natgillin/translations-raw huggingface dataset:
Fiksering af kartoffelekstrakt Følgende protokol er baseret på Wullings et al.
Potato extract fixation
En fikseringsopløsning forberedes (se tillæg 7).
Prepare fixative solution (see Appendix 7).
Der afpipetteres 100 µl af hvert prøveekstrakt i et eppendorfrør, og der centrifugeres i 8 min. ved 7000 g.
Pipette 100 µl of each sample extract into an Eppendorf tube and centrifuge for eight min at 7000 g.
Supernatanten fjernes, og pellet opløses i 500 µl fikseringsopløsning, der er forberedt mindre end 24 timer før.
Remove the supernatant and dissolve the pellet in 500 µl of fixative prepared < 24 hours previously.
Der vortexes og inkuberes natten over ved 4 °C.
Vortex and incubate overnight at 4 °C.
Som alternativ fikseringsvæske kan anvendes 96 % ethanol.
An alternative fixative is 96 % ethanol.
Hvis denne anvendes, opløses pellet fra trin 5.1.2 i 50 µl 0,01 M fosfatbuffer og 50 µl 96 % ethanol.
To use this dissolve the pellet from step 5.1.2 in 50 µl 0,01M PB and 50 µl 96 % ethanol.
Der vortexes og inkuberes ved 4 °C i 30-60 minutter.
Vortex mix and incubate at 4 °C for 30 to 60 minutes.
Der centrifugeres i 8 min. ved 7000 g, supernatanten fjernes, og pellet resuspenderes i 75 µl 0,01 M fosfatbuffer (se tillæg 3).
Centrifuge for 8 min. at 7000 g, remove the supernatant and resuspend the pellet in 75 µl 0,01M PB (see Appendix 3).
Den resterende prøveopløsning (49 µl) kan opbevares ved –20 °C efter tilsætning af 1 del 96 % ethanol.
The remaining sample solution (49 µl) can be stored at –20 °C after addition of 1 volume of 96 % ethanol.
Hvis der er behov for at gentage FISH-assayet, fjernes ethanolen ved centrifugering, og der tilsættes samme mængde 0,01 M fosfatbuffer (der vortexes).
In case the FISH assay requires repeating, remove the ethanol by centrifugation and add an equal volume of 0,01M PB (mix by vortexing).
Placering på FISH-glas
Layout for FISH slide
Prøve 2
Sample 2
vindue 1
window 1
vindue 2
window 2
vindue 3
window 3
vindue 4
window 4
vindue 5
window 5
vindue 6
window 6
vindue 7
window 7
vindue 8
window 8
vindue 9
window 9
vindue 10
window 10
Dækglas 1
Coverslip 1
Dækglas 2
Coverslip 2
Glassene lufttørres (eller tørres i et tørreapparat ved 37 °C) og fikseres ved flambering.
Air-dry the slides (or on slide dryer at 37 °C) and fix them by flaming.
På dette trin kan proceduren afbrydes, og hybridiseringen kan fortsættes næste dag.
At this stage the procedure may be interrupted and the hybridisation continued the following day.
Glassene bør opbevares støvfrit og tørt ved stuetemperatur.
Slides should be stored dust-free and dry at room temperature.
Præhybridisering og hybridisering
Pre-hybridisation and hybridisation
Der forberedes en lysozymopløsning, der indeholder 10 mg lysozym (Sigma L-6876) i 10 ml buffer (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH 8.0).
Prepare a lysozyme solution containing 10 mg lysozyme (Sigma L–6876) in 10 ml buffer (100 mM Tris-HCl, 50 mM EDTA, pH8.0).
Opløsningen kan opbevares, men der bør kun foretages én frysning-optøning.
This solution can be stored but it should only be freeze-thawed once.
De enkelte prøver dækkes godt med ca. 50 µl lysozymopløsning og inkuberes i 10 minutter ved stuetemperatur.
Cover each sample well with approximately 50 µl of lysozyme solution and incubate for 10 minutes at room temperature.
Dernæst neddyppes glassene én gang i demineraliseret vand, og tørres med filtrerpapir.
Then dip the slides in demineralised water, once only and dry with filter paper.
Der kan som alternativ til lysozym tilsættes 50 µl 40-400 µg ml–1 proteinase K i buffer (20 mM Tris-HCl, 2 mM CaCl2, pH 7,4) til hver brønd, og der inkuberes ved 37 °C i 30 min.
