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exemple, glucose. 10 g Nos principales connaissances sur le métabolisme de cet organisme ont été établies par Lemoigne et ses collaborateurs. 1° Métabolisme carboné. — Lemoigne a montré qu'au cours du développement de B. megatherium il s'accumule à l'intérieur des cellules une substance polymère de l'acide β-hydroxybutyrique, de formule brute (C4H9O2)n, désignée sous le terme de lipide (β-hydroxybutyrique et dont le taux atteint couramment 30 p. 100 de la matière sèche microbienne [7]. Par différentes méthodes d'extraction, Lemoigne et coll. [10] ont décrit 4 corps dont les points de fusion s'étendent entre 115° et 157°, possédant tous la même formule brute et se différenciant seulement par leur degré de polymérisation. Une méthode a été donnée pour le dosage de ce lipide β-hydroxybutyrique [11]. 2° Métabolisme azoté. — Quand on cultive B. megatherium sur un milieu synthétique contenant du nitrate de sodium ou de potassium comme aliment azoté, il ne se forme dans le milieu ni nitrites, ni sels d'ammonium. Cette bactérie attaque la quantité de nitrate juste nécessaire à la synthèse de ses protéines [8]. L'étude du rendement telle que nous avions l'intention de la traiter n'était pas possible sans la connaissance des principaux constituants cellulaires ; cette question fera l'objet du présent mémoire. Il importait de répartir les constituants cellulaires dans les trois grands groupes classiques : glucides, lipides, protides, d'en connaître le taux et, si possible, la nature, tout au moins pour les constituants glucidiques et lipidiques. A. — ETAT ACTUEL DE LA QUESTION. 1° Glucides. Aucun renseignement précis n'est donné ; les quelques rares indications bibliographiques seront exposées plus loin. 2° Lipides. La formation du lipide β-hydroxybutyrique englobe pratiquement la totalité du métabolisme lipidique. 3° Protides. Le calcul du taux des protides est obtenu en multipliant le taux de l'azote par le coefficient 6,25. Wheeler [16] indique 8,3 p. 100 d'azote, soit 52 p. 100 de protides. 4° Cendres. Wheeler [16] indique 10,2 p. 100. B. — RECHERCHES PERSONNELLES. 1° DOSAGES DES CONSTITUANTS CONNUS. — La souche utilisée a été isolée de la terre et conservée sporulée sur bouillon de haricots gélosé, saccharose. Dans les expériences, les
l'objet du présent mémoire. Il importait de répartir les constituants cellulaires dans les trois grands groupes classiques : glucides, lipides, protides, d'en connaître le taux et, si possible, la nature, tout au moins pour les constituants glucidiques et lipidiques. A. — ETAT ACTUEL DE LA QUESTION. 1° Glucides. Aucun renseignement précis n'est donné ; les quelques rares indications bibliographiques seront exposées plus loin. 2° Lipides. La formation du lipide β-hydroxybutyrique englobe pratiquement la totalité du métabolisme lipidique. 3° Protides. Le calcul du taux des protides est obtenu en multipliant le taux de l'azote par le coefficient 6,25. Wheeler [16] indique 8,3 p. 100 d'azote, soit 52 p. 100 de protides. 4° Cendres. Wheeler [16] indique 10,2 p. 100. B. — RECHERCHES PERSONNELLES. 1° DOSAGES DES CONSTITUANTS CONNUS. — La souche utilisée a été isolée de la terre et conservée sporulée sur bouillon de haricots gélosé, saccharose. Dans les expériences, les bactéries, sauf indications particulières, ont toujours été cultivées sur le milieu S glucosé. Nous reviendrons dans la prochaine note sur les conditions pratiques de culture et les raisons qui les justifient. Les dosages suivants portent sur des microbes « normaux », c'est-à-dire pris dans la phase exponentielle de croissance, lorsque le développement n'est entravé par aucun facteur limitant. a) Dosage du lipide. — 28 à 30 p. 100 de la matière sèche. b) Dosage de l'azote. — La micro-méthode de Kjeldahl indique en moyenne 6,2 p. 100 d'azote, soit environ 39 p. 100 de protéines. c) Dosage des cendres. — Plusieurs analyses indiquent la valeur de 8 p. 100 qui a été calculée une fois pour toutes. La somme des taux de ces trois constituants laisse, par rapport au poids de la matière sèche totale, un déficit constant de l'ordre de 24 p. 100, sans doute explicable par l'existence d'un ou de plusieurs corps inconnus de nature glucidique. 2° RECHERCHE DE L'EXISTENCE D'UNE SUBSTANCE SACCHARIFIABLE. — L'existence d'une telle substance dans les corps microbiens doit être mise en évidence par l'apparition de sucres réducteurs après hydrolyse acide des bactéries. Pratiquement, les microbes centrifugés sont lavés deux fois à l'eau distillée,
