natgillin/translations-raw huggingface dataset:
inkubátor nebo klimatizovaná místnost s regulací teploty umožňující udržovat v jamkách (nebo zkušebních komorách) teplotu 26 ±1 °C;
Be careful not to scratch the papillary processes when grasping the anal fin with tweezers.
přístroj pro měření koncentrace kyslíku;
Count the number of the joint plate with papillary processes using the counter under a biological microscope (upright microscope or inverted microscope).
vybavení pro stanovení tvrdosti a vodivosti vody;
The papillary processes are recognised when a small formation of processes is visible on the posterior margin of joint plate.
lapač na vytřené jikry: misky ze skla, nerezové oceli nebo jiného inertního materiálu na nástroje; drátěné pletivo (velikost otvorů 2 ± 0,5 mm) z nerezové oceli nebo jiného inertního materiálu na ochranu nakladených jiker; třecí podklad (např. imitace rostlin z inertního materiálu) (zkušební metoda C.48 dodatek 4A (23));
Write the number of joint plate with papillary processes in each fin ray to the worksheet (e.g. first fin ray: 0, second fin ray: 10, third fin ray: 12, etc.) and enter the sum of this number on the Excel spreadsheet by individual fish.
pipety s rozšířeným hrdlem na sběr jiker;
If necessary, take a photograph of the anal fin and count the number of joint plate with papillary processes on the photograph.
skleněné nádoby na přípravu různých zkušebních koncentrací a ředicí vody (kádinky, kalibrované baňky se stupnicí, odměrné válce a kalibrované pipety) nebo na sběr jiker dania pruhovaného (např. kádinky, krystalizační misky);
After the measurement, put the anal fin into the conical tube described in (1) and store it.
jestliže se k provedení zkoušky použijí alternativní expoziční systémy, např. průtoková metoda (24) nebo pasivní dávkování (25), jsou potřebná vhodná zařízení a vybavení.
Fig.1.
Měly by být použity zkušební komory ze skla nebo polystyrenu (např. destičky s 24 jamkami schopnými pojmout náplň 2,5 až 5 ml každá).
Diagram showing sexual difference in shape and size of the anal fin.
V případě, že existuje podezření na adsorpci látky na polystyren (např. u nepolárních látek s planární strukturou, které mají vysokou hodnotu KOW), je třeba použít inertní materiál (sklo), aby se snížily ztráty v důsledku adsorpce (26).
A, male; B, female.
Zkušební komory by měly být umístěny v inkubátoru náhodně.
Fig.2.
Voda a zkušební podmínky
A, Processes on joint plates of anal fin-ray.
K dosažení úrovně tvrdosti obvyklé pro mnohé povrchové vody se doporučuje zředění chovné vody.
J.P., joint plate; A.S., axial space; P., process.
Ředicí voda by se měla připravit z rekonstituované vody (27).
B, Distal extremity of fin-ray.
Výsledný stupeň tvrdosti by měl odpovídat 100 až 300 mg/l CaCO3, aby se zabránilo nadměrnému vysrážení uhličitanu vápenatého.
Actinotrichia (Act.) are on the tip.
Použít lze i jinou povrchovou nebo studniční vodu s dobře známými charakteristikami.
Fig.3.
Rekonstituovanou vodu lze upravit na chovnou vodu o nízké tvrdosti zředěním deionizovanou vodou až v poměru 1:5 na minimální tvrdost odpovídající 30 až 35 mg/l CaCO3.
Photograph of fish body showing the cut site when the gonad is fixed in the fixing solution other than 10 % neutral buffered formalin.
Před přidáním zkoušené chemické látky se voda provzdušní do dosažení saturace kyslíkem.
In that case, the remaining body will be cut off between anterior region of anal fin and anal using razor (red bar), and the head side of fish body will be put into the fixing solution for gonad and the tail side of the fish body will be put into the 10 % neutral buffered formalin.
Teplota v jamkách by se měla udržovat na 26 ± 1 °C po celou dobu zkoušky.
Papillary processes normally appear only in adult males and are found on fin rays from the second to the seventh or eighth counting from the posterior end of the anal fin (Fig.1 and 2).
Hodnota pH by měla být v rozmezí 6,5 až 8,5 a v rámci tohoto rozmezí by se v celém průběhu zkoušky neměla změnit o více než 1,5.
