using a blender.
Hvis den er for uklar, klares den enten ved langsom centrifugering (højst 180 g i 10 min. ved en temperatur på 4-10 °C) eller ved vakuumfiltrering (40-100 µm), idet filteret vaskes med ekstra (ca. 10 ml) ekstraktionsbuffer.
If excessively cloudy, clarify either by slow speed centrifugation (at not more than 180 g for 10 minutes at a temperature between 4 to 10 °C) or by vacuum filtration (40 to 100 µm), washing the filter with additional (approximately 10 ml) extraction buffer.
Bakteriefraktionen opkoncentreres ved centrifugering ved 7000 g i 15 min. (eller 10000 g i 10 min.) ved en temperatur på 4-10 °C, og supernatanten fjernes, idet det undgås at forstyrre pelleten.
Concentrate the bacterial fraction by centrifugation at 7000 g for 15 minutes (or 10000 g for 10 minutes) at a temperature between 4 to 10 °C and discard the supernatant without disturbing the pellet.
Pelleten resuspenderes i 1,5 ml pelletbuffer (tillæg 4).
Resuspend the pellet in 1.5 ml pellet buffer (Appendix 4).
Der anvendes 500 µl til test for R. solanacearum, 500 µl til Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus og 500 µl til referenceformål.
Use 500 µl to test for R. solanacearum, 500 µl for Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus and 500 µl for reference purposes.
Der tilsættes steril glycerol, til der opnås en slutkoncentration på 10-25 % (v/v), til 500 µl af referencedelprøven og til den resterende testdelprøve, der vortexes, og prøverne opbevares ved –16 til –24 °C (uger) eller ved –68 til –86 °C (måneder).
Add sterile glycerol to final concentration of 10 to 25 % (v/v) to the 500 µl of the reference aliquot and to the remaining test aliquot, vortex and store at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (months).
Hvis det er nødvendigt at transportere ekstraktet, skal levering foregå i en køleboks inden for 24-48 timer.
If transport of the extract is required, ensure delivery in a cool box within 24 to 48 hours.
Det er nødvendigt, at alle positive R. solanacearum-kontroller og prøver behandles for sig for at undgå kontaminering.
It is imperative that all R. solanacearum positive controls and samples are treated separately to avoid contamination.
Testene og de optimerede protokoller er beskrevet og illustreret med flowdiagrammer i de relevante tillæg.
See Flow chart and description of the tests and optimised protocols in the relevant appendices:
Selektiv isolering (jf. afsnit VI, del A, punkt 4)
Selective isolation (see Section VI.A.4.)
IF-test (jf. afsnit VI, del A, punkt 5)
IF test (see Section VI.A.5.)
PCR-test (jf. afsnit VI, del A, punkt 6)
PCR tests (see Section VI.A.6.)
FISH-test (jf. afsnit VI, del A, punkt 7)
FISH test (see Section VI.A.7.)
ELISA-test (jf. afsnit VI, del A, punkt 8)
ELISA tests (see Section VI.A.8.)
Biotest (jf. afsnit VI, del A, punkt 9)
Bioassay (see Section VI.A.9.)
Detaljerede metoder til påvisning og identifikation af Ralstonia solanacearum i prøver af symptomfrie kartoffel- eller tomatplanter eller andre værtsplanter
Detailed methods for detection and identification of R. solanacearum in samples of asymptomatic potato, tomato or other host plants
NB: Med henblik på påvisning af latente populationer af R. solanacearum anbefales det at teste sammensatte prøver.
Note: For detection of latent R. solanacearum populations it is advised to test composite samples.
Undersøgelser af en given plantepopulation bør baseres på en statistisk repræsentativ prøve af plantepopulationen.
Where surveys are performed they should be based on a statistically representative sample of the plant population under investigation.
Stængelstykker med en længde på 1-2 cm samles i en lukket steril beholder i overensstemmelse med følgende procedurer:
Collect 1 to 2 cm stem segments in a closed sterile container according to the following sampling procedures:
Andre værtsplanter: Med en ren, desinficeret kniv eller beskæresaks fjernes et stykke på 1 cm forneden på hver stængel lige over jorden.