le développement n'est entravé par aucun facteur limitant. a) Dosage du lipide. — 28 à 30 p. 100 de la matière sèche. b) Dosage de l'azote. — La micro-méthode de Kjeldahl indique en moyenne 6,2 p. 100 d'azote, soit environ 39 p. 100 de protéines. c) Dosage des cendres. — Plusieurs analyses indiquent la valeur de 8 p. 100 qui a été calculée une fois pour toutes. La somme des taux de ces trois constituants laisse, par rapport au poids de la matière sèche totale, un déficit constant de l'ordre de 24 p. 100, sans doute explicable par l'existence d'un ou de plusieurs corps inconnus de nature glucidique. 2° RECHERCHE DE L'EXISTENCE D'UNE SUBSTANCE SACCHARIFIABLE. — L'existence d'une telle substance dans les corps microbiens doit être mise en évidence par l'apparition de sucres réducteurs après hydrolyse acide des bactéries. Pratiquement, les microbes centrifugés sont lavés deux fois à l'eau distillée, remis en suspension en milieu acide et portés au bain-marie bouillant. Des prélèvements permettent de suivre le cours de l'hydrolyse et les analyses sont conduites de la manière suivante : la prise d'essai est neutralisée avec une solution de NaOH N, et précipitée à l'hydrate cadmique ; après centrifugation et lavage du précipité, le liquide est amené à volume connu et les corps réducteurs sont dosés sur une partie aliquote par la méthode de Schaffer-Hartmann. On objectera qu'il n'est pas certain que les substances réductrices ainsi dosées appartiennent toutes au groupe des glucides. Cette objection a été réfutée dans une publication récente par des auteurs [3] qui, travaillant sur le polyoside de E. coli, ont employé la même technique que nous, après avoir montré que la méthode de Somogyi, très voisine de celle de Schaffer-Hartmann, est tout à fait convenable. Un autre argument en faveur de la validité de cette technique sera donné ultérieurement. Les courbes d'hydrolyse obtenues sont des courbes classiques ; avec H2SO4H2O, le taux maximum de sucres réducteurs exprimés en glucose est de 21,2 p. 100 de la matière sèche microbienne, avec H2SO4H2O, il est de 20,8 p. 100. Le chiffre moyen de 21 p. 100 correspond
lavage du précipité, le liquide est amené à volume connu et les corps réducteurs sont dosés sur une partie aliquote par la méthode de Schaffer-Hartmann. On objectera qu'il n'est pas certain que les substances réductrices ainsi dosées appartiennent toutes au groupe des glucides. Cette objection a été réfutée dans une publication récente par des auteurs [3] qui, travaillant sur le polyoside de E. coli, ont employé la même technique que nous, après avoir montré que la méthode de Somogyi, très voisine de celle de Schaffer-Hartmann, est tout à fait convenable. Un autre argument en faveur de la validité de cette technique sera donné ultérieurement. Les courbes d'hydrolyse obtenues sont des courbes classiques ; avec H2SO4H2O, le taux maximum de sucres réducteurs exprimés en glucose est de 21,2 p. 100 de la matière sèche microbienne, avec H2SO4H2O, il est de 20,8 p. 100. Le chiffre moyen de 21 p. 100 correspond au déficit de 24 p. 100 mentionné précédemment. Ce résultat nous a poussé à rechercher quelles étaient les substances responsables de la libération des sucres réducteurs, à en connaître le nombre et la nature. Extraction et étude chimique d'un premier polyoside. I. — GÉNÉRALITÉS. Après avoir essayé différents modes d'extraction, nous avons choisi finalement le traitement à l'eau bouillante. A. INFLUENCE DE LA DURÉE DE L'ÉBULLITION. — Les bactéries lavées sont mises en suspension dans l'eau et le liquide est porté à l'ébullition sous réfrigérant ascendant. Toutes les heures, des parties aliquotes sont prélevées et centrifugées. Le liquide surnageant et les microbes sont hydrolysés séparément avec H2SO4H2O pendant cinq heures et le taux de polyoside de chaque fraction est exprimé en p. 100 du poids de matière sèche microbienne au départ. Le tableau 1 exprime les résultats. TABLEAU I. POLYOSIDE (exprimé en glucose) TEMPS dans le liquide dans les bactéries total 1 heure 6,1 14,7 20.8 2 heures 1,5 13.8 21,3 3 heures 7,7 13.8 21.5 4 heures. 