However, processes rarely appear on the first fin ray from the posterior end of the anal fin.
K úpravě pH v roztocích obsahujících zkoušenou chemickou látku se doporučuje použít chlorovodík (HCl) nebo hydroxid sodný (NaOH).
This SOP covers the measurement of processes on the first fin ray (the fin ray number refers to the order from the posterior end of the anal fin in this SOP).
Zkušební roztoky zvolené koncentrace lze připravit např. ředěním zásobního roztoku.
RECOMMENDED PROCEDURES FOR SAMPLE COLLECTION FOR VITELLOGENIN ANALYSIS
Zásobní roztoky by měly být připraveny přednostně jednoduchým mechanickým mícháním nebo protřepáváním zkoušené chemické látky v ředicí vodě (např. mechanickým mícháním nebo pomocí ultrazvuku).
Care should be taken to avoid cross-contamination between VTG samples of males and females.
Je-li zkoušená chemická látka obtížně rozpustná ve vodě, měl by se použít postup popsaný v Pokynu OECD č. 23 k manipulaci se složitými látkami a směsmi (28).
Procedure 1A:
Rozpouštědla by se používat neměla, ale v některých případech mohou být pro vytvoření zásobního roztoku o vhodné koncentraci nezbytná.
Fathead Minnow, Blood Collection from the Caudal Vein/Artery
Použije-li se k usnadnění přípravy zásobního roztoku rozpouštědlo, neměla by být jeho konečná koncentrace vyšší než 100 μl/l a měla by být ve všech zkušebních nádržích stejná.
After anaesthetisation, the caudal peduncle is partially severed with a scalpel blade and blood is collected from the caudal vein/artery with a heparinised microhematocrit capillary tube.
Je-li použito rozpouštědlo, je nezbytné zařadit další kontrolu s rozpouštědlem.
After the blood has been collected, the plasma is quickly isolated by centrifugation for 3 min at 15000 g (or alternatively for 10 min. at 15000 g at 4 °C).
Chov matečných ryb
If desired, percent haematocrit can be determined following centrifugation.
Pro produkci jiker se použije chovné hejno neexponovaného dania pruhovaného divoké linie s dobře zdokumentovanou mírou oplodnění jiker.
The plasma portion is then removed from the microhematocrit tube and stored in a centrifuge tube with 0,13 units of aprotinin (a protease inhibitor) at – 80 °C until determination of VTG can be made.
Ryby by neměly vykazovat makroskopicky identifikovatelné příznaky infekce a nemocí a neměly by v době 2 měsíců před třením prodělat žádné farmaceutické (akutní nebo profylaktické) léčení.
Depending on the size of the fathead minnow (which is sex-dependent), collectable plasma volumes generally range from 5 to 60 microliters per fish (Jensen et al.
Chovné ryby jsou chovány v akváriích s doporučenou velikostí násady 1 l vody na jednu rybu a pevně stanovenou fotoperiodou 12–16 hodin (29)(30)(31)(32)(33).
2001).
Měla by být nastavena optimální rychlost filtrace; ta by měla být jen tak velká, aby nezpůsobovala velké čeření vody.
Procedure 1B:
K podmínkám krmení viz dodatek 2.
Fathead Minnow, Blood Collection from Heart
Ryby by neměly dostávat nadměrné množství potravy, pravidelně je třeba sledovat kvalitu vody a čistotu akvária a v případě potřeby je uvést do původního stavu.
Alternatively, blood may also be collected by cardiac puncture using a heparinised syringe (1000 units of heparin per ml).
Zkoušení odborné způsobilosti
The blood is transferred into Eppendorf tubes (held on ice) and then centrifuged (5 min, 7000 g, room temperature).
Jako referenční chemická látka by měl být přednostně dvakrát za rok zkoušen 3,4-dichloranilin (použitý ve validačních studiích (1)(2)) v celém rozsahu závislosti koncentrace-odezva, aby se ověřila citlivost použitého rybího kmene.
The plasma should be transferred into clean Eppendorf tubes (in aliquots if the volume of plasma makes this feasible) and promptly frozen at – 80 °C, until analysed (Panter et al., 1998).
Referenční látku by měla použít každá laboratoř, která provádí tuto zkoušku poprvé.