Other hosts: With a clean disinfected knife or pruning shears, remove a 1 cm segment from the base of each stem, just above the soil level.
De mest pålidelige resultater i forbindelse med påvisning af patogener opnås i slutningen af foråret samt om sommeren og om efteråret, om end der kan påvises naturlig infektion hele året hos den flerårige Solanum dulcamara, som vokser i vandløb.
Pathogen detection will be most reliable during late spring, summer and autumn seasons, although natural infections can be detected all year round in the perennial Solanum dulcamara growing in watercourses.
Kendte værtsplanter er blandt andre gengroninger af kartofler, Solanum dulcamara, S. nigrum, Datura stramonium og andre arter af Solanaceae-familien.
Known hosts include volunteer potato plants (groundkeepers), Solanum dulcamara, S. nigrum, Datura stramonium and other members of the family Solanaceae.
Andre værtsplanter er Pelargonium spp. og Portulaca oleracea.
Further hosts are Pelargonium spp. and Portulaca oleracea.
Europæiske ukrudtsplanter, som er potentielle værter for populationer af biovar 2/race 3-stammen af R. solanacearum i rødder og/eller rhizosfærer under visse miljøforhold, omfatter Atriplex hastata, Bidens pilosa, Cerastium glomeratum, Chenopodium album, Eupatorium cannabinum, Galinsoga parviflora, Ranunculus scleratus, Rorippa spp, Rumex spp., Silene alba, S. nutans., Tussilago farfarra og Urtica dioica.
Some European weed spp. which may potentially harbour R. solanacearum biovar 2/Race 3 populations in roots and/or rhizospheres under specific environmental conditions include Atriplex hastata, Bidens pilosa, Cerastium glomeratum, Chenopodium album, Eupatorium cannabinum, Galinsoga parviflora, Ranunculus scleratus, Rorippa spp, Rumex spp., Silene alba, S. nutans., Tussilago farfarra and Urtica dioica.
NB: På dette stadium kan der foretages visuel undersøgelse for indre symptomer (misfarvning af væv eller bakteriesekret).
Note: Visual examination for internal symptoms (vascular staining or bacterial ooze) can be done at this stage.
Stængelstykker med symptomer anbringes for sig og underkastes særskilt test (jf. afsnit II).
Set aside any stem segments with symptoms and test separately (See Section II).
Stængelstykkerne behandles derefter på en af nedenstående måder:
Then process the stem segments by one of the following procedures: either,
Stykkerne dækkes med en tilstrækkelig mængde (ca. 40 ml) ekstraktionsbuffer (tillæg 4) og rystes horisontalt (50-100 rpm) i 4 timer ved under 24 °C eller 16-24 timer nedkølet.
Cover the segments with sufficient volume (approximately 40 ml) of extraction buffer (Appendix 4) and agitate on a rotary shaker (50 to 100 rpm) for four hours below 24 °C or for 16 to 24 hours refrigerated, or
Stykkerne behandles straks ved knusning i en kraftig pose til macerering (f.eks. Stomacher- eller Bioreba-pose) med en passende mængde ekstraktionsbuffer (tillæg 4) ved hjælp af en gummihammer eller egnet formalingsudstyr (f.eks. Homex).
Process immediately by crushing the segments in a strong maceration bag (e.g. Stomacher or Bioreba) with an appropriate volume of extraction buffer (Appendix 4) using a rubber mallet or appropriate grinding apparatus (e.g. Homex).
Yderligere klaring af ekstraktet eller opkoncentrering af bakteriefraktionen er normalt ikke nødvendig, men kan foretages ved filtrering og/eller centrifugering som beskrevet i afsnit III, punkt 1.1.3-1.1.5.
Further clarification of the extract or concentration of the bacterial fraction are not usually required but may be achieved by filtration and/or centrifugation as described in Section III.1.1.3 – 1.1.5.
Det rene eller koncentrerede prøveekstrakt deles i 2 lige store dele.