7,6 13,1 20,7 5 heures. 7,6 13,5 21,1 Après deux heures et demie d'ébullition, on n'extrait plus de polyoside. B. INFLUENCE DU VOLUME D'EAU. — Pour des raisons d'ordre pratique, il est
nous avons choisi finalement le traitement à l'eau bouillante. A. INFLUENCE DE LA DURÉE DE L'ÉBULLITION. — Les bactéries lavées sont mises en suspension dans l'eau et le liquide est porté à l'ébullition sous réfrigérant ascendant. Toutes les heures, des parties aliquotes sont prélevées et centrifugées. Le liquide surnageant et les microbes sont hydrolysés séparément avec H2SO4H2O pendant cinq heures et le taux de polyoside de chaque fraction est exprimé en p. 100 du poids de matière sèche microbienne au départ. Le tableau 1 exprime les résultats. TABLEAU I. POLYOSIDE (exprimé en glucose) TEMPS dans le liquide dans les bactéries total 1 heure 6,1 14,7 20.8 2 heures 1,5 13.8 21,3 3 heures 7,7 13.8 21.5 4 heures. 7,6 13,1 20,7 5 heures. 7,6 13,5 21,1 Après deux heures et demie d'ébullition, on n'extrait plus de polyoside. B. INFLUENCE DU VOLUME D'EAU. — Pour des raisons d'ordre pratique, il est difficile de travailler avec des suspensions où la concentration microbienne est supérieure à 10 p. 100. Si les concentrations sont plus faibles, le volume d'eau utilisé ne joue aucun rôle : un plus grand volume d'eau pour une quantité donnée de microbes ne permet pas d'extraire plus de polyoside. Il existe donc au moins deux types de polyoside : l'un extrait à l'eau bouillante (polyoside I), l'autre non (polyoside II). II. — PRÉPARATION DU POLYOSIDE I. A. CULTURE ET RÉCOLTE DES BACTÉRIES. — Les microbes sont cultivés dans une cuve contenant 60 l de milieu S glucose à 3 p. 100. La concentration en glucose, l'aération et l'agitation sont suffisantes pour assurer un bon développement jusqu'à trente heures de culture. Après vingt-quatre heures les bactéries sont centrifugées dans une supercentrifugeuse « Sharples ». La durée totale de la centrifugation est d'environ six heures ; aussi, pour éviter une altération imprévisible du polyoside chez les bactéries déjà centrifugées, avons-nous mis, à mesure de leur récolte, les bactéries en suspension dans l'acétone. Quand la récolte est terminée, la suspension acétonique est filtrée sur Büchner, les microbes sont lavés à l'acétone anhydre, puis séchés sous vide. Une cuve donne en moyenne 500 g
existe donc au moins deux types de polyoside : l'un extrait à l'eau bouillante (polyoside I), l'autre non (polyoside II). II. — PRÉPARATION DU POLYOSIDE I. A. CULTURE ET RÉCOLTE DES BACTÉRIES. — Les microbes sont cultivés dans une cuve contenant 60 l de milieu S glucose à 3 p. 100. La concentration en glucose, l'aération et l'agitation sont suffisantes pour assurer un bon développement jusqu'à trente heures de culture. Après vingt-quatre heures les bactéries sont centrifugées dans une supercentrifugeuse « Sharples ». La durée totale de la centrifugation est d'environ six heures ; aussi, pour éviter une altération imprévisible du polyoside chez les bactéries déjà centrifugées, avons-nous mis, à mesure de leur récolte, les bactéries en suspension dans l'acétone. Quand la récolte est terminée, la suspension acétonique est filtrée sur Büchner, les microbes sont lavés à l'acétone anhydre, puis séchés sous vide. Une cuve donne en moyenne 500 g de microbes secs à l'état de poudre, qui se conservent sans inconvénient plusieurs jours avant d'être extraits. Cette technique n'altère nullement le polyoside. B. EXTRACTION