Alternatively, instead of lysozyme add 50 µl of 40 to 400µg ml–1 proteinase K in buffer (20 mM Tris-HCl, 2 mM CaCl2, pH 7,4) to each well and incubate at 37 °C for 30 minutes.
Cellerne dehydreres i en række med stigende ethanolkoncentration (50 %, 80 % og 96 %) i 1 min. for hver.
Dehydrate the cells in a graded ethanol series of 50 %, 80 % and 96 % for one minute each.
Glassene lufttørres i en glasholder.
Air dry the slides in a slide-holder.
Et fugtkammer til inkubation forberedes ved at dække bunden i en lufttæt kasse med filtrerpapir, der er gennemvædet med 1x hybmix (tillæg 7).
Prepare a moist incubation chamber by covering the bottom of an air-tight box with tissue or filter paper soaked in 1x hybmix (Appendix 7).
Kassen præinkuberes i hybridiseringsovnen ved 55 °C i mindst 10 min.
Pre-incubate the box in the hybridisation oven at 55 °C for at least 10 minutes.
Hybridiseringsopløsningen forberedes (tillæg 7), så der kan blive 45 µl pr. glas, og der præinkuberes i 5 min. ved 55 °C.
Prepare the hybridisation solution (Appendix 7) allowing 45 µl per slide, and preincubate for five minutes at 55 °C.
Glassene anbringes på en varm plade ved 45 °C, og der tilsættes 10 µl hybridiseringsopløsning til hver af de 4 brønde på glassene.
Place slides on a hot plate at 45 °C and apply 10 µl of hybridization solution to each of the four wells on the slide(s).
2 dækglas (24 × 24 mm) anbringes uden luftlommer på hvert objektglas.
Apply two coverslips (24 × 24 mm) to each slide without trapping air.
Objektglassene anbringes i det foropvarmede fugtkammer og hybridiseres natten over i ovnen ved 55 °C i mørke.
Place the slides in the pre-warmed moist chamber and hybridise overnight in the oven at 55 °C in the dark.
Der forberedes 3 bægerglas med 1 l ultrarent vand (UPW), 1 l 1x hybmix (334 ml 3x hybmix og 666 ml UPW) og 1 l 1/2x hybmix (167 ml 3x hybmix og 833 ml UPW).
Prepare three beakers containing 1 l of Ultra pure water (UPW), 1 l of 1x hybmix (334 ml 3x hybmix and 666 ml UPW) and 1 l of 1/2x hybmix (167 ml 3x hybmix and 833 ml UPW).
De præinkuberes alle i vandbad ved 55 °C.
Pre-incubate each in a waterbath at 55 °C.
Dækglassene fjernes fra objektglassene, og objektglassene anbringes i en glasholder.
Remove the coverslips from the slides and place the slides in a slide holder.
Overskydende probe bortvaskes ved inkubation i 15 min. i bægerglasset med 1x hybmix ved 55 °C.
Wash away excess probe by incubation for 15 mins. in the beaker with 1x hybmix at 55 °C.
Glasholderen overføres til 1/2 hybmix vaskeopløsning, og der inkuberes i yderligere 15 min.
Transfer the slide holder to 1/2 hybmix washing solution and incubate for a further 15 mins.
Glassene neddyppes kort i ultrarent vand og placeres på filtrerpapir.
Dip the slides briefly in UPW and place them on filter paper.
Overskydende vand fjernes ved at dække overfladen forsigtigt med filtrerpapir.
Remove excess moisture by covering the surface gently with filter paper.
5-10 μl indlejringsopløsning, der modvirker falmning (f.eks. Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA eller tilsvarende) afpipetteres på hvert vindue, og der anbringes et stort dækglas (24 × 60 mm) over hele objektglasset.
Pipette 5 to 10 μl of anti-fading mountant solution (e.g. Vectashield, Vecta Laboratories, CA, USA or equivalent) on each window and apply a large coverslip (24 × 60 mm) over the whole slide.
Aflæsning af FISH-testen
Reading the FISH test
Objektglassene undersøges straks under et epifluorescensmikroskop i immersionsolie ved 630 eller 1000 ganges forstørrelse.
Observe the slides immediately with a microscope fitted for epifluorescence microscopy at 630 or 1000x magnification under immersions oil.
Med et filter, der er egnet til fluoresceinisothiocyanat (FITC), farves eubakterielle celler (herunder de fleste gram-negative celler) i prøven fluorescerende grønne.