Divide the neat or concentrated sample extract into two equal parts.
Den ene halvdel opbevares ved 4-10 °C under testen, mens den anden halvdel opbevares i 10-25 % (v/v) steril glycerol ved –16 til –24 °C (uger) eller ved –68 til –86 °C (måneder) med henblik på et evt. behov for yderligere testning.
Maintain one half at 4 to 10 °C during testing and store the other half with 10 to 25 % (v/v) sterile glycerol at –16 to –24 °C (weeks) or at –68 to –86 °C (month) in case further testing is required.
Vandprøve (1)
Sample of water (1)
Koncentration af patogenet (2)
Concentration of the pathogen (2)
PRINCIPIEL SCREENINGTEST
CORE SCREENING TEST
selektiv isolering (3)
Selective isolation (3)
valgfri hjælpetest: biotest (4) / berigelses-PCR (5) / berigelses-ELISA (6)
optional auxiliary tests: bioassay (4) / enrichment PCR (5) / enrichment ELISA (6)
Kolonier med typisk morfologi (7) efter isolering
Colonies with typical morphology (7) after isolation
Prøven er ikke inficeret med
sample not contaminated by
IDENTIFIKATIONSTEST (9)
IDENTIFICATION TESTS (9)
PATOGENITETSTEST (10)
PATHOGENICITY TEST (10)
Prøven er ikke inficeret med
Sample not contaminated by
Prøven er inficeret med
Sample contaminated by
Anbefalede prøveudtagningsmetoder er angivet i afsnit IV, punkt 2.1.
See Section IV.2.1. for recommended sampling procedures.
Metoder til patogenopkoncentrering er beskrevet i afsnit IV, punkt 2.1.
Pathogen concentration methods are described in Section IV.2.1.
Ved opkoncentrering øges populationerne af såvel patogene som konkurrerende blødrådsakterier, og metoden kan kun anbefales, hvis den ikke medfører hæmning af isolationstesten.
Concentration increases populations of both pathogen and competing saprophytic bacteria and is recommended only if it does not result in inhibition of the isolation test.
Biotesten er beskrevet i afsnit VI, del A, punkt 9.
The bioassay test is described in Section VI.A.9.
PCR-berigelsesmetoder er beskrevet i afsnit VI, del A, punkt 4.2, og afsnit VI, del A, punkt 6.
Enrichment PCR methods are described in Section VI.A.4.2 and Section VI.A.6.
ELISA-berigelsesmetoder er beskrevet i afsnit VI, del A, punkt 4.2, og afsnit VI, del A, punkt 8.
Enrichment ELISA methods are described in Section VI.A.4.2 and Section VI.A.8.
Dyrkning kan mislykkes som følge af konkurrence eller hæmning forårsaget af blødrådsakterier.
Culturing can fail due to competition or inhibition by saprophytic bacteria.
Hvis store populationer af blødrådsakterier formodes at påvirke pålideligheden af isoleringen, gentages isolationstesten efter fortynding af prøven i sterilt vand
If high saprophyte populations are suspected to affect the reliability of the isolation, then repeat the isolation tests after dilution of the sample in sterile water.
Den validerede påvisningsprotokol, som er beskrevet under dette punkt, kan anvendes til påvisning af patogener i prøver af overfladevand samt til analyse af prøver af spildevand fra kartoffelforarbejdning eller kloakker.
The validated detection scheme, described in this section, is applicable for pathogen detection in samples of surface water and can also be applied for testing samples of potato processing or sewage effluents.
Det er dog vigtigt at holde sig for øje, at den forventede påvisningsfølsomhed varierer, alt efter hvilket medie der anvendes.
However, it is important to note that the expected sensitivity of detection will vary with the substrate.
Isolationstestens følsomhed påvirkes af populationer af konkurrerende blødrådsakterier, som der normalt er langt flere af i spildevand fra kartoffelforarbejdning og kloakvand end i overfladevand.
Sensitivity of the isolation test is affected by populations of competing saprophytic bacteria which are generally much higher in potato processing and sewage effluents than in surface water.