DU POLYOSIDE. — Les bactéries sont remises en suspension dans l'eau distillée, à raison de 100 g de poudre pour 1,5 l d'eau. La suspension est portée à l'ébullition sous réfrigérant ascendant pendant deux heures et demie. Après refroidissement, on centrifuge à nouveau à la « Sharples ». Les résidus microbiens sont séchés à l'acétone et conservés pour des extractions ultérieures. Le liquide contenant le polyoside dissous est additionné de terre d'infusoires et filtré sur Büchner. On obtient 6 à 7 l d'un liquide jaune opalescent absolument limpide. C. PRÉCIPITATION DU POLYOSIDE. — Par précipitation directe à l'alcool on risque d'entraîner, en même temps que le polyoside, une importante quantité de phosphates. Si, comme le recommande Heidelberger [6], on dissout par litre de solution 100 g d'acétate de sodium, il suffit d'ajouter 1 250 ml d'alcool absolu pour obtenir un abondant précipité de polyoside et éviter d'entraîner la majeure partie des phosphates qui demeurent solubles. Après quelques minutes, on centrifuge. Le précipité est lavé à l'alcool et à l'éther, puis séché sous vide. On obtient
est portée à l'ébullition sous réfrigérant ascendant pendant deux heures et demie. Après refroidissement, on centrifuge à nouveau à la « Sharples ». Les résidus microbiens sont séchés à l'acétone et conservés pour des extractions ultérieures. Le liquide contenant le polyoside dissous est additionné de terre d'infusoires et filtré sur Büchner. On obtient 6 à 7 l d'un liquide jaune opalescent absolument limpide. C. PRÉCIPITATION DU POLYOSIDE. — Par précipitation directe à l'alcool on risque d'entraîner, en même temps que le polyoside, une importante quantité de phosphates. Si, comme le recommande Heidelberger [6], on dissout par litre de solution 100 g d'acétate de sodium, il suffit d'ajouter 1 250 ml d'alcool absolu pour obtenir un abondant précipité de polyoside et éviter d'entraîner la majeure partie des phosphates qui demeurent solubles. Après quelques minutes, on centrifuge. Le précipité est lavé à l'alcool et à l'éther, puis séché sous vide. On obtient 12 à 13 g d'un produit brut qui se présente sous l'aspect d'une poudre légèrement grisâtre. D. PURIFICATION DU POLYOSIDE. — Les protéines sont éliminées par la méthode de Sevag [14] et les sels par dialyse. Lorsqu'il est en solution diluée privée d'ions, le polyoside ne précipite plus à l'alcool. Le liquide provenant de la dialyse doit être concentré sous vide à 35°. On ajoute quelques gouttes d'acide acétique et on précipite par 3 à 4 volumes d'alcool. Le précipité obtenu est lavé à l'alcool à 90°, à l'alcool absolu, et à l'éther, puis desséché sous vide à 40° jusqu'à poids constant. Le polyoside, parfaitement blanc, se présente sous l'aspect de longues fibres très légères, semblables à des fibres d'amiante ; 2 g de produit brut donnent environ 1 g de cette substance purifiée. III. — ETUDE CHIMIQUE DU POLYOSIDE. A. GÉNÉRALITÉS. — 1° Réactions colorées. — Les réactions de Molisch et de Bial sont positives, celles de Seliwanoff, du biuret et de la ninhydrine négatives. Le polyoside ne présente aucune coloration caractéristique avec l'iode. Dosages. — Le polyoside contient 7,2 p. 100 de cendres, 5,1 p. 100 d'azote et 3,1 p. 100 de phosphore organique. Dans l'acide sulfurique normal,
Le liquide provenant de la dialyse doit être concentré sous vide à 35°. On ajoute quelques gouttes d'acide acétique et on précipite par 3 à 4 volumes d'alcool. Le précipité obtenu est lavé à l'alcool à 90°, à l'alcool absolu, et à l'éther, puis desséché sous vide à 40° jusqu'à poids constant. Le polyoside, parfaitement blanc, se présente sous l'aspect de longues fibres très légères, semblables à des fibres d'amiante ; 2 g de produit brut donnent environ 1 g de cette substance purifiée. III. — ETUDE CHIMIQUE DU POLYOSIDE. A. GÉNÉRALITÉS. — 1° Réactions colorées. — Les réactions de Molisch et de Bial sont positives, celles de Seliwanoff, du biuret et de la ninhydrine négatives. Le polyoside ne présente aucune coloration caractéristique avec