Procedure 2A:
Produkce jiker dania pruhovaného může probíhat v třecích skupinách (v individuálních třecích nádržích) nebo hromadným třením (v chovných nádržích).
Test fish should be removed from the test chamber using the small spoon-net.
V případě třecích skupin se samečci a samičky (např. v poměru 2:1) v chovné skupině umístí do třecích nádrží několik hodin před nástupem tmy v den předcházející zkoušce.
Be careful not to drop the test fish into other test chambers.
Jelikož v třecích skupinách dania pruhovaného někdy nemusí dojít k vytření, doporučuje se souběžně použít nejméně tři třecí nádrže.
In principle, the test fish should be removed in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Aby nedošlo ke geneticky podmíněnému zkreslení, odeberou se jikry nejméně od třech chovných skupin, smíchají se a náhodně se vyberou.
In addition, all males should be removed from one test chamber before the remaining females are removed.
Pro sběr jiker se lapače na vytřené jikry umístí do třecích nádrží nebo chovných nádrží před nástupem tmy v den předcházející zkoušce nebo před nástupem světla v den zkoušky.
The sex of each test fish is identified on the basis of external secondary sex characteristics (e.g. the shape of the anal fin).
Aby se předešlo požírání jiker ze strany dospělých danií pruhovaných, lapače na vytřené jikry se pokryjí drátěným pletivem z inertního materiálu o vhodné velikosti otvorů (cca 2 ± 0,5 mm).
Place the test fish in a container for transport and carry it to the workstation for excision of the liver.
Použity by měly být měkčené plastové materiály, které se nevyluhují (např. ftaláty).
If the sex cannot be identified by the fish's external appearance, remove all fish from the test chamber.
K páření, tření a oplodnění dochází během 30 minut po nástupu světla a po této době lze lapače na vytřené jikry se shromážděnými jikrami opatrně vyjmout.
In this case, the sex should be identified by observing the gonad or secondary sex characteristics under a stereoscopic microscope.
Po odebrání z lapačů na vytřené jikry se doporučuje jikry opláchnout rekonstituovanou vodou.
Excision of the liver
Diferenciace jiker
Transfer the test fish from the container for transport to the anaesthetic solution using the small spoon-net.
Při teplotě 26 °C nastává u oplodněných jiker asi po 15 minutách první rýhování a při následném synchronním rýhování se tvoří 4, 8, 16 a 32 buněčných blastomerů (viz dodatek 3)(35).
After the test fish is anesthetised, transfer the test fish on the filter paper (or a paper towel) using tweezers (commodity type).
V těchto stadiích lze oplodněné jikry snadno rozpoznat podle vývoje blastuly.
When grasping the test fish, apply the tweezers to the sides of the head to prevent breaking the tail.
Každé koncentraci zkoušené chemické látky se exponuje dvacet embryí (po jednom embryu v každé jamce).
Wipe the water on the surface of the test fish on the filter paper (or the paper towel).
Expozice by měla být taková, aby v průběhu celé zkoušky byla koncentrace udržována v rozmezí ± 20 % nominální koncentrace chemické látky.
Then make a small transverse incision partway between the ventral neck region and the mid-abdominal region using dissection scissors.
Není-li možné toho dosáhnout při statickém systému, měl by se použít semistatický režim s nastavitelným intervalem obnovování (např. obnovení každých 24 hodin).
Insert the dissection scissors into the small incision, and incise the abdomen from a point caudal to the branchial mantle to the cranial side of the anus along the midline of the abdomen.
V těchto případech je nutné ověřit expoziční koncentrace minimálně v nejvyšší a nejnižší zkušební koncentraci na začátku a na konci každého intervalu expozice (viz odstavec 36).
Be careful not to insert the dissection scissors too deeply so as to avoid damaging the liver and gonad.
Není-li možné udržet expoziční koncentraci v rozmezí ± 20 % nominální koncentrace, je nutné na začátku a na konci každého intervalu expozice měřit všechny koncentrace (viz odstavec 36).
Conduct the following operations under the stereoscopic microscope.
Krátce před obnovením je třeba dbát na to, aby embrya zůstala pokryta malým množstvím starého zkušebního roztoku a nedošlo tak k vysychání.
Place the test fish abdomen side up on the paper towel (glass Petri dish or slide glass are also available).