With a filter suitable for fluorescein isothiocyanate (FITC) eubacterial cells (including most gram negative cells) in the sample are stained fluorescent green.
Ved anvendelse af et filter for tetramethylrhodamin-5-isothiocyanat, ses Cy3-farvede celler af C. m. subsp. sepedonicus som fluorescerende røde. Cellemorfologien sammenlignes med de positive kontroller.
Using a filter for tetramethylrhodamine-5-isothiocyanate, Cy3-stained cells of C. m. subsp. sepedonicus appear fluorescent red.
Cellerne skal være lyse, fluorescerende og fuldstændigt farvede.
Compare cell morphology with that of the positive controls.
FISH-testen (tillæg 9.4) gentages, hvis farvningen er unormal.
Cells must be bright fluorescent and completely stained The FISH test (section 9.4) must be repeated if the staining is aberrant.
Fluorescensens intensitet skal mindst svare til den positive kontrolstammes.
The fluorescence intensity must be equivalent or better than that of the positive control strain.
Der er flere problemer forbundet med FISH-testens specificitet.
There are several problems inherent to the specificity of the FISH test.
Baggrundsbestande af fluorescerende celler med atypisk morfologi og krydsreagerende blødrådsbakterier med en størrelse og morfologi, der ligner C. m. subsp. sepedonicus, kan forekomme — om end mindre hyppigt end i IF-testen — i pellets af navleende og stængelstykker fra kartofler.
Background populations of fluorescing cells with atypical morphology and cross reacting saprophytic bacteria with size and morphology similar to C. m. subsp. sepedonicus may occur, although much less frequent than in the IF test, in potato heel end core and stem segment pellets.
Kun fluorescerende celler med typisk størrelse og morfologi tages i betragtning, jf. 5.3.2.
Consider only fluorescing cells with typical size and morphology, see in 5.3.2.
Fortolkning af FISH-testresultatet:
Interpretation of the FISH test result:
FISH-testresultaterne er gyldige, hvis der i alle positive kontroller og i ingen af de negative kontroller ses stærkt grønt-fluorescerende celler med størrelse og morfologi, der er typisk for C. m. subsp. sepedonicus, ved anvendelse af FITC-filteret, og stærkt rødt-fluorescerende celler ved anvendelse af rhodaminfilteret.
Valid FISH test results are obtained if bright green fluorescent cells of size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are observed using the FITC filter and if bright red fluorescent cells using the rhodamine filter in all positive controls and not in any of the negative controls.
Prøver med mindst 5 × 103 typiske celler pr. ml resuspenderet pellet betragtes som potentielt kontaminerede.
Samples with at least 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered potentially contaminated.
Der skal gennemføres yderligere test.
Further testing is required.
Prøver med mindre end 5 × 103 typiske celler pr. ml resuspenderet pellet betragtes som negative.
Samples with less than 5 × 103 typical cells per ml of resuspended pellet are considered negative.
FISH-testen er negativ, hvis ikke ses stærkt rødt-fluorescerende celler med størrelse og morfologi, der er typisk for C. m. subsp. sepedonicus, ved anvendelse af rhodaminfilteret, forudsat at der ses typiske stærkt rødt-fluorescerende celler i de positive kontrolpræparater ved anvendelse af rhodaminfilteret.
The FISH test is negative if bright red fluorescent cells with size and morphology typical of C. m. subsp. sepedonicus are not observed using the rhodamine filter, provided that typical bright red fluorescent cells are observed in the positive control preparations when using the rhodamine filter.
Når PCR-testen anvendes som den primære screeningtest og resultatet er positivt, skal IF-testen gennemføres som anden obligatoriske screeningtest.
When the PCR test is used as the principal screening test and found to be positive, the IF test must be performed as a second compulsory screening test.
Når PCR-testen anvendes som anden screeningtest og resultatet er positivt, skal der gennemføres yderligere test i henhold til flowdiagrammet for at fuldende diagnosen.
When the PCR test is used as the second screening test and found to be positive, further testing according to the flow scheme is required to complete the diagnosis.
Fuld udnyttelse af denne metode som primær screeningtest kan kun anbefales, når der er opnået særlig ekspertise.
Full exploitation of this method as principal screening test is only recommended when specialised expertise has been acquired.