l'iode. Dosages. — Le polyoside contient 7,2 p. 100 de cendres, 5,1 p. 100 d'azote et 3,1 p. 100 de phosphore organique. Dans l'acide sulfurique normal, l'hydrolyse au bain-marie bouillant est terminée après cinq heures. Le polyoside ne contient que 0,6 p. 100 de sucres réducteurs exprimés en glucose, il ne possède aucun pouvoir réducteur décelable avant hydrolyse. Pour tous les essais ultérieurs, les hydrolyses seront faites dans les conditions ainsi définies : concentration en polyoside 0,5 p. 100 dans H2SO4 n ; temps d'hydrolyse, cinq heures. B. ETUDE DES CONSTITUANTS. — 1° Chromatographie sur papier. Nous avons travaillé en chromatographie descendante avec du papier Whatmann n° 1. Les solvants sont soit le phénol saturé d'eau, soit le mélange n butanol-acide acétique-eau, et le révélateur le phtalate acide d'aniline qui fait apparaître les pentoses en rouge, les aldohexoses et les acides uroniques en brun [13]. Cette méthode révèle l'existence de trois constituants osidiques : le glucose, le galactose et le ribose. 2° Méthode chimique. — Le glucose est caractérisé par la formation de la phénylglucosazone (p. f. 219°) et du saccharate acide de potassium ; le galactose par la formation d'acide mucique (p. f. 2130), et le ribose par la formation de la phénylribosazone (ou phénylarabinosazone) (p. f. 161°) et celle de la parabromophénylhydrazone (p. f. 167°). Les tests chimiques confirment les résultats de la chromatographie
0,5 p. 100 dans H2SO4 n ; temps d'hydrolyse, cinq heures. B. ETUDE DES CONSTITUANTS. — 1° Chromatographie sur papier. Nous avons travaillé en chromatographie descendante avec du papier Whatmann n° 1. Les solvants sont soit le phénol saturé d'eau, soit le mélange n butanol-acide acétique-eau, et le révélateur le phtalate acide d'aniline qui fait apparaître les pentoses en rouge, les aldohexoses et les acides uroniques en brun [13]. Cette méthode révèle l'existence de trois constituants osidiques : le glucose, le galactose et le ribose. 2° Méthode chimique. — Le glucose est caractérisé par la formation de la phénylglucosazone (p. f. 219°) et du saccharate acide de potassium ; le galactose par la formation d'acide mucique (p. f. 2130), et le ribose par la formation de la phénylribosazone (ou phénylarabinosazone) (p. f. 161°) et celle de la parabromophénylhydrazone (p. f. 167°). Les tests chimiques confirment les résultats de la chromatographie sur papier ; le polyoside tel qu'il a été extrait contient du glucose, du galactose et du ribose. IV. — ETUDES ULTÉRIEURES. Il nous a paru étonnant de trouver du ribose dans un polyoside bactérien. La présence de cet ose, la forte teneur en phosphore et en azote du produit qui, d'ailleurs, ne donne aucune réaction positive avec les réactifs habituels des protéines, nous a poussé à rechercher s'il ne contenait pas une fraction nucléique. Au spectrophotomètre de Beckman, une solution au 1/35 000 du polyoside I présente un maximum d'absorption à 260 mµ, caractéristique des acides nucléiques. Cette expérience explique du même coup la présence du phosphore, de l'azote et du ribose. L'important pour nous était, non pas tellement de savoir si la fraction nucléique correspondait à un produit pur ou dégradé, mais si elle était ou non liée au polyoside. A. FRACTIONNEMENT DU POLYOSIDE. Nous avons réussi à fractionner le polysaccharide en employant l'acétate de plomb dans certaines conditions. Le schéma ci-dessous résume les différentes étapes. B. ÉTUDE DES DIFFÉRENTS PRÉCIPITÉS. — Le tableau II résume les résultats des différentes analyses. TABLEAU II. p N CONSTITUANTS OSCILÉS 1 l FRACTIONS P. 100 P. 100 (par chromatographie p. 1,