Uspořádání zkoušky lze upravit, aby byly splněny požadavky na zkoušení konkrétních látek (např. průtokový systém (24) nebo systém s pasivním dávkováním (25) pro snadno rozložitelné nebo vysoce adsorpční látky (29) nebo jiné systémy pro těkavé látky (36)(37)).
Extend the walls of the abdominal cavity with precision tweezers and exteriorise the internal organs.
V každém případě by se mělo dbát na minimalizaci stresu pro embrya.
It is also acceptable to exteriorise the internal organs by removing one side of the wall of the abdominal cavity if necessary.
Zkušební komory by měly být kondicionovány po dobu alespoň 24 hodin se zkušebním roztokem.
Expose the connected portion of the liver and gallbladder using another pair of precision tweezers.
Zkušební podmínky jsou shrnuty v dodatku 2.
Then grasp the bile duct and cut off the gallbladder.
Ke splnění statistických požadavků se obvykle vyžaduje pět koncentrací zkoušené chemické látky odstupňovaných podle konstantního faktoru, který nebude vyšší než 2,2.
Be careful not to break the gallbladder.
Použití méně než pěti koncentrací by mělo být zdůvodněno.
Grasp the oesophagus and excise the gastrointestinal tract from the liver in the same way.
Nejvyšší zkoušená koncentrace by měla pokud možno vést k 100 % letalitě a nejnižší zkoušená koncentrace by pokud možno neměla vyvolat žádný pozorovatelný účinek, jak je stanoveno v odstavci 28.
Be careful not to leak the contents of the gastrointestinal tract.
Zkouška ke stanovení rozsahu provedená před hlavní zkouškou umožní vybrat vhodné rozpětí koncentrací.
Excise the caudal gastrointestinal tract from the anus and remove the tract from the abdominal cavity.
Zkouška ke stanovení rozsahu se obvykle provádí s deseti embryi na každou koncentraci.
Trim the mass of fat and other tissues from the periphery of the liver.
Nezbytné jsou kontroly s ředicí vodou, negativní kontrola a vnitřní kontrola destičky.
Using the precision tweezers, remove any additional fat and extraneous tissue (e.g. abdominal lining), if needed, from the surface of the liver.
Je-li při vnitřní kontrole destičky zjištěno více než 1 mrtvé embryo, destička se zamítne, čímž se sníží počet koncentrací, které lze použít pro odvození hodnoty LC50.
Measure the liver weight with 1,5 ml microtube as a tare using an electronic analytical balance.
Je-li zamítnuta celá destička, hodnocení a identifikace pozorovaných účinků tak může být obtížnější, zejména pokud je zamítnuta kontrolní destička s rozpouštědlem nebo destička, ve které jsou rovněž postižena exponovaná embrya.
Record the value on the worksheet (read: 0,1 mg).
Ve druhém případě může ztráta celé exponované skupiny (exponovaných skupin) v důsledku mortality ve vnitřní kontrolní skupině omezit schopnost hodnocení účinků a stanovení hodnot LC50.
Close the cap of the microtube containing the liver.
Pozitivní kontrolní skupina s pevně stanovenou koncentrací 4 mg/l 3,4-dichloranilinu se zařadí u každé sady jiker, které se použijí ke zkoušení.
Store it in a cooling rack (or ice rack).
Zkouška se zahájí co nejdříve po oplodnění jiker a po 96 hodinách expozice se ukončí.
When the livers are donated for pre-treatment shortly after the excision, the specimens are carried to the next workstation in a cooling rack (or ice rack).
Embrya by měla být ponořena do zkušebního roztoku před započetím rýhování blastuly nebo nejpozději před započetím 16buněčného stadia.
Following liver excision, the fish carcass is available for gonad histology and measurement of secondary sex characteristics.
Aby bylo možno zahájit expozici s co nejmenším zpožděním, náhodně se vybere nejméně dvakrát větší počet jiker potřebných pro každou exponovanou skupinu a přemístí se do nádrží s příslušnými koncentracemi a kontrolních nádrží (např. do krystalizačních misek o objemu 100 ml; jikry by měly být zcela pokryté) nejpozději 90 minut po oplodnění.
Specimen
Do 180 minut po oplodnění by životaschopné oplodněné jikry měly být odděleny od neoplodněných jiker a přemístěny na 24jamkové destičky, které byly po 24 hodin předem kondicionované, a do každé jamky se doplní 2 ml nově připravených zkušebních roztoků.