Indledende test med denne metode skulle muliggøre reproducerbar påvisning af 103-104 celler af C. m. subsp. sepedonicus pr. ml tilsat til prøveekstrakter, som tidligere er testet negative.
Preliminary testing with this method should permit reproducible detection of 103 to 104 cells of C. m. subsp. sepedonicus per ml added to sample extracts which previously tested negative.
Der kan evt. være behov for optimeringsforsøg for at opnå maksimal følsomhed og specificitet i alle laboratorier.
Optimisation experiments may be required to achieve maximum levels of sensitivity and specificity in all laboratories.
Der skal anvendes validerede PCR-reagenser og protokoller.
Use validated PCR reagents and protocols.
Der skal helst vælges en metode med en intern kontrol.
Preferably select a method with an internal control.
Der skal træffes relevante forholdsregler for at undgå, at prøven kontamineres med target-dna.
Use appropriate precautions to avoid contamination of sample with target DNA.
PCR-testen bør gennemføres af erfarne teknikere på særlige molekylærbiologiske laboratorier for at minimere muligheden for kontaminering med target-dna.
The PCR test should be performed by experienced technicians, in dedicated molecular biology laboratories, in order to minimise the possibility of contamination with target DNA.
Negative kontroller (ved dna-ekstraktion og PCR) bør altid håndteres som den sidste prøve i proceduren, så det tydeligt ses, hvis der er sket overførsel af dna fra andre prøver.
Negative controls (for DNA extraction and PCR procedures) should always be handled as final samples in the procedure, to make evident whether any carry over of DNA has occurred.
PCR-testen bør indeholde følgende negative kontroller:
The following negative controls should be included in the PCR test:
prøveekstrakt, som tidligere er testet negativt for C. m. subsp. sepedonicus
sample extract that previously tested negative for C. m. subsp. Sepedonicus,
bufferkontroller, der anvendes til ekstrahering af bakterien og dna'et fra prøven
buffer controls used for extracting the bacterium and the DNA from the sample,
PCR-mastermix.
PCR-reaction mix.
Den bør indeholde følgende positive kontroller:
The following positive controls should be included:
delprøver af resuspenderet pellet, til hvilke der er tilsat C. m. subsp. sepedonicus (forberedelse, se tillæg 2)
aliquots of resuspended pellets to which C. m. subsp. sepedonicus has been added (preparation see Appendix 2),
en suspension i vand af 106 celler pr. ml C. m. subsp. sepedonicus fra et virulent isolat (f.eks. NCPPB 2140 eller NCPPB 4053)
a suspension of 106 cells per ml of C. m. subsp. sepedonicus in water from a virulent isolate (e.g. NCPPB 2140 or NCPPB 4053),
om muligt anvendes desuden dna ekstraheret fra positive kontrolprøver ved PCR-testen.
if possible also use DNA extracted from positive control samples in the PCR test.
For at undgå potentiel kontaminering forberedes positive kontroller under betingelser, der er adskilt fra de prøver, der skal testes.
To avoid potential contamination prepare positive controls in a separate environment from samples to be tested.
Prøveekstrakter bør i videst muligt omfang være fri for jord.
Sample extracts should be as free as possible from soil.
Det kan derfor i visse tilfælde anbefales at forberede ekstrakter ud fra vaskede kartofler, hvis der skal anvendes PCR-protokoller.
It could therefore in certain cases advisible to prepare extractions from washed potatoes if PCR protocols are to be used.
Dna-oprensningsmetoder
DNA purification methods
Der anvendes positive og negative kontrolprøver som beskrevet ovenfor.
Use positive and negative control samples as described above.
Kontrolmaterialet forberedes som for prøvernes vedkommende.
Prepare control material in an identical manner as the sample(s).
Den findes en lang række metoder til oprensning af target-dna fra komplekse prøvesubstrater, hvorved PCR-inhibitorer og andre enzymatiske reaktioner fjernes og target-dna'et opkoncentreres i prøveekstraktet.
A variety of methods are available for purification of target DNA from complex sample substrates, thus removing inhibitors of PCR and other enzymatic reactions and concentrating target DNA in the sample extract.
Følgende metode er blevet optimeret med henblik på anvendelse med den validerede PCR-metode, der er beskrevet i tillæg 6.
The following method has been optimised for use with the validated PCR method shown in Appendix 6.
Metode efter Pastrik (2000):
6.1.(a) Method according to Pastrik (2000)
Der afpipetteres 220 µl lysisbuffer (100 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl (pH 8,0), 1 mM EDTA (pH 8,0)) i et 1,5 ml eppendorfrør.