Med nedenfor beskrevne protokol skulle det være muligt at påvise helt ned til 103 celler pr. liter i overfladevand, mens følsomheden af påvisning i spildevand fra kartoffelforarbejdning eller kloakker kan forventes at ville være betydeligt lavere.
Whereas the scheme below is expected to detect as few as 103 cells per litre in surface water the sensitivity of detection in potato processing or sewage effluents is likely to be significantly lower.
Af samme grund anbefales det, at spildevand analyseres efter en eventuel rensningsproces (såsom bundfældning eller filtrering), der medfører en reduktion af populationerne af blødrådsakterier.
For this reason, it is recommended to test effluents after any purification treatments (e.g. sedimentation or filtration) during which saprophytic bacterial populations are reduced.
Begrænsningerne for så vidt angår protokollens følsomhed bør indgå i vurderingen af, hvor pålidelige eventuelle negative resultater skal anses for at være.
The limitations in sensitivity of the test scheme should be considered when assessing the reliability of any negative results obtained.
Denne protokol har vist sig at være et nyttigt redskab i undersøgelser for forekomst af patogenet i overfladevand, men der bør tages hensyn til protokollens begrænsninger, når det anvendes til lignende undersøgelser af spildevand fra kartoffelforarbejdning eller kloakker.
Whereas this scheme has been successfully used in survey work to determine presence or absence of the pathogen in surface water, its limitations should be realised when used in similar surveys of potato processing or sewage effluents.
De mest pålidelige resultater i forbindelse med påvisning af R. solanacearum i overfladevand opnås i slutningen af foråret samt om sommeren og om efteråret, når vandets temperatur kommer op på over 15 °C.
Detection of R. solanacearum in surface water is most reliable during late spring, summer and autumn seasons when water temperatures exceed 15 °C.
Pålideligheden af protokollen øges med gentagne prøveudtagninger på forskellige tidspunkter i ovennævnte periode på udvalgte prøvetagningssteder, idet virkningerne af klimatiske ændringer derved begrænses.
Repeated sampling at different times in the above mentioned period at designated sampling points will increase the reliability of detection by reducing the effects of climatic variation.
Der skal tages hensyn til betydningen af eventuel kraftig nedbør samt de pågældende vandløbs forløb for at undgå, at en omfattende udvandingseffekt tilslører patogenets eventuelle forekomst.
Take into account the effects of heavy rainfall and the geography of the watercourse to avoid extensive dilution effects that may obscure presence of the pathogen.
Der udtages prøver af overfladevand nær værtsplanterne, hvor sådanne er til stede.
Take surface water samples in the vicinity of host plants if these hosts are present.
Der udtages vandprøver på udvalgte prøvetagningssteder ved at fylde sterile engangsglas eller -flasker, om muligt i en dybde af over 30 cm og højst 2 m fra bredden.
At selected sampling points, collect water samples by filling disposable sterile tubes or bottles at a depth if possible below 30 cm and within 2 m from the bank.
Prøver af spildevand fra forarbejdning og kloakker udtages på det sted, hvor spildevandet udledes.
For processing and sewage effluents, collect samples from the point of effluent discharge.
Der anbefales en prøvestørrelse på 500 ml pr. prøvetagningssted.
Sample sizes up to 500 ml per sampling point are recommended.
Prøverne transporteres køligt (4-10 °C) og mørkt og analyseres inden for 24 timer.
Transport samples in cool dark conditions (4 to 10 °C) and test within 24 hours.
Om nødvendigt opkoncentreres bakteriefraktionen ved hjælp af en af følgende metoder:
If required, the bacterial fraction may be concentrated using one of the following methods:
Delprøver på 30-50 ml centrifugeres ved 10000 g i 10 min. (eller 7000 g i 15 min.), helst ved en temperatur på 4-10 °C, supernatanten fjernes, og pellet resuspenderes i 1 ml pelletbuffer (tillæg 4).