Store the liver specimens taken from the test fish at ≤ – 70 °C if they are not used for the pre-treatment shortly after the excision.
Pomocí stereomikroskopie (přednostně ≥ 30násobné zvětšení) se vyberou oplodněné jikry, v nichž probíhá rýhování a které během rýhování nevykazují žádné očividné nepravidelnosti (např. asymetrii, tvorbu puchýřků) ani poranění chorionu.
A cut is made just anterior to pectoral fins with scissors
Ke sběru a oddělení jiker viz dodatek 3 obrázky 1 a 3 a dodatek 4 obrázek 2.
The midline of abdomen is incised with scissors to a point approximately 2 mm cranial to the anus
Distribuce jiker na 24jamkových destičkách
The abdominal walls are spread with forceps for exposure of the liver and other internal organs
Jikry se rozdělí na destičky s jamkami v následujících počtech (viz též dodatek 4 obrázek 1):
(Alternatively, the abdominal walls may be pinned laterally).
20 jiker na jedné destičce pro každou zkušební koncentraci,
Arrow shows liver
20 jiker jako kontrola s rozpouštědlem na jedné destičce (je-li to nezbytné),
The liver is bluntly dissected and excised using forceps
20 jiker jako pozitivní kontrola na jedné destičce,
Figure 5
4 jikry v ředicí vodě jako vnitřní kontrola destičky na každé z výše uvedených destiček,
The intestines are gently retracted using forceps
24 jikry v ředicí vodě jako negativní kontrola.
Figure 6
Pozorování hlavních ukazatelů, která se provádějí na každém zkušebním embryu, se zaměřují na: koagulaci embryí; nepřítomnost tvorby somitů, neoddělení ocasu a nepřítomnost srdečního tepu (tabulka 1).
Both ends of the intestines and any mesenteric attachments are severed using scissors
Tato pozorování se použijí pro stanovení letality: každý pozitivní výsledek v některém z těchto pozorování znamená, že embryo dania pruhovaného je mrtvé.
Figure 7 (female)
Mimoto se denně zaznamenává počet vylíhnutých jiker v exponovaných a kontrolních skupinách, a to poprvé 48 hodin po vylíhnutí.
The procedure is identical for the female
Výsledky pozorování se zaznamenávají každých 24 hodin až do konce zkoušky.
Figure 8
Pozorování hlavních ukazatelů akutní toxicity na embryích dania pruhovaného v době 24 až 96 hodin po oplodnění.
The completed procedure
Doba expozice
Procedure 2 B:
24 hod.
Japanese Medaka (Oryzias latipes), Liver Pre-treatment for Vitellogenin Analysis
48 hod.
Take the bottle of homogenate buffer from the ELISA kit and cool it with crushed ice (temperature of the solution: ≤ 4°C).
72 hod.
If homogenate buffer from EnBio ELISA system is used, thaw the solution at room temperature, and then cool the bottle with crushed ice.
96 hod.
Calculate the volume of homogenate buffer for the liver on the basis of its weight (add 50 μl of homogenate buffer per mg liver weight).
Koagulovaná embrya
For example, if the weight of the liver is 4,5 mg, the volume of homogenate buffer for the liver is 225 μl.
Nepřítomnost tvorby somitů
Prepare a list of the volume of homogenate buffer for all livers.
Neoddělení ocasního pupenu,
Preparation of the liver for pre-treatment
Nepřítomnost srdečního tepu
Take the 1,5 ml microtube containing the liver from the freezer just before the pre-treatment.
Koagulace embrya: Koagulovaná embrya jsou mléčně bílá a pod mikroskopem se jeví jako tmavá (viz dodatek 5 obrázek 1).
Pre-treatment of the liver from males should be performed before females to prevent vitellogenin contamination.
Stanoví se počet koagulovaných embryí po 24, 48, 72 a 96 hodinách.
In addition, the pre-treatment for test groups should be conducted in the following order: control, solvent control (where appropriate), lowest concentration, middle concentration, highest concentration and positive control.
Nepřítomnost tvorby somitů: Při teplotě 26 ± 1 °C se po 24 hodinách v normálně se vyvíjejícím embryu dania pruhovaného vytvořilo asi 20 somitů (viz dodatek 5 obrázek 2).