Pipette 220 µl of lysis buffer (100 mM NaCl, 10 mM Tris-HCl [pH 8,0], 1 mM EDTA [pH 8,0]) into a 1,5 ml Eppendorf tube.
Der tilsættes 100 µl prøveekstrakt, og det placeres i en varmeblok eller et vandbad ved 95 °C i 10 min.
Add 100 µl sample extract and place in a heating block or waterbath at 95 °C for 10 minutes.
Røret anbringes i isbad i 5 min.
Put tube on ice for five minutes.
Der tilsættes 80 µl lysozymstamopløsning (50 mg lysozym pr. ml i 10 mM Tris HCl, pH 8,0), og der inkuberes ved 37 °C i 30 min.
Add 80 µl Lysozyme stock solution (50 mg lysozyme per ml in 10 mM Tris HCl, pH 8,0) and incubate at 37 °C for 30 minutes.
Der tilsættes 220 µl Easy DNA®-opløsning A (Invitrogen), der vortexes grundigt, og der inkuberes ved 65 °C i 30 min.
Add 220 µl of Easy DNA® solution A (Invitrogen), mix well by vortexing and incubate at 65 °C for 30 minutes.
Der tilsættes 100 µl Easy DNA®-opløsning B (Invitrogen), og der vortexes kraftigt, indtil præcipitatet løber frit i røret, og prøven er jævnt tyktflydende.
Add 100 µl of Easy DNA® solution B (Invitrogen), vortex vigorously until the precipitate runs freely in the tube and the sample is uniformly viscous.
Der tilsættes 500 µl chloroform, og der vortexes, indtil prøven bliver mindre tyktflydende og blandingen er homogen.
Add 500 µl of chloroform and vortex until the viscosity decreases and the mixture is homogeneous.
Der centrifugeres ved 15000 g i 20 min. ved 4 °C for at adskille faser og danne interfasen.
Centrifuge at 15000 g for 20 minutes at 4 °C to separate phases and form the interphase.
Den øverste fase overføres til et rent eppendorfrør.
Transfer the upper phase into a fresh Eppendorf tube.
Der tilsættes 1 ml 100 % ethanol (–20 °C), der vortexes kort, og der inkuberes i isbad i 10 min.
Add 1 ml of 100 % ethanol (–20 °C) vortex briefly and incubate on ice for 10 minutes.
Der centrifugeres ved 15000 g i 20 min. ved 4 °C, og ethanolen fjernes fra pellet.
Centrifuge at 15000 g for 20 minutes at 4 °C and remove ethanol from pellet.
Der tilsættes 500 µl 80 % ethanol (–20 °C), og der blandes ved at vende røret på hovedet.
Add 500 µl 80 % ethanol (–20 °C) and mix by inverting the tube.
Der centrifugeres ved 15000 g i 10 min. ved 4 °C, pellet beholdes, og ethanolen fjernes.
Centrifuge at 15000 g for 10 minutes at 4 °C, save the pellet and remove ethanol.
Pellet lufttørres eller tørres i en DNA-Speed-Vac.
Allow the pellet to dry in air or in a DNA speed vac.
Pellet resuspenderes i 100 µl sterilt ultrarent vand og henstår ved stuetemperatur i mindst 20 min.
Resuspend the pellet in 100 µl sterile UPW and leave at room temperature for at least 20 minutes.
Opbevares ved –20 °C, indtil den skal anvendes til PCR.
Store at –20 °C until required for PCR.
Evt. hvidt præcipitat spinnes ned ved centrifugering, og 5 µl af den supernatant, der indeholder dna, anvendes til PCR.
Spin down any white precipitate by centrifugation and use 5 µl of the supernatant containing DNA for the PCR.
Test og kontrolskabeloner til PCR forberedes i overensstemmelse med den validerede protokol (tillæg 6).
Prepare test and control templates for PCR according to the validated protocol (Appendix 6).
Der forberedes en tifoldsfortynding af prøve-dna-ekstrakt (1:10 i ultrarent vand).
Prepare one decimal dilution of sample DNA extract (1:10 in UPW).
Den relevante PCR-mastermix forberedes i et kontamineringsfrit miljø i overensstemmelse med den publicerede protokol (tillæg 6).