Centrifuge 30 to 50 ml sub-samples at 10000 g for 10 minutes (or 7000 g for 15 minutes) preferably at 4 to 10 °C, discard the supernatant and resuspend the pellet in 1 ml pellet buffer (Appendix 4).
Der foretages membranfiltrering (mindste porestørrelse: 0,45 µm), hvorefter filteret skylles i 5-10 ml pelletbuffer, og skyllevandet retineres.
Membrane filtration (minimum pore size 0,45 µm) followed by washing the filter in 5 to 10 ml pellet buffer and retention of the washings.
Denne metode egner sig til større mængder vand med et lavt indhold af blødrådsakterier.
This method is suitable for larger volumes of water containing low numbers of saprophytes.
Opkoncentrering kan normalt ikke anbefales til prøver af spildevand fra kartoffelforarbejdning eller kloakker, idet øgede populationer af konkurrerende blødrådsakterier vil hæmme påvisningen af Ralstonia solanacearum.
Concentration is usually not advisable for samples of potato processing or sewage effluent since increased populations of competing saprophytic bacteria will inhibit detection of Ralstonia solanacearum.
Testene er beskrevet og illustreret med flowdiagrammer i de relevante tillæg.
See flow chart and description of the tests in the relevant appendices.
Jordprøve (1)
Soil sample (1)
Ekstraktion af patogenet
Extraction of the pathogen
Selektiv isolering (2)
selective isolation (2)
Valgfri hjælpetest: berigelses-PCR (3) / biotest (4)
optional auxiliary test: enrichment PCR (3) / bioassay (4)
Kolonier med typisk morfologi (5) efter isolering
Colonies with typical morphology (5) after isolation
IDENTIFIKATIONSTEST (7)
IDENTIFICATION TESTS (7)
PATOGENITETSTEST (8)
PATHOGENICITY TEST (8)
Prøven er ikke inficeret med
Sample not contaminted by
Anbefalede prøveudtagningsmetoder er angivet i afsnit V, punkt 2.1.
See Section V.2.1. for recommended sampling procedures.
Hvis store populationer af blødrådsakterier formodes at påvirke pålideligheden af isoleringen, gentages isolationstesten efter yderligere fortynding af prøven.
If high saprophyte populations are suspected to affect the reliability of the isolation, then repeat the isolation tests after further dilution of the sample.
Den validerede påvisningsprotokol, som er beskrevet under dette punkt, kan anvendes til påvisning af patogener i jordprøver, men også til analyse af prøver af fast affald fra kartoffelforarbejdning eller kloakslam.
The validated detection scheme, described in this section, is applicable for pathogen detection in soil samples but can also be used to test samples of solid potato processing waste or sewage sludge.
Det skal dog bemærkes, at disse metoder ikke er tilstrækkeligt følsomme til at garantere påvisning af små og/eller spredte populationer af Ralstonia solanacearum, der kan forekomme i naturligt inficerede prøver af disse substrater.
However, it should be noted that these methods are insufficiently sensitive to guarantee detection of low and/or irregularly dispersed populations of Ralstonia solanacearum that may occur in naturally infested samples of these substrates.
Begrænsningerne for så vidt angår protokollens følsomhed bør indgå i vurderingen af, hvor pålidelige eventuelle negative resultater skal anses for at være, og bør ligeledes tages i betragtning, når protokollen anvendes i undersøgelser, der har til formål at påvise patogenets eventuelle forekomst i jord eller slam.
The limitations in sensitivity of this test scheme should be considered when assessing the reliability of any negative results obtained and also when used in surveys to determine presence or absence of the pathogen in soils or sludges.
Den mest pålidelige metode til undersøgelse for forekomst af patogenet i markjord er at plante en modtagelig vært og kontrollere, om denne inficeres, men selv med denne metode vil lave infektionsniveauer ikke blive opdaget.
The most reliable test for presence of the pathogen in a field soil is to plant a susceptible host and monitor it for infection, but even with this method low levels of contamination will escape detection.
Prøver af markjord bør udtages efter standardprincipperne for nematodeprøveudtagning.
Sampling of field soil should follow standard principals used for nematode sampling.