qui, d'ailleurs, ne donne aucune réaction positive avec les réactifs habituels des protéines, nous a poussé à rechercher s'il ne contenait pas une fraction nucléique. Au spectrophotomètre de Beckman, une solution au 1/35 000 du polyoside I présente un maximum d'absorption à 260 mµ, caractéristique des acides nucléiques. Cette expérience explique du même coup la présence du phosphore, de l'azote et du ribose. L'important pour nous était, non pas tellement de savoir si la fraction nucléique correspondait à un produit pur ou dégradé, mais si elle était ou non liée au polyoside. A. FRACTIONNEMENT DU POLYOSIDE. Nous avons réussi à fractionner le polysaccharide en employant l'acétate de plomb dans certaines conditions. Le schéma ci-dessous résume les différentes étapes. B. ÉTUDE DES DIFFÉRENTS PRÉCIPITÉS. — Le tableau II résume les résultats des différentes analyses. TABLEAU II. p N CONSTITUANTS OSCILÉS 1 l FRACTIONS P. 100 P. 100 (par chromatographie p. 1, ou f p. 1, ou sur papier) Produit initial. 3,1 5,1 Glucose, galactose, ribose. Précipité 1 5,8 1, 5 Ribose. Précipité II. 2,5 4,9 Glucose, galactose, ribose. Précipité III. 0,1 0,2 Glucose, galactose. Ces analyses montrent que le précipité 1 correspond à la fraction nucléique pure, le précipité III au polysaccharide pur, le précipité II à un produit très voisin du polysaccharide initial. Ce précipité II, traité comme le produit initial, fournit trois précipités analogues aux précédents en proportion et composition. Il n'a pas été possible de reprendre à nouveau la fraction intermédiaire par suite de la trop faible quantité de produit obtenu. La fraction nucléique n'est donc pas, tout au moins en grande partie, liée au polysaccharide, cependant il est impossible de débarrasser complètement le précipité III de ses dernières traces de phosphore et d'azote par d'autres purifications semblables. C. ÉTUDE RÉCAPITULATIVE DU POLYSACCHARIDE PURIFIÉ. — Le précipité III qui représente le polysaccharide pur libère, après cinq heures d'hydrolyse, 91 p. 100 de sucres réducteurs exprimés en glucose. En exprimant le pourcentage total des sucres réducteurs en glucose, l'erreur par rapport au pourcentage réel glucose + galactose est assez faible. Il est ainsi possible de calculer, d'après le pouvoir
polysaccharide pur, le précipité II à un produit très voisin du polysaccharide initial. Ce précipité II, traité comme le produit initial, fournit trois précipités analogues aux précédents en proportion et composition. Il n'a pas été possible de reprendre à nouveau la fraction intermédiaire par suite de la trop faible quantité de produit obtenu. La fraction nucléique n'est donc pas, tout au moins en grande partie, liée au polysaccharide, cependant il est impossible de débarrasser complètement le précipité III de ses dernières traces de phosphore et d'azote par d'autres purifications semblables. C. ÉTUDE RÉCAPITULATIVE DU POLYSACCHARIDE PURIFIÉ. — Le précipité III qui représente le polysaccharide pur libère, après cinq heures d'hydrolyse, 91 p. 100 de sucres réducteurs exprimés en glucose. En exprimant le pourcentage total des sucres réducteurs en glucose, l'erreur par rapport au pourcentage réel glucose + galactose est assez faible. Il est ainsi possible de calculer, d'après le pouvoir rotatoire de la solution d'hydrolyse, la proportion approximative des deux constituants. Pour le d-glucose a* = + 52,5°, pour le d-galactose + 80,3°. La remarque précédente étant faite, l'a* = + 60°. Si x est la concentration en glucose et y celle en galactose, 52,5 x + 80,3 y = 66 (x + y) d'où : x/y = 1,06. Le d-glucose et le d-galactose existent donc dans le polysaccharide en proportions à peu près égales. La micro-analyse du produit purifié indique : Trouvé : C p. 100 = 41,96. Calculé pour (C6H10O5)n : C p. 100 = 44,44. H p. 100 = 6,06. H p. 100 = 6,17. REMARQUE. — Avec une souche de B. megatherium différente de celle qui nous servit pour ce travail, nous avons extrait un polysaccharide qui contenait, en plus du glucose et du galactose, un acide uronique. Ces résultats ont été publiés en 1949 [1], en même temps que paraissait une note d'auteurs anglais sur la nature des polysaccharides formés par certains bacilles aérobies [4]. Ces auteurs signalaient, dans le polysaccharide formé par B. megatherium cultivé en milieu complexe gélosé, l'existence du glucose identifié par la phénylglucosazone et d'un acide uronique caractérisé par la réaction