Prepare the appropriate PCR reaction mix in a contamination-free environment according to the published protocol (Appendix 6).
Den validerede PCR-protokol er en multiplex-reaktion, som også omfatter en intern PCR-kontrol.
The validated PCR protocol is a multiplex reaction that also incorporates an internal PCR control.
Der tilsættes 5 µl dna-ekstrakt pr. 25 µl PCR-reaktion i sterile PCR-rør.
Add 5 µl of DNA extract per 25 µl PCR reaction in sterile PCR tubes.
Der medtages en negativ kontrolprøve, der udelukkende indeholder PCR-mastermix, og der tilsættes ultrarent vand fra samme kilde som den, der anvendes til PCR-blandingen i prøvens sted.
Incorporate a negative control sample containing only PCR reaction mix and add the same source of UPW as used in the PCR mix in place of sample.
Rørene anbringes i det samme PCR-apparat som det, der blev anvendt til den indledende test, og den korrekt optimerede PCR-protokol gennemføres (tillæg 6).
Place tubes in the same thermal cycler which was used in preliminary testing and run the appropriately optimised PCR programme (Appendix 6).
Analyse af PCR-produktet
Analysis of the PCR product
PCR-amplikoner kan adskilles ved agarosegelelektroferese.
Resolve PCR amplicons by agarose gel electrophoresis.
Ved testen anvendes mindst 12 µl amplificeret dna-reaktionblanding fra hver prøve blandet med 3 µl loadingbuffer (tillæg 6) i 2,0 % (w/v) agarosegel i tris-acetat-EDTA-buffer (TAE-buffer) (tillæg 6) ved 5-8 V pr. cm.
Run at least 12 µl of amplified DNA reaction mixture from each sample mixed with 3 µl loading buffer (Appendix 6) in 2,0 % (w/v) agarose gels in tris-acetate-EDTA (TAE) buffer (Appendix 6) at 5 to 8 V per cm.
Der anvendes en relevant dna-markør, f.eks. 100 bp ladder.
Use an appropriate DNA marker, e.g. 100 bp ladder.
Dna-båndene visualiseres ved farvning i ethidiumbromid (0,5 mg pr. l) i 30-45 min., idet der træffes de fornødne forholdsregler ved håndteringen af dette mutagen.
Reveal DNA bands by staining in ethidium bromide (0,5 mg per L) for 30 to 45 min taking appropriate precautions for handling this mutagen.
Den farvede gel undersøges ved UV-gennemlysning (f.eks. λ = 302 nm) for amplificerede PCR-produkter af den forventede størrelse (tillæg 6); resultatet skal dokumenteres.
Observe stained gel under short wave UV transillumination (e.g. λ = 302 nm) for amplified PCR products of the expected size (Appendix 6) and document.
Ved alle nye fund/tilfælde verificeres PCR-amlikonens ægthed ved restriktionsenzymanalyse af en prøve af det resterende amplificerede dna ved at inkubere ved optimal temperatur i et optimalt tidsrum med passende enzym og buffer (se tillæg 6).
For all new findings/cases verify authenticity of the PCR amplicon by performing restriction enzyme analysis on a sample of the remaining amplified DNA by incubating at the optimum temperature and time with an appropriate enzyme and buffer (see Appendix 6).
De nedbrudte fragmenter adskilles som før ved agarosegelelektroferese, og det karakteristiske restriktionsfragment-mønster undersøges ved UV-gennemlysning efter farvning med ethidiumbromid og sammenlignes med den nedbrudte og den ikke-nedbrudte positive kontrol.
Resolve the digested fragments by agarose gel electrophoresis as before and observe characteristic restriction fragment pattern under UV transillumination after ethidium bromide staining and compare with the undigested and digested positive control.
Fortolkning af PCR-testresultatet:
Interpretation of the PCR test result:
PCR-testen er negativ, hvis det C. m. subsp. sepedonicus-specifikke PCR-amplikon af den forventede størrelse ikke påvises i den pågældende prøve, men påvises i alle positive kontrolprøver (ved multiplex-PCR med plantespecifikke interne kontrolprimere skal endnu et PCR-produkt af den forventede størrelse amplificeres med den pågældende prøve).
The PCR test is negative if the C. m. subsp. sepedonicus-specific PCR amplicon of expected size is not detected for the sample in question but is detected for all positive control samples (in case of multiplex PCR with plant specific internal control primers: a second PCR-product of expected size must be amplified with the sample in question).