The number of 1,5 ml microtubes containing liver samples taken from the freezer at a given time should not exceed the number that can be centrifuged at that time.
Normálně se vyvíjející embryo vykazuje spontánní pohyby (kontrakce ze strany na stranu).
Arrange the 1,5 ml microtubes containing liver samples in the order of specimen number on the ice rack (no need to thaw the liver).
Spontánní pohyby ukazují na tvorbu somitů.
Operation of the pre-treatment
Nepřítomnost somitů se zaznamenává po 24, 48, 72 a 96 hodinách.
Addition of the homogenate buffer
Nevytváření somitů po 24 hodinách by mohlo být důsledkem celkového zpoždění vývoje.
Check the list for the volume of the homogenate buffer to be used for a particular sample of liver and adjust the micropipette (volume range: 100-1000 μl) to the appropriate volume.
Nejpozději po 48 hodinách by se tvorba somitů měla rozvinout.
Attach a clean tip to the micropipette.
Nestane-li se tak, je embryo považováno za mrtvé.
Take the homogenate buffer from the reagent bottle and add the buffer to the 1,5 ml microtube containing the liver.
Neoddělení ocasu: U normálně se vyvíjejícího embrya dania pruhovaného je oddělení ocasu (viz dodatek 5 obrázek 3) pozorováno po posteriorním prodloužení těla embrya.
Add the homogenate buffer to all of 1,5 ml microtubes containing the liver according to the procedure described above.
Nepřítomnost oddělení ocasu se zaznamenává po 24, 48, 72 a 96 hodinách.
There is no need to change the micropipette tip to a new one.
Nepřítomnost srdečního tepu: U normálně se vyvíjejícího embrya dania pruhovaného je při teplotě 26 ± 1 °C srdeční tep viditelný po 48 hodinách (viz dodatek 5 obrázek 4).
However, if the tip is contaminated or suspected to be contaminated, the tip should be changed.
Při zaznamenávání je třeba být zvlášť pozorný, neboť nepravidelný srdečný tep by neměl být zaznamenán jako letální.
Homogenisation of the liver
Rovněž tak viditelný srdeční tep bez oběhu krve v břišní aortě se považuje za neletální.
Attach a new pestle for homogenisation to the microtube homogeniser.
Pro zaznamenání tohoto ukazatele by embrya, jež nevykazují srdeční tep, měla být pozorována při nejméně 80násobném zvětšení nejméně po dobu jedné minuty.
Insert the pestle into the 1,5 ml microtube.
Nepřítomnost srdečního tepu se zaznamenává po 48, 72 a 96 hodinách.
Hold the microtube homogeniser to press the liver between the surface of the pestle and the inner wall of the 1,5 ml microtube.
Míra vylíhnutí by ve všech exponovaných a kontrolních skupinách měla být zaznamenávána počínaje od 48. hodiny a uvedena ve zprávě.
Operate the microtube homogeniser for 10 to 20 seconds.
Ačkoli líhnutí nepatří mezi ukazatele, které se používají k výpočtu hodnoty LC50, vylíhnutí zajišťuje expozici embrya bez potenciální stínící funkce chorionu a jako takové může pomoci při interpretaci údajů.
Cool the 1,5 ml microtube with crushed ice during the operation.
Podrobné popisy normálního (35) a příklady abnormálního vývoje embryí dania pruhovaného jsou uvedeny v dodatcích 3 a 5.
Lift up the pestle from the 1,5 ml microtube and leave it at rest for about 10 seconds.
Analytická měření
Then conduct a visual check of the state of the suspension.
Na začátku a na konci zkoušky se změří pH, celková tvrdost a vodivost v kontrole (kontrolách) a v nádrži s nejvyšší koncentrací zkoušené chemické látky.
If pieces of liver are observed in the suspension, repeat the operations (3) and (4) to prepare satisfactory liver homogenate.
Při semistatických systémech s obnovováním by hodnota pH měla být měřena před obnovením vody a po jejím obnovení.
Cool the suspended liver homogenate on the ice rack until centrifugation.
Koncentrace rozpuštěného kyslíku se měří na konci zkoušky v negativních kontrolách a v nádrži s nejvyšší zkušební koncentrací s životaschopnými embryi, kde by měla být v souladu s kritérii validity zkoušky (viz odst. 8 písm. f).
Change the pestle to the new one for each homogenate.